Der Fokus dieser Dissertation lag auf dem Stoffwechsel von Aminen im Pansen in vitro bei Einsatz von Grassilagen mit einem nasschemisch bestimmten RE/Rp-Quotienten von < 50 % vs. > 50 %. Zum ersten Mal wurden Polyamine und ihre entsprechenden Aminosäuren aufgrund ihrer Bindungseigenschaften auch im festen Fermenterinhalt bestimmt und nachgewiesen. Die Ergebnisse lassen darauf schließen, dass in bisherigen Untersuchungen zu Polyaminen und Aminosäuren im Pansen der Anteil an gebundenen Stoffen nicht berücksichtigt wurde. Darüber hinaus wurde nach unserem
169
Wissen der direkte Bezug zwischen den Aminen bzw. Polyaminen und ihren korres-pondierenden Aminosäuren im Pansen und in den eingesetzten Grassilagen hergestellt, der nicht nur einzelne Stoffe analysiert, sondern die Komplexität des Zusammenhangs zwischen der Polyaminsynthese und dem Polyaminkatabolismus mit ihren weitreichenden Verknüpfungen im Organismus veranschaulicht.
Der Einsatz von Grassilagen mit einem geringen Reineiweißanteil am Rohproptein im RUSITEC führte zu nahezu unbeeinflussten (Cadaverin) oder geringeren Amin- bzw.
Polyamingehalten im Vergleich zu den jeweiligen Kontrollen (Putresin, Spermidin, Spermin und b-Alanin). Das Masse-zu Ladungsverhältnis m/z 173 (möglicherweise Thermospermin) zeigte unterschiedliche Ergebnisse in beiden Laufblöcken und GABA wies höhere Gehalte bei Einsatz oben genannter Grassilagen auf. Dabei sind die gemessenen Werte im RUSITEC primär als nicht toxisch anzusehen (s. Kap. 2.2.7 bzw. THEERMANN 2011). Dass der pH-Wert nicht der alleinige Faktor für die Bildung von Aminen und Polyaminen ist, sei an dieser Stelle noch einmal hervorgehoben. So wurden bei VAN OS et al. (1997) sowohl unter Einsatz von Kontroll- als auch mit Aminen versetzter Grassilage pH-Werte von ≥ 6,5 im Pansen nachgewiesen und Amine sowohl in der Kontrollgruppe als auch in der Versuchsgruppe und in beiden Grassilagen detektiert.
Der bei EICKEN (2005a) beschriebene positive Effekt der Sojazulage konnte nicht mit dem Gehalt von Polyaminen im RUSITEC in Verbindung gebracht werden. Lediglich die Fermentation der Bakterien wurde durch die Sojazulage beeinflusst, was sich in der Produktion der höheren Ammoniak- und flüchtigen i-Fettsäuregehalte zeigte.
In Zukunft sollte das Augenmerk auf die mögliche biologische Wirksamkeit von weiteren Abbauprodukten und reaktiven Verbindungen aus dem Polyaminstoffwechsel gelegt werden. Darüber hinaus werden zunehmend sogenannte ungewöhnliche Polyamine vor allem in stressresistenten Pflanzen nachgewiesen, die möglicherweise akkumulieren und sekundär toxisches Potential entwickeln können (OBER u.
KALTENEGGER 2009; BASSARD et al. 2010; MAYR u. SCHIEBERLE 2012).
Letzteres könnte im Hinblick auf die Pflanzenzucht eine mögliche Ursache für die Faktorenerkrankung Milchviehherde darstellen. Es bleibt also in Zukunft Folgendes zu untersuchen:
• Mit welchen enzymatischen Mechanismen werden Amine und Polyamine durch die mikrobielle Pansenflora bereitgestellt bzw. abgebaut?
• Welche Pansenbakterien sind vorrangig am Stoffwechsel von Aminen beteiligt?
• Welche Stoffwechselprodukte können aus Aminen und Polyaminen im Pansen entstehen und wie toxisch sind diese für den Organismus?
• Welche Aminverbindungen werden im Pansen generiert?
• Kommen ungewöhnliche Polyamine in Grassilagen und im Pansen vor?
Betrachtet man den Zusammenhang zwischen ruminalen Stickstoff- und Kohlenhydratquellen, so wird deutlich, dass sowohl die Form der Stickstoff- als auch die Form der Kohlenhydratquellen erhebliche Schwankungen in der Produktion von Ammoniak und flüchtigen Fettsäuren sowie mikrobiell synthetisiertem Protein im Pansen verursachen können (BRODERICK 2003; HRISTOV u. ROPP 2003; DING et al. 2015; HACKMANN u. FIRKINS 2015; MERTZ u. WOSKOW 2015). Vor diesem Hintergrund erscheint es sinnvoll, Futtermittelanalysen entsprechend aufzugliedern, um ein eventuell technisch- oder witterungsbedingtes Defizit in der Ration präziser ausgleichen zu können und einen möglichen Energieverlust zu vermeiden.
170 6 Zusammenfassung
Thomsen, A. (2018): Untersuchungen zum Stoffwechsel von Aminen und Polyaminen bei Einsatz von Grassilagen mit unterschiedlichen Reineiweißgehalten unter Zulage von Soja im Pansen in vitro Seit dem Jahr 2005 besteht Grund zur Annahme, dass die Fütterung von Grassilagen mit einem prozentual niedrigen Reineiweißanteil am Rohprotein von RE/Rp < 50 % die nutritive Ursache für das unspezifische Krankheitsbild der „Faktorenerkrankung Milchviehherde“ in norddeutschen Milchviehbetrieben ist. Eine frühzeitige Ergänzung der Ration mit Sojaextraktionsschrot als alternative Proteinquelle konnte das Krankheitsgeschehen abfangen.
Vorangegangene Untersuchungen zum Einfluss von entsprechenden Schadsilagen auf die Fermentation im Langzeitinkubationssystem RUSITEC konnten einen Anstieg von sekundären Pflanzenstoffen, freien Aminosäuren sowie eine Verschiebung der Fermentationsprodukte Ammoniak, flüchtige Fettsäuren und des Gasvolumens und der Gaszusammensetzung durch eine Veränderung der mikrobiellen Flora aufzeigen.
Der Schwerpunkt dieser Dissertation lag auf dem Stoffwechsel von potentiell schädlichen Aminen und Polyaminen im RUSITEC bei Fermentation von Grassilagen mit einem Quotienten von RE/Rp < 50 % und dem Einfluss einer Sojazulage.
Als in-vitro-Modell des Pansens wurde der RUSITEC mit sechs Fermentern in acht Läufen à 28 Tage verwendet. Die eingesetzten Futtermittel bestanden aus zwei Kontroll- und zwei Schadsilagen (RE/Rp >50 % bzw. RE/Rp < 50 %), jeweils von derselben landwirtschaftlichen Nutzfläche, sodass Laufblock I (L31–L34) Schad- und Kontrollsilage von Betrieb A und Laufblock II (L35–L38) entsprechend Schad- und Kontrollsilage von Betrieb B enthielten. In allen sechs Fermentern wurde Maisstärke als Energiequelle hinzugegeben. Nach achttägiger Einlauf- und Kontrollphase wurde in die vier Testfermenter Schadsilage gegeben und zwei dieser Fermenter wurden mit Sojaprotein supplementiert (zehntägige Zulagephase). Zwei Fermenter blieben über die gesamte Dauer als Kontrollfermenter mit unveränderter Fütterung bestehen. Am Ende schloss sich eine zehntägige Erholungsphase unter Kontrollsilagezusatz an.
Die Analyse der Polyamine erfolgte mit der LC-MS/MS (Flüssigchromatographie gekoppelt mit mehrfacher Massenspektrometrie). Dafür wurde auf Basis der Untersuchungen von HÄKKINEN et al. (2007) eine geeignete modifizierte Methode entwickelt, um die löslichen Amine und Polyamine Cadaverin, Putrescin, Spermidin, Spermin, β-Alanin, GABA und m/z 173 (möglicherweise Thermospermin) sowie die korrespondierenden Aminosäuren ohne Derivatisierung im flüssigen und im festen Fermenterinhalt zu detektieren. Zudem wurde Ammoniak mittels Ammoniakelektrode und die flüchtigen i-Fettsäuren i-Butter- und i-Valeriansäure gaschromatografisch bestimmt.
In den Ergebnissen zeigte sich, dass die Fermentation von Schadsilagen im flüssigen Fermenterinhalt des RUSITECs während der Zulagephase (Tag 10–19) mit Ausnahme von Cadaverin und GABA zu geringeren Polyamingehalten von -13,5 bis -60,3 % im Vergleich zur Kontrolle führte. Cadaverin und GABA zeigten im ersten Laufblock ebenfalls geringere Gehalte in den Testfermentern gegenüber der Kontrollfermenter
171
(-13,2 bzw. -36,1 %), im zweiten Laufblock hingegen war die Abweichung zu den Kontrollen positiv (+9,8 bzw. 127 %). Die korrespondierenden Aminosäuren waren unter Schadsilagezulage im flüssigen Fermenterinhalt erhöht (+1,6 bis +25,4 %).
Auch im festen Fermenterinhalt aus den Futtersäcken (nach 48 Stunden Inkubation) wurden unter Schadsilagefermentation im Vergleich zur Kontrollsilagefermentation während der Zulagephase geringere Amingehalte detektiert (-7,8 bis -43,9 %).
Ausnahmen bildeten hier Cadaverin mit geringgradig positiven Abweichungen der Testfermenter von +1,8 bis +3,7 %, β-Alanin und m/z 173 (möglicherweise Thermospermin) mit entgegen gerichteten Abweichungen in den Laufblöcken (L31–L34: +9,3 % bzw. -48,2 % und L35–L38: -44,3 % bzw. +14,6 %) und GABA mit positiven Abweichungen von den Kontrollfermentern, die im zweiten Laufblock deutlich höher waren (L31–L34: +33,3 % bzw. L35–L38: +88,7 %).
Mit Ausnahme von L-Arginin, welches im zweiten Laufblock negative Abweichungen in den Testfermentern gegenüber der Kontrollfermenter von -11,8 % aufwies, waren die korrespondierenden Aminosäuren unter Schadsilagezusatz im festen Fermenterinhalt des RUSITECS erhöht (+4,6 bis +54,3 %). L-Lysin verhielt sich wieder entgegengesetzt mit Abweichungen von -86,6 % im ersten Laufblock und +82,1 % im zweiten Laufblock gegenüber der jeweiligen Kontrolle.
Die Sojazulage konnte in allen acht Läufen keinen signifikanten Unterschied im Amingehalt der Testfermenter hervorrufen. Die flüchtigen i-Fettsäuren und Ammoniak hingegen wurden durch die Schadsilage in beiden Laufblöcken deutlich erhöht und die Sojazulage führte zu einer weiteren Steigerung dieser Parameter im Vergleich zu den Kontrollen.
Aus den Ergebnissen der vorliegenden Arbeit wird ersichtlich, dass die Fütterung von Schadsilagen mit einem RE/Rp < 50 % im RUSITEC zu reduzierten Amin- und erhöhten freien Aminosäuregehalten führte. Es konnte ein Zusammenhang zwischen den Aminen bzw. Polyaminen und ihren korrespondierenden Aminosäuren im RUSITEC hergestellt werden und es wurde versucht die Komplexität und den zeitlichen Ablauf der Aminsynthese und des Aminkatabolismus aufzuzeigen. Zudem spiegelte sich eine deutliche Verschiebung der Mikroflora in den Ergebnissen von Ammoniak- und den flüchtigen i-Fettsäuren des in-vitro-Systems wider. Der in der Praxis beschriebene positive Effekt der Sojazulage hingegen konnte nicht hinreichend erklärt werden. Allerdings deuten die Ammoniak- und i-Butter- bzw. i-Valeriansäure-ergebnisse darauf hin, dass die Sojazulage in den mit Schadsilage bestückten Fermentern möglicherweise die Desaminierung durch die HAP-Spezies und Megasphaera elsdenii fördert. Dies müsste in weiteren Untersuchungen überprüft werden.
Der Fokus der Arbeit lag auf der Reaktivität und möglichen Toxizität der längerkettigen Amine für den Wiederkäuer. Da die Amine in sehr geringen Gehalten nachgewiesen wurden, ist eine toxische Wirkung der Amine per se durch den Einsatz von Grassilagen mit geringen Reineiweißgehalten am Rohprotein nicht anzunehmen. Offen hingegen bleibt, inwiefern speziell Polyamine im Pansen Komplexe bilden und dadurch schädliches Potential entwickeln können.
172 7 Summary
Thomsen, A. (2018): Studies on the metabolism of amines and polyamines when feeding grass silage containing different levels of true protein and the influence of soybean meal using the RUSITEC-System
Evidences suggest that feeding grass silages low in the ratio of true protein in total crude protein (< 50 % TP/CP) is a nutrient factor of an unspecific health threatening disease called “Faktorenerkrankung Milchviehherde” in dairy cows since 2005. The early addition of soy protein helped to prevent severe propagation of the disease.
Previous investigations about the fermentation of grass silages low in true protein in the in vitro system of the rumen called RUSITEC led to increased levels of secondary plant metabolites and free amino acids. In these investigations they could also determine a shift in ammonia, in branched short chain fatty acids (BSCFA), in gaseous volumina and composition as well as in the rumen microbiome.
This study was conducted to investigate the metabolism of amines and especially polyamines in the RUSITEC-system when feeding grass silages of a TP/CP ratio less than 50 % and the influence of the addition of soy protein.
Therefore, eight digestive experiments lasting 28 days each in the RUSITEC-system containing six fermenters were completed. Both types of grass silages (low: < 50 % vs.
high: > 50 % in TP/CP ratio) were collected from the same cultivated pastureland of two different dairy farms in northern Germany, minimizing the botanical influence. Two blocks of digestive experiments were performed (L31–L34: dairy farm A and L35–L38:
dairy farm B). Corn starch was added for energy to all six fermenters of the RUSITEC.
After the first eight days to initiate a balanced fermentation while feeding control grass silage, four fermenters were replaced with test grass silage (< 50 % TP/CP) of which two were supplemented with soy protein. This experimental stage lasted for ten days.
In the final recovery stage from day 20–28 control grass silage was added again to all fermenters.
Amines and polyamines and corresponding amino acids were analyzed using a liquid chromatography system linked to a mass spectrometry detector (LC-MS/MS). A new method without derivatization was developed on basis of HÄKKINEN et al. (2007) to determine the soluble amines and polyamines cadaverine, putrescine, spermidine, spermine, β-Alanine, GABA and m/z 173 (possibly thermospermine) as well as the corresponding amino acids in the liquid and solid phase of the RUSITEC samples.
Ammonia was measured via ammonia electrode and BSCFA were detected by gas chromatography.
The results of the experimental stage in the liquid fermentation samples of the RUSITEC showed lower levels of amines in test fermenters compared to the control fermenters (-13.5 % to -60.3 %) except for cadaverine and GABA. In the first block cadaverine and GABA had also lower levels (-13.2 % and -36.1 %, resp.) whereas the second block had positive deviations in test fermenters vs. control fermenters (+9.8 %
173
and +127 %, resp.). The corresponding amino acids had higher amounts in fermenters fed with test grass silage compared to control (between +1.6 % and +25.4 %).
The solid RUSITEC samples were collected from the feeding bags after 48 hours of incubation. Lower analogous amine levels were noted as well during the experimental period (-7.8 % to -43.9 %). A different result was found for cadaverine in test fermenters leading to very little positive deviations from control fermenters (+1.8 % to +3.7 %), whereas β-Alanine and m/z 173 (possibly thermospermine) had contrary results. The first block (L31–L34) had +9.3 % and -48.2 % for β-Alanine and m/z 173 in test fermenters in comparison to control fermenters and the second block (L35–L38) had -44.3 % and +14.6 % respectively. Another exclusion was notable in the results of GABA which were positive throughout both blocks in solid samples, but in the second block even higher (L31–L34: +33.3 % and L35–L38: +88.7 % resp.).
The corresponding amino acids tended to have negative deviations (-11.8 %), except for L-arginine (+4.6 to +54.3 %). L-lysine in test fermenters had contrary results again noting -86,6 % in the first and +82,1 % in the second run compared to control fermenters.
The addition of soy protein did not reveal significantly different results in amines and polyamines. Ammonia and BSCFA were higher in test fermenters compared to control fermenters and soy protein addition resulted in significantly higher levels for those parameters.
Summarizing all findings, it is obvious that feeding grass silages of TP/CP ratios
< 50 % results basically in lower levels of amines and polyamines and higher amounts of free amino acids. We were able to show a connection between amino acids and amines and especially polyamines in the RUSITEC system with regard to their fast and complex metabolism and the wide range of influences. The results of ammonia and BSCFA could be explained by a shift in the rumen microbiome. The positive effect of the addition of soy protein in dairy herds could not be explained, but increased BSCFA and ammonia in test fermenters added with soy protein are supposed to be promotional to the deaminating bacteria Megasphaera elsdenii and HAP-Species. This still needs to be confirmed in further investigations.
Main point of the investigations was to evaluate the reactivity and toxicity of long chained amines in cattle. Since the amounts of polyamines analyzed in the RUSITEC system were relatively small, a toxic potential of polyamines when feeding grass silages low in true protein is not assumed. Still pending is the potential feature of polyamines to build harmful complexes in the rumen and their influence on the dairy herd health.
174 8 Schrifttumsverzeichnis
ANON. (2009):
Commission Regulation EC No 152/2009 of 27 January 2009 laying down the methods of sampling and analysis for the official control of feed.
J. Eur. Union L 54, 1–130
ALDEN, R., B. HACKNEY, L.A. WESTON u. J.C. QUINN (2014):
Phalaris toxicoses in australian livestock production systems: Prevalence, aetiology and toxicology.
J. Toxins 1, 1–7
AL-HADITHI, N.N. u. B. SAAD (2011):
Determination of underivatized polyamines: A review of analytical methods and applications.
Anal. Lett. 44, 2245–2264
ALLISON, M.J. u. J.L. PEEL (1971):
The biosynthesis of valine from isobutyrate by peptostreptococcus elsdenii and bacteroides ruminicola.
Biochem. J. 121, 431–437
AMETAJ, B.N., Q. ZEBELI, F. SALEEM, N. PSYCHOGIOS, M.J. LEWIS, S.M. DUNN, J. XIA u. D.S. WISHART (2010):
Metabolomics reveals unhealthy alterations in rumen metabolism with increased proportion of cereal grain in the diet of dairy cows.
Metabolomics 6, 583–594
ANDRIES, J.I., F.X. BUYSSE, D.L. DE BRABANDER u. B.G. COTTYN (1987):
Isoacids in ruminant nutrition: Their role in ruminal and intermediary metabolism and possible influences on performances – A review.
Anim. Feed Sci. Technol. 18, 169–180
APELBAUM, A., Z.N. CANELLAKIS, P.B. APPLEWHITE, R. KAUR-SAWHNEY u.
A.W. GALSTON (1988):
Binding of spermidine to a unique protein in thin-layer tobacco tissue culture.
Plant Physiol. 88, 996–998 ARRIGO, Y. (2006):
Einfluss der Konservierung auf den Aminosäurengehalt des Futters.
Agrarforschung 13, 272–277
175 ASCHENBACH, J.R. u. G. GÄBEL (2000):
Effect and absorption of histamine in sheep rumen: Significance of acidotic epithelial damage.
J. Anim. Sci. 78, 464–470
ATASOGLU, C., C. VALDEZ, N.D. WALKER, C.J. NEWBOLD u.
R.J. WALLACE (1998):
De novo synthesis of amino acids by the ruminal bacteria and streptococcus bovis ES1.
Am. Soc. Mikrobiol. 64, 2836–2843
BAGGA, S., J. ROCHFORD, Z. KLAENE u. G.C. PHILLIPS (1997):
Putrescine aminopropyltransferase is responsible for biosynthesis of spermidine, spermine and multiple uncommon polyamines in osmotic stress-tolerant alfalfa.
Plant Physiol. 114, 445–454
BAGNI, N. u. A. TASSONI (2001):
Biosynthesis, oxidation and conjugation of aliphatic polyamines in higher plants.
Amino Acids 20, 301–317 BARKER, H.A. (1981):
Amino acid degradation by anaerobic bacteria.
Ann. Rev. Biochem. 50, 23–40
BASSARD, J.E., P. ULLMANN, F. BERNIER u. D. WERCK-REICHHART (2010):
Phenolamides: Bridging polyamines to the phenolic metabolism.
Phytochem. 71, 1808–1824
BERWANGER, A., S. EYRISCH, I. SCHUSTER, V. HELMS u.
R. BERNHARDT (2010):
Polyamines: naturally occurring small molecule modulators of electrostatic protein-protein interactions.
J. Inorg. Biochem. 104, 118–125
BIONDI, S., S. SCARAMAGLI, F. CAPITANI, M.M. ALTAMURA u.
P. TORRIGIANI (2001):
Methyl jasmonate upregulates biosynthetic gene expression, oxidation and conjugation of polyamines, and inhibits shoot formation in tobacco thin layers.
J. Exp. Botany 52, 231–242
BITRIÁN, M., X. ZARZA, T. ALTABELLA, A.F. TIBURCIO u. R. ALCÁZAR (2012):
Polyamines under abiotic stress: Metabolic crossroads and hormonal crosstalks in plants.
Metabolites 2, 516–528
176
BLADEN, H.A., M.P. BRYANT u. R.N. DOETSCH (1961):
Production of isovaleric acid from leucine by bacteroides ruminicola.
J. Dairy Sci. 44, 173–174
BLAGBROUGH, I.S. u. P.N.R USHERWOOD (1992):
Polyamine amide toxins as pharmacological tools and pharmaceutical agents.
Roy. Soc. Edinburgh 99, 67–81
BLANCHART, G., M. DURAND, J. L. BARRY, M. BOUILLER-OUDOT u.
J.P. JOUANY (1989):
Intérêts et limites des fermenteurs à flux semi-continu de type Rusitec dans l’étude des fermentations du rumen.
Ann. Zootech. 38, 285–314
BODE, M.L., P.J. GATES, S.Y. GEBRETNSAE u. R. VLEGGAAR (2010):
Structure elucidation and stereoselective total synthesis of pavettamine, the causal agent of gousiekte.
Tetrahedron 66, 2026–2036
BOUCHEREAU, A., A. AZIZ, F. LARHER u. J. MARTIN-TANGUY (1999):
Polyamines and environmetal challenges: recent development.
Plant Sci. 140, 103–125
BOUCHEREAU, A., P. GUÉNOT u. F. LARHER (2000):
Analysis of amines in plant materials.
J. Chromatogr. B 747, 49–67 BRADFORD, M.M. (1976):
A rapid and sensitive method for the quantitation microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding.
Anal. Biochem. 72, 248–254
BRIDOUX, M.C., V.V. ANNEKOV, H. MENZEL, R.G. KEIL u. A.E. INGALLS (2011):
A new liquid chromatography/electrospray ionization mass spectrometry method for the analysis underivatized aliphatic long-chain polyamines: aaplication to diatom-rich sediments.
Rapid Comm. Mass Spectrom. 25, 877–888 BRODERICK, G.A. (2003):
Manipulation of the dietary N-fractions to improve ruminal microbial synthesis and yield.
Wisconsin, [Internet: URL:http://www.dairy.infas.ufl.edu] 81–89 BRÖKER, R. (1996):
Auswirkungen von Selenzulagen auf die Fermentationsvorgänge im Pansensaft des Rindes (in vitro).
Hannover, Stiftung Tierärztliche Hochsch., Diss.
177 BUXTON, D. R. u. P. O’KIELY (2003):
Preharvest plant factors affecting ensiling.
In: BUXTON, D. R., R. E. MUCK u. J. H. HARRISON (Hrsg.): Silage Science and Technology.
Aufl. 42, Agronomy, Madison, S. 199–250
CAI, G., E. SOBIESZCZUK-NOWICKA, I. ALOISI, L. FATTORINI, D. SERAFINI-FRACASSINI u. S. DEL DUCA (2014):
Polyamines are common players in different facets of plant programmed cell death.
Amino Acids 47, 27–44
CARRO, M.D. u. E.L. MILLER (1999):
Effect of supplementing a fibre basal diet with different nitrogen forms on ruminal fermentation and microbial growth in an in vitro semi-continuous culture system (RUSITEC).
Br. J. Nutr. 82, 149–157
CHENG, K.-J. u. T.A. McALLISTER (1997):
Compartimentation in rumen.
In: HOBSON, P. N. u. C. S. STEWART (Hrsg.): The rumen microbial ecosystem.
2. Aufl. Blackie Academic & Professional, London, S. 227-250 CHONG, E.S.L., T.K. McGHIE, J. HEYES u. K.M. STOWELL (2013):
Metabolite profiling and quantification of phytochemicals in potato extracts using ultra-high-performance liquid chromatography-mass spectrometry.
J. Sci. Food Agric. 93, 3801–3808 COHEN, S.S. (1998a):
Properties and Analysis of Polyamines.
In: COHEN, S.S. (Hrsg.): A guide to the polyamines.
Aufl. 1, Oxford University Press, New York, Oxford; S. 25-43 COHEN, S.S. (1998b):
Plant metabolism of amines.
In: COHEN, S.S. (Hrsg.): A guide to the polyamines.
Aufl. 1, Oxford University Press, New York, Oxford; S. 208-231 COLE, M.A. (1992):
Effects of fermentation products of silge on its intake by cattle.
Univers. of Leeds, Diss.
CONA, A., G. REA, R. ANGELINI, R. FEDERICO u. P. TAVLADORAKI (2006):
Functions of amine oxidases in plant development and defence.
Trends Plant Sci. 11, 80–88
178
CZERKAWSKI, J.W. u. G. BRECKENRIDGE (1977):
Design and development of a long-term rumen simulation technique (Rusitec).
Br. J. Nutr. 38, 371–384 CZERKAWSKI, J.W. (1986):
Compartimentation in the rumen.
In: CZERKAWSKI, J.W. (Hrsg.): An introduction to rumen studies.
Aufl. 1, Pergamon Press, Oxford; S. 65-82 DAI, Z., G. WU u. W.-Y. ZHU (2011):
Amino acid metabolism in intestinal bacteria: Links between gut ecology and host health.
Front. Biosci. 16, 1768–1786
DAWSON, L.E.R. u. C.S. MAYNE (1996):
The effect of intraruminal infusions of amines and gamma amino butyric acid on rumen fermentation parameters and food intake of steers offered grass silage.
Anim. Feed Sci. Technol. 63, 35–49
DAWSON, L.E.R., C.P. FERRIS, R.W.J. STEEN, F.J. GORDON u.
D.J. KILPATRICK (1999):
The effects of wilting grass before ensiling on silage intake.
Grass Forage Sci. 54, 237–247 DE JONGE, L.H. (2015):
What happens in the bag?
Development and evaluation of a modified in situ protocol to estimate degradation of nitrogen and starch in the rumen.
Wageningen, Univers. Wageningen, Diss.
DEHORITY, B.A., H.W. SCOTT u. P. KOWALUK (1967):
Volatile fatty acid requirements of cellulolytic rumen bacteria.
J. Bacteriol. 94, 537–543
DEL DUCA, S., S. BENINATI u. D. SERAFINI-FRACASSINI (1995):
Polyamines in chloroplasts: Identification of their glutamyl and acetyl derivatives.
Biochem. J. 305, 233–237
DHAKAL, R., V.K. BAJPAI, K. BAEK u. R. KOREA (2012):
Production of gaba (γ-aminobutyric acid) by microorganisms: A review.
Brazil. J. Microbiol. 43,1230–1241
DING, L.M., G. J. LASCANO u. A.J. HEINRICHS (2015):
Effect of precision feeding high- and low-quality forage with different rumen protein degradability levels on nutrient utilization by dairy heifers 1.
J. Anim. Sci. 93, 3066–3075
179 DIRKSEN, G. (2002):
Krankheiten im Bereich der Zehen.
In: DIRKSEN, G., H.-D. GRÜNDER u. M. STÖBER (Hrsg.): Innere Medizin und Chirurgie des Rindes.
In: DIRKSEN, G., H.-D. GRÜNDER u. M. STÖBER (Hrsg.): Innere Medizin und Chirurgie des Rindes.