Der Sexualzyklus des Rindes

Rinder sind polyöstrische Tiere, das Einsetzen der Pubertät wird beim weiblichen Tier zwischen dem 6. und 12. Lebensmonat und einem Durchschnittsgewicht von 200-259 kg beobachtet und ist durch den Beginn des Sexualzyklus, der zwischen 18 und 24 Tagen dauert, gekennzeichnet (Forde et al. 2011a; Hansel & Convey 1983).

Vor allem in der deutschen Literatur wird der bovine Sexualzyklus oft, basierend auf Verhaltensveränderungen und klinischen Veränderungen, in vier Zyklusstadien unterteilt (Ball & Peters 2004; Grunert & Berchtold 1999). Hierbei unterscheidet man:

Proöstrus: Phase zwischen Beginn einer für den Östrus typischen Verhaltensveränderung (z.B. gesteigerte Nervosität, Aufspringen auf andere Kühe) und dem Einsetzen der Paarungsbereitschaft (Dauer: ca.

zwei Tage)

Östrus: Phase der Paarungsbereitschaft, während der die Kuh deutliche Brunstsymptome (Duldungsreflex, Sekretion von Brunstschleim, gesteigerte Kontraktilität des Uterus) zeigt (Dauer: ca. 18 Stunden) Postöstrus: Phase, in der keine Paarungsbereitschaft mehr besteht und die

Brunstsymptome abnehmen, besonders bei Färsen kommt es in dieser Phase zum Abbluten (Dauer: ca. ein bis vier Tage)

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Diöstrus: Phase der sexuellen Ruhe (Dauer: ca. 14 Tage)

Da sich diese Arbeit vor allem mit den endokrinologischen Regelprozessen des Zyklus und den dabei gebildeten Steroidhormonen beschäftig, wird im Folgenden der Schwerpunkt auf die Einteilung in die Phasen des ovariellen Zyklus gelegt, welcher die hormonellen Veränderungen deutlich widerspiegelt. Diese Einteilung wird vor allem in der aktuellen englischsprachigen Literatur verwendet, hierbei wird der Zyklus in nur zwei Phasen gegliedert (Ginther et al. 2013a; Forde et al. 2011a; Hansel &

Convey 1983)

Lutealphase: Phase der Gelbkörperanbildung und -blüte, beginnt nach der Ovulation und endet mit der Regression des Gelbkörpers (Corpus luteum, CL), diese Phase beinhaltet den oben beschrieben Postöstrus und Diöstrus (Dauer: ca. 14-18 Tage) Follikelphase: Phase der finalen Reifung und der Ovulation des Follikels,

beginnt nach der Luteolyse und endet mit der Ovulation, diese Phase beinhaltet den oben beschrieben Proöstrus und Östrus (Dauer: ca. vier bis sechs Tage)

Nachfolgend werden die endokrinen Prozesse, die zu den Veränderungen am Ovar wie auch zu Hormonkonzentrationsänderungen im Blut des Rindes führen, beschrieben. In Abbildung 3 sind auf der Grundlage einer Veröffentlichung von Sewer & Li (2008) diese Prozesse vereinfacht dargestellt.

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Abbildung 3: Schematische Darstellung der Konzentrationen von Follikel-stimulierenden Hormon (FSH), luteolytischem Hormon (LH) und Progesteron (P4) im Blut, Follikeldynamik im Sexualzyklus des Rindes modifiziert nach Forde et al (2011a), in der Abbildung wurden die Konzentration von 17-β-Östradiol (E2) im Blut sowie die Zyklusphasen ergänzt.

Zu Beginn der Follikelphase bildet sich der Gelbkörper zurück und der dominante Follikel einer Kohorte von mehreren heranreifenden Follikeln, beginnt zu proliferieren (Hansel & Convey 1983a). In einer Studie von Fortune (1994) konnte gezeigt werden, dass der dominante Follikel während seiner Reifung große Mengen an E₂ produziert, die ins Blut abgegeben werden. Durch die Luteolyse sinkt im Blut gleichzeitig die Konzentration von P₄, wodurch es zu einer Erhöhung der Pulsfrequenz der GnRH-Freisetzung aus den Neuronen des Hypothalamus kommt (Frandson et al. 2003; Moenter et al. 1992). Moenter et al. wiesen 1992 nach, dass GnRH über das Hypothalamus-Pfortader-System zum Hypophysen-Vorderlappen gelangt, um dort die gonadotropen Zellen dazu anzuregen, die beiden Glykoproteinhormone (Chappel et al. 1983; Fiddes & Goodman 1981) FSH und LH pulsatil auszuschütten (Kakar et al. 1993; Schally et al. 1971; Sunderland et al.

1994a).

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Die gesteigerte pulsatile Freisetzung aus der Hypophyse bewirkt über die FSH-Rezeptoren zelluläres Wachstum der follikulären Granulosazellen (Camp et al. 1991;

Evans & Fortune 1997) und wie von Richards et al. (1998) beschrieben, auch die Proliferation des Follikels. Außerdem stellten Mindnich et al. (2004) und Hillier (1994) dar, dass FSH die Aktivität des Enzyms Aromatase stimuliert, das in den follikulären Granulosazellen Androgene zu Östrogenen umwandelt. Durch diese Aromatase wird die E₂- und Inhibin-Konzentration in der Follikelflüssigkeit und im Blut gesteigert (Richards et al. 1998). Dies initiiert schließlich einen negativen Feedbackmechanismus, der laut Ginther et al. (2000) und Sunderland et al. (1994) eine reduzierte FSH-Ausschüttung zur Folge hat.

Ireland und Roche beschrieben jedoch schon 1983, dass der dominante Follikel trotz abnehmender FSH-Konzentration im Blut weiterhin E₂ sezerniert und wächst. Xu et al. 1995 zeigten in ihrer Studie den Grund für dieses Phänomen. Der dominante Follikel exprimiert mit zunehmender Größe auch mehr LH-Rezeptoren auf den Granulosa- und Thekazellen. Parallel dazu stimuliert E₂ durch einen positiven Feedbackmechanismus die hypothalamische GnRH-Sekrektion (Alilia & Hansel 1984; Diaz et al. 2002; Richards et al. 1998), wodurch die Frequenz der pulsatilen LH-Ausschüttung aus der Hypophyse steigt, während sich die Amplitude der Pulse leicht verringert (Rahe et al. 1980; Walters & Schallenberger 1984; Schallenberger et al. 1985). Da die follikulären Zellen nun einen Wechsel von einer hauptsächlich FSH-gesteuerten Aktivität (Adams et al. 1992) zu einer überwiegenden LH-regulierten Aktivität durchlaufen, werden das Follikelwachstum und die E2-Sekretion nicht unterbrochen (Kulick et al. 1999). Folglich bewirkt LH das Wachstum des Follikels, induziert die Ovulation und bedingt die Luteinisierung der Granulosazellen des Gelbkörpers (Walters & Schallenberger 1984; Ireland & Roche 1983). In der Literatur ist beschrieben, dass, sobald die LH-Pulse kumulieren, ein LH-Peak entsteht, welcher anschließend die Ovulation induziert (Rahe et al. 1980; Walters &

Schallenberger 1984; Schallenberger et al. 1985). Roche schlussfolgerte 1996 aus seinen Untersuchungen, dass es genau dann zur Ovulation kommt, wenn die Konzentration von P₄ im Blut auf einem niedrigen Basalniveau verweilt und die LH-Pulse über zwei bis drei Tage hinweg alle 40-70 Minuten auftreten (Roche, 1996). Es

19 wurde weiterhin gezeigt, dass die Ovulation etwa 14 h (Nalbandow & Casida 1942) nach Ende des durch Brunstsymptome gekennzeichneten Östrus stattfindet (Frandson et al. 2003).

Nach der Ovulation beginnt die Lutealphase, welche durch die Anbildung des Gelbkörpers gekennzeichnet ist. Die Granulosa- und Thekazellen luteinisieren und bilden P₄ (Diaz et al. 2002; Richards et al. 1998; Alilia & Hansel 1984).

Rahe et al. beschrieben bereits 1980, dass sich die Konzentration von P₄ im Blut während der Blüte des Gelbkörpers auf einem konstanten Level befindet. Ferner stellte diese Arbeitsgruppe dar, dass durch niedrig-frequente GnRH-Pulse und die daraus resultierende FSH-Ausschüttung auch in der Lutealphase zwei bis drei Follikelwellen auftreten. Diese Follikel atresieren jedoch und ihre E₂- und Inhibin-Produktion nimmt ab (Sunderland et al. 1994), da die hohen P₄-Konzentrationen nur wenige LH-Pulse mit hoher Amplitude zulassen, was laut Peters et al. (1994) und Rahe et al. (1980) nicht ausreicht um eine Ovulation auszulösen. Nach dem Abklingen einer Follikelwelle steigt die FSH-Sekretion wieder an, so dass sich laut Sunderland et al. (1994) eine neue Follikelwelle bilden kann. Zum Ende der Lutealphase kommt es zur Rückbildung des Gelbkörpers durch endometrial gebildetes PGF und eine neue Follikelphase beginnt, während die P4-Konzentration im Blut absinkt (Hansel & Convey 1983).

2.2.2 Sexualsteroidhormone

Als Sexualsteroidhormone werden Steroidhormone bezeichnet, die zum Erfolg des Reproduktionsprozesses beitragen und in den Gonaden gebildet werden. Man unterscheidet hier die Östrogene, Progestine und Androgene (Gore-Langton &

Armstrong 1988). Neben diesen Sexualsteroidhormonen gehören auch Glukokortikoide und Mineralokortikoide zu der Gruppe der Steroidhormone, die aus Cholesterol synthetisiert werden (Sewer & Li 2008; Miller 1988). In Abbildung 4 sind die wichtigsten Schritte der Steroidhormonbiosynthese aus Cholesterol dargestellt.

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Abbildung 4: Vereinfachte Darstellung der Sexualsteroidhormonbiosynthese aus dem Vorläufermolekül Cholesterol

2.2.2.1 Östrogene

Während des Sexualzyklus des Rindes ist der Hauptbildungsort für E₂ der Follikel, in dem die Eizelle von einer Zellschicht aus Granulosazellen und Thekazellen umgeben ist. In der stark durchbluteten Thekazellschicht wird eine große Menge an P₄ und Androgenen gebildet (Mindnich et al. 2004; Luu-The 2001; Roberts & Skinner 1990;

Fortune & Quirk 1988; Dorrington et al. 1975). Diese diffundieren laut Fortune und Quirk (1988) nach ihrer Bildung in der Thekazellschicht in die Granulosazell-Schicht und werden dort durch die Aromatase CYP 19 zu E₂ konvertiert (Mindnich et al.

2004; Luu-The 2001; Roberts & Skinner 1990; Fortune & Quirk 1988). Diese Syntheseform bezeichnen Fortune und Quirk (1988) als das „zwei Zellen/zwei Gonadotropin Model“, weil zwei Zellen bzw. Syntheseorte zur Bildung von E₂ nötig sind.

In einer Studie von Glencross et al. (1973) beim Rind konnte gezeigt werden, dass die Konzentration von E₂ etwa 3,5 Tage vor der Ovulation deutlich anstieg, kurz vorher bis zu 6 pg/ml betrug und zur Ovulation hin wieder abnahm. Während der

21 Lutealphase sank die E2-Konzentration im Blut in dieser Studie basal bis auf 2 pg/ml ab. Die Autoren konnten ferner sechs Tage post ovulationem einen erneuten Anstieg der E₂-Konzentration dokumentieren, den sie auf die Anwesenheit von Follikelwellen zurückführten.

In einer weiteren Studie von Ginther et al. (2013b) konnte ebenfalls nachgewiesen werden, dass die E₂-Konzentration im Blut vor der Ovulation deutlich anstieg und 29 Stunden vor dem Sprung des Follikels ein Maximum erreichte. Danach sank die E₂-Konzentration bis 10 Stunden ante ovulationem, um vor der Ovulation noch einmal leicht anzusteigen. Auch in dieser Untersuchung lag die maximale Konzentration von E₂ im Blut bei 6 pg/ml.

Neben der Bildung von E₂ im Follikel wird in der Literatur auch die Synthese von Östrogenen in der Plazenta der Mutterkuh während der Trächtigkeit beschrieben (Hoffmann & Schuler 2002; Schuler et al. 2008; Leiser & Kaufmann 1994; Sawada et al. 1988). Zu den plazentär gebildeten Östrogenen gehört unter anderem Östron (E₁; Schuler et al. 2008; Sawada et al. 1988). In der Studie von Schallenberger et al (1985) wurde gezeigt, dass die E1-Konzentration im Blut von Mutterkühen zur Kalbung hin anstieg und im neunten Monat der Trächtigkeit die höchste Konzentration vorlag und diese post partum wieder deutlich abfiel (Schallenberger et al. 1985). Vor der Kalbung wird E1 in der Plazenta vermehrt aus Pregnenolon gebildet, welches wiederum auch die Vorstufe für P4 ist (Hoffmann & Schuler 2002).

Ferner wird zum Ende der Trächtigkeit in der Plazenta vermehrt E2 synthetisiert, welches sich in diesem Zeitraum, im Vergleich zum Zyklus, in sehr hohen Konzentrationen im Blut befindet (Winkelman et al. 2008; Schuler et al. 2008;

Hoffmann & Schuler 2002; Leiser & Kaufmann 1994). Nach Untersuchungen an mehrkalbigen Kühen steigt ab circa drei Wochen vor der Geburt die Östradiol-Konzentration im Plasma kontinuierlich an (Patel et al. 1999; Piechotta et al. 2013).

Östrogene haben laut Niswender et al. (2000) generell einen mitose-fördernden Effekt. In einer Studie von Jensen wurde schon 1962 gezeigt, dass die Wirkung von Östrogenen über spezifische nukleäre Östrogen-Rezeptoren (ER) vermittelt wird.

Jensen (1962) beschrieb in seiner Studie erstmals den ERα. Außerdem wurde 1996 ein weiterer Östrogen-Rezeptor, der ERβ, von Kuiper et al. nachgewiesen.

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Diese ERs gehören laut Nilsson et al. (2001) zu der Familie der zellkernständigen Rezeptoren und wirken als liganden-aktivierte Transkriptionsfaktoren. Als klassischer Wirkungsmechanismus der ERs wird beschrieben, dass lipophiles E₂ oder E₁ durch die Membran der Zielzelle diffundiert und dort an nukleären Östrogen-Rezeptoren bindet und so die vermehrte Transkription der Zielgene induziert (Jensen et al. 1966;

Tsai & O’Malley 1994). Auch Nilsson et al. (2001) beschrieben, dass nach der Östrogen-Bindung an den Rezeptor die Dimerisierung des Rezeptors initiiert wird, sodass der Komplex aus Rezeptor-Dimer und Ligand an spezifische „estrogen response elements“ der DNA binden kann, welche in der Promoter-Region von verschiedenen Zielgenen lokalisiert sind. Björnstrom und Sjoberg (2005) beschrieben aber, dass neben diesem klassischen Model der Wirkungs-Übermittlung von Östrogenen, wie es unter anderem von Jensen et al. (1966) und Tsai und O’Malley (1994) beschrieben wurde, noch weitere Mechanismen diskutiert werden, über die Östrogene die Expression von Genen beeinflussen können. Diese These belegen die Autoren damit, dass etwa ein Drittel der durch ER regulierten humanen Gene keine

„estrogen response elements“ aufweisen (O’Lone et al. 2004). Göttlicher et al. (1998) stellten dar, dass der ER die Expression von Genen auch ohne Bindung an spezifische DNA-Sequenzen modellieren kann, indem dieser Rezeptor Protein-Protein-Interaktionen im Zellkern induziert. Überdies gibt es laut Lösel und Wehling (2003) Hinweise darauf, dass E2 auch Nicht-Transkriptions-induzierende Wirkungsmechanismen auslösen kann, da einige Effekte von E2 so schnell auftreten, dass sie nicht über RNA-Aktivierung reguliert sein können. Lösel und Wehling (2003) gingen davon aus, dass diese nicht-genbasierten Effekte von E₂ über Zellmembran-assoziierte ERs vermittelt werden, welche Protein-Kinase-Kaskaden aktivieren.

Die Abbildung 5 wurde aus dem Review von Björnström & Sjöberg (2005) übernommen und zeigt schematisiert die Wirkungsmechanismen von Östrogenen über den ER.

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Abbildung 5: Schematische Darstellung der verschiedenen Östrogen-Rezeptor (ER)-Signal-Induktionswege nach Björnström und Sjöber (2005); 1: klassischer Weg der ER-Aktivierung, nach der Bindung von Östradiol (E2) an den ER, bindet dieser an die Östrogen-ansprechbaren Elemente (ERE) des Zielgens; 2-4: nicht über RNA-Aktivierung ausgelöste Signal-Induktionsmechanismen von E₂, vermittelt durch die Aktivierung von verschiedenen Protein-Kinase-Kaskaden; P: Phosphorylierung, TF: transcription factor complex

Beim Rind zeigte Pfaffl et al. (2001), dass der ERα vor allem im Euter, im Uterus, in der Leber und den Muskeln exprimiert wird, während der ERβ vor allem im Uterus, in der Niere und in der Milz nachweisbar ist. Östrogen nimmt über diesen Rezeptor laut Foryst-Ludwig und Kintscher (2010) sowie Matthews und Gustafsson (2003) unter anderem Einfluss auf die Lipid- und Glukose-Homöostase.

2.2.2.2 Progesteron

Progesteron ist ebenfalls ein Sexualsteroidhormon, welches in den Lutealzellen des CLs, wie in Abbildung 4 dargestellt, aus Cholesterin gebildet wird (Miller & Eberhardt 1983). Generell vermittelt Progesteron die Mehrzahl seiner Effekte über intrazelluläre Rezeptoren, die als Liganden-induzierte Trankriptionsfaktoren wirken und so die

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Transkription von Genen direkt regulieren (Moutsatsou & Sekeris 2003). Progesteron wirkt hierbei vor allem als Gegenspieler von Östrogen, indem dieses Steroidhormon den ER supprimiert und so die mitogene Wirkung von Östrogenen mindert (Evans &

Leavitt 1980)

Der Hauptanteil des P₄ wird während der Lutealphase in den großen Lutealzellen produziert, aber auch die kleinen Lutealzellen sind an dessen Biosynthese beteiligt (Diaz et al. 2002). Die Lutealphase dauert beim Rind nach Forde et al. (2011a) insgesamt 14-18 Tage. Peters et al. (1994) und Rathbone et al. (2001) beschrieben, dass die Lutealzellen fünf Tage nach der Gelbkörper-Anbildung eine konstant hohe Menge an P₄ sezernieren. Glencross et al. zeigten schon 1973, dass die Progesteron-Konzentration im Blut während der Lutealphase tierindividuell bis zu 10 ng/ml betragen kann, während sie vor der Ovulation unter 1 ng/ml abfällt. Durch die hohen Konzentrationen von P₄ im Blut während der Lutealphase wird das Endometrium auf eine bevorstehende Trächtigkeit vorbereitetet (Morris & Diskin 2008, Abbildung 3).

In einer Studie von Cummings und Yochim (1984) wurde Progesteron in diesem Zusammenhang als Differenzierungsfaktor beschrieben. Forde et al. (2013) konnten eine große Anzahl von endometrialer Gene identifizieren, die unter Progesteroneinfluss in der Lutealphase vermehrt exprimiert werden, um das Endometrium auf die Implantation eines Embryos vorzubereiten. Progesteron mindert während der Lutealphase die Mitoseaktivität des Endometriums (Padykula et al. 1989), verhindert die Kontraktion des Uterus (Batra 1986; Parkington 1983), induziert die stromale Differenzierung und stimuliert die glanduläre Sekretion (Maslar et al. 1986)

Bleibt ein Signal des Embryos (Interferon tau) aus (Forde et al. 2011b; Northey &

French 1980), so werden in der späten Lutealphase vermehrt endometriale Oxytocin-Rezeptoren exprimiert (Bazer et al. 1991). Die Lutealzellen des CLs bilden Oxytocin, welches an endometriale Oxytocin-Rezeptoren bindet und dadurch, wie von Lamothe et al. (1977) beschrieben, die Sekretion von PGF in die Venae uterinae stimuliert. In einer Studie von Hixon und Hansel (1974) wurde gezeigt, dass PGF via Gegenstromprinzip in die Arteria ovarica gelangt. Dort löst es laut Kindahl et al.

25 (1976) die Luteolyse des Gelbkörpers aus und infolge sinkt auch die Plasmakonzentration an P₄. Clemens und Estergreen (1982) beschrieben, dass die Metabolisierung und der Abbau von Progesteron in der Leber durch Umbau zu Glucuronid-Konjugaten stattfinden.

2.3 Einfluss von Sexualsteroidhormonen auf die somatotrope Achse

Es gibt verschiedene Studien die Hinweise darauf geben, dass Sexualsteroidhormone die somatotrope Achse beeinflussen können. Hierbei werden vor allem Östrogene als Regulatoren dieser Achse diskutiert (Chowen et al. 2004;

Colak et al. 2011; Fernández-Pérez et al. 2013; Kawashima et al. 2007). Im Folgenden wird zusammengefasst, welche Einflüsse auf die verschiedenen Komponenten der somatotropen Achse in der Literatur bereits beschrieben sind.

Hierbei wird der Schwerpunkt auf die im Sexualzyklus getroffenen Beobachtungen gelegt.