Aus der Klinik für Pferde
der Tierärztlichen Hochschule Hannover
Verlauf des Rhodococcus equi-Antikörpertiters beim Fohlen:
Vergleich von Fohlen mit und ohne
Anti-Rhodococcus equi-Hyperimmunserumgabe
INAUGURAL-DISSERTATION zur Erlangung des Grades eines
Doktor der Veterinärmedizin (Dr. med. vet.)
durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
Vorgelegt von Markus Paul
aus Iserlohn
Wissenschaftliche Betreuung: Prof. Dr. E. Klug
1. Gutachter: Prof. Dr. E. Klug
2. Gutachter: Prof. Dr. B. Grummer
Tag der mündlichen Prüfung: 23. Mai 2005
Inhaltsverzeichnis
Inhaltsverzeichnis
1. Einleitung ... 9
2. Literaturübersicht ... 11
2.1 Die Rhodococcus equi-Infektion ... 11
2.1.1 Der Erreger... 11
2.1.1.1 Morphologie... 11
2.1.1.2 Vorkommen und Lebensraum ... 12
2.1.1.3 Kulturelles Wachstum ... 13
2.1.2 Pathogenese ... 14
2.1.3 Klinische Symptome ... 15
2.1.4 Pathologie... 16
2.1.4.1 Makroskopische pathomorphologische Befunde ... 16
2.1.4.2 Histologische Befunde ... 18
2.1.5 Diagnostik... 18
2.1.5.1 Hämatologie ... 19
2.1.5.2 Mikrobiologie ... 19
2.1.5.3 ELISA ... 20
2.1.5.4 Polymerase chain reaction (PCR) ... 21
2.1.5.5 Bildgebende Verfahren ... 22
2.1.5.6 Früherkennung ... 22
2.1.6 Therapie ... 23
2.1.7 Prognose ... 24
2.1.8 Prophylaxe... 26
2.1.8.1 Immunisierung ... 26
2.1.8.2 Hyperimmunplasma... 27
2.2 Andere bakterielle Pneumonieerreger ... 29
2.3 Das Immunsystem des Fohlens im Zusammenhang mit der Rhodokokkose ... 30
2.3.1 Humorale Abwehr ... 30
2.3.2 Zelluläre Abwehr... 32
Inhaltsverzeichnis
3. Material und Methoden... 35
3.1 Probandengut ... 35
3.2 Haltung der Tiere ... 35
3.3 Geburtsüberwachung und Erstversorgung der Fohlen ... 36
3.4 Impfungen und Entwurmungen... 37
3.5 Bedingungen für die Aufnahme in die Studie... 37
3.6 Einteilung der Probanden in Gruppen... 37
3.7 Serumherstellung ... 38
3.8 Seruminfusion... 39
3.9 Klinische Untersuchung ... 41
3.10 Blutleukozytenmessung... 41
3.11 Ultraschalluntersuchung der Lunge ... 42
3.12 Serumproben... 42
3.13 Rhodococcus equi-ELISA... 43
3.13.1 Antigenpräparation ... 43
3.13.2 Beschichtung der Testplatten ... 45
3.13.3 Durchführung des ELISA ... 45
3.14 Statistik ... 46
4. Ergebnisse ... 49
4.1 Verlauf des Rhodococcus equi-Antikörpertiters bei den Fohlen der Infusionsgruppen (Gruppe A, B und C)... 50
4.1.1 Gruppe A ... 50
4.1.2 Gruppe B ... 53
4.1.3 Gruppe C ... 56
4.2 Verlauf des Rhodococcus equi-Antikörpertiters bei den Fohlen ohne Infusion (Kontrollgruppe)... 59
4.3 Unterschiede im Verlauf der Rhodococcus equi-Antikörper zwischen den Infusionsgruppen und der Kontrollgruppe vor und nach jeder Infusion, sowie in den ersten 17 Lebenswochen ... 62
4.3.1 Vor der ersten Infusion ... 62
4.3.2 Nach der ersten Infusion... 62
Inhaltsverzeichnis
4.3.3 Vor der zweiten Infusion ... 63
4.3.4 Nach der zweiten Infusion ... 63
4.3.5 Dritte Lebenswoche ... 64
4.3.6 Vierte Lebenswoche ... 64
4.3.7 Fünfte Lebenswoche ... 64
4.3.8 Sechste bis achte Lebenswoche ... 65
4.3.9 Neunte Lebenswoche ... 65
4.3.10 Zehnte Lebenswoche ... 66
4.3.11 Elfte Lebenswoche ... 67
4.3.12 12. bis 17. Lebenswoche ... 68
4.4 Zusammenhang zwischen der Höhe des Rhodococcus equi- Antikörpertiters und einer Rhodococcus equi-Pneumonie bei Fohlen mit und ohne Hyperimmunserumgabe ... 70
5. Diskussion ... 75
5.1 Eigene Untersuchungen ... 76
5.2 Ergebnisse... 79
5.2.1 Verlauf des Rhodococcus equi-Antikörpertiters bei den Fohlen der Infusionsgruppen (Gruppe A, B und C) und der Kontrollgruppe ... 79
5.2.2 Unterschiede in den Rhodococcus equi-Antikörperverläufen zwischen den Infusionsgruppen und der Kontrollgruppe vor und nach jeder Infusion, sowie in den ersten 17 Lebenswochen ... 84
5.2.3 Zusammenhang zwischen der Höhe des Rhodococcus equi-Antikörpertiters und einer Rhodococcus equi-Pneumonie bei Fohlen mit und ohne Hyperimmunserumgabe ... 88
5.3 Schlussfolgerung ... 91
6. Zusammenfassung ... 93
7. Summary ... 97
8. Literaturverzeichnis... 101
9. Anhang ... 123
9.1 Untersuchungsergebnisse ... 124
9.2 Tabellen der statistischen Auswertung ... 169
Inhaltsverzeichnis
9.3 Rezepte ... 170
9.3.1 Coatingpuffer ... 170
9.3.2 10fach Tris buffered saline ... 171
9.3.3 Waschpuffer (TBST) ... 171
9.4 Verzeichnis der Tabellen ... 172
9.5 Verzeichnis der Abbildungen ... 177
Verzeichnis der verwendeten Abkürzungen
< kleiner als
> größer als
% Prozent
°C Grad Celsius
A Abszesse
Abb. Abbildung
AGID assay Agar gel immunodiffusion assay BAL bronchoalveoläre Lavage
bzw. beziehungsweise
ca. circa
cm Zentimeter
EDTA Äthylendiamintetraessigsäure EHV equines Herpesvirus
ELISA Enzyme-linked immunosorbent assay
EU ELISA-Units
γ gamma
g Erdbeschleunigung (g = 9,81 m/s2)
G Gauge
g/l Gramm pro Liter
IFN-γ Interferon gamma
IgG Immunglobulin G
IgM Immunglobulin M
K Kalium
kg Kilogramm
KGW Körpergewicht
Lnn. Lymphonodi
µg Mikrogramm
mg/kg Milligramm pro Kilogramm
MHz Megahertz
min Minuten
ml Milliliter
NANAT Nalidixin-Acid-Novobiocin-Acid-Tellurit o.b.B. ohne besonderen Befund
OD optische Dichte
PCR Polymerase Chain Reaction
Pn Pneumonien
SHI Synergistic Hemolysis Inhibition StdAbw Standardabweichung
Tab. Tabelle
TBS Tracheobronchialsekret
u.a. unter anderem
US Ultraschalluntersuchung der Lunge USA United States of America
Vap virulenz-assoziertes Protein
WDT Wirtschaftsgenossenschaft deutscher Tierärzte
z.B. zum Beispiel
Einleitung
1. Einleitung
In der Fohlenaufzucht stehen neben Durchfall vor allem Lungenerkrankungen mit im Vordergrund. Der bedeutendste und häufigste Erreger schwerer Pneumonien beim Fohlen ist der Rhodococcus equi. Dieser intrazellulär in Makrophagen lebende Keim (MAGNUSSON, 1923), der weltweit verbreitet ist, ruft eine pyogranulomatöse Entzündung der Lunge hervor (MARTENS et al., 1991), die in vielen Fällen zum Tode führt.
Da die zeit- und kostenintensive Therapie im Spätstadium der Erkrankung häufig nicht erfolgreich ist und auch die Früherkennung nur unter zeit- und kostenintensiven Bedingungen gelingt (FALCON et al., 1985, GIGUÈRE et al., 2003, ALTHAUS, 2004), spielt im Rahmen der Rhodokokkose die Prophylaxe eine entscheidende Rolle. Hierbei scheinen allerdings Impfungen der Mutterstuten und/oder der Fohlen nicht von Erfolg geprägt zu sein (MADIGAN et al., 1991, MARTENS et al., 1991, BECÚ et al., 1997). Demgegenüber wird schon seit einigen Jahren, vor allem in den USA, ein Hyperimmunplasma zur Prophylaxe der Rhodococcus equi-Erkrankung bei Fohlen routinemäßig eingesetzt (MARTENS et al., 1989, MULLER und MADIGAN, 1992).
Über die immunologischen Zusammenhänge im Rahmen einer Rhodococcus equi- Infektion beim Fohlen ist wenig bekannt. So wird die schützende Wirkung des Plasmas wechselweise den Antikörpern (AK) oder anderen unspezifischen Faktoren wie Cytokinen, Komplement-Faktoren usw. zugerechnet (MARTENS et al., 1989).
Bisher veröffentlichte Studien weisen sowohl in Bezug auf den Verlauf von Rhodococcus equi-Antikörpern (MADIGAN et al., 1991, PRESCOTT et al., 1996, ANZAI et al., 1997) als auch auf den Beginn der endogenen AK-Produktion (HIETALA et al., 1985, PRESCOTT et al., 1997) widersprüchliche Ergebnisse auf.
Einleitung
10
Ziel der vorliegenden Untersuchung ist es, die Antikörperverläufe bei Fohlen mit und ohne Hyperimmunserumgabe über die ersten 17 Lebenswochen darzustellen und zu vergleichen. Weiterhin soll geprüft werden, ob ein möglicher Einfluss des AK-Titers auf die Rhodococcus equi-Pneumonie erkennbar ist. Zu diesem Zweck wird der von HIETALA et al. (1985) entwickelte und nach TRISKATIS (2004) modifizierte ELISA eingesetzt.
Literaturübersicht
2. Literaturübersicht
2.1 Die Rhodococcus equi-Infektion
2.1.1 Der Erreger
Die Rhodococcus equi-Infektion wird erstmalig 1922 bei SCHMIEDHOFFER erwähnt, der die Erkrankung jedoch noch einem „Fohlenstreptokokkus“ zuschreibt.
Erst ein Jahr später erkennt MAGNUSSON in Schweden den Zusammenhang zwischen der Erkrankung und einem damals neuen Bakterium, das er als Corynebacterium equi klassifiziert. Alle Warmblutfohlen scheinen anfällig für die Erkrankung zu sein (ARDANS et al., 1986).
2.1.1.1 Morphologie
Rhodococcus equi ist ein grampositives, pleomorphes Bakterium in Gestalt von mittelgroßen Kokken bis ovalen Stäbchen, welches nicht beweglich ist und keine Sporen bildet (MAGNUSSON, 1923, MIESSNER und WETZEL, 1923, BULL, 1924, HARAKAWA und MORITA, 1949).
Der Keim besitzt sowohl speziesspezifische als auch typspezifische Antigene (BRUNER und DIMOCK, 1939). Genauere Differenzierungen gelingen PRESCOTT et al. (1982, 1984), die nachweisen können, dass alle Rhodococcus equi in vivo so genannte „Equi-Faktoren“ produzieren, die sich als Cholesteroloxidase und Ceramide phosphat-aktive Phospholipase herausstellen.
Von besonderer Bedeutung im Zusammenhang mit der intrazellulären Vermehrung des Keims im Wirtsorganismus scheinen virulenz-assoziierte Proteine (Vap) zu sein.
In einer Vergleichsstudie zweier Rhodococcus equi-Stämme, von denen einer das
Literaturübersicht
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nach, dass nur der Vap tragende Stamm zur Vermehrung in Makrophagen von Mäusen und Pferden befähigt ist. TAKAI et al. (2000) finden mittels DNA- Sequenzierung insgesamt acht virulenz-assozierte, auf Plasmiden kodierte Proteine (VapA bis VapH). 88,3% der in kranken Fohlen gefundenen Rhodokokken und 54,2% der im Boden gefunden Rhodokokken tragen ein Gen für VapA (MAKRAI et al., 2002).
2.1.1.2 Vorkommen und Lebensraum
Schon bei seiner Erstbeschreibung wurde Rhodococcus equi von MAGNUSSON (1923) als intrazelluläres Pathogen identifiziert. Er findet den Keim in polynukleären Zellen der Leukozytenfraktion. Im Phagosom der Makrophagen besteht ein Schutz vor Antikörpern und dem Komplement-System (ELLENBERGER et al., 1984b).
Des Weiteren können Bakterien aus Material von abortierten Feten, dem Genitaltrakt der Stuten und Lungenpneumonien der Fohlen kulturell nachgewiesen werden (BRUNER und DIMOCK, 1939). Im Agarstich bleiben sie wenigstens zwei Jahre lebensfähig ohne überführt zu werden (MAGNUSSON, 1923).
Die Vermutung von MAGNUSSON (1923), dass Rhodokokken auch im Freien vorkommen und sich dort vermehren können, bestätigen zahlreiche weitere Studien:
So konnte der Keim aus Bodenproben, vor allem aus der oberflächlichen Erdschicht, in Australien und Japan isoliert werden, wobei die Zahl von April bis Dezember schrittweise abnimmt (WILSON, 1955, TAKAI und TSUBAKI, 1985, TAKAI et al., 1986a). Im Boden bleibt der Erreger bis zu zwölf Monate (WILSON, 1955) oder länger (ARDANS et al., 1986) lebensfähig.
WOOLOCK et al. (1980) erarbeiten eine Studie an zwölf verschiedenen Gestüten in Australien, in der sie überall im Boden und in den Faeces von verschiedenen Pferderassen Rhodococcus equi nachweisen. Sie gehen davon aus, dass dieses Bakterium zur normalen Darmflora der Pferde gehört und es nur in bestimmten Fällen, zum Beispiel einer Immunsuppression, wie sie beim Menschen beschrieben
Literaturübersicht
ist, zum Ausbruch einer Krankheit kommt. TAKAI et al. (1986b) zeigen, dass Rhodococcus equi in der Lage ist, sich in den ersten zwölf Lebenswochen im Fohlendarm zu vermehren, während im Darm erwachsener Pferde zwar ein Überleben aber keine Vermehrung möglich ist. Des Weiteren ist auch eine Vermehrung im Boden nachgewiesen.
2.1.1.3 Kulturelles Wachstum
Rhodococcus equi ist ein eher anspruchsloser Keim, der mit Erfolg auf Löfflers Serum, Stichkulturen in Agarplatten (MAGNUSSON, 1923), Tellurit Blut Agar (WILSON, 1955) und NANAT-Medium (WOOLCOCK et al., 1979, TAKAI und TSUBAKI, 1985) angezüchtet werden kann, wobei er höhere Ansprüche an feste als an flüssige Medien stellt (BULL, 1924). Einmal angegangen, wächst er ohne Hämolyse (FALCON et al., 1985, TAKAI und TSUBAKI, 1985) in großen, feuchten Kolonien (BULL, 1924, HARAKAWA und MORITA, 1949, FALCON et al., 1985) und zeigt eine große Neigung zum Flächenwachstum (MAGNUSSON, 1923).
Die Kolonien, die sich nach zwei bis drei Tagen (MAGNUSSON, 1923, FALCON et al., 1985) bei einer optimalen Temperatur von 37°C (MAGNUSSON, 1923, FALCON et al., 1985, TAKAI et al., 1986a), am besten aerob (MAGNUSSON, 1923, BULL, 1924, HARAKAWA und MORITA, 1949) und einem pH von 6,0 - 8,5 (MAGNUSSON, 1923, HUGHES und SULAIMAN, 1987) entwickeln, zeigen unter Einfluss des Tageslichtes eine schwach lachsfarbene Färbung (MAGNUSSON, 1923), die nach einigen Tagen in ein leuchtendes gelbrot umschlägt (MAGNUSSON, 1923, BULL, 1924, TAKAI und TSUBAKI, 1985).
Literaturübersicht
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2.1.2 Pathogenese
Die Rhodococcus equi-Erkrankung wird vor allem in großen Gestüten angetroffen (MAGNUSSON, 1923), auf denen Fohlen zwischen zwei Wochen und sechs Monaten betroffen sind (BARTON und HUGHES, 1980, ALTHAUS, 2004). Klinisch auffällig werden aber zumeist nur Fohlen bis zu einem Alter von vier Monaten (GIGUÈRE und PRESCOTT, 1997). Laut FALCON et al. (1985) sind 84,6% der erkrankten Fohlen zwischen zwei und vier Monate alt. Todesfälle kommen vor allem von Juni bis August, im Alter von vier bis elf Wochen, vor (MAGNUSSON, 1923, FALCON et al., 1985). Eine Geschlechtsprädisposition kann nicht ermittelt werden (FALCON et al., 1985, PILTZ, 2004).
MAGNUSSON (1923) kommt anhand des Sektionsbilds zu dem Schluss, dass die Infektion mittels Aspiration durch die Luftwege erfolgt, während MIESSNER und WETZEL (1923) auch den Infektionsweg über die Digestion für möglich halten.
Jedenfalls kann MAGNUSSON (1923) mit Erfolg Fohlen intratracheal infizieren. Die Bakterien werden im Verlauf der Krankheit durch Husten oder mit dem Nasenschleim nach außen geschleudert und verunreinigen so die Umgebung der Tiere (MIESSNER und WETZEL, 1923). MARTENS et al. (1982a) zeigen, dass die Infektion per Aerosol, mit einer Tröpfchengröße, die klein genug ist, um die terminalen Bronchien zu erreichen, zu gleichen Symptomen führt, wie es bei der natürlichen Infektion der Fall ist .
Die genauen Mechanismen der Infektion mit Rhodococcus equi sind noch nicht exakt geklärt. Gesichert ist aber die Erkenntnis, dass der Keim von Makrophagen phagozytiert wird, dort jedoch die Phagosom-Lysosom-Verschmelzung verhindert und deshalb überleben kann (ELLENBERGER et al., 1984c, HIETALA und ARDANS, 1987a). Die Vermehrung jedoch, und damit die eigentliche pathologische Wirkung, scheint an das Vorhandensein von Virulenzfaktoren gekoppelt zu sein. TAKAI et al.
(2000) ermitteln verschiedene Virulenzfaktoren (VapA bis H) mittels Gen- Sequenzierung und HONDALUS und MOSSER (1994) zeigen, dass sich VapA tragende Rhodococcus equi-Stämme in Makrophagen besonders schnell vermehren.
Literaturübersicht
Auch wenn einige Autoren eine Unreife der humoralen und zellulären Abwehr beim Fohlen als Ursache für den Ausbruch der Erkrankung bei Fohlen sehen (YAGER, 1987, TAKAI et al., 1995), gelingen es CHAFFIN et al. (2003) nicht, spezielle fohlenbezogenen Risikofaktoren für eine Rhodococcus equi-Pneumonie nachzuweisen. Wohl aber finden sie gestüts- und jahresbezogene Faktoren, die eine Erkrankung begünstigen.
2.1.3 Klinische Symptome
Die klinischen Symptome einer Rhodococcus equi-Pneumonie gleichen denen einer subakuten bis chronischen, katharralischen Bronchopneumonie (MAGNUSSON, 1923, HARAKAWA und MORITA, 1949), wobei Lungenveränderungen schon vor den ersten klinischen Anzeichen nachweisbar sind (MAGNUSSON, 1923, MARTENS et al., 1982b, ALTHAUS, 2004). ARDANS et al. (1986) entdecken keine pathognomonischen Anzeichen zur Diagnose einer Rhodokokkose. Bei einem subakuten Verlauf können für den Besitzer wahrnehmbare Anzeichen fehlen (BULL, 1924).
Im Verlauf der Erkrankung kann es zu Fieber kommen (MAGNUSSON, 1923, HARAKAWA und MORITA, 1949, FALCON et al., 1985). Gleichermaßen scheint die Pulsfrequenz zumeist erhöht (MARTENS et al., 1982b, FALCON et al., 1985, KNOTTENBELT, 1993), während MAGNUSSON (1923) keine Pulsbeeinflussung bei kranken Fohlen feststellt.
Im Vordergrund steht eine Erkrankung des Respirationstrakts mit einer erhöhten Atemfrequenz und dadurch bedingt verstärkter Bauchatmung (MAGNUSSON, 1923, HARAKAWA und MORITA, 1949, MARTENS et al., 1982b, FALCON et al., 1985, KNOTTENBELT, 1993). Zudem lassen sich Rasselgeräusche (MAGNUSSON, 1923, HARAKAWA und MORITA, 1949) und Giemen über den kleinen Luftwegen auskultieren (FALCON et al., 1985). Husten kann auftreten (MAGNUSSON, 1923, HARAKAWA und MORITA, 1949, FALCON et al., 1985, ARDANS et al., 1986),
Literaturübersicht
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ebenso wie mukopurulenter Nasenausfluss (MAGNUSSON, 1923, FALCON et al., 1985) und Tränenfluss (MAGNUSSON, 1923).
Bei fortgeschrittener Erkrankung ist das Allgemeinbefinden reduziert (FALCON et al., 1985). Auch der Ernährungszustand kann sich verschlechtern, da die Fohlen schlecht fressen und das Euter nicht mehr leer saugen (MAGNUSSON, 1923, BULL, 1924).
Seltener werden Durchfall (KNOTTENBELT, 1993), Osteoarthritis (COLLATOS et al., 1990, KENNEY et al., 1994), Schwäche in der Hinterhand (MAGNUSSON, 1923), Cauda equina Syndrome aufgrund eines Rhodococcus equi-Abszesses (CHAFFIN et al., 1995), rauhes Deckhaar (MAGNUSSON, 1923) oder Koliksymptome (BULL, 1924) mit einer Rhodococcus equi-Infektion assoziiert.
Kurz vor dem Tod werden die Fohlen lethargisch, anorektisch, hyperventilieren und zeigen meistens zyanotische Maulschleimhäute (MARTENS et al., 1982b, FALCON et al., 1985). In diesem Zustand lassen sich nicht über das ganze Lungenfeld diskontinuierliches Knistern, Quietschen und pfeifende Geräusche auskultieren (MARTENS et al., 1982b). Der Tod tritt aufgrund von Asphyxie und kardialer Schwäche ein (HARAKAWA und MORITA, 1949).
2.1.4 Pathologie
2.1.4.1 Makroskopische pathomorphologische Befunde
Während MAGNUSSON (1923) von einer nekrotisierenden Pneumonie spricht, halten MARTENS et al. (1991) das Krankheitsbild der Rhodococcus equi-Pneumonie für eine schwere, vorwiegend dem kaudalen Lungenbereich betreffende, pyogranulomatöse Pneumonie. LAVOIE et al. (1994) stellen fest, dass Streptococcus equi ssp. zooepidemicus bei zwei von 40 Fohlen mit Lungenabszessen ähnliche Lungenläsionen wie Rhodococcus equi verursacht. Dabei sollte einschränkend berücksichtigt werden, dass in dieser Untersuchung die Fohlen antibiotisch
Literaturübersicht
vorbehandelt waren und somit unter diesen Bedingungen der Nachweis von Rhodococcus equi erschwert ist.
Die Veränderungen in der Lunge zeigen ein morphologisch vielgestaltiges Bild.
Charakteristisch ist die Bildung zahlreicher Abszesse im Lungengewebe, die in der Größe stark variieren (MAGNUSSON, 1923). So stellen sich größere Abszesse mit einer dünnen, innen speckig weiß glänzenden Kapsel (MAGNUSSON, 1923., MIESSNER und WETZEL, 1923) neben ein bis fünf Millimeter großen, nicht eitrigen Herden, die auf der Schnittfläche hart und blass erscheinen, dar (MARTENS et al., 1982a). Die durch die Infektion mit betroffenen Bronchiallymphknoten können ebenfalls eitrig infiltriert sein (MAGNUSSON, 1923, MIESSNER und WETZEL, 1923, HARAKAWA und MORITA, 1949); in vielen Fällen sind sie jedoch nur ödematös vergrößert (FALCON et al., 1985). Der auftretende Eiter in größeren Abszessen ist eher rahmartig, gelblich weiß und nicht riechend (MIESSNER und WETZEL, 1923, HARAKAWA und MORITA, 1949), während er sich in kleineren Herden als eher von zähflüssigerer Konsistenz darstellt (MIESSNER und WETZEL, 1923). FALCON et al.
(1985) finden in den Knoten entweder gelb-cremiges oder hartes Exsudat.
Das sich allmählich verdichtende Lungengewebe zwischen den Abszessen (MAGNUSSON, 1923) erscheint makroskopisch unverändert (BULL, 1924) oder dunkelrot konsolidiert (FALCON et al., 1985). In der Trachea, besonders an der Bifurcatio tracheae und in den Bronchien, befindet sich gelbgrüner, von feinen Bläschen durchsetzter mukopurulenter, eiterähnlicher Inhalt (MIESSNER und WETZEL, 1923, HARAKAWA und MORITA, 1949), der teilweise mit nekrotischem Material durchsetzt ist (MARTENS et al., 1982a).
Des Weiteren findet BULL (1924) gelbgraue konfluierende Herde in Colon und Caecum mit beginnender Ulzeration ohne Beteiligung der Mesenteriallymphknoten und mukopurulente Flüssigkeit im Nierenbecken.
Literaturübersicht
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2.1.4.2 Histologische Befunde
Histologisch wird eine Fibrose um die Eiterherde beobachtet, während die Alveolen multifokal verteilte Makrophagen und neutrophile Granulozyten enthalten (WILSON 1955). Im Zytoplasma der meisten Makrophagen lassen sich grampositive Stäbchenbakterien nachweisen, während extrazellulär kaum Keime anzutreffen sind (MARTENS et al., 1982a). Die Makrophagen, die viele Bakterien beinhalten, sind durch Karryohexis und dunkles, eosinophiles Zytoplasma gekennzeichnet. Sie erscheinen dabei geschwollen und apoptotisch. Makrophagen mit wenigen Bakterien dagegen erscheinen lebensfähig.
Im Darm findet sich histologisch vorwiegend Zottenatrophie, Mucosanekrose, Nekrose der Peyer’schen Platten und der Mesenteriallymphknoten und eine große Anzahl „periodic-acid-Schiff“ (PAS)-positiver Makrophagen, gefüllt mit gram-positiven pleomorphen Bakterien (CIMPRICH und ROONEY, 1977). In Einzelfällen lassen sich Rhodokokken auch in Gelenksflüssigkeit nachweisen (MAGNUSSON, 1923).
2.1.5 Diagnostik
Eine eindeutig gestellte Diagnose „Rhodococcus equi-Pneumonie“ ist nicht nur für das Überleben des betroffenen Fohlens von essentieller Bedeutung, sondern sichert auch die zeit- und kostenintensive Therapie ab. Ein erster Hinweis ergibt sich nicht selten aus dem Vorbericht, in dem oftmals schon früher Fälle einer Rhodokokken- Erkrankung auf dem Betrieb aufgetreten sind (AINSWORTH, 1999). Die klinische Untersuchung kann, gekoppelt an eine entsprechende Vorgeschichte, allenfalls Hinweise auf eine Rhodokokkose geben, da Symptome wie z. B. Husten, gesteigerte Atemfrequenz, Atemgeräusche und/oder Nasenausfluss (MAGNUSSON, 1923) auch mit anderen respiratorischen Erkrankungen vergesellschaftet sind.
Literaturübersicht
2.1.5.1 Hämatologie
Im Rahmen der Labordiagnostik spielt die Hämatologie eine wichtige Rolle und kann die Absicherung der Diagnose weiter vorantreiben. GIGUÈRE et al. (2003) schlagen vor, auf Betrieben mit einer Prävalenz von mehr als 40% ab einer Konzentration von über 13000 Leukozyten/µl Blut weitergehende Untersuchungen wie die Sonographie und die Radiologie einzuleiten. Die Sensitivität dieser Methode sehen die Autoren bei 95,2% bei einer Spezifität von 61,2%.
Des Weiteren findet sich im Zusammenhang mit dieser Erkrankung häufig eine Leukozytose mit absoluter Neutrophilie (MARTENS et al., 1982b, FALCON et al., 1985, ARDANS et al., 1986), aber auch eine Monozytose. In zahlreichen Fällen zeigt sich auch eine Erhöhung des Plasmafibrinogengehalts (FALCON et al., 1985). Die Bestimmung weiterer Blutparameter bleibt auf die Abklärung sekundärer Organschäden beschränkt und hat keinen Nutzen für die Diagnose (MARTENS et al., 1982b).
2.1.5.2 Mikrobiologie
Schon früh bietet sich die Mikrobiologie für einen direkten Nachweis von Rhodococcus equi aus verschiedensten Probenmaterialien an, auch wenn der Nachweis nicht immer möglich ist (MAGNUSSON, 1923, MARTENS et al., 1982b, ARDANS et al., 1986). Während die Isolierung aus Nasentupfern nur bei 24% von Fohlen mit Lungenabszessen gelingt und somit diese Methode wenig sensitiv ist (MEYER-HAMME, 2004), stellt der kulturelle Nachweis aus Tracheobronchialsekret (TBS) eine zuverlässige Methode zum Nachweis von Rhodococcus equi in den unteren Atemwegen dar (MULLER und MADIGAN, 1992). Jedoch demonstrieren ARDANS et al. (1986), dass von 50,9% in der Kultur positiv getesteten Fohlen nur 30% eine Pneumonie entwickeln, während ANZAI et al. (1997) nach experimenteller Infektion an fünf Fohlen bei wiederholten Untersuchungen zwischen dem 8. und
Literaturübersicht
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35. Tag immer Rhodococcus equi nachweisen können. Bei Fohlen, die bei der Ultraschalluntersuchung Lungenabszesse aufweisen, gelingt MEYER-HAMME (2004) nur bei 54% aller Proben der Nachweis von Rhodococcus equi. Allerdings wird der Keim sowohl häufig von gesunden Tieren isoliert (TAKAI und TSUBAKI, 1985), als auch bei nachweislich erkrankten Fohlen nicht gefunden (ARDANS et al., 1986). WOOLCOCK et al. (1979) gelingen die Anzucht auf NANAT-Medium aus dem Kot in 90 von 127 Fällen gesunder Pferde.
2.1.5.3 ELISA
Im Jahr 1984 beschreiben ELLENBERGER et al. (b) einen ersten ELISA zum Nachweis von Rhodococcus equi-Antikörpern. Das benötigte Antigen wurde aus einem Stamm gewonnen, der zuvor bei einem nachweislich an einer Rhodokokkose erkrankten Fohlen isoliert wurde. Während alle experimentell infizierten Ponys hohe Titer entwickeln, findet sich schon hier bei natürlich exponierten Pferden verschiedener Altersklassen eine große Schwankungsbreite an Antikörpertitern.
Im Jahr darauf werden zwei weitere ELISA erarbeitet. HIETALA et al. (1985) entwickeln den so genannten „California-ELISA“ zum Nachweis von Rhodococcus equi spezifischen Antikörpern, dessen Antigen-Zusammensetzung nicht genau charakterisiert werden kann. TAKAI et al. (1985) etablierten den ATCC 6939 ELISA, dessen Antigen-Präparation aus dem apathogenen Stamm ATCC 6939 gewonnen wird. Dieser Stamm zeigt in der Studie die größte Kreuzreaktivität mit anderen Rhodococcus equi-Stämmen. Als positiven Befund nennen sie eine optische Dichte (OD) über 0,3. Ein positiver Antikörpernachweis, gekoppelt mit quantitativem Bakteriennachweis aus dem Kot, kann laut dieser Studie zur frühzeitigen Diagnose hilfreich sein. Zu derselben Erkenntnis kommen HIGUCHI et al. (1997b), die den ATCC 6939 ELISA in Kombination mit einer klinischen Überwachung einsetzen.
Allerdings weisen in einer ähnlichen Studie zwei von neun Fohlen, bei denen im TBS Rhodococcus equi nachgewiesen wird, OD von unter 0,3 auf (HIGUCHI et al., 1998).
Nach experimenteller Infektion verzeichnen ANZAI et al. (1997) bei fünf Fohlen
Literaturübersicht
zwischen dem 15. und 17. Tag post infectionem zeitgleich oder etwas später mit dem Auftreten von Fieber einen signifikanten Anstieg des AK-Titers.
In einem Vergleich der Antigenpräparationen des avirulenten Stamms ATCC 6939 mit dem virulenten ATCC 33071 kommen CUTERI et al. (2003) auf verschiedenen Gestüten Norditaliens zu dem Schluss, dass sich beide ELISA zum Nachweis von Antikörpern gegen virulente Rhodococcus equi eignen. PRESCOTT et al. (1996) entwickeln einen VapA basierten ELISA, der sehr spezifisch Antikörper gegen Rhodococcus equi und im Besonderen gegen VapA anzeigt.
Jedoch kommen MARTENS et al. (2002) zu dem Schluss, dass kein ELISA geeignet ist, gesunde von kranken Fohlen zu unterscheiden. Sie vergleichen fünf serologische Tests (ATCC 6939-, ATCC 33701- und VapA-ELISA, Agar gel immunodiffusion (AGID) assay und Synergistic Hemolysis Inhibition (SHI) Test) zum Nachweis einer natürlichen induzierten Rhodococcus equi-Pneumonie und stellen bei keiner Methode einen signifikanten Anstieg der Werte über den Versuchszeitraum fest.
2.1.5.4 Polymerase chain reaction (PCR)
Während ANZAI et al. (1997) die PCR auf VapA-Gen als zwar schneller, aber weniger sensitiv als die Kultur ansehen, entwickeln TAKAI et al. (1998) aus zwei PCR ein spezifisches und sensitives Verfahren, um virulente Rhodokokken-Stämme aus TBS von Fohlen nachzuweisen. Die Ergebnisse von HEYERS (2005; pers.
Mitteilung) decken sich nicht mit dieser Feststellung. Er entnimmt 90 Fohlen, 50 erkrankten und 40 gesunden, auf einem Gestüt mit endemischer Rhodokokkose TBS und untersucht diese sowohl in der mikrobiologischen Kultur als auch mittels PCR.
Zwar liegt die Spezifität beider untersuchter PCRs (AceA500 und IdeR500) mit 83%
in dieser Studie höher als die der Kultur (70%), jedoch liegen diese mit einer Sensitivität von 40%, bzw. 33% deutlich unter der Kultur mit 52%.
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2.1.5.5 Bildgebende Verfahren
Während die Röntgenuntersuchung zur Diagnose einer Rhodococcus equi- Pneumonie schon seit langem etabliert ist, steht diesem mit der Sonographie der Lunge mittlerweile ein fast gleichwertiges Verfahren gegenüber (RAMIREZ et al., 2004). Die Ultraschalluntersuchung der Lunge bietet eine sichere Hilfe zur frühen Diagnose der Rhodokokkose (ALTHAUS, 2004). Die pleuranahen Abszesse zeigen sich als schallleitende Kavitäten im Lungenparenchym. Aufgrund der multifokalen Ausprägung der Rhodokokkose empfielt REEF (1991) jedoch immer zusätzlich ein Röntgenbild der Lunge anzufertigen.
Zum Nachweis einer Pneumonie oder Lungenabszessen bleibt die Röntgentechnik wichtig, auch um den Schweregrad der Erkrankung zu erkennen (MARTENS et al., 1982b). Häufig findet sich regional ein auffälliges alveolares Muster; viele davon sind etwas verdichtet und werden als Knoten oder Kavernen beschrieben (FALCON et al., 1985), wobei Knoten und Kavernen öfter im chronischen Stadium der Erkrankung beobachtet werden (FALCON et al., 1985, ARDANS et al., 1986). Im Frühstadium hingegen halten ANZAI et al. (1997) die Röntgenuntersuchung zur Diagnose- sicherung für ungeeignet.
2.1.5.6 Früherkennung
Die Früherkennung ist ein zeitaufwendiges Unterfangen. Während FALCON et al.
(1985) eine häufige Überwachung der Atemfrequenz und Temperatur während der Sommermonate favorisieren, vergleichen GIGUÈRE et al. (2003) den Nutzen von Leukozyten-Konzentration, Plasmafibrinogen-Konzentration und Agar gel immuno- diffusion (AGID) assay. Nach dieser Studie eignet sich die Leukozyten-Konzentration mit einem Grenzwert von über 13000 Zellen/µl bei einer Sensitivität von 95,2% und einer Spezifität von 61,2% am besten zur Früherkennung. Jedoch ist keine Methode auf Betrieben mit geringer Prävalenz zu empfehlen.
Literaturübersicht
Neuere Untersuchungen zeigen, dass mit Hilfe einer wöchentlichen Ultraschalluntersuchung der Lunge eine Rhodokokkose teilweise schon vor dem Auftreten klinischer Symptome erkannt wird (ALTHAUS, 2004).
2.1.6 Therapie
Die ersten Therapieversuche der Rhodococcus equi-Pneumonie werden aus Mangel an potenten Antibiotika mit Serum genesener Pferde versucht (MAGNUSSON, 1923), wobei CHAFFIN et al. (1991) keinen signifikant positiven Effekt auf die Überlebensrate von künstlich infizierten Fohlen nachweisen.
Die ersten positiven Ergebnisse einer Antibiotika-Therapie erzielen GAY et al. (1981) mit einer sechswöchigen Behandlungsdauer mit hohen Dosen Benzylpenicillin. Im gleichen Jahr untersuchen BARTON und HUGES (1981) in vitro die minimalen Hemmstoffkonzentrationen verschiedener Antibiotika und finden heraus, dass Rhodococcus equi gegen Erythromycin (auch FALCON et al., 1985) und Neomycin sensibel sind. In vivo erweist sich Gentamycin in einer Dosierung von 3 bis 6 mg/kg KGW über sieben bis 20 Tage in der Therapie einer Rhodococcus equi-Pneumonie als erfolgreich (FALCON et al., 1985). Wenn nach 20 Tagen noch klinische Symptome beobachtet werden, schlagen die Autoren einen Therapiewechsel auf Trimethoprim/Sulfonamid vor.
ARDANS et al. (1986) sehen in der Kombination von Penicillin und Gentamycin das Mittel der ersten Wahl, setzen aber zum ersten Mal bei hochgradigen röntgenologischen Lungenveränderungen Rifampicin in Kombination mit Erythromycin ein (auch PRESCOTT et al., 1983). Auch PRESCOTT und NICHOLSON (1984) finden in vitro einen synergistischen Effekt gegen Rhodococcus equi sowohl bei der Kombination Penicillin/Gentamycin als auch bei der Kombination Erythromycin/Rifampicin, bzw. Erythromycin/Penicillin. Jedoch zeigt sich ein antagonistischer Effekt bei einer Kombination von Erythromycin oder Rifampicin mit Gentamycin.
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Während der achtziger Jahre stellt sich, auch aufgrund der schnellen Resistenzentwicklung der Rhodokokken, die Kombination Erythromycin mit Rifampicin als die wirkungsvollste Therapie heraus (SWEENEY et al., 1987). Mit einer Dosierung von 25 mg/kg KGW Erythromycin drei mal täglich und 5 mg/kg KGW Rifampicin zwei mal täglich erreicht HILLIDGE (1987) eine Therapieerfolgsrate von 88%. Dass auch diese erfolgreiche Kombination nicht gegen Resistenzen gefeit ist, beschreiben KENNEY et al. (1994) bei einem zehn Monate alten Fohlen mit Lungen- und Gelenksaffektionen.
In jüngster Zeit kommt mit Azithromycin ein weiteres Makrolidantibiotikum in der Therapie der Rhodokokkose zum Einsatz. Den Vorteil von Azithromycin sehen JACKS et al. (2001) sowohl in der einmaligen täglichen Gabe von 10 mg/kg KGW als auch in der Kumulation im Lungengewebe. Die Autoren zeigen, dass in der bronchoalveolären Lavage (BAL)-Flüssigkeit auch noch nach 48 Stunden therapeutische Dosen dieses Wirkstoffes nachzuweisen sind. Sie schlagen ein Therapieintervall in der angegebenen oralen Dosierung erst täglich und nach fünf Tagen alle zwei Tage vor. Auch im klinischen Einsatz erweist sich Azithromycin als Monotherapeutikum einer Kombination von Rifampicin/Erythromycin gleichwertig (PILTZ, 2004).
2.1.7 Prognose
Sowohl BAIN (1963) als auch ELISSALDE und RENSHAW (1980) gehen von einer Letalität von bis zu 80% aus, was bei einer weltweiten Morbidität von 5-17%
bedenkliche Verluste verursacht (ELISSALDE und RENSHAW, 1980). Es werden sowohl ein sporadisches als auch ein endemisches Auftreten der Rhodokokkose beschrieben, wobei bisher eine endemische Rhodokokkose nur auf wenigen Gestüten beobachtet wurde (TAKAI, 1997).
Aufgrund der langwierigen und kostenintensiven Behandlung ist eine sichere Prognose wünschenswert. So finden FALCON et al. (1985) bei Fohlen, die im Verlauf der Erkrankung versterben, signifikant höhere Werte der Atemfrequenz und
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der Temperatur als bei überlebenden Fohlen. Zudem stellen AINSWORTH et al.
(1998) fest, dass Fohlen, die bei der Eingangsuntersuchung extreme Tachykardie und / oder Atemnot zeigen, eine signifikant geringere Überlebensrate haben als Fohlen, die diese Symptome nicht zeigen. Klinisch zeigen sich im Terminalstadium bei der Lungenauskultation diskontinuierliches Knistern, Quietschen und pfeifende Geräusche (MARTENS et al., 1982a).
Auch Blutparameter wie Gesamt-Leukozytenzahl, die Neutrophilen-Konzentration, die Monozyten-Konzentration und Plasmafibrinogen-Werte können laut FALCON et al. (1985) zur Prognose herangezogen werden. Nach dieser Studie finden sich bei Fohlen, die die Erkrankung nicht überlebten, signifikant höhere Werte als bei genesenden. Dagegen können AINSWORTH et al. (1998) keinen Zusammenhang zwischen Laborwerten und Überlebensrate feststellen.
Anhand von Röntgenbildern leiten sowohl FALCON et al. (1985) als auch AINSWORTH et al. (1998) eine Prognose ab. Während FALCON et al. (1985) bei gestorbenen Fohlen häufiger Knoten und Kavernen im Röntgenbild finden, stellen AINSWORTH et al. (1998), ausgehend von einem Score von eins bis vier, ab einem Röntgen-Score über drei signifikant geringere Überlebensraten fest. Allerdings können SWEENEY et al. (1987) keinen statistischen Unterschied im Röntgenvergleich überlebender zu gestorbenen Fohlen nachweisen. Zudem haben etliche überlebende Fohlen schwere röntgenologische Veränderungen wie Knoten und Kavernen. Mit Sicherheit ist die Röntgentechnik für Verlaufskontrollen ein probates Mittel (MARTENS et al., 1982b, FALCON et al., 1985, ARDANS et al., 1986).
Zu den Spätfolgen einer Rhodococcus equi-Infektion gibt es bisher nur eine Studie von AINSWORTH et al. (1998), die die Rennleistung eines Fohlenjahrgangs beurteilt.
Dabei fällt auf, dass von allen genesenen Fohlen nur 54% mindestens ein Rennen laufen, was im Vergleich zum Durchschnitt der Fohlenpopulation, die pro Jahr ins Rennen gehen (65%), signifikant weniger sind. Die genesenen Fohlen jedoch, die ins Rennen gehen, zeigen die gleiche Leistung.
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2.1.8 Prophylaxe
Aufgrund der Widerstandskraft des Keims, der zeit- und kostenintensiven Diagnosestellung und Therapie und dem Letalitätsrisiko für die Fohlen ist eine gute Prophylaxe der Rhodococcus equi-Infektion erstrebenswert. Schon SCHMIED- HOFFER (1922) und MAGNUSSON (1923) schlagen vor, die Abfohlungen möglichst früh im Jahr erfolgen zu lassen, damit die Fohlen in den erkrankungsreichen Sommermonaten aus dem typischen Erkrankungsalter heraus sind. Ebenso wichtig sind eine gründliche Desinfektion der Stallungen und die Isolation der kranken Fohlen (MIESSNER und WETZEL, 1923). Einige Autoren empfehlen, um auf einem Bestand die Lungenerkrankungen zu minimieren, die regelmäßige Impfung aller Pferde gegen Influenza und Rhinopneumonitis (FALCON et al., 1985, ARDANS et al., 1986).
2.1.8.1 Immunisierung
MADIGAN et al. (1991) weisen keinen Unterschied im Antikörpergehalt gegen Rhodococcus equi bei Fohlen von geimpften Müttern zu Fohlen ungeimpfter Mütter nach, obwohl sich die Antikörpergehalte im Kolostrum signifikant unterscheiden.
Dagegen finden MARTENS et al. (1991) in einer ähnlichen Studie nicht nur bei den Stuten, sondern auch bei den Fohlen beider Gruppen signifikante Unterschiede im Antikörpergehalt.
Jedoch schützen die höheren Titer der geimpften Fohlen nicht vor der abszedierenden Lungenentzündung. So entwickeln alle Tiere nach künstlicher Infektion am siebten Tag eine Pneumonie und die Überlebensrate beider Gruppen ist ähnlich.
BECÚ et al. (1997) hingegen beobachten nach Immunisierung von fast 800 Mutterstuten mit Rhodococcus equi-Totimpfstoff am 30. und 15. Tag vor der Geburt innerhalb von vier Jahren eine Reduktion der Letalität (von 3 auf 1,2%) und der
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Morbidität, während die Impfung der Fohlen keinen positiven Effekt auf die Letalität und Morbidität aufweist. Auch PRESCOTT et al. (1979) sehen in der Impfung der Fohlen im Alter zwischen drei und neun Wochen keinen Schutz vor der Pneumonie bei einer experimentellen Infektion, auch wenn sich bei den geimpften Fohlen eine signifikante Sensibilisierung der Lymphozyten zeigt.
Von positiven Erfolgen durch die Immunisierung von 40 Fohlen berichten VARGA et al. (1997), die sowohl durch die kombinierte Impfung gegen EHV-2 und Rhodococcus equi als auch durch die Einfachimpfung nur gegen Rhodococcus equi eine Reduktion der Morbidität und Letalität nachweisen. Während von den geimpften Fohlen keins erkrankt, werden von den zehn Kontrollfohlen sechs klinisch auffällig (60%), von denen zwei sterben (20%).
CHIRINU-TREJO et al. (1987) sehen einen Vorteil im Einsatz von Lebendimpfstoff zur oralen Immunisierung, der nach experimenteller Infektion zu einer schnellen Clearance von Rhodococcus equi aus der Lunge führt. Jedoch ist ein Lebendimpfstoff auf endemisch mit Rhodococcus equi verseuchten Gestüten aufgrund der möglichen Vermehrung im Fohlendarm bedenklich.
2.1.8.2 Hyperimmunplasma
Schon früh kommen spezifische Immunseren zur Prophylaxe einer Rhodococcus equi-Infektion mit Erfolg zum Einsatz (SCHMIEDHOFFER, 1922). MARTENS et al.
(1989) untersuchen zum ersten Mal die Wirksamkeit eines spezifischen Immunplasmas zur Prophylaxe der Rhodococcus equi-Pneumonie. Sie geben sechs Ponyfohlen am dritten und fünften Tag post natum Plasma, welches neutralisierende Antikörper gegen Equi-Faktoren enthält, und infizieren die Tiere experimentell am Tag sieben post natum. Alle Fohlen entwickeln eine Pneumonie. Die Überlebensrate der mit Plasma behandelten Fohlen ist signifikant höher als die der mit Ringer- Lösung infundierten Kontrollgruppe. Den Erfolg führen sie neben den opsonisierenden und neutralisierenden Antikörpern auch auf unspezifische Faktoren
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wie Fibronektin, Komplement Faktoren, Interferon und Lymphokine zurück, da das Plasma offensichtlich einen besseren Schutz als Kolostrum bietet.
MADIGAN et al. (1991) weisen nach, dass Fohlen, die eine Plasmatransfusion mit hyperimmunem Plasma bekommen, bevor sie dem Keim ausgesetzt sind, signifikant besser geschützt sind. Sie infundieren auf einem Gestüt, das in den Jahren zuvor Rhodococcus equi-Pneumonie bei den Fohlen vermerkte, 68 Fohlen mit einem Liter Plasma zwischen dem ersten und 60. Lebenstag. Die Antikörpertiter der Fohlen steigen nach der Transfusion signifikant an (von 29,8 ± 21,6 auf 69,1 ± 22,5 EU) und Titer von über 50,0 EU bleiben bis zu 60 Tagen post infusionem bestehen. Zu diesem Zeitpunkt beginnt auch die endogene AK-Produktion. In dieser Untersuchung erkrankte kein Fohlen.
Im Jahr darauf schließen MULLER und MADIGAN (1992) eine dreijährige, kontrollierte Studie ab, die sowohl ein signifikantes Absinken der Morbidität als auch der Letalität durch den Einsatz eines Hyperimmunplasmas aufzeigt. Auch hier wird das Hyperimmunplasma innerhalb der ersten 60 Lebenstage einmalig verabreicht, wobei die Autoren zu einer Infusion innerhalb der ersten zwei Wochen, möglichst vor der ersten Exposition mit Rhodococcus equi, raten.
Bei BECÚ et al. (1997) bekommen Fohlen von gegen Rhodococcus equi geimpften Müttern am 25. Lebenstag 600-1200 ml Hyperimmunserum. Fohlen, die eine schlechte AK-Aufnahme nach der Geburt aufweisen, erhalten eine erste Infusion am vierten Tag post natum. Mit dieser Maßnahme erreichen die Autoren eine Reduktion der Letalität von 5,8 auf 0,2%.
Dagegen finden HURLEY und BEGG (1995) keinen signifikanten Unterschied in der Morbidität durch den Einsatz von Anti-Rhodococcus equi-Hyperimmunplasma. Sie infundieren 34 Fohlen innerhalb der ersten 48 Stunden nach der Geburt mit einem Liter Hyperimmunplasma und 57 Fohlen in der Kontrollgruppe bleiben unbehandelt.
Neben einer gleichen Morbidität besteht auch kein signifikanter Unterschied in der Behandlungsdauer.
Im Vergleich zu kommerziellem Hyperimmunplasma bringt auch die Prophylaxe speziell mit Antikörpern gegen VapA und VapC eine Reduktion der Schwere der
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Erkrankung nach experimenteller Infektion mit Rhodococcus equi. Gleichzeitig wird in dieser Studie das Auftreten von klinischen Anzeichen verzögert beobachtet und die Schäden in der Lunge, sowie wie die Anzahl der Bakterien sind geringer als bei unbehandelten Fohlen (HOOPER-McGREVY et al., 2001).
In einem weiteren Vergleich zwischen Hyperimmunplasma und Normalplasma belegen PERKINS et al. (2001) die Wirksamkeit von Normalplasma zur Prophylaxe einer Rhodococcus equi-Infektion. So zeigen Fohlen, die Hyperimmunplasma erhalten, am Tag der Infektion zwar signifikant höhere ELISA-Titer als Fohlen, die mit Normalplasma behandelt werden; jedoch zeigt sich kein Unterschied im Bezug auf die Letalität und die Schwere der Erkrankung unter den Gruppen.
2.2 Andere bakterielle Pneumonieerreger
Neben Rhodococcus equi können auch noch andere bakterielle Erreger Lungenaffektionen beim Fohlen hervorrufen. So sind Streptococcus equi ssp.
zooepidemicus und Streptococcus equi ssp. equi die häufigsten Auslöser einer respiratorischen Erkrankung beim Fohlen. Daneben wird häufig noch Klebsiella pneumoniae isoliert, der sowohl primärer als auch sekundärer Keim sein kann. Als Sekundärerreger kommen Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa und Bordetella bronchiseptica vor (MARTENS et al., 1982b). FALCON et al. (1985) zeigen, dass bei 14 von 39 Proben aus dem TBS oder Lungengewebe erkrankter Fohlen eine Mischinfektion mit verschiedenen Keimen vorliegt.
Des Weiteren gilt Actinobacillus equuli, der auslösende Keim für Septikämie in den ersten sieben Lebenstagen, bei älteren Fohlen als Auslöser chronischer Pneumonien. Er kann aber auch beim jungen Fohlen zur Pneumonie führen (MARTENS et al., 1982b, PRESCOTT et al., 1980).
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2.3 Das Immunsystem des Fohlens im Zusammenhang mit der Rhodokokkose
Bei experimenteller Infektion zeigt sich, dass die Immunantwort gegen Rhodococcus equi auf dem Zusammenspiel von Antikörperproduktion, vermehrter Reifung von Lymphozyten und erhöhter Aktivität der Alveolarmakrophagen beruht (ARDANS et al., 1986). HOOPER-McGREVY (2003) et al. finden eine altersabhängige Zusammensetzung der IgG-Subtypen und GRÖNDAHL et al. (1997) belegen, dass Fohlen in einem Alter bis zu sechs Wochen eine signifikant geringere Opsonisierungs-Kapazität als adulte Pferde haben. Es gibt jedoch eine große individuelle Schwankungsbreite.
2.3.1 Humorale Abwehr
Während die maternal erworbenen Rhodococcus equi-Antikörper beim Fohlen mit vier bis acht Wochen ihren niedrigsten Wert erreichen, liegt die Konzentration der von dem Fohlen produzierten spezifischen Rhodococcus equi-Antikörper erst im Alter von acht bis zehn Wochen auf einem hohen Niveau (MADIGAN et al., 1991, PRESCOTT et al., 1996). Weitere Studien sehen den Start der endogenen AK- Produktion beim Fohlen schon zwischen der vierten bis sechsten (LAVOIE et al., 1989), bzw. fünften bis siebten Woche (HOLMES uns LUNN, 1991). JEFFCOTT (1974) weist an zwei kolostrumlos aufgezogenen Fohlen eine AK-Produktion ab der zweiten Woche nach, die jedoch erst langsam anläuft und nach fünf Wochen die AK-Titerhöhen der 18 Fohlen, die Kolostrum ab der Geburt bekamen, erreichen.
Allerdings bestimmt JEFFCOTT in seiner Studie den Gesamtgehalt an Immunglobulin γ im Blut der Fohlen und nicht speziell den Rhodococcus equi- Antikörpertiter.
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Über die Rolle der humoralen Abwehr im Zusammenhang mit einer Rhodococcus equi-Infektion existieren widersprüchliche Meinungen. ANZAI et a. (1997) verzeichnen bei fünf Fohlen zwischen dem 15. und 17. Tag post infectionem zeitgleich oder etwas später mit dem Auftreten von Fieber einen signifikanten Anstieg des Antikörpertiters. MARTENS et al. (1989) stellen die Wichtigkeit der humoralen Abwehr heraus, als sie an zwölf Fohlen (sechs Fohlen in der Infusionsgruppe und sechs Fohlen in der Kontrollgruppe) auf einem Betrieb die Wirksamkeit eines Hyperimmunplasmas zur Prophylaxe einer Rhodococcus equi-Erkrankung bestätigen. Jedoch verweisen sie auch auf die Bedeutung unspezifischer Faktoren wie Fibronektin, Komplement-Faktoren, Interferon und Lymphokine in diesem Zusammenhang. So kommen PERKINS et al. (2001) zu dem Schluss, dass normales equines Serum, ohne gesteigerten Rhodococcus equi-Antikörpergehalt, ebenso wirksam ist wie Hyperimmunplasma.
ARDANS et al. (1986) belegen in einer Studie an zwölf Fohlen eines Gestüts, sechs klinisch erkrankten und sechs gesunden Kontrollfohlen, dass natürlich gebildete spezifische Antikörper in die Abwehr des Keims involviert sind. Diese erhöhen mittels Opsonisierung die Aufnahme und Inaktivierung der Rhodokokken in die Alveolarmakrophagen von nicht infizierten Fohlen, was die Autoren mit Hilfe eines Lymphozyten Blastogenese Assays demonstrieren. Hierbei wird ein signifikanter Anstieg der Phagosom-Lysosom-Verschmelzung in den Alveolarmakrophagen beobachtet (auch HIETALA und ARDANS, 1987a).
Von erfolgreichen Studien berichten sowohl MADIGAN et al. (1991), die durch eine Plasmainfusion zwischen dem 1. und 60. Lebenstag den Antikörpertiter signifikant erhöhen und damit die Tiere zu 100% schützen können, als auch HOOPER- McGREEVY et al. (2001). Sie erreichen nicht nur mit kommerziellem Hyperimmunplasma, sondern auch durch die Gabe von Antikörpern speziell gegen VapA und VapC, eine Reduktion der Schwere der Erkrankung.
Demgegenüber kamen MARTENS et al. (1991) im gleichen Jahr zu einem gegensätzlichen Ergebnis. Sie vermerken zwar auch einen signifikanten Anstieg der Titer nach einer Plasmainfusion, allerdings erkranken nach künstlicher Infektion
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sowohl die Fohlen der Infusions- als auch der Kontrollgruppe und beide Gruppen weisen gleiche Überlebensraten auf. HURLEY und BEGG (1995) infundieren 38 Fohlen innerhalb der ersten 48 Lebensstunden, stellen aber im Vergleich mit 57 unbehandelten Kontrollfohlen ebenfalls keinen Unterschied in der Morbidität fest.
Auch findet sich bei natürlich exponierten Pferden verschiedener Altersklassen eine große Schwankungsbreite an Antikörpertitern (ELLENBERGER et al., 1984b).
HIGUCHI et al. (1998) verzeichnen bei zwei von neun Fohlen, bei denen im TBS Rhodococcus equi nachgewiesen wird, in der ELISA Untersuchung optische Dichten (OD) von unter 0,3, was laut TAKAI et al. (1985) als ein negatives Testergebnis gewertet werden muss. MARTENS et al. (2002), die fünf serologische Tests untereinander vergleichen, stellen bei an Rhodococcus equi erkrankten Fohlen in keinem Test einen Anstieg der Antikörper über den Versuchszeitraum fest.
Somit ist eine Bedeutung der Antikörper im Abwehrgeschehen gegen eine Rhodococcus equi-Infektion noch nicht geklärt.
Die Konzentration der zirkulierenden B-Lymphozyten ist von Geburt an und bis zu einem Alter von sechs Monaten signifikant höher als bei erwachsenen Pferden.
Dabei weisen gesunde Fohlen signifikant niedrigere Werte an im Blut zirkulierenden B-Lymphozyten auf als erkrankte Fohlen (FLAMINIO et al., 1999).
2.3.2 Zelluläre Abwehr
ELLENBERGER et al. (1984a) erkennen, dass auch die zelluläre Abwehr in die Immunantwort einer Rhodococcus equi-Infektion involviert ist. So zeigen experimentell infizierte Ponys im Vergleich zu einer Kontrollgruppe einen signifikanten Anstieg im Lymphozyten-Stimulationstest. Jedoch steht dieser Anstieg in keinem Zusammenhang zur Morbidität, was weitergehende Untersuchungen auf endemisch mit Rhodokokken infizierten Gestüten zeigen (ELLENBERGER et al., 1984a).
Literaturübersicht
Die nachfolgenden Studien befassen sich zunächst mit der Interaktion des Keims mit Makrophagen. ZINK et al. (1985) beobachten in vitro nach dem Einsatz spezifischer Immunseren in einer Zellsuspension (Verhältnis 1:10) aus Alveolarmakrophagen dreier gesunder Fohlen - gewonnen über eine bronchoalveoläre Lavage (BAL) - und hinzugefügten Rhodococcus equi eine signifikant gesteigerte Phagozytoserate bei wiederholten Ansätzen zwischen dem 6. und 61. Tag post natum. Allerdings schaffen es die Makrophagen nicht, die aufgenommenen Rhodokokken zu inaktivieren. In vitro zeigt sich, dass Rhodococcus equi die Phagosom-Lysosom-Verschmelzung in befallenen Alveolarmakrophagen herabsetzt und so innerhalb der Zelle überleben kann (HIETALA und ARDANS, 1987a). Bezug nehmend auf die bekannten Mechanismen der Mykobakterien vermutet HONDALUS (1997), dass der von PRESCOTT et al. (1982) beschriebene Equi Faktor „Cholesteroloxidase“ an der Verhinderung der Phagosom-Lysosom-Verschmelzung beteiligt ist. Im Gegensatz dazu ist in vitro der bakterizide Effekt von neutrophilen Granulozyten gegen Rhodococcus equi schnell und effizient (99% der Keime werden innerhalb von 15 Minuten eliminiert), wobei kein Unterschied zwischen gesunden und kranken Fohlen besteht (YAGER et al., 1987).
Den Lymphozyten und besonders deren Cytokinen wird in den letzten Jahren besondere Aufmerksamkeit geschenkt. So bringen verschiedene Autoren den Anstieg der IFN-γ-Produktion durch CD4+ und CD8+ T-Lymphozyten in der BAL bei erwachsenen Pferden in direkten Zusammenhang mit der Exposition mit Antigen und deren späteren Elimination (LOPEZ et al., 2002, HINES et al., 2003, KOHLER et al., 2003). Sowohl plasmid-assozierte Antigene, insbesondere VapA, als auch intakte, virulente Rhodokokken stimulieren in adulten Pferden eine Th1 basierte Immunantwort. Hierbei spielt das von CD4+ und CD8+ T-Lymphozyten im Lungengewebe produzierte IFN-γ eine wichtige Rolle, da es entscheidend an der Aktivierung der Makrophagen beteiligt ist. Demgegenüber zeigen die T-Lymphozyten im Blut adulter gesunder Pferde keine vermehrte IFN-γ-Produktion. Ebenso bleibt diese Reaktion beim Zusammentreffen von CD4+ und CD8+ T-Lymphozyten mit einem avirulenten Rhodococcus equi-Stamm aus (HINES et al., 2003). Beim Fohlen
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demonstrieren GIGUÈRE et al. 1999, dass virulente Rhodokokken in der Lage sind, die IFN-γ-Produktion zu unterdrücken.
Im Vergleich zu adulten Pferden finden sich beim Fohlen deutliche Unterschiede in der Zusammensetzung und Verteilung der Lymphozyten. Während die Konzentrationen von CD4+ und CD8+ T-Lymphozyten im Blut zum Zeitpunkt der Geburt denen adulter Pferde gleichen, sind sie in der BAL geringer, steigen dann aber innerhalb von drei bis zehn Wochen auf gleiche Gehalte an (BALSON et al., 1997). Im Blut hingegen zeigt sich ein linearer Anstieg bis zum Alter von drei Monaten, der zu höheren Konzentrationen als beim erwachsenen Tier führt. Diese Erhöhung bleibt bis zu einem Alter von einem halben Jahr bestehen (FLAMINIO et al., 1999).
Material und Methoden
3. Material und Methoden
3.1 Probandengut
In dieser Studie wurden Warmblutfohlen verschiedener Rassen (die meisten jedoch Oldenburger oder Hannoveraner Pferde) untersucht. Sie stammten aus einem Gestüt in Norddeutschland, in dem alle unter den gleichen Haltungs- und Fütterungs- bedingungen aufwuchsen.
Alle Fohlen dieser Studie wurden zwischen Mai und Juli 2004 geboren und standen über einen Zeitraum von vier Monaten für die vorliegende Untersuchung zur Verfügung. Insgesamt wurden 146 Fohlen in die Studie aufgenommen, davon waren 71 Hengste und 75 Stuten.
3.2 Haltung der Tiere
Hochtragende Stuten kamen kurz vor der Geburt in einen für die Abfohlungen vorgesehenen Stall mit Einzelboxen, die vor jeder Neubelegung gereinigt und desinfiziert worden waren. Die Stuten mit Fohlen verbrachten drei bis vier Tage in diesem Abfohlstall, bevor sie in Laufställe kamen, die den gleichen Reinigungs- und Desinfektionprozess wie die Einzelboxen des Abfohlstalls durchlaufen hatten.
Die Besatzdichte des Laufstalls variierte zwischen acht bis zwölf Mutterstuten, so dass jeder Stute mit Fohlen eine Troglänge von eineinhalb Metern zur Verfügung stand. Im Stall wurden die Pferde mit Hafer, Pellets, Heu und Stroh gefüttert. In den Wintermonaten bekamen sie zusätzlich Maissilage, im Frühjahr frisches Gras.
Ab Mitte Mai begann der Weideaustrieb für alle Fohlen ab einem Alter von fünf Wochen. Auf einer Weide standen bis zu 30 Mutterstuten mit ihren Fohlen. Dort erhielten die Pferde zusätzlich zum Gras Hafer, Pellets und Stroh. Im Fall einer
Material und Methoden
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Fohlen (Fohlen Nummer 62) verwaiste im Alter von zwei Wochen und verblieb über den Untersuchungszeitraum in einer mit Spänen eingestreuten Box. Die Fohlen Nummer 3, 9, 32 70, 101, 103, 110, 119 und 137 beendeten die Studie aus verschiedenen Gründen, die nicht im Zusammenhang mit einer Rhodococcus equi- Infektion standen, nicht.
3.3 Geburtsüberwachung und Erstversorgung der Fohlen
Die Geburt aller Fohlen wurde genau überwacht. Nach dem Austritt des Fohlens und dem Abriss der Nabelschnur erfolgte eine Nabeldesinfektion mit 1%-er Chlorhexidin- lösung (COM Pharma, Hamburg). Zur Prophylaxe einer Mekoniumverhaltung bekam jedes Fohlen ein Klistier (Practo-Clyss®, Fresenius Kabi, Bad Homburg) rektal verabreicht. Um die Kolostrumaufnahme innerhalb der ersten zwei Stunden zu gewährleisten, stellte geschultes Personal die Fohlen nach spätestens einer Stunde auf die Beine. Gelang dies nicht, melkte das Personal der Stute mindestens 250 ml Kolostrum ab und bot dieses dem Fohlen in einer Babyflasche an.
Acht Stunden nach der Geburt erfolgte die erste tierärztliche Untersuchung. Dabei wurden Lunge und Herz auskultiert, der Nabel untersucht, ein IgG-Test (Snap® Foal IgG Test, IDEXX GmbH, Wörrstadt) durchgeführt, die Leukozytenzahl bestimmt und auf angeborene Krankheiten oder Missbildungen geachtet. Zeigte der IgG-Test einen Immunglobulingehalt unter 8 g/l, bekam das Fohlen aus der betriebseigenen Kolostrumbank Kolostrum eingegeben. Lag der Immunglobulingehalt auch nach einem erneuten Test nicht über 8 g/l, wurde dem Fohlen Plasma infundiert. Das Plasma stammte von adulten Pferden des Betriebs.
Des Weiteren bekamen die Fohlen oral ein Plasma gegen Rota- und Coronaviren (Eurovet, Smöaunn, Dänemark) sowie eine intranasale Impfung mit Lebendvaccine gegen Rhinopneumonitis bzw. EHV 1 (Prevaccinol®, Intervet, Unterschleißheim). Die Nabeldesinfektion erfolgte am ersten Tag noch dreimal und in den nächsten Tagen zweimal täglich, bis der Nabel trocken war.
Material und Methoden
3.4 Impfungen und Entwurmungen
Das Impfschema in dem Pferdezuchtbetrieb beinhaltete neben der Impfung der Stuten gegen EHV 1 und 4 (Duvaxyn® EHV 1,4, Fort Dodge Veterinär GmbH, Würselen), Influenza und Tetanus (Duvaxyn® IE-T Plus, Fort Dodge Veterinär GmbH, Würselen) auch einen stallspezifischen Impfstoff gegen Streptococcus equi ssp.
zooepidemicus (WDT, Hoyerhagen). Zudem erfolgte sechs Wochen vor der Geburt eine Auffrischung des Tetanusschutzes (EquimaTe®, Essex Pharma GmbH, Burgwedel).
Der Entwurmungsplan der Fohlen sah eine erste Entwurmung im Alter von zehn Tagen mit Tiabendazol (Tiabendazol®-Paste, Ceva Tiergesundheit GmbH, Düsseldorf) vor. Die weiteren, monatlich durchgeführten Entwurmungen erfolgten im Wechsel zwischen Pyrantelembonat (Banminth® Pferdepaste, Pfizer GmbH, Karlsruhe) und Mebendazol (Telmin™-Paste®, Jansen-Cilag GmbH, Neuss). Die Stuten erhielten eine regelmäßige Behandlung gegen Rund- und Bandwürmer.
3.5 Bedingungen für die Aufnahme in die Studie
Fohlen, die auch im zweiten IgG-Test keinen Immunglobulingehalt von über 8 g/l erreichten, konnten nicht in diese Studie aufgenommen werden, da sie eine Infusion mit hauseigenem Plasma bekamen. Ein weiteres Ausschlusskriterium war die aus verschiedenen Gründen notwendige Versorgung eines Fohlens mit Antibiotika.
3.6 Einteilung der Probanden in Gruppen
Der Versuch wurde als Blindstudie durchgeführt und erst nach Beendigung der Versuchsreihe und Auswertung der Ergebnisse klärte der Serumhersteller (WDT, Hoyerhagen) die Identität der Seren auf.
Material und Methoden
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Es wurden die folgenden vier Gruppen gebildet:
Gruppe A = Serum A Gruppe B = Serum B Gruppe C = Serum C Kontrollgruppe
Die Zuteilung der Fohlen in die Gruppen erfolgte zufällig.
Serum A = trivalentes Hyperimmunserum mit gesteigertem Gehalt an Antikörpern gegen Rhodococcus equi (AK-Titer: 1453,1 ± 125,5 EU), Streptococcus equi ssp. zooepidemicus und Actinobacillus equuli
Serum B = monovalentes Hyperimmunserum mit gesteigertem Gehalt an Antikör- pern gegen Rhodococcus equi (AK-Titer: 3014 ± 218,6 EU)
Serum C = Normalserum (Rhodococcus equi-AK-Titer: 90,3 ± 48,2 EU) von nicht hyperimmunisierten Spendertieren
3.7 Serumherstellung
Die Serumherstellung erfolgte durch die Wirtschaftsgenossenschaft Deutscher Tierärzte GmbH (WDT) mittels eigens dafür aufgestallter Pferde. Diese mussten nach einem bestimmten Impfschema mit einem von der WDT hergestellten Impfstoff immunisiert werden. Bei der Herstellung des Impfstoffes kamen drei verschiedene Rhodococcus equi-Stämme zum Einsatz, die vom Untersuchungsgestüt stammten und den Virulenzfaktor „Virulenz assoziertes Protein A“ (VapA) enthielten. Der Nachweis des VapA erfolgte zuvor am Institut für innovative Veterinädiagnostik (IVD) der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover. Die Serumpferde wurden im Verlauf
Material und Methoden
der Immunisierung ständig beprobt und am IVD mittels ELISA auf den Rhodococcus equi-Antikörpergehalt untersucht. Die Pferde zeigten alle einen optimalen Antikörper (AK)-Anstieg.
Zur Gewinnung des Serums musste den Pferden regelmäßig Blut entnommen werden, welches dann zu Serum verarbeitet wurde. Das trivalente Hyperimmunserum entstand aus einer Mischung des monovalenten Hyperimmunserums mit dem kommerziellen Hyperimmunserum der WDT gegen Streptococcus equi ssp. zooepidemicus und Actinobacillus equuli.
3.8 Seruminfusion
Die Fohlen der Gruppen A, B und C erhielten am Tag ihrer Geburt und zwischen dem zehnten und zwölften Lebenstag jeweils eine Seruminfusion. Die Infusionsmenge betrug 750 ml, die das Fohlen über eine 14G Braunüle MT® (Braun, Melsungen) von 5 cm Länge in die Vena jugularis erhielt.
Bei Vorversuchen stellte sich heraus, dass für die Infusion am ersten Lebenstag unbedingt frisches Serum verwendet werden musste, während zehn Tage alte Fohlen auch einen geringen Phenolgehalt im Serum tolerierten. Phenol diente als Konservierungsmittel. In dieser Studie bekamen nur drei Fohlen (Fohlen Nummer 11, 12 und 71) aufgrund einer hohen Zahl von Abfohlungen ein phenolhaltiges Serum.
Ebenso stellte sich heraus, dass eine Prämedikation von 1 ml Metamizol-Natrium (Vetalgin®, Intervet, Oberschleißheim) vorteilhaft war, da die ersten beiden neonaten Fohlen (Fohlen Nummer 1 und 2) durch die Seruminfusion eine abnorm verstärkte Darmmotorik zeigten.
Zur Vorbereitung der Infusion erfolgte eine Rasur über der Venenpunktionsstelle und eine anschließende Reinigung mit 25%-igem Propanol (Biesterfeld, Hamburg). Eine Sedation der Fohlen war nicht notwendig, jedoch mussten sie von einem Helfer gut fixiert werden.
Material und Methoden
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Die Braunüle wurde mit sterilen Handschuhen (Vasco® OP Protect, Braun, Melsungen) gelegt und der Katheter mittels Supramid Faden (EP 4, Polysuture A.G., Weiswampach, Luxemburg) angenäht. Die Infusion des Serums erfolgte durch einen Transfusionsschlauch (Sangofix® Air, Braun, Melsungen), wobei die ersten 150 ml langsam getropft wurden. Stellten sich bis dahin keine Unverträglichkeiten ein, konnte der Rest im dünnen Strahl verabreicht werden.
Den Fohlen wurde ein Strick vor den Buggelenken hergeführt und über dem Widerrist verknotet. So konnte der Helfer das Tier mit Hilfe des Stricks fixieren und während der Infusion immer neben dem Tier bleiben. Der Vorteil dieses Ablaufs bestand darin, dass sich die Fohlen während der Infusion frei bewegen konnten und ohne weiteres ans Euter der Stute kamen.
Während der Infusion war das Fohlen unter ständiger Aufsicht eines Tierarztes, der in regelmäßigen Abständen das Allgemeinbefinden, die Atemfrequenz sowie die Herzfrequenz des Fohlens prüfte. Zeigte sich während der Infusion eine Pulsfrequenz von über 160 Schlägen pro Minute, wurde die Infusion unterbrochen.
Beruhigte sich der Puls des Fohlens innerhalb von fünf Minuten nicht, brach der Tierarzt die Infusion ab und injizierte dem Fohlen 2 mg Dexamethason (Dexasel®, Selectavet, Weyarn-Holzolling) über die Braunüle.
Nach der Serumgabe, die im Mittel 15 (Ein-Tages-Infusion). bzw. 20 (Zehn-Tages- Infusion) Minuten dauerte, entfernte man die Braunüle und brachte für eine halbe Stunde einen Druckverband auf der Punktionsstelle an. Hierzu wurden zuerst einige Mullkompressen (Gazin®, Lohmann und Rauscher, Rengsdorf) auf die Einstichstelle gelegt und der Hals dann mit einer Raucolast®-Binde (Lohmann und Rauscher, Rengsdorf) stramm umwickelt.
Material und Methoden
3.9 Klinische Untersuchung
Bei allen Fohlen wurde von Geburt an bis zu einem Alter von vier Monaten jede Woche eine klinische Untersuchung vorgenommen. Dabei wurden die Rektaltemperatur gemessen, eine Adspektion der Nüstern auf eventuellen Nasenausfluß und dessen Qualität, eine Palpation der mandibulären Lymphknoten und Auskultation von Lunge und Trachea vorgenommen und das Auslösen von Husten getestet.
Hierbei wurde vor allem auf das Auftreten von spontanem Husten geachtet. Trat dieser nicht auf, wurde durch leichten Druck auf die ersten Trachealspangen Husten auszulösen versucht. Nur ein mehrfaches Husten nach dieser Manipulation konnte als „auslösbar“ bewertet werden.
Des Weiteren flossen Beobachtungen über sonstige nicht physiologische Befunde, wie z.B. Durchfall, gefüllte Gelenke und Umfangsvermehrungen in die Untersuchung mit ein.
3.10 Blutleukozytenmessung
Hierfür wurde einmal pro Woche von jedem Fohlen ca. 1 bis 2 ml Blut mit einer 1,2 x 40 mm großen Kanüle (BD Microlance™, Becton Dickinson, Drogheda, Irland) aus der Vena jugularis entnommen und in einem EDTA-K-Röhrchen (KABE Labortechnik, Nümbrecht-Elsenroth) mit 4 ml Volumen aufgefangen. Die Untersuchung erfolgte mit Hilfe des Blutanalysegerätes SYSMEX KX 21N (Sysmex, Hamburg) nach dem elektrischen Widerstandsprinzip spätestens am nächsten Tag.
Bei einer Wartezeit von über drei Stunden bis zur Messung, lagerte das Blut im Kühlschrank.
