Biologische Kontrolle

Aufgrund der oben angesprochenen Probleme der Anthelminthikaresistenzen sucht man in den letzten Jahren verstärkt nach alternativen, biologischen Bekämpfungsstrategien. Eine erfolgversprechende Möglichkeit ist die Applikation nematophager Pilze (siehe auch 2.2. Nematophage Pilze). Einige Sporen dieser Pilze bleiben auch nach einer Passage des Gastrointestinaltraktes keimfähig (LARSEN et al., 1997). Sie keimen im Kot auf der Weide und bilden ein netzartiges Hyphengeflecht aus, mit dem sie auch dritte Larven von Trichostrongyliden fangen (LARSEN et al., 1996). So wird die Kontamination der Weidefläche mit infektiösen dritten Larven vermindert. Mikroskopische Studien zeigen, dass die so „gefangenen“

Larven als Nahrung genutzt werden. Bestimmte Strukturen des Hyphengeflechts wachsen regelrecht in die Larven ein und lysieren das Gewebe (GRØNVOLD et al., 1996a).

Literaturübersicht _____ _________________________________32 2.1.2. Strongyloididae

Der zur Ordnung der Rhabditida gehörende Zwergfadenwurm Strongyloides papillosus (Wedl 1856) ist der einzige, allerdings weltweit vorkommende Krankheitserreger aus dieser Familie bei Schafen und Ziegen. Es parasitiert lediglich Weibchen. Diese sind bis zu 6 mm lang, haben eine flache Mundhöhle, und der Ösophagus nimmt in der Ausdehnung ca. 1/3 der Körperlänge ein. Die Genitalöffnung liegt hinter der Körpermitte. Die bereits embryoniert ausgeschiedenen Eier entwickeln sich unter guten klimatischen Bedingungen innerhalb kurzer Zeit zu infektionsfähigen Larven, welche über dünne, ungeschützte Hautbezirke, wie z.B.

den Kronsaum oder den Zwischenschenkelspalt perkutan in den Wirt gelangen. Von hier vollziehen sie eine Blut-Lungen-Wanderung und gelangen über den Larynx in den Verdauungstrakt, wo sie sich zu Adulten entwickeln.

Ein Teil der ausgeschiedenen Eier entwickelt sich zur freilebenden Generation (Männchen ca. 0,8 mm, Weibchen ca. 0,9 mm). Nach kurzer Zeit legen diese Weibchen Eier, aus denen sich ausnahmslos infektionsfähige Larven entwickeln. Ein weiterer Infektionsweg ist die galaktogene Infektion. Präpartal wandern die Larven in das Euter und gelangen nach der Geburt mit der Milch in das Jungtier. Diese Larven vollziehen keine Blut-Lungen-Wanderung und die Präpatenz ist verkürzt. Bereits nach einer Woche können die Jungtiere Eier ausscheiden. Durch die Körperwanderung können unterschiedliche Schäden und Symptome am Tier auftreten. Im Bereich der Haut kann es zu Dermatitiden kommen, die Wanderstadien schädigen die Lunge, so dass es zu einer interstitiellen Pneumonie kommen kann, und im Verdauungstrakt schädigen die Adulten die Schleimhaut. Es kommt zu Absorptionsstörungen und in der Folge zu Diarrhöe (FONSECA et al., 1994).

Eine Diagnose erfolgt durch Flotation der Eier aus einer Kotprobe analog zu den Trichostrongyliden. In einer Kotkultur können relativ einfach die unbescheideten Larven mit dem typischen langen Ösophagus nachgewiesen werden (ECKERT, 1960; BÜRGER und STOYE, 1968).

Für die anthelminthische Therapie sind alle gegen die Trichostrongyliden wirksamen Medikamente einsetzbar. Abweichend ist zu beachten, dass die Tiere sich frühzeitig infizieren, entsprechend auch frühzeitig behandelt werden müssen. Zur Prophylaxe

____________________________________________________Literaturverzeichnis33 eignet sich eine gründliche Reinigung und Desinfektion von Jungtierställen vor dem Besatz.

2.1.3. Trichuridae

Zur Familie der Trichuridae gehören die bei Schaf und Ziege in Mitteleuropa vorkommenden Arten Trichuris ovis (Abildgaard 1795), Trichuris capreoli (Artjuch 1948) und Capillaria longipes (Ransom 1911) . Bei den Helminthen der Gattung Trichuris handelt es sich um bis zu 8 cm lange Würmer. Zwei Drittel nimmt der sehr dünne Anfangsabschnitt ein, welcher in der Schleimhaut des Dickdarm verborgen liegt, während das dicke Hinterende in das Lumen des Darmes hineinragt. Die Männchen haben nur ein Spikulum, die Vulva der Weibchen liegt am Übergang zwischen dem dünnen und dicken Teil. Die Form des Spikulums sowie die Vaginalstrukturen dienen der Artdifferenzierung.

Beim kleinen Wiederkäuer ist eine Infektion mit Helminthen der Gattung Trichuris recht häufig.

Die Entwicklung ist monoxen und erfolgt im Ei. Innerhalb von einigen Wochen entwickelt sich im Ei eine infektionsfähige Larve, welche nicht schlüpft. Das Ei wird mit der Nahrung vom Wirt aufgenommen. Hauptinfektionsquelle ist kontaminiertes Weidegras. Aus den aufgenommenen Eiern schlüpfen die ersten Larven, welche in die Schleimhaut des Dünndarms eindringen und sich dort über zweite und dritte Larvenstadien zu Adulten entwickeln. Durch die Lage der Parasiten zum Teil innerhalb der Schleimhaut kommt es zu Entzündungen des Dickdarms, in dessen Folge es zu Abmagerung und Exsikkose der Tiere kommen kann. Durch Blutverluste sind Anämien möglich.

Zum sicheren koproskopischen Nachweis der typischen, zitronenförmigen Eier ist die Verwendung einer Flotationsflüssigkeit mit einem spezifischen Gewicht von >1,2 nötig. Für eine Therapie verwendet man Präparate aus den Wirkstoffgruppen der Benzimidazole oder Avermectine.

Literaturübersicht _____ _________________________________34 2.1.4. Chabertidae

Die zur Familie der Chabertidae gehörenden Knötchenwurmgattungen, Chabertia und Oesophagostomum, sind im Vergleich mit den Trichostrongyliden mit bis zu 2 cm relativ große Endoparasiten, welche vornehmlich im Dickdarm parasitieren. Die Mundkapsel ist von zwei sägezahnartigen Blätterkränzen umgeben, die Spikula sind lang. Bei den kleinen Wiederkäuern kommen in Mitteleuropa hauptsächlich die Arten Chabertia ovina (Frabricius 1794) und Oesophagostomum venulosum (Rudolphi 1809) vor. REHBEIN et al. konnten 1996 für bayrische Schlachtschafe eine Befallsintensität von 63,2 % für Knötchenwürmer nachweisen. Hingegen war die Beffallstärke 1991 für Schlachtschafe in Hessen mit 13 % deutlich geringer (BENESCH, 1991).

Die Entwicklung entspricht der der Trichostrongyliden. Eine Infektion erfolgt hauptsächlich über kontaminiertes Gras auf der Sommerweide. Abweichend von den Trichostrongyliden überwintern die Knötchenwürmer jedoch nicht auf der Weide, und eine Kontamination erfolgt ausschließlich über ältere Ausscheider im Frühjahr. Die infektiösen dritten Larven entscheiden sich im Dünndarm und wandern in die Mukosa des Darms ein. Hier erfolgt die Häutung zur vierten Larve. Diese bleibt entweder über Monate inhibiert und reaktionslos in der Schleimhaut, oder sie bohrt sich in das Lumen des Darms und heftet sich als (prä-)adultes Stadium an die Schleimhaut des Zäkums (Oesophagostomum) oder des Kolons (Chabertia). Die Adulten heften sich mit der Mundkapsel an die Schleimhaut an und verdauen diese enzymatisch.

Dadurch kommt es zu Schleimhautschädigungen und Blutungen, in der Folge zu blutig-schleimigen Durchfällen, Abmagerung und Inappetenz (HIEPE, 2001).

Der Nachweis von Parasitenstadien im Kot erfolgt analog zu den Trichostrongyliden über eine Flotation der Eier und mikroskopische Detektion. Die Eier sind morphologisch nicht von denen der Trichostrongyliden zu unterscheiden. Erst eine Larvenkultur gibt Auskunft über das Vorhandensein von Knötchenwürmern. Die dritten Larven sind groß, bis zu 800 µm lang, bescheidet und besitzen einen langen Scheidenschwanz und 32 Mitteldarmzellen (BÜRGER und STOYE, 1968).

Eine Therapie erfolgt analog zu der Therapie der Trichostrongylidae mit Präparaten der Wirkstoffgruppen Benzimidazole, Avermectine, Pyrrimidine und Imidazothiazole.

____________________________________________________Literaturverzeichnis35 2.1.5. Dictyocaulidae und Protostrongylidae

2.1.5.1. Erreger

In den Lungen von kleinen Wiederkäuern parasitieren Gattungen der Familie der Dictyocaulidae (der große Lungenwurm) und Protostrongylidae (die kleinen Lungenwürmer). Aus der Gruppe der großen Lungenwürmer ist bei Schaf und Ziege lediglich die Art Dictyocaulus filaria (Rudolphi 1909) zu finden. Diese getrenntgeschlechtliche Wurmart ist zwischen 3 und 10 cm lang, weiß, rund und zwirnfadenstark. Die Mundhöhle der Dictyocaulidae ist klein und unbewaffnet. Die männlichen Adulten weisen eine Bursa auf, die von kurzen, stämmigen Rippen gestützt wird. Die beiden kuzen, dicken Spicula enden mit einer Kappe. Die Vulva der Weibchen befindet sich nahe der Körpermitte.

Von den zahlreichen Arten der kleinen Lungenwürmer lassen sich in Mitteleuropa bei Schafen und Ziegen hauptsächlich fünf Arten nachweisen (nach REHBEIN et al., 1996): Protostrongylus rufescens (Leuckart 1865), Protostrongylus brevispiculum (Mikacic 1940), Muellerius capillaris (Mueller 1889), Cystocaulus ocratus (Raillet und Henry 1907) und Neostrongylus linearis (Marotel 1913). Die Protostrongyliden sind kleine, haarfeine Nematoden mit fehlender Mundkapsel, die zwischen 0,5 und 9,5 cm lang sind. Die Farbe differiert von weiß bis braun. Die Bursa der Männchen ist sehr klein, zum Teil rudimentär.

2.1.5.2. Vorkommen

Lungenwürmer kommen weltweit bei kleinen Wiederkäuern vor. Selten tritt eine Art alleine auf, meistens liegen Mischinfektionen verschiedener Protostrongylidenarten bzw. kleine und große Lungenwürmer zusammen vor. Im Jahre 1977 wiesen 81,9 % aller in Österreich von EL-MOUKDAD et al. (1978) untersuchten Lungenhälften sowohl große als auch kleine Lungenwürmer auf. Hierbei waren 33,3 % mit 2 Arten, 12,05 % mit 3 Arten und 2,83 % mit 4 und 1,41 % mit 5 Arten infiziert. Es wurden in wechselnden Kombinationen die Arten Cystocaulus ocreatus, Dictyocaulus filaria, Muellerius capillaris, Neostrongylus linearis und Protostrongylus rufescens gefunden.

Literaturübersicht _____ _________________________________36

Bei der Verteilung der Arten liegt ein Nord-Süd Gefälle vor (EL-MOUKDAD et al., 1978). In Süddeutschland war die am häufigsten gefundene

Art Muellerius capillaris, in Norddeutschland (nach POHL, 1960) Muellerius capillaris und Protostrongylus rufescens. In Österreich war die am häufigsten vertretene Art Dictyocaulus filaria (EL-MOUKDAD et al., 1978).

In einer neueren Untersuchung von REHBEIN et al. (1996) konnten keine Lungenwürmer an 136 insgesamt untersuchten Schafen in Oberbayern festgestellt werden.

2.1.5.3. Epidemiologie

In der Epidemiologie unterscheiden sich die großen und kleinen Lungenwürmer stark. Bei den großen Lungenwürmern schlüpfen die ersten Larven bereits in der Trachea des Wirtes. Von dort gelangen die Larven mittels Zilienschlag der Trachealschleimhaut in den Bereich des Larynx und werden abgeschluckt oder ausgehustet. In der Außenwelt entwickeln sie sich bei günstigen klimatischen Bedingungen innerhalb weniger Tage zu infektionsfähigen dritten Larven. Diese werden zumeist passiv mittels Geohelminthen, Käfer, Regen oder koprophilen Pilzen über die Weide verteilt und von den Tieren bei der Nahrungsaufnahme mit aufgenommen. Die Larven dringen auch in Regenwürmer ein und bleiben in diesen Tieren inaktiv, bis sie von einem kleinen Wiederkäuer aufgenommen werden. Bei feuchtwarmem Sommerwetter sind die Larven 3 Monate in der Außenwelt überlebensfähig, bei Trockenheit sinkt dieser Wert.

Die Larven von Dictyocaulus filaria überwintern nicht auf der Weide. Eine erneute Infektion im Frühjahr erfolgt durch im Vorjahr infizierte Ausscheider. Im Tier dringen die Larven in die Mesenteriallymphknoten ein und häuten sich dort zur vierten Larve.

Diese gelangt mit Blut- und Lymphstrom in die Lunge. Hier bohren sich die Larven in die Alveolen ein. Die Ansiedelung adulter Dictyocaulus filaria erfolgt im Bereich der Bronchien. Bei kühlen klimatischen Bedingungen findet im Wirt zum Teil keine Weiterentwicklung zu Adulten statt. Erst im nächsten Frühjahr setzen diese Larven ihre Entwicklung fort (Hypobiose).

Die Tiere entwickeln eine Immunität gegen Dictyocaulus filaria, die aber nicht vor patenten Infektionen schützt.

____________________________________________________Literaturverzeichnis37 Bei den Protostrongyliden verläuft die Entwicklung anders. Die ersten Larven schlüpfen ebenfalls in der Trachea und werden bei Husten abgeschluckt. Im Kot sind die Larven mehrere Monate überlebensfähig. Sie bohren sich in den Fuß von Nackt- und Gehäuseschnecken ein und entwickeln sich in der Schnecke zur infektionsfähigen dritten Larve. Eine Infektion der Wirte erfolgt über die Schneckenaufnahme. Nach Aufnahme der Larven durch die Wirte erfolgt die Entwicklung zum Adulten analog zu der Entwicklung von Dictyocaulus filaria. Im Wirt können die kleinen Lungenwürmer bis zu 6 Jahre patent bleiben. Es entsteht keine Immunität.

2.1.5.4. Pathogenese und Klinik

Bei einer Infektion mit Dictyocaulus filaria kommt es durch die Anheftung der Würmer an die Schleimhaut der Bronchien zu Reizungen und Entzündungen der Schleimhaut. Bei einer hohen Anzahl von Adulten in den Bronchien kann es durch das Verlegen der luftführenden Wege mit Wurmknäueln und Exsudat zu Emphysemen besonders in den peripheren Lungenbezirken kommen (GEISEL und BOCH, 1977). Die Tiere zeigen ein gestörtes Allgemeinbefinden, sind inappetent und magern ab. Häufig kommt es zu einer sekundären Besiedlung der Lunge mit Bakterien und in der Folge zu katarrhalisch-eitrigen Bronchopneumonien mit Nasenausfluss und Fieber (BOSTEDT und DEDIÉ, 1996).

Eine Infektion mit kleinen Lungewürmern verläuft bei Schafen und Ziegen zumeist subklinisch. Die Tiere zeigen eine verminderte Mast und bei der Sektion bzw.

Fleischbeschau können subpleural herdförmige, entzündliche Lungenveränderungen nachgewiesen werden. Hierbei unterscheidet man Wurmknoten und Brutherde.

Wurmknoten sind meist abgestorbene, sterile adulte Würmer, die von entzündlichem Gewebe umgeben sind. Unter Brutknoten versteht man eine entzündliche Gewebsreaktion um Eier, Larven und geschlechtsreife Parasiten. Diese sind nach Lage und Morphologie arttypisch (GEISEL und BOCH, 1977).

Literaturübersicht _____ _________________________________38 2.1.5.5. Diagnose

Eine Diagnose des Lungenwurmbefalls kann koproskopisch mittels eines Auswanderungsverfahrens erfolgen (BAERMANN, 1917; WETZEL, 1930). Die ersten Larven weisen morphologische, arttypische Besonderheiten auf, was eine Differenzierung zu Erdnematoden und ersten Larven von Magen-Darm-Strongyliden ermöglicht. Dictyocaulus filaria besitzt am Kopf einen hervorstehenden protoplasmatischen Knopf, das Hinterende ist stumpf. Die verschiedenen Arten der Protostrongyliden besitzen ein charakteristisches, unterschiedlich geformtes Schwanzende. Außerdem ist laut GEISEL und BOCH (1977) auch eine Differenzierung anhand des Sektionsbildes der Lunge möglich. Nach einer Kotkultur lassen sich die doppelt bescheideten dritten Larven von Dictyocaulus filaria gut mikroskopisch identifizieren.

2.1.5.6. Bekämpfung

Beim kleinen Wiederkäuer sind alle Arten von Lungenwürmern gegen dieselben Anthelminthikaklassen empfindlich wie die Magen-Darm-Strongyliden. Allerdings sind die nicht in den Bronchien lebenden kleinen Lungenwürmer schwerer zu therapieren, und es müssen höhere Dosierungen angewendet werden.

Eine Prophylaxe mittels Weidemanagement ist aufgrund der Epidemiologie nur bei den großen Lungenwürmern sinnvoll. Aufgrund der kurzen Entwicklungszeit der Larven ist ein Umtreiben von empfänglichen Tieren alle 14 Tage anzuraten.

Eine Bekämpfung der Schnecken zur Einschränkung der Verbreitung der kleinen Lungenwürmer ist aufgrund der großen Zahl und der weiten Verbreitung der Schnecken nicht praktikabel.

____________________________________________________Literaturverzeichnis39 2.2. Nematophage Pilze

Nematopathogene Pilze sind eine sehr artenreiche Gruppe von Mikropilzen mit mehr als 150 beschriebenen Arten (BARRON, 1977). WALLER und LARSEN (1993) teilten 1993 die nematopathogenen Pilze auf der Grundlage der Arbeit von BARRON (1977) in drei Gruppen ein. Die erste Gruppe wird gebildet von den nematophagen Pilzen, die Nematodenlarven mittels unterschiedlicher dreidimensionaler Strukturen „fangen“

und deren Hyphen dann durch die Kutikula in die Larve eindringen und diese so zerstören. Die zweite Gruppe wird gebildet von den endoparasitischen Pilzen. Die Sporen dieser Pilze werden von den Nematoden mit der Nahrung aufgenommen. Im Wirt keimen die Pilze aus und zerstören diesen von innen. Die letzte Gruppe wird gebildet von Ei-zerstörenden Pilzen. Diese wachsen in Nematodeneier ein und zerstören sie (NORDBRING-HERTZ et al., 1988). Auch GRØNVOLD et al. (1996a) übernahmen diese Systematik.

Im folgenden wird hauptsächlich auf die parasitologisch am intensivsten untersuchte Gruppe der nematophagen Pilze eingegangen. Hierbei wird insbesondere die in diesem Versuch eingesetzte Art Duddingtonia flagrans berücksichtigt. Andere Arten dieser Gruppe werden in Abschnitt 2.2.6. beschrieben. Es wurden wenige Untersuchungen zu den anderen beiden Gruppen publiziert, und die Ergebnisse sind noch nicht vergleichbar mit den Erfolgen der nematophagen Pilze (LARSEN, 2000).

2.2.1. Vorkommen und Morphologie

Nematophage Pilze kommen weltweit vor. Sie existieren in verschiedenen Habitaten, können aber besonders zahlreich auf nährstoffreichen Substraten wie z.B.

Komposterde oder Kot angetroffen werden (WALLER und FAEDO, 1993; LARSEN, 2000). Es konnten in Ländern unterschiedlichster Klimazonen verschiedene Isolate einer Art nachgewiesen werden. So gibt es Berichte über nematophage Pilze aus Australien, den Fiji-Inseln, Indien, Malaysia, sowie Nord- und Mitteleuropa (LARSEN et al., 1994; FAEDO et al., 1997; MANUELI et al., 1999; SANYAL, 2000;

CHANDRAWATHANI et al., 2002; GRØNVOLD et al., 1988, LARSEN et al., 1991;

PELOILLE et al., 1991).

Literaturübersicht _____ _________________________________40 Die in diesem Versuch verwendete Art Duddingtonia flagrans konnte von MANUELI

et al. (1999) auf Fiji nicht nachgewiesen werden. Ebenso konnten CHANDRAWATHANI et al. (2002) nur ein Isolat dieser Art in Malaysia nachweisen.

Beide Autoren vermuten, dass die tropischen Klimabedingungen das schlechte Wachstum des Pilzes bedingen, da dieser ein optimales Wachstum bei 25-30 °C zeigt (GRØNVOLD et al., 1996b; MORGAN et al., 1997; SANYAL, 2000;

FONTENOT et al., 2003).

Die nematophagen Pilze gehören alle zu der Ordnung der Fungi imperfecti, den Deuteromycetes. Ihre systematische Einteilung erfolgt anhand morphologischer Merkmale der vegetativen Vermehrungsformen, den Konidiosporen (BARRON, 1977).

Duddingtonia flagrans bildet ein verzweigtes, weißliches Hyphengeflecht, die sogenannten „Mutterhyphen“. Er produziert zwei Arten von unterschiedlichen Sporen:

Zum einen werden von jungen Individuen aufrechtstehende Konidiophoren gebildet, welche lediglich an der Spitze wenige, eiförmige Sporen, die Konidien tragen. Ältere Pilzindividuen produzieren zusätzlich intrazellulär Ruhestadien oder Dauerstadien, die Chlamydosporen. Hierbei wandelt sich eine Hyphenzelle durch Wachstum und andere Formationsänderungen in eine Chlamydospore um. Die Chlamydosporen sind bei Duddingtonia flagrans rotbraun und sehr dickwandig. An der Oberfläche tragen sie mehrere warzenförmige Erhabenheiten (GRØNVOLD et al., 1993;

GRØNVOLD et al., 1996a; GRØNVOLD et al., 1996b).

CHANDRAWATHANI et al. (2002) beschreiben das malaysische Isolat von Duddingtonia flagrans etwas abweichend als hyalin. Die Chlamydosporen sind weißlich. Die Länge eine Konidiophore beträgt 150 µm, die Konidien sind 25-50 x 10-15 µm groß.

Bei gentechnischen Analysen zeigten die verschiedenen Isolate von Duddingtonia flagrans nur eine sehr geringe genetische Variation (AHREN et al., 2004). Diese Autoren schliessen daraus, dass sich alle heute bekannten Isolate von Duddingtonia flagrans vor 16.000 - 23.000 Jahren aus einer Urform entwickelt haben.

____________________________________________________Literaturverzeichnis41 2.2.2. Geschichte

Das Prinzip, nematophage Pilze zur biologischen Kontrolle von Nematoden einzusetzen, ist nicht neu. Bereits 1888 wurde die räuberische Lebensweise nematophager Pilze, in diesem Fall von Arthrobotrys oligospora (SANYAL, 2001) beschrieben. Die Geschichte der Kenntnis dieser Pilze ist folglich über 100 Jahre alt.

In den späten 30er Jahren experimentierten LINFORD et al. mit nematophagen Pilzen, deren Einsatz die im Bereich des Wurzelgeflechtes von Ananaspalmen lebenden und die Pflanze schädigenden Nematoden reduzierten (CASWELL und APT, 1989). ROUBAUD und DESCHIENS (1939) dehnten den Einsatz der nematophagen Pilze von Pflanzenparasiten auf tierische Parasiten aus und wiesen nach, dass Dactylella ellipsospora Larven von Strongyloides spp. und Ancylostoma spp. vernichtet. Später wurden sogar reduzierte Wurmbürden in Schaflämmern nach Einsatz von nematophagen Pilzen nachgewiesen (WALLER und LARSEN, 1993).

1966 zeigte SOPRUNOV, dass nematophage Pilze Hakenwurminfektionen bei Menschen reduzieren, wenn sie in Kohlebergwerken in Russland versprüht wurden.

Durch das verstärkte Interesse an biologischer Kontrolle und durch die beginnende Resistenzproblematik angetrieben, wurde seit Ende der 80er Jahre verstärkt an neuen Erkenntnissen über nematophage Pilze gearbeitet (GRØNVOLD et al., 1988;

NANSEN et al., 1988).

2.2.3. Wirkungsweise

Alle nematophagen Pilze bilden einen artspezifischen, dreidimensionalen Fangapparat, mit dem sie Nematoden fangen und festhalten können. Diese bestehen z.B. aus klebrigen Knotenpunkten oder Ästen, dreidimensionalen Netzen, oder sich verengenden bzw. nicht verengenden Ringen (nach LARSEN et al., 1997).

Duddingtonia flagrans bildet ein dreidimensionales Hyphengeflecht. Den Mechanismus beschrieben GRØNVOLD et al. (1996). Ausgehend von einer Mutterhyphe wächst eine Hyphenzelle zu einem Ast aus. Dieser wächst in einem Bogen zurück zur Mutterhyphe und anastomosiert mit dieser. So entsteht ein erster Ring. Hyphenzellen dieses Rings wachsen ebenfalls astartig aus, formen einen

Literaturübersicht _____ _________________________________42 Bogen und anastomosieren mit der Mutterhyphe. So bildet sich ein engmaschiges

Netz, in welchem sich die Nematodenlarven leicht verfangen und so von dem Pilz fixiert werden können. Diese Fixierung erfolgt durch Interaktionen zwischen Lektinen auf der Oberfläche der Pilze und Kohlenhydraten auf der Oberfläche der Larven.

Lektine sind (Glyko-)Proteine, die mit spezifischen Kohlenhydratstrukturen reagieren, sie binden und quervernetzen (WHARTON und MURRAY, 1990).

Durch enzymatische Verdauvorgänge und durch den Druck des Hyphenwachstums auf die Kutikula der Larven durchdringt der Pilz diese und kann sie dann von innen heraus verdauen. KHAN et al. (2001) gelang es am Beispiel von Haemonchus contortus, den genauen zeitlichen Ablauf der Netzbildung und Zerstörung der Larven nachzuweisen. Ältere Pilze mit bereits ausgeformten Netzen hatten nach 24 Stunden nahezu alle der zugegebenen Larven eingefangen. Gefangene Larven waren immotil. Das Eindringen des Pilzes in die Larven konnte nach 2 Tagen beobachtet werden, weitere 24 Stunden später waren lediglich noch die äußeren Hüllen der Larven sichtbar (KHAN et al., 2001).

2.2.4. Gewinnung

Wie bereits erwähnt, kommen nematophage Pilze weltweit und in verschiedenen Materialien vor (WALLER et al., 1993; LARSEN et al., 2000). Der geringe Anspruch dieser Pilze an den Nährboden macht es leicht, sie zu kultivieren.

Zur Isolierung der Pilze aus der Natur wurden entweder Bodenproben oder Kotproben von kleinen Wiederkäuern auf Maismehlagar-Platten inkubiert (FERNANDEZ et al., 1999d; SANYAL, 2000; GRØNVOLD et al., 1996a). Es wurden aber auch Platten mit Schafkotagar verwendet (FAEDO et al., 1997), BIRD et al.

(1995) verwendeten Kartoffel-Dextrose-Agar. Zur Anregung des Wachstums, aber auch zur Ausbildung der zur Differenzierung wichtigen Fangstrukturen, wurde den Agarplatten meistens eine geringe Menge einer Larvensuspension beigegeben (CHANDRAWATHANI et al., 2002).

Nach der Identifizierung des Pilzes in und seiner Isolierung aus der Probe erfolgt die Vermehrung des Pilzes. Hierbei wiesen CHANDRAWATHANI et al. (2002) nach,

____________________________________________________Literaturverzeichnis43 dass nematophage Pilze auf jeder Art von Getreide wachsen. Das beste Wachstum erzielten sie mit Weizen, Gerste und Reis. Die ersten Sporen des Pilzes werden von

____________________________________________________Literaturverzeichnis43 dass nematophage Pilze auf jeder Art von Getreide wachsen. Das beste Wachstum erzielten sie mit Weizen, Gerste und Reis. Die ersten Sporen des Pilzes werden von

Im Dokument Untersuchungen zum Einfluss nematophager Pilze auf das Nematoden-Infektionsrisiko bei Schafen und Ziegen (Seite 31-0)