Spermienveränderungen im weiblichen Genitale

Mit Eintritt in den weiblichen Genitaltrakt nach der Ejakulation müssen die Spermien verschiedene Barrieren überwinden. Es existieren mechanische (Falten, Krypten, Cilien), physikochemische (Vaginalsekret, Zervixmucus) und immunologische Abwehrvorgänge als Selektionsstufen (HUNTER 1988). Bei den Scheidenbesamern (z.B. Rind, Kaninchen, Affe und Mensch) gilt als erste Hürde der Gebärmuttermund mit dem Zervixschleim, welche die Spermien überwinden, in dem sie durch Micellenkomplexe des Zervikalmucus in die Krypten der Schleimhaut geleitet werden. Dort entsteht so ein erstes Spermienreservoir. Das Schwein zählt zu den Arten (wie Pferd und Hund) mit uteriner Samenportionierung, bei denen die Passage durch die uterotubale Verbindung die erste Barriere darstellt. Die Schleimhautfalten in diesem Bereich, welche während des Östrus ödematisieren, verhindern den Eintritt von Seminalplasma und Uterusekret in den Eileiter und reduzieren den Anteil der Spermien, der bis in den Isthmus des Eileiters vordringt (HUNTER 1995). Der caudale Teil des Isthmus stellt für beide angesprochenen Besamungstypen ein funktionelles Spermienreservoir dar, in dem in einem bestimmten Zeitfenster die Vitalität der Spermien geschützt wird. An Spermatozoen, die sich im Lumen befinden, laufen die Alterungsprozesse in beschleunigter Form ab.

Wichtig für das Überleben und die Kapazitation der Spermien ist eine Bindung zwischen dem apikalen Teil des Spermienkopfes und dem Eileiterepithel (SUAREZ et al. 1991). Dieser Kontakt wird wahrscheinlich durch Kohlenhydrate des Oviduktepithels und kohlenhydratbindenden Proteinen des Spermatozoons, entsprechend einer Lektin-Zucker-Bindung, hergestellt (SUAREZ 1998). Die Tatsache, dass Kohlenhydrate diese Bindung hemmen können (WAGNER et al. 2002), spricht für einen solch vermittelten Kontakt. Es ist

von großer Bedeutung, dass die Spermien in dem präovulatorischen Zeitraum nicht weiter den Eileiter hinauf wandern, da sie sonst die ovulierte Eizelle nicht mehr befruchten können (HUNTER 1995).

Für eine erfolgreiche Befruchtung müssen die Spermatozoon ihre Befruchtungsfähigkeit wieder erlangen, in dem sie verschiedene Kapazitationsprozesse durchlaufen. Ein Spermium gilt als kapazitiert, wenn bei seinem intakten Akrosom durch die Zona pellucida, die Akrosomreaktion induziert werden kann (KOPF u. GERTON 1991). Die ersten Schritte der Kapazitation bestehen aus der Entfernung der oberflächenassozierten Inhaltsstoffe aus dem Seminalplasma von den Spermien. Dies geschieht je nach Samendeponierung in der Zervix oder erst im Bereich der uterotubalen Verbindung (YANAGIMACHI 1994). Der Anteil der Spermien, der eine Bindung mit dem Eileiterepithel im Bereich des caudalen Isthmus eingehen kann, durchläuft weitere Schritte der Kapazitation. Kapazitierte Spermien weisen eine reduzierte Bindungsfähigkeit zum Oviduktepithel auf (FAZELI et al. 1999) und kennzeichnen sich durch sichtbare hyperaktive Geißelbewegungen, mit denen sie aktiv zum Ort der Befruchtung, der Ampulla, gelangen (SMITH 1998).

Die biochemischen Veränderungen von Membrankomponenten und intrazellulären Ionenkonzentrationen (BEDFORD u. HOYKINS 1990), die Hyperaktivität und Ablösung von dem Oviduktepithel zur Folge haben, sind von einer sehr komplexen Natur. Im wesentlichen werden die durch die Komponenten des Nebenhodensekretes und des Seminalplasmas hervorgerufenen Veränderungen rückgängig gemacht. Hydrolasen des weiblichen Genitalsekretes bewirken eine Entfernung von Sialsäuren und Sulfatresten aus der Spermienplasmamembran, so dass die negative Oberflächenladung wieder abnimmt (LANGLAIS et al. 1981). Durch diese Vorgänge und die Entfernung von Cholesterin aus der Plasmamembran wird diese durchlässiger und es kommt zu einem zweiphasigen Kalziumeinstrom. Der zweite, stärkere Influx ist für die Auslösung der Akrosomreaktion verantwortlich (FRASER 1995) und der erste scheint mit der Kapazitation verbunden zu sein.

So bewirkt die Aktivierung einer Ca²⁺-abhängigen Adenylatzyklase über weitere Enzymaktivierungskaskaden Tyrosinphosphorylierung. Dies konnte an einer Reihe von Proteinen des Spermatozoons bei der Maus (VISCONTI et al. 1997), beim Eber und Bullen (TÖPFER-PETERSEN et al. 1996) nachgewiesen werden. Weitere Forschungsergebnisse zur genaueren Bedeutung stehen noch aus.

3. Die Oocyte

3.1. Entwicklung und Aufbau

Die Entwicklung der Eizellen beginnt schon im weiblichen Fetus mit der Einwanderung der Urkeimzellen in die Gonadenanlagen und anschließender Differenzierung über Primordialkeimzellen zu Oogonien. Diese vermehren sich mitotisch und werden mit dem Eintritt in die Prophase der ersten meiotischen Reifeteilung als primäre Oozyten bezeichnet.

Es folgt nach Rekombination homologer Chromosome (LEIBFRIED-RUTLEDGE et al.

1989) eine Arretierung der Eizellen in der Prophase I (Diplotän). Dieser Block wird unter In-vivo-Bedingungen mit dem Eintritt in die Geschlechtsreife durch den präovulatorischen Gonadotropinimpuls wieder aufgehoben (BUCCIONE et al 1990) und die Meiose fortgesetzt (sekundäre Oozyte). Allerdings nur wenige der arretierten Oozyten gelangen wirklich zur Ovulation, viele verfallen einer Atresie. Während der beschriebenen meiotischen Pause ruht aber nicht die ganze Entwicklung der Oozyte. Es finden vielmehr hohe Syntheseleistungen und eine 200fache Vergrößerung ihres Volumens statt (MOOR et al. 1990). Erst durch diese Wachstumsphase erhält die Oozyte die Fähigkeit, die Meiose wieder aufzunehmen.

Die ablaufenden Prozesse zwischen Wiederaufnahme und erneuter Arretierung im Kernstadium der Metaphase II ist die eigentliche Eizellreifung, auch Maturation genannt. Der Abschluss der zweiten Reifeteilung erfolgt erst nach der Aktivierung durch das Spermium oder einem entsprechenden Stimulus.

In dem Zeitraum bis zur Aktivierung im Geschlechtszyklus bilden die primären Oozyten mit dem sie einschichtig und flach umgebenden Follikelepithel die Primordialfollikel. Mit der Aktivierung wird er als Primärfollikel bezeichnet. Es folgt eine mitotische Proliferation des umgebenden Follikelepithels mit der Folge, dass dieses mehrschichtig wird (Sekundärfollikel). Die Follikelzellen, welche die Eizelle unmittelbar umgeben, produzieren Fortsätze und an der Oberfläche der Eizelle entwickeln sich Mikrovilli. Zwischen der Oozyte und den Follikelzellen beginnt die Bildung der Zona pellucida. Der Follikel wird zum Tertiärfollikel, wenn die Follikelzellen beginnen, Flüssigkeit (Liquor follikuli) in den Interzellularraum auszuscheiden. Dadurch wird die Eizelle an den Rand des Follikels

gedrängt und der Cumulus oophoros entsteht. Die innerste Schicht, die Corona radiata, entsendet durch die Zona pellucida Zellfortsätze in das Ooplasma (ALBERTINI u. RIDER 1994). Die Kumuluszelllen sind sowohl unter einander als auch mit den wandständigen Granulosazellen über Gap junctions verbunden. So wird ein Austausch von Metaboliten und Signalen von der Follikelperipherie bis in das Innerste der Eizelle gewährleistet (MOTTA et al. 1994).

Abb. 1: Tertiärfollikel mit Eizelle, Follikelhöhle und Theca follicularis Färbung Hämatoxylin-Eosin, 120fache Vergrößerung (nach LIEBICH 1993)

Corona radiata Ooplasma

Follikelhöhle Kern

Zona pellucida

Theca follicularis externa

Theca follicularis interna

Follikelhöhle Follikelepithelzellen

Corona radiata

Cumulus oophorus

3.2. Maturation der Oozyte in vivo

Die Maturation der Oozyte ist in Kernreifung, zytoplasmatische Reifung und strukturelle Veränderungen untergliedert. Noch im Fetus tritt die DNA der Oozyte in die Prophase I ein und wird nach Durchlaufen der Stadien Leptotän, Zygotän und Pachytän im Diplotän arretiert.

Dieser Ruhestatus wird als Diktyotän bezeichnet und wird bis zur Induktion der Reifung beibehalten (LEIBFRIED-RUTLEDGE et al. 1989). Während der Wachstumsphase vergrößert sich der Nukleus so, dass er als Keimbläschen bzw. Germinalvesikel (GV) bezeichnet wird. Als Germinalvesikle Breakdown (GVBD) wird von MOTLIK und FULKA (1976) der gesamte Kernreifungsprozess von der Auslösung der Reifung bis zum Beginn der Metaphase I bezeichnet und sie unterteilten den Vorgang in sechs Stadien, die lichtmikroskopisch zu unterscheiden sind:

GV I:

Der Zellkern und der Nukleolus sind deutlich zu erkennen. Das Chromatin ist ring- oder hufeisenförmig um das Kernkörperchen verdichtet.

GV II:

Zellkern und Nukleolus sind erhalten und im Bereich der Kernmembran sind einige orcein-positive Strukturen, Chromozentren, nachzuweisen.

GV III:

Nukleolus und Zellkern sind noch intakt und das Chromatin liegt in einzelnen Clustern oder fädigen Strukturen vor.

GV IV:

Der Nukleolus ist bei einem erhaltenen Zellkern nicht mehr zu erkennen. Das Chromatin stellt sich in der Orceinfärbung als irreguläres Netzwerk oder einzelne Bivalente dar.

Frühe Diakinese:

Die Membran des Zellkerns ist nicht mehr zu sehen. In der Region des ehemaligen Zellkerns befinden sich nun die Bivalente.

Späte Diakinese:

Die Chromosomen sind kondensiert und als individuelle Teile darstellbar.

Nach dem GVBD schließen sich die Stadien Metaphase I, Anaphase I, Telophase I und die Metaphase II an, in der es zu einem erneuten Block kommt.

Metaphase I:

Der Zellkern existiert nicht mehr und die Chromosomen sind bei maximaler Kondensation in einem Cluster angeordnet.

Anaphase I:

Die Chromosomen befinden sich in der Äquatorialebene und eine Spindel ist zu erkennen.

Telophase I:

Die meiotische Spindel ist nun deutlich zu sehen und Chromosomen weichen in zwei Gruppen auseinander.

Metaphase II:

Die Chromosomen sind auf zwei Cluster verteilt und ein Polkörper ist zu finden.

Die zytoplasmatische Reifung ist von der Kernreifung abzugrenzen, beide Prozesse treten jedoch in Wechselwirkung (EPPIG 1996). Eine befriedigende Befruchtungs- und embryonale Entwicklungskompetenz wird keines Falls nur durch eine erfolgreich abgelaufene Kernreifung garantiert (LAURINCIK et al. 1994). So konnte CRAN 1985 nachweisen, dass in vivo gereifte porcine Eizellen eine Umstrukturierung der Zellorganellen aufzeigen. Die Mitochondrien beispielsweise verteilen sich aus ihrer Gruppierung am Rande der Eizelle gleichmäßig im gesamten Ooplasma. Die kortikale Granula verdoppelt sich in ihrer Menge und ordnet sich in einem ca. 4 µm breiten Bereich unterhalb der Plasmamembran an. Die Verfügbarkeit der Granula in dieser Lokalisation korreliert mit dem Vermögen der Eizelle zum Polyspermieblock (DUCIBELLA 1996).

4. Gameteninteraktion

Die ersten Schritte der Gameteninteraktionen finden zwischen Spermium und Zona pellucida statt. Es werden folgende Stufen der Annäherung des Spermatozoons an die Eizelle unterschieden (WASSARMAN 1990):

1. Attachement: lockere, nicht speziesspezifische Kontaktaufnahme des Spermiums mit der ZP

2. primäre Bindung: Bindung von akrosomintakten, kapazitierten Spermien an die ZP 3. sekundäre Bindung: Bindung von akrosomreagierten Spermien an die ZP

4. Penetration: akrosomreagierte Spermien wandern durch die ZP.

Diese Prozesse werden über Protein-Kohlenhydrat-Erkennungsmechanismen vermittelt (MILLER u. AX 1990). Oberflächenassozierte Spermienproteine binden speziesspezifisch an Kohlenhydrate der Zona pellucida und als Folge wird die Akrosomreaktion induziert (MEIZEL 1985).

Akrosomreaktion:

Als Akrosomreaktion wird der exocytische Prozess beschrieben, durch den der akrosomale Inhalt mit seinen lytischen Enzymen (u.a. Akrosin) freigesetzt wird. Dies geschieht durch die Verschmelzung der äußeren akrosomalen Membran mit der darüber liegenden Plasmamembran (siehe Abb. 2). Für die Befruchtung ist dieser Vorgang essentiell, da erst eine partielle Hydrolyse der ZP dem Spermium die Penetration ermöglicht. Unterschiedliche Signalübertragungssysteme werden kaskadenartig aktiviert und als Hauptresultat entsteht ein massiver Kalziuminflux in das Zellinnere der Spermien (FRASER 1993). Durch die Bindung von Kalzium an Calmodulin erfolgen Phosphorylierungen verschiedener Membranproteine.

Abb. 2: Schematischer Ablauf der Akrosomreaktion beim Säugetier

(nach YANAGIMACHI 1994), AM: akrosomale Membran; PM: Plasmamembran

Mit der In-vitro-Induktion der Akrosomreaktion kann ein funktioneller Teilaspekt von Spermienpopulationen untersucht werden; sind die Spermien kapazitiert und sind sie in der Lage, auf den entsprechenden Reiz mit der Akrosomreaktion zu reagieren. Die Induktion der Akrosomreaktion ist möglich mit Lyso-Phosphatidylcholin (LPC) und Glukosaminoglykanen z.B. Heparin, Hyaluronsäure und Chondroitinsulfat (KOPF u. GERTON 1991; VARNER et al. 1993).

Die anschließende sekundäre Bindung ist für die Verbindung der akrosomreagierten Spermien mit der ZP-Matrix verantwortlich. Sowohl durch die bei der Akrosomreaktion freigesetzten Enzyme als auch durch den eigenen motorischen Antrieb penetriert das Spermium die Zona pellucida. Das Spermium lagert sich nun tangential mit der ganzen Fläche seines Kopfes an die Plasmamembran der Eizelle an. Im seitlichen Bereich des Spermatozoons sind viele Proteine lokalisiert, die an der Fusion der Spermienmembran mit den Mikrovilli der Eizellmembran beteiligt sind. Nach der Verschmelzung der Plasmamembranen wird erst der Spermienkopf und dann das ganze Spermium in die Eizelle aufgenommen. Dabei entsteht der sogenannte Empfängnishügel (impregnation cone), da sich die Eizelle für die phagozytoseähnliche Inkorporation des Spermiums vorwölbt.

Im Gegensatz zur Bindung an die ZP ist die Fusion von Eizelle und Spermatozoon nicht speziesselektiv. Dieser Umstand wurde bei der Entwicklung von heterologen IVF-Tests genutzt. So kann die Fertilität von humanen Spermien mit Hamsteroocyten überprüft werden (ROGERS 1988), welches von großem Vorteil ist, da die Bereitstellung von humanen Eizellen aus ethischer Sicht sehr problematisch ist.

Nach Eintritt des Spermiums in die Eizelle wird diese aktiviert, die Meiose vollendet und die kortikale Reaktion ausgelöst. Dabei werden die proteolytischen Enzyme der kortikalen Granula von der Eizelle in den perivitellinen Spaltraum abgegeben. Die Enzyme sind nun in der Lage, die Zellmembranproteine der Oocyte so zu verändern, dass diese nicht mehr von den Spermien erkannt werden können. Weiterhin bewirken diese Enzyme eine partielle Proteolyse der ZP Glykoproteine, so dass dort kein weiteres Erkennen, Binden und Vordringen von Spermien möglich ist. Diese Reaktion wird als Zona-Reaktion angesprochen.

Eine weitere Umstrukturierung der Eizellmembran für die Verhinderung der Polyspermie erfolgt durch eine Depolarisationswelle, die unmittelbar nach der Verschmelzung der Gameten über die Plasmamembran der Oocyte hinweg läuft.

5. Die Zona pellucida

Die Zona pellucida (Glashaut) ist eine extrazelluläre Matrix, welche die Oocyte gelartig umgibt. Sie bildet sich in ihrer Struktur während der Follikulogenese aus und bleibt auch noch nach der Befruchtung der Eizelle eine gewisse Zeit zum Schutz der entstandenen Blastozyste bestehen. Die weiteren Aufgaben bestehen aus der speziesspezifischen Bindung von kapazitierten Spermien und nachfolgender Induktion der Akrosomreaktion mit anschließender Penetration des Spermiums durch die ZP. Weiterhin trägt die ZP durch ihre im Anschluss an die Befruchtung entstehenden Modifikationen zum Polyspermieblock mit bei (DUNBAR u.

WOLGEMUTH 1984).

5.1. Aufbau und Entwicklung

Die azelluläre ZP zeigt in ihrer Dicke größere Unterschiede im Vergleich von niederen und höher entwickelten Tieren. So beträgt ihre durchschnittliche Breite bei der Maus 5 µm, 13-16 µm bei Mensch und Schwein (DUNBAR u. WOLGEMUTH 1984; DUNBAR et al. 1991) und beim Rind 27µm (DUNBAR et al. 1994). Die Schweineeizelle besitzt mit der ZP einen Durchmesser von ca. 100 bis 150 µm und ist annähernd rund. Der Proteingehalt beträgt je nach Reifungszustand 15-30 ng/ZP (TÖFER-PETERSEN, persönliche Mitteilung). Die Proteine sind durch nicht-kovalente Bindungen in einem feinverküpften Netzwerk angeordnet (WASSARMAN 1988). Mittels Elektronenmikroskopie ist zu erkennen, dass die ZP eine zweischichtige Struktur aufweist. Die äußere Schicht besitzt größere Löcher, gleich einem Schweizer Käse, und der innere Bereich ist von amorpher Struktur. An Hand von Untersuchungen der bovinen ZP konnte gezeigt werden, dass nach der Befruchtung der Oozyte die ZP dünner wird und die Lochstrukturen verschwinden (SUZUKI et al 1994).

Die ZP der Säugetiere besteht aus drei Glykoproteinen, die posttranslationalen Umbauprozessen wie Glykosylierung und Sulfatierung unterliegen, so dass eine gewisse Heterogenität entsteht (WASSARMAN, 1988).

Die Nomenklatur der ZP-Glykoproteine ist teilweise recht missverständlich. Die Maus war die erste untersuchte Spezies, bei der die einzelnen Proteine mittels Gelelektrophorese isoliert werden konnten. Die drei erhaltenen Proteine wurden einfach nach absteigendem Molekulargewicht mit ZP1 (200 kDa), ZP2 (120 kDa) und ZP3 (83 kDa) bezeichnet (BLEIL u. WASSARMAN 1980a). Bei den ersten biochemischen Analysen der porcinen ZP konnten unter reduzierenden Konditionen bei der Elektrophorese (PAGE) vier Komponenten mit einem Molekulargewicht von 90, 65, 55, 25 kDa isoliert werden. Werden allerdings nicht reduzierende Bedingungen gewählt, so erscheinen nur eine 90 und eine 55 kDa Bande (HEDRIK u. WARDRIP 1980; SACCO et al. 1981).

In weiteren Untersuchungen von HEDRICK und WARDRIP konnte 1987 gezeigt werden, dass sich das porcine ZP1 (pZP1), die 90 kDa Bande der nicht reduzierenden PAGE, unter Reduktion durch Spaltung von Disulfidbrücken in die 65 kDa und 25 kDa Komponenten der reduzierenden PAGE auftrennt. Durch eine isoelektrische Fokussierung konnten HEDRICK und WARDRIP (1980) den Proteinanteil, welcher der breiten 55 kDa Bande der nicht

auftrennen. Später konnte nachgewiesen werden, dass es sich dabei nicht um zwei Proteinketten, sondern um zwei verschiedene Proteine handelt (TÖPFER-PETERSEN et al.

1993). Eine einheitliche speziesübergreifende Nomenklatur wurde durch die Identifizierung der kodierenden Gene für die einzelnen Glykoproteine ermöglicht (HARRIS et al. 1994). Die Bezeichnungen der ZPA-, ZPB- und ZPC-Genfamilien wurden etabliert. Die Einstufung wurde nach der Anzahl der Basenpaare vorgenommen, und zwar stellt dabei ZPA das größte und ZPC das kleinste Gen dar.

Tab. 1: Nomenklatur der Proteine der Zona pellucida

ZPA ZPB ZPC

Maus mZP2 mZP1 mZP3

Mensch hZP2 hZP1 hZP3

Schwein pZP1 (pZP2) pZP3α (pZP1) pZP3β (pZP3)

Bei jeder der drei Proteinfamilien konnte gezeigt werden, dass zu 50-98 % Homologien auf der Ebene der Nukleinsäure bestehen (EPIFANO u. DEAN 1994, MCLESKEY et al. 1998).

Die strukturelle Bedeutung der einzelnen Glykoproteine ist bisher nur bei der Maus geklärt.

Nach WASSARMAN und MORTILLO (1991) sind dort jeweils ZPA und ZPC zu Heterodimeren zusammengelagert. Diese Einheiten bilden lange Filamente, welche durch das ZPB an diversen Stellen verbunden werden.

Die ZP ist während der Follikulogenese ab dem Stadium des Sekundärfollikels zwischen Oolemn und den Granulosazellen nachweisbar (LEE u. DUNBAR 1993). Über den Syntheseort der ZP bestanden kontroverse Meinungen. Kern der Auseinandersetzungen war die Beteiligung der Granulosazellen neben der Oozyte und bei welcher Tierart welche Systeme vorherrschen. Bei der Maus wurde nachgewiesen, dass die ZP nur in der Eizelle selbst synthetisiert wird (WASSARMAN u. KINLOCH 1992; EPIFANO et al. 1995). Bei anderen Arten (Kaninchen, Schwein, Rind, Marmoseten und Mensch) konnte mRNA

und/oder Protein der ZP in den Granulosazellen nachgewiesen werden. GROOTENHUIS et al. (1996) konnte mittels Antikörpern gegen ZPC ZP Proteine in Granulosazellen markieren.

Mittels in situ Hybridisierung konnten KÖLLE et al. (1996 u. 1998) pZPB und bZPC in einer Entwicklungsstufenabhängigkeit in den Granulosazellen von Sekundärfollikeln nachweisen.

Dabei ist die bovine Oocyte während der gesamten Follikologenese in die ZP Synthese involviert, wenn auch bei den Tertiärfollikeln am meisten ZPC im Zytoplasma der Corona radiata Zellen nachgewiesen werden konnte.

Beim Schwein hingegen wird im Stadium des Tertiärfollikels die ZP nicht mehr von der Eizelle selbst synthetisiert. ZP bzw. die entsprechenden Transskripte konnten dann nur noch in den Granulosazellen detektiert werden. Untersuchungen an fetalen Ovarien haben gezeigt, dass Zona pellucida Proteine schon während der pränatalen Entwicklung von Follikelzellen synthetisiert werden. In bovinen Feten konnte ZPC bei Primordial- und Primärfollikeln in der Eizelle selbst und bei Sekundär- und Tertiärfollikeln zusätzlich noch in den Follikelzellen nachgewiesen werden (TOTZAUER et al. 1998).

5.2. Oligosacchridstrukturen der ZP

Der wichtigste Informationsträger der Zellen ist die Desoxyribonukleinsäure (DNA). Die Erbinformationen werden durch ihre Nukloetidsequenz kodiert, abgelesen, in Proteine übersetzt und durch diese werden dann die folgenden biologischen Prozesse induziert.

Eine weitere Struktur, die als Informationsträger fungiert und immer mehr in das Interesse verschiedener Forschungen rückt, sind die Kohlenhydrate (GABIUS et al. 1988; HURTLEY et al. 2001). Die Zuckerketten sind an Proteine und Lipide gebunden, so dass Glykokonjugate (Glykoproteine, Glykolipide, Proteoglykane) entstehen. Die Bildung der Polypeptidketten der Proteine wird genetisch durch den DNA-Code terminiert. Die Glykosylierung wird jedoch durch ein hochspezifisches Enzymsystem, es existiert für jeden Zucker und jede Verknüpfungsmöglichkeit ein spezielles Enzym, gesteuert und unterliegt so nur indirekt einer genetischen Kontrolle.

Zwischen den Kohlenhydraten gibt es viel mehr Verbindungsformen und –möglichkeiten als zwischen Aminosäuren und somit auch ein größeres Potential zur Übertragung von Informationen. Werden zwei Aminosäuren verknüpft, so gibt es nur eine Möglichkeit. Bei zwei Zuckern hingegen können aufgrund der vielfältigen möglichen Bindungsformen, α- oder β-Verknüpfung und verschiedene Konformationsmöglichkeiten (Wannen- oder Sesselform), bis zu 16 isoforme Strukturen entstehen (KOBATA 1992). Weiterhin bestehen zwei Möglichkeiten, die Zuckerkette an ein Proteingerüst zu binden. Bei der O-Glykosylierung werden die Kohlenhydrate an die OH-Gruppen der Aminosäuren Serin oder Threonin und sehr selten auch an Hydroxylysin geheftet. Die zweite Form der Anheftung ist die N-Glykosylierung über die Aminogruppe (NH₂) der Aminosäure Asparagin. Nicht jedes Asparagin ist jedoch eine potentielle Glykosylierungsstelle, vielmehr sind sogenannte Signalsequenzen von Nöten. Die Signalsequenz besteht aus einer Asparagin-X-Serin oder Asparagin-X-Threonin Abfolge, in der X für jede Aminosäure exklusive Prolin steht.

Die Informationen, welche die Glykokonjugate festlegen, können durch geeignete Rezeptoren abgelesen werden (GABIUS u. GABIUS 1992). In den Zellmembranen kommen Glykoproteine vor, deren Zuckerketten weit in den interstiellen Raum hinausragen, und sind somit hervorragend für die interzelluläre Kommunikation geeignet. Sie agieren als Oberflächenrezeptoren und übertragen die extrazellulären Signale in das Zellinnere.

Lektine

Lektine sind Glykoproteine, die zunächst aus Pflanzen, in letzter Zeit aber auch aus tierischen Organismen, isoliert wurden, und gehören zur Klasse der zuckerbindenden Proteine. Sie zeichnen sich durch ihr substratspezifisches Verhalten gegenüber Kohlenhydraten (SCHUMACHER et al. 1990)und durch das Fehlen einer enzymatischen Aktivität aus und weisen auch keine Homologien zu Antikörpern auf (GABIUS u. GABIUS 1992).

Die ersten Berichte über Lektine erschienen schon 1888 von STILLMARK. Er fand heraus, dass der giftige Inhaltsstoff Ricin des Wunderbaumes Erythrozyten agglutiniert. Seitdem sind viele Arbeiten mit und über Lektine entstanden. Paul Ehrlich beispielsweise benutzte die

Die ersten Berichte über Lektine erschienen schon 1888 von STILLMARK. Er fand heraus, dass der giftige Inhaltsstoff Ricin des Wunderbaumes Erythrozyten agglutiniert. Seitdem sind viele Arbeiten mit und über Lektine entstanden. Paul Ehrlich beispielsweise benutzte die

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