und forensische Medizin und Ambulatorischen Klinik
der Tierärztlichen Hochschule Hannover
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Analyse des Verlaufs einer Infektion mit dem porzinen Circovirus Typ 2 in einer Schweine-Produktionsanlage mit tiergesundheitsorientierter Altersgruppentrennung
(three-site-production-system)
INAUGURAL-DISSERTATION Zur Erlangung des Grades einer
Doktorin der Veterinärmedizin (Dr. med. vet.)
durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
Vorgelegt von Christiane Opitz
aus Soest
Hannover 2002
1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. med. vet. M. Wendt 2. Gutachter: Prof. Dr. med. vet. L. Haas
Tag der mündlichen Prüfung: 27.05.02
Gefördert durch: 1.) H. Wilhelm Schaumann-Stiftung, Hamburg
2.) Verein zur Förderung der bäuerlichen Veredlungswirtschaft e. V.
(VzF), Uelzen
Seite
1. Einleitung 11
2. Schrifttum 12
2.1. Allgemeines zum porzinen Circovirus (PCV) 12
2.2.1. Geschichte 12
2.1.2. Taxonomie, Morphologie und Eigenschaften des porzinen
Circovirus 12
2.2. Ätiologische Bedeutung von PCV2 13
2.2.1. Die ätiologische Bedeutung von PCV2 für das postweaning
multisystemic wasting syndrome (PMWS) 13 2.2.2. Ätiologische Bedeutung von PCV2 für das porzine Dermatitis-
Nephropathie-Syndrom (PDNS) 14
2.2.3. Ätiologische Bedeutung von PCV für den kongenitalen Tremor (KT) 14 2.2.4. Ätiologische Bedeutung von PCV2 für Reproduktionsstörungen 15
2.3. Pathogenese 17
2.3.1. Pathogenese des PMWS 17
2.3.2. Pathogenese des PDNS 19
2.3.3. Pathogenese vom PCV2-induzierten kongenitalen Tremor der
Saugferkel 19
2.3.4. Pathogenese von PCV2-induzierten Reproduktionsstörungen 20
2.4. Klinik und Krankheitsverlauf 20
2.4.1. Klinik des PMWS 20
2.4.2. Klinik des PDNS 21
2.4.3. Klinik des kongenitalen Tremors der Saugferkel 22 2.4.4. Klinik der PCV2-induzierten Reproduktionsstörungen 22 2.5. Pathomorphologische und pathohistologische Veränderungen 23 2.5.1. Pathomorphologie und -histologie bei Vorliegen des PMWS 23
2.5.4. Pathomorphologie und -histologie bei PCV2-induzierten
Reproduktionsstörungen 26
2.6. Epidemiologie 27
2.7. Diagnostische Verfahren 29
2.7.1. Virusnachweis 29
2.7.1.1. Virusisolation 29
2.7.1.2. Elektronenmikroskopie 29
2.7.2. Genomnachweis 29
2.7.2.1. Polymerase Chain Reaction (PCR) 29
2.7.2.2. In-situ-Hybridisation (ISH) 30
2.7.3. Antigennachweis 30
2.7.3.1. Immunhistochemie (IHC) 30
2.7.3.2. Immunzytochemie 31
2.7.4. Nachweis von Antikörpern 31
2.7.4.1. Indirekter Immunfluoreszenztest / Indirekter Immunperoxidasetest 31 2.7.4.2. Enzyme-Linked Immunosorbent Assey (ELISA) 31
2.8. Erregerinteraktionen 32
2.8.1. Erregerinteraktionen mit PRRSV 32
2.8.2. Erregerinteraktionen mit PPV 34
2.8.3. Erregerinteraktionen mit anderen viralen Erregern 34 2.8.4. Erregerinteraktionen mit bakteriellen Erregern 35 2.9. Einfluß von Umwelt und Management bei der PCV2-Infektion 36
3. Material und Methoden 37
3.1. Herkunft und Haltung der Tiere 37
3.1.1. Beschreibung der sauenhaltenden Betriebe 37 3.1.1.1. Transport und Hygienemaßnahmen im Bereich der
sauenhaltenden Betriebe 39
3.1.2. Beschreibung der Ferkelaufzuchtställe 39
3.1.3. Beschreibung der Mastställe 40 3.1.3.1. Transport und Hygienemaßnahmen im Bereich der Mastställe 41
3.2. Prophylaxemaßnahmen 41
3.3. Untersuchungen im Bestand 43
3.3.1. Untersuchungen in den Sauenställen 43 3.3.2. Untersuchungen in den Ferkelaufzuchtställen 43 3.3.3. Untersuchungen in den Mastställen 44 3.3.4. Probenentnahme und Verarbeitung für die serologische
Verlaufsuntersuchung 45
3.4. Sektion und Aufbewahrung der entnommenen Proben 45
3.5. Probenentnahme am Schlachthof 45
3.6. Bearbeitung des Probenmaterials 46
3.6.1. Genomnachweis von PCV2 mittels PCR aus Gewebeproben
und Nasentupfer 46
3.6.2. Methodik des Antikörpernachweises 47 3.6.2.1. Methode des Antikörpernachweises gegen PCV2 47 3.6.2.2. Methode des Antikörpernachweises gegen PRRSV 47 3.6.2.3. Methode des Antikörpernachweises gegen PPV 48 3.6.2.4. Methode des Antikörpernachweises gegen SIV 48
3.6.3. Bakteriologische Untersuchungen 48
3.6.4. Histologische Untersuchungen 49
3.7. Erfassung betrieblicher Leistungsdaten 49 3.8. Statistische Auswertung der erhobenen Daten 49
4. Ergebnisse 50
4.1. Gesundheitsstatus der Sauenherde vor Beginn der eigentlichen Untersuchungen und während des Monitorings von Aufzucht
und Mast 50
4.1.1. Befunde im Bereich des Quarantänestalls 50
4.2. Befunde im Bereich der Ferkelaufzuchtställe 52
4.2.1. Erster Durchgang 53
4.2.2. Zweiter Durchgang 62
4.2.3. Dritter Durchgang 71
4.3. Zusammenfassung aller bisher erhobenen Befunde
pro Aufzuchtbetrieb und Durchgang 79 4.4. Befunde im Bereich der Mastställe (erster Durchgang) 83 4.5. Serologische Ergebnisse im Abferkel-, Aufzucht- und Maststall 102
4.5.1. Serologische Reaktionen gegen PCV2 102
4.5.2. Serologische Reaktionen gegen PRRSV (EU- und US-Stamm) 106
4.5.3. Serologische Reaktionen gegen PPV 108
4.5.4. Serologische Reaktionen gegen SIV 108
5. Diskussion 109
6. Zusammenfassung 121
7. Summary 123
8. Literaturverzeichnis 125
9. Anhang 143
9.1. Reagenzien zur Extraktion von PCV2-DNA aus Nasentupfern 143 9.2. Befunde der serologischen Untersuchungen in der Sauenherde 143 9.3. Befunde der serologischen Verlaufsuntersuchung 145 9.3.1. Werte der Antikörper-Konzentrationen gegen PCV2 145 9.3.2. Werte der Antikörper-Konzentrationen gegen PRRSV (EU / US) 147 9.3.3. Werte der Antikörper-Konzentrationen gegen PPV 151 9.3.4. Werte der Antikörper-Konzentrationen gegen SIV 153
AK-Virus Virus der Aujeszkyschen Krankheit App Actinobacillus pleuropneumoniae
bp Basenpaare
DNA desoxyribonucleic acid
E. coli Escherichia coli
ELISA enzyme linked immunosorbent assay HAHT Haemagglutinations-Hemmungs-Test
HEV Hepatitis-E-Virus
IHC Immuno-Histochemie
IFT Immunfluoreszenztest
IIFT indirekter Immunfluoreszenztest
IFA immunfluoreszence assay
IPMA immunoperoxidase-monolayer assay IIPT indirekter Immunoperoxidasetest
IPT Immunoperoxidase Test
ISH In-situ-Hybridisierung
KSP Klassische Schweinepest
KT Kongenitaler Tremor
LeWo Lebenswoche
NSL Nacken-Steiß-Länge
n. typ. nicht typisiert
ORF open reading frame (offener Leserahmen)
PCR polymerase chain reaction
PCV Porzines Circovirus
PCV1 Porzines Circovirus Typ 1 PCV2 Porzines Circovirus Typ 2
PDNS Porzines Dermatitis Nephropathie Syndrom
p. i. post infectionem
PK 15 „porcine kidney“, Schweinenierenzelllinie
PPV Porzines Parvovirus
PRRSV Virus des Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome PRRSV / EU europäischer Stamm des PRRSV
PRRSV / US amerikanischer Stamm des PRRSV
RNA ribonucleic acid
RT Reverse Transcriptase
Sektions-Lk Lymphknoten vom Sektionstier Schlacht-Lk Lymphknoten vom Schlachttier
SIV Swine-Influenza Virus
SPF Spezifiziert-Pathogen-Frei
spp. species
TZ durchschnittliche Tageszunahmen
1. Einleitung
Seit Mitte der 90-iger Jahre wird in der Literatur von einem neuen Krankheitskomplex berichtet, dem Postweaning multisystemic wasting syndrome (PMWS). Die davon betroffenen Tiere, meist Absatzferkel und Mastläufer, zeigen sehr unspezifische Symptome, wie Kümmern, Blässe und Dyspnoe (SEGALES u. DOMINGO 1999). Als Gemeinsamkeit zeigen sich jedoch typische pathomorphologische und
pathohistologische Befunde sowie der Nachweis von porzinem Circovirus Typ 2 (PCV2) (SEGALES u. DOMINGO 1999).
Serologische Studien zeigen, dass PCV2 in der Schweinepopulation weltweit verbreitet ist (SUH et al. 1998; COTRELL et al. 1999; MAGAR et al. 2000b;
SANCHEZ et al. 2001b). Dennoch gibt es eine Vielzahl von Schweineherden, die trotz nachweisbarem Kontakt mit PCV2 keine klinische Manifestation des PMWS oder anderen Erkrankungen haben, die man mit PCV2 in Verbindung bringt (HARDING 1996; TSCHACHTSCHAL 2000; SIBILA et al. 2001a).
Die Ätiologie des PMWS ist bislang nicht endgültig geklärt. Es werden in der Literatur verschiedene Faktoren genannt, die für die Ausbildung dieser Symptome förderlich sein sollen. Neben anderen Infektionserregern werden auch Management-bedingte Faktoren, wie zum Beispiel Tierdichte, Luftqualität, Hygiene und Impfregime genannt (HARDING 1996; DOMINGO u. SEGALES 1999; KRAKOWKA et al. 2001).
Die einzige prophylaktische Maßname gegen PMWS besteht damit momentan in einer Optimierung der Management- und Umweltbedingungen für die Tiere.
Dementsprechend groß ist das Interesse, diese Kofaktoren, die für die Entwicklung von PMWS wichtig zu sein scheinen, zu analysieren und gegebenenfalls
auszuschalten. Desweiteren ist über Übertragungswege und Verbreitung von PCV2 innerhalb einer Schweineherde noch wenig bekannt. Das Wissen über
Infektionswege ist wiederum eine notwendige Grundlage zur Bekämpfung bzw.
Eindämmung von PCV2-induzierten Erkrankungen.
Diese Untersuchung wurde in einem zum Teil neu errichteten
Schweineproduktionssystem mit 2400 Sauenplätzen, Ferkelaufzucht und
Mastbereich durchgeführt, das nach dem Prinzip des „3-site-production-system“
aufgebaut wurde. In einem solchen System werden die Altersgruppen der Sauen, Aufzuchtferkel und Masttiere voneinander räumlich getrennt gehalten, um einen hohen Tiergesundheit- und Hygienestandard zu erhalten.
Ziel der Untersuchung war es, zum einen die Ausbreitung von PCV2 in einer neu aufgebauten, jedoch nachweislich PCV2-positiven Sauenherde in Aufzucht und Mast zu verfolgen. Dazu wurden klinische und pathomorphologische Untersuchungen, Nachweise von PCV2 in Organmaterial und Nasentupfern sowie zusätzlich serologische Untersuchungen durchgeführt.
Zum anderen wurde beobachtet, inwieweit sich ein Hygienemanagement, wie es in dieser Anlage mit Altersgruppentrennung praktiziert wird, auf das klinische Auftreten von PCV2-induzierten Erkrankungen auswirkt.
2. Literaturübersicht
2.1. Allgemeines zum porzinen Circovirus (PCV) 2.1.1 Geschichte
Das porzine Circovirus (PCV) wurde 1974 erstmals von TISCHER et al. aus einer permanenten Zelllinie aus Schweinenierenzellen (PK15) isoliert. Die daraufhin eingeleiteten serologischen Feldstudien in Ost- und Norddeutschland zeigten Seroprävalenzen von über 85% bei Schlachtschweinen. Klinische Symptome oder pathomorphologische Veränderungen zeigten die Tiere jedoch nicht (TISCHER et al.
1986). Auch nach einem Infektionsversuch konnten TISCHER et al. (1986) dem porzinen Circovirus keine pathogene Bedeutung zuordnen. HARDING (1996)
berichtet von einem neuen Krankheitsbild, dem „postweaning multisystemic wasting syndrome“ (PMWS), das zuerst in einem Bestand in Saskatschewan (Kanada) 1991 beobachtet wurde. Im Gewebe der betroffener Tiere konnte man PCV-Antigen nachweisen (CLARK 1997). Somit ergab sich erneut die Notwendigkeit, die pathogene Bedeutung dieses bisher als apathogen eingestuften Virus zu
untersuchen. HAMEL et al. (1998) und MEEHAN et al. (1998) zeigten, dass dieses mit PMWS in Zusammenhang gebrachte PCV nur zu weniger als 80 % homolog mit dem von TISCHER et al. (1974) gefundenen PCV ist. Seitdem unterscheidet man die PCV-Typen 1 und 2 (PCV1 / PCV2). Während PCV1 nur noch in wenigen Studien berücksichtigt wird, gibt es zu den Prävalenzen von PCV2 immer mehr
Informationen. Mehrere Autoren aus verschiedenen Ländern berichten von einer hohen Seroprävalenz in den heimischen Schweinebetrieben (BLANCHARD et al.
2001; SANCHEZ et al. 2001b); einige konnten in retrospektiven Untersuchungen auch das Vorkommen von PCV2 Jahre vor dem ersten Erkennen von PMWS 1991 in West-Kanada nachweisen (MAGAR et al. 2000b; SANCHEZ et al. 2001b).
2.1.2. Taxonomie, Morphologie und Eigenschaften des porzinen Circovirus Das von TISCHER et al. 1974 gefundene Virus ist als einzelsträngiges DNA-Virus klassifiziert worden. Es ist zirkulär und an den Enden kovalent gebunden (TISCHER et al. 1982). Zusammen mit dem Psittacine Beak and Feather Disease Virus und dem Chicken Anaemia Virus wurde das porzine Circovirus dem Genus Circovirus und der Familie der Circoviridae zugeordnet (LUKERT et al. 1995). Außerdem gehören zu dieser Familie noch drei weitere an Pflanzen adaptierte Viren: Banana Bunchy Top Virus, Coconut Foliar Decay Virus und Subterranean Clover Stunt Virus (LUKERT et al. 1995).
Das porzine Circovirus ist ein unbehülltes DNA-Virus mit einer Länge von 1,76 Kilobasen (kb). Es hat einen Durchmesser von 17 nm und besitzt ein ikosahedrales Nukleokapsid (BUHK et al. 1985; TISCHER et al. 1987; MEEHAN et al. 1997). Die Dichte im Cäsiumchlorid (CsCl)-Gradienten beträgt 1,33-1,34. Es hält einem pH-Wert von 3, Chloroform und Temperaturen von 56 und 70°C stand (ALLAN et al. 1994).
PCV1 und PCV2 sind phylogenetisch miteinander verwandt (JESTIN et al. 2001a).
Das Genom vom PCV2 besitzt 1768 Nukleotide und ist damit neun Nukleotide länger als das des PCV1 (HAMEL et al. 1998; MOROZOV et al. 1998). Die Aussagen
hinsichtlich der Nukleotidsequenzhomologie zwischen PCV1 und PCV2 sind
unterschiedlich, abhängig von der jeweils geprüften Sequenz. Nach MOROZOV et al.
(1998) beträgt sie 76%, HAMEL et al. (1998) berichtet von 69% und MEEHAN et al.
(1998) spricht von weniger als 80%.
Die Nukleotidsequenzhomologien von PCV, die man bei an PMWS erkrankten Schweinen isoliert hatte, lagen bei 96% (MOROZOV et al. 1998).
HAMEL et al. (2000) haben mehrere PCV2-Feldisolate sequenziert und in A, B, C, D und E unterschieden. Isolate aus Amerika und Taiwan wurden den Subtypen A, B und E zugeordnet und französische Feldisolate ähneln dem PCV2 B, C und D. Alle Isolate zeigten eine Nukleotidsequenzhomologie von 95%.
2.2. Ätiologische Bedeutung von PCV2
2.2.1. Ätiologische Bedeutung von PCV2 für das postweaning multisystemic wasting syndrome (PMWS)
Bei Tieren, die das Krankheitsbild „PMWS“ zeigten, konnte fast immer PCV2 nachgewiesen werden. Dennoch fehlte lange der Beweis, dass PCV2 ursächlich dafür verantwortlich war. Bei den ersten Infektionsversuchen lag eine Doppelinfektion mit porzinem Parvovirus (PPV) (ALLAN et al. 1999; ELLIS et al. 1999) oder mit dem Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus (PRRSV) (ALLAN et al.
2000a) vor. Diese Tiere zeigten jedoch deutliche klinische Symptome und
pathomorphologische Läsionen, wie sie für PMWS als typisch beschrieben wurden.
Die Henle-Koch`schen Postulate konnten erst KENNEDY et al. (2000) und MAGAR et al. (2000a) für PCV2 erfüllen. KENNEDY et al. (2000) infizierte Kolostrum-frei aufgezogene Ferkel mit PCV2 und PPV allein oder mit PCV2 / PPV kombiniert. Die PPV-infizierten Ferkel waren klinisch und pathomorphologisch unauffällig; die PCV2 / PPV-infizierten Tiere zeigten deutlichere Läsionen als die nur PCV2-infizierten.
Pathomorphologisch typische Veränderungen waren auch bei PCV2-infizierten
Tieren, jedoch deutlicher bei doppelt infizierten nachzuweisen. Nach KENNEDY et al.
(2000) spielt eine Koinfektion, wie hier mit PPV eine wichtige Rolle in der Pathogenese des PMWS. Auch MAGAR et al. (2000a) bewiesen im
Infektionsversuch, dass eine Infektion mit PCV2 allein die typischen PMWS-Läsionen hervorrufen kann. Sie infizierten Spezifiziert-Pathogen-Freie (SPF)-Tiere; ab Tag 13 post infectionem (p. i.) konnten eine interstitielle Pneumonie und ab dem 20. Tag auch die typischen Veränderungen im lymphoiden Gewebe gefunden werden. In beiden Studien wurde PCV2 in diversen Organen im Zusammenhang mit
histologischen Läsionen nachgewiesen.
2.2.2. Ätiologische Bedeutung von PCV2 für das porzine Dermatitis- Nephropathie-Syndrom (PDNS)
PDNS ist eine Immunkomplex-Krankheit, deren Ätiologie bislang ungeklärt ist. Das Krankheitsbild konnte bisher nicht in einem Infektionsversuch hervorgerufen werden.
SEGALES et al. (1998b) und THIBAULT et al. (1998) fanden bei Schweinen mit PDNS-Symptomen PRRSV-Antikörper bzw. -Antigen und vermuteten einen kausalen Zusammenhang. Auch Bakterien, wie Pasteurella multocida (THOMSON et al. 1998), Streptococcus species (spp.) (SIERRA et al. 1997), Actinobacillus pleuropneumoniae (WHITE u. HIGGINS 1993) und Lipopolysaccharide von gram-negativen Bakterien (DURAN et al. 1997) wurden als mögliche Auslöser diskutiert. Bei nachfolgenden Studien wurde auch nach PCV2 gesucht; man fand dies bei nahezu allen
untersuchten Schweinen mit PDNS-Veränderungen in diversen Organen (SEGALES et al. 1998a; ALLAN et al. 2000b; PERITOGIANNI 2000; ROSELL et al. 2000a).
ROSELL et al. (2000a) konnten mittels In-situ-Hybridisation (ISH) bei 31 von 33 untersuchten Schweinen mit PDNS-Läsionen PCV2 nachweisen. Sie fanden Antigen in den Peyer´schen Platten, Tonsillen, Lungen, Milzen, Nieren, Lebern und Haut.
Virale Nukleinsäure befand sich hauptsächlich im Zytoplasma von Monozyten bzw.
Makrophagen-Zelllinien (inklusive follikulären dendritischen Zellen, Makrophagen, Histiozyten und Kupfer´schen Sternzellen). In beschädigten Glomeruli oder
Arterienwänden konnte jedoch kein Virus nachgewiesen werden (ROSELL et al.
2000a). Der Autor nennt dafür zwei Erklärungsmöglichkeiten: Zum einen könnten die Immunkomplexe nur kurzzeitig dort verweilen, zum anderen wäre es möglich, dass im Immunkomplex nur das Protein des Virus, nicht aber sein Genom vorhanden ist und daraus ein negatives Ergebnis der ISH folgt. ALLAN et al. (2000b) berichten von einer Studie, in der asservierte Proben von Schweinen mit PDNS-Symptomen
retrospektiv untersucht wurden, in denen man PCV2 nachweisen konnte. Die Proben waren etwa sechs Jahre vor dem ersten PRRSV-Vorkommen in Nord-Irland
entnommen. Der Autor folgert daraus, dass PRRSV keine wesentliche Komponente am Krankheitsbild des PDNS sein kann. Histologische Veränderungen bei PDNS- Tieren, wie lymphoide Depletion, Synzytialzellen, granulomatöse
Entzündungsinfiltration im Lymphgewebe und interstitielle Pneumonie ähneln den Befunden bei PMWS-Tieren, so dass ein Zusammenhang mit PCV2 vermutet wird (ROSELL et al. 2000a). SEGALES et al. (1998a) fanden bei chronischen Fällen von PDNS nicht immer PCV2-Genome. Sie folgern daraus, dass PCV2 eventuell nur in der akuten Phase vorhanden ist.
2.2.3. Ätiologische Bedeutung von PCV für den kongenitalen Tremor (KT) Einige Autoren unterscheiden verschiedene Typen des kongenitalen Tremors (KT).
Zu Typ A werden die Formen gezählt, welche morphologisch Läsionen zeigen. Die anderen werden als Typ B bezeichnet (DONE 1976). Bislang wurde ein unbekanntes Virus für den KT Typ A II verantwortlich gemacht, jetzt bringt man Porzines Circovirus damit in Zusammenhang. KT Typ A I hat eine Klassische-Schweinepest (KSP)- Infektion als Ursache, Typ III ist ein genetischer Defekt bei schwedischen Landrasse- Sauen (Oligodendrozyten-Mangel) und Typ IV wird durch einen autosomal-
rezessiven Erbgang bei Saddleback-Schweinen hervorgerufen (HINES u. LUKERT 1994). Als weitere mögliche Ätiologie wird in der Literatur noch eine intrauterine Intoxikation mit Trichlorfon (Neguvon®) (KNOX et al. 1978) genannt, die dem KT Typ A V zugeordnet wird. Ähnliche klinische Symptome zeigen auch Ferkel nach einer intrauterine Infektionen mit dem Virus der Aujeszkyschen Krankheit (AK) (MARE u.
KLUGE 1974). Hier ist jedoch auch die Anteilnahme an der Umgebung gestört.
HINES und LUKERT (1994) infizierten Sauen im letzten Trächtigkeitsdrittel mit einem PCV-Isolat, welches von einem Ferkel mit kongenitalem Tremor gewonnen worden war. Die Mehrzahl der daraufhin geborenen Ferkel zeigte für etwa zwei bis drei Wochen einen leichten Tremor. Aus diesen Ferkeln konnte PCV reisoliert werden.
Die Autoren sehen im PCV den Grund für den kongenitalen Tremor. Allerdings konnte hier kein PCV im Nervengewebe von erkrankten Ferkeln nachgewiesen werden. CHOI et al. (2000) haben verschiedene Feldisolate von PCV2 aus PMWS- erkrankten Schweinen und von Ferkeln mit kongenitalem Tremor isoliert und
sequenziert. Die zwei Isolate der „Zitterferkel“ waren zu 99% identisch, auch mit denen der an PMWS erkrankten Schweine.
Einen weiteren Beleg, dass PCV ätiologisch mit dem Syndrom des kongenitalen Tremors im Zusammenhang steht, lieferten STEVENSON et al. (2001), indem sie als erste PCV2 im Nervengewebe von erkrankten Ferkeln nachwiesen. Andere virale Erreger (AK, Schweineinfluenza-Virus (SIV), Rota-Virus, porzines
hämagglutinierendes Encephalomyelitis-Virus, PPV, Virus der transmissiblen Gastroenteritis und PRRSV) wurden ausgeschlossen. Sie konnten mittels ISH und Indirektem Immunfluoreszenztest (IIFT) bei allen feldinfizierten klinisch erkrankten Ferkeln PCV2 in Makrophagen (nicht-neurogenes Gewebe) und in den großen
Neuronen in Gehirn und Rückenmark nachweisen. Bei den klinisch erkrankten Tieren waren zudem mehr Zellen mit PCV2 infiziert als bei den gesunden. Auffallend war das Fehlen einer granulomatösen Entzündung, wie es bei an PMWS erkrankten Tieren beschrieben wird. Der Autor folgert, dass dies die Folge einer intrauterinen Infektion vor der Immunkompetenz der Feten sein könnte.
2.2.4. Ätiologische Bedeutung von PCV2 für Reproduktionsstörungen Die ätiologische Bedeutung von PCV2 für Reproduktionstörungen ist noch nicht endgültig geklärt, jedoch deuten neuere Studien auf einen kausalen Zusammenhang hin. Einige Autoren berichten von akuten „PMWS-Einbrüchen“, konnten jedoch keine Veränderung im Reproduktionsgeschehen der betriebseigenen Sauen feststellen (LE CANN et al. 1997). Dennoch wurde PCV2 schon mehrfach in abortierten Feten, Totgeburten oder Neugeborenen nachgewiesen (ALLAN et al. 1995; WEST et al.
1999; TSCHACHTSCHAL 2000; BAUDOUARD et al. 2001). ALLAN et al. (1995) konnten bei nur zwei von 160 untersuchten Feten PCV (nicht typisiert (n. typ.)) in Serum und Milz nachweisen; TSCHACHTSCHAL (2000) fand bei zwei von 40
untersuchten neugeborenen Ferkeln aus einer am PMWS erkrankten Herde PCV2 in der Leber. BOGDAN et al. (2001) haben retrospektiv Abortmaterial von 1995 bis 1998 aus den Provinzen Alberta und Saskatchewan (Kanada) untersucht, also aus einer Zeit, wo PCV2 dort endemisch war. Sie konnten weder PCV1 noch PCV2 nachweisen und folgern daraus, dass Reproduktionsprobleme eine neue klinische
Manifestation von PCV2 sein könnten und dass eine vertikale Übertragung nicht die primäre Ursache der Virusverbreitung darstellen kann.
JOHNSON et al. (1999) und PENSAERT et al. (2001) infizierten Feten intramuskulär bzw. intraperitoneal an unterschiedlichen Trächtigkeitstagen während einer
Laparotomie der Sau. Die Würfe beinhalteten zu verschiedenen Zeitpunkten
abgestorbene Feten und auch lebende Ferkel. Virus bzw. Antigen wurde zum Teil in diversen Organen nachgewiesen. Die Autoren folgern aus den Ergebnissen, dass PCV2 Reproduktionsprobleme und auch den fetalen Tod hervorrufen kann
(JOHNSON et al. 1999; PENSAERT et al. 2001). PENSAERT et al. (2001) konnten zudem die intrauterine Virusausbreitung ausgehend von einem künstlich infizierten Fetus auf benachbarte Früchte nachweisen; Abortgeschehen wurde hier nicht beobachtet.
Einen weiteren Infektionsversuch führten CARIOLET et al. (2001a, b) durch. Sie infizierten SPF-Sauen transzervikal mit PCV2 bei der Besamung. Sowohl Aborte, als auch verfrühtes und termingerechtes Ferkeln wurden daraufhin beobachtet. Bei einigen Feten bzw. Ferkeln konnten PCV2-Genom und / oder Antikörper gefunden werden. Somit scheint eine intrauterine Infektion mit PCV2 bei nicht immunen Sauen Reproduktionstörungen hervorrufen zu können (CARIOLET et al. 2001b).
Desweiteren hat diese Arbeitsgruppe SPF-Sauen zu verschiedenen Trächtigkeitszeitpunkten (35. und 70. Trächtigkeitstag) intramuskulär und
intratracheal mit PCV2 infiziert. Die meisten Sauen reagierten mit moderatem Fieber und bei mumifizierten Feten, totgeborenen und normalen Ferkeln konnten weder PCV2-Genome noch Antikörper gefunden werden. Die Autoren interpretieren das Ergebnis dahingehend, dass nach der Infektion von nicht immunen Sauen PCV2 nicht die plazentäre Barriere überwinden kann und dass die beobachteten
Reproduktionssymptome Folge der Erkrankung der Sauen waren (CARIOLET et al.
2001a).
Bei dem kongenitalen Tremor der Saugferkel (siehe auch 2.2.3.) wird eine transplazentare Infektion mit PCV2 als mögliche Ätiologie diskutiert (HINES u.
LUKERT 1994; STEVENSON et al. 2001). STEVENSON et al. (2001) konnten PCV2-Antigen als erste in Gehirn und Rückenmark von ein bis zwei Tage alten Ferkeln mit kongenitalem Tremor nachweisen. Die Autoren vermuten, dass dies die Folge einer transplazentären Infektion sei. Einsträngige DNA-Viren, wie auch PPV können relativ leicht die Plazenta passieren. Da PCV2 ein solch einsträngiges DNA- Virus ist, folgern PENSAERT et al. (2001) daraus, dass auch PCV2 diese Schranke passieren kann. Außerdem brauchen diese Viren sich teilende Zellen, die sie im fetalen Gewebe antreffen (PENSAERT et al. 2001). Die Autoren folgern aus den bisherigen Studien, dass PCV2 auf natürlichem Wege die Plazentaschranke passieren und sich dann im fetalen Gewebe replizieren kann. Wie oft dies jedoch unter Feldbedingungen passiert, ist unklar. Sie vermuten, dass nur bei einem Erstkontakt mit PCV2 der Sauenbestand deutliche Reproduktionsstörungen zeigt (PENSAERT et al. 2001).
Feldstudien, in denen abortierten Feten auf PCV2 mittels PCR untersucht wurden, deuten auf ein geringes Vorkommen von intrauterinen Infektionen hin (WEST et al.
1999; TSCHACHTSCHAL 2000; BAUDOUARD et al. 2001). Offen bleibt jedoch die Frage, ob die PCV2-Infektion zu einem bestimmten Trächtigkeitsstadium
immuntolerante und damit auch virämische Ferkel erzeugt, die wiederum eine Ansteckungsquelle für andere gesunde Ferkel darstellen (PENSAERT et al. 2001).
2.3. Pathogenese
2.3.1. Pathogenese des PMWS
Die Pathogenese vom PMWS ist bisher nur teilweise bekannt. So hat man Schweine in Infektionsversuchen intranasal, intratracheal, intramuskulär, subkutan,
intraperitoneal und intrauterin infizieren können; welche Bedeutung diese Übertragungswege jedoch unter Feldbedingungen haben, ist nicht bekannt.
ROSELL et al. (1999) vermuten aufgrund der makroskopischen und histologischen Befunde eine oronasale Infektion. Anschließend kann PCV sich im lokalen
Lymphgewebe, wie Tonsille und regionalen Lymphknoten replizieren und sich dann systemisch ausbreiten. Dabei können andere Lymphorgane und auch Lunge, Leber und Nieren betroffen sein. Als chronische Folgen werden Immunsuppression,
Enteritis, interstitielle Nephritis und Leberschäden angegeben (ROSELL et al. 1999).
SIBILA et al. (2001b) haben PCV2 mittels Nasentupfer nachgewiesen und postulieren eine direkte Übertragung von Tier zu Tier über Nasensekret. Der Nachweis von PCV2-positiven abgeschilferten Epithelien des Respirations- und Intestinaltraktes lässt vermuten, dass infektiöses Material so in die Umwelt gelangt (KIUPEL et al. 1999). KRAKOWKA et al. (2000) zeigten im Infektionsversuch mit Gnotobioten, dass PCV2 über Kot, Nasen- und Augensekret ausgeschieden werden kann. Außerdem wurde es in Tonsillenabstrich, buffy coat, Serum, Urin,
Lungenspülflüssigkeit (BOLIN et al. 2001) und im Sperma von künstlich und natürlich infizierten Deckebern nachgewiesen (LAROCHELLE et al. 2000; LE TALLEC et al.
2001). Die Ausscheidung über Sperma war hier zum Teil diskontinuierlich (LAROCHELLE et al. 2000) und konnte bis zu drei Monate lang anhalten (LE TALLEC et al. 2001). Ob jedoch ein infizierter Eber über das Sperma eine Sau infizieren kann, ist noch nicht geklärt (LAROCHELLE et al. 2000). LE TALLEC et al.
(2001) beobachteten zudem, dass PCV2-Genome in Sperma und Serum zum Teil zeitgleich mit Antikörpern aufgetreten.
Viele Autoren halten die Möglichkeit einer vertikalen Übertragung für wahrscheinlich, denn es gelang mehrfach PCV2 in Organen von abortierten Feten bzw. totgeborenen (WEST et al. 1999) und neugeborenen Ferkeln (TSCHACHTSCHAL 2000)
nachzuweisen. Im Infektionsversuch fand man virämische Ferkel, die serologisch negativ waren (PENSAERT et al. 2001) (siehe 2.2.4.).
Dabei entstand die Frage, ob immuntolerante, aber dauerhaft virämische Ferkel entstehen können, die eine Infektionsquelle in der Aufzuchtphase darstellen.
Virusantigen oder Genomfragmente können in verschiedenen Organen, wie Lunge, Leber, Niere, Pankreas, Lymphknoten, Tonsille, Milz und Darm bei am PMWS erkrankten Schweinen nachgewiesen werden (ALLAN et al. 1998; MOROZOV et al.
1998; CHOI u. CHAE 1999; KIUPEL et al. 1999; MC NEILLY et al. 1999; ROSELL et al. 1999; TSCHACHTSCHAL 2000). Zielzellen sind nach ROSELL et al. (1999) hauptsächlich Monozyten bzw. Makrophagen und Antigen-präsentierende Zellen.
Seltener fanden sie PCV (n. typ.) in ephitelialen und endothelialen Zellen,
Hepatozyten und Lymphozyten. KUIPEL et al. (1999) konnten PCV (n. typ.) in Makrophagen, T- und B-Lymphozyten und Epithelzellen von Bronchus und Darm nachweisen. Offen blieb in dieser Publikation jedoch die Frage, ob sich Zellen des Immunsystems mit PCV infizieren oder sekundär zu Virusträgern werden, indem sie durch Phagozytose (Makrophagen) bzw. Endozytose (B-Zellen) Virus oder
virushaltige Zellen aufnehmen. KIUPEL et al. (1999) fanden eine große Zahl an sich ablösenden PCV-infizierten bronchiolären Epithelzellen und außerdem PCV-positive Makrophagen und Lymphozyten in depletiertem Lymphgewebe. Somit vermuteten sie einen zytopathogenen Effekt von PCV in vivo. Zudem wurde PCV als Ursache für eine nekrotisierende Bronchiolitis diskutiert. Die Replikation in Darmepithelzellen könnte ein Grund für die häufiger beschriebene Diarrhoe darstellen, obwohl bisher keine Zottenatrophie nachweisbar war (KIUPEL et al. 1999).
In diversen Infektionsversuchen konnte ein klinisches Bild von PMWS nur bei Ferkeln beobachtet werden, die neben PCV2 auch mit PPV (ELLIS et al. 1999; ALLAN et al.
1999; KENNEDY et al. 2000; KRAKOWKA et al. 2000) oder PRRSV (ALLAN et al.
2000a) infiziert waren. KRAKOWKA et al. (2001) injizierten gnotobiotischen Ferkeln PCV2 zusammen mit einem starken Adjuvanz und einem apathogenen Antigen und beobachteten bei diesen Tieren deutlichere PMWS-Symtome und Veränderungen als bei denen, die nur mit PCV2 infiziert wurden. Die Autoren folgerten daraus, dass nicht, wie anfangs angenommen, eine zusätzliche Infektion mit PPV und PRRSV notwendig ist, sondern allgemein eine gleichzeitige Aktivierung des Immunsystems zur Ausprägung der typischen PMWS-Läsionen führt.
Es wird vermutet, dass der Zeitpunkt der PCV2-Infektion ein wichtiger Faktor
hinsichtlich der Entwicklung klinischer Symptome darstellt (BLANCHARD et al. 2001;
SIBILA et al. 2001a). Hohe Konzentrationen von maternalen Antikörpern können die klinische Ausprägung mindern bzw. verhindern, aber eine Virusausscheidung über Kot ist trotzdem möglich (REYNAUD et al. 2001). Bei den meisten Ferkeln mit hohen Antikörper-Konzentrationen konnte kein Virus in Lymphknoten nachgewiesen
werden. Daraus folgern REYNAUD et al. (2001), dass Antikörper gegen Läsionen protektiv wirken, jedoch nicht die Ausscheidung verhindern. Ältere Sauen zeigen eine niedrigere Seroprävalenz als Jungsauen (ROSE et al. 2001). Saugferkel zeigen nach Kolostrumaufnahme hohe Antikörper-Konzentrationen bis zur 3. Lebenswoche, die dann bis zum 3. Lebensmonat abfallen (BLANCHARD et al. 2001). Die
Untersuchung von Betrieben mit deutlicher PMWS-Symptomatik und Betrieben ohne deutliche PMWS-Symptomatik zeigte serologisch Unterschiede in der Aufzuchtphase (BLANCHARD et al. 2001, SIBILA et al. 2001a; ROSE et al. 2001). Ferkel aus
PMWS-Beständen zeigten im Alter von 11 bis 17 Wochen (BLANCHARD et al. 2001) bzw. 13 Wochen (ROSE et al. 2001) deutlich höhere Seroprävalenzen und mehr Virus-positive Seren (SIBILA et al. 2001a) als die gleiche Altersgruppe aus PMWS- freien Beständen. Die Seroprävalenz der Sauen und Mastschweine war bei allen Betrieben hoch (BLANCHARD et al. 2001). Bisher ist noch nicht abschließend geklärt, welche Antikörperfraktionen protektiv sein können und welche
Konzentrationen dafür notwendig sind.
2.3.2. Pathogenese des PDNS
Die Pathogenese ist noch nicht bekannt. Mehrere Autoren vermuten einen
immunvermittelten Prozess als Ursache des Syndroms (SEGALES et al. 1998a, b).
Das regelmäßige Vorkommen einer nekrotisierenden Vaskulitis in verschiedenen Organen ist kennzeichnend für eine systemische Typ-III-Hypersensitivitätsreaktion (SEGALES et al. 1998b, b; ROSELL et al. 2000a). Das wird durch die Art der mikroskopischen Läsionen und das Vorkommen von Immunglobulinen (IgG, IgM oder IgA) und Komplementfaktoren in den beschädigten Gefäßen bestätigt (DROLET et al. 1999; ROSELL et al. 2000a). Die Typ-III-Hypersensitivitätsreaktion führt zu einer nekrotisierenden Glomerulonephritis und zu Vaskulitiden an vielen Gefäßen, in deren Folge Ischämien und Gewebsnekrosen auftreten. Diese Areale sind
insbesondere in der Haut häufig als blau-rote Läsionen makroskopisch sichtbar.
In welcher Weise PCV2 an diesen vielleicht pathologischen Immunreaktionen beteiligt ist, ist noch nicht bekannt.
2.3.3. Pathogenese vom PCV2-induzierten kongenitalen Tremor der Saugferkel GUSTAFSON und KANITZ beschrieben schon 1974 die Übertragung eines Virus, welches für den kongenitalen Tremor bei Saugferkeln verantwortlich sein soll. In der Elektronenmikroskopie war dieses Virus dem PCV sehr ähnlich und in der Zellkultur zeigte es ebenfalls keinen zytopathogenen Effekt (GUSTAFSON 1981). Es gibt bislang nur einen Infektionsversuch mit Schweinen (HINES u. LUKERT 1994), bei dem ein kongenitaler Tremor bei den meisten Ferkeln eines Wurfs provoziert wurde, nachdem die Sau im letzten Trächtigkeitsdrittel mit PCV (aus einem am Tremor erkrankten Ferkel isoliert) intranasal / oral oder subkutan infiziert wurde. Bei fünf der betroffenen Ferkel konnte PCV in Zellkulturen von Niere, Dünndarm, Zäkum und Kolon reisoliert werden. Mittels immunhistologischer Verfahren konnte PCV zusätzlich noch in den mesenterialen Lymphknoten und der Leber nachgewiesen werden (LUKERT 1999). Bei einem weiteren Infektionsversuch, allerdings mit Balb / c-Mäusen, wurde PCV2 nach Infektion von graviden Mäusen bei den Neugeborenen gefunden, Läsionen und Klinik des KT zeigten diese Tiere jedoch nicht (KIUPEL et al. 2000).
Bislang war man davon ausgegangen, dass eine gestörte Myelinsynthese die Ursache für den kongenitalen Tremor darstellt (EDWARDS u. MULLEY 1999).
STEVENSON et al. (2001) fanden PCV2 im Nervengewebe, und zwar hauptsächlich in großen Neuronen und nur ganz vereinzelt in Oligodendrozyten. Die Autoren folgerten daraus, dass eine gestörte Myelinsynthese nicht die alleinige Ursache für den kongenitalen Tremor darstellt, weil die für diese Synthese zuständigen
Oligodendrozyten kaum betroffen sind (STEVENSON et al. 2001). Auffallend war noch, dass die bei PMWS-Schweinen vorgefundene granulomatöse
Entzündungsreaktion bei den Ferkeln mit kongenitalen Tremor nicht vorlag. Ein möglicher Grund könne eine Immuntoleranz der Feten zum Zeitpunkt der intrauterinen Infektion sein (STEVENSON et al. 2001).
2.3.4. Pathogenese von PCV2-induzierten Reproduktionsstörungen Die Pathogenese der möglicherweise durch PCV2 verursachten
Reproduktionsstörungen ist noch nicht bekannt. Pathomorphologisch lassen sich in einzelnen Fällen Läsionen darstellen; diese Befunde sind in Kapitel 2.5.4. zusammen gefasst.
Es gibt einige Infektionsversuche, die bezüglich der Pathogenese Hinweise liefern.
So konnten Reproduktionsstörungen und auch PCV2-positive Feten nach einer transzervikalen Infektion während der Besamung mit PCV2 beobachtet werden (CARIOLET et al. 2001b). In einem anderen Infektionsversuch wurde gezeigt, dass PCV2 in der Lage ist, im Uterus benachbarte Feten zu infizieren (PENSAERT et al.
2001). Mehrere Autoren glauben, dass PCV2 die plazentäre Schranke passieren kann, weil sie PCV in abortierten Feten oder bei neugeborenen Saugferkeln nachweisen konnten (ALLAN et al. 1995; WEST et al. 1999; TSCHACHTSCHAL 2000; STEVENSON et al. 2001). JOHNSON et al. (1999) und PENSAERT et al.
(2001) zeigten, dass PCV2 einen fetalen Tod verursachen kann, indem sie Feten intrauterin infizierten und bei der Geburt zu verschiedenen Zeitpunkten abgestorbene Feten vorfanden. Der Zeitpunkt der Infektion scheint dabei eine Rolle zu spielen, da erst bei den später infizierten Feten neben Virus auch Antikörper nachgewiesen wurden.
Eine in der Zwischenzeit entwickelte Immunkompetenz könnte der Grund dafür sein (PENSAERT et al. 2001).
Auch die Ähnlichkeit zu PPV hinsichtlich der morphologischen Struktur und Größe läßt vermuten, dass PCV2 die Plazentaschranke auf ähnliche Weise passieren kann (PENSAERT et al. 2001). PCV2 braucht zur Replikation sich teilende Zellen, die in fetalen Gewebe in großen Mengen vorkommen. Der Nachweis von PCV2 in
Organen, wie Leber (WEST et al. 1999; TSCHACHTSCHAL 2000), Milz (ALLAN et al. 1995), Lunge, Niere und Myokard (WEST et al. 1999) von Feten und
Neugeborenen kann als Hinweis auf die Zielzellen von PCV2 gedeutet werden.
SANCHEZ et al. (2001a) untersuchten die Herzen der Feten aus dem Infektionsversuch von PENSAERT et al. (2001). Sie konnten insbesondere
Herzmuskelzellen und in geringerem Maße auch Makrophagen als Hauptzielzellen im fetalen Herz identifizieren. Die Autoren vermuten, dass die Herzmuskelzelle einen zweiten Faktor, zum Beispiel einen Rezeptor besitzt, der diese Zelle so besonders attraktiv für PCV2 macht.
2.4. Klinik und Krankheitsverlauf 2.4.1. Klinik des PMWS
Meist tritt PMWS bei bisher normal entwickelten Ferkeln im Alter von vier bis
fünfzehn Wochen auf (LE CANN et al. 1997; CLARK u. HARDING 1998; DOMINGO u. SEGALES 1999). Es wurde auch von betroffenen Saugferkeln berichtet
(HARDING 1996). Die Tiere fallen durch ein verzögertes Wachstum,
Atemwegssymptome, Blässe, vergrößerte Inguinallymphknoten, zum Teil auch Ikterus, Konjunktivitis und Durchfall auf (HARDING 1996; LE CANN et al. 1997).
Einige Tiere verenden innerhalb von zwei bis acht Tagen, andere überleben bei hochgradigem Kümmererhabitus mehrere Wochen (LE CANN et al. 1997).
HARDING (1996; 1998) berichtete zudem von zentralnervösen Störungen. Häufig fand man klinisch gesunde und an PMWS erkrankte Ferkel gemischt in den Stallungen (HARDING 1996). Die Morbidität wird mit 1 bis 60% angegeben, die Letalität mit 50-90% (DOMINGO u. SEGALES 1999). LE CANN et al. (1997) berichten von einer Mortalität von 18% und Verlusten bis 35%. DOMINGO und SEGALES (1999) machen das Auftreten von anderen viralen und bakteriellen Erkrankungen für hohe Verluste verantwortlich. Antibiotische Behandlungen zeigen keine oder kaum Wirkung (HARDING 1996; LE CANN 1997; DEL POZO 1999;
DOMINGO u. SEGALES 1999). DOMINGO und SEGALES (1999) beschreiben ein zyklisches Auftreten der Erkrankung; ohne Bekämpfungsmaßnahmen können PMWS-Symptome bis zu einer Dauer von zwei Jahren auftreten. Verschiedene Betriebsgrößen und -formen sind gleichermaßen betroffen (SEGALES u. DOMINGO 1999).
Die bei betroffenen Tieren häufig vorgefundene Anämie ist mikrozytär und
hypochrom, damit charakteristisch für einen chronischen Blutverlust. SEGALES et al.
(2000b) vermuten einen Zusammenhang zwischen dieser Anämie und den häufig vorgefundenen Magenulzera.
2.4.2. Klinik des PDNS
Dieses Krankheitsbild tritt meist im Anfangsbereich der Mast bei einem Tiergewicht von etwa 20 bis 70 kg auf (SMITH et al. 1993; WHITE u. HIGGINS 1993; DURAN et al. 1997). Mehrere Autoren berichten von einer Prävalenz bis 1% (SMITH et al. 1993;
DURAN et al. 1998), aber es werden auch Verluste bis 20% beschrieben
(GRESHAM et al. 2000; PERITOGIANNI 2000). Als typisches Merkmal wird eine Hautveränderung meist im Perianal- und Flankenbereich beschrieben. Es wird von kleinen roten, geringgradig erhabenen Papeln bis hin zu rundlichen, dunkelroten und manchmal konfluierenden Blutungsarealen berichtet (SMITH et al. 1993; WHITE u.
HIGGINS 1993; DURAN et al. 1997; THIBAULT et al. 1998; ROSELL et al. 2000a).
In schwerwiegenden Fällen können auch ventrales Abdomen, Schulter,
Vordergliedmaßen und Ohren betroffen sein (DURAN et al. 1997; PERITOGIANNI 2000). Einige Tiere haben hohes Fieber und fallen durch Apathie und Appetitlosigkeit auf, andere behalten den Appetit und zeigen keine oder nur geringgradig erhöhte Körpertemperatur (SMITH et al. 1993; Duran et al. 1997; ROSELL et al. 2000a).
Ataxie, Tremor und Parese werden ebenfalls vereinzelt beobachtet (SEGALES et al.
1998b; PERITOGIANNI 2000). Zum Teil zeigen die Schweine auch ein subkutanes Ödem im Bereich des ventralen Abdomens und der Hintergliedmaßen (ROSELL et al. 2000a). HINRICHS et al. (2000) haben bei Einzeltieren einen dunklen, pastösen Kot beobachtet. Proteinurie und erhöhte Kreatinin- und Harnstoffwerte im Blut verweisen auf ein Nierenversagen (WHITE u. HIGGINS 1993; DURAN et al. 1997;
SEGALES et al. 1998b). Der Krankheitsverlauf ist kurz; einige Schweine verenden schon in den ersten drei Tagen (ROSELL et al. 2000a). Nur wenige Tiere genesen spontan (SMITH et al. 1993); nach SEGALES et al. (1998b) kann die Letalität in Extremfällen bis 100% betragen. HINRICHS et al. (2000) verweisen auf die
Ähnlichkeit mit dem klinischen Bild der KSP, deren Ausschluss auf jeden Fall erfolgen muss.
2.4.3. Klinik des kongenitalen Tremors der Saugferkel
Die klinischen Symptome sind in ihrer Ausprägung sehr unterschiedlich. Die betroffenen Ferkel zittern am ganzen Körper durch klonische Muskelkontraktionen (STEVENSON et al. 2001). Der Tremor ist bilateral und betrifft nur die
Skelettmuskulatur (LUKERT 1999). Bei stark ausgeprägten Symptomen können die Ferkel so stark behindert sein, dass keine ausreichende Nahrungsaufnahme möglich ist. Überleben sie jedoch die erste Lebenswoche, genesen sie zumeist nach drei bis vier Wochen; selten bleibt der Tremor bis zum Schlachtalter erhalten (STEVENSON et al. 2001). Die Symptome können im Liegen und während des Schlafes aussetzen, aber auch nach plötzlichem Lärm oder durch Kälte verstärkt werden.
2.4.4. Klinik der PCV2-induzierten Reproduktionsstörungen
Verschiedene Autoren haben in Infektionsversuchen Reproduktionsstörungen auslösen können. CARIOLET et al. (2001b) berichten von Aborten am 25. und 80.
Trächtigkeitstag, bzw. verfrühten und termingerecht geborenen Ferkeln, nachdem sie PCV2 bei der Besamung intrauterin injiziert haben. Zwei Sauen hatten am 10. / 24.
Tag p.i. für einen Tag moderates Fieber. Die Würfe bestanden aus lebenden, totgeborenen und mumifizierten Ferkeln. Letztere hatten Nacken-Steiß-Längen (NSL) von unter 15 bis über 24 cm. CARIOLET et al. (2001a) infizierten tragende Sauen ebenfalls intramuskulär und intratracheal. Diese Sauen zeigten deutliche klinische Symptome, wie Hyperthermie, Anorexie bzw. reduzierten Appetit für etwa eine Woche. Die Inkubationszeit betrug bei den am 70. Trächtigkeitstag infizierten Sauen 14 Tage und bei denen am 35. Tag infizierten 21 Tage. Eine Sau verferkelte drei Tage später, zwei weitere entwickelten ab dem 23. / 28. Tag p.i. eine Dermatitis und eine andere zeigte Hautveränderungen, die vom Autor nicht weiter spezifiziert wurden, und anfangs auch ödematisierte Hintergliedmaßen. Es wurden mumifizierte (NSL: 16cm bis 23cm), totgeborene und normale Ferkel geboren. JOHNSON et al.
(1999) und PENSAERT et al. (2001) infizierten Feten intramuskulär bzw.
intraperitoneal während einer Laparotomie bei der Sau. Beide Autoren berichten von Würfen mit mumifizierten, totgeborenen, lebensschwachen und normalen Ferkeln.
WEST et al. (1999) hat mehrere Feten und Ferkel von einem Betrieb untersucht, der vermehrt Probleme mit Spätaborten, totgeborenen und mumifizierten Ferkeln hatte.
In einem Wurf konnte er in diversen Organen der Feten PCV2 nachweisen.
BAUDOUARD et al. (2001) haben 53 abortierte Feten auf PCV2, PRRSV und PPV untersucht. Bei sechs mumifizierten Feten, die alle aus einem Wurf stammten,
konnten sie PCV2 nachweisen; PRRSV fanden sie in keinem Fetus und PPV in einer Mumie.
2.5. Pathomorphologische und pathohistologische Veränderungen 2.5.1. Pathomorphologie und -histologie bei Vorliegen des PMWS Pathomorphologische Befunde:
Vom PMWS betroffene Tiere zeigen in der Sektion meist ein langes Haarkleid und befinden sich im abgemagerten Zustand (CLARK u. HARDING 1998). Haut und Subkutis sind blass, selten auch ikterisch, die Muskulatur atrophisch (SEGALES et al. 1997). Als wichtigste pathomorphologische Befunde werden jedoch mehrfach Lymphadenopathie und schlecht retrahierte Lunge genannt (CLARK 1997;
SEGALES et al. 1997; KENNEDY et al. 1998).
Die viszeralen und peripheren Lymphknoten sind bis zum drei- bis vierfachen
vergrößert (CLARK 1997) und haben eine homogene weiße Anschnittfläche (CLARK 1997; DOMINGO u. SEGALES 1999). Besonders die inguinalen, mesenterialen, gastralen und bronchialen (CLARK u. HARDING 1998) bzw. superfizialen inguinalen, submandibulären, mediastinalen und mesenterialen (SEGALES u. DOMINGO 1999) Lymphknoten fallen durch ihre Größe auf. SEGALES et al. (2001) berichten auch von normal großen bis atrophischen Lymphknoten, die die typischen histologischen Veränderungen aufwiesen.
Die Lungen sind schlecht retrahiert, von fester bzw. gummiartiger Konsistenz (CLARK u. HARDING 1998) und einer verstärkten Läppchenzeichnung (SEGALES 1999a). Nicht selten findet man durch sekundäre bakterielle Infektionen verfestigte Areale im Bereich der apikalen Lungenlappen (DOMINGO u. SEGALES 1999).
Manchmal ist die kaudale Lunge auch mit hämorrhagischen bis braun-grauen Lobuli gesprenkelt (CLARK u. HARDING 1998). Fokale grau-rote atelektatische oder verfestigte Areale im Bereich der kranialen und mittleren Lunge sind nicht ungewöhnlich (CLARK 1997; SEGALES et al. 2001).
Die Milz kann geringgradig vergrößert sein (CLARK 1997). Die Leber ist bei etwa der Hälfte der PMWS-Schweine durch Aufhellungen oder geringgradige Atrophien
verändert (CLARK 1997). SEGALES (1999a) hat nur in 8 von 148 untersuchten Fällen (5,4%) eine Leberatrophie vorgefunden. Bei jedoch 18,2% fand er Nieren mit multifokal auf der Nierenrinde verteilten weißen Flecken. CLARK (1997) fand diese Flecken im kortikalen und medullären Nierenbereich bei etwa der Hälfte der
untersuchten Tiere. Einige Nieren sind ödematös vergrößert und blass (CLARK 1997).
PASTOR et al. (1998) und SEGALES (1999a) berichten von einem gehäuften Auftreten von Magenulzera im Bereich der Pars oesophagea. Das Kolongekröse ist manchmal ödematös; Zäkum und kraniales Kolon weisen zum Teil eine Hyperämie und Petechien auf (CLARK 1997).
Histopathologische Befunde:
Bei Schweinen mit PMWS findet man immer histologische Veränderungen in Lunge und lymphatischen Geweben (CLARK 1997).
SEGALES (1999a) diagnostizierte bei 87,7% (n = 148) eine interstitielle Pneumonie.
Die Alveolarsepten sind durch die mononukleäre Infiltration verbreitert (SEGALES 1999a). Entzündungsinfiltrate findet man häufiger in der Umgebung von Bronchien und Bronchiolen (CLARK 1997; SEGALES 1999a), weniger im Alveolarlumen.
Kranio-ventrale Lungenverfestigungen deuten auf eine durch Sekundärinfektion verursachte eitrig-katarrhalische Bronchopneumonie hin. CLARK (1997) und KIUPEL et al. (1999) berichten zudem von vermehrt abschilfernden Epithelzellen in das
Bronchiolarlumen. Diese Sonderform, proliferative und nekrotisierende Pneumonie (PNP) genannt, beobachtete auch HINRICHS et al. (1999b). Sie ist desweiteren gekennzeichnet durch Nekrose von Alveolarepithelien und lymphohistiozytäre Infiltrate in den Alveolarsepten. Die Alveolarlumina sind mit proteinreichem Exsudat, Alveolarmakrophagen, nekrotischen Zellen und großen, multifokalen, irregulären basophilen Strukturen gefüllt. Chronische Fälle zeigen Bereiche mit fibroblastischen Proliferationen und Reepithelisierung der Alveolarwände (CLARK 1997; HINRICHS et al. 1999b).
Lymphatische Organe und Gewebe (Peyer´sche Platten, Lymphknoten, Milz und Tonsille) verändern sich durch eine Depletion der Lymphfollikel und einer Infiltration von histiozytären Zellen besonders im Mark- und subkapsulären Sinus. Zusätzlich findet man hier Synzytialzellen (CLARK 1997; SEGALES 1999a). Im frühen bis mittleren Erkrankungsstadium finden sich noch basophil-färbbare Einschlüsse im Zytoplasma histiozytärer Zellen (CLARK 1997; SEGALES 1999a). Manchmal sind auch nekrotische Veränderungen, meist in Verbindung mit Thromben und Vaskulitis vorhanden (CLARK 1997; SEGALES 1999a). SEGALES (1999a) fand die folgenden aufgelisteten Veränderungen bei untersuchten Lymphorganen von 148 PMWS- Schweinen mit einer Häufigkeit von:
Lymphozytäre Depletion 87,2%
Entzündliche histiozytäre Infiltration 77,0%
Auftreten von Einschlusskörperchen 45,3%
Auftreten von Synzytien 36,5%
Multifokale Nekrose 12,2%
Von Leberveränderungen sind PMWS-betroffene Tiere unterschiedlich stark betroffen. SEGALES (1999a) fand bei 55,4% von 148 untersuchten Lebern eine leichte bis mäßige Hepatitis und bei 7,4% eine hochgradige Leberentzündung mit Zerstörung von Parenchym. Die Entzündungsintensität reicht von periportal über diffus verteilt bis hin zu massiven Verlust von Leberzellen (SEGALES 1999a). Dies ist gekennzeichnet durch eine periportale Infiltration von Lymphozyten und
Histiozyten, manchmal begleitet von einer Degeneration oder Regeneration von Gallengangepithel (CLARK 1997). Im Endstadium kommt es zu einem Verlust der Lebersinusoide und in Folge zu einer Fibrose. Ikterische Tiere zeigten histologisch generell einen hochgradigen Leberschaden (CLARK 1997; SEGALES 1999a).
In der Niere konnte SEGALES (1999a) bei 45,3% eine mehr oder weniger schwere lympho-histiozytäre interstitielle Nephritis diagnostizieren. Die schwereren Fälle fielen schon makroskopisch durch multifokale weißliche Flecken in der Nierenrinde auf (SEGALES 1999a). CLARK (1997) beschreibt neben den multifokalen entzündlichen Infiltrationen noch eine häufig vorgefundene Vaskulitis. Häufig zeigen sich im Kortex Tubulusatrophien bis hin zu regenerativen Hyperplasien; das intertubuläre
Bindegewebe ist dabei ödematös und zeigt Fibroblastenproliferation (CLARK 1997).
Im Pankreas findet man gelegentlich eine fokale azinäre Zellatrophie und eine histiozytäre Zellinfiltration mit Verlust von Zymogengranula (CLARK 1997).
Die Mukosa von Magen, Zäkum und Kolon kann eine gering- bis mittelgradige histio- lymphozytäre Infiltration zeigen mit degenerativem und / oder regenerativem Drüsen- bzw. Kryptenepithel (CLARK 1997).
Bei einigen Ferkeln konnte CLARK (1997) eine fokale zerebrale Leptomeningitis mit perivaskulär verteilten Lymphoblasten und Histiozyten diagnostizieren.
2.5.2. Pathomorphologie und -histologie des PDNS Pathomorphologische Befunde:
Die Haut und zum Teil auch die Subkutis zeigen häufig umschriebene bis
flächenhafte, zum Teil konfluierende dunkelrote, blutunterlaufende Areale (DURAN et al. 1997). Die Nieren sind weich, vergrößert und mit Petechien auf der Oberfläche (SEGALES 1999a). Außerdem findet man oft eine nicht kollabierte Lunge und
generalisiert hyperplastische Lymphknoten, die im Anschnitt einen hämorrhagischen Randsaum aufweisen (GRESHAM et al. 2000). Häufig leiden die Tiere an
Magenulzera in der Pars oesophagea (WHITE u. HIGGINS 1993; DURAN et al.
1997) und infolge dessen an akutem Magenbluten und Meläna (SEGALES et al.
1998b).
Einige Autoren berichten auch von einem gehäuften Vorkommen von ödematisierten Hintergliedmaßen und Körperhöhlenergüssen (WHITE u. HIGGINS 1993; SEGALES et al. 1998b).
Pathohistologische Befunde:
Mikroskopisch findet man in der Haut eine systemische nekrotisierende Vaskulitis der kleinen und mittleren Arterien und Kapillaren (DURAN et al. 1997; SEGALES et al.
1998b; THIBAULT et al. 1998; ROSELL et al. 2000a). Die Media ist fibrinoid
nekrotisch und im Bereich der Arterienwand, wie auch in der nekrotischen Epidermis bzw. superfizialen Dermis befinden sich gemischtzellige Entzündungsinfiltrate
(SEGALES et al. 1998b; THIBAULT et al. 1998). Die in Folge dessen entstehenden Hautnekrosen sind häufig auch makroskopisch erkennbar (SEGALES 1999a).
Die Veränderungen der Nieren bestehen aus einer diffusen globalen, exsudativen und nekrotisierenden Glomerulonephritis in Rinde und Mark; die Lumina der
Glomeruli sind mit Fibrin, polymorphkernigen Neutrophilen und Erythrozyten gefüllt (SEGALES et al. 1998b). Bei einigen Tieren mit akutem Krankheitsverlauf waren nahezu alle Glomeruli und Arteriolen des Nierenbeckens von einer nekrotisierenden Entzündung betroffen (SEGALES et al. 1998b). Zudem findet man eine diffuse lymphoplasmazelluläre interstitielle Nephritis (SEGALES et al. 1998b; ROSELL et al.
2000a). Bei chronischen Verläufen treten interstitielle Fibrosen und Sklerosen der Glomeruli auf (DURAN et al. 1997; SEGALES et al. 1998b).
Auch Milz, Leber, Herz, Magen, Lunge, Harnblase, Gehirn und Lymphknoten sind von nekrotisierenden Vaskulitiden betroffen (SEGALES et al. 1998b).
SEGALES et al. (1998b) berichteten, bei etwa 50% der untersuchten Fälle eine mäßige bis schwere Depletion und Synzytien im Lymphknotengewebe gefunden zu haben. Auch hatten viele Schweine eine gering- bis mittelgradige interstitielle
Pneumonie (SEGALES et al. 1998b; THIBAULT et al. 1998).
2.5.3. Pathomorphologie und -histologie bei kongenitalem Tremor Typ II In diesem Abschnitt wird nur der KT Typ II dargestellt, der möglicherweise durch PCV2 verursacht wird. Weitere KT Typen und deren Ätiologie sind in Kapitel 2.2.3.
aufgeführt.
LAMAR (1971) beschreibt eine verzögerte Myelinisierung des Rückenmarks.
STEVENSON et al. (2001) untersuchten 13 „Zitterferkel“ und sechs klinisch unauffällige Ferkel von vier verschiedenen Betrieben mit akuten Ausbrüchen von kongenitalem Tremor; alle Ferkel waren maximal 48 Stunden alt. Sie konnten weder bei den erkrankten, noch bei den gesunden Ferkeln pathomorphologische
Veränderungen erkennen. Mittels ISH und IIFT wurde virales Antigen bzw.
Genomfragmente in Makrophagen, großen Neuronen und geringgradig auch in Oligodendrozyten nachgewiesen; dabei fanden sie bei klinisch erkrankten Tieren mehr PCV2-infizierte Zellen als bei klinisch gesunden. Entzündungsreaktionen fehlten jedoch in der Gewebsumgebung (STEVENSON et al. 2001).
2.5.4. Pathomorphologie und -histologie bei PCV2-induzierten Reproduktionsstörungen
Bei den von WEST et al. (1999) untersuchten abortierten Feten eines Wurfs (zwei mumifizierte, zwei mazerierte, drei autolytische und zwei totgeborene Ferkel) wurde PCV2 in Leber, Lunge, Niere und Herzmuskel nachgewiesen. Nur einer der
autolytischen Feten zeigte pathomorphologische und -histologische Veränderungen.
JOHNSON et al. (1999) infizierten Feten zwischen dem 86. bis 93. Trächtigkeitstag, indem sie diesen während einer Laparotomie der Sau intramuskulär ein PCV2-Isolat injizierten. Der Wurf einer Sau beinhaltete mumifizierte Feten, Totgeburten und lebensschwache Ferkel, die Würfe der beiden anderen Sauen waren unauffällig.
Makroskopisch zeigten einige Tiere vergrößerte Lymphknoten; mikroskopisch waren keine außergewöhnlichen Veränderungen feststellbar.
PENSAERT et al. (2001) infizierten Feten am 57., 75. und 95. Trächtigkeitstag. Die nach 21 Tagen untersuchten Feten waren blass, ödematös, hatten ein
umfangsvermehrtes Abdomen und Hämorrhagien in inneren Organen. Unter den ausgetragenen Ferkeln gab es neben Mumien, tot- und lebensschwach geborenen auch normale Ferkel.
Einen weiteren Infektionsversuch führten CARIOLET et al. (2001b) durch. Sie infizierten SPF-Sauen bei der Besamung mit PCV2 transzervikal. Daraufhin wurden sowohl Abort, als auch verfrühtes und termingerechtes Ferkeln beobachtet; daraus abortierte Feten zeigten hämorrhagische Läsionen, Ödeme, Nekrosen und
Stauungen. Ferkel, die nach einigen Lebenstagen verendet waren, hatten
Körperhöhlenergüsse, gestaute Lymphknoten, Ödeme und eine Hypertrophie des Herzens.
2.6. Epidemiologie
Die ersten Studien zur Verbreitung des porzinen Circovirus stammen von TISCHER et al. (1982, 1986). Sie fanden Seroprävalenzen bei Schlachtschweinen an mehreren Schlachthöfen in Nord- und Ostdeutschland von 77 bis 95% gegen PCV. Andere serologische Studien zeigen, dass PVC in der Schweinepopulation weitverbreitet ist.
Bei Untersuchungen wurden Seroprävalenzen von 55% / 26% bei Masttieren / Altsauen in Kanada (DULAC u. AFSHAR 1989), 86% in Großbritannien (EDWARDS u. SANDS 1994) und 92% in Nordirland (ALLAN et al. 1994) gefunden. SUH et al.
(1998) untersuchten 768 Schweine-Seren verschiedener Altersgruppen von 27
verschiedenen Farmen in Minnesota und Iowa / USA. Auf nur einer Farm konnte kein PCV nachgewiesen werden und durchschnittlich waren über 50% (14,3 bis 84,2%) der Tiere / Farm seropositiv.
In diesen Studien wurde zum Antikörpernachweis die Methoden Immunperoxidase- Monolayer-Assey (IPMA) und Immunfluoreszens-Assey (IFA) benutzt. Damit kann jedoch nicht zwischen PCV1 und PCV2 unterschieden werden. RODRIGUEZ- ARRIOJA et al. (2000) vermuten begrenzt Kreuzreaktionen zwischen PCV1 und PCV2. Die Seroprävalenz von PCV2 war gegenüber PCV1 in dieser Untersuchung sehr viel höher, so dass PCV2 das vorherrschende Virus in der Population zu sein scheint; die PCV1-Titer deuten sie als Ausdruck einer Kreuzreaktion (SEGALES 1999b; RODRIGUEZ-ARRIOJA et al. 2000).
Seit 1991 wird weltweit von dem Krankheitsbild PMWS berichtet. Bei betroffenen Tieren gelang immer der Nachweis eines porzinen Circovirus, das zu 69 bis 80% mit dem aus der PK-15 Zelllinie übereinstimmte (HAMEL et al. 1998; MEEHAN et al.
1998). Dieser „pathogene“ PCV-Typ, PCV2 genannt, wurde nahezu weltweit mittels PCR, ISH oder IFT nachgewiesen. Berichte über PMWS im Zusammenhang mit PCV2 liegen aus Kanada (HARDING 1996), den USA (DAFT et al. 1996), Frankreich (LE CANN et al. 1997), Spanien (SEGALES et al. 1997), Nordirland (KENNEDY et al. 1998), Irland (SPILLANE et al. 1998), Deutschland (HINRICHS et al. 1999a), Korea (CHOI u. CHAE 1999), Japan (ONUKI et al. 1999), Österreich (SCHMOLL et al. 2001), Griechenland (MILIOTIS et al. 2001b), der Tschechischen Republik (CELER et al. 2001) und Mexiko (IGLESIAS et al. 2001) vor.
ROSELL et al. (2000b) haben PCV2 in archivierten paraffinisierten Gewebeproben aus Spanien von 1986 mittels ISH gefunden. Mit diesem Verfahren konnte auch in Archivmaterial von 1986 PCV2 in Großbritannien nachgewiesen werden (SANDVIK et al. 2001).
Neuere serologische Studien geben weitere Hinweise über Verbreitungsgrad und -dauer des PCV2. So untersuchten zum Beispiel SANCHEZ et al. (2001b) Seren von Zuchtsauen in Belgien und fanden bei 100% der Proben Antikörper gegen PCV2, auch in den Proben aus den Jahren 1969, 1975 und 1980. In Dänemark wiesen HASSING et al. (2001) bei allen acht beprobten Beständen Antikörper gegen PCV2 nach.
MAGAR et al. (2000b) untersuchten asservierte Serumproben von Schlachtsauen in Kanada von 1985, 1989 und 1997 auf PCV1- und PCV2-Antikörper. Dabei wurden in 13,6% der Proben von 1985, 72,4% der Proben von 1989 und in 66,6% der Proben
von 1997 Antikörper gegen PCV2 nachgewiesen. Es waren mehr Proben PCV2- positiv als PCV1-positiv. Der Autor folgert daraus, dass PCV2 schon mindestens zehn Jahren vor dem ersten Bericht über PMWS in Kanada zirkulierte und das der Typ 2 eine höhere Prävalenz als PCV1 in Kanada hat.
COTRELL et al. (1999) fanden PCV2-Antikörper in unterschiedlichen Betriebsformen, nämlich in SPF-Herden und großen und kleinen Mast- und Zuchtbetrieben.
Ab 1999 gab es erste Studien in PCV2-infizierten Herden, die Vermutungen hinsichtlich der epidemiologischen Verläufe in einer Schweineherde zulassen.
So beprobten HARDING et al. (1999) klinisch auffällige „PMWS“-Betriebe und klinisch unauffällige und wiesen PCV2 in allen Proben nach.
Bei Saugferkeln fanden sie eine Seroprävalenz von ca. 80%, die anschließend im Absetzalter sank. 73 bis 90% der Aufzuchtschweine und 97 bis 100% der
Schlachtschweine waren seropositiv gegen PCV2 (HARDING et al. 1999). Von ähnlichen Antikörperverläufen berichten RODRIGUEZ-ARRIOJA et al. (2001) und SIBILA et al. (2001a). Sie fanden serologisch positive Sauen und bei den
Saugferkeln Antikörperkonzentrationen, die sich etwa in der 7. Lebenswoche auf dem niedrigsten Niveau befanden. Ab diesem Alter fielen Ferkel mit einer PMWS- typischen Klinik auf (RODRIGUEZ-ARRIOJA et al. 2001). Zu dieser Zeit konnten bei einigen Ferkeln auch PCV2-Genome, manchmal über Wochen im Serum
nachgewiesen werden. Während der Anfangsmast serokonvertieren die meisten Tiere (RODRIGUEZ-ARRIOJA et al. 2001; SIBILA et al. 2001a). Zur Bestimmung der Zirkulation von PCV2 bei Feldinfektionen untersuchten SIBILA et al. (2001b)
Nasentupfer und Serumproben mittels PCR von verschiedenen Altersgruppen in Betrieben mit und ohne PMWS-typischer Klinik. Generell hatten die Gruppen mit den jüngeren Tieren einen kleineren Anteil an PCV2-positiven Proben als Gruppen mit älteren Tieren. In Nasentupfern konnte häufiger PCV2 gefunden werden als im Serum. Es scheint eine Ausscheidung über die Nase zu geben, ohne gleichzeitige Virämie und Klinik. In von PMWS betroffenen Beständen gab es signifikant mehr Tiere, bei denen PCV2 mittels PCR im Serum nachgewiesen wurde als in Beständen ohne PMWS-Probleme. In der Gruppe der 5-10 Wochen alten Ferkel war die Zahl der PCV2-positiven Tiere signifikant höher als in nicht betroffenen Betrieben; andere Altersgruppen unterschieden sich zwischen den verschiedenen Betrieben nicht wesentlich. ROSE et al. (2001) nahmen in 115 Betrieben nach einem bestimmten Probenschlüssel Serumproben von unterschiedlichen Altersgruppen der Sauen und Ferkel. Sie fanden bei den älteren Sauen geringere Antikörperkonzentrationen als bei den Jungsauen. Jedoch hatten auf PMWS-betroffenen Betrieben die Altsauen und 13 Wochen alte Läufer höhere Seroprävalenzen als in Betrieben ohne Klinik.
Eine höhere virale Belastung könnte somit für das Auftreten von PMWS notwenig sein (ROSE et al. 2001).
Der Weg der Virusverbreitung ist noch nicht endgültig geklärt. PCV2 wurde bislang in Kot (KRAKOWKA et al. 2000; REYNAUD et al. 2001), Nasen-, Augentupfern
(KRAKOWKA et al.2000), Sperma (LAROCHELLE et al. 2000; LE TALLEC et al.
2001), abortierten Feten (WEST et al. 1999; BAUDOUARD et al. 2001) und Neugeborenen (TSCHACHTSCHAL 2000) nachgewiesen, so dass
Übertragungswege von Tier zu Tier oder über Vektoren denkbar wären.
2.7. Diagnostische Verfahren 2.7.1.Virusnachweis
2.7.1.1. Virusisolation
Die Virusanzüchtung auf Zellkulturen gelingt auf verschiedenen Schweine-Zelllinien.
Da PCV2 jedoch keinen zytopathogenen Effekt hervorruft, wird der eigentliche
Virusnachweis mit einem immunzytochemischen Verfahren (siehe 2.7.3.), der In-situ- Hybridisation (siehe 2.7.2.2.) oder mittels Elektronenmikroskopie (siehe 2.7.1.2.) durchgeführt (ALLAN et al. 1998).
2.7.1.2. Elektronenmikroskopie
STEVENSON et al. (1999) haben PCV auf porzinen Nierenzellkulturen (PK-15) angezüchtet und anschließend die Ultrastrukturen untersucht. Sie fanden neben einer großen Anzahl von intrazytoplasmatischen Einschlüssen meistens im perinukleären Raum auch vereinzelt runde bis ovale und elektronendichte
intranukleäre Einschlüsse. Es gab zwei Typen; der erste war klein (0,1-0,5 µm) und einige enthielten im Durchmesser 10-14 nm große lockere Aggregate von
ikosahedralen Nukleokapsiden oder kaum geformte parakristalline Bereiche. Der zweite Typ hatte größere (0,5-5 µm) und zahlreichere Einschlüsse, die von einer trilaminaren Membran umrandet waren. Ihre Elektronendichte war größer als die der kleinen Einschlüsse und sie enthielten unterschiedliche Mengen an
Virionenaggregaten. Meistens formierten sich die Virionen zu parakristallinen Bereichen, manchmal auch zu losen Aggregaten. Intranukleäre Einschlüsse waren nicht membrangebunden und oft mit kleinen Nukleoli und Aggregaten von
Heterochromatin assoziiert.
2.7.2. Genomnachweis
2.7.2.1. Polymerase Chain Reaction (PCR)
Die im Moment gebräuchlichste Methode des PCV2-Genomnachweises stellt die PCR dar. Dieses Verfahren wurde von MULLIS et al. (1986) entwickelt und ist durch seine Schnelligkeit, eine hohe Sensitivität und Spezifität gekennzeichnet. Bei dieser Nachweismethode wird ein definiertes Stück DNA von dem gesuchten Virus (oder Bakterium) enzymatisch vervielfältigt. Diese Amplifikationsprodukte werden dann zum Beispiel bei einer Agarose-Gelelektrophorese mittels Ethidiumbromidfärbung sichtbar gemacht. Mittels PCR konnte in diversen Organen (Lymphknoten, Lunge, Leber, Milz, Nieren und Pankreas) PCV2 nachgewiesen werden (MOROZOV et al.
1998; MC NEILLY et al. 1999; ROSSEL et al. 1999; TSCHACHTSCHAL 2000). Das Ergebnis ist rein qualitativ, eine quantitative Aussage zum gesuchten Agens kann hier nicht gemacht werden. Nachteilig kann zudem die hohe Sensitivität der Methode sein, da auch sehr geringe Mengen des pathogenen Agens nachgewiesen werden,
die nicht zur klinischen Symptomatik des Tieres geführt haben muss. Auch
Genomfragmente von nicht mehr vermehrungsfähigen Virus können nachgewiesen werden. ALBORALI et al. (2001) haben die Immunhistochemie (ICH),
Immunfluoreszenz (IF) und PCR an demselben Probenmaterial verglichen. Die Ergebnisse von IHC und IF waren identisch, die PCR jedoch stimmte nur zu 70,3%
mit den Ergebnissen der anderen beiden Methoden überein. Einige klinisch unauffällige Bestände, die im IF und IHC negativ waren sind mittels PCR als PCV2-positiv eingestuft worden. Die Autoren sehen einen Grund dafür in der
höheren Sensitivität der Methode. Eine ähnliches Ergebnis erbrachte die Studie von BUFFEREAU et al. (2001). Sie haben Proben gleichzeitig mit PCR und ISH
untersucht, wobei auch hier die PCR die höhere Sensitivität aufwies. Eine gleichzeitige histologische Untersuchung der Proben zeigte, dass es auch
PCR-positive Proben ohne histologische Veränderungen gab. Diese hohe Sensitivität muss bei der Interpretation der Ergebnisse berücksichtigt werden.
2.7.2.2. In-situ-Hybridisation (ISH)
Mit der Technik der ISH lässt sich virale oder bakterielle DNA bzw. RNA in formalinfixierten und Paraffin eingebetteten Geweben nachweisen. Mittels einer Sonde aus Nukleinsäure, die komplementär zu der gesuchten Genomsequenz ist, wird die DNA bzw. RNA unter dem Lichtmikroskop durch eine Farbreaktion sichtbar gemacht. Der Vorteil dieser Nachweismethode liegt darin, dass man das gesuchte infektiöse Agens im Zusammenhang mit dem histopathologischen Bild sieht.
Verschiedene Autoren fanden auf diese Weise bei an PMWS erkrankten Ferkeln PCV in Lymphknoten, Tonsille, Milz, Leber, Lunge, Niere, Pankreas, Herz und Dünn- und Dickdarm. Virale Zielzellen waren besonders Makrophagen und mononukleäre Zellen in den lymphatischen Organen; aber auch in Enterozyten, Hepatozyten, Alveolarmakrophagen, renalen Tubuluszellen und in kapillären Endothelien des Herzens konnte PCV nachgewiesen werden (ELLIS et al. 1998; MOROZOV et al.
1998; CHOI u. CHAE 1999; MC NEILLY et al.1999 und ROSELL et al. 1999). In neueren Studien wurde speziell auf PCV Typ 2 untersucht (MORVAN et al. 2001).
Der Autor sieht einen Vorteil in dieser Methode darin, dass retrospektive Studien an archivierten formalinfixierten und in Paraffin gebetteten Geweben durchgeführt werden können und eine Aussage über die Quantität des gesuchten Agens getroffen werden kann.
2.7.3. Antigennachweis
2.7.3.1. Immunhistochemie (IHC)
Bei diesem Verfahren wird das gesuchte Antigen mittels speziell markierter
Antikörper, die an das gesuchte Antigen binden, sichtbar gemacht. SORDEN et al.
(1999) berichten, dass diese Methode billiger und schneller als die ISH sei. Nach MC NEILLY et al. (1999) sind sowohl die IHC als auch die ISH gut geeignet, um asservierte formalinfixierte und in Paraffin gebettete Gewebe retrospektiv zu
untersuchen. Sie benutzten für die IHC polyklonales PCV2-Antiserum von Kaninchen. An diese wurden im zweiten Schritt biotinisierte Anti-Kaninchen-
Antikörper gebunden; der Komplex wurde mittels Streptavidin-Peroxidase-Konjugat sichtbar gemacht.
2.7.3.2. Immunzytochemie
Mit immunzytochemischen Verfahren kann Virusantigen in infizierten Zellen nachgewiesen werden. Dies ist zum Beispiel für den Nachweis von nicht
zytopathogenen Viren in Zellkulturen notwendig oder auch als Schnellmethode für den Nachweis von Virusantigen in Organ-Gefrierschnitten geeignet. Dazu werden an Immunglobuline Fluorochrome (Immunfluoreszenztest / IFT) oder Enzyme
(Immunperoxidasetest / IPT) gekoppelt. Bei einer Bindung zwischen Antikörper und gesuchten Virus-Antigen kann man eine Farbreaktion provozieren und somit die Lokalisation des Antigens sichtbar machen. ALLAN et al. (1998) haben mittels indirektem Immunfluoreszenstest (IIFT) und ISH die Virusanzucht auf Zellkulturen ausgewertet. Im ersten Schritt inokulierten sie die Zellkulturen mit einem
Schweineserum, welches auch Antikörper gegen PCV enthielt. Für den zweiten Schritt benutzten sie Kaninchen-anti-Schwein-Antikörper, an die Fluorescein- Isothiozyanat zur Sichtbarmachung konjugiert war.
2.7.4. Nachweis von Antikörpern
2.7.4.1. Indirekter Immunfluoreszenztest / Indirekter Immunperoxidasetest
Antikörper lassen sich in Analogie zu dem unter 2.7.3.2 beschriebenen IIFT und IIPT nachweisen (ALLAN et al. 1998; ELLIS et al. 1998; MC NEILLY et.al. 1999; ROSELL et al. 1999 und SORDEN et al. 1999). Eine mit PCV2 infizierte Zellkultur wird mit dem zu untersuchenden Serum inkubiert. Im nächsten Schritt wird mit markierten Antikörpern inkubiert, die gegen die ersten Antikörper gerichtet sind. Die bereits oben beschriebene Farbreaktion zeigt letztendlich das Ergebnis. Dieses Verfahren ist jedoch relativ aufwendig und nicht für die Routinediagnostik geeignet.
2.7.4.2. Enzyme-Linked Immunosorbent Assay (ELISA)
Mit dem ELISA können allgemein virale Antigene (siehe 2.7.3.) und
virusspezifische Antikörper nachgewiesen werden. Für den Antikörpernachweis benötigt man eine „feste Phase“, zumeist Polysterol-Mikrotiterplatten mit
hochgereinigtem viralem Antigen. Auf die feste Phase wird das zu untersuchende Serum gegeben und inkubiert. Hier kommt es zu einer Bindung der spezifischen Antikörper mit dem vorgegebenen Antigen. Durch Zugabe eines konjugierten Antikörpers gegen die Antikörper der untersuchten Tierart kommt es wiederum zu einer Bindung. Über das Konjugat können dann Farbreaktionen erzeugt werden.
