Die molekularen Auswirkungen von Palmitat wurden in verschiedenen Versuchen untersucht. Es wurde in Analogie zu Fick et al. anhand desselben Versuchsaufbaus zu zwei Zeitpunkten versucht ihre Ergebnisse zu reproduzieren (120). Es wurden die Zeitpunkte 0 und 18 Stunden nach Synchronisation ausgewählt, da letzterer bei den meisten
64 analysierten Genen (Bmal1, Clock, Per2, Reverbα, NPY) deutliche Expressionsunterschiede bei Fick et al. aufzeigte. T0 war sinnvoll, um eine Gleichheit der kleinen Behandlungsgruppen zu überprüfen. In dem analog durchgeführten Versuch innerhalb dieser vorliegenden Arbeit wurden Bmal1, Per2 und Reverbα untersucht. Keines der Gene zeigte nach der Inkubation mit 0,3 mM Palmitat Expressionsunterschiede zwischen den Bedingungen. Die Zellen wurden bei beiden Versuchen über Nacht auf 60 bis 70 % Konfluenz wachsen gelassen. Ab diesem Stadium wurden sie bereits vor der Synchronisation 12 Stunden mit Palmitat inkubiert. Hierbei war problematisch, dass die Angabe der Konfluenz subjektiv durchgeführt wurde. Alle anderen Zellversuche dieser Arbeit begannen deswegen bei einer Konfluenz von 100 %, da diese wesentlich besser zu reproduzieren waren und sein werden. Durch den Stichproben-Vergleich von nur zwei Zeitpunkten wären Expressionsunterschiede zeitnah um diese Zeitpunkte herum nicht detektiert worden. Hierfür wäre der Vergleich von Zeitreihen nötig gewesen wäre. Zwar wurde Palmitat in beiden Versuchen mit Wasser gelöst, jedoch könnten unterschiedliche BSA mit Reinheitsgraden sowie unterschiedliche Temperaturen bei der Zusammenführung von Palmitat und BSA die Vergleichbarkeit eingeschränkt haben (160). Unterschiede der Zelllinie durch verschiedenen Umgang an den Standorten kann nicht ausgeschlossen werden. Die Ergebnisse der Expressionen zu T0 und T18 von Fick et al. ließen sich nicht reproduzieren.
Die akuten Effekte durch 2,0 mM Palmitat zeigten vor allem eine Expressionssteigerung von PCG1α, Bmal1, Reverbα sowie Per2. Die kurzfristigen Effekte innerhalb der ersten 2 Stunden ab Mediumwechsel zeigten in der Expression von Clock Unterschiede. Die Expression von Clock war in dem Ansatz mit Palmitat bereits zum Zeitpunkt 0, sowie nach 1 und 2 Stunden erhöht. Erklärend hierfür könnten zufällig entstandene Expressionsunterschiede in den unterschiedlichen Behandlungsgruppen sein. Die Stichprobenzahl von N = 3 war klein, wodurch eine zufällige Gruppierung mehrerer Ausreißer denkbar war. Alternativ wäre eine extrem schnelle Expressionserhöhung von Clock denkbar, dies konnte mit der Literatur noch nicht beleget werden. Der deutlichste Effekt stelle sich in einer extremen Expressionszunahme von PCG1α über 2, 4 und 8 Stunden heraus; nach 8 Stunden Expressionssteigerung zirka dreifache.
In anderen Versuchen wurden verschiedene Effekte auf die Uhrengenexpression durch Palmitat beschrieben. Fick et al. berichteten 2011 von einer Amplitudenreduktion von Bmal1 in mHypoE-N44 Neuronen durch 300 µM Palmitat mit N = 3 (120). Zudem
65 berichteten Fick et al. über eine Reduktion von Reverbα und Per2. Kritisch zu beachten war, dass die Anzahl biologischer Replikate sehr gering und der Standardfehler sehr groß war.
Zudem wurde die statistische Analyse mithilfe einer ANOVA durchgeführt, welche eine Normalverteilung der Messwerte voraussetzte. Eine andere Forschungsgruppe um Greco et al. notierte 2014 eine Amplitudenerhöhung von Bmal1 in mHypoE-37 Neuronen durch 25 µM Palmitat mit N = 8 - 9 (179). Des Weiteren zeigte sie eine graphische Phasenverspätung von Bmal1 und Reverbα in der Behandlungsgruppe mit Palmitat. Per2 wurde zu einzelnen Zeitpunkten sowohl hoch- als auch runterreguliert und es wurden keine Änderungen in der Expression von Per1 beobachtet (179). Die Standardabweichungen waren in diesem Versuch geringer, die statistische Auswertung erfolgte auch hier unter der Annahme einer Normalverteilung trotz recht geringer Stichprobenanzahl. In beiden Versuchen wurden die Zellen alle 3 Stunden über den Zeitraum von 36 Stunden geerntet.
Eine mögliche Erklärung für die Erhöhung von Bmal1 wäre eine Expressionssteigerung vermittelt durch PCG1α, welches in den hier durchgeführten Versuchen zu mehreren Zeitpunkten eine deutlich erhöhte Expression aufwies.
Eine Zeitreihe wurde über 28 Stunden in synchronisierten Zellen mit 1,0 mM Palmitat bestimmt. Bmal1 und Clock zeigten gegenüber Reverbα und Per2 einen antiphasischen Verlauf. Dieses Ergebnis bestätigte das Lehrbuchwissen über die Rückkopplungsschleifen sowie den rhythmischen Oszillationsverlauf von BMAL1, welcher in Luminometer-Messungen detektiert wurde. Von den Uhrengenen zeigte Clock eine verstärkte Rhythmik und eine dementsprechend zunächst eine reduzierte und dann eine deutlich erhöhte Expression. Bmal1 zeigte in der zweiten Tageshälfte (16 bis 28 Stunden) ebenfalls eine erhöhte Expression. Über die gesamte Messung hinweg war PCG1α deutlich erhöht. PPARa und NPY bekamen durch Palmitat einen rhythmischen Tagesverlauf.
Die Betrachtung der durchgeführten molekularen Versuche deutete darauf hin, dass Palmitat vor allem die Expression von PGC1a deutlich beeinflusst. Wie bereits eingangs beschrieben, zeigte Froy et al. tierbasiert eine wichtige Schnittstelle durch PGC1𝛼 zwischen dem Uhrensystem und dem Metabolismus (107). Liu et al. berichtete 2007, dass PGC1a vor allem die Expression der Uhrengene Bmal1 und Reverbα durch die Coaktivität der ROR-nukleären Rezeptoren stimulierte (109). In zellbasierten Versuchen wurden unterschiedliche Zusammenhänge zwischen PGC1α und Palmitat berichtet. 2006 berichten Coll et al. von einer Herunterregulation von PGC1α durch Palmitat in peripheren Muskelzellen (184). Kwon et al. untersuchten 2014 Neuro2a-Zellen sowie kortikale
66 Rattenneuronen. Diese wiesen durch die ungesättigte Fettsäure Oleat eine erhöhte Expression von PGC1α auf, welche als protektiver Faktor gegenüber Palmitat gedeutet wurde (156). Dem gegenüber wurde in einer aktuelleren Veröffentlichung von Maruyama et al. 2016 gezeigt, dass in Leberzellen Palmitat zu einer Erhöhung von PGC1α und PPARɣ führte (172). Sie zeigte zudem, dass diese beiden Aktivatoren des Uhrensystems in Mäusen mit Nicht-alkoholischer-Fettleber-Erkrankung (NAFLD) erhöht waren. Zusammenfassend wurde der Expressionsveränderung von PGC1α durch Palmitat in vorherigen Versuchen unterschiedliche Effekte zugeschrieben. Jedoch zeigten die hier analysierten Messwerte sowie die Veröffentlichung von Maruyama et al. 2016 eine deutliche Expressionssteigerung. Die physiologische Auswirkung von PGC1α (Aktivierung der Gluconeogenese und der β-Oxidation, Inhibition der Glykolyse (6)) ließ eine Expressionssteigerung durch Palmitat schlüssig erscheinen.
PPARα steigert die Expression von Bmal1 (107,108,111). Zudem wird die Expression von PPARα von der Heterodimer CLOCK/BMAL1 transaktiviert (185). PPARα reguliert den Lipidstoffwechsel und wird auch von humoralen Faktoren beeinflusst (186,187). Die gemessene zunächst gesteigerte Expression von PPARα könnte daher mit Zeitverzögerung auf Grund der Translation zu einer Expressionssteigerung von Bmal1 durch das Protein PPARα geführt haben. Ob im weiteren Verlauf erneut eine Steigerung von PPARα durch die Uhrengene zu beobachten ist, ließe sich anhand künftiger längerer Zeitreihen prüfen. Dies wäre zudem interessant, um herauszufinden wie lang die Einflüsse von Palmitat andauern und in wie weit sie sich verändern. Beobachtungen aus Tierversuchen zeigten zeitabhängige Effekte auf Gewichtszunahme, Beeinflussung von Uhrengenen sowie zirkulierenden Hormonen und Stoffwechselprodukten (75,76,188,189).
Das dritte untersuchte mögliche Zielgen von Palmitat, NPY, wurde durch Palmitat in der Zeitreihe rhythmisch sowie gesteigert exprimiert. Allerdings waren die CT-Werte der qPCR nahe 40 und damit nicht sehr spezifisch (s. 2.6.4). In den Versuchen der akuten Effekte von Palmitat wurden für die Expression von NPY-mRNA häufig nicht spezifische CT-Werte gemessen. Daher sind die Beobachtungen sehr vorsichtig zu interpretieren. Grund für die geringe Expression von NPY-mRNA könnte sein, dass die verwendete Zelllinie laut Hersteller weder NPY noch NPY-Rezeptoren exprimiert (s. Anh. 1). Fick et al. 2011 berichteten dennoch von einer Expressionssteigerung, jedoch zeigten die Kurven im Vergleich der Zeitpunkte ihrer Maxima unterschiedliche Verläufe (120). Die in der Literatur verbreitete Auffassung der Expressionsinduktion des Neuropeptids Y durch Palmitat wurde
67 durch diese Arbeit daher tendenziell bestätigt (120,139,140). In derselben Zelllinie wurde analysiert, dass BMAL1 direkt an einer E-Box von NPY binden kann (140). Für die Untersuchungen der Expression von NPY böten sich wohlmöglich andere hypothalamische Zelllinien besser an.
Neben den hier untersuchten möglichen Zielgenen von Palmitat sind weitere Signalwege bekannt, welche Palmitat beeinflusst. Zu diesen zählen beispielsweise die Adenosinmonophosphat-aktivierte Proteinkinase (AMPK), C-Jun-N-terminalen Kinasen (JNK), Serin/Threonin-Kinase (Akt) und Sirtuin-1 (SIRT1) (120,138,139,190,191). Zudem werden auch zahlreiche inflammatorische Signalwege beeinflusst (6,89,92,134,135,192,193). In engem Zusammenhang mit der Nahrungsaufnahme stehen andere Hormone und Appetitregulatoren wie beispielsweise Leptin, Ghrelin und Orexin.
Diese zeigten in Mäusen durch HFD deutliche Veränderungen (75,189). Daher sind in Bezug auf die Regulation des Appetits und des Fettstoffwechsels weitere Zielgene von Palmitat denkbar und bedürfen weiterer Forschung.
Von den Uhrengenen zeigte in diesen Versuchen vor allem die positive Rückkopplungsschleife eine Beeinflussung durch Palmitat. Diese Veränderung zeigte sich in der Zeitreihe primär durch eine Expressionssteigerung von Clock. Es wurde herausgefunden, dass Clock relevant für die Regulation der Nahrungsaufnahme, Resorption im Darm und insbesondere der Lipidhomöostase war (112,194). Clock-mutierte Mäuse zeigten sowohl eine vermehrte Resorption von Lipiden und Monosacchariden (112).
PPARα zeigt in Hepatozyten von Clock-mutierten Mäusen eine aufgehobene Rhythmik (194). Somit wurde in peripheren Organsystemen gezeigt, dass CLOCK dort den Fettsäurestoffwechsel stark beeinflusste und wohlmöglich auch für die zentrale Beeinflussung des zirkadianen Systems durch den Fettsäurestoffwechsel ein wichtiger Modulator sein könnte. Auch für die zirkadiane Expression von PPARα ist insbesondere CLOCK relevant (185). Der Einfluss von Palmitat ließ die Expression von PPARα in der durchgeführten Zeitreihe rhythmisch werden. Dies deutete darauf hin, dass eine durch PGC1a angeregte Expressionssteigerung von Clock zu einer Beeinflussung von PPARα führte und somit der Fettsäurestoffwechsel reguliert wurde. Eine Zusammenfassung der Auswirkungen von Palmitat auf zelluläre Signalwege der untersuchten Zusammenhänge sowie teils bekannter Zusammenhänge aus Versuchen dritter ist in Abbildung 16 zu sehen.
68 Abbildung 16: Eine Zusammenfassung wahrscheinlicher Effekte durch Palmitat
Mögliche Wirkung von Palmitat in hypothalamischen Zellen: Palmitat induziert PPARα und PCG1α, welche ihrerseits die Expression von Bmal1 und Clock steigern. BMAL1 führt zu einer Expressionssteigerung von Neuropeptid Y (NPY), welches orexigen wirkt. Vor allem CLOCK steigert die PPAR-Expression, insbesondere von PPARα. Dies führt zu einer Anpassung der Lipidregulation an vermehrte Palmitataufnahme. Als Resultat dessen entstehen verschiedene metabolische Erkrankungen.
69
5 Zusammenfassung
Die Inzidenzen und Prävalenzen von Übergewicht, Diabetes mellitus Typ 2 sowie weiteren mit Übergewicht assoziierten Krankheiten steigt stetig. Zudem veränderte sich innerhalb der Gesellschaft auf Grund von Schichtarbeit sowie modernem wie auch nächtlichem Sozialleben der Schlafrhythmus. Beides ist miteinander positiv korreliert. In Studien wurde gezeigt, dass ein gestörter Rhythmus das Risiko für metabolische Erkrankungen erhöht (67,68). Ebenso wurde gezeigt, dass der Metabolismus, insbesondere über die Nahrungsaufnahm, das Uhrensystem beeinflusst (42,54). Das Uhrensystem steuert etliche physiologische Körperfunktionen.
Hierarchisch aufgebaut werden zahlreiche periphere Uhren von der zentralen Uhr in dem Nucleus suprachiasmaticus an den täglichen Hell-Dunkel-Rhythmus gekoppelt. Durch Nahrungsaufnahme entgegen des durch den Hell-Dunkel-Rhythmus regulierten Taktes der Zentraluhren kommt es zu einer Entkoppelung der peripheren Uhren (54,55). Dies erhöht die Anfälligkeit für Erkrankungen. In welchem Maße jedoch eine erhöhte Fettzuvor mit Nahrungsmitteln nicht nur in den peripheren Organen des Stoffwechsels (90–92,134,135), sondern auch in dem Hypothalamus das Uhrensystem beeinflusst, wird erst seit kürzerer Zeit erforscht und ist daher derzeit weniger gut erforscht (89,93).
Daher wurde in der vorliegenden Arbeit die Wirkung von Palmitat, der gängigsten Fettsäure westlicher Nahrung (128), auf den Hypothalamus zellbasiert untersucht. Die Untersuchungen zeigten vor allem einen metabolisch hemmenden Effekt von Palmitat auf die Rhythmik des Uhrensystems. Zudem wurde gezeigt, dass das zentrale Uhrensystem phasenabhängig unterschiedlich sensibel auf metabolische Einflüsse reagiert. Es wurde eine Korrelation zwischen der molekularen Wirkung von Palmitat auf die Expressionssteigerung von PGC1a und die Expressionssteigerung des positiven Arms der TTLs vermittelt. Um kausale Zusammenhänge dieses möglichen Signalweges zu verstehen, sind weitere Experimente, wie beispielsweise Loss-of-function-Experimente nötig. Zudem wurde eine Induktion des Appetitregulators Neuropeptid Y teilweise gezeigt, jedoch bieten sich vermutlich andere Zelllinien mit einer stärkeren Expression von NPY und der NPY-Rezeptoren. Zusammenfassend wurde die Wirkung von Palmitat auf hypothalamische Zellen als dosis- und phasenabhängig, sowie wahrscheinlich über die positive Rückkopplungsschleife agierend charakterisiert. So wurde gezeigt, dass die Ernährung auch in hypothalamische Gehirnzellen deutliche Änderungen herbeiführt.
70
6 Literaturverzeichnis
1. Darwin C. On The Origin Of Species By Means Of Natural Selection, Or The Preservation Of Favored Races In The Struggle For Life [Internet]. D. Appleton and Company, New York; 1869 [cited 2019 Feb
28]. Available from:
https://www.abebooks.de/search/sortby/1/an/darwin/tn/origin/yrh/1869/yrl/1869
2. McClung CR. Plant Circadian Rhythms. Plant Cell Online [Internet]. 2006;18(4):792–803. Available from: http://www.plantcell.org/cgi/doi/10.1105/tpc.106.040980
3. Meller H. H. Meller, Die Himmelsscheibe von Nebra - ein frühbronzezeitlicher Fund von außergewöhnlicher Bedeutung. Archäologie in Sachsen-Anhalt 2 (Halle [Saale] 2002) 7–20. Vol. 2, Archäologie in Sachsen-Anhalt. 2002. 7-20 p.
4. Göbel EO, Schnatz H, Bauch A. PTB Mitteilungen: Das System der Einheiten. PTB. 2012;1:23–37.
5. USA: Department Of Defense U. Global Positioning System Standard Positioning Service.
WwwGpsGov [Internet]. 2008;(September):1–160. Available from:
http://www.gps.gov/technical/ps/2008-SPS-performance-standard.pdf
6. Kim S-M. Mutual Interactions Between Circadian Clocks, Inflammatory Signaling Pathways And Fatty Acid Metabolism. 2017.
7. Mohawk JA, Green CB, Takahashi JS. Central and Peripheral Circadian Clocks in Mammals. Annu Rev Neurosci [Internet]. 2012 Jul 21 [cited 2019 Feb 18];35(1):445–62. Available from:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22483041
8. Welsh DK, Logothetis DE, Meister M, Reppert SM. Individual neurons dissociated from rat suprachiasmatic nucleus express independently phased circadian firing rhythms. Neuron [Internet].
1995 Apr [cited 2019 Feb 20];14(4):697–706. Available from:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/7718233
9. Evans JA, Leise TL, Castanon-Cervantes O, Davidson AJ. Dynamic Interactions Mediated by Nonredundant Signaling Mechanisms Couple Circadian Clock Neurons. Neuron [Internet]. 2013 Nov
20 [cited 2019 Feb 20];80(4):973–83. Available from: suprachiasmatic nucleus. Nat Neurosci [Internet]. 2005 Jan 5 [cited 2019 Feb 20];8(1):61–6. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/15580271
12. Maywood ES, Chesham JE, O’Brien JA, Hastings MH. A diversity of paracrine signals sustains molecular circadian cycling in suprachiasmatic nucleus circuits. Proc Natl Acad Sci [Internet]. 2011 Aug 23 [cited 2019 Feb 20];108(34):14306–11. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/21788520 13. Hablitz LM, Molzof HE, Paul JR, Johnson RL, Gamble KL. Suprachiasmatic nucleus function and
circadian entrainment are modulated by G protein-coupled inwardly rectifying (GIRK) channels. J Physiol [Internet]. 2014 Nov 15 [cited 2019 Feb 20];592(22):5079–92. Available from:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/25217379
14. Lundkvist GB, Kwak Y, Davis EK, Tei H, Block GD. A Calcium Flux Is Required for Circadian Rhythm Generation in Mammalian Pacemaker Neurons. J Neurosci [Internet]. 2005 Aug 17 [cited 2019 Feb 20];25(33):7682–6. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/16107654
15. Morin LP, Allen CN. The circadian visual system, 2005. Brain Res Rev [Internet]. 2006 Jun [cited 2019 Feb 20];51(1):1–60. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/16337005
16. Berson DM, Dunn FA, Takao M. Phototransduction by Retinal Ganglion Cells That Set the Circadian Clock. Science (80- ) [Internet]. 2002 Feb 8 [cited 2019 Feb 18];295(5557):1070–3. Available from:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/11834835
17. Lokshin M, LeSauter J, Silver R. Selective Distribution of Retinal Input to Mouse SCN Revealed in Analysis of Sagittal Sections. J Biol Rhythms [Internet]. 2015 Jun [cited 2019 Feb 27];30(3):251–7.
Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/25994103
18. Hannibal J, Ding JM, Chen D, Fahrenkrug J, Larsen PJ, Gillette MU, et al. Pituitary adenylate cyclase-activating peptide (PACAP) in the retinohypothalamic tract: a potential daytime regulator of the biological clock. J Neurosci [Internet]. 1997 Apr 1 [cited 2019 Feb 20];17(7):2637–44. Available from:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/9065523
19. Gompf HS, Fuller PM, Hattar S, Saper CB, Lu J. Impaired Circadian Photosensitivity in Mice Lacking Glutamate Transmission from Retinal Melanopsin Cells. J Biol Rhythms [Internet]. 2015 Feb 15 [cited 2019 Feb 27];30(1):35–41. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/25512304
71 20. Leak RK, Moore RY. Topographic organization of suprachiasmatic nucleus projection neurons. J Comp Neurol [Internet]. 2001 May 7 [cited 2019 Feb 20];433(3):312–34. Available from:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/11298358
21. Saper CB, Lu J, Chou TC, Gooley J. The hypothalamic integrator for circadian rhythms. Trends Neurosci [Internet]. 2005 Mar [cited 2019 Feb 20];28(3):152–7. Available from http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/15749169
22. Buijs RM, Kalsbeek A. Hypothalamic integration of central and peripheral clocks. Nat Rev Neurosci [Internet]. 2001 Jul;2(7):521–6. Available from: http://www.nature.com/articles/35081582
23. Kalsbeek A, Palm IF, La Fleur SE, Scheer FAJL, Perreau-Lenz S, Ruiter M, et al. SCN Outputs and the Hypothalamic Balance of Life. J Biol Rhythms [Internet]. 2006 Dec 29 [cited 2019 Feb 20];21(6):458–
69. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/17107936
24. Buijs RM, Chun SJ, Niijima A, Romijn HJ, Nagai K. Parasympathetic and sympathetic control of the pancreas: a role for the suprachiasmatic nucleus and other hypothalamic centers that are involved in the regulation of food intake. J Comp Neurol [Internet]. 2001 Mar 19 [cited 2019 Feb 20];431(4):405–
23. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/11223811
25. Aschoff J. Circadian Rhythms in Man. Science [Internet]. 1965 Jun 11 [cited 2019 Apr 12];148(3676):1427–32. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/14294139
26. Dibner C, Schibler U, Albrecht U. The Mammalian Circadian Timing System: Organization and Coordination of Central and Peripheral Clocks. Annu Rev Physiol [Internet]. 2010 Mar 17 [cited 2019 Feb 18];72(1):517–49. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/20148687
27. Wu D, Rastinejad F. Structural characterization of mammalian bHLH-PAS transcription factors. Curr Opin Struct Biol [Internet]. 2017 [cited 2019 Feb 27];43:1–9. Available from:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/27721191
28. Reick M, Garcia JA, Dudley C, McKnight SL. NPAS2: An Analog of Clock Operative in the Mammalian Forebrain. Science (80- ) [Internet]. 2001 Jul 20 [cited 2019 Feb 20];293(5529):506–9. Available from:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/11441147
29. DeBruyne JP, Weaver DR, Reppert SM. CLOCK and NPAS2 have overlapping roles in the suprachiasmatic circadian clock. Nat Neurosci [Internet]. 2007 May 8 [cited 2019 Feb 20];10(5):543–
5. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/17417633
30. Bunger MK, Wilsbacher LD, Moran SM, Clendenin C, Radcliffe LA, Hogenesch JB, et al. Mop3 is an essential component of the master circadian pacemaker in mammals. Cell [Internet]. 2000 Dec 22
[cited 2019 Feb 20];103(7):1009–17. Available from:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/11163178
31. Gallego M, Virshup DM. Post-translational modifications regulate the ticking of the circadian clock.
Nat Rev Mol Cell Biol [Internet]. 2007 Feb 1 [cited 2019 Feb 20];8(2):139–48. Available from:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/17245414
32. Maywood ES, Chesham JE, Smyllie NJ, Hastings MH. The Tau Mutation of Casein Kinase 1e Sets the Period of the Mammalian Pacemaker via Regulation of Period1 or Period2 Clock Proteins. J Biol Rhythms [Internet]. 2014 Apr 28 [cited 2019 Feb 20];29(2):110–8. Available from:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/24682205
33. Ueda HR, Hayashi S, Chen W, Sano M, Machida M, Shigeyoshi Y, et al. System-level identification of transcriptional circuits underlying mammalian circadian clocks. Nat Genet [Internet]. 2005 Feb 23 [cited 2019 Feb 20];37(2):187–92. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/15665827 34. Preitner N, Damiola F, Lopez-Molina L, Zakany J, Duboule D, Albrecht U, et al. The orphan nuclear
receptor REV-ERBalpha controls circadian transcription within the positive limb of the mammalian circadian oscillator. Cell [Internet]. 2002 Jul 26 [cited 2019 Feb 20];110(2):251–60. Available from:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/12150932
35. Sato TK, Panda S, Miraglia LJ, Reyes TM, Rudic RD, McNamara P, et al. A Functional Genomics Strategy Reveals Rora as a Component of the Mammalian Circadian Clock. Neuron [Internet]. 2004 Aug 19 [cited 2019 Feb 20];43(4):527–37. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/15312651 36. Kornmann B, Schaad O, Bujard H, Takahashi JS, Schibler U. System-Driven and Oscillator-Dependent
Circadian Transcription in Mice with a Conditionally Active Liver Clock. O’Rahilly S, editor. PLoS Biol [Internet]. 2007 Jan 30 [cited 2019 Feb 20];5(2):e34. Available from:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/17298173
37. Hamada T, Antle MC, Silver R. Temporal and spatial expression patterns of canonical clock genes and clock-controlled genes in the suprachiasmatic nucleus. Eur J Neurosci [Internet]. 2004 Apr [cited 2019 Feb 20];19(7):1741–8. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/15078548
38. Yamaguchi S, Mitsui S, Yan L, Yagita K, Miyake S, Okamura H. Role of DBP in the circadian oscillatory mechanism. Mol Cell Biol [Internet]. 2000 Jul [cited 2019 Feb 20];20(13):4773–81. Available from:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/10848603
72 39. Lopez-Molina L, Conquet F, Dubois-Dauphin M, Schibler U. The DBP gene is expressed according to a circadian rhythm in the suprachiasmatic nucleus and influences circadian behavior. EMBO J [Internet].
1997 Nov 17 [cited 2019 Feb 20];16(22):6762–71. Available from:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/9362490
40. Gachon F, Olela FF, Schaad O, Descombes P, Schibler U. The circadian PAR-domain basic leucine zipper transcription factors DBP, TEF, and HLF modulate basal and inducible xenobiotic detoxification. Cell Metab [Internet]. 2006 Jul [cited 2019 Feb 20];4(1):25–36. Available from:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/16814730
41. Lavery DJ, Lopez-Molina L, Margueron R, Fleury-Olela F, Conquet F, Schibler U, et al. Circadian expression of the steroid 15 alpha-hydroxylase (Cyp2a4) and coumarin 7-hydroxylase (Cyp2a5) genes in mouse liver is regulated by the PAR leucine zipper transcription factor DBP. Mol Cell Biol [Internet].
1999 Oct [cited 2019 Apr 7];19(10):6488–99. Available from:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/10490589
42. Yamazaki S, Numano R, Abe M, Hida A, Takahashi R, Ueda M, et al. Resetting central and peripheral circadian oscillators in transgenic rats. Science [Internet]. 2000 Apr 28 [cited 2019 Feb 20];288(5466):682–5. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/10784453
43. Balsalobre A, Damiola F, Schibler U. A Serum Shock Induces Circadian Gene Expression in Mammalian Tissue Culture Cells. Cell [Internet]. 1998 Jun;93(6):929–37. Available from:
https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S009286740081199X
https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S009286740081199X