Serologische Untersuchungen zur Toxoplasmose nicht humaner Primaten
INAUGURAL-DISSERTATION Zur Erlangung des Grades einer Doktorin
der Veterinärmedizin (Dr. med. vet.)
durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
Vorgelegt von Anna Katharina Brandt
aus Cuxhaven
Hannover 2006
Wissenschaftliche Betreuung: Apl.-Prof. Dr. Astrid M. Tenter
1. Gutachterin: Apl.-Prof. Dr. Astrid M. Tenter 2. Gutachter: Prof. Dr. F.-J. Kaup
Tag der mündlichen Prüfung: 7. Juni 2006
meiner Familie
1. EINLEITUNG 11
2. LITERATURÜBERSICHT 12
2.1. Der Parasit Toxoplasma gondii 12
2.2. Historischer Überblick 13
2.3. Biologie von T. gondii 14
2.3.1. Entwicklungszyklus 14
2.3.2. Wirtsspektrum 18
2.3.3. Übertragungswege von T. gondii und Epidemiologie der Toxoplasmose 18
2.4. Risikogruppen 21
2.4.1. Risikogruppen innerhalb der Humanmedizin 21
2.4.2. Risikogruppen innerhalb der Veterinärmedizin 23
2.5. Infektionen mit T. gondii bei nicht humanen Primaten 25 2.5.1. Dokumentierte T.-gondii-Infektionen bei verschiedenen Primatenspezies 25
2.5.2. Seropositivität 31
2.5.2.1. Serologische Untersuchungen an Altweltaffen im natürlichen Habitat 31 2.5.2.2. Serologische Untersuchungen an Neuweltaffen im natürlichen Habitat 34 2.5.2.3. Serologische Untersuchungen an nicht humanen Primaten in Gefangenschaft 35 2.5.3. Übertragungswege und Epidemiologie bei nicht humanen Primaten 40
2.5.4. Fallberichte 43
2.5.4.1. Klinische Toxoplasmosen bei Altweltaffen 45
2.5.5. Klinische Symptome und Verlauf der Erkrankung 51
2.5.6. Pathologie und Pathogenese 55
2.5.7. Therapie 59
2.6. Diagnostik von T.-gondii-Infektionen bei nicht humanen Primaten 62
2.6.1. Indirekte Nachweismethoden 63
2.6.1.1. SFT 63
2.6.1.2. IFAT 64
2.6.1.3. Agglutinationstests 65
2.6.1.4. KBR 66
2.6.1.5. ELISA 67
2.6.1.6. Immunoblot 68
2.6.2. Sonstige Nachweismethoden 68
2.6.2.1. Mikroskopischer und immunhistologischer Nachweis im Gewebe 68
2.6.2.2. PCR 69
2.6.2.3. Biologische Verfahren 70
3. MATERIAL UND METHODEN 71
3.1.4. Toxoplasma gondii 74
3.1.5. Mäuse 75
3.2. Methoden 75
3.2.1. Serumgewinnung und -lagerung 75
3.2.2. SFT 76
3.2.2.1. Untersuchungsgut 76
3.2.2.2. Antigengewinnung für den SFT 76
3.2.2.3. Aktivatorserum 77
3.2.2.4. Testdurchführung 77
3.2.2.4.1. Vorversuch 77
3.2.2.4.2. Hauptversuch 78
3.2.2.4.3. Auswertung 78
3.2.2.5. Ergebnisse aus dem SFT 79
3.2.3. ELISA 81
3.2.3.1. Kontrollseren zur Optimierung der ELISAs 81
3.2.3.2. Antigengewinnung für den ELISA 82
3.2.3.3. Bestimmung der Proteinkonzentration des Tachyzoitenantigens 83
3.2.3.4. Konjugate 84
3.2.3.5. IgG-ELISA 84
3.2.3.5.1. Testdurchführung 85
3.2.3.5.2. Festlegung der Grenzwerte für den IgG-ELISA 87 3.2.3.5.3. Festlegung der Titer und Auswertung des IgG-ELISAs 88
3.2.3.6. IgG-Aviditäts-ELISA 89
3.2.3.7. IgM-ELISA 89
3.2.3.8. Optimierung der ELISA-Formate 89
3.2.4. Mausinokulation 93
3.2.4.1. Aufbereitung des Gehirns 93
3.2.4.2. Infektion der Mäuse 93
3.2.4.3. Untersuchung des Mäuseserums im SFT 94
3.2.5. IFAT 94
3.2.5.1. Untersuchungsgut 94
3.2.5.2. Antigengewinnung für den IFAT 94
3.2.5.3. Konjugat 95
3.2.5.4. Kontrollseren 95
3.2.5.5. Testdurchführung 96
3.2.6. Histologische Untersuchung von Gewebeproben 98
4. ERGEBNISSE 99
4.1. Untersuchung von Serumproben nicht humaner Primaten im IgM-ELISA auf Antikörper
gegen T. gondii 99
4.2.3. Totenkopfaffen 107
4.2.4. Andere Neuweltaffen 110
4.2.5. Rhesusaffen 111
4.3. Untersuchung von Serumproben nicht humaner Primaten im IgG-Aviditäts-ELISA zur Bestimmung des Infektionsstadiums der T.-gondii-Infektionen 112
4.3.1. Weißkopfmakis 113
4.3.2. Kattas 114
4.3.3. Totenkopfaffen 114
4.3.4. Andere Neuweltaffen 115
4.3.5. Rhesusaffen 115
4.4. Untersuchung der Serumprobe der Maus im SFT auf Antikörper gegen T. gondii 116 4.5. Untersuchung von Serumproben der Mäuse im IFAT auf Antikörper gegen T. gondii 116 4.6. Histologische Untersuchung von Gewebeproben eines verstorbenen Kattas 117
4.7. Reproduzierbarkeit des IgG-ELISAs 118
5. DISKUSSION DER ERGEBNISSE 119
5.1. Problematik von T.-gondii-Infektionen bei nicht humanen Primaten und Zielsetzung
dieser Dissertation 119
5.2. Untersuchung von Serumproben nicht humaner Primaten im SFT auf Antikörper gegen T.
gondii 122
5.3. Untersuchung von Serumproben nicht humaner Primaten im ELISA auf Antikörper gegen
T. gondii 123
5.3.1. IgM-ELISA 123
5.3.2. IgG-ELISA 124
5.3.2.1. Weißkopfmakis 125
5.3.2.2. Kattas 126
5.3.2.3. Totenkopfaffen sowie weitere Neuweltaffen 126
5.3.2.4. Rhesusaffen 127
5.3.2.5. Prädispositionen im Zusammenhang mit T.-gondii-Infektionen 128
5.3.2.6. Festlegung der Grenzwerte für den IgG-ELISA 128
5.3.2.7. Reproduzierbarkeit des IgG-ELISAs 129
5.3.2.8. Abschließende Bewertung des IgG-ELISAs 129
5.3.3. IgG-Aviditäts-ELISA 130
5.4. Untersuchung von Serumproben der Mäuse im IFAT und SFT auf Antikörper gegen T.
gondii 132
5.5. Histologische Untersuchung von Gewebeproben des Kattas und der Maus 132
5.6. Ausblick 133
8. LITERATURVERZEICHNIS 137
9. ANHANG 157
9.1. Chemikalien und andere Reagenzien 157
9.2. Lösungen 158
9.3. Ergebnisse aus dem IgG-Aviditäts-ELISA 161
9.3.1. Weißkopfmakis 161
9.3.2. Kattas 164
9.3.3. Totenkopfaffen 164
9.3.4. Andere Neuweltaffen 166
9.3.5. Rhesusaffen 166
°C Grad Celsius
CITES Convention on International Trade in Endangered Species on Wild Fauna and Flora (Washingtoner Artenschutzabkommen)
DAT Direktagglutinationstest
DEAE Diethylaminoethyl
DNA Desoxyribonukleinsäure
ELISA Enzyme-linked Immunosorbent Assay
Fc Fc-Fragment eines Immunglobulins
γ Gamma
g Gravidationskonstante
H.&E. Hämatoxylin und Eosin
H+L schwere und leichte Ketten eines Immunglobulins IFAT indirekter Immunfluoreszenzantikörpertest
IgG Immunglobulin G
IgM Immunglobulin M
i. p. intraperitoneal
IU international unit (internationale Einheit, I.E.)
KBR Komplementbindungsreaktion
Kgw Körpergewicht
LAT Latexagglutinationstest
mind. mindestens
ml Milliliter
nm Nanometer
µg Mikrogramm
µl Mikroliter
O. D. optische Dichte
o. g. oben genannt
PBS phosphate buffered saline (phophatgepufferte Kochsalzlösung) PCR polymerase chain reaction (Polymerasekettenreaktion)
p. i. post infectionem
s. c. subcutan
SD Standardabweichung
SFT Sabin-Feldman-Test
1. EINLEITUNG
Die Toxoplasmose ist eine parasitäre Zoonose und wird durch den Erreger Toxoplasma gondii hervorgerufen. T. gondii gehört zu den so genannten zystenbildenden Kokzidien und besitzt einen fakultativ heteroxenen Lebenszyklus. Während als Endwirte ausschließlich Angehörige der Feliden dienen, zählen zu den Zwischenwirten des Parasiten vermutlich alle warmblütigen Lebewesen. Eine Infektion mit T. gondii verläuft bei immunkompetenten Individuen in der Regel latent. Es gibt jedoch Risikogruppen, bei denen es zu schwerwiegenden Erkrankungen durch T.-gondii- Infektionen kommen kann. Dazu zählen in der Humanmedizin schwangere Frauen sowie immundefiziente Patienten und in der Veterinärmedizin einige hochempfängliche Spezies. Zu letzteren gehören auch die nicht humanen Primaten, bei denen akute disseminierte Toxoplasmosen beobachtet werden, die meistens mit dem Tod der Tiere enden. In Zoologischen Gärten verursacht der Erreger immer wieder Tierverluste und Störungen innerhalb der Zuchtprogramme bei den artgeschützten Tieren.
Ziel der vorliegenden Arbeit war es, einen serologischen Test zu etablieren, mit dem ein breites Spektrum von Seren verschiedener Arten nicht humaner Primaten auf Antikörper gegen T. gondii untersucht werden kann. Dieser Test soll es möglich machen, T.-gondii-Infektionen bei diesen Spezies schnell und kostengünstig auch an lebenden Tieren zu diagnostizieren, da die Diagnose bisher häufig erst bei der Sektion gestellt wird. Zudem soll durch diesen Test ermöglicht werden, epidemiologische Untersuchungen in zoologischen Gärten durchzuführen und dadurch frühzeitig festzustellen, ob der Parasit in den entsprechenden Beständen vorkommt. So können präventive Maßnahmen ergriffen werden, um das Risiko eines seuchenhaften Ausbruchs der Toxoplasmose zu minimieren.
2. LITERATURÜBERSICHT 2.1. Der Parasit Toxoplasma gondii
Die Toxoplasmose ist eine parasitäre Zoonose mit einer weltweiten Verbreitung. Der Erreger, Toxoplasma gondii (T. gondii), weist eine zum Teil hohe Prävalenz sowohl in der menschlichen Bevölkerung als auch im Tierreich auf. Eine Infektion mit T. gondii verläuft bei immunkompetenten Individuen in der Regel latent oder mit unspezifischen klinischen Symptomen (EVANS 1992). Es gibt jedoch Risikogruppen (siehe Kap. 2.4.), bei denen der Parasit schwere Erkrankungen hervorrufen kann, die nicht selten einen letalen Verlauf nehmen. Sowohl veterinär- als auch humanmedizinisch ist der Parasit insbesondere bei der vertikalen Übertragung auf den ungeborenen Fetus bedeutsam. Hier spielt T. gondii z. B. als Aborterreger bei Schafen oder als Ursache von geistigen und körperlichen Behinderungen bei Menschen eine wichtige Rolle.
T. gondii gehört zu den so genannten zystenbildenden Kokzidien. Die Coccidea zählen zu den Protozoen und stellen die artenreichste Klasse innerhalb des Unterstammes der Apicomplexa dar (LEVINE 1988; LEE et al. 2000). Charakteristisch für diesen Unterstamm ist das Vorhandensein eines apikalen Komplexes am Vorderende der invasiven Stadien (LEVINE 1985). Der Apikalkomplex wird durch eine Reihe von Organellen gebildet, die am Eindringen des Parasiten in die Wirtszelle beteiligt sind. Dazu zählen Polringe, Rhoptrien, Mikronemen, Konoid, subpellikuläre Mikrotubuli sowie ein oder mehrere Mikroporen (LEVINE 1988). Weitere Charakteristika der Apicomplexa sind ein Generationswechsel mit geschlechtlicher (Gamogonie) und ungeschlechtlicher Vielfachteilung (Merogonie) sowie die ausschließlich parasitäre Lebensweise aller Arten (LEVINE 1985). Die Kokzidien zeichnen sich darüber hinaus durch die intrazelluläre Lokalisation ihrer Entwicklungsstadien sowie durch einen Lebenszyklus aus, der in Sporogonie, Merogonie und Gamogonie gegliedert ist und mit der Bildung von Oozysten endet (LEVINE 1988).
Der Entwicklungszyklus von T. gondii ist fakultativ heteroxen. Endwirte sind ausschließlich Feliden, in denen die geschlechtliche Entwicklung des Parasiten mit der Bildung von Oozysten erfolgt. Wie bei anderen Gattungen der Sarcocystidae, zu denen neben Toxoplasma auch Isospora, Sarcocystis, Hammondia, Neospora und Besnoitia gehören (LEVINE 1988; LEE et al. 2000), sind die sporulierten Oozysten vom so genannten Isospora-Typ und enthalten zwei Sporozysten mit je
vier Sporozoiten. Zwischenwirte von T. gondii sind vermutlich alle warmblütigen Lebewesen einschließlich des Menschen (DUBEY u. BEATTIE 1988). In den Zwischenwirten vollzieht der Parasit die ungeschlechtliche Entwicklung, wobei eine große Vielfalt an kernhaltigen Wirtszelltypen befallen wird und es zur Bildung von Gewebezysten kommt.
2.2. Historischer Überblick
Die erste umfassende Beschreibung von T.-gondii-Merozoiten erfolgte 1908 von NICOLLE u.
MANCEAUX (1908). Sie konnten den Erreger in Milz, Leber und Blut eines nordafrikanischen Nagetiers, dem Gondi (Ctenodactylus gondi), nachweisen und bezeichneten ihn zunächst als Leishmania gondii. Da sich diese Einordnung jedoch als falsch erwies, führten sie ein Jahr später die Gattung Toxoplasma (nach dem griechischen Wort toxon = Bogen) ein und nannten die Art T.
gondii (NICOLLE u. MANCEAUX 1909). Während der ersten Hälfte des 20. Jahrhunderts wurden mehrere Arten von T. gondii in der Regel nach den Wirtsspezies, in denen sie entdeckt wurden, benannt. Erst 1939 wurde von SABIN (1939) durch biologische und immunologische Vergleiche der Beweis erbracht, dass die zahlreichen Isolate tierischen und menschlichen Ursprungs alle zur Art T. gondii gehörten.
Die Übertragungswege des Parasiten blieben lange ungeklärt. LEVADITI et al. (1928) beschrieben erstmals eine Gewebezyste als Dauerstadium von T. gondii in den Zwischenwirten Kaninchen und Maus. Mitte der 1950er Jahre wurden Gewebezysten in Schweinen nachgewiesen, woraufhin erstmals ein möglicher Zusammenhang zwischen dem Auftreten einer Toxoplasmose beim Menschen und der Aufnahme von zystenhaltigem Fleisch gesehen wurde. In nachfolgenden Experimenten erwiesen sich die Gewebezysten im Vergleich mit Tachyzoiten als widerstandsfähiger gegenüber Temperatureinflüssen und proteolytischen Enzymen. Dies führte zu der Hypothese, dass die Gewebezysten in der Epidemiologie der Toxoplasmose eine wichtige Rolle spielen. Der Beweis für diese Hypothese wurde schließlich 1965 erbracht, als die horizontale Übertragung von T. gondii auf den Menschen durch unvollständig gekochtes Fleisch nachgewiesen wurde (referiert in ASHBURN 1992).
Durch elektronenmikroskopische Untersuchungen von T. gondii wurde Mitte der 1960er Jahre der Beweis für die Zugehörigkeit des Parasiten zu den Kokzidien erbracht (SCHOLTYSECK u.
PIEKARSKI 1965). T. gondii wurde daraufhin dem Isospora-bigemina-Komplex zugeordnet. Der heteroxene Lebenszyklus von T. gondii wurde erst Ende der 1960er Jahre aufgeklärt, nachdem man infektiöse Stadien des Parasiten in Katzenkot fand. Diese konnten bei Ingestion eine T.-gondii- Infektion in Zwischenwirten hervorrufen. Die Erkenntnisse über den Lebenszyklus von T. gondii wurden 1970 dadurch vervollständigt, dass sexuelle Entwicklungsformen des Parasiten im Dünndarm von Katzen nachgewiesen wurden (referiert in TENTER et al. 2000).
Generell wurde T. gondii in den vergangenen drei Jahrzehnten trotz seines breiten Wirtsspektrums als die einzige Art der Gattung Toxoplasma angesehen (referiert in TENTER et al. 2000). Es gibt jedoch zahlreiche verschiedene Stämme von T. gondii, die durch den Grad ihrer Virulenz charakterisiert werden (EVANS 1992). In neuerer Zeit wurde zudem der Beweis erbracht, dass es mehrere klonale Linien von T. gondii gibt (JOHNSON 1997,1999).
2.3. Biologie von T. gondii
2.3.1. Entwicklungszyklus
Abb. 1: Entwicklungszyklus von T. gondii
Eine infizierte Katze scheidet während der Patenz mit ihrem Kot unsporulierte Oozysten von T.
gondii aus, welche anschließend in der Umwelt sporulieren und dadurch infektiös werden. Während der Sporulation (syn. Sporogonie) entstehen aus dem in der Oozyste enthaltenen Sporonten zwei Sporoblasten, aus denen sich zwei Sporozysten entwickeln. In jeder dieser beiden Sporozysten entstehen vier Sporozoiten. Kommt es zur oralen Aufnahme der sporulierten Oozysten durch einen Zwischenwirt, werden die Oozystenwand und die Sporozystenhülle durch proteolytische Verdauungssäfte aufgelöst und die Sporozoiten freigesetzt. Diese durchdringen daraufhin das Darmepithel und werden hämatogen und lymphogen im gesamten Körper verteilt (JACKSON u.
HUTCHISON 1989). Anschließend durchläuft T. gondii im Zwischenwirt eine zweiphasige ungeschlechtliche Vielfachteilung. In der ersten Phase teilt sich der Parasit sehr rasch in verschiedenen Wirtszellen durch wiederholte Endodyogenien. Die Endodyogenie stellt die einfachste Form der Merogonie dar, bei der aus einer Mutterzelle durch Zweiteilung jeweils zwei Tochterzellen entstehen. Die im Verlauf dieser ersten Entwicklungsphase entstehenden Merozoiten werden als Tachyzoiten (syn. Endozoiten) bezeichnet. Eine Wirtszelle füllt sich durch wiederholte Teilungsvorgänge mit maximal 32 Tachyzoiten an (FRENKEL 2000). Anschließend geht sie zugrunde, die Tachyzoiten werden freigesetzt und befallen neue Wirtszellen. Dabei kommt es regelmäßig zu einer Parasitämie. Die mit Tachyzoiten angefüllten Wirtszellen werden auch als Pseudozysten bezeichnet, bei denen sich der Parasit im Gegensatz zu echten Zysten innerhalb einer parasitophoren Vakuole befindet. Diese ist flüssigkeitsgefüllt und wird durch eine Membran, die aus der ehemaligen strukturell stark veränderten Wirtszellmembran besteht, zum Zytoplasma hin abgeschlossen. Dadurch wird der Parasit vor einer Zerstörung durch die Lysosomen der Wirtszelle geschützt (ASHBURN 1992).
Mit dem Einsetzen der Antikörperbildung sowie der Ausbildung einer zellvermittelten Immunität durch den Zwischenwirt vollzieht T. gondii einen Wechsel des Entwicklungsstadiums (FRENKEL 2000). Anstelle von Tachyzoiten entstehen in der zweiten Entwicklungsphase durch fortgesetzte Endodyogenien, die jetzt jedoch langsamer ablaufen, innerhalb von Gewebezysten die Bradyzoiten (syn. Zystozoiten). Die Gewebezysten weisen eine hohe Affinität zu neuralen und muskulären Geweben wie Gehirn, Auge, Skelett- und Herzmuskulatur auf, können jedoch auch in viszeralen Organen wie Lunge, Leber und Niere beobachtet werden (DUBEY 1993, 1998c; DUBEY et al.
1998a). Sie liegen dabei meist reaktionslos im Wirtsgewebe und der Parasit kann auf diese Weise in einigen Wirtsspezies ein Leben lang persistieren (TENTER et al. 2000). Unter bestimmten Bedingungen können diese latenten T.-gondii-Infektionen jedoch reaktiviert werden, z. B. durch eine Immunsuppression.
Kommt es zu einer oralen Aufnahme von zystenhaltigem Fleisch durch einen Endwirt, so findet in dessen Darmepithel die sexuelle Entwicklung von T. gondii statt, die mit der Bildung von Oozysten endet (FRENKEL et al. 1970). Durch proteolytische Verdauungssäfte wird zuerst die Wand der T.- gondii-Zysten aufgelöst. Die dadurch freigesetzten Bradyzoiten dringen in Epithelzellen der Dünndarmzotten ein und vermehren sich zunächst ungeschlechtlich durch eine initiale Endodyogenie und anschließend durch wiederholte Endopolygenien. Die Endopolygenie stellt eine Form der Merogonie dar, bei der aus einer Mutterzelle mehrere Tochterindividuen entstehen. In der Mutterzelle, dem Meronten, entwickelt sich ein polyploider, gelappter Zellkern, um dessen Ausstülpungen die Merozoitenanlagen angeordnet sind. Diese inkorporieren während ihrer Entwicklung den Inhalt der Mutterzelle, von der lediglich die Pellikula und ein Restkörper übrig bleiben. Durch Ruptur der Mutterzellwand werden die Merozoiten frei und befallen weitere Epithelzellen (KRAHENBUHL u. REMINGTON 1982). Nach Bildung mehrerer Merontengenerationen entwickeln sich schließlich ab dem 3. Tag p. i. einige Merozoiten zu Makro- und Mikrogamonten. Die Gamonten (syn. Gametozyten) reifen in den Dünndarmepithelien zu weiblichen Makro- oder männlichen Mikrogameten heran. Dieser Vorgang wird als Gamogonie bezeichnet und stellt die geschlechtliche Entwicklungsphase von T. gondii dar. Die Mikrogameten sind begeißelt und bewegen sich aktiv zu den sessilen Makrogameten, um diese zu befruchten. Die dabei entstehenden Zygoten werden von einer festen, mehrschichtigen Wand umschlossen und entwickeln sich so zu Oozysten. Durch Ruptur der Epithelzellen werden die Oozysten ins Darmlumen abgegeben und mit dem Kot ausgeschieden.
Neben der geschlechtlichen Entwicklung im Darmepithel der Katze penetrieren in der Regel auch einige Parasiten die Lamina propria des Dünndarms und vermehren sich in extraintestinalen Organen. Dabei kommt es wie bei den Zwischenwirten zu einer zweiphasigen ungeschlechtlichen Vermehrung mit der Bildung von Tachyzoiten und Gewebezysten (KRAHENBUHL u.
REMINGTON 1982).
Die Dauer von Präpatenz und Patenz ist abhängig von der Art des aufgenommenen infektiösen Stadiums. Bei fast allen Katzen, die sich bei einer Primärinfektion mit Gewebezysten infizieren, kommt es nach einer Präpatenz von 3 bis 10 Tagen zu einer Ausscheidung von Oozysten mit dem Kot. Die Patenz hält dann bis zu 20 Tage an (referiert in TENTER et al. 2000). Hingegen scheiden etwa ein Drittel der Katzen, die sich bei einer Primärinfektion mit Oozysten infizieren, erst nach 18 bis 49 Tagen und nur bis zu 10 Tage lang Oozysten aus (FREYRE et al. 1989; DUBEY 1996). Bei dem überwiegenden Teil der auf diese Weise infizierten Katzen unterbleibt die Patenz sogar ganz.
Die gegenüber einer Infektion mit Gewebezysten verlängerte Präpatenz ist dadurch zu erklären, dass die Sporozoiten zunächst in extraintestinale Organe eindringen. Die Katze dient T. gondii hierbei zunächst als Zwischenwirt und es erfolgt dementsprechend zunächst die ungeschlechtliche Entwicklung. Die Gamogonie im Darm findet erst im Anschluss daran statt. Die Anzahl der dabei ausgeschiedenen Oozysten ist deutlich niedriger als nach einer Infektion durch Gewebezysten (DUBEY u. FRENKEL 1976).
Experimentell konnten T.-gondii-Infektionen bei Katzen auch durch die orale Verabreichung einer großen Anzahl an Tachyzoiten (≥1000) induziert werden. Dabei kam es nach 15-19 Tagen zu einer Oozystenausscheidung, die bis zu 7 Tage anhielt (DUBEY 1998b). Die Katzen dienten T. gondii hier ebenfalls erst als Zwischen- und anschließend als Endwirt.
Zu einer Ausscheidung von Oozysten kommt es normalerweise nur nach einer Primärinfektion.
Eine zweite Patenz konnte jedoch experimentell bei Katzen erzeugt werden, die nach der Erstinfektion 6 Jahre lang isoliert gehalten und anschließend erneut infiziert wurden (DUBEY 1995;
DUBEY et al. 1995). Dies lässt sich damit erklären, dass die Immunität, die durch eine T.-gondii- Infektion induziert wird, nicht das ganze Leben der Katze lang anhält, wenn eine Boosterung des Antikörpertiters durch erneuten Kontakt mit dem Parasiten unterbleibt. Eine zweite Ausscheidung konnte auch durch die Reaktivierung einer chronischen Infektion erzeugt werden. Dies gelang sowohl durch eine Superinfektion mit Isospora sp. als auch durch die Applikation von immunsupprimierenden Medikamenten (referiert in JACKSON u. HUTCHISON 1989). Ob und unter welchen Umständen es unter natürlichen Bedingungen zum so genannten reshedding von Oozysten kommt, ist bislang unbekannt (TENTER et al. 2000).
2.3.2. Wirtsspektrum
T. gondii besitzt ein sehr breites Zwischenwirtsspektrum, das vermutlich alle warmblütigen Lebewesen, also Vögel und Säugetiere einschließlich des Menschen, umfasst (DUBEY u.
BEATTIE 1988). Endwirte sind in Mitteleuropa im Wesentlichen nur Hauskatzen. Die Ausscheidung von Oozysten wurde jedoch auch bei wenigstens 17 verschiedenen wilden Feliden beschrieben. Dazu zählen laut LUKESOVA u. LITERAK (1998) die Europäische Wildkatze (Felis silvestris), die Falbkatze (F. lybica), der Manul (F. manul), die Pampaskatze (F. colocolo), der Rotluchs (F. rufus), die Amurkatze (F. euptilurus) die Bengalkatze (F. bengalensis), die Iriomotekatze (F. iriomotensis), der Jaguarundi (F. yagouaroundi), der Ozelot (Leopardus pardalis), die Salzkatze (Oncifelis geoffroyi), der Puma (Puma concolor), der Tiger (Panthera tigris), der Leopard (P. pardus), der Jaguar (P. onca), der Löwe (P. leo) und der Gepard (Acinonyx jubatus).
2.3.3. Übertragungswege von T. gondii und Epidemiologie der Toxoplasmose
Im Entwicklungszyklus von T. gondii gibt es drei infektiöse Stadien: die Tachyzoiten, die in den Gewebezysten enthaltenen Bradyzoiten und die in den sporulierten Oozysten enthaltenden Sporozoiten. Alle drei Stadien sind sowohl für die Zwischen- als auch für die Endwirte infektiös.
Eine horizontale Infektion mit T. gondii kann entweder durch die Ingestion von Gewebezysten beim Verzehr von rohem Fleisch oder Innereien oder durch die orale Aufnahme von sporulierten Oozysten erfolgen. Eine weitere Übertragungsmöglichkeit besteht in der vertikalen Infektion. Dabei werden Tachyzoiten transplazentar und bei einigen Wirtsspezies auch über die Milch von der Mutter auf die Nachkommen übertragen (referiert in TENTER et al 2000).
Die mit dem Katzenkot ausgeschiedenen Oozysten sind die Hauptansteckungsquelle für herbivore Zwischenwirte. Unter geeigneten Umweltbedingungen sporulieren sie innerhalb von 1 bis 5 Tagen und werden dadurch infektiös (DUBEY 1977). Zwar werden sie in der Regel nur nach einer Primärinfektion ausgeschieden, eine einzige Katze kann jedoch während der Patenz über 100 Millionen Oozysten ausscheiden (referiert in TENTER et al. 2000). In Abhängigkeit von dem jeweiligen T.-gondii-Stamm kann bereits die Ingestion von 10 sporulierten Oozysten eine Infektion
bei Zwischenwirten (z. B. Schweinen) hervorrufen (DUBEY et al. 1996). Bei Feliden kann die orale Aufnahme von 100 sporulierten Oozysten eine patente Infektion induzieren (DUBEY 1996).
Die Oozysten sind im sporulierten Zustand sehr widerstandsfähig. Bei günstigen Umweltbedingungen können sie über einen langen Zeitraum infektiös bleiben, wobei auch kurze Trockenzeiten oder Kälteperioden überstanden werden. Unter experimentellen Bedingungen überleben sporulierte Oozysten eine Lagerung bei 4 °C für 54 Monate sowie bei –10 °C für 106 Tage, während sie bei einem Erhitzen auf 55 und 60 °C nach 1 bis 2 Minuten absterben (DUBEY 1998a). Sporulierte Oozysten weisen eine hohe Impermeabilität auf und sind dadurch sehr resistent gegenüber Desinfektionsmitteln (referiert in TENTER et al. 2000).
Eine Verbreitung der Oozysten in der Umwelt kann auf vielfältige Weise, z. B. durch Wind, Regen oder mechanischen Transport geschehen. Bei Regen können die Oozysten aus dem Katzenkot ausgeschwemmt und durch Transportwirte wie Regenwürmer und koprophage Insekten aufgenommen und verbreitet werden (DUBEY u. BEATTIE 1988). Im Darm von Küchenschaben bleiben Oozysten bis zu 19 Tage lang infektiös (CHINCHILLA et al. 1994). Oozysten können aus Bodenproben in vielen unterschiedlichen Regionen der Welt isoliert werden (referiert in TENTER et al. 2000). In den meisten Böden überleben sporulierte Oozysten über ein Jahr lang. In einer in Kansas durchgeführten Studie waren sie sogar nach 18 Monaten noch infektiös, wobei zwei Winter überstanden wurden (referiert in JACKSON u. HUTCHISON 1989).
Sowohl bei Menschen als auch bei Tieren kann es zu einer Aufnahme der Oozysten mit der Nahrung kommen. So steigt das Risiko einer T.-gondii-Infektion z. B. durch den Verzehr von rohem ungewaschenem Obst oder Gemüse (KAPPERUD et al. 1996). Bei Wiederkäuern (z. B.
Schafen) stellen mit Katzenkot verunreinigtes Heu und Kraftfutter sowie kontaminierte Weideflächen eine Infektionsquelle dar (BUXTON 1998). In einigen Gebieten tritt der Parasit endemisch auf, so dass Schafe sich bis zum Eintritt der Geschlechtsreife infizieren und anschließend immun gegen T. gondii sind, d. h. nach einer Infektion nicht mehr erkranken. Werden dann Schafe in die Herde integriert, die toxoplasmenfrei aufgewachsen sind, kann es während der Trächtigkeit dieser Tiere zu Aborten kommen (BUXTON 1998). Bei Menschen wurden T.-gondii- Infektionen auch nach der Aufnahme von Trinkwasser nachgewiesen, das mit Oozysten kontaminiert war (BENESON et al. 1982).
Die Gewebezysten von T. gondii sind gegenüber äußeren Einflüssen weniger resistent als sporulierte Oozysten. Temperaturänderungen gegenüber sind sie jedoch recht widerstandsfähig und überleben eine Lagerung zwischen –1 °C und –8 °C über eine Woche. Bei –12 °C sterben die meisten Zysten ab (KOTULA et al. 1991; KUTICIC u. WIKERHAUSER 1996), einige können jedoch sogar ein Tiefgefrieren (–20 °C) überleben (DUBEY 2000). Es wird vermutet, dass bestimmte Stämme von T. gondii gegenüber dem Tiefgefrieren resistent sind (KUTICIC u.
WIKERHAUSER 1996). Nach dem Erhitzen von Fleisch für 3 Minuten bei 67 °C sind die Gewebezysten hingegen nicht mehr infektiös (DUBEY 2000).
Carnivore Zwischenwirte können sich durch den Verzehr von rohem oder nicht ausreichend gekochtem zystenhaltigen Fleisch mit T. gondii infizieren. Die in den Gewebezysten enthaltenen Bradyzoiten sind gegenüber Verdauungsenzymen relativ unempfindlich. Sie können bei einer Inkubation in Verdauungsflüssigkeit bis zu 3 Stunden lang infektiös bleiben. Die orale Aufnahme von Gewebezysten durch einen nicht immunen Wirt führt daher meistens auch zu einer Infektion (referiert in TENTER et al. 2000). Eine weitere Möglichkeit, sich über Gewebezysten mit T. gondii zu infizieren, besteht in der Transplantation von zystenhaltigen Organen (siehe Kap. 3.2.).
Die Anzahl der Gewebezysten, die in den Zwischenwirten gebildet wird, variiert mit der Wirtsspezies. Am häufigsten werden Gewebezysten bei T.-gondii-infizierten Schweinen, Schafen und Ziegen beobachtet, weniger häufig bei freilaufendem Geflügel, Hunden, Tauben, Kaninchen sowie wildlebenden Hasen und Vögeln. Bei infizierten Pferden und kommerziell gehaltenem Geflügel ist die Anzahl der Gewebezysten noch geringer. Bei Rindern und Büffeln werden sie am seltensten beobachtet, obwohl die Seroprävalenz von T. gondii bei Rindern bis zu 92 % betragen kann (referiert in TENTER et al. 2000). Schadnager wie Ratten und Mäuse können ebenfalls Träger von Gewebezysten sein. Jagende Katzen sind daher häufiger infiziert als nicht jagende (SIMON 1995).
Tachyzoiten sind gegenüber Umweltbedingungen sehr empfindlich und sterben normalerweise außerhalb des Wirtes schnell ab. Sie spielen die größte Rolle bei der vertikalen Übertragung von T.
gondii. Eine horizontale Übertragung von T. gondii durch Tachyzoiten kann in seltenen Fällen vorkommen, ist epidemiologisch aber vermutlich unbedeutend (TENTER et al. 2000). So besteht
u. a. die Möglichkeit einer Übertragung von Tachyzoiten während einer Transplantation oder durch eine Bluttransfusion, wenn bei dem Spender eine Parasitämie besteht. Da diese jedoch nur für kurze Zeit anhält, ist das Risiko, sich auf diese Weise zu infizieren, sehr gering (referiert in TENTER et al. 2000).
Der genaue Mechanismus der vertikalen Übertragung von T. gondii ist noch nicht geklärt.
Vermutlich kommt es bei einer erstmaligen Infektion während einer Schwangerschaft oder einer Trächtigkeit zu einer vorübergehenden Parasitämie und einer Invasion von Tachyzoiten in die Zellen der Plazenta sowie zu einer dortigen Vermehrung des Parasiten. Einige der Tachyzoiten passieren daraufhin die Plazentaschranke und dringen in den fetalen Blutkreislauf ein (referiert in TENTER et al. 2000).
Während einer akuten Infektion kann es bei einigen Zwischenwirten (z. B. Ziegen) zu einer Ausscheidung von Tachyzoiten über die Milch kommen. Bei Menschen konnte eine akute Toxoplasmose nach dem Konsum von unpasteurisierter Ziegenmilch beobachtet werden (referiert in EVANS 1992). Tachyzoiten sind gegenüber proteolytischen Enzymen empfindlich, so dass sie im Magensaft normalerweise schnell zerstört werden. In einer Studie wurde jedoch ein Überleben der Tachyzoiten nach einer Inkubation von bis zu 2 Stunden in einer sauren Pepsinlösung nachgewiesen. Außerdem konnte experimentell die orale Applikation hoher Dosen an Tachyzoiten Infektionen bei Mäusen und Katzen hervorrufen (DUBEY 1998b). Außer in Blut und Milch wurden Tachyzoiten auch in anderen Körperflüssigkeiten wie Speichel, Urin, Tränen- und Samenflüssigkeit nachgewiesen, wobei es beim Menschen bisher keinen Hinweis auf eine Übertragung durch einen dieser Wege gibt (referiert in TENTER et al. 2000). Bei nicht humanen Primaten konnte dagegen unter experimentellen Bedingungen eine horizontale Übertragung der Tachyzoiten nachgewiesen werden (siehe Kap. 2.5.3.).
2.4. Risikogruppen
2.4.1. Risikogruppen innerhalb der Humanmedizin
Die meisten Fälle von T.-gondii-Infektionen nehmen bei immunkompetenten Menschen einen latenten Verlauf. Klinische Erkrankungen beschränken sich größtenteils auf bestimmte Risikogruppen, zu denen nicht immune schwangere Frauen und immundefiziente Personen zählen (TENTER et al. 2000).
Frauen, die sich 4 bis 6 Monate vor einer Schwangerschaft oder zu einem früheren Zeitpunkt mit T.
gondii infizieren, bilden eine protektive Immunität aus, die im allgemeinen die vertikale Übertragung auf den Fetus verhindert, falls die Frau während der Gravidität dem Parasiten erneut ausgesetzt ist (TENTER et al. 2000). Infiziert sich eine Frau jedoch kurz vor oder während einer Schwangerschaft zum ersten Mal mit T. gondii, so kann dies eine konnatale Toxoplasmose zur Folge haben. Das Risiko einer intrauterinen Infektion des Kindes steigt dabei mit zunehmender Graviditätsdauer an. Die Effekte auf den Fetus sind hingegen um so gravierender, je früher sich die Mutter infiziert (CHATTERTON 1992). Etwa 10 % der pränatalen T.-gondii-Infektionen führen zu Aborten oder neonatalem Tod. Weitere 10-23 % der pränatal infizierten Neugeborenen zeigen klinische Symptome einer Toxoplasmose bei der Geburt, wobei bis zu 10 % dieser Neugeborenen Leitsymptome einer konnatalen Toxoplasmose (so genannte klassische Triade bestehend aus Retinochoroiditis, Hydrozephalus und Enzephalitis gefolgt von zerebraler Verkalkung) aufweisen (referiert in TENTER et al. 2000). Eine Infektion im letzten Schwangerschaftsdrittel verläuft dagegen in der Regel subklinisch (DESMONTS u. COUVREUR 1974a, b). Auch wenn infizierte Säuglinge bei der Geburt gesund erscheinen, können sich im Kleinkindalter Augenleiden, neurologische Störungen und Hörschäden entwickeln (referiert in TENTER et al. 2000).
Bei immundefizienten Personen kann es bei einer Erstinfektion mit T. gondii zu einer akuten disseminierten Toxoplasmose und im Falle einer bereits vorhandenen latenten Infektion zu einer reaktivierten Toxoplasmose mit Enzephalitis kommen. Solche T.-gondii-bedingten Enzephalitiden und disseminierten Toxoplasmosen können bei AIDS-Patienten und immunsuppressiv behandelten Personen wie Hodgkin- oder anderen Krebspatienten beobachtet werden. Bei AIDS-Patienten spielt T. gondii als opportunistischer Krankheitserreger eine bedeutende Rolle. Der Parasit verursacht weltweit bei bis zu 40 % der AIDS-Patienten hochgradige Enzephalitiden, an deren Folgen 10 bis 30 % der mit T. gondii infizierten Patienten sterben (LUFT u. REMINGTON 1992). Auch bei der Transplantation von Organen oder Knochenmark kann es zu Komplikationen durch disseminierte Toxoplasmosen kommen. Diese können entweder das Resultat eines mit dem Parasiten infizierten
Transplantatspenders und eines nicht gegen T. gondii immunen Empfängers oder aber das Ergebnis der Reaktivierung einer latenten T.-gondii-Infektion des Transplantatempfängers in Folge der immunsuppressiven Behandlung sein (referiert in TENTER et al. 2000).
2.4.2. Risikogruppen innerhalb der Veterinärmedizin
Zu den Risikogruppen innerhalb des Tierreichs gehören nicht immune trächtige Schafe und Ziegen sowie einige andere Spezies, die hochempfänglich für eine T.-gondii-Infektion sind und unter dem Bild einer akuten disseminierten Toxoplasmose erkranken. Dazu zählen neben Känguruhs, Seeottern, Koalas und Pinguinen auch die Neuweltaffen und Lemuren (referiert in INNES 1996;
JUNGE 2003).
Bei Schafen und Ziegen, die vor einer Trächtigkeit keine Immunität gegen T. gondii entwickelt haben, kann es zu einer vertikalen Übertragung des Parasiten auf die Lämmer kommen. Dabei können beträchtliche Verluste unter den Lämmern entstehen. Infizieren sich nicht immune Muttertiere während der Frühträchtigkeit, so führt dies oft zum fetalen Tod und zu einer Resorption der Frucht. Typische klinische Symptome bei einer Infektion während der mittleren Trächtigkeit sind Aborte sowie die Geburt toter, mumifizierter oder lebensschwacher Lämmer. Findet eine Infektion erst in einem späten Trächtigkeitsstadium statt, wenn das Immunsystem des Fetus schon relativ weit entwickelt ist, können die Lämmer bei der Geburt klinisch normal sein. Die Jungtiere sind dann latent infiziert und gegen durch T. gondii hervorgerufene Erkrankungen immun (referiert in BUXTON 1998). Das Muttertier ist in der Regel klinisch gesund, vereinzelt können jedoch eine Lymphadenopathie sowie mildes Fieber beobachtet werden (BUXTON 1990).
Die akuten Toxoplasmosen bei hochempfänglichen Spezies wie den Neuweltaffen und Lemuren enden meistens letal (siehe Kap. 2.5.4.). Die Gründe dafür, warum gerade diese Spezies so empfindlich auf eine T.-gondii-Infektion reagieren, sind bislang nicht bekannt (BRACK et al.
1995b; INNES 1997; EPIPHANIO et al. 2003). Eine Hypothese ist der fehlende Kontakt zu Feliden und deren Parasiten während der evolutionären Entwicklung (CUNNINGHAM et al. 1992; BRACK et al. 1995b; INNES 1997). So lebten z. B. die Lemuren Madagaskars sowie die Beuteltiere Australiens lange Zeit geographisch isoliert. Da es in beiden Gebieten keine wilden Feliden gab und
Hauskatzen erst vor wenigen Jahrhunderten mit den ersten Siedlern in diese Länder gebracht wurden, sind diese Tiere evolutions-immunologisch naiv für T. gondii (referiert in BRACK et al.
1995b). Obwohl es im südamerikanischen Regenwald u. a. mit dem Ozelot und dem Jaguar durchaus Tiere gibt, die als Endwirte für T. gondii fungieren, trifft laut INNES (1997) ein fehlender Kontakt zu Feliden und deren Parasiten während der evolutionären Entwicklung auch auf die Neuweltaffen zu. Da sich die Neuweltaffen in ihrem natürlichen Habitat in den Baumwipfeln aufhalten, kommen sie nicht mit dem Boden und somit auch nicht mit oozystenhaltigem Kot in Kontakt (FRENKEL u. ESCAJADILLO 1987). BRACK et al. (1995b) teilen diese Ansicht nicht, da es in dem Gebiet einige Kleinkatzenarten gibt, die Baumkletterer sind (z. B. Baumozelot) und in nicht geringem Maße T.-gondii-Oozysten ausscheiden. Zudem kommt es vor, dass z. B.
Totenkopfaffen auch in ihrem natürlichen Habitat in Bodennähe kommen (THORINGTON 1968), so dass die Aufnahme von sporulierten Oozysten mit dem Futter oder Wasser durchaus denkbar ist.
Bekräftigt wird diese Hypothese durch epidemiologische Studien, in denen T.-gondii-Infektionen bei Neuweltaffen in ihrem natürlichen Habitat serologisch nachgewiesen werden konnten (siehe Kap. 2.5.2.2.).
Eine weitere Erklärung für die besondere Empfänglichkeit der Neuweltaffen könnte ein generell weniger leistungsfähiges Immunsystem sein (BRACK et al.1995b; INNES 1997). So besteht eine Ähnlichkeit zwischen dem pathologischen Bild der akuten Toxoplasmose dieser Tiere mit dem von immunsuppremierten Patienten mit einer gestörten T-Zell-Funktion und einer verminderten Interferon-γ (INF-γ)-Produktion (INNES 1997). Die humorale Immunantwort in Form von Antikörpern sowie das Komplementsystem wirken synergistisch, um extrazelluläre Parasiten zu zerstören. Da die meisten Tachyzoiten jedoch intrazellulär liegen, kommt der zellvermittelten Immunität bei der Bekämpfung einer T.-gondii-Infektion eine größere Bedeutung zu (INNES 1997).
Das Tachyzoitenstadium von T. gondii ist sehr immunogen und induziert neben einer Serokonversion eine zellvermittelte Immunantwort mit der Produktion von INF-γ und Tumornekrosefaktor-α (TNF-α). In-vitro-Versuche zeigten, dass diese Cytokine u. a. eine bedeutende Rolle bei dem Wechsel von Tachyzoiten zu Bradyzoiten zu spielen scheinen (GROSS et al. 2004). Da klinische Symptome in der Regel nur während der Vermehrung der Tachyzoiten beobachtet werden, kommt dem Stadienwechsel somit eine große Bedeutung zu. Das INF-γ wird zu einem sehr frühen Zeitpunkt der Infektion von Natürlichen Killerzellen gebildet und induziert neben
einer Aktivierung von Makrophagen zusammen mit Interleukin-12 (IL-12) eine vermehrte Produktion von sogenannten TH1-Zellen. Diese wiederum induzieren durch die Produktion von Interleukin-2 (IL-2) die Bildung von cytotoxischen T-Zellen (ALEXANDER et al. 2000), welche die Haupteffektorzellen gegen T. gondii darstellen. Daher spielt es möglicherweise eine Rolle, wie schnell das Immunsystem der verschiedenen Spezies IFN-γ produzieren kann (INNES 1997).
Das Immunsystem der Neuweltaffen wird eventuell auch durch den bei allen Platyrrhini (Neuweltaffen) sehr hohen Serumkortikosteroid-Spiegel negativ beeinflusst. Krallenaffen werden wegen ihrer Ontogenese als dizygote hämatopoetische Chimären zusätzlich als vermindert immunkompetent angesehen. Insbesondere Lisztaffen haben einen eingeschränkten MHC-I- Polymorphismus und weisen ein im Vergleich zum Menschen verschobenes CD4+ : CD8+ - Lymphozytenverhältnis auf. Weniger ausgeprägt, jedoch auch weniger eingehend untersucht, sind Änderungen immunologischer Parameter bei Braunrückentamarinen, Weißbüscheläffchen und Totenkopfaffen (referiert in BRACK et al. 1995b).
Disseminierte Toxoplasmosen konnten bei nicht humanen Primaten bislang nur in Gefangenschaft und nicht im natürlichen Habitat beobachtet werden. Es ist möglich, dass chronische Stresssituationen, denen die Tiere während der Gefangenschaft ausgesetzt sind, sich prädisponierend auf die Ausbildung einer klinischen Toxoplasmose auswirken (WONG u. KOZEK 1974).
2.5. Infektionen mit T. gondii bei nicht humanen Primaten
2.5.1. Dokumentierte T.-gondii-Infektionen bei verschiedenen Primatenspezies
Der erste Fall einer Toxoplasmose bei einem nicht humanen Primaten wurde 1916 von THEZE (1916) bei einem Brüllaffen (Alouatta seniculus) beschrieben. Eine Infektion mit T. gondii konnte seitdem bei vielen nicht humanen Primaten nachgewiesen werden. Am häufigsten sind Neuweltaffen betroffen, aber auch bei Altweltaffen einschließlich der Menschenaffen und bei Halbaffen tritt der Erreger auf (BRACK et al. 1995a). Die Tab. 1 zeigt eine Übersicht über die verschiedenen Affenspezies, bei denen in epidemiologischen Studien oder in Fallberichten eine T.-
gondii-Infektion nachgewiesen wurde. In der Tabelle sind nur die Berichte zitiert, bei denen es sich um eine natürliche und nicht um eine experimentell hervorgerufene Infektion handelte. Die Speziesbezeichnungen richten sich dabei nach GEISSMANN (2003) und nicht nach dem Kenntnisstand zum Zeitpunkt der jeweiligen Veröffentlichung. Gleichzeitig zeigt die Tabelle eine systematische Einordnung dieser Arten, wobei die Systematik von GEISSMANN (2003) verwendet wurde. Die Ordnung der Primaten gliedert sich dabei in die Unterordnung der Strepsirrhini, die verschiedene Halbaffenspezies umfasst, und in die der Haplorrhini. In letzterer finden sich die Neuwelt- und Altweltaffen einschließlich der Menschenaffen. Die Systematik ist nicht vollständig, sondern beinhaltet nur diejenigen Infraordnungen und Familien, in denen bislang das Auftreten von T.-gondii-Infektionen beobachtet werden konnte.
rübersicht 27 — Namenloser Rang
Strepsirrhini (Feuchtnasenprimaten) -- Lemuriformes Lemuroidea
(Lemuriforme) (madagassische Lemuren)
-- Lemuridae Hapalemur (Kleine Bambus- HARING u. DAVIS (1998)
(„echte“ Lemuren) -- H. griseus lemuren)
Lemur (Kattas) SUREAU et al. (1962); UILENBERG u. RIBOT --L. catta (1965);ITAKURA u. NIGI (1968); NIGI u.
ITAKURA (1968);ISENBÜGEL (1983); BORST u.
VAN KNAPEN (1984); DUBEY et al. (1985a);
BRACK et al. (1995b, 1998); WOHLSEIN et al.
(1999); ZHANG et al. (2000); SPENCER et al. (2004)
Varecia (Varis) UILENBERG u. RIBOT (1965); BRITT et al. (2004) -- V. variegata
-- Indridae Propithecus (Sifakas) CHANG et al. (1980) (Indriartige) -- P. verreauxi
-- Loriformes Loroidea (Loriforme) (Loroiden)
-- Loridae Nycticebus (Plumploris) ZAMAN u. GOH (1968); ZAMAN u.
(Loris) -- N. coucang KRISHNAMURTI(1969) Haplorrhini (Trockennasenprimaten)
-- Anthropoidea (eigentliche Affen)
— Platyrrhini Ceboidea (Neuweltaffen) (Neuweltaffen)
-- Aotidae Aotus (Nachtaffen) SEIBOLD u. WOLF (1971); BORST u. VAN
(Nachtaffen) -- A. lemurinus KNAPEN (1984); PERRI et al. (1992);
-- A. trivirgatus EPIPHANIO et al. (2003)
2. Literaturübersicht — Namenloser Rang
-- Atelidae Alouatta (Brüllaffen) THEZE (1916); CARME et al. (2002); DE THOISY
(Greifschwanzaffen) -- A. guariba et al. (2001, 2003); EPIPHANIO et al. (2003) -- A. seniculus
Ateles (Klammeraffen) RATCLIFFE u. WORTH (1951); RATCLIFFE (1967) -- A. geoffroyi zit. von SEIBOLD u. WOLF (1971); RIEMANN et al.
-- A. paniscus (1974); CHOI et al. (1987)
Lagothrix (Wollaffen) STOLZ (1962); BENIRSCHKE u. LOW (1970);
--L. lagotricha HESSLER et al. (1971); BOUER et al. (1999);
EPIPHANIO et al. (2003)
-- Callitrichidae Callithrix (Büscheläffchen) HILGENFELD (1965a, b, 1966); DIETZ et al (1997);
(Krallenäffchen) --C. jacchus JENSEN et al. (1998); BAULU et al. (2002);
--C. penicillata EPIPHANIO et al. (2003) --C. pygmaea
Leontopithecus(Löwenäffchen) HILGENFELD (1966); RATCLIFFE (1967) zit. von --L. chrysomelas SEIBOLD u. WOLF (1971); MONTALI et al. (1995);
--L. chrysopygus DIETZ et al. (1997); JUAN-SALLES et al. (1997, -- L. rosalia 1998); PERTZ et al. (1997);EPIPHANIO et al.
(1999b, 2000, 2001, 2003)
Saguinus (Tamarine) BENIRSCHKE u. RICHART (1960); RATCLIFFE -- S. fuscicollis (1967)zit. von SEIBOLD u. WOLF (1971);
-- S. geoffroyi FRENKEL u.SOUSA (1983); GRINER (1983);
-- S. imperator BRACK et al. (1995b); DIETZ et al. (1997);
-- S. labiatus WOHLSEIN et al. (1999); EPIPHANIO et al.
-- S. midas (1999a, b, 2000, 2003); LEONG et al. (2004) -- S. oedipus
-- Cebidae Cebus (Kapuzineraffen) DE RODANICHE (1954a); NERY-GUIMARAES (Kapuzinerartige) -- C. albifrons et al. (1971); NERY-GUIMARAES u. FRANKEN
rübersicht 29 — Namenloser Rang
-- C. apella (1971);CADAVID et al. (1991) -- C. capucinus
-- C. libidinosus
Saimiri (Totenkopfaffen) RATCLIFFE u. WORTH (1951); RATCLIFFE -- S. boliviensis (1954); DÖBEREINER (1955);McKISSICK et al.
-- S. sciureus (1968); NERY-GUIMARAES u. FRANKEN (1971);
FERRARONI et al. (1980);ANDERSON u.
McCLURE(1982); WOOLF u. ANTHONEY (1982);
DICKSON et al. (1983); BORST u. VAN KNAPEN (1984); ZWART et al. (1989); TUDGE (1991);
CUNNINGHAM et al. (1992); BRACK et al. (1995b, 1998); INOUE (1997); WOHLSEIN et al. (1999);
BACCIARINI et al. (2001a, b); BAULU et al. (2002);
EPIPHANIO et al. (2003); ANDRADE et al. (2004)
-- Pitheciidae Cacajao (Uakaris) RATCLIFFE (1954, 1961)
(Sakiartige) -- C. calvus
Callicebus (Springaffen) SEIBOLD u. WOLF (1971) -- C. moloch
Pithecia (Sakis) RATCLIFFE (1954); ZWART et al. (1989) -- P. pithecia
-- P. monachus
— Catarrhini Cercopithecoidea
(Altweltaffen) (geschwänzte Altweltaffen)
-- Cercopithecidae Chlorocebus (Grünmeerkatzen) KASCHULA et al. (1978); BAULU et al. (2002) (rezente geschwänzte -- C. pygerythrus
Altweltaffen)
Erythrocebus (Husarenaffen) ZHANG et al. (2000) -- E. patas
2. Literaturübersicht — Namenloser Rang
Macaca (Makaken) FELDMAN u. MILLER (1956); SERY et al. (1959);
-- M. arctoides VAN DEN AKKER et al. (1959); UMINSKY u.
-- M. fascicularis PIETRZYK (1961); POKORNY et al. (1961);
-- M. fuscata REMINGTON et al. (1965); NERY-GUIMARAES et
-- M. mulatta al. (1971); ARAUJO et al. (1973); WONG u. KOZEK -- M. nemestrina (1974); CHHABRA et al. (1976); DURFEE et al.
-- M. sinica (1976); RAO BHAU et al. (1987); SULAIMAN et al.
-- M. sylvanus (1989);ASAI et al. (1991); SASSEVILLE et al.
(1995); ZHANG et al. (2000); BAULU et al. (2002);
EKANAYAKE et al. (2004)
Papio (Paviane) LEVADITI u. SCHOEN (1933); KUNTZ u. MYERS -- P. cynocephalus (1967); DE ROEVER-BONNET (1972);
-- P. ursinus McCONNELL et al. (1973, 1974); MICHAELS et al.
(1994); BAULU et al. (2002)
Trachypithecus (Haubenlanguren) SULAIMAN et al. (1989) -- T. cristatus
Hominoidea
(Menschenaffen & Mensch)
-- Hylobatidae Bunopithecus (Hulocks) ZHANG et al. (2000) (Gibbons) -- B. hoolock
Hylobates (Zwerggibbons) MURATA (1989) -- H. lar
-- Hominidae Gorilla (Gorillas) PROWTEN et al. (1985); MURATA (1989);
(Große Menschenaffen& Mensch) -- G. gorilla FURLEY (1996)
Pan (Schimpansen) KOPCIOWSKA u. NICOLAU (1938); SCHOBERT
-- P. troglodytes (1970) zit. von McCLURE u. GUILLOUD (1971);
DRAPER et al. (1971); MURATA (1989)
2.5.2. Seropositivität
T.-gondii-Infektionen führen auch bei nicht humanen Primaten nicht grundsätzlich zu einer Erkrankung. Insbesondere Altweltaffen sind häufig nur latent infiziert, wobei sich die Infektion in der Regel serologisch nachweisen lässt (BRACK et al. 1995b). Auch bei Neuwelt- und Halbaffenspezies konnten Antikörper gegen T. gondii nachgewiesen werden. Dabei wurden sowohl epidemiologische Studien an wildlebenden Primaten durchgeführt, als auch an Tieren, die sich zum Zeitpunkt der Untersuchung in Gefangenschaft befanden.
2.5.2.1. Serologische Untersuchungen an Altweltaffen im natürlichen Habitat
Durch Studien an wildlebenden Primaten konnten Infektionen mit T. gondii im natürlichen Habitat eindeutig belegt werden. In der Tab. 2 sind diese Fälle zusammengestellt. Eine Aussage über die tatsächliche Prävalenz des Parasiten in den Wildpopulationen der verschiedenen Affenarten lässt sich anhand dieser wenigen Daten jedoch nicht treffen. Der überwiegende Teil der Studien wurde an Altweltaffen, insbesondere an Makaken durchgeführt. Die von ZAMAN u. GOH (1968) und McCONNELL et al. (1973) beschriebenen Fälle, in denen T. gondii auch histologisch nachgewiesen wurde, sind in Kap. 2.5.4. dargestellt.
UMINSKI u. PIETRZYK (1961) untersuchten 155 aus Indien stammende Rhesusaffen und
16 Javaneraffen aus Malaysia in der KBR auf Antikörper gegen T. gondii. Die Tiere waren klinisch gesund und sollten anschließend bei der Herstellung einer Polio-Vakzine eingesetzt werden. Bei 13 der Rhesusaffen wurde ein Titer von 1:2 und bei neun ein Titer von 1:4 festgestellt. Unter den Javaneraffen hatten vier Tiere einen Titer von 1:2. Bei 28 Rhesus- und bei sechs Javaneraffen wurden unspezifische Reaktionen festgestellt. Diese wurden insbesondere bei Tieren beobachtet, denen zuvor Kortison verabreicht wurde. Alle Affen wurden zu einem späteren Zeitpunkt in einer Sektion untersucht, die jedoch in keinem Fall charakteristische Befunde einer Toxoplasmose ergab.
Von den serologisch positiven Tieren wurde Organmaterial in Mäuse inokuliert, um den Parasiten zu isolieren. Positive Ergebnisse wurden dabei nicht erzielt.
REMINGTON et al. (1965) führten eine Studie an 164 Makaken durch. Dabei wurden 64 Rhesusaffen aus Nordindien, 50 Schweinsaffen aus Thailand und 50 Javaneraffen von den Philippinen im SFT auf Antikörper gegen T. gondii untersucht. Alle Seren der Rhesusaffen hatten einen Titer unter 1:2 und wurden damit als negativ beurteilt. Bei den Javaneraffen hatten zehn Tiere einen Titer von 1:2 und eines einen Titer von 1:8. Bei den Schweinsaffen hatten 35 Tiere einen Titer von 1:2 und sechs von 1:8. Nach Ansicht der Autoren lieferten damit 22 % der Javaner- und 82 % der Schweinsaffen ein positives Ergebnis. Auf Grund der niedrigen Titer war jedoch nicht eindeutig klar, ob es sich um chronische T.-gondii-Infektionen handelte oder nur um unspezifische Reaktionen, die bei einer Verdünnung von 1:32 nicht mehr auftraten. Alle Seren, die im SFT positiv reagierten, wurden daher mit hitzeinaktiviertem Aktivatorserum getestet und waren bei dieser Untersuchung negativ. Dies sprach für eine spezifische Antikörperreaktion. Im Gegensatz dazu verlief eine anschließend durchgeführte Untersuchung in der Elektrophorese negativ. Dabei wurden alle Seren, die einen Titer von 1:8 im SFT aufwiesen, im Vergleich mit einem positiven Humanserum getestet. Es konnten keine Antikörper gegen T. gondii in den Affenseren nachgewiesen werden. Eine histologische Untersuchung von Organmaterial, die bei positivem Befund den Beweis für eine T.-gondii-Infektion hätte liefern können, war auf Grund des Wertes der Tiere ausgeschlossen.
CHHABRA et al. (1976) führten eine Studie an Rhesusaffen in Nordindien durch. Es wurden 94 Tiere aus der Region unterhalb des Himalaya gefangen und ihnen unmittelbar danach eine Blutprobe entnommen. Die Seren wurden mit dem IHAT auf Antikörper gegen T. gondii untersucht, wobei 41 der Seren eine negative Reaktion zeigten. Bei 26 Tieren wurde ein Titer von 1:8 festgestellt, 11 Tiere hatten einen Titer von 1:32, zehn von 1:128, drei von 1:512 und drei von 1:2048 oder höher. Die Autoren beurteilten damit 53 (56,4 %) der Tiere als positiv. Als Infektionsursache wurde eine Infektion mit dem Kot wilder Feliden vermutet.
In die von DE ROEVER-BONNET (1972) durchgeführte Studie zur Prävalenz von Infektionen mit T. gondii in der Bevölkerung verschiedener afrikanischer Länder wurden auch einige wildlebende Tiere einbezogen. Dabei wurden die Seren von 20 Pavianen im SFT ab einer Verdünnung von 1:16 untersucht. Bei drei Tieren wurde ein Titer von 1:16 festgestellt, die übrigen Seren zeigten keine Reaktion.
KASCHULA et al. (1978) untersuchten Grünmeerkatzen, die für eine Impfstoffproduktion und zur Verwendung der Nieren in Zellkulturen in Südafrika gefangen wurden. Die Tiere wurden neben zahlreichen anderen Krankheiten auch auf T. gondii untersucht. Dabei war von 47 Tieren eines im IFAT und zwei von 55 in der KBR positiv. Im SFT waren 48 untersuchte Tiere negativ.
RAO BHAU et al. (1987) untersuchten 211 Rhesusaffen im IHAT auf Antikörper gegen T. gondii.
Die Tiere wurden in Nordindien gefangen, waren 1 bis 5 Jahre alt, 1,5 bis 3 kg schwer und zeigten ein ungestörtes Allgemeinbefinden. Unmittelbar nach dem Fang wurde eine Blutprobe entnommen.
Bei 62 Tieren wurde ein Titer von 1:8 nachgewiesen, bei 41 ein Titer von 1:32 und bei acht Tieren ein Titer von 1:128 oder höher. Von den Autoren wurden 111 Seren als positiv beurteilt. Als Infektionsursache wurde der Kontakt zu Hauskatzen vermutet, da die Tiere in einer von Menschen bewohnten Gegend gefangen wurden.
SULAIMAN et al. (1989) untersuchten die Seren von 33 Haubenlanguren, 30 Javaneraffen und 14 Schweinsaffen, die in Malaysia gefangen wurden, im IFAT und im ELISA. Im IFAT wurden Seren mit einem Titer ≥ 1:64 als positiv beurteilt. Einer der Languren (3 %), fünf Javaner- (17 %) und acht Schweinsaffen (57 %) lieferten hier positive Ergebnisse. Im ELISA wurden die optischen Dichten bei einer Wellenlänge von 492 nm bestimmt und die Seren bei einem Wert ≥ 0,48 als positiv angesehen. Dabei lieferten einer der Languren (3 %), drei Javaner- (10 %) und 10 Schweinsaffen (71 %) positive Ergebnisse. Bei einem Vergleich der Testergebnisse konnte eine signifikante positive Korrelation zwischen dem IFAT und dem ELISA festgestellt werden. Die unterschiedlich hohen Infektionsraten zwischen den drei untersuchten Spezies wurden damit erklärt, dass die Schweinsaffen im Gegensatz zu den anderen beiden Arten bei der Futtersuche mehr Zeit auf dem Boden verbringen und sich deshalb leichter mit Oozysten infizieren könnten.
EKANAYAKE et al. (2004) führten eine Studie an Ceylon-Hutaffen auf Sri Lanka durch. Es wurden Blutproben von 170 Makaken unterschiedlichen Alters und Geschlechts gewonnen, die sich auf acht verschiedene soziale Gruppen verteilten. Die Seren wurden im MAT auf Antikörper gegen T. gondii getestet. Neun Tiere wiesen dabei einen Titer von 1:16, neun einen Titer von 1:32 und drei von 1:256 auf. Da der MAT-Titer, der für Affen als spezifisch angesehen werden kann, nicht bekannt war, werteten die Autoren alle in der Studie festgestellten Titer als positive Ergebnisse und
beurteilten somit 21 Seren (12 %) als positiv. Keines der 21 infizierten Tiere starb im darauf folgenden Jahr an einer Toxoplasmose. Zwischen den einzelnen Gruppen ergaben sich Unterschiede in der Häufigkeit der T.-gondii-Infektionen. Je größer die Überschneidungen der Reviere mit menschlichen Siedlungen waren, desto öfter wurden bei den Tieren Antikörper gegen T. gondii gefunden. Dabei wurde eine Prävalenz von 19 % (21 von 112 Tieren) bei denjenigen Gruppen festgestellt, die sich regelmäßig in menschlicher Umgebung aufhielten und somit auch Kontakt zu Hauskatzen hatten. Bei den Gruppen, deren Revier sich ausschließlich auf den Urwald beschränkte, war keines von 58 Tieren serologisch positiv. Um festzustellen, ob es zu einer signifikanten konnatalen Übertragung des Parasiten kommt, wurden die Antikörpertiter von zehn Muttertieren und ihren Nachkommen verglichen. Zwei positive Muttertiere hatten positive Nachkommen, bei vier positiven Muttertieren wiesen die Jungtiere keine Antikörper gegen T. gondii auf. Auf Grund des Befundes, dass vier Nachkommen nicht infizierter Muttertiere positiv waren, wurde die Hypothese aufgestellt, dass eine Infektion mit T. gondii in den meisten Fällen postnatal stattfindet.
Es wurde vermutet, dass sich die Makaken bei ihrer Nahrungssuche in den von Menschen besiedelten Gebieten infiziert hatten, indem sie mit Oozysten kontaminiertes Futter vom Boden aufnahmen. Der Umstand, dass keines der Tiere in Folge der Infektion gestorben war, lässt laut den Autoren darauf schließen, dass die Makaken während ihrer evolutionären Entwicklung lange dem Parasiten ausgesetzt waren und dadurch eine immunologische Anpassung stattfand.
2.5.2.2. Serologische Untersuchungen an Neuweltaffen im natürlichen Habitat
Die bei Neuweltaffen im natürlichen Habitat festgestellte Prävalenz von T. gondii war sehr unterschiedlich.
FERRARONI et al. (1980) führten eine epidemiologische Studie im Amazonasgebiet durch. Dabei untersuchten sie neben Menschen und verschiedenen Haustieren auch einige wildlebende Spezies im IHAT auf Antikörper gegen T. gondii. Die Seren wurden als positiv beurteilt, wenn eine Agglutination bei einer Verdünnung von ≥1:128 stattfand. Die niedrigsten Infektionsraten wurden bei Rindern (12 %) und bei Geflügel (22 %) gefunden, die höchsten bei Hauskatzen. Hier lieferten 26 von 32 Tieren (81 %) ein positives Ergebnis. Unter den untersuchten Wildtieren waren vier Ozelots, von denen zwei positiv waren. Von 49 Totenkopfaffen waren 24 positiv. Die Affen hatten
somit eine relativ hohe Prävalenz (49 %), obwohl sie auf Bäumen leben und sich überwiegend von Früchten ernähren. Daraus wurde geschlossen, dass die Totenkopfaffen regelmäßig Kontakt zu sporulierten Oozysten hatten.
FRENKEL u. SOUSA (1983) untersuchten bei einer in Panama durchgeführten Studie 22 verschiedene wildlebende Säugetierspezies auf Antikörper gegen T. gondii. Bei 11 Spezies wurden im SFT ab einer Verdünnung von 1:2 positive Reaktionen nachgewiesen. Unter den untersuchten Tierarten waren auch drei Primatenspezies: einer von 21 Tamarinen war positiv, 23 Nachtaffen und acht Brüllaffen waren negativ.
Bei einer in Französisch Guayana durchgeführten Studie wurden verschiedene wildlebende Säugetiere im MAT auf Antikörper gegen T. gondii untersucht (CARME et al. 2002; DE THOISY 2001, 2003). Seren, die bei einer Verdünnung von >1:40 eine Agglutination auslösten, wurden dabei als positiv gewertet, die übrigen als negativ. Die Prävalenz von T. gondii bei den untersuchten Spezies wurde unter Berücksichtigung der unterschiedlichen Lebensweisen der Tiere verglichen.
Dabei wiesen terrestrisch lebende und fleischfressende Spezies, wie Pakas, Gürteltiere und Pekaris eine signifikant höhere Infektionsrate auf als baumbewohnende sowie vegetarisch lebende Tiere. So waren von 50 untersuchten Roten Brüllaffen nur zwei Tiere positiv, von 50 Gelbhand-Tamarinen und 50 Faultieren waren alle negativ. Bei den vegetarisch lebenden Tieren wurde eine Infektion mit sporulierten Oozysten vermutet. Da Hauskatzen in der Gegend nicht vorkamen, gingen die Autoren von einer Übertragung durch wildlebende Feliden aus.
2.5.2.3. Serologische Untersuchungen an nicht humanen Primaten in Gefangenschaft
Es gibt auch zahlreiche epidemiologische Studien an nicht humanen Primaten, die auf Antikörper gegen T. gondii untersucht wurden und sich zum Zeitpunkt der Probennahmen in Gefangenschaft befanden. In Tab. 3 sind diese Fälle zusammengestellt. Die Seren wurden dabei in der Regel in Zoologischen Gärten gewonnen. Die Fälle, in denen Antikörper gegen T. gondii im Zusammenhang mit einer klinischen Toxoplasmose nachgewiesen wurden, sind in Kap. 2.5.4. ausführlich dargestellt.
FELDMAN u. MILLER (1956) untersuchten in einer Studie die Seren von 21 Javaneraffen von den Philippinen und von 15 Rhesusaffen aus Indien im SFT auf Antikörper gegen T. gondii. Dabei wiesen 16 der zu Versuchszwecken gehaltenen Javaneraffen und einer der Rhesusaffen einen Titer von 1:4 auf. Die Ergebnisse wurden aber auf Grund der niedrigen Verdünnungsstufe als nicht signifikant angesehen und daher alle Seren als negativ beurteilt.
KUNTZ u. MYERS (1967) untersuchten 25 aus einem Zoo in San Antonio (Texas, USA) stammende Paviane im SFT auf Antikörper gegen T. gondii. Bei 18 Tieren wurde ein Titer von 1:4 und bei zwei ein Titer von 1:16 nachgewiesen. Die Autoren beurteilten diese Ergebnisse als positiv.
Die übrigen fünf Paviane lieferten negative Reaktionen.
YAMAMOTO et al. (1970) führten mit acht aus einem Zoo in Indonesien stammenden Orang- Utans einen IHAT zum Nachweis von Antikörpern gegen T. gondii durch. Dabei wiesen drei Seren einen Titer ≥1:1024 auf, die übrigen waren negativ.
NERY-GUIMARAES u. FRANKEN (1971) untersuchten die Seren von 54 Neuweltaffen, die aus einem Institut und aus einem Zoo in Brasilien stammten, im SFT. Dabei wiesen von 17 Totenkopfaffen zwei einen Titer von 1:4 und einer einen Titer von 1:16 auf. Von 22 Gehaubten Kapuzinern hatten vier einen Titer von 1:4. Alle übrigen Tiere zeigten negative Reaktionen. Die Autoren bewerteten nur Titer von ≥ 1:16 als positiv.
In einer Studie von MURATA (1989) wurden insgesamt 360 Tiere aus einem Zoo in Kobe untersucht. Die Blutproben wurden während tierärztlicher Behandlungen oder bei Sektionen über einen Zeitraum von 8 Jahren gewonnen und im LAT auf Antikörper gegen T. gondii untersucht. Bei den 189 von Säugetieren stammenden Proben waren 5 % positiv. Zu den untersuchten Spezies zählten auch 56 Primaten. Von 13 Menschenaffen wurden drei Tiere als positiv beurteilt. Dabei wiesen ein Gorilla und ein Gibbon einen Titer von 1:128 auf, bei einem Schimpansen wurde ein Titer von 1:1024 festgestellt. Die übrigen Affen waren negativ.
ASAI et al. (1991) untersuchten die Seren von 443 Makaken im LAT auf Antikörper gegen T.
gondii. Die Seren wurden ab einem Titer >1:10 als positiv beurteilt. Die Tiere waren auf zwei Institute verteilt. Eines diente dabei als Quarantänestation für Affen, die von den Philippinen neu importiert wurden. Hier wurden 147 Javaneraffen untersucht, von denen vier Tiere positiv waren. In
