Anpassung des intestinalen Glukosetransports bei Ziegen an unterschiedliche Stärkegehalte und unterschiedliche ruminale Stärkeabbaubarkeiten in
Futtermitteln
INAUGURAL - DISSERTATION zur Erlangung des Grades einer Doktorin
der Veterinärmedizin
- Doctor medicinae veterinariae - (Dr. med. vet.)
vorgelegt von Meike Zurich aus Gronau
Hannover 2009
1. Gutachter: Prof. Dr. Gerhard Breves 2. Gutachter: Prof. Dr. Marcus Pröpsting
Tag der mündlichen Prüfung: 18.05.2009
Für Meine Eltern
Zurich, M., B. Schröder, S. Leonhard-Marek u. G. BREVES (2008):
Adaptation of intestinal glucose transport in goats to different dietary carbohydrate sources.
Vortrag, 18. Tagung der DVG-Fachgruppe Physiologie und Biochemie 9. - 11.03.2008 in Leipzig
Abstract in: LBH: Proceedings 18. Tagung der DVG-Fachgruppe Physiologie und Biochemie, 43
Zurich, M., B. Schröder, S. Leonhard-Marek u. G. BREVES (2008):
Adaptation of intestinal glucose transport in goats to different dietary carbohydrate sources.
Vortrag, 62. Tagung der Gesellschaft für Ernährungsphysiologie 1. - 3.04.2008 in Göttingen
Abstract in: Proc. Soc. Nutr. Physiol. 17, 120
INHALTSVERZEICHNIS
1 EINLEITUNG ... 1
2 LITERATUR UND ZIELSETZUNG DER ARBEIT ... 4
2.1 Mechanismen des intestinalen Glukosetransports ... 4
2.1.1 Transzellulärer Glukosetransport ... 5
2.1.2 Parazellulärer Glukosetransport... 13
2.2 Intestinaler Glukosetransport beim Wiederkäuer ... 14
2.2.1 Entwicklungsabhängige Veränderungen im Proteingehalt des SGLT1 und in der Na+ -abhängigen Glukoseaufnahme ... 15
2.2.2 Substratinduktion des SGLT1 und der Na+-abhängigen Glukoseaufnahme 16 2.3 Zielsetzung der Arbeit ... 18
3 MATERIAL UND METHODEN ... 20
3.1 Fütterungsversuch ... 20
3.1.1 Versuchstiere ... 20
3.1.2 Fütterungsgruppen... 21
3.1.3 Futterzuteilung und Futteraufnahme ... 23
3.1.4 Gesundheitszustand der Versuchstiere ... 25
3.1.5 Gewichtsentwicklung der Versuchstiere... 26
3.2 Tötung der Versuchstiere und Probenentnahme... 27
3.2.1 Tötung der Versuchstiere... 27
3.2.2 Probenentnahme ... 28
3.3 Bestimmung der Stärke- und Glukosekonzentrationen in den Ingesta 29 3.3.1 Gefriertrocknung der Ingesta ... 29
3.3.2 Vorbehandlung der gefriergetrockneten Ingesta ... 30
3.3.3 Bestimmung der Stärkekonzentrationen in den Ingesta... 30
3.3.4 Bestimmung der Glukosekonzentrationen in den Ingesta... 32
3.4 Messung der pH-Werte in den Ingesta ... 33
3.5 Funktionelle Untersuchungen zur Glukoseaufnahme in jejunale BSMV... 34
3.5.1 Präparation jejunaler BSMV... 34
3.5.1.1 Präparationspuffer ... 35
3.5.1.2 Durchführung ... 35
3.5.2 Anreicherungen der BSM und der BLM; Proteinausbeuten ... 40
3.5.2.1 Bestimmung der Aktivitäten der alkalischen Phosphatase (AP)... 41
3.5.2.2 Bestimmung der Aktivitäten der Na+/K+-ATPase... 42
3.5.2.3 Bestimmung der Proteingehalte... 44
3.5.3 Messung der Glukoseaufnahmen in die BSMV... 45
3.5.3.1 Durchführung ... 45
3.5.3.2 Inkubationsansätze zur zeitabhängigen Glukoseaufnahme... 46
3.5.3.3 Inkubationsansätze zur Glukoseaufnahme in Abhängigkeit von der extravesikulären Osmolarität... 47
3.5.3.4 Inkubationsansätze zur konzentrationsabhängigen Glukoseaufnahme ... 49
3.5.4 Berechnung der Glukoseaufnahmen ... 51
3.5.5 Berechnung der Vesikelvolumina... 51
3.5.6 Berechnung der kinetischen Kenngrößen Vmax und Km der Na+-abhängigen Glukoseaufnahmen ... 52
3.6 Funktionelle Untersuchungen zum Glukosetransport in Ussingkammern ... 53
3.6.1 Prinzip der Ussingkammer-Technik ... 54
3.6.2 Verwendete Apparaturen ... 57
3.6.3 Verwendete Pufferlösungen... 57
3.6.4 Durchführung der Untersuchungen... 58
3.6.4.1 Eichung ... 58
3.6.4.2 Präparation und Einspannen der Mukosa in die Ussingkammern... 59
3.6.4.3 Versuchsprotokoll 1 ... 59
3.6.4.4 Versuchsprotokoll 2 ... 61
3.6.5 Auswertung der elektrophysiologischen Parameter ... 62
3.6.5.1 Verlaufskurven der Kurzschlussströme und Gewebeleitfähigkeiten... 63
3.6.5.2 Definierte Zeitfenster... 64
3.6.6 Berechnung der Glukosefluxe... 65
3.6.7 Auswertung der unidirektionalen Glukosefluxe ... 66
3.6.7.1 Verlaufskurven ... 66
3.6.7.2 Definierte Zeitfenster... 67
3.7 Bestimmung der Glukosekonzentrationen im Blutplasma... 67
3.7.1 Plasmagewinnung... 67
3.7.2 Messung der Glukosekonzentrationen im Blutplasma ... 68
3.8 Statistische Auswertung ... 69
3.9 Verwendete Substanzen... 71
4 ERGEBNISSE ... 72
4.1 Stärke- und Glukosekonzentrationen in den Ingesta... 72
4.1.1 Panseningesta ... 72
4.1.2 Ingesta des proximalen Jejunums... 74
4.1.3 Ingesta des distalen Jejunums... 76
4.2 pH-Werte in den Ingesta ... 78
4.2.1 Panseningesta ... 78
4.2.2 Ingesta des proximalen Jejunums... 79
4.2.3 Ingesta des distalen Jejunums... 80
4.3 Funktionelle Untersuchungen zur Glukoseaufnahme in jejunale BSMV... 80
4.3.1 Anreicherungen der BSM und der BLM ... 80
4.3.2 Proteinausbeuten... 81
4.3.3 Glukoseaufnahmen als Funktion der Zeit... 82
4.3.4 Vesikelvolumina ... 83
4.3.5 Glukoseaufnahmen als Funktion der extravesikulären Osmolarität ... 84
4.3.6 Kinetik der konzentrationsabhängigen Glukoseaufnahmen ... 87
4.4 Funktionelle Untersuchungen zum Glukosetransport in Ussingkammern ... 89
4.4.1 Zeitverläufe der elektrophysiologischen Parameter in Versuchsprotokoll 1 89
4.4.2 Zeitverläufe der unidirektionalen Glukosefluxe in Versuchsprotokoll 1 ... 91
4.4.3 Definierte Zeitfenster in Versuchsprotokoll 1... 95
4.4.4 Zeitverläufe der elektrophysiologischen Parameter in Versuchsprotokoll 2 98 4.4.5 Zeitverläufe der Glukosefluxe in Versuchsprotokoll 2 ... 98
4.4.6 Definierte Zeitfenster in Versuchsprotokoll 2... 103
4.5 Glukosekonzentrationen im Blutplasma... 105
5 DISKUSSION...106
5.1 Stärke- und Glukosekonzentrationen in den Ingesta... 106
5.1.1 Methodik/Bestimmung der Stärkekonzentrationen... 106
5.1.2 Methodik/Bestimmung der Glukosekonzentrationen... 107
5.1.3 Messwerte... 108
5.1.3.1 Panseningesta ... 108
5.1.3.2 Ingesta des proximalen Jejunums... 112
5.1.3.3 Ingesta des distalen Jejunums... 116
5.2 pH-Werte in den Ingesta ... 118
5.2.1 Methodik ... 118
5.2.2 Messwerte... 118
5.2.2.1 Panseningesta ... 118
5.2.2.2 Ingesta des proximalen und distalen Jejunums ... 121
5.3 Funktionelle Untersuchungen zur Glukoseaufnahme in jejunale BSMV... 122
5.3.1 Methodik/Qualität der BSMV und der Aufnahmestudien... 122
5.3.1.1 Anreicherungen der BSM und der BLM ... 123
5.3.1.2 Proteinausbeuten... 124
5.3.1.3 Funktionelle Integrität der Vesikel/Glukoseaufnahmen als Funktion der Zeit... 124
5.3.1.4 Vesikelvolumina ... 125
5.3.1.5 Bindung von Glukose an die BSM ... 125
5.3.2 Messwerte/Kinetik der konzentrationsabhängigen Glukoseaufnahmen.... 126
5.4 Funktionelle Untersuchungen zum Glukosetransport in
Ussingkammern ... 133
5.4.1 Methodik/Funktionalität der Gewebe... 133
5.4.2 Messwerte... 134
5.5 Glukosekonzentrationen im Blutplasma... 140
5.5.1 Methodik ... 140
5.5.2 Messwerte... 140
5.6 Mögliche Bedeutung der Befunde für die Fütterung von Bypass-Stärke an Hochleistungsmilchkühe... 142
5.6.1 Aussagekraft der Befunde... 142
5.6.1.1 Tiermodell ... 142
5.6.1.2 Fütterungsmodell ... 143
5.6.2 Schlussfolgerungen für die Fütterung von Bypass-Stärke an Hochleistungsmilchkühe ... 144
6 ZUSAMMENFASSUNG...145
7 SUMMARY ...147
8 LITERATURVERZEICHNIS...149
9 DANKSAGUNG...182
ABKÜRZUNGSVERZEICHNIS
In der vorliegenden Arbeit werden die über den üblichen Sprachgebrauch hinausgehenden und nachfolgend aufgeführten Abkürzungen verwendet, wobei nur in bestimmten Kapiteln vorkommende Abkürzungen gesondert in den jeweiligen Kapiteln erläutert werden. Chemische Elemente werden im Rahmen dieser Arbeit entsprechend der Internationalen Nomenklatur abgekürzt, die Chemikalien der Pufferlösungen sind separat in Tabelle 3.11 aufgelistet und die Abkürzungen in Abbildungen oder Tabellen sind den zugehörigen Legenden zu entnehmen.
x Arithmetischer Mittelwert
% Prozent
∆Isc (Glk) glukoseinduzierter Kurzschlussstrom (∆Isc (Glk) = Isc – Isc (basal))
°C Grad Celsius
µA Mikroampere µCi Mikrocurie µEq Mikroäquivalent µl Mikroliter µmol Mikromol
ADP Adenosindiphosphat
Aq. bidest. Aqua bidestillata; zweifach destilliertes Wasser Aq. dest. Aqua destillata; destilliertes Wasser
ATP Adenosintriphosphat BSM Bürstensaummembran BSMV Bürstensaummembranvesikel c Konzentration
cm Zentimeter
cm² Quadratzentimeter E Extinktion
FM Frischmasse g Gramm
g Vielfaches der Erd- oder Normalfallbeschleunigung (gn = 9,80665 m · s2)
GLUT2 glucose transporter 2
Gt Gewebeleitfähigkeit
h Stunde
H2O Wasser
I. E. Internationale Einheiten
Isc Kurzschlussstrom
Isc (basal) basaler Kurzschlussstrom (siehe Kapitel 3.5.6.2) Jms Flux von mukosal nach serosal
Jnet Nettoflux (Jnet = Jms – Jsm) Jsm Flux von serosal nach mukosal kBq Kilobequerel kDa Kilodalton kg Kilogramm
Km Michaelis-Menten-Konstante, Halbsättigungskonstante bei sättigbarem Transport
l Liter m Meter mg Milligramm min Minute MJ Megajoule ml Milliliter mmol Millimol mol Mol
mRNA messenger RNA
ms Millisekunde mS Millisiemens N Tieranzahl
NADP+ Nikotinamid-Adenin-Dinukleotid-Phosphat NADPH Reduzierte Form des NADP+
NEL Nettoenergie Laktation
nm Nanometer nmol Nanomol
one-way Anova one-way analysis of variance, Einfaktorielle Varianzanalyse P Irrtumswahrscheinlichkeit
pmol Picomol
r² Bestimmtheitsmaß
rmax maximaler Radius
rpm rounds per minute, Umdrehungen pro Minute s Sekunde
SEM standard error of the mean; Standardfehler des Mittelwerts SGLT1 sodium-dependent glucose transporter 1
t Zeit t½ Halbwertszeit
TM Trockenmasse U Units
UPM Umdrehungen pro Minute
uS Ursprüngliche Substanz
Vmax Maximale Aufnahme
1 Einleitung
Die Bemühungen um steigende Milchleistungen haben in den letzten Jahren zu Einzelleistungen von über 15.000 kg Milch pro Laktation und zu durchschnittlichen Herdenleistungen von 10.000 kg Milch pro Laktation geführt. Gleichzeitig sind die Anforderungen an die Energieversorgung der Hochleistungsmilchkühe gestiegen und durch die aktuelle Fütterungspraxis kaum noch zu bewältigen.
Während der mehrere Wochen andauernden Hochlaktation liefern Kühe mit einer Laktationsleistung von 10.000 kg Milch 45 bis 50 kg Milch pro Tag (BREVES u.
RODEHUTSCORD 1999; BREVES 2007). Diese enorme Milchleistung führt zu einem sehr hohen täglichen Energiebedarf der Tiere. Gemäß BREVES und RODEHUTSCORD (1999) setzt sich dieser bei einer Kuh mit 700 kg Lebendmasse aus 40 MJ NEL Erhaltungsenergie und 3,17 MJ NEL pro kg Milchleistung zusammen, so dass eine „10.000-Liter-Kuh“ während der Hochlaktation einen täglichen Energiebedarf von 183,0 bis 198,5 MJ NEL hat.
Selbst bei optimaler Futterqualität und bestem Management kann ein derart hoher Energiebedarf durch die praxisübliche Fütterung (Energieversorgung erfolgt v. a.
durch die Glukoneogenese mit im Pansen zu kurzkettigen Fettsäuren abgebauten Kohlenhydraten als Ausgangssubstanzen) nur schwerlich und ab einem Energie- bedarf von 187,5 MJ NEL nur noch unvollständig gedeckt werden.
Ursächlich hierfür ist eine limitierte Verzehrleistung der Tiere (STÖBER 2002;
BREVES 2007), wobei die Obergrenze der freiwilligen Futteraufnahme bei ca. 25 kg Trockensubstanz anzusetzen ist (BREVES u. RODEHUTSCORD 1999; SCHWARZ u. GRUBER 1999; BREVES 2007). Darüber hinaus kann der Energiegehalt der Ration durch eine Erhöhung des Anteils an leicht fermentierbaren Kohlenhydraten nur begrenzt gesteigert werden (SANFTLEBEN 1999; SCHWARZ u. GRUBER 1999;
BREVES 2007). Rationen, die einen verminderten Anteil an gut strukturiertem Grund- futter zugunsten eines erhöhten Anteils an leicht fermentierbaren Kohlenhydraten aufweisen, bergen das Risiko einer überschießenden ruminalen Kohlenhydrat- fermentation. Des Weiteren sind die Wiederkauaktivität und die puffernde Speichelbildung bei diesen Rationen reduziert, wodurch die Entstehung von
Pansenazidosen begünstigt wird (MATTHÉ 2001; DIRKSEN 2002; REHAGE u.
KASKE 2003). Deshalb sollte die Energiedichte nur mit viel „Fingerspitzengefühl“
(REHAGE u. KASKE 2003) und nicht über 7,2 bis 7,5 MJ NEL pro kg Trockensubstanz hinaus erhöht werden (BREVES u. RODEHUTSCORD 1999;
KOESLING 1999; BREVES 2007).
Die sich während der Hochlaktation ergebende Diskrepanz zwischen dem Energie- bedarf einer hochleistenden Milchkuh und deren möglicher Energieaufnahme führt zwangsläufig zu einer negativen Energiebilanz (STÖBER 2002; BREVES 2007), wobei das eintretende Energiedefizit nicht durch eine umgehende Drosselung der Milchproduktion verringert werden kann (STÖBER 2002). Stattdessen wird zur Kompensation des Energiemangels die Lipomobilisation gesteigert. Bei Belastungen (Futterwechsel, Bewegungsmangel, Klimaschwankungen, Änderungen der Belegungsdichte und der sozialen Rangordnung, Schwergeburten) oder Krankheiten, die mit einer verminderten Fresslust oder Vormagenverdauung einhergehen, kann es jedoch zu einer überschießenden Lipomobilisation kommen. Diese ist durch eine gesteigerte Ketogenese sowie eine vermehrte Ablagerung von Fetten in der Leber gekennzeichnet und kann zur Entstehung von Ketosen, Leberverfettungen und Fruchtbarkeitsstörungen führen (STÖBER 2002; REHAGE u. KASKE 2003).
Aufgrund der aufgezeigten Schwierigkeiten bei der Energieversorgung von Hoch- leistungsmilchkühen wurde in den letzten Jahren das Konzept der Bypass-Stärke zur Verbesserung der Energieversorgung und Stoffwechselentlastung dieser Tiere entwickelt. Ziel dieses Konzepts ist es, durch den Einsatz von Stärketrägern mit einer geringen ruminalen Abbaubarkeit die Stärkepassage in den Dünndarm sowie die dort stattfindende enzymatische Stärkehydrolyse und anschließende Absorption der freigesetzten Glukose zu erhöhen. Hierdurch könnte eine hohe ruminale Stärkefermentation, die die Entstehung von Pansenazidosen begünstigt, vermindert und die Lipomobilisation durch eine erhöhte Glukosebereitstellung herabgesetzt werden (FLACHOWSKY 1999). Über diese möglichen gesundheitlichen Vorteile hinaus könnte durch den Einsatz von Bypass-Stärke die Milchleistung gesteigert werden. So ist die enzymatische Stärkehydrolyse im Dünndarm aus energetischer Sicht effizienter als die ruminale Stärkefermentation zu flüchtigen Fettsäuren
(Fermentationsverluste) und die sich anschließende Glukoneogenese (BLACK 1971;
OWENS et al. 1986)
Nach bisherigem Kenntnisstand kann durch den Einsatz bestimmter Stärketräger (z. B. Maisstärke) der mikrobielle Stärkeabbau im Pansen reduziert und damit die Passage von größeren Stärkemengen in den Dünndarm erreicht werden (LEBZIEN u. ENGLING 1995; LOOSE et al. 1998; PHILIPPEAU et al. 1999; MATTHÉ 2001).
Inwieweit jedoch im Dünndarm von Wiederkäuern die physiologischen Voraus- setzungen seitens der Glukoseresorptionskapazität für eine Nutzung von größeren Mengen an Bypass-Stärke vorhanden sind, wurde bislang noch nicht hinreichend geklärt.
Daher sollte im Rahmen dieser Arbeit die Anpassung des intestinalen Glukosetrans- ports bei Wiederkäuern an unterschiedliche Stärkegehalte und unterschiedliche ruminale Stärkeabbaubarkeiten in Futtermitteln bzw. an damit einhergehende unterschiedliche Glukosekonzentrationen im Dünndarm untersucht werden.
2 Literatur und Zielsetzung der Arbeit
In diesem Kapitel wird zunächst ein Einblick in den Stand der Literatur zu den Mechanismen des intestinalen Glukosetransports und zu deren Anpassung an luminale Glukosekonzentrationen beim Monogastrier gegeben. Anschließend werden die bisherigen Forschungsergebnisse zur Adaptation der Glukoseaufnahme an luminale Glukosekonzentrationen beim Wiederkäuer und die Zielsetzung dieser Arbeit beschrieben.
2.1 Mechanismen des intestinalen Glukosetransports
Die originär in der Nahrung vorhandene Glukose und die bei der Verdauung von Kohlenhydraten anfallende Glukose gelangen sowohl auf transzellulärem als auch auf parazellulärem Wege vom Dünndarmlumen in die Blutkapillaren des Interstitiums und somit in den Körperkreislauf (Abbildung 2.1).
Abbildung 2.1: Postulierte Mechanismen des intestinalen Glukosetransports. Neben dem trans- zellulären Glukosetransport, der durch spezifische Transportproteine in der Bürstensaummembran (SGLT1, GLUT2) und der basolateralen Membran (GLUT2) sowie durch Exozytose vermittelt wird, existiert ein parazellulärer Glukosetransport. Abkürzungen: Glk = Glukose, Glk-6-P = Glukose-6- Phosphat, SGLT1 = sodium-dependent glucose transporter 1, GLUT2 = glucose transporter 2.
Basolaterale Membran Schlussleiste (Tight Junction)
Bürstensaummembran
Na+
Glk K+
K+ Na+ Na+
Glk GLUT2 Glk
SGLT1
Glk Na+
Glk
K+
K+ ~
Glk Glk
GLUT2
Glk Glk-6-P
Glk Glk-6-P
Darmlumen Interstitium
Glk Glk
Exozytose
Basolaterale Membran Schlussleiste (Tight Junction)
Bürstensaummembran
Na+
Glk K+
K+ Na+ Na+
Glk GLUT2 Glk
SGLT1
Glk Na+
Glk
K+
K+ ~
Glk Glk
GLUT2
Glk Glk-6-P
Glk Glk-6-P
Darmlumen Interstitium
Glk Glk
Exozytose
Entlang der Dünndarmachse scheint der Glukosetransport dabei v. a. in den proximalen Abschnitten vonstattenzugehen (DIAMOND et al. 1984; FERRARIS u.
DIAMOND 1986; DYER et al. 2002).
2.1.1 Transzellulärer Glukosetransport
Beim transzellulären Glukosetransport (Abbildung 2.1) wird Glukose durch spezifische Transportproteine in der Bürstensaummembran (sodium-dependent glucose transporter 1 (SGLT1), glucose transporter 2 (GLUT2)) in die Enterozyten aufgenommen. In diesen wird ein geringer Anteil der aufgenommenen Glukose im Rahmen des Zellstoffwechsels metabolisiert (PRITCHARD u. PORTEOUS 1977;
FLEMING et al. 1991; OKINE et al. 1994, 1995). Der weitaus größere Anteil wird jedoch aus der Zelle freigesetzt. Diese Freisetzung wird neben spezifischen Transportproteinen in der basolateralen Membran (GLUT2) durch Exozytose vermittelt.
Inwieweit auch die in jüngster Vergangenheit im Dünndarm entdeckten glucose transporter 7 (GLUT7) und sodium-dependent glucose transporter 4 (SGLT4), die für den Fruktosetransport bei niedrigen luminalen Fruktosekonzentrationen (LI et al.
2004) bzw. den Mannosetransport (TAZAWA et al. 2005) zuständig sein könnten, in den transzellulären Glukosetransport involviert sind, ist noch nicht bekannt.
Molekularbiologische und funktionelle Untersuchungen demonstrieren, dass sich der transzelluläre Glukosetransport in den reifen und differenzierten Enterozyten in den oberen Zweidrittel der Dünndarmzotten abspielt (DUDEJA et al. 1990; MEDDINGS et al. 1990; FERRARIS et al. 1992).
Transport durch die Bürstensaummembran (BSM)
Die Aufnahme von Glukose durch die BSM in die Enterozyten erfolgt durch den SGLT1 (HEDIGER et al. 1987), einem Transporter dessen natürliche Substrate Glukose und Galaktose sind und der der Familie der sodium/glucose cotransporter (SLCA5) zugeordnet wird (WRIGHT u. TURK 2004).
Der SGLT1 ist ein integrales Membranprotein mit einem Molekulargewicht von 75
kDa (HEDIGER et al. 1987). Er weist dem Darmlumen zugewandte Amino- und Karboxylenden auf und durchspannt die BSM mit 14 α-Helices (transmembranale Domänen 1-14), die abwechselnd durch intra- und extrazelluläre polare Amino- säureketten verbunden sind (TURK et al. 1996). Von den transmembranalen Domänen sind maßgeblich die letzten fünf Domänen des Karboxylendes für die Bindung (Affinität und Substratspezifität) und den Transport von Glukose verant- wortlich (PANAYOTOVA-HEIERMANN et al. 1996, 1997).
Der SGLT1 hat mit einem Km-Wert von 0,1 bis 0,6 mmol · l-1 eine hohe Affinität zu Glukose (WRIGHT et al. 2003). Er transportiert zwei Na+-Ionen im Symport mit einem Glukosemolekül (MACKENZIE et al. 1998). WRIGHT et al. (2007) beschreiben den Transportvorgang wie folgt: Zunächst binden die beiden Na+-Ionen an den SGLT1.
Dadurch wird eine Konformationsänderung des Transporters ausgelöst, die die nachfolgende Bindung von einem Glukosemolekül ermöglicht. Im Rahmen einer weiteren Konformationsänderung des SGLT1 werden die Liganden durch die BSM in das Zytoplasma transferiert. Hier dissoziieren zunächst das Glukosemolekül und anschließend die beiden Na+-Ionen vom Transporter. Mit der Relaxation des SGLT1 zur Ausgangskonformation endet der Transportzyklus. Sie postulieren, dass bei 37°C bis zu 100 Transportzyklen pro s ablaufen können, wobei der limitierende Schritt in der Dissoziation der beiden Na+-Ionen vom Transporter liege.
Triebkraft für diesen Transport ist ein zelleinwärts gerichteter elektrochemischer Na+- Gradient (CRANE et al. 1961), der durch die Aktivität der basolateral lokalisierten Na+/K+-ATPase aufrechterhalten wird (HORISBERGER et al. 1991). Diese pumpt unter ATP-Spaltung Na+-Ionen aus der Zelle. Die dabei in die Zelle gelangenden K+- Ionen rezirkulieren durch K+-Kanäle in der BLM (Abbildung 2.1). Da der Aufbau des Gradienten auf einem ATP-verbrauchenden Schritt beruht, wird die Glukose- aufnahme durch den SGLT1 als sekundär aktiver Transport bezeichnet.
Eine kohlenhydratreiche Nahrung führt bei den meisten Spezies zu einer gesteigerten Expression des SGLT1 in den Enterozyten und damit einhergehend zu einer erhöhten Glukoseaufnahme durch die BSM (BODE et al. 1981; DIAMOND et al.
1984; FERRARIS u. DIAMOND 1986; SOLBERG u. DIAMOND 1987; BUDDINGTON
et al. 1991; FERRARIS u. VINNAKOTA 1993; SALMON et al. 2002; MARGOLSKEE et al. 2007; DYER et al. 2009).
MIYAMATO et al. (1993) konnten zeigen, dass ein Zucker weder transportiert noch metabolisiert werden muss, um eine gesteigerte SGLT1-Expression zu induzieren. In ihren Studien fanden sich nicht nur erhöhte mRNA-Gehalte des SGLT1 bei Ratten, die mit den natürlichen Substraten des SGLT1 (Glukose, Galaktose) gefüttert wurden. Auch Ratten, die vom SGLT1 nicht transportierbare (Mannose, Fruktose, Xylose) oder in den Enterozyten nicht metabolisierbare Zucker (3-O-Methylglukose) erhielten, wiesen erhöhte mRNA-Gehalte auf.
Die von FERRARIS und DIAMOND (1992, 1993) durchgeführten Experimente an Mäusen demonstrieren, dass eine kohlenhydratreiche Nahrung die gesteigerte Expression des SGLT1 nur in den Enterozyten der Dünndarmkrypten und nicht in denen der Zotten induzieren kann. Weiterhin ist aus ihren Untersuchungen ersichtlich, dass die Zeitspanne von 1 bis 3 Tagen vom Stimulus bis zur in den Dünndarmzotten gemessenen Zunahme der Transportermenge auf der Migration der vermehrt SGLT1 exprimierenden Enterozyten entlang der Krypten-Zottenachse beruht. Nach der Fütterung einer kohlenhydratreichen Diät konnten die Autoren mit der Wanderung der Enterozyten von den Krypten zur Zottenspitze nach 12 h erhöhte Transportermengen im mittleren Drittel der Zotten nachweisen. Nach 36 h zeigten die Enterozyten im oberen Drittel der Zotten und nach 156 h auch diejenigen in den Zottenspitzen eine vermehrte Expression des Transporters.
Ihre Experimente demonstrieren ferner, dass auch eine verminderte Expression des SGLT1 nur in den Enterozyten der Krypten induziert werden kann. Mit der Umstellung der Mäuse von einem kohlenhydratreichen auf ein kohlenhydratarmes Futter fanden sie nach 1 Tag zunächst verringerte Transportergehalte in den Dünndarmkrypten sowie in den unteren Bereichen der Dünndarmzotten vor. Nach 3 Tagen war die Anzahl an Transportern auch in den oberen Bereichen der Dünndarm- zotten reduziert.
Untersuchungen jüngeren Ursprungs deuten jedoch darauf hin, dass die SGLT1- Expression auch in den Enterozyten der Dünndarmzotten induziert werden kann. So
wiesen Nagetiere, denen eine kohlenhydratreiche Nahrung verabreicht wurde, bereits nach 1 h einen erhöhten Gehalt an SGLT1-mRNA in den Enterozyten sowie eine gesteigerte SGLT1-Expression und eine erhöhte Na+-abhängige Glukose- aufnahme in intestinale BSMV auf (SHIRAZI-BEECHEY 2009, persönliche Mitteilung).
In die Regulation der SGLT1-Expression scheinen die im Dünndarm vorgefundenen Sweet-Taste-Rezeptoren (T1R2 + T1R3) und das ebenfalls im Dünndarm detektier- bare G-Protein α-Gustducin involviert zu sein. So zeichnete sich in den von MARGOLSKEE et al. (2007) durchgeführten Studien ab, dass sowohl T1R3 als auch α-Gustducin für eine erhöhte Expression des SGLT1 notwendig sind. In ihren Studien führte eine zuckerreiche Nahrung bei Wildtypen zu einer erhöhten Expression. Bei T1R3-Knockout Mäusen und α-Gustducin-Knockout Mäusen wurden jedoch keine erhöhten Expressionen vorgefunden. Le GALL et al. (2007) kamen zu einem ähnlichen Ergebnis. Sie zeigten, dass ein durch Zucker verursachter Anstieg im mRNA-Gehalt des SGLT1 durch Lactosole, einem Inhibitor des T1R3, gehemmt werden kann.
Weitere Hinweise darauf, dass die Sweet-Taste-Rezeptoren T1R2 und T1R3 in die Regulation der SGLT1-Expression involviert sind, liefern zum einen Studien, bei denen der Glukosetransport über die BSM bei Katzen nicht infolge einer kohlenhydratreichen Nahrung zunahm (BUDDINGTON et al. 1991) und zum anderen solche, bei denen Hühner keine vermehrte SGLT1-Expression bei erhöhten luminalen Glukosekonzentrationen zeigten (BARFULL et al. 2002). Diese Befunde könnten unter Berücksichtigung der zuvor dargestellten Erkenntnisse darauf zurückzuführen sein, dass weder Katzen noch Hühner den Sweet-Taste-Rezeptor T1R2 exprimieren (LI et al. 2005; SHI u. ZHANG 2006).
MARGOLSKEE et al. (2007) und DYER et al. (2007) nehmen an, dass die in der luminalen Membran von enteroendokrinen Zellen lokalisierten Sweet-Taste- Rezeptoren T1R2 und T1R3 ab einer bestimmten Glukosekonzentration im Dünn- darmlumen aktiviert werden (Abbildung 2.2). Vermittelt durch intrazelluläre Signal- kaskaden, in die das G-Protein α-Gustducin involviert sei, würden diese daraufhin
Abbildung 2.2: Modell zur Induktion der SGLT1-Expression in den Enterozyten. Durch erhöhte luminale Glukosekonzentrationen können Sweet-Taste-Rezeptoren (T1R2 + T1R3) in enteroendo- krinen Zellen aktiviert werden, die daraufhin gastrointestinale Hormone (GIP, GLP-1 u. a.) sezernieren. Diese führen auf parakrinem Weg zu einer erhöhten SGLT1-Expression. Abkürzungen:
SGLT1 = sodium-dependent glucose transporter 1, GLP-1 = Glukagon-ähnliches Peptid 1, GIP = Gastric Inhibitory Polypeptide, T1R2 = Sweet-Taste-Rezeptor T1R2, T1R3 = Sweet-Taste-Rezeptor T1R3 (Modifiziert nach SCLAFANI 2007).
gastrointestinale Hormone (u. a. Gastric Inhibitory Polypeptide (GIP), Glukagon- ähnliches Peptid 1 (GLP-1)) sezernieren. Durch die Hormone werde dann auf parakrinem Weg die Expression des SGLT1 gesteigert.
,,
VAYRO und SILVERMANN (1999) zufolge wird die Glukoseaufnahme auch durch die intrinsische Aktivität des SGLT1 moduliert. In ihren Experimenten wurde durch einen Agonisten der Proteinkinase C die intrinsische Aktivität des SGLT1 in COS-7- Zellen (Fibroblasten-Zelllinie aus Nierengewebe) und dadurch die Glukoseaufnahme in diese Zellen reduziert. Die Affinität und die Anzahl an SGLT1 in der Zellmembran blieben unbeeinflusst. Sie vermuteten, dass die intrinsische Aktivität des Transporters durch dessen Phosphorylierung bzw. Dephosphorylierung reguliert werde.
SUBRAMANIAN et al. (2009) zeigten in jüngster Vergangenheit, dass die Aktivität des SGLT1 tatsächlich durch eine Phosphorylierung bzw. Dephosphorylierung des
Interstitium
GLP-1 GIP
SGLT1
Glukose T1R2/T1R3
Enterozyt Enterozyt
Entero- endokrine Zelle
GLP-1 GIP
SGLT1
Glukose T1R2/T1R3
Enterozyt Enterozyt
Entero- endokrine Zelle
Darmlumen
Transporters reguliert wird. In ihren Studien führte die Proteinkinase A zu einer Phosphorylierung und damit zu einer Konformationsänderung des Transporters. Die Autoren vermuteten, dass die Konformationsänderung zu veränderten funktionellen Eigenschaften des Transportes (Vmax, Km) geführt haben dürfte. Diese dürften wiederum in Kombination mit einer vermehrten SGLT1-Expression die stimulierten Aufnahmen von α–Methyl-D-Glukopyranosid in Ovarzellen des Hamsters, die in ihren Experimenten beobachtet werden konnten, hervorgerufen haben.
Damit die Enterozyten rasch auf sich ändernde Glukosekonzentrationen im Darm- lumen reagieren können, scheint die Anzahl an SGLT1 in der BSM zudem durch einen Austausch des Transporters zwischen der BSM und intrazellulären Speichern reguliert zu werden. So stellten KIPP et al. (2003), KHOURSANDI et al. (2004) und CHUNG et al. (2002) fest, dass der SGLT1 in Caco-2-Zellen (Zellkulturmodell für humane Enterozyten) sowie im Dünndarm des Menschen und dem des Kaninchens nicht nur in der BSM lokalisiert ist sondern auch in intrazellulären Vesikeln. Diese waren in den Studien eng mit dem Zytoskelett der Enterozyten assoziiert und fungierten als Speicher für den Transporter. KHOURSANDI et al. (2004) und CHUNG et al. (2002) stellten ferner fest, dass der SGLT1 zwischen der BSM und den intrazellulären Speichern verschoben werden kann.
Zusätzlich zum SGLT1 kann auch der GLUT2 in der BSM vorgefunden werden (KELLETT u. HELLIWELL 2000; AU et al. 2002; AFFLECK et al. 2003; GOUYON et al. 2003; COTTRELL et al. 2006).
Beim GLUT2 handelt es sich um einen Transporter, der die erleichterte Diffusion der natürlichen Substrate Glukose, Galaktose, Mannose und Fruktose ermöglicht (THORENS 1996) und zur Familie der solute carriers 2A (SLCA2A) gehört (JOOST u. THORENS 2001; JOOST et al. 2002).
Der GLUT2 ist ein integrales Membranprotein mit einem Molekulargewicht von 61 kDa (THORENS et al. 1988). In Analogie zum GLUT1 (glucose transporter 1) wird für ihn angenommen, dass er über in das Zytoplasma reichende Amino- und Karboxyl- enden verfügt und zwölf transmembranale Domänen aufweist. Diese sind abwech- selnd durch intra- und extrazelluläre polare Aminosäureketten verbunden
(MUECKLER et al. 1985; BELL et al. 1993). Für den Glukosetransport sind maßgeblich die transmembranalen Domänen neun bis zwölf verantwortlich (MUECKLER et al. 1985; WU et al. 1998).
Der GLUT2 weist mit einem Km-Wert von 15 bis 20 mmol · l-1 eine niedrige Affinität zu Glukose auf, transportiert diese aber mit einer hohen Kapazität (THORENS 1996;
ZHAO u. KEATING 2007). WALMSLEY (1988), CARRUTHERS (1990) und BELL et al. (1993) postulieren, dass durch die Bindung von Glukose an den Transporter eine Konformationsänderung des Transporters induziert wird, die die Beförderung von Glukose durch die Membran ermöglicht.
Bei niedrigen Glukosekonzentrationen sind nur wenige GLUT2-Moleküle mit einer geringen intrinsischen Aktivität in der BSM vorhanden. Bei hohen luminalen Glukose- konzentrationen (ab 30 bis 50 mmol · l-1) werden zusätzliche GLUT2 innerhalb weniger Minuten (t1/2 ~ 3,5 min) aus intrazellulären Vesikeln vorübergehend in die BSM eingebaut. Gleichzeitig wird die intrinsische Aktivität der sich bereits in der BSM befindenden GLUT2 temporär gesteigert, so dass Glukose unter diesen Bedingun- gen äußerst effektiv resorbiert werden kann (KELLETT u. HELLIWELL 2000;
KELLETT 2001; KELLETT u. BROT-LAROCHE 2005; KELLETT et al. 2008)
MACE et al. (2007a, b, 2009), MORGAN et al. (2003, 2007) und Kellett et al. (2008) gehen davon aus, dass der Einbau von GLUT2 in die BSM sich folgendermaßen ereignet (Abbildung 2.3): Der Na+-gekoppelte Glukosetransport durch den SGLT1 führt zu einer Membrandepolarisation, wodurch sich spannungsabhängige Cav1.3-Kanäle öffnen und die intrazelluläre Calciumkonzentration erhöht wird. Durch die Erhöhung der intrazellulären Calciumkonzentration wird eine Umgestaltung des Zytoskeletts möglich, die für den Transfer von Proteinen durch das Terminale Web notwendig ist. Darüber hinaus kommt es bei einer luminalen Glukosekonzentration ab 30 mmol · l-1 zu einer Aktivierung von Sweet-Taste-Rezeptoren (T1R2 + T1R3), die in den Enterozyten, Paneth-Zellen und enteroendokrinen Zellen lokalisiert sind.
Hierdurch werden Signalkaskaden ausgelöst, die zu einer Erhöhung der intrazellulären Calciumkonzentration, zu einer Aktivierung der Proteinkinase C ßII und zu einem Einbau von GLUT2 in die BSM führen.
Abbildung 2.3: Modell zur Regulation der Insertion von GLUT2 in die BSM durch intrazelluläres Calcium (Ca2+) und Sweet Taste Rezeptoren (T1R2 und T1R3). Die durchgehenden Pfeile veranschaulichen den transzellulären Glukosetransport. Die gestrichelten Pfeile stellen den Einfluss der Sweet-Taste-Rezeptoren und der Ca2+-Ionen auf die Insertion von GLUT2 in die BSM sowie den Einfluss des Na+-gekoppelten Glukosetransports via SGLT1 auf die Öffnung der spannungs- abhängigen Cav1.3-Kanäle dar. Abkürzungen: Cav1.3 = spannungsabhängiger Calciumkanal 1.3;
SGLT1 = sodium-dependent glucose transporter 1, GLUT2 = glucose transporter 2, PKC ß II = Proteinkinase C ß II, T1R2 = Sweet-Taste-Rezeptor T1R2, T1R3 = Sweet-Taste-Rezeptor T1R3 (Modifiziert nach KELLETT et al. 2008).
Transport durch die basolaterale Membran (BLM)
Die Freisetzung von Glukose aus den Enterozyten erfolgt durch erleichterte Diffusion, die durch den in der BLM lokalisierten GLUT2 vermittelt wird (THORENS et al. 1990;
THORENS 1993).
Untersuchungsergebnisse von CHEESEMAN und HARLEY (1991), MIYAMATO et al. (1993) und SALMON et al. (2002) geben Anlass zu der Annahme, dass auch der Glukosetransport durch den GLUT2 in der BLM an eine kohlenhydratreiche Nahrung adaptiert werden kann. CHEESEMAN und HARLEY (1991) konnten zeigen, dass sich die maximale Glukoseaufnahme in jejunale BLMV von Ratten erhöht, wenn diese von einem stärkearmen auf ein stärkereiches Futter umgestellt werden. Parallel hierzu beobachteten sie eine vermehrte Bindung von Cytochalasin B (interagiert mit GLUT2) an die BLM. In den Experimenten von MIYAMATO et al. (1993) führte die
Glukose GLUT2
Glukose Na+
SGLT1
Glukose Na+
Glukose
Glukose Glukose
GLUT2
Darmlumen Interstitium
Ca2+ Ca2+
T1R2/
Glukose T1R3
Cav1.3
PKC ßII
Glukose GLUT2
Glukose Na+
SGLT1
Glukose Na+
Glukose
Glukose Glukose
GLUT2
Darmlumen Interstitium
Ca2+ Ca2+
T1R2/
Glukose T1R3
Cav1.3
PKC ßII
Verabreichung eines glukosereichen Futters zu erhöhten Gehalten an jejunaler GLUT2-mRNA bei Ratten. Bei den von SALMON et al. (2002) durchgeführten Studien wiesen Pferde, die mit einem stärkereichen Konzentrat gefüttert wurden, eine höhere GLUT2-Expression in der BLM des Dünndarms auf als Pferde, die ausschließlich Gras zu sich nahmen.
Studien mit GLUT2-Knockout-Mäusen deuten darauf hin, dass neben dem GLUT2 noch ein weiterer Ausschleusungsmechanismus für Glukose existiert. Diese Tiere konnten den fehlenden GLUT2 vermittelten Glukosetransport durch die Exozytose von Glukose kompensieren. Voraussetzung hierfür war eine Phosphorylierung von Glukose zu Glukose-6-Phosphat und deren anschließender Transfer in das Endoplasmatische Retikulum (STÜMPEL et al. 2001). Eine ähnliche Beobachtung wurde in der Humanmedizin bei einem Patienten, der unter dem Fanconi-Bickel- Syndrom litt, gemacht. Obwohl dieser Patient keinen GLUT2 exprimieren konnte, war die intestinale Glukoseresorption bei ihm nicht beeinträchtigt (SANTER et al. 2003).
2.1.2 Parazellulärer Glukosetransport
Der parazelluläre Glukosetransport (Abbildung 2.1) beruht auf einem Übertritt von luminalem Wasser durch die Schlussleisten (Tight Junctions) der Enterozyten in die interzellulären Spalten und einer konvektiven Mitnahme von gelösten Molekülen mit diesem Wasserstrom (Solvent Drag).
Antrieb des Wasserstroms ist ein lokaler Osmolaritätsanstieg von Glukose und Na+- Ionen in den interzellulären Spalten. Dieser wird durch den Na+-gekoppelten Glukosetransport via SGLT1 und der anschließenden basolateralen Freisetzung der Glukosemoleküle und Na+-Ionen verursacht. Der Glukosetransport durch den SGLT1 führt darüber hinaus zu Kontraktionen des Zytoskeletts, die mit einer Permeabilitätserhöhung der Schlussleisten (Tight Junctions) und einer Erweiterung der Interzellularräume einhergehen (MADARA u. PAPPENHEIMER 1987;
PAPPENHEIMER 1987; PAPPENHEIMER u. REISS 1987).
Die Studien von LANE et al. (1999) sprechen dafür, dass der intestinale parazelluläre Glukosetransport in vivo eine untergeordnete Rolle spielt. In ihren Studien hatte der
jejunale Transport von L-Glukose bei nicht narkotisierten Hunden und physiolo- gischen luminalen Glukosekonzentrationen einen Anteil von 4 bis 7% an der gesam- ten Glukoseresorption. Zu einem ähnlichen Ergebnis gelangten FINE et al. (1993), da sie im Ileum des Menschen keinen Hinweis auf einen parazellulären Glukose- transport in vivo vorfanden.
2.2 Intestinaler Glukosetransport beim Wiederkäuer
Auf Proteinebene war im Dünndarm verschiedener Wiederkäuer von den in Kapitel 2.1.1 vorgestellten Komponenten des transzellulären Glukosetransports bislang der SGLT1 in der BSM nachweisbar (SHIRAZI-BEECHEY et al. 1991; LESCALE-MATYS et al. 1993; DYER et al. 1994; ZHAO et al. 1998; ROWELL-SCHÄFER et al. 1999;
WOOD et al. 2000; RODRIGUEZ et al. 2004). Zusätzlich konnte GLUT2-Protein in BSMV von Rindern detektiert werden, wobei es sich hierbei scheinbar um Verun- reingungen der BSMV mit basolateralem GLUT2 handelte (RODRIGUEZ et al. 2004;
GUIMARAES et al. 2007). Auf funktioneller Ebene wurde eine Na+-abhängige Gluko- seaufnahme u. a. bei Untersuchungen mit umgestülpten Darmsäcken (SCHARRER et al. 1972, 1979; SCHARRER 1973, 1974, 1975, 1976), bei Versuchen in Ussingkammern (BREVES et al. 2008a, b) sowie bei zahlreichen Aufnahmestudien in BSMV vorgefunden (KAUNITZ u. WRIGHT 1984; WOLFFRAM et al. 1986; SHIRAZI- BEECHEY et al. 1991; LESCALE-MATYS et al. 1993; DYER et al. 1994, 1997;
ZHAO et al. 1998; WOOD et al. 2000; BAUER et al. 2001a, b; KLINGER et al. 2009).
HUNTINGTON (1997) geht zudem davon aus, dass Glukose beim Wiederkäuer nicht nur transzellulär sondern auch, wie in Kapitel 2.1.2 beschrieben, parazellulär transportiert wird. Dabei soll der Anteil des parazellulären Glukosetransports am gesamten Glukosetransport bei 6,5% liegen, wenn ca. 480 g Glukose im Dünndarm vorhanden sind.
Wie beim Monogastrier erfolgt der Glukosetransport in den reifen Enterozyten der Dünndarmzotten (Dyer et al. 1994), wobei er in den proximalen Darmabschnitten höher zu sein scheint als in den distalen (WHITE et al. 1971; SHIRAZI-BEECHEY et al. 1989; ZHAO et al. 1998; BAUER et al. 2001a; RODRIGUEZ et al. 2004).
2.2.1 Entwicklungsabhängige Veränderungen im Proteingehalt des SGLT1 und in der Na
+-abhängigen Glukoseaufnahme
Während der Entwicklung von Wiederkäuern kommt es sowohl zu Veränderungen im Proteingehalt des SGLT1 als auch zu Veränderungen der Na+-abhängigen Glukoseaufnahme (Abbildung 2.4).
Pränatal schluckt der Fetus mit dem Fruchtwasser Kohlenhydrate (MELLOR u.
SLATER 1974; HARDING et al. 1984), die im Dünndarm zu Monosacchariden abgebaut und als solche resorbiert werden (SHIRAZI-BEECHEY et al. 1991).
Der präruminierende Wiederkäuer nimmt mit der Milch beträchtliche Mengen an Laktose auf. Dies führt im Dünndarm zur Freisetzung von größeren Mengen an Galaktose und Glukose, die durch einen Na+abhängigen Transportmechanismus in die Enterozyten aufgenommen und effektiv resorbiert werden (SCHARRER 1973, 1976; SHIRAZI-BEECHEY et al. 1989, 1991; LESCALE-MATYS et al. 1993; DYER et al. 1997; WOOD et al. 2000). Die höchste Na+-abhängige Glukoseaufnahme wird bei Schafen im Alter von 2 Wochen gemessen (SHIRAZI-BEECHEY et al. 1991).
WHITE et al. (1971) zufolge ist in diesem Zeitraum auch die Laktoseaufnahme der Lämmer durch die Muttermilch am höchsten.
Die Aufnahme von Raufutter und die dadurch voranschreitende Entwicklung des Vormagensystems bewirken, dass der größte Teil der mit der Nahrung aufgenom- menen Kohlenhydrate im Pansen zu kurzkettigen Fettsäuren abgebaut wird. Damit einher gehen niedrige Monosaccharidkonzentrationen im Darmlumen (ARMSTRONG u. BEEVER 1969; LEAT 1970; BASSETT 1975) sowie eine Abnahme der SGLT1- Proteinmenge (SHIRAZI-BEECHEY et al. 1991; LESCALE-MATYS et al. 1993;
DYER et al. 1997) und der Na+-abhängigen Glukoseaufnahme (SHIRAZI-BEECHEY et al. 1991; LESCALE-MATYS et al. 1993; DYER et al. 1997).
Beide Messgrößen sind schließlich beim adulten Tier kaum noch nachweisbar (SCHARRER et al. 1972, 1979; SCHARRER 1974; SHIRAZI-BEECHEY et al. 1989, 1991; LESCALE-MATYS et al. 1993; DYER et al. 1997; WOOD et al. 2000). Sie sind bei ruminierenden Schafen ab einem Alter von 10 Wochen 50- bis 100-mal niedriger
Abbildung 2.4: Veränderungen der Na+-abhängigen Glukoseaufnahmen in intestinale BSMV während der Entwicklung von Schafen (Modifiziert nach SHIRAZI-BEECHEY et al. 1991).
als bei präruminierenden 1 bis 3 Wochen alten Lämmern (SHIRAZI-BEECHEY et al.
1991; LESCALE-MATYS et al. 1993).
2.2.2 Substratinduktion des SGLT1 und der Na
+-abhängigen Glukoseaufnahme
Diätetische Manipulationen an Schafen zeigten, dass die geringe Resorptions- kapazität beim adulten Wiederkäuer nicht genetisch vorprogrammiert ist. Vielmehr handelt es sich hierbei um eine Anpassung des Dünndarmepithels an die üblicherweise geringen luminalen Monosaccharidkonzentrationen bei adulten Wiederkäuern.
Bei den Untersuchungen von SHIRAZI-BEECHEY et al. (1991), LESCALE-MATYS et al. (1993) und DYER et al. (1997) wiesen 5 Wochen alte Lämmer mit Weidegang verringerte Proteinmengen und Na+-abhängige Glukoseaufnahmen in intestinale BSMV gegenüber präruminierenden Tieren auf. Erhielten die Lämmer bis zu diesem Alter ausschließlich Milchaustauscher (verzögerte Weiterentwicklung Vormagen-
Alter [Wochen]
156 104
12 10 8
6 2 4
-2 0
Raufutter Milch
Glukoseaufnahme in BSMV [pmol · mg-1 Protein · s-1 ] 500 400 300 200 100 0 600
Fruchtwasser
systems), so wurden die Abnahmen der Proteinmengen und der Na+-abhängigen
Glukoseaufnahmen weitestgehend unterbunden. Die Proteingehalte und Na+-abhängigen Glukoseaufnahmen waren bei diesen Tieren neunmal höher als bei
weidenden Tieren (LESCALE-MATYS et al. 1993). Zu ähnlichen Ergebnissen gelangten auch SCHARRER (1975) und SCHARRER et al. (1979). Sie konnten nachweisen, dass bei 2 bis 3 Monate alten Schafen eine Verminderung der jejunalen Na+-abhängigen Glukose- und Galaktoseaufnahme durch die ausschließ- liche Fütterung von Milchaustauscher unterblieb. Im Gegensatz dazu reduzierten sich die Aufnahmen bei den Kontrolltieren, die Heu und Kraftfutter erhielten.
Abgesehen von den von RODRIGUEZ et al. (2004) und von GUIMARAES et al.
(2007) durchgeführten Studien, bei denen die abomasale Glukose- oder Stärkeinfusion möglicherweise aufgrund mäßiger Anreicherungen der BSMV zu keiner Erhöhung der SGLT1-Proteinmengen und der Na+-abhängigen Glukose- aufnahme in BSMV des proximalen Jejunums von Kühen führte, sprechen die Ergebnisse diverser anderer Infusionsstudien für eine Regulation der SGLT1 vermittelten Na+-abhängigen Glukoseaufnahme durch die luminale Glukose- konzentration.
SHIRAZI-BEECHEY et al. (1991) und LESCALE-MATYS et al. (1993) fanden heraus, dass die duodenale Infusion einer Glukoselösung (30 mmol · l-1) bei adulten Schafen zu einer Erhöhung der Proteinmenge des SGLT1 und der Na+-abhängigen Glukoseaufnahme in BSMV vom ersten Meter des Dünndarms distal des Pylorus führte. Die Proteinmengen und Glukoseaufnahmen dieser Tiere waren mit denen präruminierender Tiere vergleichbar. Sie waren etwa 40- bis 80-fach höher als diejenigen der Kontrolltiere, deren Duodenum mit Mannitol infundiert wurde.
DYER et al. (1994, 1997) stellten fest, dass nach der Infusion von 30 mmol · l-1 Glukose auch im mittleren Jejunum von adulten Schafen eine deutliche Erhöhung in der Proteinmenge und in der Na+-abhängigen Glukoseaufnahme sichtbar war.
In den Studien von BAUER et al. (2001b) hatten Schafe und Kühe, denen ein Stärkehydrolysat in den Labmagen verabreicht wurde (Umgehung des mikrobiellen Abbaus der Stärke im Pansen), doppelt so hohe Na+-abhängige Glukoseaufnahmen
in BSMV des proximalen Jejunums wie die Kontrolltiere, denen es ruminal appliziert wurde. Ein möglicher Grund dafür, dass sich die Glukoseaufnahme bei den Tieren mit abomasaler Stärkeinfusion nur verdoppelte, könnte in einer geringen luminalen Glukosekonzentration liegen. Ursächlich hierfür könnte wiederum eine begrenzte Aktivität der stärkespaltenden Enzyme und somit ein unzureichender Stärkeabbau zu Glukose sein (BAUER et al. 2001b). Im mittleren Jejunum konnten BAUER et al.
(2001a) keinen Unterschied in der Na+-abhängigen Glukoseaufnahme zwischen Kühen, denen das Stärkehydrolysat in den Labmagen und solchen denen das Stärkehydrolysat in den Pansen infundiert wurde, aufzeigen. Dies könnte darauf zurückgeführt werden, dass die Glukosegehalte im mittleren Jejunum geringer waren als im proximalen Jejunum. Deshalb könnte eine Substratinduktion des Na+- abhängigen Glukosetransports in diesem Dünndarmabschnitt unterblieben sein.
Bei Schafen kann eine Substratinduktion des SGLT1 durch nicht metabolisierbare Zucker (Methyl-α-Glukopyranosid, 3-O-Methyl-α-Glukopyranosid) induziert werden.
Auch Fruktose und 2-Deoxy-Glukose, die nicht transportiert werden, können eine Substratinduktion hervorrufen. Deshalb scheint die SGLT1-Expression wie beim Monogastrier durch ein vom SGLT1 unabhängiges Sugar-Sensing-System reguliert zu werden (SHIRAZI-BEECHEY et al. 1991; LESCALE-MATYS et al. 1993). DYER et al. (2007) gehen davon aus, dass dieses Sugar-Sensing nach dem gleichen Prinzip wie beim Monogastrier durch Sweet-Taste-Rezeptoren (T1R2 und T1R3) in der luminalen Membran von enteroendokrinen Zellen vermittelt wird (Abbildung 2.3 und Kapitel 2.1.1).
2.3 Zielsetzung der Arbeit
Vor dem Hintergrund des theoretischen Potenzials von Bypass-Stärke für die Verbesserung der Energieversorgung und die Stoffwechselentlastung von Hochleistungsmilchkühen war es das Ziel dieser Arbeit, die physiologischen Voraussetzungen beim Wiederkäuer für die Nutzung größerer Stärkemengen im Dünndarm zu untersuchen.
Hierzu sollte überprüft werden, inwieweit die aus Infusionsversuchen mit Wieder-
käuern bekannten Anpassungen des intestinalen Glukosetransports an variierende luminale Monosaccharidkonzentrationen auch durch unterschiedliche Stärkegehalte und unterschiedliche ruminale Stärkeabbaubarkeiten in Futtermitteln, die zu Unterschieden in der luminalen Glukosekonzentration führen sollen, induziert werden können.
Dabei sollten mittels der Bestimmung der Stärke- und Glukosekonzentrationen sowie der Messung der pH-Werte in den ruminalen und intestinalen Ingesta Rückschlüsse auf den Stärkeabbau der Futtermittel im Gastrointestinaltrakt ermöglicht werden.
Anhand der funktionellen Studien zur Glukoseaufnahme in BSMV des proximalen Jejunums sollte der Einfluss von unterschiedlichen Stärkegehalten und unterschiedlichen ruminalen Stärkeabbaubarkeiten in Futtermitteln bzw. von damit einhergehenden unterschiedlichen luminalen Glukosekonzentrationen auf die Transportkapazität (Vmax) und die Transportaffinität (Km) der Na+-abhängigen Glukoseaufnahme untersucht werden. Ergänzend sollten mit den funktionellen Untersuchungen zum Glukosetransport in Ussingkammern Hinweise auf eine Anpassung des intestinalen Glukosetransports an die genannten Faktoren erhalten werden.
Ein weiterer Anhaltspunkt für eine Anpassung des Glukosetransports an diese Faktoren sollte durch die Bestimmung der Plasmaglukosespiegel erlangt werden.
3 Material und Methoden
Für die Zielsetzungen dieser Arbeit (Kapitel 2.3) war die Durchführung eines Fütterungsversuchs mit Wiederkäuern unabdingbar. Dieser wurde aus praktischen Gründen (Tierhaltung, Tierverfügbarkeit) mit Ziegen durchgeführt und wird zu Beginn dieses Kapitels beschrieben. Im Anschluss daran wird in diesem Kapitel auf die Tötung der Versuchstiere und die Probenentnahme sowie auf die einzelnen Methoden zur Bestimmung der zu erhebenden Untersuchungsparameter (Kapitel 2.3) eingegangen.
Die pH-Werte der verwendeten Pufferlösungen wurden mit der pH-Messkette SentTix 81 (Wissenschaftlich Technische Werkstätten GmbH, Weilheim) und dem Präzisions-pH-Meter inoLab pH 720 (Wissenschaftlich Technische Werkstätten GmbH, Weilheim) gemessen. Die Messung der Osmolaritäten der Pufferlösungen erfolgte mit dem Automatischen Mikro-Osmometer der Fa. Hermann Roebling Messtechnik, Berlin. Eine Tabelle mit den Herstellerangaben zu den bei der Bestimmung der Untersuchungsparameter in Gebrauch genommenen Substanzen befindet sich am Ende dieses Kapitels.
3.1 Fütterungsversuch
3.1.1 Versuchstiere
Der Fütterungsversuch wurde an 19 männlichen nicht kastrierten Ziegen der Rasse Weiße Deutsche Edelziege durchgeführt. Diese stammten aus der Zucht des Landwirtschaftszentrums Haus Riswick in Kleve und wurden im Alter von 2 bis 3 Monaten mit einem Gewicht von 20 bis 30 kg vom Physiologischen Institut der Tierärztlichen Hochschule Hannover erworben.
Dadurch, dass die Ziegen alle aus der gleichen Zucht stammten und ein ähnliches Alter und Gewicht aufwiesen, sollte die Variabilität zwischen den Tieren und somit der tierindividuelle Einfluss auf die Untersuchungsparameter möglichst gering gehalten werden.
3.1.2 Fütterungsgruppen
Die Ziegen wurden nach dem Zufallsprinzip in drei Fütterungsgruppen eingeteilt, wobei der Fütterungsgruppe „Weizen“ fünf Tiere und den Fütterungsgruppen „Heu“
und „Mais“ jeweils sieben Tiere zugeteilt wurden.
Die Haltung erfolgte gruppenweise in Laufboxen, die mit Sägespänen eingestreut waren. Die Wasseraufnahme war den Ziegen über Selbsttränken jederzeit möglich, wohingegen ihnen das Futter zu definierten Zeitpunkten vorgelegt wurde (Kapitel 3.1.3). Zu diesen Zeitpunkten erhielt jede Fütterungsgruppe eine Versuchsration, die sich von den Versuchsrationen der beiden anderen Gruppen in ihrem Stärkegehalt oder in ihrer ruminalen Stärkeabbaubarkeit unterschied bzw. unterscheiden sollte.
Die Fütterungsgruppe „Heu“ wurde mit Heu (Grünland, grasreich, 2 bis 3 Nutzungen, 2. Aufwuchs) und dem Mineralfutter Phoskana Schaf 60 der Fa. KAWO, Hildesheim gefüttert. Dieses setzte sich zu 29% aus Calciumcarbonat, zu 25% aus Natrium- chlorid, zu 20% aus Monocalciumphosphat, zu 8% aus Calciumnatriumphosphat, zu 7% aus Magnesiumcarbonat, zu 5% aus Zuckerrohrmelasse sowie zu 4% aus Magnesiumoxid zusammen. Es enthielt je kg Futter 500.000 I. E. Vitamin A, 80.000 I. E. Vitamin D3, 300 mg Eisensulfat, 130 mg Eisen-(III)-oxid, 950 mg Manganoxid, 4.500 mg Zinkoxid, 20 mg Calciumiodat, 45 mg Natriumselenit und 15 mg Kobalt- carbonat als Zusatzstoffe.
Den Fütterungsgruppen „Weizen“ und „Mais“ wurde gehäckseltes Weizenstroh (strukturiertes Raufutter) und zusätzlich pelletiertes Kraftfutter auf Weizen- bzw.
Maisbasis als Stärkequelle vorgelegt.
Die Auswahl der Kraftfutterkomponenten und die Festlegung ihrer Mengenanteile erfolgte zusammen mit Herrn Dr. Ulrich Meyer (Institut für Tierernährung, Friedrich- Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit) in Anlehnung an das von MATTHÉ (2001) im ersten Versuch verwendete Kraftfutter. MATTHÉ (2001) untersuchte mit diesem Versuch den Einfluss von Mais bzw. Weizen als hauptsächliche Kraftfutterkomponenten auf die Verdaulichkeit von Nährstoffen im Gastrointestinaltrakt laktierender Milchkühe, die mit 40% Grassilage und 60%
Kraftfutter auf Mais- oder Weizenbasis gefüttert wurden. Dabei zeigte sich, dass bei
den Kühen die Stärke aus dem maisbetonten Kraftfutter resistenter gegenüber dem ruminalen Abbau war als diejenige aus dem weizenbetonten Kraftfutter (ruminale Verdaulichkeit 76% gegenüber 95%). Im Dünndarm konnte der relativ geringe ruminale Abbau der Stärke aus dem maisbetonten Kraftfutter zum größten Teil kompensiert werden, so dass die Gesamtverdaulichkeit dieser Stärke im Gastrointestinaltrakt mit 94% in einem ähnlichen Größenbereich lag wie diejenige aus dem weizenbetonten Kraftfutter mit 99%. Diese Ergebnisse ließen die Erwartung zu, dass es auch bei mit maisbetontem Kraftfutter gefütterten Ziegen im Gegensatz zu mit weizenbetontem Kraftfutter gefütterten Tieren zu einer erhöhten Anflutung von Stärke in das Duodenum und dem dort stattfindenden Stärkeabbau zu Glukose kommen könnte. Infolgedessen schien eine Zusammensetzung der im Rahmen dieser Arbeit eingesetzten Kraftfutter in Anlehnung an die von MATTHÉ (2001) verwendeten Kraftfutter für die Zielsetzung der Arbeit (Kapitel 2.3) Erfolg versprechend zu sein.
Die Kraftfutter bestanden zum größten Teil aus Weizen- bzw. Maiskörnern, die vor der Pelletierung in einer Hammermühle mit einem 4,5 mm Sieb geschrotet wurden.
Daneben enthielten sie Sojaextraktionsschrot, Sojaöl und das bei der Fütterung der
„Heu“-Ziegen vorgestellte Mineralfutter Phoskana Schaf 60 der Fa. KAWO, Hildesheim (Tabelle 3.1). Die mittels Weender-Analyse im Institut für Futtermittel der LUFA Nord-West in Oldenburg ermittelten Rohnährstoffgehalte lagen für die beiden Kraftfutter in ähnlichen Größenbereichen und sind der Tabelle 3.2 zu entnehmen.
Tabelle 3.1: Zusammensetzung der verwendeten Kraftfutter (Komponenten in % der ursprünglichen Substanz (uS))
Kraftfutterkomponente Kraftfutter auf Weizenbasis Kraftfutter auf Maisbasis
Weizenkörner 77,0% –
Maiskörner – 77,0%
Sojaextraktionsschrot 19,5% 19,5%
Sojaöl 2,0% 2,0%
Mineralfutter 1,5% 1,5%
Tabelle 3.2: Rohnährstoffgehalte der verwendeten Kraftfutter (in % der ursprünglichen Substanz (uS)); Literaturangaben zu den bei der Weender-Analyse angewandten Methoden
Rohnährstoff Kraftfutter auf Weizenbasis Kraftfutter auf Maisbasis Wasser
Methode: VDLUFA* Bd.** III, Kap.*** 3.1 12,5% 11,8%
Rohasche
Methode: VDLUFA Bd. III, Kap. 8.1 3,6% 3,3%
Rohprotein (N x 6,25)
Methode: VDLUFA Bd. III, Kap. 4.1.1 16,3% 15,1%
Rohfett B (mit HCl)
Methode: VDLUFA Bd. III, Kap. 5.1.1 4,3% 5,7%
Rohfaser
Methode: VDLUFA Bd. III, Kap. 6.1.1 3,4% 2,8%
NfE****
berechnet aus Weender-Analyse 59,9% 61,3%
*VDLUFA = Verband deutscher landwirtschaftlicher Untersuchungs- und Forschungsanstalten; ** Bd. = Band; *** Kap. = Kapitel;
****NfE = N-freie Extraktstoffe
Gemäß den DLG-Futterwerttabellen für Wiederkäuer der Universität Hohenheim (1997) und den Angaben des Mineralfutterherstellers enthielt das Versuchsfutter der Fütterungsgruppe „Heu“ keine Stärke. Im Gegensatz dazu war das Versuchsfutter der beiden anderen Fütterungsgruppen stärkehaltig. Die nach den Futterwerttabellen berechneten Stärkegehalte betrugen 454 g · kg-1 uS für das Versuchsfutter der Fütterungsgruppe „Weizen“ und 482 g · kg-1 uS für das der „Mais“-Gruppe. Aufgrund der Auswahl von Weizen- bzw. Maisstärke als Hauptstärkequellen sollten sich diese beiden Versuchsfutter in der ruminalen Abbaubarkeit der zugeführten Stärke unterscheiden.
3.1.3 Futterzuteilung und Futteraufnahme
Der Fütterungsversuch setzte sich aus einer fünfwöchigen Vorfütterung und einer siebenwöchigen Phase mit Versuchsfütterung zusammen, während derer die Ziegen gemäß den Empfehlungen zur Energie- und Nährstoffversorgung von Ziegen des Ausschusses für Bedarfsnormen der Gesellschaft für Ernährungsphysiologie (2003) gefüttert wurden.
Die Vorfütterung diente der Umstellung der Ziegen von dem Futter, das sie in Kleve
bekommen hatten (Heu, Maissilage, handelsübliches Aufzuchtfutter für Kälber), auf die jeweiligen Versuchsrationen. Zudem wurden die Ziegen während dieses Zeit- raumes medizinisch dahingehend versorgt, dass ein erfolgreiches Gelingen des Fütterungsversuchs zu erwarten war (Kapitel 3.1.4).
Während der Versuchsphase wurden die Ziegen dreimal täglich wie folgt versorgt:
Den Ziegen der Fütterungsgruppe „Heu“ wurde dreimal täglich Heu ad libitum sowie ausschließlich morgens Mineralfutter vorgelegt. Das Futter für die gesamte Gruppe wurde hierbei auf drei Tröge aufgeteilt. Diese waren jeweils 1 m lang, so dass alle Ziegen der Gruppe Zugang zu dem Futter hatten. Den Ziegen der Fütterungsgruppen
„Weizen“ und „Mais“ wurden zu jedem Fütterungszeitpunkt gehäckseltes Weizenstroh und Kraftfutter angeboten. Auch in diesen beiden Fütterungsgruppen wurde das Futter für die gesamte Gruppe in jeweils drei 1 m lange Tröge gegeben, um allen Ziegen den Zugang zum Futter zu ermöglichen. Die genauen Fütterungszeitpunkte und die Futtermengen, die den jeweiligen Gruppen pro Tier verabreicht wurden, sind in der Tabelle 3.3 aufgelistet.
Tabelle 3.3: Versorgung der Fütterungsgruppen „Heu“, „Weizen“ und „Mais“; aufgeführt sind die Futtermengen, die der jeweiligen Fütterungsgruppe zu den einzelnen Fütterungszeitpunkten (8.00 Uhr, 14.00 Uhr und 20.00 Uhr) pro Tier verabreicht wurden.
Heu Weizen Mais
8.00 Uhr ▪ Heu ad libitum
▪ 8,5 g Mineralfutter
▪ 170 g Strohhäcksel
▪ 200 g Kraftfutter
▪ 170 g Strohhäcksel
▪ 200 g Kraftfutter 14.00 Uhr ▪ Heu ad libitum ▪ 170 g Strohhäcksel
▪ 200 g Kraftfutter
▪ 170 g Strohhäcksel
▪ 200 g Kraftfutter 20.00 Uhr ▪ Heu ad libitum ▪ 170 g Strohhäcksel
▪ 200 g Kraftfutter
▪ 170 g Strohhäcksel
▪ 200 g Kraftfutter
Vor jeder Fütterung wurden die Futterreste der vorherigen Fütterung aus den Trögen entfernt und eventuelle Stroh- und Kraftfutterreste gewogen, um die von den Ziegen während der eigentlichen Versuchsphase gefressenen Mengen an Stroh und Kraftfutter zu ermitteln. Die Futteraufnahme ergab sich aus der Differenz des eingewogenen verabreichten Futters und der Futterrückwaage.
Während der Versuchsphase wurden von den fünf Tieren der Fütterungsgruppe
„Weizen“ 167 g Stroh pro Tier und Fütterung gefressen. Die sieben Tiere der Fütterungsgruppe „Mais“ nahmen 134 g Stroh pro Tier und Fütterung auf. Das angebotene Kraftfutter wurde von den Ziegen beider Fütterungsgruppen zu jedem Fütterungszeitpunkt vollständig verzehrt.
3.1.4 Gesundheitszustand der Versuchstiere
Bei der Einstallung wurden den Ziegen prophylaktisch 2 ml des Immunmodulators Zylexis (Pfizer Pharma GmbH, Karlsruhe) subkutan injiziert. Hierdurch sollten unspezifische Immunmechanismen stimuliert werden sowie infektiösen und/oder Stress induzierten Erkrankungen vorgebeugt werden.
Weiterhin erhielten die Ziegen bei der Einstallung die Anthelminthika Cydectin 0,1%
orale Lösung für Schafe (Fort Dodge Veterinär GmbH, Würselen) und Cestocur (Bayer Vital GmbH, Leverkusen). Cydectin 0,1% orale Lösung für Schafe wird bei der Bekämpfung von Magen-Darm-Nematoden und Nematoden des Respirationstrakts eingesetzt. Die Anwendung erfolgte als einmalige orale Gabe von 8 ml pro Tier. Von dem Arzneimittel Cestocur, das bei Bandwurmbefall indiziert ist, wurden den Ziegen einmalig 6 ml pro Ziege oral eingegeben.
Während der Vorfütterung erkrankte eine Ziege der Fütterungsgruppe „Heu“ an einer schaumigen Pansentympanie. Zur Behandlung wurden diesem Tier zweimalig jeweils ½ Flasche Silicosel (Selectavet Dr. Otto Fischer GmbH, Weyam-Holzolling) zusammen mit 1 l warmen Wasser per Nasenschlundsonde verabreicht.
Darüber hinaus konnten während der Vorfütterung in jeder Fütterungsgruppe einzelne Tiere mit Symptomen einer Atemwegsinfektion (seröser bis muköser Nasenausfluss, Husten) beobachtet werden. Um ein Gelingen des Fütterungs- versuchs infolge gesundheitlicher Beeinträchtigungen durch die Infektion nicht zu gefährden, wurden alle Ziegen der drei Fütterungsgruppen antibiotisch behandelt.
Über einen Zeitraum von fünf Tagen wurden ihnen jeweils 2 bis 3 ml Penicillin- Dihydrostreptomycin Suspension 45 Mega ad us. vet. (aniMedica GmbH, Senden- Bösensell) intramuskulär appliziert.
Über den gesamten Zeitraum der Versuchsfütterung zeigten die Ziegen ein augenscheinlich ungestörtes Allgemeinbefinden, so dass eine Beeinflussung der Untersuchungsparameter durch schädliche Krankheitseinflüsse weitestgehend ausgeschlossen werden konnte.
3.1.5 Gewichtsentwicklung der Versuchstiere
Die Körpergewichte der Ziegen wurden erstmalig bei der Einstallung ermittelt.
Danach wurden die Ziegen einmal pro Woche und zusätzlich unmittelbar vor der Tötung gewogen. Hierbei wurde jeweils eine Ziege auf eine Tierwaage (Tierwaage 7758; Soehnle Professional GmbH & Co. KG, Backnang) gestellt und das Gewicht protokolliert.
Aus den Einzelgewichten wurden die Gruppenmittelwerte einschließlich ihrer Standardfehler (x ± SEM) für den Zeitpunkt der Einstallung, für die wöchentlichen Zunahmen sowie für den Zeitpunkt der Schlachtung berechnet. Zur Ermittlung von signifikanten Unterschieden wurden die Daten einer einfaktoriellen Varianzanalyse unterzogen. Ab einer Irrtumswahrscheinlichkeit über oder gleich 5% (P ≥ 0,05) wurde ein Unterschied als nicht signifikant bezeichnet.
Zum Zeitpunkt der Einstallung betrug das Gewicht der Fütterungsgruppe „Heu“
(N = 7) 25,6 ± 1,7 kg. Es unterschied sich damit nicht signifikant von den Gewichten der beiden anderen Gruppen. Für diese wurden Gewichte von 29,5 ± 2,5 kg (Weizen, N = 5) und von 27,0 ± 2,3 kg (Mais, N = 7) erhoben (Abbildung 3.1).
Während des Fütterungsversuchs lagen die wöchentlichen Gewichtszunahmen in der „Weizen“-Gruppe bei 1,0 ± 0,2 kg und in der „Mais“-Gruppe bei 0,9 ± 0,2 kg. Sie waren damit um 25% bzw. 13% höher als in der „Heu“-Gruppe. Letztere wies eine Gewichtszunahme von 0,8 ± 0,2 kg auf. Signifikante Unterschiede zwischen den wöchentlichen Zunahmen in den drei Fütterungsgruppen bestanden allerdings nicht.
Entsprechend der geringfügig höheren wöchentlichen Zunahmen waren die Schlachtgewichte in den Fütterungsgruppen „Weizen“ und „Mais“ mit 38,4 ± 1,6 kg und 36,2 ± 2,2 kg zwar tendenziell (P = 0,1), jedoch nicht signifikant höher als das der Fütterungsgruppe „Heu“ mit 31,7 ± 1,9 kg (Abbildung 3.1).
