2. Literaturübersicht
2.5 Physiologische Chemie
2.5.2 Funktionen der Thiaminverbindungen im Organismus
Das freie Thiamin erfüllt seine Aufgabe, indem es die einzige Form ist, die von der Darmwand aufgenommen und nach Phosphorylierung zum TDP und erneuter De-phosphorylierung aus den Enterozyten freigesetzt wird.
Für TP ist bisher keine spezielle physiologische Funktion nachgewiesen worden (ZHAO et al., 2002).
Das im Körper synthetisierte Thiamindiphosphat wird für verschiedene Reaktionen benötigt. Entscheidende Bedeutung hat seine Beteiligung am Pyruvat-Dehydrogenase-Komplex und an der Alpha-Ketoglutarat-Dehydrogenase (BALL, 2004).
Einige weitere Beispiele für Reaktionen mit Thiamindiphosphat als essentiellem Cofaktor sind:
a) Beteiligung an der Synthese von Kohlenhydraten in der Photosynthese (Kohlenstofffixierungsreaktionen der Photosynthese)
b) Beteiligung an der Biosynthese von Valin und Leucin durch die Acetolacetat-Synthetase
c) Beteiligung an der alkoholischen Gärung durch Pyruvat-Decarboxylase
P O O O
P O O
O N
N
N
H3C
S
C
O H3C
NH2
H
H
Abb. 9: TP2 mit Darstellung des aciden Protons an C2 (rot)
Der funktionelle Teil des TP2 ist der Thiazolring. Das Proton am C2 des Ringes (rot in Abb.
9) ist vergleichsweise acide. Bei seiner Abspaltung entsteht ein Carbanion (Abb 11 a), welches die aktive Spezies bei TP2-abhängigen Reaktionen darstellt, da es sich leicht an Carbonylgruppen addiert (Abb. 10).
P O
Abb. 10: Addierte Carbonylgruppe an das Carbanion
Bei der Reaktion der Pyruvat-Dehydrogenase fungiert das TP2 - Carbanion zunächst als Nucleophil, das sich an die Carbonylgruppe des Pyruvats addiert (Abb. 11a und b).
N
Abb. 11: Reaktionen des Thiazoliumringes des TP2 bei Pyruvatanlagerung
Abb. 9, 10, 11 modifiziert nach LEHNINGER et al., 1998
a) Funktion des Thiazoliumringes des TDP als Nucleophil für Pyruvat (rot) b) Addition des Pyruvats (rot)
c) Decarboxylierung des Pyruvat unter Freisetzung von CO2 und Bereitstellung einer senke zur Stabilisierung
d) Protonierung des Thiazoliumringes und Freisetzung von Acetaldehyd
Anschließend folgt eine Decarboxylierung des Pyruvats, die in der Bildung eines instabilen Carbanions resultiert (Abb. 11c). Der Thiazoliumring des TP2 fungiert nun durch Bereit-stellung einer elektrophilen (Elektronenmangel-) Situation als Elektronensenke, die zu einer Stabilisierung der Verbindung führt und so die Decarboxylierung erleichtert (Abb.
11c). Nach einer Protonierung (Abb. 11d) wird das Reaktionsprodukt Acetaldehyd frei-gesetzt.
Reaktionen wie die von der Pyruvat-Decarboxylase katalysierte Decarboxylierung werden somit durch die Funktion des TP2 stark vereinfacht.
Verallgemeinernd spielt TP2 also eine wichtige Rolle bei der Spaltung von Bindungen, die neben einer Carbonylgruppe liegen (z. B. bei der Decarboxylierung von Alpha-Ketosäuren) und bei chemischen Umlagerungen, bei denen eine aktivierte Aldehydgruppe von einem Kohlenstoffatom auf ein anderes übertragen wird (LEHNINGER et al., 1998).
Das TP2 nimmt seine Schlüsselfunktion als Coenzym hauptsächlich an zwei entscheidenden Stellen des Energiestoffwechels ein.
Zum einen ist seine Bedeutung im Kohlenhydratmechanismus hervorzuheben. Nach dem Abbau von Glucose zu Pyruvat im Rahmen der Glykolyse folgt die Bindung des Pyruvats mit Hilfe von TP2 an den mitochondrialen Pyruvat-Dehydrogenase-Komplex, um einen Abbau zu Acetyl-Co-A und Kohlenstoffdioxid und somit die Einschleusung in den nachfolgenden Citronensäurezyklus zu ermöglichen.
Der Pyruvat-Dehydrogenase-Komplex besteht aus mehreren Kopien der drei Enzyme Pyruvat-Dehydrogenase (E1), Dehydrolipoyl-Transacetylase (E2) und Dehydrolipoyl-Dehydrogenase (E3). Die Anzahl der Kopien und somit die Größe des Komplexes ist von Organismus zu Organismus verschieden (Abb. 12 und 13).
Abb. 12: Modell der Organisation des Pyruvatdehydrogenasekomplexes
(LEHNINGER et al., 1998)
Den Kern des Clusters bildet die Dihydrolipoyl-Transacetylase (E2), in 24 Kopien folgendermaßen dargestellt:
- an eine innere katalytische Domäne (grün) sind Verbindungssegmente (grau) gebunden - an die Verbindungssegmente ist eine E1 (orange)/E3 (gelb) – bindende Domäne (blau) und eine biegsame Lipoyllysyl – Domäne (rot) gebunden
- an den aus E2-Molekülen bestehenden Kern sind 12 Kopien der E1 und 6 Kopien der E3
gebunden
Die Dehydrolipoyl – Dehydrogenase (E3) bindet das Coenzym FAD (siehe Tab. 2 und Abb.
13), während das TP2 als Coenzym an die Pyruvat-Dehydrogenase (E1) gebunden ist (Abb. 13) und somit einen Teil der Zellatmungskette in den Mitochondrien (LEHNINGER et al., 1998) darstellt. Es bindet und decarboxyliert das Pyruvat, wie in Abb. 11 und Abb. 13 dargestellt unter Freisetzung von CO2, so dass nur noch ein Hydroxyethylderivat des Pyruvats am TP2 gebunden bleibt (siehe Abb. 11c).
Nun folgend wird die Hydroxyethylgruppe zur Carbonsäure (Acetat) oxidiert. Die beiden bei dieser Reaktion abgespaltenen Elektronen reduzieren die S-S-Einheit an E2 (siehe Abb. 13) zu zwei Thiolgruppen, von denen eine die Acetylgruppe des Pyruvats bindet. Die Elektronen- sowie die Übertragung des Acetats von E1 auf E2 werden von der Pyruvat-Dehydrogenase mit Hilfe des TP2 katalysiert. Nachfolgend bildet das an die Thiol-Gruppe
gebundene Acetat durch Umesterung mit Co-A und Abspaltung vom Komplex das Acetyl
Abb. 13: Oxidative Decarboxylierung von Pyruvat zu Acetyl-Co-A durch den Pyruvat-Dehydrogenase-Komplex
(modifiziert nach LEHNINGER et al., 1998) E1: Pyruvat-Dehydrogenase
E2: Dehydrolipoyl-Transacetylase E3: Dehydrolipoyl-Dehydrogenase
Die restlichen vom Pyruvatdehydrogenasekomplex katalysierten Schritte werden ohne die Mithilfe von TP2 durch Elektronenübertragungen realisiert und resultieren in einer voll-ständigen Wiederherstellung des Enzymkomplexes, so dass ein neues Pyruvatmolekül aufgenommen werden kann (LEHNINGER et al., 1998).
Oxidiertes
Ein zweites Schlüsselenzym für die Energiegewinnung mit Hilfe von TP2 ist ebenfalls ein Enzymkomplex, der Alpha-Ketoglutarat-Dehydrogenase-Komplex. Dieser Komplex ist Teil des Zitronensäurezyklus (Abb. 14) in dem das durch den Kohlenhydratstoffwechsel gewonnene Acetyl-Co-A vollständig zu Kohlenstoffdioxid abgebaut wird, wobei letztendlich ein Elektronenfluss entsteht, der in der Atmungskette benötigt wird, um Adenosintriphosphat zu bilden, welches der Energielieferant des gesamten Organismus ist.
Wie der schon erwähnte Pyruvat-Dehydrogenase-Komplex ist der Ketoglutarat-Dehydrogenase-Komplex ebenfalls in den Mitochondrien lokalisiert. Die Alpha-Ketoglutarat-Dehydrogenase speichert Energie über die Bildung reduzierter Cofaktoren und bildet wichtige Vorstufen für andere Reaktionen im Körper.
Sie kommt im vierten Schritt des Zitronensäurezyklus zum Einsatz, in dem Alpha-Ketoglutarat zu Succinyl-Co-A oxidiert wird. Hier findet ähnlich wie im vorher beschriebenen Mechanismus des Pyruvat-Dehydrogenase-Komplexes eine oxidative De-carboxylierung statt.
Die Enzymkomplexe sind einander sehr ähnlich. Wie beim schon beschriebenen Pyruvat-Dehydrogenase-Komplex (Abb. 13) besteht dieser ebenfalls aus drei Enzymen E1, E2, und E3, die denen aus der Pyruvatdehydrogenase analog sind. Das erste Enzym (E1) allerdings, an dem wieder das Thiamindiphosphat gebunden ist, unterscheidet sich be-züglich seiner Aminosäuresequenz vom E1 der Pyruvat-Dehydrogenase. Somit ist die Substratspezifität beider Enzyme gewährleistet. Die zweite und dritte Untereinheit sind dagegen in beiden Enzymkomplexen nahezu identisch.
Abb. 14: Zitronensäurezyklus (www.chempage.de/lexi/citratcylus.htm)
Das gebildete Succinyl-Co-A ist eine Vorstufe von Porphyrinen und des Häms, welches ein essentieller Bestandteil der Erythrozyten ist. Höchstwahrscheinlich haben beide Komplexe den gleichen Ursprung in der Evolution (LEHNINGER et al., 1998).
Neben der Pyruvat-Dehydrogenase und der Alpha-Ketoglutarat-Dehydrogenase benötigen die Enzyme, welche die aus den den verzweigtkettigen Aminosäuren Valin, Leucin und
Isoleucin gebildeten Ketosäuren oxidativ decarboxylieren, TP2 als Cofaktor. Eine Zu-sammenfassung aller drei bisher diskutierten Reaktionswege liefert Abb. 15.
N Um das Coenzym zu bilden wird Thiamin in Leber und
Hirn in die Diphosphatform überführt.
A cetyl-CoA
???
Abb. 15: Die Funktion von Thiamin als Coenzym in drei enyzmatisch katalysierten Reaktionen
Weiterhin übernimmt TP2 eine wichtige Funktion als Coenzym der Transketolase, unter deren Mitwirkung Pentosen und Hexosen reversibel ineinander umgewandelt werden können (Abb. 16).
Vor allem die Bildung von Ribose-5-phosphat aus Hexosen ist von Bedeutung, da Ribose-5-phosphat ein wichtiger Baustein für die Synthese von Nukleinsäuren ist.
CH2OH Abb. 16: Funktion des Thiamins als Coenzym der Transketolase
Die genaue Aufgabe und Physiologie des TP3 im Stoffwechsel ist nicht so weitgehend erforscht, wie die des TP2 (MIYOSHI et al., 1990). Bekannt ist, dass es nur zu etwa einem Prozent des Thiamingesamtgehaltes in Gehirn und Nervengewebe vorhanden ist (Tab. 3), dort aber wichtige spezifische Funktion übernimmt (EDER et al., 1976; COOPER und PINCUS, 1979; MATSUDA und COOPER, 1981a; BALL, 2004). Gesondert sind die Schweine- und Hühnermuskulatur zu betrachten. Dort macht es bis zu 80 % des Thiamin-gesamtgehaltes aus (EGI et al. , 1986; KAWASAKI und EGI, 2000).
Beide bisher bekannten Funktionsorte des TP3 werden getrennt voneinander besprochen.
Damit TP3 seine Aufgaben in Gehirn und Nervengewebe wahrnehmen kann, muss es zunächst synthetisiert werden (Abb. 8). Dazu muss das Thiamin aus dem Blut durch die Blut-Hirn-Schranke ins Gehirn, genauer in die Cerebrospinalflüssigkeit, gelangen. 1982 führten GREENWOOD et al. Untersuchungen zu diesem Thema durch. Sie erforschten an Ratten, dass die Menge des Thiamins, das die Blut-Hirn-Schranke passierte, immer ähnlich der Menge war, die das Gehirn verbrauchte. Es werden somit keine Reserven für den Fall einer Thiaminmangelsitutation angelegt, obwohl die Nervenzellen auf Thiamin zur
Erhaltung ihrer Funktion essentiell angewiesen sind, da sie ihre Energie ausschließlich durch die Glykolyse gewinnen können.
Bei einer Thiaminmangelsitutation ist das Gehirn dennoch das Gewebe, das am längsten seinen Thiaminstatus aufrecht erhalten kann (BALL, 2004). Bei Untersuchungen an Lämmern konnte gezeigt werden, dass auch nach 4-wöchiger Thiaminrestriktion besonders der TP3-Gehalt im Gehirn nur marginal fällt. Nach dieser Zeit waren beim Thiamingesamtgehalt des Gehirns Verluste von bis zu 20 % zu verzeichnen, die aber fast ausschließlich auf die Reduktion der T- , TP- und TP2-Gehalte zurückzuführen waren. Dies deutet auf eine besondere Bedeutung des TP3 im Gehirn trotz seiner niedrigen Konzentration hin, die möglicherweise unabhängig vom nicht phosphorylierten Thiamin sowie den anderen Thiaminphosphate zu sehen ist (THORNBER et al., 1980).
Den Hauptanteil der Thiaminphosphate im Gehirn nimmt das TP2 ein. Das ca. 1 % TP3
verteilt sich nicht gleichmäßig im Gehirn, sondern ist auffällig stark in den Zellmembranen konzentriert, was auf seinen Wirkungsort schließen lässt (MATSUDA und COOPER, 1981a; MATSUDA und COOPER, 1981b).
-
Abb. 17: Ionenkonzentrationen an der Nervenmembran – schematisch -
Kalium und Chloridionen können durch die Ionenkanäle diffundieren.
Die Membran ist für Natriumionen praktisch undurchlässig.
Wegen hoher Kaliumkonzentration im Zellinnern strömen Kaliumionen laufend durch die Membranporen in das Außenmedium.
Chloridionen, deren Konzentration außen höher ist, strömen in geringerem Umfang ein.
Außerhalb der Zelle entsteht ein Überschuss an positiv geladenen Ionen, innen ein Überschuss an negativ geladenen Ionen.
Diese Potentialdifferenz bremst den Kaliumausstrom.
Ein Gleichgewicht stellt sich ein, bei dem das Zellinnere gegenüber dem Zelläußeren negativ geladen ist.
Dieses Gleichgewicht wird als Ruhepotential bezeichnet und von TP3 laut BETTENDORF et al., 1990 durch Aktivierung der Chloridionenkanäle gefördert.
Zellmembran Zellmembran Zellmembran Zellmembran
Auch in den Membranen der peripheren Nervenzellen konnte das TP3 nachgewiesen werden (BALL, 2004). Es scheint somit eine wichtige Funktion im Nervengewebe zu erfüllen, die zum Teil von EICHENBAUM und COOPER entschlüsselt werden konnte (EICHENBAUM und COOPER, 1971). Sie zerstörten das endogene Thiamin mittels ultra-violetter Strahlung und zeigten, dass die Nervenerregbarkeit ohne Thiamin deutlich ab-nimmt. Die nicht mehr stimulierbaren Nerven nahmen ihre Funktion aber wieder auf, wenn sie in eine thiaminhaltige Lösung überführt wurden. Diese Ergebnisse konnten von SASA et al. 1976 nach einem Experiment an Flusskrebsaxonen bestätigt werden.
SCHOFFENIELS et al. erforschten dagegen 1990, dass das TP3 in eine Art Anion-Transportsystem involviert ist, und BETTENDORF et al. 1993 konnten nachweisen, dass es eine Rolle in der Aktivierung von Chlorid-Kanälen (Abb. 17) im Rattenhirn spielt.
Die Aufnahme von Chloridionen wurde bei Anwesenheit von TP3 um ca. 10 % erhöht und führte zu einer Membranstabilisierung (BETTENDORFF et al., 1990).
Der Transport von Thiamin in die Cerebrospinalflüssigkeit ist wie im Darm ebenfalls hauptsächlich Carrier-gesteuert. Auch diese Carrier transportieren Thiamin nicht maßlos, sondern es wird eine Sättigung erreicht, die bei Kaninchen und Ratten bei der doppelten der üblicherweise im Gehirn vorhandenen Konzentration liegt.
Dies zeigt, dass sowohl der Verlust als auch die Aufnahme in möglichst genauen Grenzen gehalten wird. Sogar nach einer intravenösen Injektion großer Dosen Thiamins änderte sich die Thiaminkonzentration im Gehirn nur marginal (SPECTOR, 1982).
Die hohen TP3-Konzentrationen von bis zu 80 % in der Hühner- und Schweinemuskulatur untersuchten MATSUDA et al. 1989. Dabei galt es die Frage zu klären, ob ähnliche Funktionen wie im Gehirn auch in dieser Muskulatur nachweisbar wären. Leider konnte dies nicht bestätigt werden, da keine erhöhten Konzentrationen von TP3 in den Zellmembranen der Muskulatur nachweisbar waren. Somit ist eine generelle Funktion des TP3 als Membranstabilisator auszuschließen (MATSUDA et al., 1989).
Tierart Probe TP3 [µg/g] Thiamingesamtgehalt des Organs [µg/g] Literaturstelle
Schwein Skelettmuskel 9,2 12,84
Ratte Gehirn 0,02 4,55
Muskel 0,08 2,03
Meerschwein Gehirn 0,03 3,01
Muskel 0,06 0,72
Leber 0,03 7,52
junges Schwein Gehirn 0,07 1,82
Muskel 3,12 5,42
Niere 0,02 5,25
EGI et al., 1986
Ratte Hirn -gesamt- 6,3 n.p.
Filtrat 1,26 n.p.
Rückstand 5,35 n.p.
BETTENDORF et al., 1993
Ratte Leber 0,34 13,41
Gehirn 0,02 2,84
Schwein roter Muskel 83,05 156,28
weißer Muskel 45,23 57,47
KAWASAKI und EGI, 2000
Tab.3: TP3-Gehalte in verschiedenen Organen
n.p.: Werte nicht publiziert
Überschüssig aufgenommene Mengen von Thiamin werden nach erfolgter Gewebesättigung rasch mit dem Harn vor allem in Form des TP ausgeschieden. In geringen Mengen werden auch das TP2 sowie verschiedene Metabolite wie Thiochrom, Thiaminsäure und Methylthiazolessigsäure ausgeschieden (TERNES, 2008).
Über die Galle wird nur wenig und vor allem bei hoher Thiaminaufnahme ausgeschieden, ebenso wie bei hohen Temperaturen über die Haut durch Schwitzen (BENDER und BENDER, 1997). Letzteres führte zeitweise dazu, dass Thiamin sogar als Insektenabwehrmittel propagiert wurde (RÖMPP, 2004).