Extraktion

Bei der Analyse von Polyphenolen in Wein (BARAN und SCHWEDT 2003, CASTELLARI et al. 2002) oder auch in Fruchtsäften (RECHNER 2000), bei denen die Polyphenole in gelöster Form vorliegen, ist nicht zwingend eine Extraktion notwendig, da auch eine Direkteinspritzung der Getränkeflüssigkeiten in das System erfolgen kann. Die vorherige Probenzerkleinerung entfällt bei diesen Probenmatrices.

FERNÁNDEZ de SIMON et al. (1990) erläutern wichtige Unterschiede in den Extraktionsmethoden. Nach ihrer Meinung ist das Hauptproblem die Extraktion einer

ausreichenden Menge von Polyphenolen aus dem Probenmaterial. Es hängt nicht allein davon ab, ob das Probenmaterial zerstoßen, geschrotet oder zermahlen ist, sondern auch von den Extraktionsmitteln (z. B. Wasser, Alkohol oder Wasser-Alkohol-Gemisch), die mitentscheidend sind für die optimale Extraktion. Sie wirken damit direkt auf das Ergebnis der Analysen.

BAUMGARTNER et al. (1998) entwickelten eine Extraktions- und Analysenmethode der löslichen phenolischen Komponenten. Zur Gewinnung der in den Zellen gelösten Phenole wurden Rebenblätter zu feinem Pulver zermahlen. Das Material wurde dann mit siedendem Alkohol extrahiert und unlösliche Bestandteile durch Zentrifugation abgetrennt. Der Rohextrakt wurde unter reduziertem Druck am Rotationsverdampfer eingeengt.

Die Extraktion der Polyphenole ist am erfolgreichsten, je polarer das Lösungsmittel ist, daher finden bei vielen Autoren vor allem Methanol oder Methanol-Wasser-Gemische Anwendung (CANTOS et al. 2003). Ein weiteres Problem stellt die Aufkonzentration des alkoholischen Probenextrakts dar. Zu hohe Temperaturen beim Einengen und zu lange Zeiten bei der Aufbereitung der Proben führen später zu Störpeaks im Chromatogramm, die als „ghost peaks“ bezeichnet werden.

RAKIC et al. (2006) empfehlen außerdem, alle Extraktionen und Probenzubereitungen unter Lichtschutz durchzuführen, um die Polyphenole vor Veränderungen durch Lichteinwirkung zu schützen und damit den ursprünglichen Polyphenolgehalt möglichst genau im Extrakt wiederspiegeln zu können.

2.4.2.2. Festphasenextraktion (SPE, engl. „Solid Phase Extraktion“)

Nach erfolgter Extraktion können noch unerwünschte und die Analytik störende Begleitsubstanzen vorhanden sein, die eine weitere Probenaufreinigung nötig machen. Je nach Art und Stärke der Verunreinigung können Papierfilter und Spritzenvorsatzfilter sowie Festphasenextraktionen Anwendung finden.

Letztere kommen besonders bei komplexen Probenextrakten zum Einsatz. Die Extrakte können mit Hilfe von C18 Festphasen von stark unpolaren Verbindungen befreit werden (BAUMGARTNER et al. 1998). Eine anschließend erneute Aufkonzentrierung des gereinigten Probenextraktes kann in Abhängigkeit der Menge der Lösungsmittel sinnvoll sein.

2.4.2.3. Trennung der Analyten

Bei der Analytik mittels HPLC finden unterschiedliche stationäre und mobile Phasen Verwendung. Als stationäre Phasen in der Polyphenolchromatographie können sowohl „Normalphasen“ (straight phase) Silica SiO2 oder Silanol SiOH, als auch

„Umkehrphasen“ (reversed phase) z.B. C18 (Si-(CH2)17-CH3) eingesetzt werden. Das Trägermaterial ist in beiden Fällen sphärisches Kieselgel (Silicagel) mit einem

durch die Oktadecyl-Kohlenwasserstoffkette repräsentiert.

CONDE et al. (1995) verweisen darauf, dass die meist verwendeten Säulen für diese Art der Separation die Phasenumkehr-Trennsäulen mit kleiner Korngröße sind, dabei werden mehr C18 als C8 Säulen verwendet (CONDE et al. 1995, CANTOS et al.

2003, RAKIC et al. 2007, BARAN und SCHWEDT 2003).

Die „straight phase“ besteht aus einer polaren stationären Phase (z. B.

unmodifiziertes Silicagel). Die Polarität der mobilen Phase bedingt daher direkt die Stärke der Elutionskraft. Die verschiedenen Lösungsmittel sind nach ihrer ansteigenden Polarität in der eluotropen Reihe angeordnet. Eine Substanz wird um so schneller eluiert, je polarer die mobile Phase ist. Je polarer die zu untersuchende Substanz ist, desto länger retardiert sie auf der Säule und verlässt deshalb später als unpolare Moleküle die Säule.

Die gängigsten Säulen der Polyphenolanalytik sind vom Typ der „reversed phase“

(RP). Für die Herstellung der stationären Phase lässt man Silane (chemische Verbindungen aus einem Silicium-Grundgerüst und Wasserstoff), welche mit

langkettigen Kohlenwasserstoffatomen substituiert werden, mit Silicagel reagieren.

Dabei wird die polare Oberfläche der Silicapartikel mit einer unpolaren Schicht aus Alkanen überzogen, also die Polarität umgekehrt (reversed phase). Die RP besitzt somit eine unpolare stationäre Phase, bei der die Elutionskraft der Lösungsmittel mit steigender Polarität sinkt. Diese Umkehrphasen werden häufig für die Analyse komplexer Polyphenolgemische eingesetzt.

Für die Polyphenolanalytik werden üblicherweise herkömmliche RP-Säulen genutzt, die mit Partikeln aus Silicagel mit Octadecyl-Ketten bepackt sind. Bei den üblichen Silica-basierten RP-Säulen findet unterhalb eines pH-Wertes von 3 eine saure Hydrolyse statt, oberhalb von pH 8 erfolgt eine Auflösung der Silicapartikel. Das pH-Optimum liegt somit zwischen pH 3 und pH 8. In der vorliegenden Arbeit wurde ein Fließmittel mit pH 3 gewählt (Kap. 3.3.4.2.), welches für herkömmliche Trennsäulen und für die verwendete Chromolith® Performance Säule (Kap. 2.4.2.4.) einsetzbar ist. Mit dieser monolithischen Säule gelingt in Bezug auf verschiedene Aspekte die Optimierung des Analysenlaufes. Allerdings ist sie bisher nur vereinzelt für die Polyphenolanalytik eingesetzt (CASTELLARI et al. 2002, CANTOS et al. 2003).

2.4.2.4. Chromolith® HPLC Säulen

Chromolith® HPLC Säulen liefern exzellente Trennungen in nur Bruchteilen der Zeit, die herkömmliche Säulen brauchen. Der Grund dafür ist das hochporöse Monolith-Säulenmaterial aus Silica, welches eine bimodale Porenstruktur aufweist.

Auf chemischer Basis ist die Herstellung der Chromolith® RP-18 end-capped Säulen vom Startmaterial bis hin zu der Oberflächenbildung das gleiche wie bei high-end konventionell gepackten Säulen. Allerdings ist diese Säule nicht mehr mit kleinsten Kieselgelpartikeln bepackt, sondern besteht aus einem einzigen Stück des hochreinem monolithischen Silicagels.

Chromolith® Kieselgel hat eine Porosität von über 80 % (gegenüber der normalen von 65 %) und eine einzigartige bimodale Porenstruktur, die in Bezug auf Trennleistung und Säulenrückdruck eine verbesserte chromatographische Leistung liefert. Das Skelett des Silicamaterials besteht aus einer einzigartigen Kombination aus Makroporen und Mesoporen. Dadurch erhält diese Säule, verglichen mit herkömmlichen Säulen, eine höhere Porosität. Die Makroporen (Abb. 2.17.) ermöglichen eine hohe Flussrate, da sie den Säulenrückdruck verringern und damit wiederum die Analyse-zeit wesentlich verkürzen. Ihre durchschnittliche Größe liegt Mesoporen (Abb. 2.17.) bilden die feine poröse Struktur (durchschnittliche Porengröße 13 nm) und schaffen damit eine große aktive Oberfläche, auf welcher die Absorption stattfindet.

Abbildung 2.17. Darstellung der Porenstruktur von Chromolith® Kieselgel (Quelle: Firma Merck, 2006)

Klassische korpuskuläre HPLC-Säulen, welche mit 3 oder 5 -Partikeln bepackt sind, schränken aufgrund der Partikelgröße die Analyse-geschwindigkeit und auch die Säulenlänge ein. Sie ergeben häufig solch einen hohen Druck, dass nicht nur die Säule, sondern auch die gesamte HPLC-Anlage gefährdet ist. Mit dem Versuch, die Oberfläche durch Verkleinern der Partikelgröße zu vergrößern, erreichte man nur einen unakzeptablen hohen Druck und Einschränkungen in der Trennung.

Verglichen mit partikulären Säulen ist der Säulenrückdruck bei Chromolith® HPLC-Säulen in der Regel acht Mal geringer, dabei bleibt jedoch die Trennleistung gleich

hoch. Chromolith® Säulen arbeiten selbst beim Wechsel der Flussraten während eines Analysenlaufes sehr gut. Es ist gleichgültig, ob die Flussraten herabgesetzt werden, um zwei dicht nacheinander auftretende Peaks noch klarer voneinander zu trennen, oder ob sie heraufgesetzt werden um nach erfolgreicher Peak-Elution die gesamte Laufzeit zu verkürzen. Außerdem sind diese Säulen dafür gemacht, höheren Druck bis zu 200 bar auszuhalten. Bis zu einer Temperatur von 45 °C liefern sie erfolgreiche Trennungen.

Abbildung 2.18. Separation eines Standard-Phenolgemisches mit Chromolith® RP-18ec

1 = Gallussäure, 2 = Protocatechusäure, 3 = p-Hydroxybenzoesäure, 4 = Vanillinsäure, 5 = Kaffeesäure, 6 = (+)-Catechin, 7 = Syringasäure, 8 = p-Cumarsäure, 9 = (-)-Epicatechin, 10 = Ferulasäure, 11 = trans-Resveratrol, 12 = Rutin, 13 = Myrecitin, 14 = cis-Resveratrol, 15 = Quercetin (CASTELLARI et al. 2002)

CASTELLARI et al. (2002) entwickelten eine Methode zur Analyse von phenolischen Inhaltsstoffen in Wein mittels HPLC unter Gebrauch einer monolithischen RP C-18 Säule. Durch einen DAD konnten mittels Gradientensystem 17 Substanzen separiert und quantifiziert werden (Abb. 2.18.).

Die vergleichbare Selektivität erlaubt das Übernehmen der Methoden von anderen Säulen auf den Chromolithen. Sie können mit nahezu allen Fließmitteln verwendet werden. Puffer, organische Inhaltsstoffe und auch Ionen verursachen keine

Probleme; der optimale pH-Wert liegt für Chromolith® Säulen zwischen 2,0 bis 7,5.

Höhere pH-Werte lösen das Silicea auf und verursachen dadurch Lücken im Säulenmaterial. Niedrigere pH-Werte führen wie bei herkömmlichen Säulen zur sauren Hydrolyse. Nicht nur, dass dadurch die Säule nachhaltig geschädigt wird, niedrige pH-Werte verändern auch die Retentionszeiten und ergeben ungenaue Ergebnisse.

Daraus kann geschlossen werden, dass die monolithische Säule mit einem höheren Fluss und gleichzeitig reduziertem Rückdruck und kürzeren Analysenzeiten deutlich bessere Arbeit leistet. Dies ermöglicht im Vergleich zur herkömmlichen RP C18 Säule eine schnellere Separation der phenolischen Inhaltsstoffe (CASTELLARI et al.

2002).

2.4.3. Analytische Methoden mittels GC-MS

Mit der Gaschromatographie-Massenspektrometrie (GC-MS) ist es möglich, die Massen verschiedener gasförmiger Substanzen aufzunehmen und die einzelnen Verbindungen zu identifizieren können. Dafür müssen die zu identifizierenden Proben gasförmig vorliegen um über eine Adsorptionsfläche für die Massenspektrometrie zugänglich zu sein. Eine effektive Technik zur Analyse von flüchtigen und nicht flüchtigen Verbindungen ist die SPME, Solid Phase Microextraction (Festphasenmikroextraktion).

Die SPME Technik wird besonders im Lebensmittelbereich zur Analyse flüchtiger Substanzen genutzt. Die Aromaforschung verschiedenster Nahrungsmittel durch SPME ergänzt die bisherigen Extraktionstechniken. Gegenwärtig wird die SPME Technik vielfach für die Aromastoffanalyse von Fleisch und Fleischprodukten, wie auch von Rohschinken Iberischer Schweine, eingesetzt (ELMORE et al. 2000, KASTNER 2008).

2.4.4. Analytische Methoden mittels LC-MS/MS

Die Massenspektrometrie stellt einen wichtigen Schritt in der Strukturaufklärung dar.

Mit ihr können Aussagen über das Molekulargewicht einer Substanz gemacht oder über Fragmentierungen Rückschlüsse auf die Struktur gezogen werden. Über die hochauflösende Massenspektrometrie können die an der Struktur beteiligten Verbindungen bestimmt werden.

MÄMMELÄ et al. (2000) nutzten diese Methode mit vorgeschalteter Auftrennung durch Hochdruckflüssigkeitschromatographie zur Analyse der Tannine in zwei Eichenholzarten (Q. alba und Q. robur). Über die Massenspektrometrie mit Ionenfalle und Elektrospray-Ionisation gelang es den Autoren, eine umfangreiche Liste der Inhaltsstoffe aus Eichenstaub zu erstellen.

Bei der Ionisierungsmethode wird die Probe bei Atmosphärendruck über eine Potentialdifferenz von mehreren Kilovolt durch eine Kapillare in das Massenspektrometer gesprüht. Das Lösungsmittel verdampft und die entstehenden Tropfen werden elektrostatisch aufgeladen. Sie können gemäß ihrer Größe und Ladung im Analysator detektiert werden. Man erhält so die Massenzahl (m/z) für das Gesamtmolekül und durch Zerschlagen des eigentlichen Moleküls dessen mögliche Fragmente. Durch die vorherige Auftrennung über HPLC besteht die Möglichkeit, die Massen der einzelnen Substanzen aus Gemischen zu bestimmen. Eine schematische Darstellung vom Aufbau eines Massenspektrometers stellt die Abbildung 3.10., Kapitel 3.6., dar.

Unter Einsatz der negativen Elektronenspray-Ionisation Massenspektrometrie (ESI-MS) identifizierten MEYERS et al. (2006) die kondensierten und hydrolysierbaren Tannine in Lithocarpus densiflorus, welche artverwandt mit Quercus spp. sind.

Anhand unterschiedlicher Fragmentierungsmuster konnten nicht nur Gallussäurereste ([M - H]^- m/z 169) nachgewiesen werden, sondern außerdem das

Vorhandensein von Galloylglucose-Einheiten ([M - H]^- m/z 331) und Aufspaltung des Zuckerrings gezeigt werden.

Diese Art der kollisionsinduzierten Fragmentierung wird auch von ESPIN et al. (2007) genutzt, um Stoffwechselprodukte von Ellagsäure und Ellagitanninen nachzuweisen und dadurch deren Bioverfügbarkeit und Metabolismus aufzuklären. Anlass für diese Studien ist der Zusammenhang zwischen der präventiven Wirkung von Ellagitanninen im menschlichen Körper und ihrem hohen Anteil in Früchten, Nüssen und Eichenholz-gereiftem Wein. In vorhergehenden Studien konnten die Autoren bereits mehrere entstehende Urolithine im Harn von mit Eicheln gefütterter Iberischer Schweine differenzieren.

In der Studie von ESPIN et al. (2007) wird das Schwein als monogastrisches Tiermodell genutzt, welches dem Menschen unter physiologischen Gesichtspunkten sehr nahe steht. Dabei stellen besonders iberische Schweine aufgrund der nahezu ausschließlichen Eichelfütterung (reich an Polyphenolen) ein exzellentes Modell da, um die Gewebeverteilung von Flavonoiden zu überprüfen. Es gelang, in unterschiedlichen Körpergeweben (Muskel, Fett, Lunge, Leber, Herz und Niere) 31 Metaboliten des Ellagitannins zu identifizieren, von denen jedoch keiner im Harn nachweisbar war. Im Harn wurden hingegen Glucuronide und Diglucuronide der Ellagsäure sowie methyliertes Urolithin A und methyliertes Urolithin B durch den Einsatz von LC-MS/MS ermittelt.

MULLEN et al. (2004) zeigten die Schwierigkeit auf, einen mittels HPLC identifizierten Peak über die Analyse mit Tandem Massenspektrometrie zu bestätigen. MULLEN et al. gelang es dadurch, nach Aufnahme von roten Zwiebeln fünf Quercetin-glucuronide (in menschl. Plasma und Urin) zu detektieren und gleichzeitig das Vorhandensein von Flavonolglucosiden im Plasma auszuschließen.

Auch SANG et al. (2008) nutzten die ESI-MS zum Nachweis von Tee-Polyphenolen und deren Metaboliten im menschlichen Urin. Die Autoren konnten 20 Metaboliten identifizieren, darunter (-)-Epigallocatechin-glucuronide und (-)-Epicatechin-glucuronide sowie deren methylierten und sulfatierten Formen und Catechine mit

Ringaufspaltung. Über die charakteristischen Massendaten sind grundlegende Informationen für fortführende Forschungen des Metabolismus anderer diätetischer Lebensmittel gewonnen worden.

2.4.5. Bestimmung des Gesamtphenolgehaltes

Bei der Bestimmung des Gesamtphenolgehaltes nach Folin-Ciocalteu werden die Polyphenole einer zu untersuchenden Probe durch die Folin-Ciocalteu-Reagenz farblich sichtbar gemacht. Mit einem Spektrophotometer wird dann die Intensität gemessen. Über externe Kalibration durch verschiedene Konzentrationen einer Referenzsubstanz, die parallel zu dem Untersuchungsmaterial mit Folin-Ciocalteu-Reagenz behandelt werden, kann der Gehalt der Probe berechnet werden.

Auf diese Weise bestimmten RAKIC et al. (2007 und 2005) die Werte von Eicheln Q. robur und Q. cerris in unbehandeltem Zustand und nach thermischer Behandlung.

Die Autoren konnten so anhand des Gesamtphenolgehaltes und der Gesamtmenge der Tannine zeigen, dass die Menge der Polyphenole geringfügig zunahm, der Tanningehalt nach thermischer Röstung dagegen signifikant abnahm.

Mit Hilfe der Bestimmung des Gesamtphenolgehaltes erklären TOWO et al. (2006) den Einfluss der Milchsäure-Fermentation auf Hirse-Zubereitungen. Sie untersuchten mehrere Zubereitungsabschnitte zwischen unbehandelter Hirse und fermentierter Hirse. Bereits TOWO et al. zeigten auf diese Weise, dass der Gesamtphenolgehalt in den Proben durch Fermentation signifikant absinkt. Dies soll in der vorliegenden Arbeit an den Proben aus unbehandelten, thermisch getrockneten Eicheln und Eichelsilage überprüft werden.

3. Material und Methoden

3.1. Chemikalien

Alle benötigten Chemikalien sind im Anhang 8.1. tabellarisch mit Bezugsquelle und Reinheitsgrad aufgelistet. Die zur Identifikation verwendeten Vergleichssubstanzen, die in Kapitel 3.3.2. erwähnt werden, sind mit Bezugsquelle und Reinheitsgrad im Anhang 8.2. zu finden.

3.2. Untersuchungsmaterial

Bei dem Probenmaterial handelte es sich um verschiedene Eicheln und Eichelzubereitungen.

Für alle Versuche wurden ausschließlich Eicheln verwendet, deren Art und Herkunft bekannt war. Diese wurden in Hannover und Umgebung gesammelt. Dabei wurden vorwiegend reife, ganze Eicheln vom Boden aufgenommen. Für Vergleiche wurden überreife, dunkle und bereits leicht zerfallene Eicheln vom Boden gesammelt sowie noch grüne Eicheln vom Baum gepflückt. Um gegebenenfalls zusätzlich Art-unterschiede nachweisen zu können, wurden reife Eicheln der Roteiche separat gesammelt. Unmittelbar nach Eintreffen im Institut für Chemische Analytik wurde das Probenmaterial verarbeitet und bis zur Extraktion und weiteren Analyse bei –18 °C gelagert.

Zur Verfügung standen zusätzlich neben den frischen Eicheln (grüne, reife, überreife Eicheln) verschiedene Futterproben der Firma Büning/Bentheimer Schweine. Der Betrieb der Firma Büning, in dem Schweine mit Eicheln gefüttert werden, versuchte den Problemen bei der Lagerung durch verschiedene Zubereitungen der Eicheln entgegenzuwirken. Die Lagerfähigkeit und die Haltbarkeit werden dadurch verbessert.

Zusätzlich zu den Eichel-Futterproben standen Harnproben von Schweinen, die im Stall mit bestimmten Eichelmengen gemästet wurden, zur Verfügung. Zum Vergleich lagen des weiteren Harnproben von herkömmlich gefütterten Schweinen vor.

3.2.1. Ganze Eicheln

Die ganzen Eicheln wurden in der Umgebung Hannovers gesammelt und können damit eindeutig ihrer Art zugeordnet werden.

Eicheln von Q. robur L. und Q. petraea Liebl. (Fagaceae) wurden in Hannover und Umgebung im Herbst 2006 und im Herbst 2007 gesammelt. Dabei wurde darauf geachtet, dass die reifen und die grünen Eicheln unbeschädigt waren und keine Löcher aufwiesen.

Die ganzen Eicheln wurden zunächst mit einem Messer zerteilt, dann mit Hilfe einer Moulinette zerkleinert, um eine optimale Extraktion zu gewährleisten. Um mögliche Verluste während der Lagerung zu minimieren, sind alle Proben vakuumverpackt und dann bei –18 °C bis zur endgültigen Probenanalyse gelagert worden.

3.2.2. Futterproben der Fa. Büning

Um der steigenden Nachfrage nach Produkten mit Eicheln gefütterter Schweinen gerecht zu werden, mussten zunehmend mehr Eicheln gelagert werden. Daher war die zunächst praktizierte thermische Trocknung der Eicheln (2006) nicht mehr praktikabel. 2007 wurde auf Silieren von Eichelschrot umgestellt. Das Probenmaterial wurde freundlicherweise von der Fa. Büning/Bentheimer Schweine zur Verfügung gestellt.

Diese Proben wurden vakuumverpackt verschickt und sofort nach Erhalt im Institut für Chemische Analytik bei –18 °C bis zur Probenaufbereitung eingefroren.

3.2.2.1. Thermisch getrocknetes Eichelschrot

Die Trocknung der zuvor geschroteten Eicheln erfolgte bei ca. 85 °C. Dadurch wurde die Schimmelbildung während der Lagerung weitestgehend ausgeschlossen.

Allerdings bringt diese Verarbeitungsmethode einen hohen Arbeits- und Kostenaufwand mit sich, weshalb die Firma Büning die Trocknung durch das weniger aufwendige Silieren der Eicheln abgelöst hat.

Da das thermisch getrocknete Eichelschrot bereits ausreichend zerkleinert war, blieb dieses Probenmaterial bis zur Verarbeitung tiefgekühlt und wurde erst kurz vor der eigentlichen Analyse geöffnet und dann weiterverarbeitet.

3.2.2.2. Eichelsilage

Für die Konservierung durch Silieren sind nahezu alle Grünfuttermittel geeignet wie Gras, Mais, kleeartige Futterpflanzen, Luzerne, Ackerbohnen, Hafer sowie Rübenblätter. Dabei wird das wasserhaltige Material gehäckselt und luftdicht abgedeckt. Bei Bedarf kommen Silierhilfsmittel zum Einsatz, um die Qualität der Silage zu verbessern und einen schnellen Gärprozess zu gewährleisten.

Der Siliervorgang setzt damit ein, dass sich die Milchsäurebakterien vermehren und den Zuckeranteil der Pflanzenmasse in Milchsäure vergären. Diese gibt der Silage den typisch säuerlichen Geruch und Geschmack. Der pH-Wert sinkt auf 4 und verhindert so das Wachstum von Fäulnisbakterien. Wird die Silage schließlich noch saurer, werden auch die Milchsäurebakterien gehemmt. Die Gärung kommt so zum Stillstand und das silierte Futter ist nun lange Zeit haltbar.

Während des Silierprozesses wird im Siliergut enthaltener Zucker bzw. Stärke durch Bakterien in Milchsäure umgewandelt, etwas Essigsäure, und, wenn der Silierprozess nicht optimal verläuft, mehr oder weniger viel Buttersäure. Sie werden als Gärsäuren bezeichnet.

Nasssilagen neigen aufgrund des Wassergehalts sowie geringer Zuckergehalte oft zu Essig- und Buttersäuregärung. Die pH-Wert-Absenkung ist in diesem Falle nicht so stark wie bei der Milchsäuregärung. Zudem kann in diesen Silagen Milchsäure bakteriell in Essig- und Buttersäure umgewandelt werden.

Zur Konservierung der gesammelten 48 Tonnen Eicheln (2007) verwendete die Fa.

Büning 215 Liter eines Siliermittels, das aus Natriumbenzoat und Propionsäure besteht. Propionsäure wird für diese Zwecke häufig genutzt, da diese Säure nicht nur den Gärverlauf fördert, sondern gleichzeitig auch die aerobe Stabilität verbessert und energieliefernd wirkt.

Zur Silierung von Eicheln im Speziellen sind in der Literatur keine Angaben zu finden.

Analog zu den oben aufgeführten Grünfutterarten ist bei der Silierung von Eicheln unter dem Einsatz von Siliermittel das Entstehen von Milchsäure, aber auch Essigsäure und vermutlich auch von Buttersäure zu erwarten.

Das vorliegende Probenmaterial wies einen ausreichenden Zerkleinerungsgrad auf.

Es blieb bis zur Verarbeitung tiefgekühlt und wurde erst kurz vor der eigentlichen Analyse geöffnet und dann weiterverarbeitet.

3.2.3. Weiteres Probenmaterial

Neben den oben genannten Eichelproben wurde für eine bessere Bewertung der Effektivität der Waldweide als mögliche Mastform weiteres Probenmaterial (verschiedene Reifegrade der Eicheln, unterschiedliche Eichelarten; siehe Tabelle 3.1.) gesammelt.

Um beurteilen zu können, ob Schweine während der Eichelmast im Wald über einen langen Zeitraum ausreichend hohe Polyphenolgehalte zu sich nehmen, dürfen sowohl grüne Eicheln als auch überreife, leicht zersetzte Eicheln und Eichenlaub nicht außer Acht gelassen werden.

Beim Sammeln des Probenmaterials wurde darauf geachtet, dass die grünen Eicheln ganz waren und nur die überreifen Eicheln leicht aufgesprungen und auch vereinzelt Löcher hatten.

Übersicht 3.1. Übersicht über das Probenmaterial, die Herkunft, den Reifegrad sowie die Verarbeitung der Eicheln

Probenmaterial Herkunft Jahr Reifegrad Verarbeitung

ganze, grüne Eicheln vom Baum gepflückt 2006 frisch, unreif ganze, reife Eicheln vom Boden gesammelt 2006 frisch, reif

Eichelschrot Fa. Büning 2006 reif thermisch getrocknet

Eichelsilage Fa. Büning 2007 reif siliert

zerfallene Eicheln vom Boden gesammelt 2006 überreif, bereits leicht zerfallen Roteicheln vom Boden gesammelt 2006 frisch, reif

Selbstverständlich deckten diese Proben nicht das komplette Futterspektrum der

Selbstverständlich deckten diese Proben nicht das komplette Futterspektrum der

Im Dokument Phenolische Inhaltsstoffe in Eicheln (Früchte von Quercus spp.) sowie im Harn von Schweinen bei Nutzug von Eicheln als Futtermittel (Seite 64-0)