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Beschreibung des aktuellen Wissensstandes zur Übertragung ausgewählter viraler und bakterieller Erreger respiratorischer Erkrankungen zwischen
Schweinebeständen
INAUGURAL-DISSERTATION zur Erlangung des Grades eines
Doktors der Veterinärmedizin - Doctor medicinae veterinariae -
(Dr. med. vet.)
Vorgelegt von Klaus Wöste
aus Sögel
Hannover 2007
1. Gutachterin: Priv.-Doz. Dr. med. vet. E. große Beilage
2. Gutachter: Prof. Dr. med. vet. J. Hartung
Tag der mündlichen Prüfung: 22.05.2007
K. WÖSTE, E. GROSSE BEILAGE
Die Übertragung von Erregern des porcine respiratory disease complex (PRDC) zwischen Schweineherden – eine Literaturübersicht
1. Mitteilung – Diagnostik, Übertragung durch Tierkontakte K. WÖSTE, E. GROSSE BEILAGE
Die Übertragung von Erregern des porcine respiratory disease complex (PRDC) zwischen Schweineherden – eine Literaturübersicht
2. Mitteilung – Übertragung durch Sperma, Luft und belebte/unbelebte Vektoren sind von der Deutschen Tierärztlichen Wochenschrift laut dem Schreiben vom 19.03.2007 zur Publikation angenommen.
Kapitel 1: Einleitung...7
Kapitel 2: Die Übertragung von Erregern des porcine respiratory disease complex (PRDC) zwischen Schweineherden – eine Literaturübersicht 1. Mitteilung – Diagnostik, Übertragung durch Tierkontakte Deutsche Tierärztliche Wochenschrift zur Publikation angenommen...10
Kapitel 3: Die Übertragung von Erregern des porcine respiratory disease complex (PRDC) zwischen Schweineherden – eine Literaturübersicht 2. Mitteilung – Übertragung durch Sperma, Luft und belebte/unbelebte Vektoren Deutsche Tierärztliche Wochenschrift zur Publikation angenommen...48
Kapitel 4: Diskussion...74
Schlussfolgerung...82
Kapitel 5: Zusammenfassung /Summary...83
Kapitel 6: Literaturverzeichnis...87
Kapitel 7: Risikobewertung………..107
A. Actinobacillus
Apx Actinobacillus pleuropneumoniae Toxin ELISA enzyme linked immunosorbent assyay
EU Europa
h Stunde
H Haemagglutinin
HAHT Haemagglutinationshemmungstest IgG Immunglobulin G
IgM Immunglobulin M
IPMA immunoperoxidase monolayer assay
km Kilometer
log Logarythmus
LPS Lipopolysaccharid
M. Mycoplasma
m Meter
m.E. mit Einschränkung
min Minute
ml Milliliter
N Neuraminidase
OMP outer membrane protein ORF open reading frame
PCR polymerase chain reaction PCV porcine circovirus
pH pondus Hydrogenii
p.i. post infectionem
PMWS postweaning multisystemic wasting syndrome PRDC porcine respiratory disease complex
PRRSV porcine reproductive and respiratory syndrome virus resp respektive
RT-PCR reverse transcriptase polymerase chain reaction
s. siehe
u.a. unter anderem
US United States
UV ultraviolett z.B. zum Beispiel
Kapitel 1
Einleitung
Einleitung
In der modernen Schweineproduktion verursachen respiratorische Erkrankungen schwerwiegende Probleme, die häufig Grund für hohe wirtschaftliche Verluste durch verminderten Zuwachs, schlechtere Futterverwertung, erhöhte Mortalität sowie hohe Behandlungskosten sind. Das Auftreten respiratorischer Erkrankungen führt im Zusammenhang mit dem Tierhandel zudem häufig zu Streitfällen. In Fällen, in denen eine gerichtliche Klärung des Falles notwendig ist, werden häufig Tierärzte als Sachverständige beauftragt, den Eintrag von Krankheitserregern zu bewerten und ein Gutachten zu erstellen. Anhand des Gutachtens soll der Sachverhalt auf Basis des aktuellen Wissensstandes bewertet werden.
Das Wissen um die Übertragung von Krankheitserregern zwischen Schweineherden hat aber nicht nur Bedeutung für die retrospektive Analyse, sondern wird auch prospektiv für die Erstellung von Hygienekonzepten im Rahmen der tierärztlichen Betreuung von Schweinebeständen benötigt.
Die vorliegende Zusammenfassung wurde mit dem Ziel erstellt, das aktuelle Wissen zur Übertragung von Erregern respiratorischer Erkrankungen zwischen Schweineherden den in der Bestandsbetreuung und/oder als Gutachter tätigen Tierärzten schnell und effektiv zugänglich zu machen.
In der Zusammenfassung werden Erreger berücksichtigt, die in der englischsprachigen Literatur dem sogenannten porcine respiratory disease complex (PRDC) zugeordnet werden (THACKER und THACKER, 1999). Ursprünglich wurden diesem ausschließlich Koinfektionen mit Mycoplasma (M.) hyopneumoniae, dem porcine reproductive and respiratory syndrome virus (PRRSV) und/oder dem Influenzavirus A zugeordnet. Diese Erreger führen bei Schweinen im Alter von etwa 18 Wochen häufig zu klinischen Erkrankungen (DEE, 1997). Inzwischen werden aber respiratorische Erkrankungen bei Schweinen im Alter von 6. bis 24. Lebenswochen unter dem Begriff des PRDC zugefasst und auch Infektionen mit weiteren Erregern, wie Actinobacillus (A.) pleuropneumoniae und porcine circovirus type 2 (PCV2) einbezogen (THACKER und THACKER, 1999).
Da in die retrospektive Bewertung einer möglichen Erregerübertragung zwischen Herden in der Regel die Interpretation von Laborbefunden eingeht, werden in der Übersicht zuerst die, in Deutschland in der Routinediagnostik üblicherweise verwendeten Methoden und deren Sensitivität und Spezifität dargestellt. Darüber
hinaus wird auf die Eignung der verschiedenen Materialien für die einzelnen Untersuchungen eingegangen. Die Festlegung und Bewertung von Stichprobenumfängen konnte aufgrund der Komplexität der Thematik nicht weiter berücksichtigt werden und sollte in der einschlägigen Literatur nachgelesen werden (KREIENBROCK und GLASER, 2006).
Anschließend werden die verschiedenen Übertragungswege für die einzelnen Erreger des PRDC zusammengefasst. Dabei werden zuerst die Übertragungsmöglichkeiten durch den direkten Kontakt mit infizierten Schweine dargestellt und bewertet. Von besonderem Interesse sind hier die Zeiträume, in denen das Risiko einer Erregerausscheidung besteht. Wegen des besonderen Risikos einer überregionalen Erregerübertragung mit dem Sperma aus infizierten Besamungsstationen, wird anschließend separat auf die Möglichkeiten der Erregerausscheidung mit dem Sperma eingegangen. Die mögliche Ausbreitung der Erreger mit der Luft wird anhand von epidemiologischen Studien und experimentellen Infektionsversuchen beschrieben. Abschließend werden die bisher untersuchten indirekten Übertragungsmöglichkeiten durch belebte und unbelebte Vektoren dargestellt. Als belebte Vektoren werden Menschen und andere Tierarten angesehen. In diesem Zusammenhang wird auch die Tenazität des Erregers an verschiedenen belebten und unbelebten Vektoren zusammengefasst. Das Risiko zur Übertragung der Erreger des PRDC wird im Anhang in tabellarischer Form bewertet.
Kapitel 2
Die Übertragung von Erregern des
porcine respiratory disease complex (PRDC) zwischen Schweineherden
– eine Literaturübersicht
1. Mitteilung – Diagnostik, Übertragung durch Tierkontakte
Außenstelle für Epidemiologie, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover Die Übertragung von Erregern des porcine respiratory disease complex (PRDC) zwischen Schweineherden – eine Literaturübersicht
1. Mitteilung – Diagnostik, Übertragung durch Tierkontakte
Transmission of agents of the porcine respiratory disease complex (PRDC) between swine herds: a review
Part 1 – diagnostics, pathogen transmission via pig movement WOESTE, K., GROSSE BEILAGE, E.
Korrespondenzadresse:
Priv. Doz. Dr. Elisabeth große Beilage, Dipl. ECPHM
Außenstelle für Epidemiologie, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover Büscheler Str. 9
49456 Bakum
+49 (0)4446-9599115
Email: elisabeth.grosse.beilage@tiho-hannover.de
Zusammenfassung
Die verschiedenen Übertragungswege von Erregern des PRDC (PRRSV, Influenzavirus A, PCV2, M. hyopneumoniae, A. pleuropneumoniae) zwischen Schweineherden haben hinsichtlich der Entwicklung von Strategien zur Prävention eines Erregereintrags besondere Bedeutung für die tierärztliche Betreuung von Schweinebeständen. Retrospektiv ergibt sich die Notwendigkeit der Bewertung von Risikofaktoren für eine Erregerübertragung häufig in Streitfällen. Anhand der vorliegenden Literaturübersicht wird der Stand des Wissens für die Übertragung der Erreger des PRDC zusammengefasst. Da die Bewertung von Untersuchungen zum Erregernachweis im Einzelfall erheblich von den in der Diagnostik verwendeten Tests beeinflusst wird, sind auch die in der Routinediagnostik üblichen Methoden dargestellt. Dabei wird besonders auf die Grenzen der Interpretation von Befunden eingegangen. Anschließend wird die Übertragung durch Tierkontakte in diesem ersten Teil der Übersicht zusammengefasst.
Schlüsselworte
Schwein, PRDC, Diagnostik, Übertragung, Tierkontakte
Summary
Knowledge on the different ways of transmitting PRDC pathogens (PRRSV, influenza virus A, PCV 2, M. hyopneumoniae, A. pleuropneumoniae) between swine herds is of special interest for the development of biosecurity measures or the retrospective risk analysis in the framework of activities of the consulting veterinarian.
In this literature review the current knowledge of the transmission of PRDC- pathogens is summarized. Since the assessment of investigations into pathogen detection in detail is influenced considerably by the chosen test for the diagnosis, the standard methods of routine diagnostic procedures are described. In this context the limits of the interpretation of the diagnostic findings are especially described in detail.
Finally, the transmission caused by pig movement is summarized in this first part of the review.
Keywords
Pig, PRDC, diagnostic, transmission, pig movement
Einleitung
Der Eintrag von respiratorischen Erkrankungen in Schweineherden führt im Tierhandel häufig zu Streitfällen, von denen einige auch gerichtlich geklärt werden müssen. Das Gericht bestellt zur Bewertung des Krankheitseintrages in der Regel einen tierärztlichen Sachverständigen, dessen Gutachten auf dem aktuellen Wissensstand basiert. Die vorliegende Literaturübersicht wurde mit dem Ziel erstellt, die relevante Literatur zusammenzufassen und damit tierärztlichen Beratern und Gutachtern eine Grundlage für die Bearbeitung von Fragen zur Übertragung von Erregern respiratorischer Erkrankungen zwischen Schweineherden zu geben.
In der Übersicht werden besonders die Erreger berücksichtigt, die dem sogenannten porcine respiratory disease complex (PRDC) zugeordnet werden (THACKER und THACKER, 1999). Als PRDC wurden in der ursprünglich Definition des Begriffes Erkrankungen von Schweinen im Alter von etwa 18 Wochen bezeichnet, die durch Koinfektionen mit M. hyopneumoniae, porcine reproductive and respiratory syndrome virus (PRRSV) und/oder Influenzavirus A entstehen (DEE, 1997). Inzwischen wird der Begriff weltweit für die Beschreibung von multiplen Infektionen des Respirationstraktes bei Schweinen im Alter von etwa 6 bis 24 Wochen verwendet.
Neben den genannten Erregern werden unter anderem auch Actinobacillus (A.) pleuropneumoniae und das porcine circovirus type 2 (PCV2) dem PRDC zugeordnet (THACKER und THACKER, 1999). Die vorliegende Literaturübersicht ist nach den verschiedenen Übertragungswegen und den einzelnen Erregern gegliedert.
Diagnostik
Die Interpretation von Untersuchungen zum Erregernachweis erfordert immer auch eine kritische Betrachtung der Möglichkeiten und Grenzen der jeweiligen Untersuchungsmethode sowie des verwendeten Materials und Stichprobenumfanges. Vor- und Nachteile der verschiedenen Methoden und Materialien werden nachfolgend zusammengefasst, während auf eine so komplexe Problematik wie die Bewertung von Stichprobenumfängen hier nicht eingegangen werden kann. Die Zusammenfassung der Methoden zum spezifischen Erregernachweis berücksichtigt vorrangig solche Verfahren, die in Deutschland in der Routinediagnostik verwendet werden. Diese Beschränkung ergibt sich aus der Tatsache, dass Gutachter fast ausschließlich mit der Interpretation von
Untersuchungen befasst sind, die mit Methoden der Routinediagnostik durchgeführt wurden. Für Untersuchungen am Respirationstrakt des Schweines wird der klassische kulturelle Erregernachweis hauptsächlich zum Nachweis zellwandtragender Bakterien genutzt. Der Nachweis ist mit einfachen kulturellen Standardverfahren möglich, bei denen die Isolate anschließend einer Resistenzprüfung unterzogen werden können. Für den Nachweis von M.
hyopneumoniae und A. pleuropneumoniae sind inzwischen auch Untersuchungen mittels Polymerase-Chain-Reaction (PCR) etabliert (GOTTSCHALK und TAYLOR, 2006; THACKER, 2006). Die verschiedenen viralen Erreger werden in der Routinediagnostik fast ausschließlich mittels PCR und serologischen Verfahren zum Antikörpernachweis detektiert (OLSEN et al., 2006; SULLIVAN et al., 2006;
ZIMMERMAN et al., 2006).
- PRRSV
Der kulturelle Nachweis von PRRSV EU-Genotyp erfolgt bevorzugt auf Alveolarmakrophagen, während der US-Genotyp üblicherweise auf permanenten Zellinien (MA-104, MARC-145) vermehrt wird (ZIMMERMAN et al., 2006). Die Viruskultur des PRRSV hat für die Routinediagnostik wegen des hohen Aufwandes allerdings kaum Bedeutung. Die RT (reverse transcriptase) -PCR hat dagegen in den vergangenen Jahren breite Anwendung gefunden. Der Nachweis erregerspezifischer Genomfragmente kann mittels one-step RT-PCR (s. u.a. MARDASSI et al., 1994;
VAN WOENSEL et al., 1994; EGLI et al., 2001), nested RT-PCR (s. u.a. SHIN et al., 1998; GUARINO et al., 1999), real-time RT-PCR (CHUNG et al., 2005;
KLEIBOEKER et al., 2005) oder multiplex RT-PCR (HARDER und HUEBERT, 2004) durchgeführt werden. Die analytische Sensitivität der genannten PCR Verfahren wird mit 4 bis 6 log10 für die RT-PCR (SHIN et al., 1998; EGLI et al., 2001) und 5 bis 10 log10 für die real-time RT-PCR (CHUNG et al., 2005; KLEIBOEKER et al., 2005) angegeben. Die multiplex RT-PCR wird aufgrund der geringeren Sensitivität vorrangig als screening in klinisch auffälligen Herden eingesetzt und sollte nicht in Beständen verwendet werden, in denen die Bestätigung der Freiheit von PRRSV das Ziel der Untersuchung ist. Die auffallend hohe Mutationsrate des PRRSV bedingt eine hohe Sequenzvariation (HANADA et al., 2005; INDIK et al. 2005) und damit die Notwendigkeit, die primer ständig auf ihre Spezifität gegenüber den aktuell zirkulierenden Feldvirusstämmen zu prüfen (CHRISTOPHER-HENNINGS et al.,
2003). Bei der Interpretation von PCR-Ergebnissen verschiedener Labore ist zu berücksichtigen, dass sich die PCR-Protokolle teils deutlich unterscheiden und auch die Verwendung unterschiedlicher primer zu abweichenden Ergebnissen führen kann (TRUYEN et al., 2006). Untersuchungen mittels PCR auf PRRSV werden bevorzugt an Lungengewebe, bronchioalveolärer Lavageflüssigkeit, Lymphknoten, Tonsillengewebe und Serum durchgeführt. Der Nachweis erregerspezifischer Genomfragmente ist im Serum infizierter Tiere im Stadium der Virämie ab etwa 24 h post infectionem (p.i.) zu erwarten (REICKS et al., 2006). Die Dauer der Virämie wird vom Alter und Immunstatus der Tiere bestimmt. Nach Erstinfektion von Ferkeln kann die Virämie 3 - 4 Wochen, bei intrauterin infizierten Ferkeln sogar bis zu 10 Wochen andauern. Bei adulten Schweinen dauert die Virämie nach der Erstinfektion häufig nur 2 Wochen (BENFIELD et al., 1997). In Lymphknoten, in denen das Virus persistiert, ist ein Nachweis bis zu 8,5 Monate möglich (WILLS et al., 2003).
Serologische Untersuchungen zum Nachweis von Antikörpern gegen das PRRSV werden in vielen Laboren mit dem HerdChek 2XR®-ELISA (Idexx, Westbrook, MN, USA) durchgeführt (CORNAGLIA et al., 2004). Der Test weist Antikörper (IgG) sowohl gegen den EU-Genotyp als auch den US-Genotyp nach, wobei eine Genotypdifferenzierung nicht ermöglicht ist (NELSON et al., 1994). Eine Infektion mit dem US-Genotyp wird bereits ab 9 Tagen p.i. angezeigt, während die Reaktion auf eine Infektion mit dem EU-Genotyp ab etwa 15 Tagen p.i. nachweisbar ist (SEUBERLICH et al., 2002). Die Antikörperkonzentrationen, die mittels ELISA nachgewiesen werden, erreichen etwa 4 Wochen p.i. ihren Höhepunkt und fallen in der Regel innerhalb von 10 Monaten unter die Nachweisgrenze (NELSON et al., 1994). Es gibt aber auch Tiere die schon 4 bis 6 Monate p.i. im ELISA negativ reagieren (YOON et al., 1995). Die mehrfache Exposition durch einen homologen (identischen) Erregerstamm führt – anders als bei sonstigen Infektionen – häufig nicht zu einem erneuten Anstieg der vom Test detektierten Antikörperfraktion, so dass die Tiere im ELISA negativ bleiben (McCAW, 2003; McCAW et al., 2004).
Maternale Antikörper gegen das PRRSV sind mittels ELISA etwa 4 bis 8 Wochen post natum nachweisbar (ALBINA et al., 1994; NODELIJK et al., 1996). Die serologische Reaktion auf die Impfung mit einem attenuierten Impfstoff sowie die Infektion mit vaccine-like Isolaten führt, wie die Infektion mit dem Wildtyp zu einem ausgeprägten Anstieg der Antikörperkonzentration, der ebenfalls innerhalb von 10 bis 14 Tagen p.i. nachweisbar ist (MENGELING, 2005; LILLIE et al., 2006). Die
Interpretation einer Seroreaktion als Beweis für eine Infektion setzt daher voraus, dass eine vorhergehende Impfung oder die freie Zirkulation von vaccine-like Isolaten (BØTNER et al., 1997) ausgeschlossen wurde. Der Nachweis neutralisierender Antikörper, der in Deutschland erst seit kurzem für die Routinediagnostik angeboten wird (BÖTTCHER et al., 2006), ist mit 3 - 4 Wochen p.i. erst spät möglich (YOON et al., 1994; MEIER et al., 2003) und daher kaum für Untersuchungen zur Bewertung einer Erregerübertragung zwischen Herden geeignet.
Alle bislang verfügbaren Testverfahren zum Nachweis von PRRSV sind ausschließlich geeignet, den Infektionsstatus einer Herde zu bestimmen; der Infektionsstatus von Einzeltieren kann mit keinem Test ausreichend sicher festgestellt werden (BATISTA et al., 2004; DEE, 2004; MATEU et al., 2006).
- Influenzavirus A
Influenza wird bei Schwein in Europa hauptsächlich durch die Subtypen H1N1, H1N2 und H3N2 hervorgerufen (EASTERDAY, 1972; CASTRUCCI et al., 1993; OLSEN et al., 2000; CHOI et al., 2002b). Die Viruskultur in embryonierten Hühnereiern ist der gold standard für den direkten Nachweis von Influenzavirus A; eine Sensitivität von 100% wird aber auch mit dieser Methode nicht erreicht (SWENSON et al., 2001).
Für den Nachweis von Influenzavirus A sind inzwischen verschiedene PCR- Verfahren etabliert, zu denen eine one-step RT-PCR gehört, mit der Genomfragmente detektiert werden, die spezifisch für das Haemagglutinin (H) 1 sind (SCHOOR et al., 1994). Mit der Entwicklung von zwei, für die Haemagglutinine 1 und 3 sowie die Neuraminidasen (N) 1 und 2 spezifischen multiplex RT-PCR wurde die Differenzierung der Subtypen H1N1, H1N2 und H3N2 möglich (CHOI et al., 2002a).
Im Rahmen der Validierung der multiplex RT-PCR konnte eine vollständige Übereinstimmung mit der parallel durchgeführten Virusisolation erreicht werden. Die analytische Sensitivität wird mit 5 log10 angegeben (CHOI et al., 2002b).
Darüberhinaus sind real-time RT-PCR Protokolle für die Detektion matrixspezifischer Genomfragmente beschrieben (RICHT et al., 2004; LANDOLT et al. 2005). Die Sensitivität wird mit 0,94, die Spezifität mit 0,85 (RICHT et al., 2004) resp. 0,88 bis 1,0 (LANDOLT et al., 2005) angeben. Neben der Detektion matrixspezifischer Genomfragmente ist auch die Verwendung von H- und N-spezifischen primern für die Subtypdifferenzierung mittels real-time RT-PCR beschrieben (RICHT et al., 2004).
Für die Routinediagnostik mittels PCR sind grundsätzlich Nasentupfer, Lungengewebe und bronchioalveoläre Lavageflüssigkeit geeignet. Probleme ergeben sich dabei aus der, im Vergleich mit PRRSV- oder PCV2-Infektionen meist nur kurz andauernden Virusausscheidung, die den Zeitraum für eine erfolgreiche Probenentnahme stark einengt. Die Virusausscheidung erreicht etwa 48 h p.i. den Höhepunkt und geht innerhalb von 8 Tagen deutlich zurück (BROWN et. al., 1993;
CHOI et al., 2004).
Für den serologischen Nachweis von Antikörpern gegen Influenzavirus A wird der aufwendige Haemagglutinationshemmungstest (HAHT) zunehmend durch ELISA Verfahren ersetzt. In der Routinediagnostik finden der Idexx HerdChek® H1N1 ELISA und der erst kürzlich zugelassene Idexx HerdChek® H3N2 ELISA breite Anwendung (FLECK et al., 2006). ELISA-Tests für den routinemäßigen Nachweis von Antikörpern gegen den Subtyp H1N2 sind bisher nicht verfügbar. Vergleichende Untersuchungen haben gezeigt, dass die Spezifität der ELISA weitgehend der des HAHT entspricht, dessen Sensitivität aber nicht erreicht (YOON et al., 2004). Der Nachweis von Antikörpern mittels HAHT ist bereits 7 Tage p.i. zuverlässig möglich, während der ELISA die Seren zu diesem Zeitpunkt noch vollständig als negativ bewertet. Positiv eingestufte Reaktionen sind erst ab 14 Tage p.i. bei 75 % der Seren und 28 Tage p.i. bei allen Seren nachweisbar. Der frühe Nachweis einer Infektion im HAHT beruht sehr wahrscheinlich auf der Detektion von IgM und IgG während der ELISA ausschließlich IgG Antikörper bindet (YOON et al., 2004). Bei der Interpretation serologischer Befunde von Schweinen bis zu einem Alter von 3 bis 4 Monaten ist zu beachten, dass die Reaktion auf eine Influenzavirus-A-Infektion bei Tieren, die noch über maternale Antikörper verfügen, weniger deutlich ausgeprägt ist (EASTERDAY, 1971; RENSHAW, 1975; LOEFFEN et al., 2003; KITIKOON et al., 2006). Darüberhinaus ist zu bedenken, dass serologische Reaktionen auf eine Impfung gegen Influenza nicht von einer Reaktion auf eine Infektion zu unterscheiden sind.
- PCV2
Zum Nachweis des PCV 2 werden im Rahmen der Diagnostik des postweaning multisystemic wasting syndrome (PMWS) üblicherweise Untersuchungen mittels in- situ Hybridisierung (CHOI und CHAE, 1999; ROSELL et al., 1999) oder Immunhistochemie (McNEILLY et al., 1999, ROSELL et al., 1999) durchgeführt.
Beide Methoden haben zum Ziel, den Erreger im direkten Zusammenhang mit typischen pathologischen Veränderungen darzustellen (ROSELL et al., 1999; ALLAN et al., 2000; SEGALES et al., 2005). In Deutschland werden beide Verfahren allerdings kaum für die Routinediagnostik angeboten, so dass in der Mehrzahl der Fälle ausschließlich ein Erregernachweis mittels PCR durchgeführt wird (GROSSE BEILAGE und BRAKMANN, 2004). Wegen des ubiquitären Vorkommens von PCV2 darf die Feststellung der Infektion nicht als Nachweis von PMWS interpretiert werden.
Für den PCV2-Nachweis sind verschiedene one-step, nested und real-time PCR beschrieben (LAROCHELLE et al., 1999; CHOI et al., 2000; FENAUX et al., 2000;
HAMEL et al., 2000; KIM et al., 2001; QUINTANA et al., 2001; OLVERA et al., 2004;
CHUNG et al., 2005). Die analytische Sensitivität wird mit 1 log10 bis 4-6 log10
angegeben (SHIN et al., 1998; LIU et al., 2000; EGLI et al., 2001; CHUNG et al., 2005). PCV2 wird mit den Sekreten des Respirationstraktes sowie über Harn und Kot ausgeschieden, so dass von lebenden Schweinen Nasentupfer, Tonsillenbioptate, bronchiolaveoläre Lavageflüssigkeit sowie Serum während der Virämie und von verendeten Schweinen Lymph- oder Lungengewebe als Material für die Routinediagnostik geeignet sind (KRAKOWKA et al., 2000; MAGAR et al., 2000;
BOLIN et al., 2001; HARMS et al., 2001; REYNAUD et al., 2001; CALSAMIGLIA et al., 2004; SEGALES et al., 2005). Experimentelle Untersuchungen zur Ausscheidungsdynamik haben gezeigt, dass mittels PCR ein Erregernachweis aus Tonsillen- und Nasentupfern sowie Kot ab 24 h p.i. möglich ist (SHIBATA et al., 2003; CAPRIOLI et al., 2006). Der Nachweis im Serum ist intermittierend ab etwa 4 bis 5 Tagen p.i. (LAROCHELLE et al., 2000) über einen Zeitraum von 6 bis 10 Wochen, in einigen Fällen aber auch über 6 Monate möglich (BOLIN et al., 2001;
MOALIC et al., 2001; LAROCHELLE et al., 2003; SHIBATA et al., 2003;
OPRIESSNIG et al., 2004; McINTOSH et al., 2006).
Die Untersuchung von Serum auf Antikörper gegen PCV2 kann grundsätzlich mittels immunoperoxidase monolayer assay (IPMA) als auch mit ELISA Verfahren durchgeführt werden (RODRIGUEZ-ARRIOJA et al., 2000; SALA et al., 2000;
WALKER et al., 2000; NAWAGITGUL et al., 2002; BLANCHARD et al., 2003). Für die ELISA-Tests wird in der Regel ein von ORF2 kodiertes Kapselprotein als Antigen verwendet; die Sensitivität und Spezifität wird mit 0,98 resp. 0,95 angeben (BLANCHARD et al., 2003). Der Zeitraum zwischen der Infektion und dem Nachweis
einer Serokonversion liegt bei etwa 2 bis 3 Wochen (BOLIN et al., 2001;
NAWAGITGUL et al., 2002; BLANCHARD et al., 2003; OPRIESSNIG et al., 2004).
- M. hyopneumoniae
Der kulturelle Nachweis von M. hyopneumoniae ist extrem schwierig (THACKER, 2006) und daher weltweit wenigen Untersuchungseinrichtungen vorbehalten.
Darüber hinaus erfordert ein kultureller Nachweis wenigstens 103 bis 106 Keime/ml Probenmaterial (DOSTER et al., 1985) und ist damit wenig sensitiv (CALSAMIGLIA et al., 1999).
Für den Nachweis erregerspezifischer Genomfragmente sind verschiedene one-step (BAUMEISTER et al., 1998), nested (STÄRK et al., 1998; CALSAMIGLIA et al., 1999; VERDIN et al., 2000; KURTH et al., 2002), real-time (DUBOSSON et al., 2004) und multiplex RT-PCR (HARDER und HUEBERT, 2004) beschreiben. Auch wenn die Validierung verschiedener PCR-Protokolle grundsätzlich gezeigt hat, dass die PCR ein sehr spezifisches Verfahren zum Nachweis von M. hyopneumoniae ist, ergeben sich Fragen, in welchem Maße unterschiedliche Feldisolate zuverlässig erkannt werden. Die verschiedenen PCR-Verfahren verwenden primer, die Regionen des Genoms repräsentieren, deren Stabilität derzeit nicht einzuschätzen ist (SULLIVAN et al., 2006). Außerdem ist die genetische Variabilität von M.-hyopneumoniae- Feldisolaten bisher kaum untersucht (VICCA et al., 2003; STRAIT et al., 2004).
Zweifel an der Eignung einzelner PCR-Protokolle alle Feldisolate sicher zu erkennen, ergeben sich aus vergleichenden Untersuchungen (DUBOSSON et al., 2004). Bei einer älteren PCR (BAUMEISTER et al., 1998) hat der Vergleich der Primersequenzen mit aktuell publizierten Sequenzen aus dem Schweinegenom (Genebank BP 161692) den Verdacht ergeben, dass die PCR nicht nur M.
hyopneumoniae, sondern auch Schweinegenom detektiert (NATHUES, pers.
Mitteilung 12.10.2005).
Die Eignung der verschiedenen Probenmaterialien, an denen eine Untersuchung mittels PCR grundsätzlich möglich ist (Lungengewebe, bronchiolaveoläre Lavageflüssigkeit, Bronchus-, Tonsillen- und Nasentupfer) wird kontrovers diskutiert.
Lungengewebe hat sich in verschiedenen Untersuchungen übereinstimmend als sehr gut geeignet für den Nachweis von M. hyopneumoniae aus pneumonisch veränderten Lokalisationen erwiesen. Frühe Stadien der Infektion sind aber möglicherweise besser an bronchioalveolären Lavageproben zu erkennen
(NATHUES et al., 2006). Im Gegensatz zu diesen Materialien haben Nasentupfer den Vorteil einer schnellen und einfachen Entnahme. Da M. hyopneumoniae die Nasenschleimhaut üblicherweise nicht besiedelt, reduziert sich die Chance eines Erregernachweises (CALSAMIGLIA et al., 1999; KURTH et al., 2002). Nasentupfer können unter Feldbedingungen für die Überwachung des Infektionsstatus von Herden verwendet werden, sind aber nicht das geeignete Material, den Infektionsstatus von Einzeltieren zu untersuchen (OTAGIRI et al., 2005).
Für den Nachweis von Antikörpern gegen M. hyopneumoniae wurden in der Routinediagnostik in Deutschland in den letzten Jahren vorrangig drei Tests eingesetzt, ein inzwischen nicht mehr verfügbarer indirekter Tween-20 ELISA (Chekit-Hyoptest®, Bommeli, Liebefeld, Schweiz) sowie ein indirekter ELISA (HerdChek® M. hyopneumoniae, Idexx) und ein blocking-ELISA (Dako M.
hyopneumoniae ELISA kit, DAKO A/S, Glostrup, Denmark). Die Spezifität der indirekten ELISA wurde mehrfach kontrovers diskutiert (ABIVEN et al., 1990;
BEREITER et al., 1990; STRASSER et al., 1992; WALLGREEN et al., 1996;
CHITTICK et al., 2002; AMERI-MAHABADI et. al., 2005). Vergleichende aktuelle Untersuchungen an Schweinen, die experimentell mit M. hyopneumoniae, M.
flocculare, M. hyorhinis oder M. hyosynoviae infiziert waren, haben aber ergeben, dass beide indirekten ELISA eine Spezifität von 1,0 für die Erkennung von Antikörpern gegen M. hyopneumoniae haben (STRAIT und THACKER, 2006).
Hinsichtlich ihrer Sensitivität sind alle ELISA Tests mit dem Problem behaftet, dass sie Antikörperreaktionen in einer sehr weiten Zeitspanne von etwa 2 bis 8 Wochen p.i. anzeigen (NICOLET et al., 1990; KOBISCH et al., 1993; MORRIS et al., 1995;
GROSSE BEILAGE et al. 2005). Bei serologischen Verlaufsuntersuchungen an experimentell infizierten Schweinen konnten mit indirekten ELISA bis 14 Tage p.i.
keine Antikörper festgestellt werden; erst 21 Tage p.i. erkannte der Tween-20 ELISA 48% der Schweine und der HerdChek® M. hyopneumoniae 61% der Schweine als infiziert (STRAIT und THACKER, 2006). Umfangreiche Untersuchungen an 200 mittels Aerosolen infizierter Schweine haben gezeigt, dass mit dem blocking-ELISA die ersten infizierten Tiere bereits 8 Tage p.i. detektiert werden können. Die letzten Serokonversionen wurden 46 Tage p.i. festgestellt, während der mittlere Zeitpunkt für den Nachweis der Serokonversion bei 22 Tagen lag (SØRENSEN et al., 1994;
SØRENSEN et al., 1997). Andere vergleichende Untersuchungen (ERLANDSON et al., 2002; AMERI-MAHABADI et al., 2005) haben gezeigt, dass der blocking-ELISA
besonders während früher Infektionsphasen über eine bessere Sensitivität verfügt.
Die indirekten ELISA sind dagegen besser geeignet, Impfantikörper zu detektieren (CHITTICK et al., 2002). Die Sensitivität der Tests variiert in Abhängigkeit vom Stadium der Infektion so deutlich, dass die Interpretation negativer Ergebnisse erheblich erschwert ist (STRAIT und THACKER, 2005; SULLIVAN et al., 2006).
Positive Ergebnisse können sowohl auf einer Infektion, als auch auf dem Nachweis von Impf- oder maternal übertragenen Antikörpern beruhen (GROSSE BEILAGE et al., 2005; SULLIVAN et al., 2006). Ein Nachweis maternaler Antikörper ist mittels ELISA etwa bis zur 8. Lebenswoche möglich (CLARK et al. 1991; YAGIHASHI et al.
1993)
A. pleuropneumoniae
Die A.-pleuropneumoniae-Infektion ist in der Schweinepopulation endemisch (POPPE, 1997; MAES et al., 2002). Gemessen an der mittleren Seroprävalenz von etwa 55 %, erkrankt aber nur ein geringer Anteil der Schweine an der Aktinobazillus- Pleuropneumonie (APP), so dass bei der Befundinterpretation zwischen dem Nachweis der Infektion und der Feststellung der Erkrankung zu differenzieren ist (VELTHUES et al., 2002; VIGRE et al., 2002; GOTTSCHALK et al., 2003).
Der direkte Nachweis von A. pleuropneumoniae erfolgt in der Routinediagnostik üblicherweise mittels kultureller Standardverfahren; die anschließende Serotypdifferenzierung kann mittels Komplementbindungsreaktion (KBR) durchgeführt werden (QUINN et al., 1994; GOTTSCHALK und TAYLOR, 2006). Der kulturelle Nachweis ist, entsprechend der teilweise nur wenige Stunden dauernden Inkubationszeit (GOTTSCHALK und TAYLOR, 2006), bei perakutem Krankheitsverlauf schon innerhalb von 24 h p.i. möglich (LIGGETT et al., 1987;
JACOBSEN et al., 1996; JOBERT et al., 2000; VELTHUIS et al., 2003). Als Untersuchungsmaterial sind besonderes typisch verändertes Lungengewebe und Tonsillen geeignet (JOBERT et al., 2000).
Seit einigen Jahren erfolgt die Routinediagnostik von A. pleuropneumonie zunehmend mittels PCR-Verfahren, deren Sensitivität der Kultur mit bis zu dreifach höheren Nachweisraten deutlich überlegen ist (SAVOYE et al., 2000). Neben one- step sind nested-PCR-Protokolle validiert, die allerdings beide nur eine Speziesidentifikation ermöglichen (SIROIS et al., 1991; GRAM et al., 1998; LO et al., 1998; HERNANZ MORAL et al., 1999; SAVOYE et al., 2000; CHIERS et al., 2001;
SCHALLER et al., 2001). Eine Serotypdifferenzierung ist mittels multiplex PCR möglich, bei der Genomabschnitte amplifiziert werden, die für die verschiedenen Apx-Toxine kodieren (STHITMATEE et al., 2003; RAYAMAJHI et al., 2005).
Vergleichende Untersuchungen mit verschiedenen PCR-Protokollen haben gezeigt, dass mit einigen PCR nicht nur Genomfragmente von A. pleuropneumoniae, sondern auch von A. lignieresii und A. equuli amplifiziert werden (FITTIPALDI et al., 2003).
Die analytische Sensitivität der verschiedenen PCR-Protokolle war bei direkter Verwendung von Tonsillen mit 2 - 9 log10 sehr variabel, aber der Standardkultur überlegen (FITTIPALDI et al., 2003).
Für den Nachweis von A. pleuropneumoniae mittels PCR sind die gleichen Materialien wie für die Kultur, also besonders Tonsillenbioptate und Lungengewebe geeignet, während die Nachweisraten aus bronchiolaveolärer Lavageflüssigkeit und Nasentupfern merklich geringer sind (GRAM et al., 2000; SAVOYE et al., 2000;
CHIERS et al., 2001). Die Nachweisrate ist bei Verwendung der gesamten Tonsille dem Tonsillenbioptat überlegen (FITTIPALDI et al., 2003).
Der Nachweis von Antikörpern gegen Lipopolysaccharide (LPS) oder outer membrane protein (OMP) von A. pleuropneumoniae erfolgt inzwischen weitgehend mittels serotypspezifischer, indirekter oder blocking-ELISA-Verfahren (NIELSEN et al., 1991; NIELSEN, 1995; ENØE et al., 2001; KLAUSEN et al., 2001; KLAUSEN et al., 2002; VIGRE et al., 2004). Zum Nachweis von Antikörpern gegen die Serotypen 2, 6 und 12 ist ein Mix-ELISA beschrieben (GRØNDAHL-HANSEN et al., 2003). Die Spezifität und Sensitivität eines polyklonalen blocking-ELISA zum Nachweis von Antikörpern gegen den Serotyp 2 wird mit 1,0 resp. 0,93 angegeben (NIELSEN et al., 1991; ENØE et al., 2001). Für andere ELISA zum Nachweis von Antikörpern gegen die Serotypen 5 resp. 6 sind die Spezifität und Sensitivität mit 1,0 und 0,97 resp. 1,0 und 0,98 angegeben (KLAUSEN et al., 2001; KLAUSEN et al., 2002). Mittels LPS- ELISA (Swinechek®, Vetoquinol Diagnostics) sind Kontaktinfektionen innerhalb von 5 bis 13 Tagen p.i. nachweisbar (SAVOYE et al., 2000), während ein anderer LPS- ELISA eine Serokonversion frühestens 9 Tage p.i. detektierte (KLAUSEN et al., 2002). In Untersuchungen an Tiergruppen war eine Serokonversion mittels LPS- ELISA zwischen 2 und 4 Wochen p.i. nachweisbar (VIGRE et al., 2002).
Die diagnostischen Einschränkungen, die sich aus der Serotypspezifität der LPS- und OMP-ELISA ergeben, lassen sich teilweise mit der Verwendung von indirekten ELISA zum Nachweis von Antikörpern gegen die Apx-Toxine umgehen (LEINER et
al., 1999; NIELSEN et al., 2000; DREYFUS et al., 2004). Eine Serokonversion ist mittels Apx-ELISA nach experimenteller Infektion innerhalb von 1 bis 3 Wochen nachweisbar (NIELSEN et al., 2000). Die Spezifität der ELISA zum Nachweis von Antikörpern gegen Apx I bis III ist aber durch Kreuzreaktionen mit den von A. rossii und A. suis gebildeten Apx-Toxinen eingeschränkt (SCHALLER et al., 2000;
GOTTSCHALK et al., 2003; DREYFUS et al., 2004). Apx-IV wird dagegen ausschließlich von A. pleuropneumoniae gebildet (FREY und KUHNERT, 2002), so dass die Spezifität des von Dreyfus et al. (2004) beschriebenen indirekten Apx-IV- ELISA 1,0 und die Sensitivität 0,94 erreicht. Der Apx-IV-ELISA detektiert Antikörper gegen A. pleuropneumoniae ab etwa 3 Wochen p.i. (DREYFUS et al., 2004) bis 120 Tage p.i. (SCHALLER et al., 1999). Eine Differenzierung serologischer Reaktionen gegen eine Infektion resp. Impfung scheint möglich, wenn eine Subunit-Vakzine (Porcilis® APP, Intervet, Boxmeer, Niederlande) verwendet wird, die keine Antikörper gegen Apx-IV Toxine induziert. Der Nachweis von Apx-IV Antikörpern wird daher als Wildtyp-Infektion interpretiert (RIDREMONT et al., 2006). Bei Verwendung von Ganzzell-Vakzinen ist eine Differenzierung dagegen nicht möglich.
Übertragung durch Tierkontakte
- PRRSV
Der Erreger ist weitgehend speziesspezifisch und wird hauptsächlich mit dem Handel infizierter, klinisch unauffälliger Schweine verbreitet (GROSSE BEILAGE et al., 1991;
GEUE, 1995; LE POTIER et al., 1997; GOLDBERG, 2000). Die Übertragung erfolgt mit Sekreten des Respirationstraktes sowie über Speichel, Harn, Milch, Sperma und Kot (YOON et al., 1993; ROSSOW et al., 1994; CHRISTOPHER HENNINGS et al., 1995; WILLS et al., 1997; WAGSTROM et al., 2001). Die oronasale PRRSV-Infektion führt innerhalb von 12 Stunden zu einer Virämie und dem Erregernachweis in Makrophagen der Nasenschleimhaut, Lunge und Tonsillen (ROSSOW et al., 1995;
ROSSOW et al., 1996). Der Zeitpunkt der frühesten beschriebenen Erregerausscheidung lässt sich anhand von Untersuchungen zur Ausscheidung in Aerosolen der Atemluft auf 2 Tage p.i. festlegen (CHO et al., 2006). Andere Untersuchungen (ALBINA et al., 1994) legen aber den Verdacht nahe, dass eine Erregerausscheidung schon früher stattfindet. Untersuchungen verdächtiger
Schweine sollten daher sofort bei Ankunft eingeleitet werden. Im Anschluss an die akute Phase der Infektion kann der Erreger über einen Zeitraum von mehreren Monaten im Tier persistieren; mittels PCR war ein Nachweis bis zu 251 Tage p.i. aus Tonsillengewebe möglich (WILLS et al., 2003). Eine Erregerübertragung durch Tierkontakte ist bis zu 86 resp. 99 Tage p.i. nachgewiesen (ZIMMERMAN et al., 1992; BIERK et al., 2001), während 120, 135 und 150 Tage p.i. keine Übertragung stattfand (FANO et al., 2004). Eine, in der Regel intermittierende, Ausscheidung mit Harn ist über 14 Tage, mit Speichel bis zu 42 Tage (WILLS et al., 1997) und mit Sperma bis zu 92 Tage festgestellt (CHRISTOPHER-HENNINGS et al., 1995).
Untersuchungen zur Erregerausscheidung mit dem Kot ergaben keine einheitlichen Resultate; in einer Untersuchung war die Ausscheidung bis zu 35 Tage p.i.
nachweisbar (YOON et al., 1993).
- Influenzavirus A
Das Influenzavirus A wird zwischen Schweineherden hauptsächlich durch infizierte, klinisch unauffällige Schweine übertragen (CALLEBAUT et al., 1986; VAN REETH und PENSAERT, 1994; BROWN, 2000; OLSON et al. 2006). Die Subtypen H1N1 und H3N2 sind in der Schweinepopulation weltweit endemisch (BROWN, 2000). Die Erregerausscheidung, die ausschließlich über Sekrete des Respirationstraktes erfolgt, kann ab 24 h bis etwa 28 Tage p.i. zu einer Übertragung der Infektion auf andere Schweine führen (CHOI et al., 2004). In der Mehrzahl der Fälle erreicht die Erregerausscheidung aber innerhalb von 2 bis 5 Tagen p.i. den Höhepunkt und dauert etwa 6 bis 10 Tage p.i. an (LEE et al., 1993; CHOI et al., 2004; YAZAWA et al., 2004; VINCENT et al., 2006). In einer älteren Studie (BLAŠKOVIC et al., 1970) wird von einer diskontinuierlichen, mehrmonatigen Erregerausscheidung als mögliche Ursache für die andauernde Erregerzirkulation in Schweineherden berichtet. Nach anderen Untersuchungen ist aber eher anzunehmen, dass die Erregerzirkulation in größeren Herden durch die kurz andauernde Infektion jeweils empfänglicher Tiere unterhalten wird (NAKAMURA et al., 1972; BROWN, 2000;
OLSON et al. 2006).
- PCV2
Die vorrangige Verbreitung von PCV2 durch Tierkontakte lässt sich aufgrund der lang andauernden Erregerpersistenz und -ausscheidung bei Einzeltieren, der
Erregerausscheidung mit allen Sekreten und Exkreten und dem endemischen Vorkommen in der Schweinepopulation (BOLIN et al., 2001; SEGALES und DOMINGO, 2002; SEGALES et al., 2005) als sicher annehmen. Die Übertragung durch Tierkontakte konnte in einer experimentellen Studie auch 6 Wochen p.i. noch nachgewiesen werden (BOLIN et al., 2001).
- M. hyopneumoniae
M. hyopneumoniae ist ein speziesspezifischer Erreger, der ausschließlich Schweine infiziert. Der Handel mit infizierten, aber klinisch unauffälligen Schweinen konnte in verschiedenen Untersuchungen mit 53 resp. 69 % als Hauptursache für die Reinfektion M.-hyopneumoniae-freier Herden identifiziert werden (MASSEREY- WULLSCHLÄGER und MAURER, 1998; HEGE et al., 2002). M. hyopneumoniae wird hauptsächlich durch direkte Kontakte mit Sekreten des Respirationstraktes infizierter Schweine übertragen (THACKER, 2006). Auch wenn die Ausbreitung von M.
hyopneumoniae vorrangig bei jungen Schweinen im Alter von etwa 6 bis 20 Wochen stattfindet, scheinen Schweine aller Altersgruppen gleichermaßen für eine Infektion empfänglich zu sein (KOBISCH, 2000).
Untersuchungen zur Ausbreitung von M. hyopneumoniae haben gezeigt, dass der Beginn der Erregerausscheidung und -übertragung offensichtlich sehr variabel ist (TORREMORELL et al., 2000). Gezielte Untersuchungen zur Feststellung des frühesten Zeitpunktes, an dem nach natürlicher Infektion eine Erregerausscheidung möglich ist, liegen bislang nicht vor. Bei Untersuchungen an intratracheal infizierten, fünf Wochen alten Schweinen konnte eine Erregerausscheidung mittels nested PCR aus Nasentupfern ab 11 Tage p.i. nachgewiesen werden (PIETERS und PIJOAN, 2006). Da die intratracheale Infektion einerseits nicht dem natürlichen Infektionsweg entspricht und andererseits nicht geprüft wurde, ob infektionsfähige Erreger ausgeschieden wurden, lässt sich der Befund hinsichtlich des Risikos einer frühen Erregerübertragung nicht abschließend bewerten. Nach Erregerübertragung per Kontaktinfektion war eine Ausscheidung von M. hyopneumoniae mittels nested PCR erstmalig nach 28 Tagen nachweisbar (FANO et al., 2005a). Im weiteren Verlauf der Infektion ist M. hyopneumoniae mittels PCR in Nasentupfern nur diskontinuierlich nachweisbar (CALSAMIGLIA et al., 1999; DONE, 2002; OTAGIRI et al., 2005;
PIETERS und PIJOAN, 2006). Die Dauer der Infektion ist bisher nicht abschließend geklärt (DESROSIERS, 2001). Neuere Untersuchungen (FANO et al., 2005a) haben
gezeigt, dass M. hyopneumoniae in Bronchustupfern mittels nested PCR bis 185 Tage p.i. nachweisbar ist. Der Befund darf aber nicht als Nachweis einer Ausscheidung von infektionsfähigen Erregern interpretiert werden. Auch in älteren Untersuchungen gab der kulturelle Erregernachweis aus Lungengewebe 85 Tage p.i.
(SØRENSEN et al., 1997) resp. der Nachweis mittels Immunfluoreszenztest 119 Tage p.i. (KOBISCH et al., 1993) Hinweise auf eine lang andauernde Erregerpersistenz. Die lang andauernde Ausscheidung von infektionsfähigen M.
hyopneumoniae konnte an Jungsauen demonstriert werden, die sich nach einer Kontaktexposition an Sauen infizierten, die bereits 80 Tage zuvor experimentell infiziert worden waren (PIETERS et al., 2006). Hinweise auf eine lang andauernde Erregerausscheidung ergeben sich m.E. auch aus dem Nachweis (nested PCR) von M. hyopneumoniae aus Nasentupfern von Sauen verschiedener Altersstufen (CALSAMIGLIA et al., 2000).
Die Ausbreitung von M. hyopneumoniae in Tiergruppen erfolgt in der Regel recht langsam (KOBISCH, 2000). Die Übertragungsrate nach Infektion mit wenig resp.
hochvirulenten Stämmen lag bei 0,85 resp. 1,47; d.h. während eines fünfwöchigen Untersuchungszeitraumes wurde die Infektion im Mittel auf ein weiteres Schwein in derselben Bucht übertragen (MEYNS et al., 2004). Die Übertragungsrate wird neben der Virulenz des Erregers auch von der Kontaktintensität, dem Immunstatus, genetischen Faktoren und von Koinfektionen mit anderen Erregern beeinflusst (SHIBATA et al., 1998; DONE, 2002; RUIZ et al., 2002; VICCA et al., 2003; FANO et al., 2005b).
- A. pleuropneumoniae
A. pleuropneumoniae ist ein weitgehend wirtsspezifischer Erreger, dessen Übertragung hautsächlich durch direkte Tierkontakte resp. Kontakte zu kontaminierten Sekreten des Respirationstraktes erfolgt (NIELSEN et al., 1977). Da die Sekretion hauptsächliche über die Nase erfolgt, wird der Nasenkontakt als wichtigste Infektionsroute angesehen (VELTHUIS et al., 2003). Das Risiko einer Erregerübertragung mittels kontaminierter Aerosole über kurze Distanzen wird unterschiedlich bewertet. KRISTENSEN et al. (2004) konnten nur ein sehr geringes Risiko für eine Aerosolübertragung über eine Distanz von 1 m feststellen, während JOBERT et al. (2000) eine schnelle Übertragung über eine Entfernung von wenigstens 2,5 m nachweisen konnten.
Als Hauptursache für die Erregerübertragung zwischen Herden werden infizierte, aber klinisch unauffällige Schweine angesehen, die den Erreger als sogenannte carrier auf den Tonsillen beherbergen (SIDIBE et al., 1993). Bei Untersuchungen zur Kontaktübertragung des Erregers kam es innerhalb von 2 bis 3 Tagen nach Exposition zu den ersten Todesfällen infolge einer akuten Aktinobazillus- Pleuropneumonie (LECHTENBERG et al., 1994; SAVOYE et al., 2000; FITTIPALDI et al., 2005), was auf die Möglichkeit einer sehr schnellen Erregerübertragung zwischen Tieren schließen lässt. Die Dauer der Erregerpersistenz im Einzeltier ist nicht bekannt (GOTTSCHALK et al., 2003; VELTHUIS et al., 2003). Bei Untersuchungen an Ferkeln konnte eine Erregerpersistenz bis 16 Wochen festgestellt werden; der Erregernachweis auf den Tonsillen von Sauen und Schlachtschweinen begründet aber den Verdacht, dass wesentlich längere Zeiträume möglich sind (NIELSEN, 1975; MØLLER et al., 1993; NIELSEN, 1995;
CHIERS et al., 2002; VIGRE et al., 2002).
Literatur
ABIVEN, P., STRASSER, M., KOBISCH, M., NICOLET, J., (1990): Antibody response of swine experimentally infected with Mycoplasma hyopneumoniae and Mycoplasma flocculare. Zbl. Bakt. Suppl. 20, 817-818.
ALLAN, G.M., ELLIS, J.A., (2000): Porcine circovirus: A review. J. Vet. Diagn. Invest.
12, 3-14.
ALBINA, E., MADEC, F., CARIOLET, R., TORRISON, J., (1994): Immune response and persistence of the porcine reproductive and respiratory syndrome virus in infected pigs and farm units. Vet. Rec. 134, 567-573.
AMERI-MAHABADI, M., ZHOU, E. M., HSU, W. H., (2005): Comparison of two swine Mycoplasma hyopneumoniae enzyme-linked immunosorbent assays for detection of antibodies from vaccinated pigs and field serum samples. J. Vet. Diagn. Invest. 17, 61-64.
BATISTA, L., DEE, S.A., ROSSOW, K.D., POLSON, D.D., XIAO, Z., OLIN, M., MURTAUGH, M.P., MOLITOR, T.W., JOO, H.S., PIJOAN, C., (2004): Detection of porcine reproductive and respiratory syndrome virus in pigs with low positive or negative ELISA s/p ratios. Vet. Rec. 154, 25-26.
BAUMEISTER, A.K., RUNGE, M., GANTER, M., FEENSTRA, A. A., DELBECK, F., KIRCHHOFF, H., (1998): Detection of Mycoplasma hyopneumoniae in bronchioalveolar lavage fluids of pigs by PCR. J. Clin. Microbiol. 36, 1984-1988.
BENFIELD, D.A., CHRISTOPHER-HENNINGS, J., NELSON, E.A., ROWLAND, R.R.R., NELSON, J.K., CHASE, C.C.L., ROSSOW, K.D., COLLINS J.E. (1997):
Persistent fetal infection of porcine reproductive and respiratory syndrome (PRRS) virus. 28th Ann. Meeting Am. Assoc. Swine Vet., Quebec City, 1997, S. 455-458.
BEREITER, M., YOUNG, T.F., JOO H.S., ROSS, R.F., (1990): Evaluation of the ELISA and comparison to the complement fixation test and radial immunodiffusion enzyme assay for detection of antibodies against Mycoplasma hyopneumoniae in swine serum. Vet. Microbiol. 25,177-192.
BIERK, M.D., DEE, S.A., ROSSOW, K.D., OTAKE, S., COLLINS, J.E., MOLITOR, T.W., (2001): Transmission of porcine reproductive and respiratory syndrome virus from persistently infected sows to contact controls. Can. J. Vet. Res. 65, 261-265.
BLANCHARD, P., MAHE, D., CARIOLET, R., TRUONG, C., LE DIMNA, M., ARNAULD, C., ROSE, N., EVENO, E., ALBINA, E., MADEC, F., JESTIN, A., (2003):
An ORF2 protein-based ELISA for circovirus type 2 antibodies in postweaning multisystemic wasting syndrome. Vet. Microbiol. 94, 183-194.
BLASKOVIC, D., JAMRICHOVA, O., RATHOVA, V., KOCISKOVA, D., KAPLAN, M.
M., (1970): Experimental infection of weanling pigs with A/swine influenza virus. Bull.
Wld. Hlth. Org. 42, 767-770.
BOLIN, S.R., STOFFREGEN, W.C., NAYAR, G.P.S., HAMEL, A.L., (2001):
Postweaning multisystemic wasting syndrome induced after experimental inoculation of cesarian-derived, colostrum-deprived piglets with type 2 porcine circovirus. J. Vet.
Invest. 13, 185-194.
BØTNER, A., STRANDBYGAARD, B., SØRENSEN, K.J., HAVE, P., MADSEN, K.G., MADSEN, E.S., ALEXANDERSEN, S., (1997): Appearence of acute PRRS-like symptoms in sow herds after vaccination with modified live PRRS vaccine. Vet. Rec.
141, 497-499.
BÖTTCHER, J., RITZMANN, M., GANGL, A., (2006): Felduntersuchungen mit einem
„Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus“ (PRRSV) Neutralisationstest. Tierärztl. Umsch. 61, 550-559.
BROWN, I.H., (2000): The epidemiology and evolution of influenza viruses in pigs.
Vet. Microbiol. 74, 29-46.
CALLEBAUT, P., PENSAERT, M.B., MIRY, C., HAESEBROUCK, F., VERGOTE, J.
(1986): Prevalence of influenza-, Aujeszky-, transmissible gastroenteritis- and porcine epizootic diarrhea virus infections in feeder pigs. 8th Congr. Int. Pig Vet. Soc., Barcelona, 1986, S. 216.
CALSAMIGLIA, M., PIJOAN, C., TRIGO, A., (1999): Application of a nested polymerase chain reaction assay to detect Mycoplasma hyopneumoniae from nasal swabs. J. Vet. Diagn. Invest. 11, 246-251.
CALSAMIGLIA, M., COLLINS, J. E., PIJOAN C., (2000): Correlation between the presence of enzootic pneumonia lesions and detection of Mycoplasma hyopneumoniae in bronchial swabs by PCR. Vet. Microbiol. 76, 299-303.
CALSAMIGLIA, M., OLVERA, A., SEGALES, J., DOMINGO, M. (2004):
Quantification of pcv2 in different routes of excretion: possible transmission routes and correlation with presence of PMWS characteristic lesions. 18th Congr. Int. Pig Vet. Soc., Hamburg, 2004, Vol. 1, S. 11.
CAPRIOLI, A., MCNEILLY, F., MCNAIR, I., LAGAN-TREGASKIS, P., ELLIS, J., KRAKOWKA, S., MCKILLEN, J., OSTANELLO, F., ALLAN, G., (2006): PCR detection of porcine circovirus type 2 (PCV 2) DNA in blood, tonsillar and faecal swabs from experimentally infected pigs. Res. Vet. Sci. 81, 287-292.
CASTRUCCI, M.R., DONATELLI, I., SIDOLI, L., BARIGAZZI, G., KAWAOKA, Y., WEBSTER, R. G., (1993): Genetic reassortment between avian and human influenza viruses in Italian pigs. Virol. 193, 503-506.
CHIERS, K., VAN OVERBEKE, I., DONNE, E., BAELE, M., DUCATELLE, R., DE BAERE, T., HAESEBROUCK, F., (2001): Detection of Actinobacillus pleuropneumoniae in cultures from nasal and tonsillar swabs of pigs by a PCR assay based on the nucleotide sequence of a dsbE-like gene. Vet. Microbiol. 83, 147-159.
CHIERS, K., DONNE, E., VAN OVERBEKE, I., DUCATELLE, R., HAESEBROUCK, F., (2002): Actinobacillus pleuropneumoniae infections in closed swine herds:
infection patterns and serological profiles. Vet. Microbiol. 85, 343-352.
CHITTICK, W., HOLCK, J. T., POLSON, D. D., LUEHRS, A., MILLER, S. (2002):
Capabilities of two Mycoplasma hyopneumoniae ELISA serologic assays. 17th Congr.
Int. Pig Vet. Soc., Ames, Iowa, 2002, Vol. 1, S. 251.
CHO, J.G., DEE, S.A., (2006): Porcine reproductive and respiratory syndrome virus.
Theriogenol. 66, 655-662.
CHOI, C., CHAE, C., (1999): In-situ hybridization for the detection of porcine circovirus in pigs with postweaning multisystemic wasting syndrome. J. Comp. Path.
121, 265-270.
CHOI, C., CHAE, C., CLARK, E.G., (2000): Porcine postweaning multisystemic wasting syndrome in Korean pigs: detection of porcine circovirus 2 infection by immunohistochemistry and polymerase chain reaction. J. Vet. Invest. Diagn. 12, 151- 153.
CHOI. Y.K., GOYAL, S.M., KANG, S.W., FARNHAM, M.W., JOO, H.S., (2002a):
Detection and subtyping of swine influenza H1N1, H1N2 and H3N2 viruses in clinical samples using two multiplex RT-PCR assays. J. Virol. Meth. 102, 53-59.
CHOI, Y.K., GOYAL, S.M., JOO, H.S., (2002b): Evaluation of a multiplex reverse transcription-polymerase chain reaction assay for subtyping hemagglutinin genes 1 and 3 of swine influenza type A virus in clinical samples. J. Vet. Diagn. Invest. 14, 62- 65.
CHOI, Y.K., GOYAL, S.M., JOO, H.S., (2004): Evaluation of transmission of swine influenza type A subtype H1N2 virus in seropositive pigs. Am. J. Vet. Res. 65, 303- 306.
CHRISTOPHER-HENNINGS, J., NELSON, E.A., HINES, R.J., NELSON, J.K., SWENSON, S.L., ZIMMERMANN, J.J., CHASE, C.C.L., YAEGER, M.J., BENFIELD, D.A., (1995): Persistence of porcine reproductive and respiratory syndrome virus in serum and semen of adult boars. J. Vet. Diag. Invest. 7, 456-464.
CHRISTOPHER-HENNINGS, J. (2003): Update on PRRSV and boars. 34th Ann.
Meeting Am. Assoc. Swine Vet., Orlando, 2003, S. 525-529.
CHUNG, W.B., CHAN, W.H., CHAUNG, H.C., LIEN, Y., WU, C.C., HUANG, Y.L., (2005): Real-time PCR for quantification of porcine reproductive and respiratory syndrome virus and porcine circovirus type 2 in naturally-infected and challenged pigs. J. Virol. Meth. 124, 11-19.
CORNIGLIA, E., KLOPFENSTEIN, C., CAYA, I., FONTAINE, G. (2004): Detection of PRRS by different diagnosis tests in a natural infection. 18th Congr. Int. Pig Vet. Soc., Hamburg, 2004, Vol. 1, S. 140.
DEE, S.A. (1997): Porcine respiratory disease complex: The “18 week wall”. 28th Ann. Meeting Am. Assoc. Swine Vet., Quebec City, 1997, S. 465-466.
DEE, S. (2004): The science of PRRS: What do we really know about its transmission, diagnosis and control? 35th Ann. Meeting Am. Assoc. Swine Vet., Des Moines, 2004, S. 353-357.
DESROSIERS, R., (2001): A review of some aspects of the epidemiology, diagnosis, and control of Mycoplasma hyopneumoniae infections. J. Swine Health Prod. 9, 233- 237.
DONE, S. H., (2002): Porcine respiratory disease complex (PRDC). Pig J. 50, 174- 196.
DOSTER, A.R., LIN, B.C., ERICKSON, E.D. (1985): Use of various laboratory techniques for the diagnosis of mycoplasmal pneumonia in swine. 28th Am. Ass. Vet.
Labor. Diagn., 1985, S. 23-30.
DREYFUS, A., SCHALLER, A.; NIVOLLET, S., SEGERS, R.P.A.M., KOBISCH, M., MIELI, L., SOERENSEN, V., HÜSSY, D., MISEREZ, R., ZIMMERMANN, W., INDERBITZIN, F., FREY, J., (2004): Use of recombinant ApxIV in serodiagnosis of Actinobacillus pleuropneumoniae infections, development and prevalidation of the ApxIV ELISA. Vet. Microbiol. 99, 227-238.
DUBOSSON, C. R., CONZELMANN, C., MISEREZ, R., BOERLIN, P., FREY, J., ZIMMERMANN, W., HÄNI, H., KUHNERT, P., (2004): Development of two real-time PCR assays fort he detection of Mycoplasma hyopneumoniae in clinical samples.
Vet. Microbiol. 102, 55-65.
EASTERDAY, B.C., (1971): Influenza virus infection of the suckling pig. Acta Vet.
Brno. 2, 33-42.
EASTERDAY, B. C., (1972): Immunologic considerations in swine influenza. J. Am.
Vet. Med. Assoc. 160, 645-648.
EGLI, C., THUR, B., LIU, L., HOFMANN, M.A., (2001): Quantitative TaqMan RT-PCR for the detection and differentiation of European and North American strains of porcine reproductive and respiratory syndrome virus. J. Virol. Meth. 98, 63-75.
ENØE, C., ANDERSEN, S., SØRENSEN, V., WILLEBERG, P., (2001): Estimation of sensitivity, specificity and predictive values of two serologic tests for the detection of antibodies against Actinobacillus pleuropneumoniae serotype 2 in the absence of a reference test (gold standard). Prev. Vet. Med. 51, 227-243.
ERLANDSON, K., THACKER, B., WEGNER, M., EVANS, R., THACKER, E. (2002):
Evaluation of three serum antibody ELISA tests for Mycoplasma hyopneumoniae.
17th Congr. Int. Pig Vet. Soc., Ames, Iowa, 2002, Vol. 2, S. 74.
FANO, E., PIJOAN, C., DEE, S. (2004): PRRSV persistence in both directly challenged and contact-control pigs. 18th Congr. Int. Pig Vet. Soc., Hamburg, 2004, Vol. 1, S. 54.
FANO, E., PIJOAN, C., DEE, S., (2005a): Dynamics and persistence of Mycoplasma hyopneumoniae infection in pigs. Can. J. Vet. Res. 69, 223-228.
FANO, E., PIJOAN, C., DEE, S., (2005b): Evaluation of the aerosol transmission of a mixed infection of Mycoplasma hyopneumoniae and porcine reproductive and respiratory syndrome virus. Vet. Rec. 157, 105-108.
FENAUX, M., HALBUR, P.G., GILL, M., TOTH, T.E., MENG, X.J., (2000): Genetic characterisation of type 2 porcine circovirus (PCV 2) from pigs with postweaning multisystemic wasting syndrome in different geographic regions of North America and development of a differential PCR-restriction fragment length polymorphism assay to detect and differentiate between infections with PCV-1 and PCV-2. J. Clin.
Microbiol. 38, 2494-2503.
FITTIPALDI, N., BROES, A., HAREL, J., KOBISCH, M., GOTTSCHALK, M., (2003):
Evaluation and field validation of PCR tests for detection of Actinobacillus pleuropneumoniae in subclinically infected pigs. J. Clin. Microbiol. 41, 5085-5093.
FITTIPALDI, N., KLOPFENSTEIN, C., GOTTSCHALK, M., BROES, A., PARADIS, M.A., DICK, C.P., (2005): Assessment of the efficacy of tilmicosin phosphate to eliminate Actinobacillus pleuropneumoniae from carrier pigs. Can. J. Vet. Res. 69, 146-150.
FLECK, R., THEIS, D., EDDY, B., DAVIS, R., GERGEN, L., JAYAPPA, H., SWEENEY, D., JACKSON, T., WASMOEN, T. (2006): Evaluation of antibody response to swine influenza virus subtypes H1N1 and H3N2 in vaccinated pigs by different test procedures. 37th Ann. Meeting Am. Assoc. Swine Vet., Kansas City, 2006, S. 177-179.
FREY, J., KUHNERT, P., (2002): RTX toxins in Pasteurellaceae. Int. J. Med.
Microbiol. 292, 149-158.
GEUE, A. (1995): Untersuchungen zur Prävalenz und Inzidenz des Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome (PRRS) in einem Kreis Schleswig- Holsteins. Diss., Freie Univ., Fachber. Veterinärmed., Berlin.
GOLDBERG, T.L., WEIGEL, R.M., HAHN, E.C., SCHERBA, G., (2000): Association between genetics, farm characteristics and clinical disease in field outbreaks of porcine reproductive and respiratory syndrome virus. Prev. Vet. Med. 43, 293-302.
GOTTSCHALK, M., BROES, A., FITTIPALDI, N. (2003): Recent developments on Actinobacillus pleuropneumoniae. 34th Ann. Meeting Am. Assoc. Swine Vet., Orlando, 2003, S. 387-393.
GOTTSCHALK, M., TAYLOR, D.J. (2006): Actinobacillus pleuropneumoniae. In:
STRAW, B.E., ZIMMERMAN, J.J., D`ALLAIRE, S., TAYLOR, D.J. (Hrsg.) Diseases of swine, 9. Aufl. Blackwell Science, S. 563-576.
GRAM, T., AHRENS, P., (1998): Improved diagnostic PCR assay for Actinobacillus pleuropneumoniae based on the nucleotide sequence of an outermembrane lipoprotein. J. Clin. Microbiol. 36, 443-448.
GRAM, T., AHRENS, P., ANDREASEN, M., NIELSEN, J.P., (2000): An Actinobacillus pleuropneumoniae PCR typing system based on the apx and olmA genes – evaluation of isolates from lungs and tonsils of pigs. Vet. Microbiol. 75, 43- 57.
GRØNDAHL-HANSEN, J., BARFOD, K., KLAUSEN, J., ANDRESEN, L.O., HEEGAARD, P.M., SØRENSEN, V., (2003): Development and evaluation of a mixed long-chain lipopolysaccharide based ELISA for serological surveillance of infection with Actinobacillus pleuropneumoniae serotypes 2, 6 and 12 in pig herds. Vet.
Microbiol. 96, 41-51.
GROSSE BEILAGE, E., SALGE, H.J., KRABBE, H., BLAHA, T., (1991):
Untersuchungen zur Epidemiologie des seuchenhaften Spätabortes des Zuchtsauen (PRRS). Prakt. Tierarzt, colleg. vet. XXII, 1991, S. 62-64.
GROSSE BEILAGE, E., BRAKMANN, B. (2004): PMWS in Germany: the current clinical and diagnostic situation and recommendations for the future. In: PCV2 Diseases from research back to the field again. 5th Merial White Book, S. 57-64, 18th Congr. Int. Pig Vet. Soc., Hamburg, 2004.
GROSSE BEILAGE, E., SCHREIBER, A., PABST, T., (2005): Diagnostik der Enzootischen Pneumonie in Schweineherden nach Impfung gegen Mycoplasma hyopneumoniae. Teil 1: Seroreaktionen von Schweinen auf verschiedene Impfschemata. Tierärztl. Prax. 33(G), 239-245.
GUARINO, H., GOYAL, S.M., MURTAUGH, M.P., MORRISON, R.B., KAPUR, V., (1999): Detection of porcine reproductive and respiratory syndrome virus by reverse transcription-polymerase chain reaction using different regions of viral genome. J.
Vet. Diagn. Invest. 11, 27-33.
HAMEL, A.L., LIN, L.L., SACHVIE, C., GRUDESKI, E., NAYAR, G.P., (2000): PCR detection and characterisation of type-2 porcine circovirus. Can. J. Vet. Res. 64, 44- 52.
HANADA, K., SUZUKI, Y., NAKANE, T., HIROSE, O., GOJOBORI, T., (2005): The origin and evolution of porcine reproductive and respiratory syndrome viruses. Mol.
Biol. Evol. 22(4), 1024-1031.
HARDER, T.C., HÜBERT, P. (2004): Development and application of a nonaplex RT- PCR for simultaneous detection of mycoplasmal and viral agents associated with porcine respiratory disease complex. 18th Congr. Int. Pig Vet. Soc., Hamburg, 2004, Vol. 1, S. 341.
HARMS, P. A., SORDEN, S. D., HALBUR, P. G., BOLIN, S. R., LAGER, K. M., MOROZOV, I., PAUL P. S., (2001): Experimental reproduction of severe disease in cd/cd pigs concurrently infected with type 2 porcine circovirus and porcine reproductive and respiratory syndrome virus. Vet. Pathol. 38, 528-539.
HEGE, R., ZIMMERMANN, W., SCHEIDEGGER, R., STÄRK, K. D. C., (2002):
Incidence of reinfections with Mycoplasma hyopneumoniae and Actinobacillus pleuropneumoniae in pig farms located in respiratory-disease-free regions of Switzerland-identification and quantification of risk factors. Acta Vet. Scand. 43, 145- 156.
HERNANZ MORAL, C., CASCON SORIANO, A., SANCHEZ SALAZAR, M., YUGUEROS MARCOS, J., SUAREZ RAMOS, S., NAHARRO CARRASCO, G., (1999): Molecular cloning and sequencing of the aroA gene from Actinobacillus pleuropneumoniae and its use in a PCR assay for rapid identification. J. Clin.
Microbiol. 37, 1575-1579.
INDIK S., SCHMOLL, F., SIPOS, W., KLEIN D., (2005): Genetic variability of PRRS virus in Austria: consequences for molecular diagnostics and viral quantification. Vet.
Microbiol. 107, 171-178.
JACOBSEN, M.J., NIELSEN, J. P., NIELSEN, R., (1996): Comparison of virulence studies of Actinobacillus pleuropneumoniae using a standardized aerosol infection model. Vet. Microbiol. 49, 159-168.
JOBERT, J.L., SAVOYE, C., CARIOLET, R., KOBISCH, M., MADEC, F., (2000):
Experimental aerosol transmission of Actinobacillus pleuropneumoniae to pigs. Can.
J. Vet. Res. 64, 21-26.
KAMP, E.M., STOCKHOFE-ZURWIEDEN, N., VAN LEENGOED, L. A. M. G., SMITS, M. A., (1997): Endobronchial inoculation with Apx toxins of Actinobacillus pleuropneumoniae leads to pleuropneumoniae in pigs. Infect. Immun. 65, 4350-4354.
KIM, J., CHAE, C., (2001): Optimized protocols for the detection of porcine circovirus 2 DNA from formalin-fixed paraffin-embedded tissues using nested polymerase chain reaction and comparison of nested PCR with in situ hybridization. J. Virol. Methods.
92, 105-111.
KITIKOON, P., NILUBOL, D., ERICKSON, B.J., JANKE, B.H., HOOVER, T.C., SORNSEN, S.A., THACKER, E.L., (2006): The immune response and maternal antibody interference to a heterologous H1N1 swine influenza virus infection following vaccination. Vet. Immunol. Immunpathol. 112, 117-128.
KLAUSEN, J., ANDRESEN, L.O., BARFOD, K., SØRENSEN, V., (2001): Blocking enzyme-linked immunosorbent assay for the detection of antibodies against Actinobacillus pleuropneumoniae serotype 6 in pig serum. Vet. Microbiol. 79, 11-18.
KLAUSEN, J., ANDRESEN, L.O., BARFOD, K., SØRENSEN, V., (2002): Evaluation of an enzyme-linked immunosorbent assay for serological surveillance of infection with Actinobacillus pleuropneumoniae serotype 5 in pig herds. Vet. Microbiol. 88, 223-232.
KLEIBOEKER, S.B., SCHOMMER, S.K., LEE, S.M., WATKINS, S., CHITTICK, W., POLSON, D., (2005): Simultaneous detection of North American and European porcine reproductive and respiratory syndrome virus using real-time quantitative reverse transcriptase-PCR. J. Vet. Diagn. Invest. 17, 165-170.
KOBISH, M., BLANCHARD, B., LE POTIER, M. F., (1993): Mycoplasma hyopneumoniae infection in pigs: duration of the disease and resistance to reinfection. Vet. Res. 24, 67-77.
KOBISH, M. (2000): Mycoplasma diseases in pigs – old diseases still causing trouble. 16th Congr. Int. Pig Vet. Soc., Melbourne, 2000, S. 434-438.
KRAKOWKA, S., ELLIS, J.A., MEEHAN, B., KENNEDY, S., MCNEILLY, F., ALLAN, G., (2000): Viral wasting syndrome of swine: Experimental reproduction of postweaning multisystemic wasting syndrome in gnotobiotic swine by coinfection with porcine circovirus 2 and porcine parvovirus. Vet. Pathol. 37, 254-263.
KRISTENSEN, C.S., ANGEN, O., ANDREASEN, M., TAKAI, H., NIELSEN, J. P.,
JORSAL, S. E., (2004): Demonstration of airborne transmission of Actinobacillus pleuropneumoniae serotype 2 between simulated pigs units located at close range.
Vet. Microbiol. 98, 243- 249.
KURTH, K. T., HSU, T., SNOOK, E. R., (2002): Use of a Mycoplasma hyopneumoniae nested polymerase chain reaction test to determine the optimal sampling sites in swine. J. Vet. Diagn. Invest. 14, 463-469.
LANDOLT, G.A., KARASIN, A.I., HOFER, C., MAHANEY, J., SVAREN, J., OLSEN, C.W., (2005): Use of real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction assay and cell culture methods for detection of swine influenza viruses. Am. J. Vet. Res. 66, 119-124.
LAROCHELLE, R., ANTAYA, M., MORIN, M., MAGAR, R., (1999): Typing of porcine circovirus in clinical specimens by multiplex PCR. J. Virol. Methods. 80, 69-75.
LAROCHELLE, R., BIELANSKI, A., MÜLLER, P., MAGAR, R., (2000): PCR detection and evidence of shedding of porcine circovirus type 2 in boar semen. J. Clin.
Microbiol. 38, 4629-4632.
LAROCHELLE, R., MAGAR, R., DÁLLAIRE, S., (2003): Comparative serologic and virologic study of commercial swine herds with and without postweaning multisystemic wasting syndrome. Can. J. Vet. Res. 67, 114-120.
LECHTENBERG, K.F., SHRYOCK, T.R., MOORE, G., (1994): Characterisation of an Actinobacillus pleuropneumoniae seeder pig challenge-exposure model. Am. J. Vet.
Res. 55, 1703-1709.
LEE, B.W., BEY, R. F., BAARSCH, M. J., SIMONSON, R. R., (1993): ELISA method for detection of influenza A infection in swine. J. Vet. Diagn. Invest. 5, 510-515.
LEINER, G., FRANZ, B., STRUTZBERG, K., GERLACH, G.F., (1999): A novel enzyme-linked immunosorbent assay using the recombinant Actinobacillus pleuropneumoniae ApxII antigen for diagnosis of pleuropneumonia in pig herds. Clin.
Diagn. Lab. Immunol. 6, 630-632.
LE POTIER, M.F., BLANQUEFORT, P., MORVAN, E., ALBINA, E., (1997): Results of a control programme for the porcine reproductive and respiratory syndrome in the French “Pays de la Loire” region. Vet. Microbiol. 55, 355-360.
LIGGETT, A.D., HARRISON, L.R., (1987): Sequential study of lesions development in experimental Haemophilus pleuropneumonia. Res. Vet. Sci. 42, 204-221.
