Untersuchungen zur Klinik, Pathomorphologie und Pathogenese des porzinen Dermatitis-Nephropathie-Syndroms

(1)

Aus der Klinik für kleine Klauentiere und forensische Medizin und

Ambulatorischen Klinik und dem Institut für Pathologie

der Tierärztlichen Hochschule Hannover

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Untersuchungen zur

Klinik, Pathomorphologie und Pathogenese des porzinen Dermatitis-Nephropathie-Syndroms

INAUGURAL-DISSERTATION zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin

(Dr. med. vet.)

durch die Tierärztliche Hochschule Hannover

Vorgelegt von Bettina Brakmann

aus Osnabrück

Hannover 2006

(2)

Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. med. vet. M. Wendt

Univ.-Prof. Dr. med.vet. M. Hewicker-Trautwein

1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. med. vet. M. Wendt

2. Gutachter: Juniorprofessorin Dr. med. vet. B. Grummer

Tag der mündlichen Prüfung: 14.11.2006

Gefördert durch die Akademie für Tiergesundheit e. V., Bonn-Bad Godesberg

(3)

II

Inhaltsverzeichnis

1. EINLEITUNG 1

2. LITERATURÜBERSICHT 3

2.1.ALLGEMEINES ZUM PORZINEN CIRCOVIRUS 3

2.1.1.GESCHICHTE 3

2.1.2.MORPHOLOGIE, TAXONOMISCHE EINORDNUNG UND EIGENSCHAFTEN 4

2.2.PORZINES DERMATITIS-NEPHROPATHIE-SYNDROM 5

2.2.1.ÄTIOLOGISCHE BEDEUTUNG DES PCV2 FÜR DAS PORZINE DERMATITIS-

NEPHROPATHIE-SYNDROM (PDNS) 5

2.2.2.PATHOGENESE DES PDNS 7

2.2.3.KLINIK DES PDNS 8

2.2.4.PATHOMORPHOLOGIE UND -HISTOLOGIE DES PDNS 9

2.3.POSTWEANING MULTISYSTEMIC WASTING SYNDROME 11

2.3.1.ÄTIOLOGISCHE BEDEUTUNG VON PCV2 FÜR DAS POSTWEANING MULTISYSTEMIC

WASTING SYNDROME (PMWS) 11

2.3.2.PATHOGENESE DES PMWS 12

2.3.3.KLINIK DES PMWS 15

2.3.4.PATHOMORPHOLOGIE UND -HISTOLOGIE BEI VORLIEGEN DES PMWS 16

2.4.KONGENITALER TREMOR 20

2.4.1.ÄTIOLOGISCHE BEDEUTUNG VON PCV2 FÜR DEN KONGENITALEN TREMOR (KT) 20 2.4.2.PATHOGENESE VOM „PCV2-INDUZIERTEN“ KONGENITALEN TREMOR DER

SAUGFERKEL 21

2.4.3.KLINIK DES KONGENITALEN TREMORS DER SAUGFERKEL 22 2.4.4.PATHOMORPHOLOGIE UND -HISTOLOGIE BEI KONGENITALEM TREMOR 23

TYP AII 23

2.5.PCV2-INDUZIERTE REPRODUKTIONSSTÖRUNGEN 23 2.5.1.ÄTIOLOGISCHE BEDEUTUNG VON PCV2 FÜR REPRODUKTIONSSTÖRUNGEN 23 2.5.2.PATHOGENESE VON PCV2-INDUZIERTEN REPRODUKTIONSSTÖRUNGEN 25 2.5.3.KLINIK DER PCV2-INDUZIERTEN REPRODUKTIONSSTÖRUNGEN 27 2.5.4.PATHOMORPHOLOGIE UND -HISTOLOGIE BEI PCV2-INDUZIERTEN 28

REPRODUKTIONSSTÖRUNGEN 28

2.6.PROLIFERATIVE UND NEKROTISERENDE PNEUMONIE 29

2.6.1.ÄTIOLOGISCHE BEDEUTUNG VON PCV2 FÜR DIE PROLIFERATIVE UND 29

(4)

III

NEKROTISIERENDE PNEUMONIE (PNP) 29

2.6.2PATHOGENESE DER PROLIFERATIVEN UND NEKROTISIERENDEN PNEUMONIE 30

2.6.3.KLINIK DER PNP 30

2.7.PCV2-ASSOZIIERTE ZEREBELLÄRE ENZEPHALOPATHIE DER ABSATZFERKEL 30

2.8.GRANULOMATÖSE ENTERITIS 31

2.9.EXSUDATIVE DERMATITIS 32

2.10.NEKROTISIERENDE LYMPHADENITIS 32

2.11.EPIDEMIOLOGIE VON PCV2-INDUZIERTEN INFEKTIONEN 33

2.12.DIAGNOSTISCHE V^ERFAHREN 37

2.12.1.VIRUSNACHWEIS 37

2.12.1.1. Virusisolation 37

2.12.1.2. Elektronenmikroskopie 37

2.12.2.GENOMNACHWEIS 38

2.12.2.1. Polymerase Chain Reaction (PCR) 38

2.12.2.2. In-situ-Hybridisierung (ISH) 39

2.12.3.ANTIGENNACHWEIS 40

2.12.3.1. Immunhistochemie (IHC) 40

2.12.4.NACHWEIS VON ANTIKÖRPERN 40

2.12.4.1. Indirekter Immunfluoreszenztest / Indirekter Immunperoxidasetest 40 2.12.4.2. Enzyme-Linked Immunosorbent Assay (ELISA) 41 2.13.EINFLUSS VON UMWELT,MANAGEMENT UND RASSE BEI DER PCV2-INFEKTION 41 2.14.DIAGNOSTIK VON NIERENFUNKTIONSSTÖRUNGEN 43

2.14.1.GLOMERULÄRE FILTRATION 43

2.14.2.BEURTEILUNG TUBULÄRER RESORPTION UND SEKRETION 47 2.15.IMMUNPATHOGENESE DER GLOMERULONEPHRITIS 50 2.15.1.DURCH NEPHROTOXISCHE ANTIKÖRPER VERMITTELTE NIERENSCHÄDEN 50 2.15.2.DURCH IMMUNKOMPLEXE VERMITTELTE NIERENSCHÄDEN 51 2.15.2.1. Durch zirkulierende Immunkomplexe vermittelte Nierenschäden 52 2.15.2.2. Durch in situ gebildete Immunkomplexe vermittelte Nierenschäden 52 2.15.2.3. Durch Immunkomplexe vermittelte Glomerulonephritiden beim Schwein 53

3. MATERIAL UND METHODEN 54

3.1.SEKTION DER TIERE UND AUFBEWAHRUNG DER ENTNOMMENEN PROBEN 54

3.2.BEARBEITUNG DES PROBENMATERIALS 55

3.2.1.GENOMNACHWEIS VON PCV2 MITTELS PCR AUS GEWEBEPROBEN 55

3.2.2.BAKTERIOLOGISCHE UNTERSUCHUNGEN 57

(5)

IV

3.2.3.HISTOLOGISCHE UNTERSUCHUNGEN 59

3.2.4.IMMUNHISTOCHEMISCHE UNTERSUCHUNGEN 65

3.2.4.1 Vorversuche für die Immunhistochemie 65

3.2.4.2. Verwendete Primärantikörper 66

3.2.4.3. Untersuchungsmethodik am Paraffinschnitt 66

3.2.5.NIERENFUNKTIONSPRÜFUNG 68

3.2.5.1. Untersuchungsmethodik 68

3.2.5.2. Auswertung 69

4. ERGEBNISSE 73

4.1.PATHOLOGISCH-ANATOMISCHE BEFUNDE 73

4.1.1.HAUT 73

4.1.2.HARNAPPARAT 74

4.1.3.DIGESTIONSAPPARAT 77

4.1.4.RESPIRATIONSTRAKT 77

4.1.5.LYMPHATISCHES SYSTEM 77

4.2.MIKROBIOLOGISCHE UNTERSUCHUNGSERGEBNISSE 80

4.3.VIROLOGISCHE UNTERSUCHUNGSERGEBNISSE 83

4.4.PATHOLOGISCH-HISTOLOGISCHE B^EFUNDE 88

4.5.IMMUNHISTOCHEMISCHE UNTERSUCHUNGSERGEBNISSE 99

4.6.NIERENFUNKTIONSPRÜFUNG 101

5. DISKUSSION 108

5.1.PATHOMORPHOLOGISCHE UND PATHOLOGISCH-HISTOLOGISCHE B^EFUNDE 108 5.2.MIKROBIOLOGISCHE UND VIROLOGISCHE UNTERSUCHUNGSERGEBNISSE 112

5.3.IMMUNHISTOCHEMISCHE BEFUNDE 115

5.4.NIERENFUNKTIONSPRÜFUNG 118

5.5SCHLUSSFOLGERUNGEN 122

6. ZUSAMMENFASSUNG 124

7. SUMMARY 127

8. LITERATURVERZEICHNIS 130

(6)

V

9. ANHANG 175

9.1.IMMUNHISTOCHEMISCHE METHODEN 175

9.1.1ÜBERSICHT FÜR DIE ABCMETHODE AM PARAFFINSCHNITT 175

9.2.REAGENZIEN FÜR DIE IMMUNHISTOCHEMIE 176

9.2.1PHOSPHATGEPUFFERTE KOCHSALZLÖSUNG (PBS) 176

9.2.2ABC-GEBRAUCHSLÖSUNG 176

9.2.3DAB-GEBRAUCHSLÖSUNG 176

9.3.ABKÜRZUNGSVERZEICHNIS 178

(7)

1

1. EINLEITUNG

Infektionen mit dem porzinen Circovirus Typ 2 (PCV2) werden mit verschiedenen Krankheitsbildern in Verbindung gebracht. Neben dem Postweaning Multisystemic Wasting Syndrome (PMWS) scheint das porzine Dermatitis-Nephropathie-Syndrom (PDNS) die größte Bedeutung zu haben. Das PDNS stellt eine ätiologisch bisher ungeklärte Erkrankung dar. Verschiedene Autoren machen ätiologisch vor allem das PCV2 für dieses Krankheitsbild verantwortlich (SEGALES et al. 1998; ALLAN et al.

2000b; PERITOGIANNI 2000; ROSELL et al. 2000a; WELLENBERG et al. 2004). Es werden allerdings auch Infektionen mit dem Porcine Reproductive and Respiratory Virus (PRRSV) (SEGALES et al. 1998; THIBAULT et al. 1998), simultane Infektionen von PCV2 und PRRSV (GRESHAM et al. 2000) sowie Pasteurella multocida (THOMSON et al. 2001; LAINSON et al. 2002; THOMSON et al. 2002) und Strepto- coccus spp. (SIERRA et al. 1997) als die Erkrankung auslösende Ursachen disku- tiert.

Die Art der histologisch zu diagnostizierenden Läsionen, insbesondere die regelmä- ßig an Gefäßen von Haut und Nieren auftretenden Vaskulitiden, machen eine im- munpathologische Genese wahrscheinlich. Das PDNS wurde bisher in verschiede- nen Ländern Europas wie auch in Kanada und Südamerika beschrieben. Erkrankte Schweine weisen eine hohe Letalitätsrate auf, so dass dem PDNS auch eine wirt- schaftliche Bedeutung in der Schweineproduktion beizumessen ist.

Da die klassische Schweinepest als Differentialdiagnose zur Frühform des PDNS in Betracht zu ziehen ist und eine klinische Abgrenzung kaum möglich ist, sondern nur anhand von hämatologischen und klinisch-chemischen Befunden differenziert werden kann, kommt dem PDNS auch seuchenhygienisch eine gewisse Bedeutung zu.

Die eigenen Untersuchungen basieren auf der Beschreibung pathomorphologischer Veränderungen typisch an PDNS erkrankter Schweine, um das Spektrum und das Ausmaß der Organveränderungen zu charakterisieren und in Verbindung mit häma- tologischen Untersuchungen und Nierenfunktionsprüfungen die Auswirkungen und die Prognose für die Erkrankung näher zu beleuchten. Weiterhin beschäftigen sich

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2 die eigenen Untersuchungen schwerpunktmäßig mit der Frage, ob PCV2 – wie viel- fach in der Literatur beschrieben – allein als Erreger für die Ausprägung von PDNS in Frage kommt oder ob andere bakterielle oder virale Erreger resp. andere Faktoren mit in die Betrachtung einbezogen werden müssen.

Um die These der Immunpathogenese des PDNS zu überprüfen, wurden außerdem immunhistochemische Untersuchungen durchgeführt.

(9)

3

2. Literaturübersicht

2.1. Allgemeines zum porzinen Circovirus

2.1.1. Geschichte

Das porzine Circovirus (PCV) wurde erstmals 1974 von TISCHER et al. als Kon- taminante einer permanenten Zelllinie aus Schweinenierenzellen (PK-15) isoliert (TISCHER et al. 1974).

In der folgenden Zeit wurden in Ost- und Norddeutschland serologische Feldstu- dien durchgeführt. Dabei wurden Seroprävalenzen von über 85 % bei Schlacht- schweinen festgestellt, die allerdings mit keinerlei klinischer oder pathomorphologischer Symptomatik verbunden waren. Auch bei Wildschweinen in Ostdeutsch- land wurden zu diesem Zeitpunkt Antikörper gegen PCV nachgewiesen (TISCHER et al. 1986).

Daraufhin durchgeführte Infektionsversuche konnten lediglich steigende Antikör- pertiter, nicht aber eine klinische Symptomatik oder pathomorphologische Verän- derungen zeigen.

HARDING (1996) berichtet erstmals von einem neuen Krankheitsbild, dem 1991 in Kanada beobachteten „postweaning multisystemic wasting syndrome“ (PMWS). In Geweben von an PMWS erkrankten Tieren konnte man PCV-Antigen nachweisen (CLARK 1997). So ergab sich die Notwendigkeit eine mögliche pathogene Bedeu- tung des bisher als apathogen eingestuften Virus zu untersuchen.

Bei dem in Kanada nachgewiesenen PCV-Antigen schien es sich um eine neue Variante des bereits von TISCHER et al. (1974) nachgewiesenen Virus zu han- deln. Die Feldisolate von an PMWS erkrankten Tieren aus Kanada, den USA und Frankreich zeigten eine 96%ige Nukleotidsequenzhomologie, während zu dem aus der PK-15-Zelllinie isolierten PCV nur eine Nukleotidsequenzhomologie von weniger als 80 % bestand (HAMEL et al. 1998; MEEHAN et al. 1998; MOROZOV et al. 1998). Seit diesem Zeitpunkt unterscheidet man zwischen den PCV-Typen 1 und 2 (PCV1 und PCV2).

(10)

4 Während es zu PCV1 nur noch wenig neue Informationen gibt, wird PCV2 in im- mer wieder neuen Untersuchungen berücksichtigt.

2.1.2. Morphologie, taxonomische Einordnung und Eigenschaften

Das von TISCHER et al. (1974) nachgewiesene Virus ist als einzelsträngiges, un- behülltes DNA-Virus klassifiziert worden. Es besteht aus einem kovalent ge- schlossenen zirkulären DNA-Strang (TISCHER et al. 1982). Zusammen mit dem Psittacine Beak and Feather Disease Virus und dem Chicken Anaemia Virus wur- de das porzine Circovirus dem Genus Circovirus und der Familie der Circoviridae zugeordnet (LUKERT et al. 1995). Zusätzlich gehören zu dieser Familie noch drei für Pflanzen pathogene Viren, nämlich das Banana Bunchy Top Virus, das Coco- nut Foliar Decay Virus und das Subterranean Clover Stunt Virus (LUKERT et al.

1995). Daneben werden zur Gruppe der Circoviren das TT-Virus (dieses Virus wurde "TT-Virus" (TTV) entsprechend der Initialen des Spenders, aus dessen Se- rum das neue Virus isoliert wurde, genannt) und das TTV-like-mini-Virus gezählt, die beide als humanpathogen gelten (BIAGINI 2004).

Das porzine Circovirus hat eine Genom-Länge von 1,76 Kilobasen (kb) und einen Durchmesser von 17 nm. Es besitzt ein ikosahedrales Nukleokapsid (BUHK et al.

1985; TISCHER et al. 1987; MEEHAN et al. 1997). Die Dichte im Cäsiumchlorid- (CsCl) Gradienten beträgt 1,33-1,34. Es wird durch saure Umgebung (pH 3), Chlo- roform oder hohe Temperaturen (56°C und 70°C) nicht inaktiviert (ALLAN et al.

1994).

STEVENSON et al. (1999) untersuchten anhand der permanent infizierten PK-15- Zelllinie die Ultrastruktur von PCV. Dabei fanden sie gehäuft auftretend intrazy- toplasmatische Einschlüsse, die vorwiegend im perinukleären Raum zu finden waren, in einzelnen Zellen stellten sie aber auch intranukleäre Einschlüsse fest. Bei diesen letztgenannten runden bis ovalen und elektronendichten Einschlüssen konnte zwischen zwei Typen unterschieden werden. Zum einen stellten sich kleinere (0,1-0,5 µm) Einschlüsse dar, die nicht von einer trilaminaren Membran um- hüllt waren. Einige enthielten im Durchmesser 10-14 nm große lockere Aggregate

(11)

5 von ikosahedralen Nukleokapsiden oder kaum geformte parakristalline Bereiche.

Die Einschlüsse des zweiten Typs waren größer (0,5-5µm) und traten zahlreicher auf. Sie waren deutlich abgegrenzt durch eine trilaminare Membran, zeichneten sich durch höhere Elektronendichte aus und enthielten unterschiedliche Mengen an Virionen-aggregaten (STEVENSON et al. 1999).

Das Genom von PCV2 besitzt 1768 Nukleotide und ist damit um neun Nukleotide länger als das PCV1 (HAMEL et al. 1998; MOROZOV et al. 1998). Die Aussagen über die Nukleotidsequenzhomologie zwischen PCV1 und PCV2 sind, abhängig von der geprüften Sequenz, unterschiedlich. Nach MOROZOV et al. (1998) be- trägt sie 76 %, HAMEL et al. (1998) berichten von 69 % und MEEHAN et al.

(1998) sprechen von weniger als 80%.

Die Nukleotidsequenzhomologien von Feldisolaten von Tieren mit PMWS lagen dagegen bei 96 % (MOROZOV et al. 1998), was auf eine weitgehende Identität innerhalb der Variante PCV2 schließen lässt. Korrespondierend dazu haben HA- MEL et al. (2000) mehrere PCV2-Feldisolate sequenziert und dabei in die Grup- pen A, B, C, D und E unterteilt. Isolate aus Amerika und Taiwan konnten den Sub- typen A, B und E zugeordnet werden, wohingegen französische Feldisolate eher den Subtypen B, C und D entsprachen. Alle Isolate wiesen eine Nukleotidse- quenzhomologie von 95 % auf.

2.2. Porzines Dermatitis-Nephropathie-Syndrom

2.2.1. Ätiologische Bedeutung des PCV2 für das porzine Dermatitis- Nephropathie-Syndrom (PDNS)

PDNS ist eine Immunkomplex-Erkrankung, deren Ätiologie bisher noch nicht exakt geklärt werden konnte. Das Krankheitsbild konnte bisher nicht in einem Infektions- versuch hervorgerufen werden.

SEGALES et al. (1998) und THIBAULT et al. (1998) fanden bei Schweinen mit PDNS-Symptomatik PRRSV-Antikörper bzw. – Antigen und vermuteten einen kausalen Zusammenhang. Auch bakterielle Erreger, wie Pasteurella multocida

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6 (THOMSON et al. 1998) bzw. das dermonekrotische Toxin von Pasteurella multo- cida (LAINSON et al. 2002), Streptococcus spec. (SIERRA et al. 1997), Actinoba- cillus pleuropneumoniae (WHITE u. HIGGINS 1993) und Lipopolysaccharide von gram-negativen Bakterien (DURAN et al.1997) wurden als mögliche auslösende Faktoren diskutiert.

Auch Studien zur Untersuchung auf PCV2 fanden im Zusammenhang mit dem Auftreten von PDNS statt; dabei wurde PCV2 bei nahezu allen Schweinen mit PDNS-Veränderungen in verschiedenen Organen gefunden (SEGALES et al.

1998; ALLAN et al. 2000b; PERITOGIANNI 2000; ROSELL et al. 2000a).

ROSELL et al. (2000a) wiesen bei 31 von 33 Schweinen mit PDNS-Läsionen PCV2 aus Peyerschen Platten, Tonsillen, Lungen, Milzen, Nieren, Lebern und Haut nach. Virale Nukleinsäure wurde überwiegend im Zytoplasma von Monozy- ten bzw. Makrophagen-Zellinien (inklusive follikuläre dendritische Zellen, Makrophagen, Histiozyten und Kupffer´sche Sternzellen) gefunden. In beschädig- ten Glomeruli oder Arterienwänden konnte jedoch kein Virus nachgewiesen werden (ROSELL et al. 2000a). Mögliche Erklärungsansätze könnten zufolge des Au- tors sein, dass die Immunkomplexe nur über einen sehr kurzen Zeitraum in diesen Bereichen nachzuweisen sind bzw. dass im Immunkomplex nur Virusprotein, nicht aber sein Genom vorhanden ist und demzufolge in der In-situ-Hybridisation (ISH) ein negatives Ergebnis folgt. ALLAN et al. (2000b) initiierten eine Studie, in der asservierte Proben von Schweinen mit PDNS-Symptomatik retrospektiv unter- sucht wurden. Bei den genannten Proben konnte PCV2 nachgewiesen werden.

Die Proben waren etwa sechs Jahre vor dem ersten PRRSV-Vorkommen in Nord- Irland genommen worden. Der Autor resümiert aus dieser Untersuchung, dass PRRSV kein wesentlicher Bestandteil in der Pathogenese des PDNS sein kann.

CHOI et al. (2001) hingegen wiesen bei an PDNS erkrankten Tieren mittels In-situ- Hybridisation und Immunhistochemie gleichzeitig Virusgenom von PCV2 und PRRSV nach.

Histopathologische Veränderungen bei an PDNS erkrankten Tieren wie lymphoide Depletion, Synzytialzellen, granulomatöse Entzündungszellinfiltration im lymphatischen Gewebe und interstitielle Pneumonie gleichen den Befunden bei an PMWS

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7 erkrankten Schweinen, so dass eine ursächliche Beteiligung von PCV2 vermutet wird (ROSELL et al. 2000a). SEGALES et al. (1998) wiesen bei chronischen Fäl- len von PDNS nicht immer PCV2-Genom nach. Dies könnte bedeuten, dass PCV2 nur in der akuten Phase einer Erkrankung vorhanden ist.

2.2.2. Pathogenese des PDNS

Die Pathogenese ist noch nicht bekannt. Mehrere Autoren vermuten einen im- munvermittelten Prozess als Ursache des Syndroms (SEGALES et al. 1998). Das regelmäßige Vorkommen einer nekrotisierenden Vaskulitis in verschiedenen Or- ganen ist kennzeichnend für eine systemische Typ-III-Hypersensitivitätsreaktion (HIGGINS 1993, HELIÉ et al. 1995, SIERRA et al. 1997, SEGALES et al. 1998;

ROSELL et al. 2000a,). Dies wird durch die Art der histopathologisch nachweisba- ren Läsionen (siehe in Kapitel 2.2.4.) und das Vorkommen von Immunglobulinen (IgG, IgM oder IgA) und Komplementfaktoren in den beschädigten Gefäßen bestä- tigt (DROLET et al. 1999; ROSELL et al. 2000a). STOCKHOFE-ZURWIEDEN et al (2006) verglichen die mittels indirektem ELISA ermittelten Immunglobulin-Titer von an PDNS-erkrankten Tieren (aus der Studie von WELLENBERG et al. (2004)) mit denen von PMWS-Tieren und konnten dabei für die PDNS-Tiere eine deutliche Hypergammaglobulinämie feststellen. Weiter versuchten sie mittels Immunkom- plex-Präzipitation PCV2 in den zirkulierenden Immunkomplexen zu detektieren (im Serum aller in diese Studie einbezogenen Tiere konnte mittels PCR PCV2 nach- gewiesen werden); allerdings konnte bei keinem der so untersuchten Tiere in der Immunkomplex-Präzipitation PCV2 nachgewiesen werden.

Die Typ-III-Hypersensitivitätsreaktion führt zu einer nekrotisierenden Glomerulo- nephritis und zu Vaskulitiden an vielen Gefäßen, in deren Folge Ischämien und Gewebsnekrosen auftreten. Diese Areale sind insbesondere in der Haut häufig als Blutungen makroskopisch sichtbar.

Es werden verschiedene Erreger diskutiert, die an der Pathogenese von PDNS beteiligt sein können. So konnten bisher PRRSV (SEGALÈS et al. 1998, THI- BAULT et al. 1998), Pasteurella multocida (THOMSON et al. 2001, LAINSON et

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8 al. 2002) und Streptococcus spp. (SIERRA et al. 1997) sowie Actinobacillus pleu- ropneumoniae (WHITE u. HIGGINS 1993) in Fällen von PDNS nachgewiesen wer- den. In welcher Weise PCV2 an diesen Immunreaktionen beteiligt ist, ist noch un- klar. PCV2 konnte bisher in einer Vielzahl von PDNS-Fällen nachgewiesen wer- den (ROSELL et al. 2000 a,b), allerdings ließ sich dieser Nachweis von PCV2 nicht in allen Fällen erbringen (THIBAULT et al. 1998). Auch wurden bisher noch keine virale DNA oder PCV2-Antigen in den für PDNS typischen, histopatholo- gisch feststellbaren Läsionen in Nieren und Haut nachgewiesen (THOMSON et al.

2001). WELLENBERG et al. (2004) führten eine umfangreiche Studie zu verschie- densten Einflussfaktoren auf die Pathogenese vom PDNS durch. Zu diesem Zweck wurden aus zehn holländischen Schweineherden jeweils drei PDNS-Fälle selektiert und zu jedem PDNS-Fall ein Kontrolltier der gleichen Altersgruppe und des gleichen Gewichts, aber ohne klinische Anzeichen von PDNS ausgewählt.

Dabei konnte in 100% der PDNS-Tiere PCV2 – vor allem aus Lymphknoten und Tonsillen – nachgewiesen werden. 63% der Kontrolltiere zeigten positiven PCV2- Nachweis. Zusätzlich waren die PCV2-Antikörpertiter bei PDNS-Tieren signifikant höher als bei allen PDNS-freien Tieren. WELLENBERG et al. (2004) postulieren, dass PCV2 eine entscheidende Rolle bei der Pathogenese vom PDNS spielt, dass aber insbesondere die hohen PCV2-Antikörpertiter das Entstehen der Erkrankung positiv zu beeinflussen scheinen. Pasteurella multocida ist laut dieser Untersu- chung kein entscheidender Faktor für die Pathogenese von PDNS-Erkrankungen.

2.2.3. Klinik des PDNS

Dieses Krankheitsbild tritt, meist im Anfangsbereich der Mast, bei einem Tierge- wicht von etwa 20 bis 70 kg auf (SMITH et al. 1993; WHITE u. HIGGINS 1993;

DURAN et al. 1997). Mehrere Autoren berichten von einer Herdenprävalenz bis 1% (SMITH et al. 1993; DURAN et al. 1998), aber es werden auch Herdenpräva- lenzen bis 20% beschrieben (GRESHAM et al. 2000; PERITOGIANNI 2000). Das PDNS betrifft meist nur einzelne Tiere eines Bestandes, ein seuchenhafter Verlauf wurde bisher nicht beobachtet. Lange Zeit trat es fast ausschließlich bei Tieren in

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9 einer Gewichtsklasse zwischen 20 und 65 kg auf. Inzwischen ist das PDNS auch bei Absetzferkeln und in Einzelfällen bei Sauen festzustellen. Als typisches Merk- mal wird eine Hautveränderung meist im Perianal- und Flankenbereich beschrieben. Es wird von kleinen roten, geringgradig erhabenen Papeln bis hin zu rundli- chen, dunkelroten und manchmal konfluierenden Blutungsarealen berichtet (SMITH et al. 1993; WHITE u. HIGGINS 1993; DURAN et al. 1997; THIBAULT et al. 1998; ROSELL et al. 2000a). In schwerwiegenden Fällen können auch ventra- les Abdomen, Schulter, Vordergliedmaßen und Ohren betroffen sein (DURAN et al. 1997; PERITOGIANNI 2000). Einige Tiere haben hohes Fieber und fallen durch Apathie und Appetitlosigkeit auf, andere behalten den Appetit und zeigen keine oder nur geringgradig erhöhte Körpertemperatur (SMITH et al. 1993; Duran et al.

1997; ROSELL et al. 2000a). Ataxie, Tremor und Parese werden ebenfalls vereinzelt beobachtet (SEGALES et al. 1998; PERITOGIANNI 2000). Zum Teil zeigen die Schweine auch ein subkutanes Ödem im Bereich des ventralen Abdomens und der Hintergliedmaßen (ROSELL et al. 2000a). HINRICHS et al. (2000) haben bei Einzeltieren einen dunklen, pastösen Kot beobachtet. Proteinurie und erhöhte Kreatinin- und Harnstoffwerte im Blut verweisen auf ein Nierenversagen (WHITE u. HIGGINS 1993; DURAN et al. 1997; SEGALES et al. 1998b). Der Krankheits- verlauf ist kurz; einige Schweine verenden schon in den ersten drei Tagen (RO- SELL et al. 2000a). Nur wenige Tiere genesen spontan (SMITH et al. 1993); nach SEGALES et al. (1998) kann die Letalität in Extremfällen bis 100% betragen.

HINRICHS et al. (2000) verweisen auf die Ähnlichkeit mit dem klinischen Bild der KSP, deren Ausschluss auf jeden Fall erfolgen muss.

2.2.4. Pathomorphologie und -histologie des PDNS

Pathomorphologische Befunde:

Die Haut und zum Teil auch die Subkutis zeigen häufig umschriebene bis flächen- hafte, zum Teil konfluierende dunkelrote, blutunterlaufende Areale (DURAN et al.

1997). Die Nieren sind weich, vergrößert und mit Petechien auf der Oberfläche (SEGALES 1999a). Außerdem findet man oft eine nicht kollabierte Lunge und ge-

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10 neralisiert hyperplastische Lymphknoten, die im Anschnitt einen hämorrhagischen Randsaum aufweisen (GRESHAM et al. 2000). Häufig leiden die Tiere an Magen- ulzera in der Pars oesophagea (WHITE u. HIGGINS 1993; DURAN et al. 1997) und infolge dessen an akutem Magenbluten und Meläna (SEGALES et al. 1998).

Einige Autoren berichten auch von einem gehäuften Vorkommen von ödematisier- ten Hintergliedmaßen und Körperhöhlenergüssen (WHITE u. HIGGINS 1993; SE- GALES et al. 1998).

Pathohistologische Befunde:

Mikroskopisch findet man in der Haut eine systemische nekrotisierende Vaskulitis der kleinen und mittleren Arterien und Kapillaren (DURAN et al. 1997; SEGALES et al. 1998; THIBAULT et al. 1998; ROSELL et al. 2000a). Die Media ist fibrinoid- nekrotisch und im Bereich der Arterienwand, wie auch in der nekrotischen Epi- dermis bzw. superfizialen Dermis, befinden sich gemischtzellige Entzündungsin- filtrate (SEGALES et al. 1998; THIBAULT et al. 1998). Die in Folge dessen entste- henden Hautnekrosen sind häufig auch makroskopisch erkennbar (SEGALES 1999a).

Die Veränderungen der Nieren bestehen aus einer diffusen globalen, exsudativen und nekrotisierenden Glomerulonephritis in Rinde und Mark; die Glomeruli sind mit Fibrin, polymorphkernigen Neutrophilen und Erythrozyten gefüllt (SEGALES et al.

1998). Bei einigen Tieren mit akutem Krankheitsverlauf waren nahezu alle Glome- ruli und Arteriolen des Nierenbeckens von einer nekrotisierenden Entzündung betroffen (SEGALES et al. 1998). Zudem findet man eine diffuse lymphoplasmazellu- läre interstitielle Nephritis (SEGALES et al. 1998; ROSELL et al. 2000a). Bei chronischen Verläufen treten interstitielle Fibrosen und Sklerosen der Glomeruli auf (DURAN et al. 1997; SEGALES et al. 1998b).

Auch Milz, Leber, Herz, Magen, Lunge, Harnblase, Gehirn und Lymphknoten sind von nekrotisierenden Vaskulitiden betroffen (SEGALES et al. 1998).

SEGALES et al. (1998) berichteten, bei etwa 50% der untersuchten Fälle eine mäßige bis schwere Depletion und Synzytien im Lymphknotengewebe gefunden

(17)

11 zu haben. Auch hatten viele Schweine eine gering- bis mittelgradige interstitielle Pneumonie (SEGALES et al. 1998; THIBAULT et al. 1998).

2.3. Postweaning multisystemic wasting syndrome

2.3.1. Ätiologische Bedeutung von PCV2 für das postweaning multisystemic wasting syndrome (PMWS)

Bei Tieren mit dem Krankheitsbild des „PMWS“ konnte meist aus verschiedenen Geweben PCV2 nachgewiesen werden; dennoch war der kausale Zusammen- hang lange Zeit umstritten, da bakterielle und/oder virale Koinfektionen eine Rolle zu spielen scheinen.

In ersten Infektionsversuchen lag eine Doppelinfektion mit porzinem Parvovirus (PPV) (ALLAN et al. 1999; ELLIS et al. 1999) oder mit dem Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus (PRRSV) (ALLAN et al. 2000a) vor. Tiere, die so infiziert worden waren, zeigten die für PMWS als typisch beschriebenen klinischen Symptome und pathomorphologischen Läsionen.

Die Henle-Koch´schen Postulate für einen kausalen Zusammenhang zwischen dem Auftreten von PMWS und PCV2 konnten erst durch Versuche von KENNEDY et al. (2000) und MAGAR et al. (2000a) erfüllt werden. KENNEDY et al. (2000) infizierte ohne Kolostrum aufgezogene Ferkel mit PCV2 und mit PPV allein oder mit einer Kombination aus PCV2 und PPV. Die mit PPV infizierten Tiere waren kli- nisch und pathomorphologisch unauffällig; die PCV2- und PPV-infizierten Tiere zeigten deutlichere Läsionen als die nur PCV2-infizierten, bei denen sich aber auch – wenn auch weniger ausgeprägt – die typischen pathomorphologischen Veränderungen nachweisen ließen und in veränderten Organen PCV2-Antigen nachgewiesen wurde. Nach KENNEDY et al. (2000) spielt eine Koinfektion – wie in diesem Fall mit PPV – eine wichtige Rolle in der Pathogenese des PMWS. Auch MAGAR et al. (2000a) bewiesen im Infektionsversuch, dass eine Infektion allein mit PCV2 die typischen PMWS-Läsionen hervorrufen kann. Sie infizierten spezifi-

(18)

12 ziert-Pathogen-freie (SPF)-Tiere und wiesen ab Tag 13 post infectionem (p. i.) eine interstitielle Pneumonie und ab dem 20. Tag p. i. typische Veränderungen im lymphatischen Gewebe nach.

2.3.2. Pathogenese des PMWS

Die Pathogenese vom PMWS ist bisher nur teilweise bekannt. So hat man Schweine in Infektionsversuchen intranasal, intratracheal, intramuskulär, subkutan, intraperitoneal und intrauterin infizieren können; welche Bedeutung diese Ü- bertragungswege jedoch unter Feldbedingungen haben, ist nicht bekannt.

ROSELL et al. (1999) vermuten aufgrund der makroskopischen und histologischen Befunde eine oronasale Infektion. Anschließend kann PCV2 sich im lokalen Lymphgewebe, wie Tonsille und regionalen Lymphknoten replizieren und sich dann systemisch ausbreiten. Dabei können andere Lymphorgane und auch Lun- ge, Leber und Nieren betroffen sein. Als chronische Folgen werden Immunsup- pression, Enteritis, interstitielle Nephritis und Leberschäden angegeben (ROSELL et al. 1999). SIBILA et al. (2001b) haben PCV2 mittels Nasentupfer nachgewiesen und postulieren eine direkte Übertragung von Tier zu Tier über Nasensekret. Der Nachweis von PCV2-positiven abgeschilferten Epithelien des Respirations- und In- testinaltraktes lässt vermuten, dass infektiöses Material so in die Umwelt gelangt (KIUPEL et al. 1999). KRAKOWKA et al. (2000) zeigten im Infektionsversuch mit Gnotobioten, dass PCV2 über Kot, Nasen- und Augensekret ausgeschieden werden kann. Außerdem wurde es in Tonsillenabstrich, buffy coat, Serum, Urin, Lun- genspülflüssigkeit (BOLIN et al. 2001) und im Sperma von künstlich und natürlich infizierten Deckebern nachgewiesen (LAROCHELLE et al. 2000; LE TALLEC et al.

2001). Die Ausscheidung über Sperma war hier zum Teil diskontinuierlich (LARO- CHELLE et al. 2000) und konnte bis zu drei Monate lang anhalten (LE TALLEC et al. 2001). Ob jedoch ein infizierter Eber über das Sperma eine Sau infizieren kann, ist noch nicht geklärt (LAROCHELLE et al. 2000). LE TALLEC et al. (2001) beobachteten zudem, dass PCV2-Genome in Sperma und Serum zum Teil zeitgleich mit Antikörpern aufgetreten.

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13 Viele Autoren halten die Möglichkeit einer vertikalen Übertragung für wahrscheinlich, denn es gelang mehrfach, PCV2 in Organen von abortierten Feten bzw. totgeborenen (WEST et al. 1999) und neugeborenen Ferkeln (TSCHACHTSCHAL 2000) nachzuweisen. Im Infektionsversuch fand man virämische Ferkel, die serologisch negativ waren (PENSAERT et al. 2001) (siehe 2.2.4.). Daraus entwickelte sich die Fragestellung, ob immuntolerante, aber dauerhaft virämische Ferkel entstehen können, die eine Infektionsquelle in der Aufzuchtphase darstellen.

Virusantigen oder Genomfragmente können in verschiedenen Organen, wie Lun- ge, Leber, Niere, Pankreas, Lymphknoten, Tonsille, Milz und Darm bei am PMWS erkrankten Schweinen nachgewiesen werden (ALLAN et al. 1998; MOROZOV et al. 1998; CHOI u. CHAE 1999; KIUPEL et al. 1999; MC NEILY et al. 1999; RO- SELL et al. 1999; TSCHACHTSCHAL 2000). Zielzellen sind nach ROSELL et al.

(1999) hauptsächlich Monozyten bzw. Makrophagen und Antigen-präsentierende Zellen. Seltener fanden sie PCV (n. typ.) in ephitelialen und endothelialen Zellen, Hepatozyten und Lymphozyten. KUIPEL et al. (1999) konnten PCV (n. typ.) in Makrophagen, T- und B-Lymphozyten und Epithelzellen von Bronchus und Darm nachweisen. Offen blieb in dieser Publikation jedoch die Frage, ob sich Zellen des Immunsystems mit PCV infizieren oder sekundär zu Virusträgern werden, indem sie durch Phagozytose (Makrophagen) bzw. Endozytose (B-Zellen) Virus oder vi- rushaltige Zellen aufnehmen. KIUPEL et al. (1999) fanden eine große Zahl an sich ablösenden PCV2-infizierten bronchiolären Epithelzellen und außerdem PCV2- positive Makrophagen und Lymphozyten in depletiertem Lymphgewebe. Es wurde daraufhin ein zytopathogener Effekt von PCV in vivo vermutet. Zudem wurde PCV2 als Ursache für eine nekrotisierende Bronchiolitis bzw. als Agens für das Auftreten der PNP diskutiert. Die Replikation in Darmepithelzellen könnte ein Grund für die häufiger beschriebene Diarrhoe darstellen. Eine Zottenatrophie war bisher jedoch nicht nachweisbar (KIUPEL et al. 1999).

In diversen Infektionsversuchen konnte ein klinisches Bild von PMWS nur bei Ferkeln beobachtet werden, die neben PCV2 auch mit PPV (ALLAN et al. 1999;

ELLIS et al. 1999; KENNEDY et al. 2000; KRAKOWKA et al. 2000) oder PRRSV (ALLAN et al. 2000a) infiziert waren. KRAKOWKA et al. (2001) injizierten

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14 gnotobiotischen Ferkeln PCV2 zusammen mit einem starken Adjuvanz („keyhole limpet haemocyanin incomplete Freund´s adjuvant“) und einem apathogenen Antigen und beobachteten bei diesen Tieren deutlichere PMWS-Symptome und Veränderungen als bei denen, die nur mit PCV2 infiziert wurden. Die Autoren folgerten daraus, dass nicht, wie anfangs angenommen, eine zusätzliche Infektion mit PPV und PRRSV notwendig ist, sondern allgemein eine gleichzeitige Aktivierung des Immunsystems zur Ausprägung der typischen PMWS-Läsionen führt. Weitere experimentelle Infektionsversuche mit PRRSV und Mycoplasma hyopneumoniae (ROVIRA et al. 2002, OPRIESSNIG et al. 2004b) sowie mit APP- und Mycoplasma hyopneumoniae-Vakzinen (KYRIAKIS et al. 2002, OPRIESSNIG et al. 2003) führten zu ähnlichen Ergebnissen.

Es wird vermutet, dass der Zeitpunkt der PCV2-Infektion ein wichtiger Faktor hinsichtlich der Entwicklung klinischer Symptome darstellt (BLANCHARD et al. 2001;

SIBILA et al. 2001a). Hohe Konzentrationen von maternalen Antikörpern können die klinische Ausprägung mindern bzw. verhindern, aber eine Virusausscheidung über Kot ist trotzdem möglich (REYNAUD et al. 2001). Bei den meisten Ferkeln mit hohen Antikörper-Konzentrationen konnte kein Virus in Lymphknoten nachgewiesen werden. Daraus folgern REYNAUD et al. (2001), dass Antikörper gegen Läsionen protektiv wirken, jedoch nicht die Ausscheidung verhindern. Ältere Sau- en zeigen eine niedrigere Seroprävalenz als Jungsauen (ROSE et al. 2001). Nach Kolostrumaufnahme zeigtenSaugferkel hohe Antikörper-Konzentrationen bis zur 3.

Lebenswoche, die dann bis zum 3. Lebensmonat abfallen (BLANCHARD et al.

2001). Die Untersuchung von Betrieben mit deutlicher PMWS-Symptomatik und Betrieben ohne deutliche PMWS-Symptomatik zeigte serologisch Unterschiede in der Aufzuchtphase (BLANCHARD et al. 2001, ROSE et al. 2001, SIBILA et al.

2001a). Ferkel aus PMWS-Beständen zeigten im Alter von 11 bis 17 Wochen (BLANCHARD et al. 2001) bzw. 13 Wochen (ROSE et al. 2001) deutlich höhere Seroprävalenzen und mehr Virus-positive Seren (SIBILA et al. 2001a) als die glei- che Altersgruppe aus PMWS-freien Beständen. Die Seroprävalenz der Sauen und Mastschweine war bei allen Betrieben hoch (BLANCHARD et al. 2001). Bisher ist noch nicht abschließend geklärt, welche Antikörperfraktionen protektiv sein kön-

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15 nen und welche Konzentrationen dafür notwendig sind. CALSAMIGLIA et al.

(2004) untersuchten mittels quantitativer PCR die Ausscheidungswege von PCV2 bei Tieren mit deutlichen PMWS-Läsionen und bei Tieren ohne diese Läsionen. In dieser Studie wurden Abstriche von Nase, Bronchus und Tonsille sowie Anal- und Harntupfer untersucht; außerdem wurde der PCV2-Gehalt im Blutserum bestimmt.

In allen Proben war der Virusgehalt bei Tieren mit charakteristischen PMWS- Läsionen signifikant (p<0,0001) höher als bei Tieren ohne solche Läsionen. Bei den nachgewiesenen PMWS-Fällen war der Virusgehalt in Bronchialabstrichen am höchsten (signifikant unterschiedlich). Danach folgten Abstriche von Nase und Tonsille. Auch bei Tieren ohne PMWS-Läsionen war der Virusgehalt aus Bronchi- al- und Nasenabstrichen am höchsten, wenn auch nicht signifikant unterschiedlich von den anderen Proben. Der Gehalt von PCV2 im Blutserum war hoch korreliert mit dem Auftreten von PMWS-Läsionen. Diese Untersuchung stützt damit die These, dass der respiratorische Weg ein wichtiger Übertragungsweg für PCV2 ist (CALSAMIGLIA et al. 2004).

2.3.3. Klinik des PMWS

Meist tritt PMWS bei bisher normal entwickelten Ferkeln im Alter von vier bis fünf- zehn Wochen auf (LE CANN et al. 1997; CLARK u. HARDING 1998; DOMINGO u. SEGALES 1999). Es wurde auch von betroffenen Saugferkeln berichtet (HAR- DING 1996). Die Tiere fallen durch ein verzögertes Wachstum, Atemwegssym- ptome, Blässe, vergrößerte Lymphknoten (da klinisch am einfachsten die Lnn. in- guinale superficiale beurteilt werden können, dienen diese in der klinischen Allge- meinuntersuchung als Parameter), zum Teil auch Ikterus, Konjunktivitis und Durchfall auf (HARDING 1996; LE CANN et al. 1997). Einige Tiere verenden innerhalb von zwei bis acht Tagen, andere überleben bei hochgradigem Kümme- rerhabitus mehrere Wochen (LE CANN et al. 1997). HARDING (1996; 1998) be- richtete zudem von zentralnervösen Störungen. Häufig fand man klinisch gesunde und an PMWS erkrankte Ferkel gemischt in den Stallungen (HARDING 1996). Die Morbidität und Mortalität liegen im Durchschnitt bei 3% bzw. 70% (SEGALES u.

(22)

16 DOMINGO 2002), können jedoch in Einzelfällen (Neuausbrüche etc.) bedeutend höher liegen (HARDING u. CLARK 1997, LE CANN et al. 1997) DOMINGO und SEGALES (1999) machen das Auftreten von anderen viralen und bakteriellen Er- krankungen für hohe Verluste verantwortlich. Antibiotische Behandlungen zeigen keine oder kaum Wirkung (HARDING 1996; LE CANN 1997; DEL POZO 1999;

DOMINGO u. SEGALES 1999). DOMINGO und SEGALES (1999) beschreiben ein zyklisches Auftreten der Erkrankung; ohne Bekämpfungsmaßnahmen können PMWS-Symptome bis zu einer Dauer von zwei Jahren auftreten. Verschiedene Betriebsgrößen und -formen sind gleichermaßen betroffen (SEGALES u. DOMIN- GO 1999).

Die bei betroffenen Tieren häufig vorgefundene Anämie ist mikrozytär und hypoch- rom, damit charakteristisch für einen chronischen Blutverlust. SEGALES et al.

(2000b) vermuten einen Zusammenhang zwischen dieser Anämie und den häufig vorgefundenen Magenulzera.

2.3.4. Pathomorphologie und -histologie bei Vorliegen des PMWS

Pathomorphologische Befunde:

Vom PMWS betroffene Tiere zeigen in der Sektion meist ein langes Haarkleid und befinden sich im abgemagerten Zustand (CLARK u. HARDING 1998). Haut und Subkutis sind blass, selten auch ikterisch; weiterhin kann die Muskulatur atro- phisch sein (SEGALES et al. 1997). Als wichtigste pathomorphologische Befunde werden jedoch mehrfach Lymphadenopathien und schlecht retrahierte Lungen genannt (CLARK 1997; SEGALES et al. 1997; KENNEDY et al. 1998).

Die viszeralen und peripheren Lymphknoten sind bis zum drei- bis vierfachen ver- größert (CLARK 1997) und haben eine homogene weiße Anschnittfläche (CLARK 1997; DOMINGO u. SEGALES 1999). Besonders die inguinalen, mesenterialen, gastralen und bronchialen (CLARK u. HARDING 1998) bzw. superfizialen inguinalen, submandibulären, mediastinalen und mesenterialen (SEGALES u. DOMINGO 1999) Lymphknoten fallen durch ihre Größe auf. SEGALES et al. (2001) berichten

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17 auch von normal großen bis atrophischen Lymphknoten, die die typischen histologischen Veränderungen aufwiesen.

Die Lungen sind schlecht retrahiert, von fester bzw. gummiartiger Konsistenz (CLARK u. HARDING 1998) und einer verstärkten Läppchenzeichnung (SEGA- LES 1999a). Nicht selten findet man durch sekundäre bakterielle Infektionen verfestigte Areale im Bereich der apikalen Lungenlappen (DOMINGO u. SEGALES 1999). Manchmal fallen im Bereich der kaudalen Lunge petechiale Hämorrhagien auf (CLARK u. HARDING 1998). Fokale grau-rote atelektatische oder verfestigte Areale im Bereich der kranialen und mittleren Lunge sind nicht ungewöhnlich (CLARK 1997; SEGALES et al. 2001).

Die Milz kann geringgradig vergrößert sein (CLARK 1997). Die Leber ist bei etwa der Hälfte der PMWS-Schweine durch Aufhellungen oder geringgradige Atrophien verändert (CLARK 1997). SEGALES (1999a) hat nur in 8 von 148 untersuchten Fällen (5,4%) eine Leberatrophie vorgefunden. Bei jedoch 18,2% fand er Nieren mit multifokal in der Nierenrinde verteilten weißen Flecken. CLARK (1997) fand diese Flecken im kortikalen und medullären Nierenbereich bei etwa der Hälfte der untersuchten Tiere. Einige Nieren sind ödematös vergrößert und blass (CLARK 1997).

PASTOR et al. (1998) und SEGALES (1999a) berichten von einem gehäuften Auf- treten von Magenulzera im Bereich der Pars oesophagea. Das Kolongekröse ist manchmal ödematös; Zäkum und kraniales Kolon weisen zum Teil eine Hyperä- mie und Petechien auf (CLARK 1997).

Histopathologische Befunde:

Bei Schweinen mit PMWS findet man immer histologische Veränderungen in Lun- ge und lymphatischen Geweben (CLARK 1997).

SEGALES (1999a) diagnostizierte bei 87,7% (von n = 148) eine interstitielle Pneumonie. Die Alveolarsepten sind durch die mononukleäre Infiltration verbreitert (SEGALES 1999a). Entzündungsinfiltrate findet man häufiger in der Umgebung von Bronchien und Bronchiolen (CLARK 1997; SEGALES 1999a), weniger im Al- veolarlumen. Kranio-ventrale Lungenverfestigungen deuten auf eine durch Sekun-

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18 därinfektion verursachte eitrig-katarrhalische Bronchopneumonie hin. CLARK (1997) und KIUPEL et al. (1999) berichten zudem von vermehrt abschilfernden E- pithelzellen in das Bronchiolarlumen. Diese Sonderform, proliferative und nekrotisierende Pneumonie (PNP) genannt, beobachteten auch HINRICHS et al.

(1999b). Sie ist desweiteren gekennzeichnet durch Nekrose von Alveolarepithelien und lymphohistiozytäre Infiltrate in den Alveolarsepten. Die Alveolarlumina sind mit proteinreichem Exsudat, Alveolarmakrophagen, nekrotischen Zellen und großen, multifokalen, irregulären basophilen Strukturen gefüllt. Chronische Fälle zeigen Bereiche mit fibroblastischen Proliferationen und Reepithelisierung der Alveolar- wände (CLARK 1997; HINRICHS et al. 1999b).

Lymphatische Organe und Gewebe (Peyer´sche Platten, Lymphknoten, Milz und Tonsille) verändern sich durch eine Depletion der Lymphfollikel und eine Infiltration von histiozytären Zellen besonders im Mark- und subkapsulären Sinusbereich.

Zusätzlich findet man hier Synzytialzellen (CLARK 1997; SEGALES 1999a). Im frühen bis mittleren Erkrankungsstadium finden sich noch basophile Einschlüsse im Zytoplasma histiozytärer Zellen (CLARK 1997; SEGALES 1999a). Manchmal sind auch nekrotische Veränderungen, meist in Verbindung mit Thromben und Vaskulitis vorhanden (CLARK 1997; SEGALES 1999a). SEGALES (1999a) fand die folgenden aufgelisteten Veränderungen bei untersuchten Lymphorganen von 148 PMWS-Schweinen mit einer Häufigkeit von:

Lymphozytäre Depletion 87,2%

Entzündliche histiozytäre Infiltration 77,0%

Auftreten von Einschlusskörperchen 45,3%

Auftreten von Synzytien 36,5%

Multifokale Nekrose 12,2%

Von Leberveränderungen sind PMWS-betroffene Tiere seltener und unterschied- lich stark betroffen. SEGALES (1999a) fand bei 55,4% von 148 untersuchten Le- bern eine leichte bis mäßige Hepatitis und bei 7,4% eine hochgradige Leberent- zündung mit Zerstörung von Parenchym. Die Entzündungsintensität reicht von pe- riportal über diffus verteilt bis hin zu massivem Verlust von Leberzellen (SEGALES 1999a). Dies ist gekennzeichnet durch eine periportale Infiltration von Lymphozy-

(25)

19 ten und Histiozyten, manchmal begleitet von einer Degeneration oder Regenerati- on von Gallengangsepithel (CLARK 1997). Im Endstadium kommt es zu einem Verlust der Lebersinusoide und in Folge zu einer Fibrose. Ikterische Tiere zeigten histologisch generell einen hochgradigen Leberschaden (CLARK 1997; SEGALES 1999a).

In der Niere konnte SEGALES (1999a) bei 45,3% eine mehr oder weniger schwere lympho-histiozytäre interstitielle Nephritis diagnostizieren. Die schwereren Fälle fielen schon makroskopisch durch multifokale weißliche Flecken in der Nierenrinde auf (SEGALES 1999a). CLARK (1997) beschreibt neben den multifokalen ent- zündlichen Infiltrationen noch eine häufig vorgefundene Vaskulitis. Oft zeigen sich im Kortex Tubulusatrophien bis hin zu regenerativen Hyperplasien; das intertubu- läre Bindegewebe ist dabei ödematös und zeigt Fibroblastenproliferation (CLARK 1997).

Im Pankreas findet man gelegentlich eine fokale azinäre Zellatrophie und eine histiozytäre Zellinfiltration mit Verlust von Zymogengranula (CLARK 1997).

Die Mukosa von Magen, Zäkum und Kolon kann eine gering- bis mittelgradige histio-lymphozytäre Infiltration zeigen mit degenerativem und / oder regenerativem Drüsen- bzw. Kryptenepithel (CLARK 1997).

Bei einigen Ferkeln konnte CLARK (1997) eine fokale zerebrale Leptomeningitis mit perivaskulär verteilten Lymphoblasten und Histiozyten diagnostizieren. CLARK und HARDING (1998) beobachteten zudem gelegentlich eine nicht-suppurative Myokarditis.

Ausgehend von pathohistologischen Veränderungen kann der Krankheitsverlauf des PMWS in drei Stadien eingeteilt werden (SARLI et al. 2001, CHIANINI et al.

2003): ein initiales, ein mittleres und ein Endstadium. Das so genannte initiale Stadium ist histopathologisch vor allem durch eine geringgradige Depletion der B- Zell-Areale sowie dem Vorkommen einiger mehrkerniger Riesenzellen gekennzeichnet. Betroffen sind vor allem die Keimzentren der Follikel in Lymphknoten, Tonsille, Milz und Peyerschen Platten. Es ist zugleich eine Infiltration histiozytärer Zellen zu erkennen. Mittels immunhistochemischer Nachweisverfahren kann be- legt werden, dass in diesem initialen Stadium vor allem die Anzahl der B-Zellen

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20 (CD79α-positiv) abnimmt, während die der Makrophagen (Lysozym-positiv) geringgradig zunimmt. Die T-Lymphozyten (CD3-positiv) sind initial kaum vermindert (CHIANINI et al. 2003). Das mittlere Stadium ist durch eine mittelgradige Depletion der B-Zell-Areale sowie eine geringgradige Depletion der Parakortikalzone gekennzeichnet. Gleichzeitig ist eine zunehmende Anzahl infiltrierender Histiozyten zu beobachten. Die Depletion der T-Zellen in der Parakortikalzone betrifft vorwiegend CD4-positive und in geringerem Maße CD8-positive Zellen (SARLI et al.

2001). Zugleich nimmt auch die Anzahl dendritischer und interdigitierender Retiku- lumzellen ab. Das letzte Stadium ist charakterisiert durch einen vollständigen Ver- lust der Lymphozyten im Lymphknoten (SARLI et al. 2001, CHIANINI et al. 2003).

2.4. Kongenitaler Tremor

2.4.1. Ätiologische Bedeutung von PCV2 für den kongenitalen Tremor (KT)

Dem klinisch recht einheitlichen Bild des kongenitalen Tremors (Myoclonia conge- nita) liegen offensichtlich verschiedene Ursachen zugrunde. Zwei Haupttypen des kongenitalen Tremors werden unterschieden. Typ A ist gekennzeichnet durch de- finierbare Ursachenkomplexe sowie charakteristische Gewebebefunde, während der Typ B keine morphologischen Äquivalente bietet (DONE 1976). Der klinisch wichtige Typ A wird ätiologisch in die Gruppen I-V unterteilt. Der Typ AI ist die Fol- ge einer diaplazentaren Schweinepestinfektion, Typ AIII ist ein genetischer Defekt (Oligodendrozytenmangel) und Typ AIV scheint eine erbliche Enzymopathie im anabolen Fettsäurestoffwechsel zugrunde zu liegen. Die Zitterform AV wird durch Trichlorfon (Neguvon-®) ausgelöst und wurde von BÖLSKE et al. (1978) beobachtet sowie von KNOX et al. (1978) und FATZER et al.(1981) bestätigt.

Für Typ AII wurde bisher ein nicht näher spezifiziertes Virus verantwortlich gemacht; neuere Untersuchungen bringen nun porzines Circovirus (n. typ.) (HINES 1994) bzw. PCV2 (STEVENSON et al. 2001) mit dieser Erkrankung in Zusam- menhang. STEVENSON et al. (2001) wiesen als erste PCV2 im Nervengewebe von erkrankten Ferkeln nach. Andere virale Erreger (AK, Influenzavirus, Rotavirus,

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21 porzines hämagglutinierendes Enzephalomyelitisvirus, porzines Parvovirus, Virus der transmissiblen Gastroenterits und PRRSV) wurden ausgeschlossen. Für diese Studie wurden an kongenitalem Tremor erkrankte Tiere sowie klinisch unauffällige Tiere von vier Betrieben in den USA ausgewählt. Sie konnten mittels ISH und indirektem Immunfluoreszenztest (IIFT) aus Gewebe des ZNS sowie aus der Leber PCV2 nachweisen. Bei allen infizierten Tieren wurde mehr PCV2 in Gehirn und Rückenmark (große Neuronen) als in nicht-neuronalem Gewebe (Makrophagen) nachgewiesen, wobei die klinisch erkrankten Tiere wesentlich mehr PCV2- infizierte Neuronen in Gehirn und Rückenmark als die klinisch unauffälligen Schweine aufwiesen. Untersuchungen von KENNEDY et al. (2003) konnten keinen direkten Zusammenhang zwischen dem Auftreten von kongenitalem Tremor und dem Nachweis von PCV2 ermitteln. Im Rahmen der Untersuchung wurden neuronale und nicht-neuronale Gewebe von 40 an kongenitalem Tremor erkrankten Schweinen aus Spanien, Großbritannien, Irland und Schweden auf das Vor- kommen von PCV1 bzw. PCV2 untersucht. Bei keinem der an KT erkrankten Schweine konnte PCV-Nukleinsäure oder – Antigen nachgewiesen werden. Der Zusammenhang zwischen KT und PCV2 ist nach derzeitigem Forschungsstand nicht klar zu beweisen, es sind also weitere Untersuchungen durchzuführen, um die Rolle von PCV2 in der Pathogenese des KT zu klären (SEGALES 2004).

2.4.2. Pathogenese vom „PCV2-induzierten“ kongenitalen Tremor der Saug- ferkel

GUSTAFSON und KANITZ beschrieben schon 1974 die Übertragung eines Virus, welches für den kongenitalen Tremor bei Saugferkeln verantwortlich sein soll. In der Elektronenmikroskopie war dieses Virus dem PCV sehr ähnlich und in der Zellkultur zeigte es ebenfalls keinen zytopathogenen Effekt (GUSTAFSON 1981).

Es gibt bislang nur einen Infektionsversuch mit Schweinen (HINES u. LUKERT 1994), bei dem ein kongenitaler Tremor bei den meisten Ferkeln eines Wurfs pro- voziert wurde, nachdem die Sau im letzten Trächtigkeitsdrittel mit PCV (aus einem am Tremor erkrankten Ferkel isoliert) intranasal / oral oder subkutan infiziert wur-

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22 de. Bei fünf der betroffenen Ferkel konnte PCV in Zellkulturen von Niere, Dünn- darm, Zäkum und Kolon reisoliert werden. Mittels immunhistologischer Verfahren konnte PCV zusätzlich noch in den mesenterialen Lymphknoten und der Leber (Untersuchungsmaterial der Studie von HINES u. LUKERT von 1994) nachgewiesen werden (LUKERT 1999). Bei einem weiteren Infektionsversuch, allerdings mit Balb / c-Mäusen, wurde PCV2 nach Infektion von graviden Mäusen bei den Neu- geborenen gefunden, Läsionen und Klinik des KT zeigten diese Tiere jedoch nicht (KIUPEL et al. 2000).

Bislang war man davon ausgegangen, dass eine gestörte Myelinsynthese die Ursache für den kongenitalen Tremor darstellt (EDWARDS u. MULLEY 1999).

STEVENSON et al. (2001) fanden PCV2 im Nervengewebe, und zwar hauptsächlich in großen Neuronen und nur ganz vereinzelt in Oligodendrozyten.

Die Autoren folgerten daraus, dass eine gestörte Myelinsynthese nicht die alleinige Ursache für den kongenitalen Tremor darstellt, weil die für diese Synthese zuständigen Oligodendrozyten kaum betroffen sind (STEVENSON et al.

2001). Auffallend war noch, dass die bei PMWS-Schweinen vorgefundene granulomatöse Entzündungsreaktion bei den Ferkeln mit kongenitalem Tremor nicht vorlag. Ein möglicher Grund könnte eine Immuntoleranz der Feten zum Zeitpunkt der intrauterinen Infektion sein (STEVENSON et al. 2001).

2.4.3. Klinik des kongenitalen Tremors der Saugferkel

Die klinischen Symptome des kongenitalen Tremors der Saugferkel sind zwar ein- heitlich, aber unterschiedlich stark ausgeprägt. Die betroffenen Ferkel zittern am ganzen Körper durch klonische Muskelkontraktionen (STEVENSON et al. 2001).

Der Tremor ist bilateral und betrifft nur die Skelettmuskulatur (LUKERT 1999). Bei stark ausgeprägten Symptomen können die Ferkel so stark behindert sein, dass keine ausreichende Nahrungsaufnahme möglich ist. Überleben sie jedoch die erste Lebenswoche, genesen sie zumeist nach drei bis vier Wochen; selten bleibt der Tremor bis zum Schlachtalter erhalten (STEVENSON et al. 2001). Die Symptome

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23 können im Liegen und während des Schlafes aussetzen, aber auch nach plötzli- chem Lärm oder durch Kälte verstärkt werden.

2.4.4. Pathomorphologie und -histologie bei kongenitalem Tremor Typ AII

In diesem Abschnitt wird nur der KT Typ AII dargestellt, der möglicherweise durch PCV2 verursacht wird. Weitere KT-Typen und deren Ätiologie sind in Kapitel 2.4.1.

aufgeführt.

LAMAR (1971) beschreibt eine verzögerte Myelinisierung des Rückenmarks.

STEVENSON et al. (2001) untersuchten 13 „Zitterferkel“ und sechs klinisch unauf- fällige Ferkel von vier verschiedenen Betrieben mit akuten Ausbrüchen von kongenitalem Tremor; alle Ferkel waren maximal 48 Stunden alt. Sie konnten weder bei den erkrankten, noch bei den gesunden Ferkeln pathomorphologische Verän- derungen erkennen. Mittels ISH und IIFT wurden virales Antigen bzw. Genom- fragmente in Makrophagen, großen Neuronen und geringgradig auch in Oligo- dendrozyten nachgewiesen; dabei fanden sie bei klinisch erkrankten Tieren mehr PCV2-infizierte Zellen als bei klinisch gesunden. Entzündungsreaktionen fehlten jedoch (STEVENSON et al. 2001).

2.5. PCV2-induzierte Reproduktionsstörungen

2.5.1. Ätiologische Bedeutung von PCV2 für Reproduktionsstörungen

Die ätiologische Bedeutung von PCV2 für Reproduktionsstörungen ist noch nicht eindeutig geklärt; neuere Untersuchungen deuten jedoch auf einen kausalen Zu- sammenhang hin. PCV2 wurde bereits mehrfach in abortierten Feten, Totgeburten oder lebensschwachen Neugeborenen nachgewiesen (ALLAN et al. 1995; WEST et al. 1999; TSCHACHTSCHAL 2000; BAUDOUARD et al. 2001). ALLAN et al.

(1995) konnten bei nur zwei von 160 untersuchten Feten PCV (nicht typisiert) aus

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24 Serum und Milz nachweisen. TSCHACHTSCHAL (2000) fand bei zwei von 40 untersuchten neugeborenen Ferkeln aus einer von PMWS betroffenen Herde PCV2 in der Leber. BOGDAN et al. (2001) untersuchten retrospektiv Abortmaterial aus den Jahren 1995 bis 1998 von Schweinen aus den Provinzen Alberta und Saskat- chewan (Kanada) (Es handelt sich dabei um einen Zeitraum, in dem PCV2 dort endemisch war). Es konnten weder PCV1 noch PCV2 nachgewiesen werden, woraus sie folgerten, dass Reproduktionsstörungen eine neue klinische Manifesta- tion von PCV2 sein müssen und dass eine vertikale Übertragung nicht die primäre Ursache der Virusverbreitung sein könne.

KIM et al. (2004) untersuchten retrospektiv Material totgeborener und abortierter Feten; in 13,1% der 350 Gewebeproben wurde PCV2 mittels PCR nachgewiesen.

In vier von 12 abortierten und in zwei von sechs totgeborenen Ferkeln konnten histologisch gering- bis mittelgradige Lungenveränderungen (interstitielle Pneu- monien) beobachtet werden. PCV2 konnte in Feten aller Trächtigkeitsstadien, in mumifizierten und auch in totgeborenen Ferkeln nachgewiesen werden. Dabei konnte PCV2-Antigen bzw. –DNA mittels Immunhistochemie und In-situ- Hybridisierung in Lunge, Thymus, Leber, Lymphknoten und Milz dargestellt werden, nicht aber in Herz und Nieren. Die Signale lagen zumeist zytoplasmatisch in Makrophagen vor (KIM et al. 2004). Die Autoren schlussfolgerten aus diesen Er- gebnissen, das die vertikale Übertragung eine durchaus bedeutende Rolle im In- fektionsgeschehen von PCV2 haben kann (KIM et al. 2004).

Eine transplazentare Übertragung wurde von LADEKJAER-MIKKELSEN et al.

(2001) für Jungsauen beschrieben. Dieser Übertragungsweg führt allerdings nicht zwangläufig zu Störungen in der Reproduktionsleistung der Sauen, sondern kann auch die Entstehung anderer PCV2-assoziierter Krankheitsbilder im späteren Le- ben des Ferkels bedingen (KIM et al. 2004).

Experimentell infizierte Eber können PCV2 etwa vier Wochen lang mit dem Sper- ma ausscheiden (LAROCHELLE et al. 2000).

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25 2.5.2. Pathogenese von PCV2-induzierten Reproduktionsstörungen

Die Pathogenese der möglicherweise durch PCV2 verursachten Reproduktions- störungen ist noch nicht bekannt. Pathomorphologisch lassen sich in einzelnen Fällen Läsionen darstellen. Es gibt einige Infektionsversuche, die bezüglich der Pathogenese Hinweise liefern.

So wurden Reproduktionsstörungen und auch PCV2-positive Feten als Folge ei- ner transzervikalen Infektion mit PCV2 während der Besamung beobachtet (CA- RIOLET et al. 2001b). Mehrere Autoren postulieren, dass PCV2 die plazentare Schranke passieren kann, weil sie PCV in abortierten Feten oder bei neugeborenen Saugferkeln nachweisen konnten (ALLAN et al. 1995; WEST et al. 1999;

TSCHACHTSCHAL 2000; STEVENSON et al. 2001; PARK et al. 2005). JOHN- SON et al. (1999) und PENSAERT et al. (2001) zeigten, dass PCV2 einen fetalen Tod verursachen kann, indem sie Feten intrauterin, intramuskulär bzw. intraperitoneal infizierten und bei der Geburt zu verschiedenen Zeitpunkten abgestorbene Feten vorfanden. Hierbei scheint das Alter zum Zeitpunkt der Infektion eine Rolle zu spielen, da nur bei den spät infizierten Feten neben Virus auch Antikörper nachgewiesen wurden. Eine in der Zwischenzeit entwickelte Immuntoleranz könn- te der Grund dafür sein (PENSAERT et al. 2001). PENSAERT et al. (2001) konnten zudem die intrauterine Virusausbreitung von einem infizierten Fetus auf be- nachbarte Früchte nachweisen. KIM et al. (2004) sowie PARK et al. (2005) postulieren, dass PCV2 Feten in jedem Stadium der Trächtigkeit infizieren kann. In der Untersuchung von PARK et al. (2005) wurden sechs Sauen drei Wochen vor dem errechneten Geburtstermin intranasal mit PCV2 infiziert. Diese Sauen fielen an- schließend durch Aborte bzw. verfrühtes Abferkeln auf. Mittels Immunhistochemie und In-situ-Hybridisation konnten aus tot und lebend geborenen Ferkeln PCV2- Antigen und entsprechende DNA-Fragmente aus Lymphknoten, Milz, Thymus, Lunge, Tonsille und Leber nachgewiesen werden.

Auch die Ähnlichkeit zu PPV hinsichtlich der morphologischen Struktur und Größe lässt vermuten, dass PCV2 die Plazentaschranke auf ähnliche Weise passieren kann (PENSAERT et al. 2001). PCV2 braucht zur Replikation sich teilende Zellen,

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26 die in fetalem Gewebe in großen Mengen vorkommen. Der Nachweis von PCV2 in Organen, wie Leber (WEST et al. 1999; TSCHACHTSCHAL 2000), Milz (ALLAN et al. 1995), Lunge, Niere und Myokard (WEST et al. 1999) von Feten und Neuge- borenen kann als Hinweis auf die Zielzellen von PCV2 gedeutet werden. SAN- CHEZ et al. (2001a) untersuchten die Herzen der Feten aus dem Infektionsver- such von PENSAERT et al. (2001). Sie konnten insbesondere Herzmuskelzellen und in geringerem Maße auch Makrophagen als Hauptzielzellen im fetalen Herz identifizieren. Die Autoren vermuten, dass die Herzmuskelzelle einen noch nicht näher spezifizierten Faktor, zum Beispiel einen Rezeptor besitzt, der diese Zelle so besonders attraktiv für PCV2 macht. SANCHEZ et al. (2003) untersuchten in einer weiteren Studie den Wechsel von Zielzellen des PCV2 im Verlauf vom fetalen zur frühen postnatalen Entwicklung. Während in der Fetalentwicklung in erster Linie Herzmuskelzellen, Leberzellen und in geringerem Umfang Makrophagen als Zielzellen in Erscheinung treten, sind es postnatal ausschließlich Makrophagen.

Dabei wies das fetale Herz im Organvergleich am meisten infizierte Zellen auf und scheint damit Hauptzielzellen für PCV2 in der fetalen Entwicklung zu bieten. Im Gegensatz zum Versuchsaufbau von SANCHEZ et al. (2003) – nämlich der intrauterinen Infektion der Feten – postulieren PARK et al. (2005) nach transplazentä- rer Infektion Zellen aus Makrophagenlinien als Hauptzielzellen für die Virusreplika- tion in fetalen Geweben.

Für eine optimale Virusreplikation müssen offenbar sich teilende Zellen mit aktiver Zellpolymerase vorhanden sein. MATEUSEN et al. (2004) untersuchten den Ein- fluss von PCV2 auf in-vivo-gewonnene porzine Embryonen PCV2-freier Sauen.

Morulastadien mit und ohne intakte Zona pellucida (ZP) (6. Tag p.i.) und Blasto- zysten unterschiedlicher Stadien (7. und 8. Tag p.i.) wurden mit PCV2 infiziert. Der Prozentsatz infizierter Embryonen und der Gehalt von PCV2-Antigen-positiven Zellen pro Embryo wurde mittels indirektem Immunfluoreszenztest bestimmt. 15%

infizierte Embryonen fanden sich unter den ZP-freien Morulastadien, 50% waren es bei den frühen Blastozystenstadien und 100% bei den späten Blastozystensta- dien. Der Gehalt an Virus-positiven Zellen unterschied sich in den unterschiedliche Stadien nicht signifikant. Alle Embryonen mit intakter Zona pellucida waren PCV2-

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27 negativ. Die Zona pellucida scheint also eine Art Barriere für das PCV2 darzustel- len, allerdings kann nicht ausgeschlossen werden, dass kleinere PCV2-Partikel die Barriere überwinden können (MATEUSEN et al. 2004).

2.5.3. Klinik der PCV2-induzierten Reproduktionsstörungen

Verschiedene Autoren haben in Infektionsversuchen Reproduktionsstörungen aus- lösen können. CARIOLET et al. (2001b) berichten von Aborten am 25. und 80.

Trächtigkeitstag, bzw. verfrüht und termingerecht geborenen Ferkeln infolge einer transzervikalen PCV2-Infektion während der Besamung. Zwei Sauen hatten am 10. / 24. Tag p.i. für einen Tag moderates Fieber. Die Würfe bestanden aus le- benden, totgeborenen und mumifizierten Ferkeln. Letztere hatten Nacken-Steiß- Längen (NSL) von unter 15 bis über 24 cm. CARIOLET et al. (2001a) infizierten tragende Sauen (n=6) intramuskulär und intratracheal. Diese Sauen zeigten deutliche klinische Symptome, wie Hyperthermie, Anorexie bzw. reduzierten Appetit für etwa eine Woche. Die Inkubationszeit betrug bei den am 70. Trächtigkeitstag infizierten Sauen 14 Tage und bei denen am 35. Tag infizierten 21 Tage. Eine Sau verferkelte drei Tage später, zwei weitere entwickelten ab dem 23. / 28. Tag p.i.

eine Dermatitis und eine andere zeigte Hautveränderungen, die vom Autor nicht weiter spezifiziert wurden, und anfangs auch ödematisierte Hintergliedmaßen. Es wurden mumifizierte (NSL: 16cm bis 23cm), totgeborene und normale Ferkel ge- boren. Allerdings konnten in den Feten weder PCV2-Antigen noch –Antikörper nachgewiesen werden. JOHNSON et al. (1999) und PENSAERT et al. (2001) infizierten Feten intramuskulär bzw. intraperitoneal während einer Laparotomie bei der Sau. Beide Autoren berichten von Würfen mit mumifizierten, totgeborenen, lebensschwachen und normalen Ferkeln.

WEST et al. (1999) untersuchten mehrere Feten und Ferkel von einem Betrieb, der vermehrt Probleme mit Spätaborten, totgeborenen und mumifizierten Ferkeln hatte. In einem Wurf konnten sie in diversen Organen der Feten PCV2 nachweisen. BAUDOUARD et al. (2001) haben 53 abortierte Feten auf PCV2, PRRSV und PPV untersucht. Bei sechs mumifizierten Feten, die alle aus einem Wurf stamm-

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28 ten, konnten sie PCV2 nachweisen; PRRSV fanden sie in keinem Fetus und PPV in einem mumifizierten Fetus.

2.5.4. Pathomorphologie und -histologie bei PCV2-induzierten Reproduktionsstörungen

Bei den von WEST et al. (1999) untersuchten abortierten Feten eines Wurfs (zwei mumifizierte, zwei mazerierte, drei autolytische und zwei totgeborene Ferkel) wurde PCV2 in Leber, Lunge, Niere und Herzmuskel nachgewiesen. Nur einer der Fe- ten zeigte eine hochgradige Myokarditis.

JOHNSON et al. (1999) infizierten Feten zwischen dem 86. bis 93. Trächtigkeits- tag, indem sie diesen während einer Laparotomie der Sau intramuskulär ein PCV2-Isolat injizierten. Der Wurf einer Sau beinhaltete mumifizierte Feten, Totge- burten und lebensschwache Ferkel, die Würfe der beiden anderen Sauen waren unauffällig. Makroskopisch zeigten einige Tiere vergrößerte Lymphknoten; mikroskopisch waren keine außergewöhnlichen Veränderungen feststellbar.

PENSAERT et al. (2001) infizierten Feten am 57., 75. und 95. Trächtigkeitstag.

Die nach 21 Tagen untersuchten, artifiziell entnommenen Feten waren blass, ö- dematös, hatten ein umfangsvermehrtes Abdomen und Hämorrhagien in inneren Organen. Unter den ausgetragenen Ferkeln gab es neben mumifizierten Feten, tot- und lebensschwach geborenen auch normale Ferkel.

Einen weiteren Infektionsversuch führten CARIOLET et al. (2001b) durch. Sie infizierten SPF-Sauen bei der Besamung transzervikal mit PCV2. Daraufhin wurden sowohl Abort, als auch verfrühtes und termingerechtes Ferkeln beobachtet; daraus abortierte Feten zeigten hämorrhagische Läsionen, Ödeme, Nekrosen und Stauungen. Ferkel, die nach einigen Lebenstagen verendet waren, hatten Körper- höhlenergüsse, gestaute Lymphknoten, Ödeme und eine Hypertrophie des Her- zens.

KIM et al. (2004) beschreiben mononukleäre Zellinfiltrationen unterschiedlichen Grades in den Alveolarsepten der Lungen von PCV2-positiven abortierten Feten und totgeborenen Ferkeln.

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2.6. Proliferative und nekrotiserende Pneumonie

2.6.1. Ätiologische Bedeutung von PCV2 für die proliferative und nekrotisierende Pneumonie (PNP)

PNP wurde erstmals 1990 in Kanada beschrieben (MORIN et al. 1990). Die Diag- nose wurde aufgrund histopathologischer Kriterien gestellt. Die Ätiologie der PNP war zunächst unbekannt; doch zu Beginn der 90er Jahre wurde eine neue Anti- genvariante des Schweine-Influenzavirus dafür verantwortlich gemacht (GIRARD et al. 1992). Einige Jahre später postulierten LAROCHELLE et al. (1994), dass der häufige Nachweis von PRRSV aus Lungen mit histopathologisch nachgewiesener PNP mehr sei als nur ein Zufallsbefund. PRRSV wurde als prädisponierendes o- der sogar verursachendes Agens für die Ätiologie dieser Erkrankung angenommen (LAROCHELLE et al. 1994). PESCH et al. (2000) vermuteten eine Koinfekti- on von PCV2 mit PRRSV als Auslöser dieser Erkrankung. In einer Studie unter- suchten sie 192 Lungen mit Veränderungen wie bei PNP und führten eine PCR zum Nachweis von PCV2, PRRSV und SIV durch. In 85,4% dieser Lungen konn- ten sowohl PCV2 wie auch PRRSV nachgewiesen werden. DROLET et al. (2003) untersuchten retrospektiv insgesamt 60 Lungen von Tieren mit PNP auf das Vor- kommen von PRRSV, PCV2 und SIV. Dabei stammten 30 Fälle aus den Jahren 1988 bis 1992 und die anderen 30 aus den Jahren 1997 bis 2001. Beide Gruppen von 30 Fällen beinhalteten jeweils 10 Proben von Saugferkeln, die übrigen 20 Proben stammten von älteren Tieren. SIV wurde mittels Immunhistochemie nachgewiesen; der Nachweis von PRRSV- und PCV2-spezifischer Nukleinsäure erfolg- te mittels In-situ-Hybridisation. PRRSV wurde in 92% aller Fälle nachgewiesen, PCV2 konnte in 42% der Organe nachgewiesen werden und SIV lediglich in 2%

aller untersuchten Proben. In 50% aller untersuchten Proben war PRRSV das ein- zig nachgewiesene Virus, während in 42% aller Organe PCV2 gemeinsam mit PRRSV festgestellt wurde. PCV2 konnte in keiner der Proben von Saugferkeln nachgewiesen werden. PCV2 scheint also – laut dieser Studie - kein wesentlicher Faktor für die Ätiologie der PNP zu sein.