Ultraschalldiagnostik

Ultraschalldiagnostik in der Exotenmedizin – ein Überblick

Die sonographische Untersuchung ist eine nichtinvasive, reproduzierbare und un-schädliche bildgebende Technik zur Weichteildiagnostik bei Reptilien (u.a. SCHILD-GER et al. 1996; SELLERI u. HERNANDEZ-DIVERS 2006; ZWART u. SASSEN-BURG 2007b). Sie bietet eine gute Ergänzung zur Röntgendiagnostik (SCHILDGER et al. 1994; REDROBE 2006) und ist dieser in mancherlei Hinsicht überlegen (SIL-VERMAN 2006). Mittels Ultraschall können vor allem Organgrenzen, –lage und – architektur sowie das Parenchym inklusive Perfusion beurteilt werden (u.a. SCHILD-GER et al. 1996; STAHL 2003; SELLERI u. HERNANDEZ-DIVERS 2006). Anders als beim Röntgen ist eine Differenzierung zwischen verschiedenen Weichteilgewe-ben möglich (SCHILDGER et al. 1994). Eine sonographische Untersuchung ist für gewöhnlich ohne größere Zwangsmaßnahmen oder Anästhesie durchführbar (PEES 2010b), indem eine Hilfsperson das Tier nach Bedarf fixiert (SCHUMACHER u.

TOAL 2001). Die Untersuchungszeit beträgt beim Grünen Leguan nach HOLLAND et al. (2008) ca. 15-20 Minuten pro Tier. Der Erfolg einer solchen Untersuchung ist ab-hängig von der Erfahrung und den Fähigkeiten des Untersuchenden sowie dem Wis-sen um Anatomie und Physiologie der zu untersuchenden Organsysteme (u.a.

HERNANDEZ-DIVERS u. HERNANDEZ-DIVERS 2001; SCHUMACHER u. TOAL 2001; HEARD et al. 2002).

Indikation ist in der Exotenmedizin neben der Geschlechtsbestimmung (u.a. HEARD et al. 2002; ZWART u. SASSENBURG 2007b; PEES 2010b) inklusive Erfassung des Reproduktionsstandes (u.a. SILVERMAN 2006; ZWART u. SASSENBURG 2007b;

PEES 2010b), die Organbeurteilung sowie die Darstellung pathologischer Vorgänge (DIVERS 1997; ZWART u. SASSENBURG 2007b; PEES 2010b). Insbesondere zur Darstellung des Urogenitaltraktes und bei der Diagnostik von Nephropathien wird die Ultraschalluntersuchung bevorzugt eingesetzt (u.a. SELLERI u. HERNANDEZ-DIVERS 2006; SILVERMAN 2006; PEES 2010b). Ein großer Vorteil ist hierbei, dass beide Nieren vergleichend untersucht werden können (PEES 2010b).

Durch physikalische Gesetze sind der Ultraschalluntersuchung aber auch Grenzen gesetzt. So behindern knöcherne oder kalzifizierte Strukturen (GUMPENBERGER 1996; HERNANDEZ-DIVERS 2003; SELLERI u. HERNANDEZ-DIVERS 2006) den Blick ebenso wie Gas (SCHILDGER et al. 1996; HERNANDEZ-DIVERS u. HER-NANDEZ-DIVERS 2001), z.B. im Darmtrakt (HOLLAND et al. 2008). Eine Darstellung der im knöchernen Beckenkanal lokalisierten Nieren kann aus diesem Grund prob-lematisch sein (u.a. REDROBE u. WILKINSON 2002; HERNANDEZ-DIVERS 2003;

SELLERI u. HERNANDEZ-DIVERS 2006). Auch behindern die bei einigen Echsen-spezies während der Inspiration teils bis in das Becken ragende Luftsäcke bzw. Lun-genausläufer die Untersuchung (SCHILDGER et al. 1991; SCHILDGER et al. 1996).

Feine Lufteinschlüsse zwischen den Hautschichten während der Ekdysis können ebenfalls zu schlechteren Bildergebnissen führen (SCHILDGER et al. 1994;

SCHILDGER et al. 1996). Weitere limitierende Faktoren sind die teils dicken, kerati-nisierten Schuppen bzw. Osteoderme bei einigen Echsenspezies sowie anatomische Begrenzungen durch den Panzer bei Schildkröten (MADER 2013).

Als Kontaktmedium wird bevorzugt eine großzügige Menge Ultraschallgel direkt auf der Haut verteilt (u.a. ZWART u. SASSENBURG 2007b; HOLLAND et al. 2008;

PEES 2010b). Alternativ lassen sich, insbesondere kleine oder handscheue Reptilien im Wasserbad untersuchen (u.a. REDROBE 2006; SILVERMAN 2006; PEES 2010b). Beide Medien sollten vorweg angewärmt werden, damit die poikilothermen Tiere keinen größeren Temperaturschwankungen ausgesetzt sind (SELLERI u.

HERNANDEZ-DIVERS 2006; PEES 2010b). Für schwer zugängliche Bereiche oder bei kleinen Tieren kann der Einsatz einer Vorlaufstrecke hilfreich sein; diese besteht z.B. aus einem, unter Vermeidung von Lufteinschlüssen, mit Gel oder Wasser gefüll-tem Handschuhfinger (u.a. GUMPENBERGER 1996; REDROBE 2006; PEES 2010b).

Hochauflösende Sonden mit kleiner Auflagefläche werden in der Exotenmedizin be-vorzugt eingesetzt (u.a. JACOBSON 2003; REDROBE 2006; SILVERMAN 2006).

Die Ankopplung erfolgt bei Echsen zumeist von ventral (SCHILDGER et al. 1994) oder lateral (SCHUMACHER u. TOAL 2001; SILVERMAN 2006). PEES (2010b) trifft eine Einteilung in drei Hauptzugänge – bezeichnet als ventraler Zugang,

Nieren-Zugang und Herz-Nieren-Zugang. Zur Erlangung eines guten Überblickes wird das Zölom von kranial nach kaudal in Longitudinal- und Transversalschnitten durchmustert (SCHILDGER et al. 1994; ZWART u. SASSENBURG 2007b).

Sonographie des weiblichen Genitaltraktes

Die Ovarien werden bei Echsen sonographisch mittig im Zölom (REDROBE 2006) am Beginn des letzten Körperdrittels beidseits lateral der Aorta, kranial der Nieren (ZWART u. SASSENBURG 2007b) aufgefunden (TENHU et al. 1995b; SCHILDGER et al. 1996). Der Zugang erfolgt bevorzugt von ventrolateral nach lateral (HOLLAND et al. 2008) bzw. an der seitlichen Rumpfwand (ZWART u. SASSENBURG 2007b).

Die Größe und Form der Ovarien ist abhängig vom Reproduktionsstand (SCHILD-GER et al. 1996; ZWART u. SASSENBURG 2007b). Die sichere Identifizierung der Ovarien kann laut SCHILDGER et al. (1996) nur anhand ihrer Funktionskörper ge-schehen. SCHILDGER et al. (2000) vermerken, dass juvenile bzw. inaktive Gonaden nicht sicher dargestellt werden können. PEES (2010b) hingegen ist der Meinung, dass ein inaktives Ovar sonographisch identifiziert werden kann. Prävitellogene Folli-kel stellen sich auf dem Ovar als kleine, runde bzw. traubenförmige, anechogene bis hypoechogene Strukturen dar (u.a. REDROBE 2006; ZWART u. SASSENBURG 2007b; PEES 2010b). Mit fortschreitender Entwicklung nehmen die nun vitellogenen Follikel an Echogenität und Größe zu (u.a. REDROBE u. WILKINSON 2002;

REDROBE 2006; PEES 2010b). Postovulatorische Follikel verlieren ihre sphärische Form und werden zunehmend ovoid (REDROBE u. WILKINSON 2002; REDROBE 2006). Echseneier sind in ihrer Echotextur halbiert und nicht geschichtet wie Schild-kröteneier (SCHILDGER et al. 2000) - das anechogene bis hypoechogene Eiklar auf der einen, der hyperechogene Dotter (PEES 2010b) auf der anderen Seite (SCHILDGER et al. 1996; SCHILDGER et al. 2000; ZWART u. SASSENBURG 2007b). Die Schale nimmt bei fortschreitender Kalzifizierung deutlich an Echogenität zu (REDROBE 2006; SILVERMAN 2006; ZWART u. SASSENBURG 2007b).

Sonographie des männlichen Genitaltraktes

Die Hoden werden dorsal im Zölom (REDROBE u. WILKINSON 2002) am Beginn des letzten Körperdrittels bds. lateral der Aorta, kranial der Nieren (ZWART u.

SAS-SENBURG 2007b) aufgefunden, wobei der rechte Hoden in der Regel weiter kranial gelegen ist als der linke Hoden (SCHILDGER et al. 1996; HOLLAND et al. 2008).

Der Schallkopf wird hierzu an der seitlichen Rumpfwand angesetzt (ZWART u. SAS-SENBURG 2007b). Die Hoden konnten von SCHILDGER (1999) bei Waranen und Leguanen nur selten aufgefunden werden. HOLLAND et al. (2008) hingegen konnte die Hoden bei Leguanen in der Paarungssaison zuverlässig auffinden, wobei der rechte Hoden öfters durch Teile des Darmtraktes überlagert war. SCHILDGER et al.

(2000) beschreiben die sichere Darstellung, insbesondere bei juvenilen Tieren, als äußert schwierig. PEES (2010b) vermutet, dass die Darstellbarkeit der Hoden sowohl von der Art als auch von der sexuellen Aktivität des Individuums abhängt. SCHILD-GER et al. (1996) merkt an, dass Größe und Form der Hoden vom Reproduktions-stadium abhängig sind. Die Hoden sind im Längsschnitt bohnenförmig (SCHILDGER et al. 1996; ZWART u. SASSENBURG 2007b) bzw. ovoid (TENHU et al. 1995b;

REDROBE u. WILKINSON 2002) und im Querschnitt rund (SCHILDGER et al. 2000).

Ihr Parenchym ist homogen (REDROBE u. WILKINSON 2002; ZWART u. SASSEN-BURG 2007b; HOLLAND et al. 2008) und von mittlerer Echogenität (ZWART u.

SASSENBURG 2007b). Nach HOLLAND et al. (2008) weist das Hodenparenchym in etwa die gleiche Echogenität wie die Milz auf. Nach REDROBE u. WILKINSON (2002) sind die Hoden hyperechogener als Ovarien. SCHILDGER et al. (2000) be-schreiben für das Hodenparenchym ein feines Echomuster welches nach SCHILD-GER (1999) unregelmäßig verteilte anechogene Bezirke aufweist. TENHU et al.

(1995b) beschreiben das Parenchym als reflexreich. Umgeben wird das Parenchym von einer feinen hyperechogenen Hülle (SCHILDGER 1999).

Sonographie der Nieren

Bei Echsen wird zur Darstellung der Nieren der Schallkopf dicht vor oder hinter dem knöchernen Becken angesetzt und leicht nach medial gekippt (u.a. SELLERI u.

HERNANDEZ-DIVERS 2006; ZWART u. SASSENBURG 2007b; HOLLAND et al.

2008). Auf diese Art lassen sich der präpelvine und meist auch der postpelvine, über der Kloake gelegene Nierenabschnitt darstellen (ZWART u. SASSENBURG 2007a;

HOLLAND et al. 2008). Bei manchen Arten ist auch eine Darstellung der präpelvinen

Nierenabschnitte über die ventrale Bauchwand möglich (u.a. DIVERS 1997; HER-NANDEZ-DIVERS u. HERHER-NANDEZ-DIVERS 2001; PEES 2010b). Laut SILVERMAN (2006) braucht es Übung und Erfahrung um Nieren sonographisch sicher identifizie-ren zu können. Laut WACHSMANN (2010) behinderte die mangelnde Abgidentifizie-renzung zum umliegenden Muskelgewebe die Darstellung der Nieren bei Bartagamen (Pogo-na vitticeps). PEES (2010b) gibt an, die Nieren mit Hilfe eines Farbdopplers (Co-lorFlow) anhand ihrer Blutflüsse identifizieren zu können. In manchen Fällen erleich-tert eine, die Nieren umgebende hyperechogene Begrenzungslinie die Differenzie-rung zwischen Nieren und angrenzendem Gewebe (WACHSMANN 2010). Die sono-graphische Lage der Nieren wird bei Echsen (ZWART u. SASSENBURG 2007b), Waranen (TENHU et al. 1995a) und Leguanen (TENHU et al. 1995b) als kaudodor-sal im Zölom, beidseits der Aorta bzw. der Wirbelsäule, kranial vor dem Becken lie-gend und bis in es hineinralie-gend (SCHILDGER et al. 1996) beschrieben. Auch beim Steppenwaran (Varanus exanthematicus) liegen die Nieren nach SAINSBURY u.

GILI (1991) im kaudalen Zölom und teils im Beckenkanal. SCHILDGER et al. (1996) ergänzt, dass die Nieren kaudal der Gonaden aufzufinden sind und im Querschnitt durch das Kolon getrennt werden (TENHU et al. 1995a; ZWART u. SASSENBURG 2007b; HOLLAND et al. 2008). Die Form der Nieren bei Echsen ist im Längsschnitt langgezogen (PEES 2010b), ovoid (SCHILDGER 1999; HOLLAND et al. 2008), boh-nenförmig (ZWART u. SASSENBURG 2007b) oder birboh-nenförmig (SAINSBURY u.

GILI 1991) und im Querschnitt rundlich (SCHILDGER 1999) bzw. dreieckig (ZWART u. SASSENBURG 2007b). Die Nieren sind im Ultraschall von mittlerer Echogenität (SCHILDGER 1999). Sie werden als hyperechogen im Vergleich zum Fettkörper (TENHU et al. 1995a; TENHU et al. 1995b; SCHILDGER et al. 1996), zur Leber (SAINSBURY u. GILI 1991) und zum umliegenden Gewebe (JACOBSON 2003) be-schrieben. Nach HOLLAND et al. (2008) sind die Nieren allerdings insgesamt hypo-echogen. WACHSMANN (2010) stellt zwischen den Geschlechtern einen Unter-schied in der Echotextur fest. So waren die Nieren aller weiblichen und einiger männ-licher Tiere hypoechogen und homogen, wohingegen die Nieren der meisten männli-chen Tiere eine hyperechogene Fleckung bzw. Bänderung aufwiesen (WACHS-MANN 2010). Nach TENHU et al. (1995a) ist das Nierenparenchym ein homogenes

Gewebe ohne Abgrenzung zwischen Rinde (Cortex), Mark (Medulla) und Nierenbe-cken (Pelvis renalis) (u.a. JACOBSON 2003; SELLERI u. HERNANDEZ-DIVERS 2006; ZWART u. SASSENBURG 2007b). Nach Angaben einiger Autoren weist das Parenchym hingegen eine feine Körnung (u.a. TENHU et al. 1995b; SCHILDGER 1999; ZWART u. SASSENBURG 2007b) bzw. eine gefleckte Echotextur (SAINSBU-RY u. GILI 1991; TENHU et al. 1995a) auf. Die einzelnen Lappen werden durch hy-perechogene Linien getrennt und das gesamte Organ wird von einer Nierenkapsel in Form einer dünnen hyperechogenen Linie umgeben (SAINSBURY u. GILI 1991).

Das Nierengewebe stellt sich im Farbdoppler meist als wenig durchblutet dar (PEES 2010b). Es können aber eine beidseits angelegte, große zentrale Vene (JACOBSON 2003; PEES 2010b) und im kranialen Nierenbereich mehrere arterielle Gefäße (JA-COBSON 2003) dargestellt werden. Von REESE u. BÜHLER (2001) konnten Aorta pelvina, A. renalis, V. porta renalis und V. renalis dopplersonographisch dargestellt und identifiziert werden.

Bei der Nierenuntersuchung sollte auf Größe, Form, Architektur, Echogenität, Depo-sitionen und auf die Perfusion geachtet werden (REDROBE 2006; PEES 2010b). Die häufig in Zusammenhang mit Nephropathien auftretende Renomegalie erleichtert das Auffinden der aus dem Beckenkanal hervorragenden Nieren erheblich (REDRO-BE u. WILKINSON 2002; STAHL 2003; REDRO(REDRO-BE 2006). Pathologische Verände-rungen der Nieren zeigen sich laut REESE u. BÜHLER (2001) sowie PEES (2010b) anhand von Abweichungen in Größe, Echogenität und Perfusion. REESE u. BÜH-LER (2001) stellen fest, dass Renomegalien beim Grünen Leguan mit erheblichen Einschränkungen der Nierenperfusion einhergehen (Widerstandserhöhung in der A.

renalis, sistierender Blutfluss in der V. porta renalis), während die Blutströme von reinen Echotexturabweichungen unberührt bleiben. Der Ultraschall eignet sich gut um Uratablagerungen, Neoplasien, Abszesse, Nierenzysten und Gewebsmineralisie-rung aufzufinden (u.a. REDROBE 2006; PEES 2010b; MADER 2013). Regelmäßig sonographisch diagnostizierte Nierenerkrankungen sind Gicht und Neoplasien wie z.B. Adenome (u.a. GUMPENBERGER 1996; SCHILDGER 1999; REDROBE 2006).

Neoplasien und Abszesse zeichnen sich im sonographischen Bild durch ein Abwei-chen von der normalen Nierenarchitektur aus (REDROBE u. WILKINSON 2002;

ZWART u. SASSENBURG 2007b). Oftmals gehen pathologische Veränderungen der Nieren mit einer fokalen oder diffusen Echogenitätssteigerung einher (u.a. GUM-PENBERGER 1996; REESE u. BÜHLER 2001; PEES 2010b). Dies ist vermutlich u.a. auf Harnsäureablagerungen zurückzuführen (u.a. REDROBE 2006; ZWART u.

SASSENBURG 2007b; PEES 2010b). Diese Annahme wird bei REESE u. BÜHLER (2001) histologisch belegt. Auch TENHU et al. (1995a) und REDROBE u. WILKIN-SON (2002) vermuten, das hyperechogene Flecken im Nierenparenchym durch Harnsäuredepositionen hervorgerufen werden.

Gleichwohl gibt es laut SILVERMAN (2006) bislang kein typisches sonographisches Muster um Nephropathien zuverlässig identifizieren zu können. Die dopplersonogra-phische Messung der Blutflüsse stellt nach REESE u. BÜHLER (2001) eine geeigne-te Methode dar um den Grad einer Nephropathie zu beurgeeigne-teilen und den Therapieer-folg zu kontrollieren. SCHUMACHER u. TOAL (2001) regen an, dass weiterhin eine Vielzahl von Studien zur Evaluierung der physiologischen Nierenmorphologie und aussichtsreicher Darstellungstechniken bei Reptilien benötigt werden.

Sonographie der ableitenden Harnwege

In der Literatur wird einzig die Blase als anatomische Struktur der ableitenden Harn-wege sonographisch beschrieben. Ihre Darstellung erfolgt bei Echsen von ventral oder über die seitliche Bauchwand (SCHILDGER et al. 1996). Die Blase liegt kranial des Beckens, ventral von Kolon und Nieren (ZWART u. SASSENBURG 2007b) im kaudalen Zölom und schmiegt sich an die umliegenden Strukturen wie die beiden Fettkörper an (HOLLAND et al. 2008; PEES 2010b). Der Blaseninhalt ist für gewöhn-lich reflexarm bzw. anechogen und enthält ggf. hyperechogene Harnsäurepartikel die in der Flüssigkeit schwimmen (u.a. SILVERMAN 2006; ZWART u. SASSENBURG 2007b; HOLLAND et al. 2008). Die Blasenwand wird bei Echsen (ZWART u. SAS-SENBURG 2007b) bzw. Waranen und Leguanen (SCHILDGER 1999) als hyper-echogene begrenzende Linie beschrieben. Nach HOLLAND et al. (2008) ist die Bla-se Bla-sehr dünnwandig und somit die Differenzierung zwischen BlaBla-seninhalt und freier Flüssigkeit erschwert. Größe und Form können, u.a. in Abhängigkeit vom Druck des Schallkopfes (HOLLAND et al. 2008), variieren (ZWART u. SASSENBURG 2007b).

Bei starkem Füllungsgrad kann die Blase als akustisches Fenster zur Betrachtung der dahinter liegenden Organe dienen (REDROBE 2006).