Pharmakokinetik von Clarithromycin
nach der Monotherapie mit Clarithromycin und nach der kombinierten Gabe von Clarithromycin mit
Rifampicin beim Fohlen
INAUGURAL – DISSERTATION Zur Erlangung des Grades einer DOKTORIN DER VETERINÄRMEDIZIN
- Doctor medicinae veterinariae - (Dr. med. vet.)
vorgelegt von Wiebke Block
Hannover
Hannover 2010
Wissenschaftliche Betreuung: PD Dr. Monica Venner PhD, Dipl. ECEIM Klinik für Pferde
1. Gutachterin: PD Dr. Monica Venner, PhD, Dipl. ECEIM Klinik für Pferde
2. Gutachter: Prof. Dr. W. Bäumer, Institut für Pharmakologie, Toxikologie und Pharmazie
Tag der mündlichen Prüfung: 04. Mai 2010
In Liebe und Dankbarkeit meinen Eltern,
meinem Bruder und meinen Freunden
Inhaltsverzeichnis
1 Einleitung... 1
2 Literaturübersicht ... 3
2.1 Grundlagen und Hintergründe zum Einsatz von Antibiotika zur Therapie der Rhodococcus equi Pneumonie beim Fohlen... 3
2.2 Therapie der Rhodococcus equi Pneumonie beim Fohlen... 4
2.3 Pharmakokinetische Grundlagen zur Therapie der Rhodococcose ... 7
2.4 Pharmakodynamik und Pharmakokinetik von Rifampicin beim Fohlen ... 10
2.4.1 Allgemeines zu Rifampicin... 10
2.4.2 Wirkmechanismus und Wirkspektrum von Rifampicin ... 10
2.4.3 Pharmakodynamik und Pharmakokinetik von Rifampicin ... 11
2.4.4 Nebenwirkungen von Rifampicin beim Fohlen und beim adulten Pferd... 14
2.4.5 In vitro minimale Hemmstoffkonzentrationswerte von R. equi für Rifampicin . 15 2.4.6 Resistenzen von R. equi gegenüber Rifampicin beim Fohlen ... 15
2.5 Pharmakodynamik und Pharmakokinetik von Clarithromycin beim Fohlen .... 16
2.5.1 Allgemeines zu Clarithromycin... 16
2.5.2 Wirkmechanismus von Clarithromycin ... 16
2.5.3 Pharmakodynamik und Pharmakokinetik von Makroliden, insbesondere von Clarithromycin beim Fohlen... 17
2.5.4 Pharmakodynamik und Pharmakokinetik von Clarithromycin beim Fohlen .... 18
2.5.5 Nebenwirkungen von Clarithromycin beim Fohlen... 20
2.5.6 in vitro MHK-Werte von R. equi für Clarithromycin ... 20
2.6 Modell möglicher Transportmechanismen für Clarithromycin in die PELF und in die bronchoalveolären Zellen ... 21
2.6.1 Beeinflussung der Expression und Wirkung von Transporterproteinen ... 22
2.7 Arzneimittelinteraktionen von Rifampicin und Clarithromycin ... 27
2.8 Zielsetzung der vorliegenden Arbeit... 29
3 Material und Methode ... 30
3.1 Probanden... 30
3.1.1 Allgemeine Haltungsbedingungen der Fohlen ... 30
3.1.2 Bedingungen für die Aufnahme der Fohlen in die Studie... 31
3.2 Methoden... 31
3.2.1 Untersuchung der Fohlen ... 31
3.2.1.1 Allgemeinuntersuchung ... 31
3.2.1.2 Spezielle Untersuchung des Respirationstraktes... 31
3.2.1.3 Bestimmung der Leukozytenzahl im Blut ... 32
3.2.1.4 Sonographische Untersuchung der Lunge... 32
3.2.2 Wiegen der Fohlen ... 33
3.2.3 Applikation von Clarithromycin und der Kombination von Clarithromycin mit Rifampicin ... 33
3.3 Spezielle Untersuchung vor der bronchoalveolären Lavage (BAL) ... 34
3.4 Klinische Durchführung der Studie ... 34
3.4.1 Übersicht über den Ablauf der Studie ... 35
3.4.2 Blutprobenentnahme zur Bestimmung der Blutchemie und für die Bestimmung der Konzentrationen von Rifampicin und/oder Clarithromycin im Plasma ... 38
3.4.3 Durchführung der bronchoalveolären Lavage (BAL)... 41
3.4.4 Abschlussuntersuchung der Fohlen... 44
3.5 Analytische Untersuchungen der biologischen Proben ... 44
3.5.1 Konzentrationsbestimmung von Rifampicin und Clarithromycin und derer Metaboliten... 44
3.5.1.1 Herstellung von Stamm- und Arbeitslösungen... 44
3.5.1.2 Ansatz und Aufarbeitung der Kalibratoren und Qualitätskontrollen... 45
3.5.1.3 Aufbereitung der gewonnenen Plasmaproben und des BAL-Überstandes ... 47
3.5.1.4 Aufbereitung der bronchoalveolären Zellen ... 47
3.5.1.5 Flüssigkeitschromatographie (LC) mit nachgeschalteter Tandem- Massenspektroskopie (MS/MS-System) ... 48
3.5.1.6 Untersuchung zur Genexpression der bronchoalveolären Zellen und der Bronchialschleimhautbioptate für p – Glykoprotein, Multidrug resistance Protein und das Housekeeping gene 18s... 49
3.5.1.7 Auswertungen der Detektionsergebnisse zur Bestimmung der Konzentrationen von Rifampicin und/oder Clarithromycin und ihrer Metaboliten... 50
4 Ergebnisse... 53
4.1 Etablierung der Essays zur Quantifizierung von Clarithromycin und Rifampicin ... 53 4.2 Konzentrationen der Antibiotika im Plasma bei den Fohlen (1. und 2. Kinetik)56
4.2.1 Konzentrationen von Clarithromycin im Plasma nach der Monotherapie (1.
Kinetik) ... 56 4.2.2 Konzentrationen von Clarithromycin im Plasma bei gleichzeitiger Gabe von
Rifampicin (2. Kinetik) ... 56 4.2.3 Konzentrationen von 14-OH-Clarithromycin im Plasma (1. Kinetik)... 59 4.2.4 Konzentrationen von 14-OH-Clarithromycin im Plasma bei gleichzeitiger Gabe
von Rifampicin (2. Kinetik)... 61 4.2.5 Konzentrationen von Rifampicin im Plasma nach der kombinierten Gabe mit
Clarithromycin ... 65 4.2.6 Konzentrationen von 25-O-Desacetylrifampicin im Plasma nach der
kombinierten Gabe mit Clarithromycin ... 66 4.3 Menge der rückgewonnenen bronchoalveolären Flüssigkeit, PELF und
Konzentrationen der Antibiotika in der PELF... 67 4.3.1 Konzentrationen von Clarithromycin in der BALF und in der PELF nach der
Monotherapie und nach der Kombination Clarithromycin/Rifampicin ... 68 4.3.2 Konzentrationen von 14-OH-Clarithromycin in der BALF und in der PELF nach
der Monotherapie und nach der Kombination Clarithromycin/Rifampicin ... 71 4.3.3 Konzentrationen von Rifampicin und 25-O-Desacetylrifampicin in der BALF
und in der PELF ... 73 4.4 Konzentrationen der Antibiotika in den bronchoalveolären Zellen... 74 4.4.1 Gesamtzellzahl und Zellfraktionen in der BALF ... 74 4.4.2 Konzentrationen von Clarithromycin in den bronchoalveolären Zellen nach
alleiniger Gabe von Clarithromycin und nach kombinierter Gabe mit Rifampicin (Tag 7 und Tag 21)... 74 4.4.3 Konzentration von 14-OH-Clarithromycin in den bronchoalveolären Zellen nach alleiniger Gabe von Clarithromycin und nach kombinierter Gabe mit Rifampicin (Tag 7 und Tag 21)... 77 4.4.4 Konzentration von Rifampicin in den bronchoalveolären Zellen ... 79
4.5 Genexpression von ABCB1 und ABCC2 in Zellen der Bronchialschleimhaut
und in bronchoalveolären Zellen ... 80
4.6 Ratios... 88
4.7 Korrelation der Konzentration von Clarithromycin im Plasma und in den bronchoalveolären Zellen... 92
4.8 Ergebnisse der Blutchemie nach der Monotherapie und nach der Kombination Clarithromycin/Rifampicin... 94
4.9 Auftreten von Nebenwirkungen ... 95
5 Diskussion... 96
5.1 Probanden... 96
5.2 Ergebnisse ... 97
5.2.1 Hintergründe zum Design der Studie... 97
5.2.2 Konzentrationen von Clarithromycin im Plasma von Fohlen... 97
5.2.3 Konzentrationen von Clarithromycin in der PELF und in bronchoalveolären Zellen bei neun Fohlen... 100
5.2.4 Gemeinsame Betrachtung der Konzentrationen von Clarithromycin im Plasma, in der PELF und in den bronchoalveolären Zellen... 102
5.2.5 Konzentrationen von 14-OH-Clarithromycin im Plasma, in der PELF und in den bronchoalveolären Zellen ... 102
5.2.6 Beeinflussung der Konzentration von Clarithromycin und 14-OH-Clarithromycin durch die zusätzliche Gabe von Rifampicin im Plasma ... 103
5.2.7 Beeinflussung der Genexpression für ABCB1 und ABCC2 in Bronchialschleimhautzellen und in bronchoalveoläre Zellen durch Rifampicin ... 105
5.2.8 Beeinflussung der Konzentrationen von Clarithromycin und 14-OH- Clarithromycin durch Rifampicin im Plasma, in der PELF und in den bronchoalveolären Zellen ... 106
5.2.9 Betrachtung der Konzentration von Clarithromycin im Hinblick auf die erforderliche MHK von R. equi für dieses Antibiotikum ... 107
5.2.10 Konzentrationen von Rifampicin im Plasma, in der PELF und in den bronchoalveolären Zellen ... 109
5.3 Akzeptanz der verabreichten Arzneimittel ... 109
5.4 Nebenwirkungen von Clarithromycin und Rifampicin ... 109
5.5 Beeinträchtigung der Fohlen durch die bronchoalveoläre Lavage... 110
5.6 Schlussfolgerungen ... 110
6 Zusammenfassung ... 112
7 Summary... 114
8 Literaturverzeichnis ... 116
9 Anhang ... 142
Abbildungsverzeichnis ... 171
Tabellenverzeichnis ... 174
Danksagung ... 178
Verzeichnis der Abkürzungen
Abb. Abbildung
ABC ATP binding cassette (ATP-abhängiger Transporter)
ABCB1 P-gp
ABCC2 MRP2
AST Alanin-Aspartat-Transferase
ATP Adenosintriphosphat
AUC Area under the curve (Fläche unter der Konzentrations- Zeit-Kurve)
AP Alkalische Phosphatase
BAC bronchoalveoläre Zellen
BAL bronchoalveoläre Lavage
BALF bronchoalveoläre Spülflüssigkeit
BCRP breast cancer resistance protein
BP Blutprobe
bzw. Beziehungsweise
C Clarithromycin
°C Grad Celsius
CFTR cystic fibrosis transmembrane conductance regulator
cm Zentimeter
Cav durchschnittliche Konzentration (average)
Cmax maximale Konzentration
Cmin minimale Konzentration
Crea Creatinin
Ct Konzentration zum Zeitpunkt t
C12h Konzentration 12 Stunden nach der letzten Applikation von Clarithromycin
CT-Wert Cycle threshold – Wert
CYP Cytochrom – P – System
DNA Desoxyribonucleinsäure
∆∆CT-Wert delta delta Cycle threshold – Wert
EHV Equines Herpes Virus
G Giga
GGT Gamma-Glutamyl-Transferase
GI Gene of interest
GLDH Glutamatdehydrogenase
GLP Gute Laborpraxis
GZ Gigazelle
h Stunde
HKG Hauseigenes Kontrollgen
HPLC Hochleistungsflüssigkeitschromatografie
IE Internationale Einheiten
i.g. Intragastral
IS Interner Standard
i.v. Intravenös
K Kalibratoren
kg Kilogramm
L Liter
λz Steigung der Geraden
LC-MS/MS Flüssigkeitschromatografie mit doppelt nachge- schalteter Massenspektroskopie
LDH Laktatdehydrogenase
M. tuberculosis Mycobacterium tuberculosis
MDR multidrug resistance
mg Milligramm
ml Milliliter
mmol Millimol
µmol Micromol
MRP Multidrug resistance Protein
MS Massenspektroskopie
n Stichprobenumfang
ng Nanogramm
µg Microgramm
µl Microliter
MHK minimale Hemmstoffkonzentration
MHK90/MHK50 minimale Hemmstoffkonzentration 90%/50%, beschreibt die Konzentration bei der 90% bzw. 50% der Isolate im Wachstum gehemmt wurden
MHz Megaherz
mtRNA mitochondrale RNA
OATP organic anion transporting peptide
PBS Phosphat buffered saline
PCR Polymerase Chain Reaction
PELF Pulmonary epithelial lining fluid
p.o. per oral
P-gp P-Glykoprotein
PTF Peak trough fluctuation
PXR Pregnane-X-Rezeptor
QK Qualitätskontrolle
qRT-PCR Quantitative Realtime PCR
R Rifampicin
R2 Rangkorrelationskoeffizient
R. equi Rhodococcus equi
RNA Ribonucleinsäure
s. Siehe
S. Seite
sid semel in die (einmal täglich)
s. o. siehe oben
SLC Solute carrier family
Tab. Tabelle
t Zeitpunkt
t1/2 Halbwertszeit
tmax Zeit bis zum erreichen von Cmax
U Units
Urea Harnstoff
V/V Verdünnung
14-OH-Clarithromycin 14-Hydroxyclarithromycin
z. B. zum Beispiel
ZNS Zentrales Nervensystem
1 Einleitung
Clarithromycin, aus der Familie der Makrolidantibiotika, wird in der Humanmedizin zur Therapie von Infektionen der Atemwege eingesetzt. Im Jahr 2002 wurde es erstmals zur Therapie der Rhodococcus equi (R. equi) Pneumonie des Fohlens vorgeschlagen (JACKS et al., 2002).
Das Bakterium R. equi verursacht schwere, oft lebensbedrohliche, abszedierende Bronchopneumonien beim Fohlen im Alter von vier bis zwölf Lebenswochen. Für die Pferdeaufzucht spielt diese Erkrankung weltweit eine bedeutende Rolle, da in endemisch betroffenen Betrieben Erkrankungsraten von 40-80% und Todesraten von 5- 17% verursacht werden können. Weltweit gehen bis zu 5% aller Todesfälle bei Fohlen auf eine Erkrankung mit R. equi zurück.
Die Therapie der Rhodococcose dauert mindestens vier Wochen, ist damit lang und sehr kostenaufwendig, mit Nebenwirkungen verbunden und führt nicht in jedem Falle zur vollständigen Genesung des Patienten. Die Therapieerfolge und die Überlebenschancen sind größer und die Dauer der Behandlung dieser Fohlen ist umso kürzer, je früher die erkrankten Fohlen erkannt werden.
Neben der frühen Erkennung der erkrankten Fohlen reduziert eine Therapie mit adäquaten Antibiotika die Verluste an Fohlen durch die Rhodococcose.
Die Auswahl der Antibiotika, die zur Therapie einer Rhodococcose eingesetzt werden können, ist durch die Erregereigenschaften stark begrenzt. So sind in vitro gegen R.
equi wirksame Antiinfektiva in vivo häufig wirkungslos. Nur wenige Antibiotika gelangen in Makrophagen und in abszedierend eingeschmolzene Lungenbereiche und können dort ihre antimikrobielle Aktivität entfalten. Lediglich Makrolide und Rifampicin weisen eine hohe Lipophilie auf und erreichen deshalb eine wirksame intrazelluläre Konzentration. Deshalb wird als Mittel der Wahl zur Behandlung der Rhodococcose Rifampicin in Kombination mit einem Makrolidantibiotikum eingesetzt. Zu den bisher häufiger eingesetzten Makrolidantibiotika gehören nach Erythromycin, Azithromycin, Tulathromycin und weniger häufig Clarithromycin.
Um die Therapie der an R. equi-Pneumonie erkranken Fohlen zu optimieren bedarf es neuer Erkenntnisse über die Pharmakokinetik der eingesetzten Wirkstoffe, ihrem
Interaktionspotential und über die Grundlagen der Erregerbekämpfung in der Lunge beim Fohlen. Obgleich Clarithromycin beim Fohlen für diese Indikation eingesetzt wird, liegen bisher keine pharmakokinetischen Untersuchungen über Clarithromycin in Kombination mit Rifampicin beim Fohlen vor.
In der vorliegenden Studie sollen die Konzentrationen von Clarithromycin im Plasma, in der Pulmonary epithelial lining fluid (PELF) und in den Alveolarzellen von Fohlen bei paralleler Verabreichung von Rifampicin bestimmt werden. Die Ergebnisse sollen daraufhin mit den notwendigen MHK-Werten von R. equi gegenüber beider Antiinfektiva verglichen und bewertet werden.
2 Literaturübersicht
2.1 Grundlagen und Hintergründe zum Einsatz von Antibiotika zur Therapie der Rhodococcus equi Pneumonie beim Fohlen
Rhodococcus equi (R. equi) ist ein grampositives, pleomorphes, unbewegliches Bakterium mit einer Polysaccharidkapsel (WILSON, 1955; SMITH, 1966; WOOLCOCK und MUTIMER, 1978; SELBITZ, 2002) und wurde 1923 erstmals von MAGNUSSON auf Gestüten in Schweden als Corynebacterium equi beschrieben. Es ist dem Erreger der Tuberkulose des Menschen, Mycobacterium tuberculosis (M. tuberculosis), sehr ähnlich.
Beiden ist es möglich in Phagozyten zu überleben, sich in ihnen zu vermehren und dort zu persistieren (ELLENBERGER et al., 1984; PRESCOTT und SWEENEY, 1985;
HONDALUS und MOSSER, 1994). Durch diese Fähigkeit gelangt R. equi in therapeutisch schwer zugängliche Kompartimente und entzieht sich dadurch zu großen Teilen der Immunabwehr des Wirtes.
R. equi verursacht beim Fohlen im Alter von vier bis zwölf Wochen schwere und oft lebensbedrohliche, abszedierende Bronchopneumonien (MARTENS et al., 1982; ZINK et al., 1986; ELLENBERGER und GENETZKY, 1986; AINSWORTH, 1999, GIGUÈRE, 2000). Seltener treten extrapulmonale Erkrankungsbilder wie Enteritis, Polysynovitis, Osteomyelitis und Abszesse in allen Körperregionen auf (PRESCOTT und HOFFMANN, 1993; AINSWORTH, 1999). Das Krankheitsbild, welches als Rhodococcose bezeichnet wird, betrifft vor allem Fohlen bis zum siebten Lebensmonat, wobei es im Alter von vier bis zwölf Wochen vermehrt zum Auftreten von Todesfällen kommt (BEECH und SWEENEY, 1991). Adulte Pferde erkranken in der Regel nicht an R. equi, scheiden den Erreger aber aus (BARTON und HUGHES, 1984; CARMAN und HODGES, 1987). Die Symptome bei einer R. equi Pneumonie sind nicht pathognomonisch und können somit nicht von jenen Lungenerkrankungen unterschieden werden, die ihre Ursache in der Infektion mit anderen Erregern haben (LAVOIE et al. 1994; AINSWORTH, 1999).
Zur Behandlung der Rhodococcose steht die antimikrobielle Therapie im Vordergrund.
Für eine erfolgreiche Therapie muss neben einer frühen Diagnosestellung und einem in vivo wirksamem Antibiotikum gewährleistet sein, dass die Therapie über eine Zeit von
vier bis zwölf Wochen erfolgt (PRESCOTT und SWEENEY, 1985; HILLIDGE, 1987;
KNOTTENBELT, 1993; PILTZ, 2004). PRESCOTT und SWEENEY (1985) erklären die notwendige, lange Dauer der Therapie mit dem weit reichenden Ausmaß des Lungenschadens, der Größe der Abszesse und dem sich intrazellulär vermehrenden und persistierenden Erregers.
Aufgrund der Ähnlichkeit der Erregereigenschaften von M. tuberculosis und R. equi kann davon ausgegangen werden, dass auch die erfolgreiche Behandlung der R. equi Infektion beim Fohlen einen, der Tuberkulose des Menschen entsprechenden Verlauf nehmen wird. Beobachtungen zeigen, dass sich die klinischen Befunde bei einer R. equi Pneumonie bereits einige Tage nach Beginn der Behandlung verbessern, frühestens aber nach vier Wochen mit einer Besserung oder Normalisierung der Befunde in den bildgebenden Verfahren zu rechnen ist (HILLIDGE, 1987; KNOTTENBELT, 1993).
Ähnliches wurde bei Menschen mit Tuberkulose beschrieben. Bei der Infektion des Mensches mit M. tuberculosis kommt es zu Beginn der Therapie mit geeigneten Antibiotika ebenfalls zu einer schnellen aber unvollständigen Vernichtung der Keime.
Die Abtötung verbleibender Erreger erfolgt im Anschluss an diese erste Phase über einen deutlich längeren Zeitraum (DAVIES et al. 2006a/b). Grund für die zunächst schnelle Abtötung von M. tuberculosis ist die gute Erreichbarkeit der Erreger im extrazellulären Raum. Die zweite Phase der Bekämpfung ist allerdings durch Erreger geprägt, die sich in geschützten Räumen, wie zum Beispiel den Makrophagen befinden, und somit für Antibiotika nur schwer zugänglich sind (DAVIES et al., 2006a/b). Die Defizite im Abtöten intrazellulärer Keime gelten als die Ursache für die extrem lange, zum Teil über Monate andauernde Therapie, für Therapieversagen und für das Auftreten von Rezidiven (MITCHISON, 2006).
2.2 Therapie der Rhodococcus equi Pneumonie beim Fohlen
Zur Therapie der R. equi bedingten, abszedierenden Bronchopneumonie stehen beim Fohlen nur wenige Antibiotika zur Verfügung. Obwohl sich R. equi in vitro gegen viele Antibiotika sensibel oder intermediär sensibel zeigt (PRESCOTT, 1981; NORDMANN und RONCO, 1992), ist die Wirksamkeit der Wirkstoffe in vivo, aufgrund der Besonderheiten von R. equi, längst nicht für alle gegeben (SUAREZ-MIER et al., 2007).
Zum Beispiel verstarben trotz der Behandlung mit der Kombination aus Penicillin und Gentamicin alle 17 Fohlen mit R. equi Pneumonie, obwohl alle Isolate für Gentamicin empfindlich waren (SWEENEY et al. 1987). Als Mittel der Wahl für die Therapie der R.
equi Pneumonie beim Fohlen wird unter Berücksichtigung der unter 2.1 genannten Grundvoraussetzungen Rifampicin in Kombination mit einem Makrolidantibiotikum eingesetzt. Als Makrolid wurde seit 1980 zunächst Erythromycin eingesetzt. Dadurch konnte die Überlebensrate der erkrankten Fohlen von 20% auf fast 90% gesteigert werden (HILLIDGE, 1987; SWEENEY et al. 1987). Nachteile an der Behandlung mit Erythromycin sind jedoch neben einer hohen Nebenwirkungsrate beim Patienten und bei der Begleitstute die geringe und variable orale Bioverfügbarkeit beim Fohlen (LAKRITZ et al., 1999; STRATTON-PHELPS et al., 2000). Aufgrund dieser Tatsache muss Erythromycin viermal täglich verabreicht werden. Zu den Nebenwirkungen von Erythromycin zählen zum Beispiel oft tödlich verlaufende Colitiden bei den Mutterstuten der behandelten Fohlen (GUSTAFFSON et al., 1997; BÅVERUD et al., 1998) und Durchfälle, Hyperthermie und Atemnot bei den Fohlen (STRATTON-PHELPS et al., 2000). In den vergangenen Jahren wurde Erythromycin durch Azithromycin (JACKS, 2001), Clarithromycin (JACKS, 2002) und Tulathromycin (VENNER et al. 2007), drei Makrolide der neueren Generation, ersetzt. Auch diese Makrolid-Antibiotika werden in Kombination mit Rifampicin eingesetzt (GIGUÈRE et al. 2004). Vorteile dieser neuen Antibiotika sind beim Fohlen eine bessere Bioverfügbarkeit, eine verlängerte Halbwertszeit und ein höheres Verteilungsvolumen (LAKRITZ et al., 1999; JACKS et al., 2001; DAVIS et al., 2002; WOMBLE et al., 2006). Aufgrund dieser Vorteile sind geringere Dosierungen und längere Dosierungsintervalle möglich.
Für eine optimale Behandlung der R. equi Pneumonie gibt es aus Untersuchungsberichten zur Wahl der Antibiotika unterschiedliche Angaben. In einer retrospektiven Studie an 81 Fohlen mit R. equi Pneumonie konnte auf der Grundlage radiologischer Befunde gezeigt werden, dass die Gabe von Clarithromycin (10 mg/kg, q 24 h, 7,5 mg/kg, q 12 h) in Kombination mit Rifampicin (5 mg/kg , q 12 h; 10 mg/kg, q 12 h; 10 mg/kg, q 24 h) die Erfolgsrate im Vergleich zur Gabe von Rifampicin und Erythromycin (25 mg/kg alle 6 h, 25 mg/kg alle 8 h, 37,5 mg/kg, q 24h) beziehungsweise Azithromycin (10 mg/kg, q 24 h; 7,5 mg/kg, q 24 h) steigert. Die mit Clarithromycin behandelte Gruppe weist eine höhere Prozentzahl in der Verbesserung radiologischer
Befunde und eine insgesamt erfolgversprechendere Behandlungstendenz auf.
Insbesondere bei Fohlen mit schweren röntgenologischen Lungenveränderungen hat sich die Kombination Rifampicin mit Clarithromycin als Wirksamste gezeigt. Die Klinikaufenthaltsdauer war in den Gruppen, die mit Clarithromycin oder Erythromycin behandelt wurden, signifikant kürzer. Die Anzahl der Fiebertage war hingegen bei der mit Erythromycin behandelten Gruppe gegenüber den anderen signifikant erhöht (GIGUÈRE et al. 2004). In einer weiteren Studie wurde die pulmonale Disposition der drei Makrolidantibiotika beim Fohlen verglichen, indem die Konzentrationen von Erythromycin, Clarithromycin und Azithromycin (jeweils einmalig 10 mg/kg i.g.) in der Pulmonary epithelial lining fluid (PELF), in den Zellen der bronchoalveolären Lavage (BAC) und im Serum bestimmt wurden. Im Rahmen dieser Untersuchung konnten keine signifikanten Unterschiede in den Konzentrationen von Clarithromycin bzw. Azithromycin nachgewiesen werden. Ebenfalls konnte die Überlegenheit der Makrolide Clarithromycin und Azithromycin gegenüber Erythromycin bewiesen werden. So wurden für Azithromycin und Clarithromycin signifikant höhere Konzentrationen in den bronchoalveolären Zellen, gefolgt von den Konzentrationen in der PELF und wiederum geringeren Konzentrationen im Serum, erreicht (SUAREZ-MIER et al., 2007). Die Konzentrationen von Clarithromycin lagen in dieser Studie in der PELF nach 24 Stunden und in den bronchoalveolären Zellen nach 48 Stunden über der Minimalen Hemmstoffkonzentration (MHK) von R. equi für Clarithromycin (SUAREZ-MIER et al., 2007).
Eine ebenfalls wirksame Behandlung der an R. equi erkrankten Fohlen stellt die Kombination Rifampicin mit dem Makrolidantibiotikum Tulathromycin dar (HÖHENSTEIGER, 2005; VENNER et al., 2007; SCHOCK, 2008). Die alleinige Gabe von Tulathromycin ist der Therapie mit Azithromycin in Kombination mit Rifampicin bei einer Rhodococcose nicht unterlegen (VENNER et al., 2007).
AINSWORTH et al. veröffentlichte 1998 eine Studie an 115 Vollblut- und Trabrennpferden, die alle als Fohlen an einer R. equi Pneumonie erkrankten und mit Erythromycin und Rifampicin therapiert worden waren. Die Überlebensrate lag bei 72%.
54% dieser überlebenden Fohlen starteten mindestens einmal bei einem Rennen, in der Kontrollpopulation betrug der Anteil 65%. Wenn diese Pferde aber weiterhin an Rennen teilnahmen, unterschied sich ihre Leistung nicht mehr von der der Gesamtpopulation.
Bei der selteneren, von deutlichen Symptomen wie hohem Fieber, Dyspnoe und mukös bis purulentem Nasenausfluss begleiteten, oft innerhalb von 24 – 48 Stunden tödlich endenden akuten Form (ROONEY, 1966) der Rhodococcose ist die Prognose, auch bei angemessener Behandlung, als schlecht einzustufen (GIGUÈRE, 2001), so dass nach wie vor ein dringender Bedarf an der Optimierung bisheriger Therapien und bei der Entwicklung neuer Strategien gegeben ist. Zusätzlich besteht die Gefahr, dass der Erreger zunehmend Resistenzen gegen die bisher eingesetzten Antibiotika bildet.
Bereits 1994 (KENNEY et al.) und 1997 (TAKAI a/b) wurden in Einzelfällen Resistenzen von R. equi gegen in vivo wirksame Therapieprotokolle beschrieben. In einer weiteren Studie konnte über einen Zeitraum von zehn Jahren ein Anstieg der MHK von R. equi für Rifampicin und Erythromycin gezeigt werden. Es wurden von 1996 bis 2006 94 Isolate von an R. equi erkrankten Fohlen untersucht. Es konnte gezeigt werden, dass die MHK von R. equi für Rifampicin von 0,081 µg/ml (vor 2000) auf 0,187 µg/ml (2006) stetig angestiegen ist. Ähnliches haben die Autoren für die MHK Werte von Erythromycin beschrieben. Hier sehen sie Anstiege der MHK von R. equi von 0,258 µg/ml hin zu 0,538 µg/ml (BUCKLEY et al., 2007). Die Autoren BUCKLEY et al. (2007) weisen in Ihrer Arbeit auf die Gefahr einer stetig steigenden MHK von R. equi gegenüber den eingesetzten Antibiotika wie Rifampicin und Erythromycin hin und warnen vor einer zukünftigen Resitenzproblematik, die zwangsläufig mit einer weniger effektiven Behandlung der Rhodococcose verbunden ist. Auch in der Humanmedizin werden vermehrt Resistenzen gegen diese beiden genannten Antibiotika beschrieben (ASOH et al., 2003).
2.3 Pharmakokinetische Grundlagen zur Therapie der Rhodococcose
Die Pharmakokinetik eines Wirkstoffes beschreibt dessen Resorption, Verteilung, Metabolisierung und Elimination im Organismus. Während dieser Vorgänge verändern sich die Konzentrationen von Arzneimitteln in den verschiedenen Körperflüssigkeiten und Geweben. Die Resorption umfasst alle Prozesse, die zu einer Abnahme der Arzneimittelkonzentration am Ort der Applikation führen und das Erscheinen des Arzneistoffes im Blut. Mit der Blutzirkulation werden die Medikamente in die verschiedenen Körpergewebe verteilt. Der Wirkstoff kann dabei in Körperflüssigkeiten
gelöst oder in verschiedenen Geweben gebunden sein (DERENDORF et al., 2002). Als Körpergewebe wird der extravaskuläre Raum bezeichnet. Der Arzneistoff kann sich hier wiederum im extrazellulären Raum, wozu die PELF zu zählen ist, oder intrazellulär in den Gewebezellen, wozu die bronchoalveolären Zellen, Zellen der Bronchialschleimhaut und das alveoläre Epithel zu rechnen sind, wieder finden. In diesen benachbarten Mikrokompartimenten werden unterschiedliche Konzentrationen von eingesetzten Wirkstoffen erreicht. Als Ursache dafür werden verschiedene Aufnahmemechanismen in Zellen und verschiedene Überwindungsmöglichkeiten biologischer Barrieren (zum Beispiel in die PELF) angenommen. Auf welchem Weg Arzneimittel, insbesondere Antibiotika in diese besonderen Gewebe gelangen, ist noch unzureichend bekannt (KROEMER et al., 2008). Im Rahmen der Therapie der Rhodococcose werden an das Antibiotikum, aufgrund der genannten Erregereigenschaften besondere Anforderungen gestellt. Um intrazellulär liegende Keime abzutöten, müssen die Antiinfektiva in die entsprechenden Gewebe gelangen (DERENDORF et al., 2002) und dafür verschiedene Barrieren, wie zum Beispiel die Epithelzellen des Magen-Darm-Traktes, Endothelzellen der Blutgefäße, Zellen des Alveolarepithel oder die Membranen der bronchoalveolären Zellen in der PELF, überwinden. Darüber hinaus gehören zu den Zielkompartimenten das gesamte Lungenparenchym und hier insbesondere abszedierend eingeschmolzene Bereiche. An allen physiologischen Grenzflächen stehen prinzipiell die gleichen Resorptionsmechanismen zur Verfügung (DERENDORF et al., 2002). Die Aufnahme in die verschiedenen Gewebe hängt ebenso wie Resorption und Elimination von den physikochemischen Eigenschaften des Arzneimittels und den physiologischen Bedingungen des Organismus ab (DERENDORF et al., 2002). Zu diesen Eigenschaften gehören die Lipophilie, die Proteinbindung, das Molekulargewicht, die Serumproteinbindung des Wirkstoffes, die Affinität zu Membranproteinen und der pH- Wert beziehungsweise in welcher Ionisationsform der Wirkstoff vorliegt (BERGOGNE- BÉRÉZIN, 1981; PENNINGTON, 1981; HONEYBOURNE und BALDWIN, 1992). So werden zum Beispiel Antibiotika mit einem basischen Charakter im sauren Milieu protoniert, sie können dann als geladene Moleküle nicht mehr durch Zellwände diffundieren und reichern sich so in entsprechenden Geweben und Zellen an (KLEMPNER und STYRT, 1981; DONOWITZ, 1994). Die Eigenschaften des Arzneimittels bedingen den Prozess, über den der Stoff Barrieren überwindet. Zu den
Mechanismen zählen die passive Diffusion, bei der der Arzneistoff aufgrund eines Konzentrationsgefälles über die Membran gelangt und die Resorption durch Poren.
Arzneistoffe können außerdem mit Hilfe eines Trägermoleküls, ebenfalls entlang eines Konzentrationsgefälles, durch die Zellmembran geschleust werden. Dieser Vorgang wird als „erleichterte Diffusion“ bezeichnet und erfolgt vor allem bei hydrophilen Substanzen, die durch die Kopplung an so genannte „Carrier“ lipophile Eigenschaften erlangen (DERENDORF et al., 2002). Eine weitere Möglichkeit zur Überquerung von Membranen stellt der Ionenpaar-Transport dar, bei dem vor allem im Gastrointestinaltrakt Stoffe die in ionisierter Form vorliegen an Gegenionen gebunden werden, so dass sie elektrisch neutral sind und diffundieren können. Als weiterer Prozess wird die Pino- und Phagozytose beschrieben (DERENDORF et al., 2002). Einen weiteren großen Bereich stellt der aktive Transport von Arzneistoffen mithilfe von Transporterproteinen dar. Als aktiv werden Prozesse bezeichnet für die Energie in Form von Adenosintriphosphat (ATP) aufgebracht werden muss (DERENDORF et al.,2002). Membrantransporter sind wichtige Proteine zur Regulation des zellulären Nährstoff- und Flüssigkeitshaushaltes.
Eine Vielzahl dieser Membrantransporter spielt auch für den Transport von Xenobiotika und Arzneimitteln eine Rolle. Sie können den Transport über physiologische Barrieren erleichtern oder verhindern. Diese Transporterproteine haben in der Regel verschiedene physiologische Funktionen im Rahmen des Transportes endogener Substanzen wie Zucker, Lipide, Aminosäuren, Gallensäuren, Steroide und Hormone. Für Organe wie Leber, Niere, Darm oder das zentrale Nervensystem sind die Proteine, die am Transport von Arzneimitteln beteiligt sind beim Menschen gut untersucht.
Transporterproteine beeinflussen die Resorption, Verteilung und Exkretion zahlreicher Arzneistoffe. Sie gehören zur Superfamilie der ABC- (ATP-binding cassette) oder SLC (Solute carrier family)-Transporter. ABC-Transporter stellen eine Familie von transmembranären Proteinen dar, die eine Vielzahl von Substraten energieabhängig über biologische Membranen transportieren können (LANGMANN et al., 2003;
NISHIMURA und NAITO, 2005). Diese agieren als Efflux-Transporter und sind somit in der Lage, Substanzen auch gegen einen Konzentrationsgradienten aus dem intrazellulären in den extrazellulären Raum zu pumpen. Viele der Transporter aus der Superfamilie der ABC-Transporter zählen zu den so genannten Multi-drug-resistance Proteinen. Dieser Name rührt daher, dass bei Überexpression dieser Proteine, wie es
zum Beispiel in Tumoren vorkommt, die therapeutischen intrazellulären Wirkstoffspiegel von eingesetzten Arzneimitteln nicht mehr erreicht werden (VAN DER DEEN et al., 2005).
Eine weitere Grundvoraussetzung für eine erfolgreiche Therapie mit Antiinfektiva ist neben dem Erreichen der MHK, die erhaltene intrazelluläre, antimikrobielle Aktivität.
Verkäsende und große Abszesse müssen von dem Antibiotikum durchdrungen und sterilisiert werden können (ZERTUCHE und HILLIDGE, 1987; VAN DEN BROEK, 1989).
2.4 Pharmakodynamik und Pharmakokinetik von Rifampicin beim Fohlen 2.4.1 Allgemeines zu Rifampicin
Rifampicin, aus der Gruppe der Ansamycinantibiotika, wurde erstmals 1969 in British Columbia zur Therapie einzelner Tuberkulosefälle beim Menschen eingesetzt (SCHONELL et al., 1972). Es ist für die Tuberkulosetherapie in Kombination mit Isoniazid, Ethambutol und Pyrazinamid das Mittel der Wahl (BARONTI und LUKINOVICH, 1968; FARR und MANDELL, 1982; MUTSCHLER et al. 2001;
AKTORIES et al., 2005). In der Veterinärmedizin wird Rifampicin zur Behandlung von therapieresistenten Staphylococceninfektionen und bei der R. equi Pneumonie des Fohlens eingesetzt (LÖSCHER et al., 2006). In Kombination mit einem Makrolidantibiotikum gilt es auch bei der Rhodococcose des Fohlens als Mittel der Wahl.
2.4.2 Wirkmechanismus und Wirkspektrum von Rifampicin
Auf proliferierende Keime wirkt Rifampicin bakterizid. Durch die Hemmung der DNA- abhängigen RNA-Polymerase in den Mitochondrien der Bakterien wird die Bildung von mitochondrialer RNA (mtRNA) und damit einhergehend die Proteinsynthese gestoppt (MANDELL, 1983). Die Proliferation des Bakteriums wird dadurch verhindert. In therapeutischen Dosierungen wird die mtRNA Synthese in den Zellen der Säugetiere nicht beeinflusst (FARR und MANDELL, 1982).
Das Wirkspektrum umfasst vor allem grampositive Keime wie zum Beispiel Staphylococcus aureus, einige gramnegative Keime und M. tuberculosis (FURESZ, 1970; FARR und MANDELL, 1982; WILSON et al., 1988). Gramnegative
Enterobacteriaceae sind gegenüber Rifampicin resistent (WILSON et al., 1988).
Rifampicin zeigt sich gegenüber R. equi 90 mal potenter als Penicillin und fünfmal potenter als Gentamicin (ZERTUCHE und HILLIDGE, 1987).
2.4.3 Pharmakodynamik und Pharmakokinetik von Rifampicin
Rifampicin wird nach oraler Gabe bei Kälbern, Hunden, Pferden und Menschen schnell resorbiert (SWEENEY et al., 1988; FRANK, 1990), dennoch ist die Bioverfügbarkeit von Rifampicin bei Pferden und Schafen nicht besonders hoch. Die orale Bioverfügbarkeit beträgt beim erwachsenen Pferd nach der einmaligen Gabe von 10 mg/kg p.o. 48,8%
(KOHN et al., 1993). Wird Rifampicin über das Futter verabreicht beträgt die Bioverfügbarkeit nur 39,5% (BURROWS et al., 1985). Nach einer intramuskulären Applikation erreicht die Bioverfügbarkeit 59,8 ± 3,2% (BURROWS et al., 1985). Bei erwachsenen Schafen, die mit 10 mg/kg Rifampicin gedrencht wurden beträgt die Bioverfügbarkeit 36,6 ± 3,2% (SWEENEY et al, 1988). Möglicherweise verursacht die längere Passage durch den Pansen beim adulten Schaf die geringere Bioverfügbarkeit von Rifampicin (FRANK, 1990). Rifampicin weist einen stark lipophilen Charakter auf und wird in viele Gewebe verteilt (FRANK, 1990; KOHN et al., 1993). Es konnte bei verschiedenen Tierarten in allen Körpergeweben einschließlich Milch (Schafe), Knochen (Ratten), Cerebrospinalflüssigkeit (Kaninchen), Exsudaten und Aszitesflüssigkeit in antimikrobiellen Konzentrationen nachgewiesen werden (ZIV et al., 1974; CHAN, 1986;
FRANK, 1990; O`REILLY et al., 1992). Rifampicin kann Membranen von Phagozyten passieren und intrazellulär gelegene Bakterien abtöten (WILSON et al., 1988; KOHN et al., 1993). Für das Pferd werden verschiedene Verteilungsvolumina von Rifampicin angegeben: 0,93 ± 0,29 L/kg (WILSON et al., 1988), 0,63 ± 0,06 L/kg (BURROWS et al., 1985) und im Steady State 0,76 L/kg (KOHN et al., 1993). Die Proteinbindung von Rifampicin ist beim Pferd hoch und beträgt 78% bei Serumkonzentrationen von 2 – 20 µg/ml (KOHN et al., 1993). Beim Schaf ist sie mit 84% ebenfalls hoch (ZIV et al., 1974).
Beim Menschen wird Rifampicin vor allem durch Desacetylierung in der Leber metabolisiert (MUTSCHLER et al., 2001), dabei entsteht das ebenfalls gegen Mycobakterien wirksame 25-Desacetylrifampicin. Die Ausscheidung von Rifampicin erfolgt über die Galle und mit dem Urin. Rifampicin unterliegt nach der Ausscheidung
über die Galle dem enterohepatischen Kreislauf (MUTSCHLER et al., 2001). Die Biotransformation und Elimination von Rifampicin ist beim Tier nur wenig untersucht. Die Induktion von Leberenzymen durch Rifampicin gibt Hinweise auf seinen eigenen Abbau.
Der Hauptmetabolit, das Desacetylrifampicin wurde jedoch nicht regelmäßig nachgewiesen (ADACHI et al., 1985; BURROWS et al., 1992). Beim Pferd wurde Desacetylrifampicin nach der einmaligen Gabe von 10 mg/kg i.v. oder nach der siebenmaligen Gabe von 10 mg/kg p.o. alle 12 Stunden im Serum nicht nachgewiesen, im Urin hingegen schon. Hier lagen die Konzentrationen aber unter denen des Rifampicins (KOHN et al., 1993). Es wurden allerdings insgesamt nur 6,8% der Gesamtdosis als Rifampicin oder des Metaboliten im Urin nachgewiesen. Rifampicin ist dazu in der Lage, die Aktivität von Leberenzymen zu steigern und somit seinen eigenen Abbau zu fördern (ADACHI et al., 1985, BURROWS et al., 1992). Diese Induktion von Leberenzymen durch die Gabe von Rifampicin konnte bei verschiedenen Tierarten einschließlich Pferden, Hunden, Schweinen und Kaninchen nachgewiesen werden (WHITEHOUSE et al., 1985; BURROWS et al., 1992; KALTENBACH et al., 1996).
Normalerweise wird beim Pferd bei einer Therapiedauer von weniger als fünf Tagen keine gesteigerte Aktivität der Leberenzyme beobachtet, allerdings gibt es einen Anstieg der Enzymaktivität nach mehr als zwei Wochen nach Beendigung der Behandlung (BURROWS et al., 1992). Die Eliminationshalbwertszeit für Rifampicin beträgt beim Fohlen im Alter von einer Woche nach der einmaligen oralen Gabe von 10 mg/kg 25,4 ± 1,2 Stunden, im Alter von 10 Wochen bei gleicher Dosierung 7,9 ± 1,5 Stunden (BURROWS et al., 1992). In einer weiteren Studie wird für das Fohlen im Alter von sechs bis acht Wochen eine Halbwertszeit für Rifampicin, nach der einmaligen Gabe von 10 mg/kg, von 17,5 Stunden angegeben bei einer konstanten Eliminationsrate von 0,04 µg/Stunde (CASTRO et al., 1986). Bei adulten Pferden beträgt die Eliminationshalbwertszeit nach der einmaligen oralen Gabe von 10 mg/kg 13,3 Stunden und nach der oralen Verabreichung von sieben Dosen im Abstand von zwölf Stunden 7,99 Stunden (KOHN et al., 1993). Im Vergleich dazu beträgt die Halbwertszeit beim Hund nach einmaliger oraler Applikation von 10 mg/kg acht Stunden (FRANK, 1990;
FINEL et al., 1971). Nach der intravenösen Gabe von Rifampicin (10 mg/kg) beträgt die Halbwertszeit beim Pferd 8,1 Stunden (KOHN et al., 1993), 7,3 Stunden (WILSON et al.1988) beziehungsweise sechs Stunden (BURROWS et al., 1985). Die
Halbwertszeiten nach der intravenösen Applikation sind damit beim Pferd deutlich länger als die des Schafes (2,9 Stunden bzw. 4,56 Stunden (SWEENEY et al., 1988;
JERNIGAN et al., 1991). Nach der intramuskulären Applikation von 10 mg/kg beträgt die Halbwertszeit beim Pferd 7,3 Stunden (BURROWS et al., 1985). Die Verabreichung multipler Dosen an Pferde führt zu niedrigeren Serumkonzentrationen und zu einer erniedrigten Eliminationshalbwertszeit aufgrund der Autoinduktion von Leberenzymen und dem dadurch gesteigerten Abbau des Wirkstoffes (FRANK, 1990). Die maximalen Serumkonzentrationen werden beim Pferd nach intramuskulärer Injektion von 10 mg/kg nach 4,2 ± 0,2 Stunden erreicht und betragen 4 ± 0,3 µg/ml (BURROWS et al., 1985).
Beim Fohlen im Alter von sechs bis acht Wochen werden nach einmaliger oraler Gabe (10 mg/kg) nach 4 Stunden Konzentrationen von 6,7 µg/ml erreicht, die innerhalb von 24 Stunden langsam auf Werte von 2,7 µg/kg sinken (CASTRO et al., 1986). Bei Fohlen, die im Alter von vier bis zwölf Wochen wöchentlich mit 10 mg/kg Rifampicin behandelt wurden, konnte gezeigt werden, dass die Maximalkonzentrationen im Serum mit zunehmendem Alter sinken (BURROWS et al., 1992). Der Effekt des Alters steht in Bezug zu einer gesteigerten Absorption oder einer gesenkten Elimination des Arzneimittels beim jüngeren Fohlen. Die Dosierungen für junge Fohlen sollten jedoch nicht herabgesetzt werden, da sie über eine lange Zeit therapiert werden und die Dosierungen angeglichen werden müssten. Außerdem ist die Konkurrenz mit anderen Medikamenten zu bedenken (BURROWS et al., 1992). Für das adulte Pferd werden von verschiedenen Autoren und abhängig von der Applikationsart sowie der Dosierung, unterschiedliche Konzentrationen von Rifampicin im Serum beschrieben. Nach einer Gabe von Rifampicin in der Dosis von 10 mg/kg p.o. werden nach drei Stunden maximale Konzentrationen von 3,9 µg/ml (KOHN et al., 1993) beziehungsweise 4,5 ± 1,1 µg/ml nach 1,6 ± 0,5 Stunden erreicht (BURROWS et al., 1992). Wird das Rifampicin (10 mg/kg) gemeinsam mit Futter an die Pferde verabreicht, erreichen die Konzentrationen nach 3,5 ± 1,7 Stunden maximale Serumkonzentrationen von 3,3 ± 2,9 µg/ml. Diese Konzentrationen fallen nach zwölf Stunden auf 2 µg/ml ab (BURROWS et al., 1985, 1992). Bei einer Dosierung von 25 mg/kg werden nach 3,5 Stunden Konzentrationen von 9,8 ± 1,9 µg/ml erreicht (BURROWS et al., 1985). Die höchsten Serumkonzentrationen werden nach der intragastralen Gabe von 20 mg/kg beschrieben, hier werden bereits nach 2,5 Stunden 13,3 ± 2,7µg/ml gemessen (WILSON et al., 1988).
Im Vergleich zum Pferd werden bei Hunden nach der oralen Gabe von 10 mg/kg Rifampicin nach zwei bis vier Stunden maximale Serumkonzentrationen von 40 µg/ml gemessen und sind somit wesentlich höher (FINEL et al., 1971; FRANK, 1990). Bei Kälbern im Alter von zwei bis drei Wochen liegen die Serumkonzentrationen bei 11,7 bis 24,6 µg/ml nach vier bis acht Sunden nach der oralen Applikation von 10 mg/kg (SWEENEY et al., 1988).
BURROWS et al. (1985) empfehlen eine Dosierung von 10 mg/kg p.o., um beim Pferd ausreichend hohe Konzentrationen für sensitive, grampositive Bakterien mit einer MHK von weniger als 1 µg/ml zu erreichen. Für Bakterien mit einer MHK von über 1 µg/ml und hierbei vor allem von gramnegativen Bakterien sind die Dosierungen von 10 mg/kg p.o.
zu erhöhen oder es ist eine andere Applikationsform zu wählen.
2.4.4 Nebenwirkungen von Rifampicin beim Fohlen und beim adulten Pferd
In einer täglichen Dosierung von 5 bis 10 mg/kg p.o. wird Rifampicin zur Anwendung beim Fohlen als sicheres Arzneimittel eingestuft (BURROWS et al., 1992). Auch in anderen Studien wird nur von geringen Nebenwirkungen berichtet. In einer initialen Dosierung von zweimal täglich 7,5 mg/kg p.o., die anschließend auf 5 mg/kg p.o.
reduziert wird, über eine Gesamtdauer von neun Wochen konnten für Rifampicin beim Fohlen keine Nebenwirkungen festgestellt werden (ZERTUCHE und HILLIDGE, 1987).
Beim Fohlen tritt in der ersten Woche der Behandlung mit Rifampicin in einer Dosierung von 10 mg/kg oft ein milder, selbstlimitierender Durchfall auf (HILLIDGE, 1987). Beim Fohlen ist, wie beim Menschen, eine Rotfärbung des Urins beschrieben worden (GIGUÈRE und PRESCOTT, 1997; KERTH, 2005; HÖHENSTEIGER, 2005). Beim adulten Pferd wurden nach der Verabreichung von 10 mg/kg i.v allergische Reaktionen (BURROWS et al., 1992), kurzfristige, generalisierte zentralnervöse Depressionen, geminderter Appetit (BURROWS et al., 1985), Unruhe, milde bis moderate Schweißbildung und Schwäche (BURROWS et al., 1992) beschrieben. Die Nebenwirkungen nach der intravenösen Applikation sind nicht zwangsläufig dem Rifampicin zuzuordnen, da es zusammen mit Dimethylsulfoxid appliziert wurde. Nach der intramuskulären Applikation zeigten zwei von vier Pferden eine Schwellung an der Injektionsstelle und drei Stunden nach der Applikation trat leichtes Schwitzen ein. Nach
der oralen Applikation zeigten die adulten Pferde keinerlei Nebenwirkungen (BURROWS et al., 1985, 1992).
2.4.5 In vitro minimale Hemmstoffkonzentrationswerte von R. equi für Rifampicin Die MHK von R. equi liegt für MHK90 bei 0,05 µg/ml (PRESCOTT und SWEENEY, 1985;
JACKS et al., 2003). Die MHK90 beschreibt die Konzentration bei der 90% der Isolate im Wachstum gehemmt werden. Andere Autoren beschreiben MHK-Werte für die MHK50
von 0,03 – 0,06 µg/ml (PRESCOTT und NICHOLSON, 1984; NORDMANN und RONCO, 1992). BUCKLEY et al. beschreiben 2007 einen Anstieg der MHK für R. equi von 0,081 µg/ml vor dem Jahr 2000 auf 0,187 µg/ml im Jahr 2006 (94 Isolate von R.
equi).
2.4.6 Resistenzen von R. equi gegenüber Rifampicin beim Fohlen
Für Rifampicin wird eine schnelle Resistenzentwicklung beschrieben. Resistenzen entstehen vor allem wenn Rifampicin als Monotherapie über einen längeren Zeitraum angewendet wird. Aus diesem Grunde wird es meist in Kombination mit anderen Antibiotika verabreicht (THORNSBERRY et al., 1983; FRANK, 1990; O`REILLY et al., 1992). In einer Untersuchung an Isolaten von 99 R. equi infizierten Fohlen, die über vier Wochen mit Rifampicin behandelt wurden, konnte gezeigt werden, dass am Ende der Studie 90% der Isolate Resistenzen gegen Rifampicin aufwiesen (TAKAI et al.,1997).
Grund hierfür ist die hohe Mutationsrate von R. equi bei einer solchen Monotherapie.
Rifampicin sollte deshalb, wie auch in der Tuberkulosetherapie beim Menschen, immer in Kombination mit einem weiteren Antibiotikum angewendet werden (BARONTI und LUKINOVICH, 1968; FARR und MANDELL, 1982; NORDMANN und RONCO, 1992).
1994 wurde der Fall eines an Rhodococcen erkrankten Fohlens beschrieben, das mit Rifampicin und Erythromycin behandelt wurde. Zu Beginn der Therapie und sieben Wochen nach Therapiebeginn wurde R. equi aus dem Tracheobronchialsekret isoliert.
Die Probe nach sieben Wochen wurde entnommen, weil das Fohlen mit Dyspnoe und gestörtem Allgemeinbefinden, sowie schlechteren radiologischen Lungenbefunden auffiel. Zum Zeitpunkt des Therapiebeginns zeigte sich das Isolat gegenüber beiden
Antibiotika sensibel. Das Isolat nach sieben Wochen wies eine moderate Sensibilität gegenüber Erythromycin auf und zeigte sich gegenüber Rifampicin resistent (KENNEY et al., 1994). Im Rahmen ihrer Studie an 94 R. equi Isolaten konnten BUCKLEY et al., 2007 ebenfalls eine zunehmende Resistenz von R. equi gegenüber Rifampicin darlegen (siehe 2.2).
2.5 Pharmakodynamik und Pharmakokinetik von Clarithromycin beim Fohlen 2.5.1 Allgemeines zu Clarithromycin
Clarithromycin stellt eine sinnvolle Alternative zu anderen Makroliden in der Behandlung der Rhodococcose des Fohlens dar und sein Einsatz wurde 2002 erstmals beschrieben (JACKS et al., 2002). Es gehört zur Gruppe der Makrolid-Antibiotika und findet seinen Einsatz bisher hauptsächlich in der Humanmedizin (FREY und LÖSCHER, 2002;
JACKS et al., 2002). Clarithromycin wird halbsynthetisch aus Erythromycin hergestellt und wird auch als 6-O-Methylerythromycin bezeichnet (PERITI et al., 1993). Zur Behandlung der abszedierenden Bronchopneumonie beim Fohlen weist Clarithromycin im Vergleich zu anderen eingesetzten Makrolid-Antibiotika verschiedene Vorteile auf (siehe 2.2). Nachteilig ist allerdings der sehr hohe Preis (CHARLES und SEGRETI, 1997; FREY und LÖSCHER, 2002).
2.5.2 Wirkmechanismus von Clarithromycin
In den meisten Fällen wirken Makrolide bakteriostatisch (BURROWS, 1980). In hohen Konzentrationen sind sie bakterizid (NEU, 1991; PRESCOTT und BAGGOT, 1993). Die optimale Wirksamkeit liegt bei einem pH-Wert von acht vor, bei einem pH-Wert unter sechs findet eine signifikante Reduktion der Wirksamkeit statt (BURROWS, 1980).
Makrolide gelangen über Diffusion, möglicherweise auch mit Hilfe von Transporterproteinen oder über Pinozytose in phagozytierende Zellen. Nach ihrer Aufnahme gelangen Makrolide aufgrund ihres basischen Charakters in die Lysosomen und kommen nach der Fusion von Phagosom und Lysosom zum Phagolysosom mit dem Bakterium in Kontakt. Der Angriffspunkt an der Bakterienzelle ist die 50s Untereinheit des bakteriellen Ribosoms, an der Makrolide durch kovalente Bindung an
das Peptidyltransferasezentrum, die bakterielle Proteinsynthese effektiv, aber reversibel hemmen (VANNUFFEL und COCITO, 1996). Makrolide verhindern auf diese Art die Verlängerung der bakteriellen Proteinkette und stören die Translokation der Peptidyl- RNA von der Akzeptor- zur Donorstelle.
Das Wirkspektrum von Clarithromycin umfasst wie das von Erythromycin die meisten grampositiven aeroben Bakterien. Darüber hinaus ist Clarithromycin gegen einige gramnegative Bakterien aktiver als Erythromycin (ALVAREZ-ELCORO und ENZLER, 1999). Zusätzlich wird eine gesteigerte Wirksamkeit gegen grampositive Coccen beschrieben (CHARLES und SEGRETI, 1997).
2.5.3 Pharmakodynamik und Pharmakokinetik von Makroliden, insbesondere von Clarithromycin
Makrolide werden beim Menschen nach der oralen Aufnahme im Darm absorbiert und gelangen über die Vena portae zur Leber. Ein kleiner Teil des Medikamentes wird dort inaktiviert, der größere Teil über die Galle in den Darm entlassen. Das auf diesem Wege in den Darm zurückgelangte Antibiotikum unterliegt dem enterohepatischen Kreislauf (WILLIAMS und SEFTON, 1993). Makrolide werden in der Leber hydrolytisch oder enzymatisch in aktive Formen umgewandelt und erhalten ihren basischen Charakter.
Durch diesen Charakter werden sie in sauren, intrazellulären Kompartimenten wie Lysosomen und Phagosomen ionisiert und in Geweben und Zellen angereichert. In bestimmten Geweben wie Lunge, Leber und Euter erreichen sie Konzentrationen, die die Serumkonzentration um das Drei- bis Zehnfache übersteigen (WILLIAMS und SEFTON, 1993; FREY und LÖSCHER, 2002). Nur ein kleiner Anteil des verabreichten Medikaments, der nicht in den verschiedenen Organen angereichert wird, ist im Serum nachweisbar (WILLIAMS und SEFTON, 1993). Die hohen Konzentrationen von Makroliden in der PELF spielen eine Schlüsselrolle in der Therapie von Atemwegserkrankungen bei Mensch und Tier. Die Ausscheidung der Makrolide erfolgt beim Menschen über die Galle (WILLIAMS und SEFTON, 1993), ein weiterer Anteil wird in aktiver Form über die Niere ausgeschieden (BURROWS, 1980).
2.5.4 Pharmakodynamik und Pharmakokinetik von Clarithromycin beim Fohlen Einige Berichte über pharmakodynamische und pharmakokinetische Daten von Clarithromycin beim Fohlen liegen bereits vor. An gesunden Fohlen wurde einmalig 10 mg/kg Clarithromycin intragastral (i.g.) verabreicht und im Anschluss daran die Konzentrationen von Clarithromycin mit Hilfe eines Agargeldiffusionstestes im Serum bestimmt (JACKS et al., 2002). Dabei wurden nach 1,5 Stunden maximale Serumkonzentrationen von 0,92 ± 0,17 µg/ml erreicht. Innerhalb von 24 Stunden sank diese Konzentration auf 0,03 µg/ml ab. Nach dieser einmaligen, peroralen Verabreichung von 10 mg/kg Clarithromycin lagen die Konzentrationen im Serum über einen Zeitraum von zwölf Stunden über dem MHK90-Wert von 0,12 µg/ml für R. equi. Die Halbwertszeit für Clarithromycin beträgt nach der oralen Verabreichung von 10 mg/kg 4,8 Stunden (JACKS et al., 2002). Basierend auf diesen Erkenntnissen wurde zur Anwendung von Clarithromycin am Fohlen eine Dosierung von 7,5 mg/kg alle zwölf Stunden abgeleitet (JACKS et al., 2002). Aufgrund der Ergebnisse einer retrospektiven Studie 2004 wurde von den Autoren lediglich davon ausgegangen, dass Clarithromycin beim Fohlen, analog zum Menschen, hohe Konzentrationen in der PELF und den Alveolarmakrophagen erreicht (GIGUÈRE et al., 2004). Erst 2006 wurden bei gesunden Fohlen die Konzentrationen von Clarithromycin in der PELF und in den BAL-Zellen bestimmt (WOMBLE et al., 2006). In dieser Arbeit wurde die Pharmakokinetik und die Konzentration von Clarithromycin nach der einmaligen intravenösen, bzw. intragastralen Gabe von 7,5 mg/kg Clarithromycin im Serum bestimmt. Außerdem wurde die Konzentration von Clarithromycin nach der sechsten intragastralen Applikation von 7,5 mg/kg zu den Zeitpunkten 0, nach 24, 36, 48, 60 und 72 Stunden in Serum, Synovia, Bauchhöhlenflüssigkeit, Cerebrospinalflüssigkeit, Urin, PELF und in den bronchoalveolären Zellen bestimmt. Zusätzlich erfolgten vor jeder intragastralen Applikation, sowie zu den Applikationszeitpunkten zwei, vier und sechs erneute Blutentnahmen. Die bronchoalveoläre Lavage und alle weiteren Probenentnahmen fanden zwei und zwölf Stunden nach der letzten (sechsten) intragastralen Applikation statt. Die Bestimmung der Konzentrationen erfolgte mittels Agargeldiffusionstest, im Serum zusätzlich mit der Hochleistungsflüssigkeitschromatographie (HPLC). Die pharmakokinetischen Daten sind den Tabellen 17 und 18 im Anhang zu entnehmen.
Mit der HPLC wurden im Serum ähnliche Konzentrationen nachgewiesen wie mit dem Agargeldiffusionstest (WOMBLE et al., 2006). Zwischen der Elimination nach der intravenösen und der oralen Applikation von Clarithromycin in einer Dosierung von 7,5 mg/kg konnten keine signifikanten Unterschiede festgestellt werden. Nach der sechsten intragastralen Applikation von 7,5 mg/kg Clarithromycin wurden in Bauchhöhlenflüssigkeit, Cerebrospinalflüssigkeit und Synovia ähnliche oder geringere Konzentrationen als im Serum gemessen. Die Konzentrationen im Urin, in der PELF und in den bronchoalveolären Zellen lagen signifikant höher als die im Serum. Das beim Abbau von Clarithromycin entstehende 14-Hydroxyclarithromycin (14-OH- Clarithromycin) konnte beim Fohlen nachgewiesen werden (WOMBLE et al., 2006).
Dieser Metabolit entsteht in der Leber durch den Abbau mit dem Cytochrom P450 System (FERRERO et al., 1990). Die maximalen Konzentrationen für 14- Hydroxyclarithromycin im Serum wurden nach 1,7 Stunden erreicht (i.v. und i.g.). Beim Menschen werden maximale Serumkonzentrationen des 14-OH-Clarithromycin von 1,3 µg/ml hingegen erst nach drei Stunden gemessen (GAN et al., 1992). Der Nachweis des Metaboliten kann nur durch die HPLC erfolgen. Der Agargeldiffusionstest ist nicht in der Lage zwischen Clarithromycin und seinem Metaboliten zu differenzieren (WOMBLE et al., 2006).
Die orale Bioverfügbarkeit beträgt beim Fohlen 57% (WOMBLE et al., 2006) und entspricht somit in etwa jener des Menschen von 55% (CHU et al. 1992), ist aber niedriger als die für den Hund beschriebene Bioverfügbarkeit von 70 bis 75%
(VILMANYI et al., 1996). Die orale Bioverfügbarkeit von Clarithromycin beim Fohlen entspricht der von Azithromycin (38 bis 56%) und ist wesentlich höher als die von Erythromycin (14%) (LAKRITZ et al., 2000; JACKS et al., 2001; DAVIS et al., 2002).
Die Halbwertszeit ist beim Fohlen mit 5,4 Stunden länger als die beim Hund beschriebene von 3,9 Stunden (VILMANYI et al., 1996). Beim Menschen beträgt die Halbwertszeit für Clarithromycin drei bis fünf, für seinen Metaboliten vier bis neun Stunden. Im Vergleich zu den anderen, bei der R. equi Pneumonie eingesetzten Antibiotika ist die Halbwertszeit länger als die von Erythromycin (eine Stunde) und kürzer als die von Azithromycin (16 bis 20 Stunden) (PRESCOTT et al., 1983; LAKRITZ et al., 1999; LAKRITZ et al., 2000; JACKS et al., 2001; DAVIS et al., 2002). Die Halbwertszeit von Tulathromycin liegt nach single dose bei 105 ± 5 Stunden
(HÖHENSTEIGER, 2005; SCHOCK, 2008). Beim Fohlen wurden mit der einmaligen oralen Gabe von 7,5 mg/kg im Abstand von zwölf Stunden Wirkspiegel von Clarithromycin im Serum erreicht, die über der MHK90 für R. equi von 0,12 µg/ml lagen (JACKS et al., 2003 WOMBLE et al., 2006). Die Konzentrationen von Clarithromycin in der PELF und in den bronchoalveolären Zellen lagen in beträchtlichem Ausmaß über der MHK90 für R. equi und lagen höher als die gemessenen Konzentrationen von Clarithromycin im Serum (siehe Tabelle 18 im Anhang). Innerhalb von zwölf Stunden kam es zu einem starken Abfall der Konzentrationen von Clarithromycin in der PELF. Im Gegensatz dazu sinkt die Konzentrationen nach der Gabe von Azithromycin innerhalb von 48 Stunden nicht (JACKS et al., 2001).
2.5.5 Nebenwirkungen von Clarithromycin beim Fohlen
Clarithromycin ist beim Fohlen besser verträglich als Erythromycin (CHARLES und SEGRETI, 1997), es treten weniger gastrointestinale Nebenwirkungen auf. Bei der einmaligen oralen Gabe von 10 mg/kg traten keine Nebenwirkungen auf (JACKS et al., 2002). Bei der Gabe von 10 mg/kg Clarithromycin p.o., einmal täglich bzw. 7,5mg/kg Clarithromycin p.o. zweimal täglich in Kombination mit Rifampicin, über einen Zeitraum von mehreren Wochen, trat bei 28% der mit Clarithromycin behandelten Fohlen Durchfall auf (GIGUÈRE et al., 2004). Bei den Fohlen, die mit Azithromycin behandelt wurden zeigten nur 5% der Fohlen Durchfälle, während es in der Erythromycingruppe bei 17% der Fohlen zu dieser Erscheinung kam. Eines von sechs Fohlen begann fünf Minuten nach der intravenösen Applikation zu schwitzen (WOMBLE et al., 2006). Ein Fohlen fiel nach der dritten, eines nach der letzten oralen Applikation von Clarithromycin mit Durchfall auf, der innerhalb von 36 Stunden von alleine sistierte.
2.5.6 in vitro MHK-Werte von R. equi für Clarithromycin
Die Empfindlichkeit von R. equi für Azithromycin, Clarithromycin und 20 weitere Antibiotika wurde in vitro untersucht. Dabei wurden 64 R. equi Isolate auf ihre Empfindlichkeit getestet (JACKS et al., 2003). Die Isolate wurden aus dem Tracheobronchialsekret von erkrankten Fohlen gewonnen. In der Studie wurden MHK90-
Werte von 0,12 µg/ml Clarithromycin für R. equi festgestellt. Die MHK90 von Azithromycin mit 1 µg/ml lag höher als die von Erythromycin (unter 0,25 µg/ml) und Clarithromycin mit 0,12 µg/ml. Die MHK90 für Rifampicin wurde mit unter 0,5 µg/ml angegeben. In einer weiteren Untersuchung an 127 Isolaten konnte eine MHK90 für R.
equi von 0,06 µg/ml ermittelt werden (ROTHHAAR 2006).
Bisher sind keine Resistenzen von R. equi gegen Clarithromycin beschrieben worden.
2.6 Modell möglicher Transportmechanismen für Clarithromycin in die PELF und in die bronchoalveolären Zellen
Mit welchem Mechanismus Rifampicin und Clarithromycin in die PELF und in die BAL- Zellen gelangen, ist unbekannt. Das Überqueren der Barrieren der Lunge ist von vielen Faktoren abhängig (HONEYBOURNE und BALDWIN, 1992). Die zu überwindenden, für den Menschen beschriebenen Barrieren im Bereich der Bronchien bestehen aus dem Gefäßendothel, das nur wenige tight-junctions enthält und folglich relativ permeabel ist (BARZA und CUCHURAL, 1985) und aus den weniger permeablen Zellen der Bronchialschleimhaut. Im Bereich der Alveolen weist das Kapillarnetz eine sehr große Gesamtoberfläche auf. Somit steht der Passage der Antibiotika im Bereich der Alveolen und in den terminalen Bronchien eine große Fläche zur Verfügung, um in die PELF und aus dieser in die bronchoalveolären Zellen zu gelangen. Das Kapillarendothel ist in diesem Bereich ungefenstert (KAIBARA und KIKKAWA, 1971; WEIBEL und GIL, 1977) und stellt somit eine schwierigere Barriere für Antibiotika dar. Zusätzlich ist die Alveolarmembran aufgrund vieler tight-junctions relativ impermeabel (TAYLOR et al., 1965; WEIBEL und GIL, 1977; EFFROS et al., 1986, 1988). Makrolide, wie zum Beispiel Clarithromycin, gelangen vom Plasma über die PELF in die bronchoalveolären Zellen.
Dort reichern sie sich in Konzentrationen, die über den Plasmakonzentrationen liegen, an (CONTE et al., 1995; JACKS et al., 2001; WOMBLE et al., 2006). Beim Menschen bestehen genügend Beweise dafür, dass die intrapulmonale Verteilung von Arzneimitteln in das Gefäßendothel, das Bronchial- und Alveolarepithel und in die Alveolarmakrophagen von verschiedenen Transporterproteinen beeinflusst wird (VAN DER DEEN, 2005).
Die Akkumulation von Makroliden in der PELF und in den bronchoalveolären Zellen könnte von Aufnahme- (Uptaketransporter) und Effluxtransportern abhängig sein. Diese Transporter werden in der Lunge des Menschen und bei Mäusen in den Epithelien und an Makrophagen exprimiert. In vitro Untersuchungen zeigten, dass Makrolide von diesen Proteinen transportiert werden (SERAL et al., 2003a/b; SUGIE et al., 2004;
BOSNAR et al., 2005). Es gibt bisher allerdings keine Untersuchungen darüber, ob und in welchem Ausmaß diese Transporterproteine die Verteilung von Makroliden in vivo beeinflussen (KROEMER et al., 2008). An bronchoalveolären Zellen des Fohlens konnte die Expression der Transporterproteine P-Glykoprotein (P-gp) und multidrug resistance protein 2 (MRP 2) nachgewiesen werden (HÖHENSTEIGER, 2005). Das dabei eingesetzte Tulathromycin wies in den bronchoalveolären Zellen und in der PELF hohe Konzentrationen auf. Nach der zusätzlichen Gabe von Rifampicin sanken die Konzentrationen des Makrolides. Tulathromycin weist jedoch keine Affinität zu P-gp und MRP-2 auf. Aufgrund dieser Ergebnisse gehen die Autoren davon aus, dass die Konzentration von Tulathromycin in den bronchoalveolären Zellen von noch unbekannten Uptake Transportern abhängig ist, die wiederum durch die zusätzliche Gabe von Rifampicin gehemmt werden.
2.6.1 Beeinflussung der Expression und Wirkung von Transporterproteinen
Arzneimittel erreichen intrazelluläre Erreger wie R. equi oder M. tuberculosis in Makrophagen nur schwer. Die Gründe dafür sind bisher nur unzureichend erforscht.
Nach gegenwärtigem Kenntnisstand befinden sich auf den Membranen von Makrophagen Effluxtransporter (P-gp, MRP-1). Diese Auswärtspumpen sind dazu in der Lage, eine Vielzahl endogener Stoffe als auch Xenobiotika aus den Zellen zu entfernen oder ihr Eindringen in die Zelle zu verhindern. Sie stellen einen Teil der physiologischen Funktionsbarriere dar. Das MDR1 Gen (multi drug resistance) codiert für das P- Glykoprotein (P-gp; ABCB1), welches das bisher am besten untersuchte Transporterprotein ist. P-gp spielt eine wichtige Rolle bei der Abwehr der Zelle gegenüber der Umwelt. In den Zellen von exkretorisch aktiven Organen wie Leber, Darm oder Niere ist es in der Regel apikal lokalisiert und transportiert Stoffe aus dem Zellinneren nach Extrazellulär. Wechselwirkungen von Arzneimitteln mit dem
Transporterprotein P-gp können sich generell auf die Pharmakokinetik von Arzneistoffen im Organismus (SIEGMUND et al., 2003a/b) auswirken. So können zum Beispiel oral applizierte Arzneimittel bereits an den Enterozyten direkt nach deren Resorption wieder zurück in das Darmlumen transportiert werden. Bei Schlachtpferden wurde das Vorkommen von P-gp mittels PCR im Ileum nachgewiesen (NATALINI und LINARDI, 2005). Bei gesteigerter Aktivität von P-gp reichern sich Wirkstoffe, die mit diesem Transporter interagieren, im Inneren der Zelle weniger an (VAN DER DEEN et al., 2005). Eine bedeutende Rolle hat P-gp durch seine Beteiligung an Organschranken, wie der Blut-Hirn-Schranke oder der Plazentarschranke. Wird P-gp durch einen Gendefekt an den Endothelzellen dieser Schranken nicht exprimiert, können normalerweise gut verträgliche Wirkstoffe über diese Barrieren gelangen und tödliche oder teratogene Folgen haben (SCHINKEL et al., 1994; KIM et al., 1998; LANKAS et al., 1998; KWEI et al., 1999; SMIT et al., 1999).
In der Lunge des Menschen wird P-gp an Zilien tragenden Zellen und an Zellen bronchialer Drüsen gefunden (LECHAPT-ZALCMAN et al., 1997). In den Alveolarepithelzellen wurde P-gp bei Mensch und Ratte nur in Typ 1 Zellen an der luminalen Seite gefunden (siehe Abb. 1b) (CAMPBELL et al., 2003). Hingegen wurde dieses Transporterprotein in anderen Studien in den Pneumozyten gar nicht gefunden (CORDON-CARDO et al., 1990). Im Endothel der Lungenkapillaren konnte P-gp nicht regelmäßig nachgewiesen werden (CORDON-CARDO et al., 1990; VAN DER VALK et al., 1990 LECHAPT-ZALCMAN et al., 1997;). Auch zum Vorkommen von P-gp in Alveolarmakrophagen und Makrophagen des peripheren Blutes liegen uneinheitliche Ergebnisse vor (VAN DER VALK et al., 1990; PUDDU et al., 1999; SCHEFFER et al., 2002). Aufgrund der epithelialen Expression von P-gp in der Lunge wird angenommen, dass dieses Membranprotein eine Rolle im Transport von Arzneimitteln vom Interstitium zum Lumen spielt. Die genauere Funktion von P-gp in der Lunge ist allerdings bisher nicht definiert (VAN DER DEEN et al., 2005). Makrophagen von Mäusen exprimieren zum Beispiel P-gp und MRP-1, wodurch unter anderem die Akkumulation von Antibiotika der Makrolid- und Chinolongruppe im Inneren der Makrophagen erschwert wird (SERAL et al., 2003a; SERAL et al., 2003b; MICHOT et al., 2004, 2005). Auch Rifampicin und Ethambutol scheinen Substrate von P-gp zu sein. So erklärt sich die nur langsame Abtötung phagozytierter Tuberkuloseerreger (HARTKOORN et al., 2007). Ein weiteres,
