Tierärztliche Hochschule Hannover
Studie zur Pathogenese der
Bovinen Spongiformen Enzephalopathie der Ziege
INAUGURAL – DISSERTATION
zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin - Doctor medicinae veterinariae -
(Dr. med. vet.)
vorgelegt von Kerstin Tauscher
Hagenow
Hannover 2014
Wissenschaftliche Betreuung: Prof. Dr. Martin H. Groschup
Institut für neue und neuartige Tierseuchenerreger, Friedrich-Loeffler-Institut, Insel Riems
1. Gutachter: Prof. Dr. Martin H. Groschup
2. Gutachter: Prof. Dr. Martin Ganter
Tag der mündlichen Prüfung: 27. November 2014
Diese Arbeit wurde im Rahmen eines von der Europäischen Union geförderten Forschungsprojektes durchgeführt.
Was unser Geist der Wirrnis abgewinnt, kommt irgendwann Lebendigem zugute;
wenn es auch manchmal nur Gedanken sind, sie lösen sich in jenem großen Blute,
das weiterrinnt...
Und ist’s Gefühl: wer weiß, wie weit es reicht und was es in dem reinen Raum ergibt, in dem ein kleines Mehr von Schwer und Leicht
Welten bewegt und einen Stern verschiebt.
(Rainer Maria Rilke)
Für meine Mutter
Inhaltsverzeichnis I
INHALTSVERZEICHNIS
ABKÜRZUNGSVERZEICHNIS ... VIII ABBILDUNGSVERZEICHNIS ... XII TABELLENVERZEICHNIS ... XIII
1. EINLEITUNG ... 1
2. LITERATURÜBERSICHT ... 2
2.1. Transmissible Spongiforme Enzephalopathien ... 2
2.1.1. Die Ätiologie der Transmissiblen Spongiformen Enzephalopathien ... 2
2.2. Das Prion-Protein ... 3
2.2.1. Das zelluläre Prion-Protein ... 3
2.2.2. Die krankheitsassoziierte Isoform des Prion-Proteins ... 3
2.3. Transmissible Spongiforme Enzephalopathien bei Menschen und Tieren ... 5
2.3.1. Die Prionerkrankungen des Menschen ... 6
2.3.2. Die Prionerkrankungen der Tiere ... 7
2.3.2.1. Die klassische Bovine Spongiforme Enzephalopathie beim Rind ... 7
2.3.2.2. Die atypische Bovine Spongiforme Enzephalopathie beim Rind ... 9
2.3.2.3. Die klassische Scrapie beim Schaf... 10
2.3.2.4. Die klassische Scrapie bei der Ziege... 11
2.3.2.5. Die atypische Scrapie bei Schaf und Ziege ... 13
2.3.2.6. Die Bovine Spongiforme Enzephalopathie bei Schaf und Ziege ... 13
2.4. Die Neuropathologie Transmissibler Spongiformer Enzephalopathien ... 15
2.4.1. Die Neuropathologie der Bovinen Spongiformen Enzephalopathie bei Rind, Schaf und Ziege ... 15
2.4.2. Die Neuropathologie der Scrapie bei Schaf und Ziege ... 15 2.5. Horizontale und maternale Übertragbarkeit Transmissibler Spongiformer
II Inhaltsverzeichnis
Enzephalopathien bei Rind, Schaf und Ziege ... 16
2.6. Genetische Polymorphismen des Prion-Proteins ... 18
2.6.1. Die Bedeutung der Prion-Protein-Genotypen beim Rind ... 18
2.6.2. Die Bedeutung der Prion-Protein-Genotypen beim Schaf ... 19
2.6.3. Die Bedeutung der Prion-Protein-Genotypen bei der Ziege ... 20
2.7. Diagnostische Möglichkeiten beim Wiederkäuer ... 22
2.7.1. Prämortale Untersuchungen ... 22
2.7.2. Postmortale Untersuchungen ... 24
2.7.2.1.Proteinbiochemische Untersuchungsmethoden ... 25
2.7.2.2. Histologische Untersuchungsmethoden ... 27
2.7.2.3. Die Differenzierung der TSEn im Maus-Bioassay ... 28
3. TIERGUT, MATERIAL UND METHODEN ... 30
3.1. Tiergut ... 30
3.1.1. Versuchstiere ... 30
3.1.2. Tierhaltung ... 30
3.1.3. Genotypisierung der Versuchstiere ... 31
3.1.4. Inokulation der Ziegen ... 33
3.1.5. Studienbedingte Untersuchungen ... 33
3.1.6. Probenauswahl für die histopathologischen und immunhistochemischen Untersuchungen ... 34
3.1.7. Klinische Untersuchungen ... 35
3.1.8. Untersuchungen zur maternalen und horizontalen Übertragbarkeit von BSE-Infektionen bei Ziegen ... 37
3.1.9. Der Maus-Bioassay ... 38
3.1.9.1. Probenauswahl für den Maus-Bioassay ... 39
Inhaltsverzeichnis III
3.2. Material ... 41
3.2.1. Die Entnahme von Bioptaten ... 41
3.2.2. Die Entnahme von Blutproben ... 43
3.2.3. Sektionen im Rahmen der Pathogenesestudie ... 44
3.2.4. Außerplanmäßige Sektionen auf Grund schwerwiegender, nicht BSE- assoziierter Erkrankungen ... 47
3.2.5. Aktueller Stand der ‚BSE in Goat‘-Pathogenesestudie ... 48
3.3. Methoden ... 48
3.3.1. Schnelltestdiagnostik ... 48
3.3.2. Proteinbiochemische Methoden ... 48
3.3.2.1. Herstellung von Gehirn-Homogenaten ... 48
3.3.2.2. Fällung mit Phosphorwolframsäure (PTA) ... 49
3.3.2.3. Methanolfällung ... 49
3.3.2.4. Proteinauftrennung mittels SDS-Polyacrylamid-Gel-Elektrophorese ... 50
3.3.3. Immunoblot ... 50
3.3.3.1. Glykosylierungsverhältnis und molekulare Masse ... 51
3.3.3.2. Antikörperbindungsverhältnis ... 52
3.3.3.3. Diskriminatorischer FLI-Immunoblot (FLI-Test) ... 53
3.3.4. Histologische Methoden ... 54
3.3.4.1. Die Herstellung der histologischen Präparate ... 54
3.3.4.2. Die Herstellung der Paraffin-Schnittpräparate ... 54
3.3.5. Die Hämatoxylin-Eosin-Färbung (H.-E.-Färbung) ... 55
3.3.5.1. Die Auswertung der Hämatoxylin-Eosin-Schnittpräparate ... 55
3.3.6. Der PrPSc-Nachweis mit immunhistochemischen Methoden ... 56
3.3.6.1. Die Auswertung der immunhistochemischen Schnittpräparate ... 56
IV Inhaltsverzeichnis
3.4. Referenzmaterialien und Kontrollen ... 57
3.5. Statistische Auswertung ... 58
4. ERGEBNISSE ... 59
4.1. Überblick über die ‚BSE in Goat‘-Pathogenesestudie ... 59
4.2. Befunde der Untersuchungen der Ziegen des Genotyps IRQ/IRQ (Wildtyp) .. 61
4.2.1. Ergebnisse der klinischen Untersuchung und der Verhaltensanalysen .... 61
4.2.1.1. Inkubationszeiten der Ziegen des IRQ/IRQ-Genotyps nach oraler Inokulation ... 61
4.2.1.2. Die Klinik BSE-erkrankter Ziegen des IRQ/IRQ-Genotyps ... 61
4.2.2. TSE-Schnelltest- und Immunoblot-Ergebnisse bei Ziegen des IRQ/IRQ- Genotyps (Wildtyp) ... 63
4.2.3. Histopathologische und immunhistochemische Befunde der Obexregion von Ziegen des IRQ/IRQ-Genotyps (Wildtyp) ... 63
4.2.3.1. Histopathologische und immunhistochemische Befunde ausgewählter Gewebe von Ziegen des IRQ/IRQ-Genotyps (Wildtyp) ... 66
4.2.4. Nachweis von Infektiosität im Gewebe mittels Maus-Bioassay ... 69
4.2.4.1. Ergebnisse des Maus-Bioassays ... 69
4.3. Befunde der Untersuchungen der Ziegen des Genotyps IQQ/IRQ ... 71
4.3.1. Inkubationszeiten der Ziegen des IQQ/IRQ-Genotyps nach Inokulation....71
4.3.2. Die Klinik BSE-erkrankter Ziegen des IQQ/IRQ-Genotyps………...72
4.3.3. TSE-Schnelltest- und Immunoblot-Ergebnisse bei Ziegen des IQQ/IRQ- Genotyps….………...………74
4.3.4. Biochemische Charakterisierung des Hirnstammmaterials im FLI-Test….76 4.3.4.1. Ergebnisse der Analyse der Glykosylierungsverhältnisse des PrPSc ... 77
4.3.4.2. Ergebnisse der Bestimmung der molekularen Massen (MM) der unglykosylierten Form des PrPSc ... 78
Inhaltsverzeichnis V
4.3.4.3. Ergebnisse der Bestimmung der Antikörperbindungsverhältnisse ... 79
4.3.5. Histologische Untersuchungen………..………80
4.3.5.1. Histopathologische und immunhistochemische Befunde der Obexregion von Ziegen des IQQ/IRQ-Genotyps ... 80
4.3.5.2. Histopathologische und immunhistochemische Befunde ausgewählter Gewebe von Ziegen des IQQ/IRQ-Genotyps ... 82
4.4. Befunde der Untersuchungen der Ziegen des Genotyps IRK/IRQ ... 88
4.4.1. Inkubationszeiten und klinische BSE-Symptomatik von Ziegen des IRK/IRQ-Genotyps ... 88
4.4.2. TSE-Schnelltest- und Immunoblot-Ergebnisse bei Ziegen des IRK/IRQ- Genotyps... 88
4.4.3. Histopathologische und immunhistochemische Befunde der Obexregion und ausgewählter Gewebe von Ziegen des IRK/IRQ-Genotyps ... 88
4.5. Befunde prämortaler Untersuchungen ... 89
4.5.1. Biopsien ... 89
4.5.2. Untersuchungsergebnisse von Bioptaten der Tonsillen und der rektalen Mukosa im Rahmen prämortaler Diagnostik ... 89
4.6. Maternale Übertragbarkeit von BSE-Infektionen bei der Ziege ... 91
4.6.1. Untersuchungsergebnisse zur maternalen Übertragbarkeit ... 91
4.7. Horizontale Übertragbarkeit von BSE-Infektionen bei der Ziege ... 95
4.7.1. Untersuchungsergebnisse zur horizontalen Übertragbarkeit ... 95
5. DISKUSSION ... 96
5.1. Ziele der Studie zur Pathogenese der Bovinen Spongiformen Enzephalopathie der Ziege ... 96
5.2. Klinischer Verlauf der BSE-Infektion bei Ziegen ... 96
5.2.1. Inkubationszeiten ... 96
VI Inhaltsverzeichnis
5.2.2. Klinische Symptomatik BSE-erkrankter Ziegen ... 98
5.3. Pathogenese der Bovinen Spongiformen Enzephalopathie bei Ziegen verschiedener PrP-Genotypen ... 100
5.4. Differenzierung der BSE-Infektion bei Ziegen von Scrapie mittels FLI-Test.. 103
5.5. Erkenntnisse aus dem Maus-Bioassay ... 105
5.6. Einfluss des Prion-Protein-Genotyps auf die BSE-Infektion ... 107
5.7. Biopsien für die prämortale Diagnostik... 108
5.8. Übertragungswege der Bovinen Spongiformen Enzephalopathie bei Ziegen ... 110
5.8.1. Erkenntnisse zur maternalen Übertragbarkeit ... 110
5.8.2. Erkenntnisse zur horizontalen Übertragbarkeit ... 112
5.9. Kritische Betrachtung zur Bewertung der Untersuchungsmethoden und des Untersuchungsmaterials ... 113
6. ZUSAMMENFASSUNG ... 115
7. SUMMARY ... 117
8. LITERATURVERZEICHNIS ... 119
9. ANHANG ... 144
9.1. Material ... 144
9.1.1. Antikörper gegen das Prion-Protein (PrP) ... 144
9.1.2. Vorbehandlung der Gewebeschnitte für die Immunhistochemie ... 144
9.1.3. Konjugate ... 145
9.1.4. Referenzmaterialien und Kontrollen ... 145
9.1.5. Tabellarische Übersichten zu den in Sektionen entnommenen Geweben... 146
9.1.6. Arzneimittel ... 148
Inhaltsverzeichnis VII
9.2. Protokolle und Methoden ... 149
9.2.1. Protokolle zur Aufarbeitung der gewonnenen Blutproben ... 149
9.2.2. Protokoll zur Aufarbeitung des Liquor cerebrospinalis ... 150
9.2.3. Protokolle histologischer Methoden ... 150
9.2.3.1. Gewebeinfiltrationsautomat (Leica, ASP 330S), Standardprotokoll....150
9.2.3.2. H.-E.-Färbeprotokoll.………..…….151
9.2.3.3. Protokolle der Immunhistochemie....……….152
9.3. Auswertung von histologisch untersuchten Schnittpräparaten ... 154
9.3.1. Blutentnahmen ... 155
9.3.2. Ergebnisse des FLI-Test ... 156
9.4. Rezepturen ... 156
9.4.1. SDS-Polyacrylamid-Gele ... 156
9.4.2. Verwendete Puffer und Lösungen ... 157
9.5. Verwendete Chemikalien ... 159
9.6. Geräte und Verbrauchsmaterialien ... 161
VIII Abkürzungsverzeichnis
ABKÜRZUNGSVERZEICHNIS A
A Ampère Abb. Abbildung A. dest. Aqua destillata A. bidest. Aqua bidestillata ad zu
AE arbiträre Einheiten Ak Antikörper
AS Aminosäure(n) B
bov bovine
BSE Bovine Spongiforme Enzephalopathie bzw. beziehungsweise
C
°C Grad Celsius c Konzentration ca. circa
CJK Creutzfeldt-Jakob-Krankheit CO2 Kohlendioxid
C-terminal Carboxy-terminal
CWD Chronic Wasting Disease D
DAB Diaminobenzidin d. h. das heißt
DMNV Nucleus parasympathicus nervi vagi DNA Desoxyribonukleinsäure
d. p. i. Tage post inoculationem E
EFSA European Food Safety Authority ENS Enterisches Nervensystem et al. et alii
EU Europäische Union exkl. exklusive
F
Fa. Firma
fCJK familiäre Creutzfeldt-Jakob-Krankheit FFI Fatale Familiäre Insomnie
FLI Friedrich-Loeffler-Institut
FSE Feline Spongiforme Enzephalopathie G
G Gauge, Kanülendurchmesser g Gramm
GALT Gut-Associated Lymphoid Tissue, darmassoziiertes lymphatisches Gewebe
ggf. gegebenenfalls
Abkürzungsverzeichnis IX
Ggl. Ganglion Gl. Glandula
GSS Gerstmann-Sträussler-Scheincker-Syndrom H
h Stunde(n) HCl Salzsäure
H.-E. Hämatoxylin-Eosin I
IAH Institute for Animal Health, Vereinigtes Königreich i. c. intrazerebral
iCJK iatrogen bedingte Creutzfeldt-Jakob-Krankheit IgG Immunglobulin G
IHC Immunhistochemie i. m. intramuskulär
INNT Institut für neue und neuartige Tierseuchenerreger
INRA Institut National de la Recherche Agronomique, Frankreich i. v. intravenös
K
Kap. Kapitel kDa Kilodalton KGW Körpergewicht L
l Liter li. links
Ln. Lymphonodus Lnn. Lymphonoduli
LRS Lymphoretikuläres System M
M molar M. Musculus
mAk monoklonaler Antikörper GIT Gastrointestinaltrakt mg Milligramm
µg Mikrogramm min Minute(n) ml Milliliter µl Mikroliter
MM molekulare Masse
Mo p. i. Monate post inoculationem Mo p. n. Monate post natum
N
n Anzahl N. Nervus
n. a. nicht auswertbar NaCl Natriumchlorid
NaOH Natriumhydroxid (Natronlauge) NBF neutral buffered formalin
X Abkürzungsverzeichnis
Ncl./Ncll. Nucleus/Nuclei Nr. Nummer
NRL Nationales Referenzlabor N-terminal Amino-terminal
O
OIE Office International des Epizooties (World Organisation for Animal Health), Internationales Tierseuchenamt
ORF open reading frame (offener Leserahmen) P
p Signifikanzwert pH potential hydrogenii p. i. post inoculationem PK Proteinase K
PMCA Protein Misfolding Cyclic Amplification PNS Peripheres Nervensystem
p. n. post natum p. p. post partum
PP Peyer’sche Platte(n) prox. Proximal
Prnp Prion-Protein-Gen PrP Prion-Protein PrPc
zelluläres Prion-Protein PrnP0/0
Prion-Protein-Knockout
PrPSc infektiöse Isoform des Prion-Proteins
PTA phosphotungstic acid (Phosporwolframsäure) PVDF-Membran Polyvinylidenfluorid-Membran
R
re. rechts
rpm revolutions per minute RT Raumtemperatur S
SAF Scrapie-assoziierte Fibrillen
sCJK sporadisch auftretende Creutzfeldt-Jakob-Krankheit SDS sodium dodecyl sulfate (Natriumdodecylsulfat) SDS-PAGE SDS-Polyacrylamid-Gel-Elektrophorese sek Sekunde(n)
SEM standard error of the mean (Standardfehler) shp sheep (Schaf)
S. Seite s. siehe T
Tab. Tabelle
Tage p. i. Tage post inoculationem
TeSeE Firmen genutzte Abkürzung für TSE
TBS TRIS-buffered-saline (Tris-gepufferte Salzlösung) Tgshp IX transgene Mauslinie, die ovines PrPC überexprimiert Th thorakales Segment
Abkürzungsverzeichnis XI
TME Transmissible Mink Enzephalopathie TRI-PLOT triangular diagram plotting spreadsheet TRIS Tris(hydroxymethyl)-aminomethan
TSE Transmissible Spongiforme Enzephalopathie V
V Volt v. a. vor allem
vCJK Variante der Creutzfeldt-Jakob-Krankheit
VD Verdünnung
VO Verordnung
v/v Volumenprozent (volume/volume) w/v Gewichtsprozent (weight/volume) Z
ZNS Zentrales Nervensystem z. T. zum Teil
XII Abbildungsverzeichnis
ABBILDUNGSVERZEICHNIS
Abb. 1: Schematische Darstellung der Konversion und Aggregation von Prionen. .. 5
Abb. 2: Teil des Hirnstamms von einem Schaf (Nativpräparat) ... 25
Abb. 3: TSE-Stamm spezifische enzymatische Schnittstellen ... 27
Abb. 4: Prä- und postmortale Probengewinnung ... 34
Abb. 5: Gewebeproben für die Histologie und Immunhistochemie ... 35
Abb. 6: Darstellung ausgewählter Probenmaterialien ... 40
Abb. 7: Serielle Schnitttechnik zur Herstellung Paraffinschnittpräparaten ... 55
Abb. 8: Schematische Abbildung eines Querschnitts durch den Hirnstamm ……..57
Abb. 9: Überblick zum zeitlichen Ablauf der BSE-Pathogenesestudie ... 60
Abb. 10: Grad der histopathologischen Veränderungen definierter Kerngebiete ... 65
Abb. 11: Grad der PrPSc-Ablagerungen in definierten Kerngebieten ... 66
Abb. 12: Immunoblot-Untersuchung von Gehirnproben transgener Mäuse ... 70
Abb. 13: Immunoblot zur Bestimmung der Glykosylierungsverhältnisse ... 76
Abb. 14: Glykosylierungsverhältnisse von vier caprinen BSE-Isolate ... 78
Abb. 15: Vergleich des Quotienten der Intensitäten der P4 und L42-Signale ... 79
Abb. 16: Grad der histopathologischen Veränderungen definierter Kerngebiete ... 81
Abb. 17: Grad der PrPSc-Ablagerungen in definierten Kerngebieten ... 82
Abb. 18: Ausgewählte pathologische Befunde BSE-erkrankter Ziegen ... 85
Abb. 19: Anteile von Bioptaten aus der Tonsille und der rektalen Mukosa ... 90
Tabellenverzeichnis XIII
TABELLENVERZEICHNIS
Tab. 1: Vergleich der biochemischen Eigenschaften des physiologischen (PrPC) ... 4
Tab. 2: Prionerkrankungen bei Mensch und Tieren mit Angabe der Ätiologie... 5
Tab. 3: Einteilung der PrP-Genotypen der Schafe in fünf Risikogruppen ... 20
Tab. 4: Polymorphismen im PrP-Gen der Ziege und ihr Einfluss ... 21
Tab. 5: Differenzialdiagnosen bei einem klinischen Verdacht auf eine TSE- ... 22
Tab. 6: Aufstellung der in die Studie involvierten Ziegen ... 32
Tab. 7: Klinischer Untersuchungsgang zur Erfassung von Gang-, Verhaltens- ... 37
Tab. 8: Anzahl der Bioptatentnahmen bei adulten Ziegen zu definierten Zeiten .... 42
Tab. 9: Anzahl der Bioptatentnahmen bei den Jungziegen zu definierten Zeiten ... 42
Tab. 10: Übersicht zu den Sektionszeiten der Jungziegen geordnet nach PrP-... 45
Tab. 11: Übersicht zu den Sektionszeiten der adulten Ziegen geordnet nach ... 46
Tab. 12: Angaben zu den Sektionen (Monate p. i. / p. n.) adulter Ziegen und ... 47
Tab. 13: Inkubationszeiten und Sektionszeitpunkte klinisch an BSE erkrankter ... 61
Tab. 14: Analyse von Homogenaten BSE-inokulierter nicht klinisch ... 71
Tab. 15: Inkubationszeiten und Sektionszeitpunkte klinisch an BSE erkrankter ... 72
Tab. 16: Klinische Symptome der BSE-Erkrankung bei Ziegen ... 73
Tab. 17: Ergebnisse der BioRad-TeSeE-Schnellteste von 36 adulten Ziegen ... 75
Tab. 18: Ergebnisse der histopathologischen und immunhistochemischen ... 86
Tab. 19: Ergebnisse der immnunhistochemischen Untersuchung von ... 87
Tab. 20: Ergebnisse der immunhistochemischen Untersuchung auf PrPSc- ... 90
Tab. 21: Elterntiere und Nachkommen mit Angabe der Versuchstier-Nummer ... 91
Tab. 22: Ergebnisse des BioRad-TeSeE-Schnelltests von sieben Jungziegen... 92
Tab. 23: Ergebnisse der immunhistochemischen Untersuchung auf PrPSc- ... 93
Tab. 24: Ergebnisse der immnunhistochemischen Untersuchung von ... 94
Tab. 25: Kontaktzeiten der Kontrolltiere zu BSE-infizierten und klinisch BSE- ... 95
Tab. 26: Auflistung der im Immunoblot verwendeten PrP-Antikörper ... 144
Tab. 27: Auflistung der für die Immunhistochemie verwendeten PrP-Antikörper ... 144
Tab. 28: Übersichten zu Vorbehandlungen der Gewebeschnitte ... 145
Tab. 29: Positive Referenz- und Kontrollmaterialien ... 145
Tab. 30: Übersicht zu den entnommenen Gewebeproben des Kopfes und ... 146
XIV Tabellenverzeichnis
Tab. 31: Übersicht zu den entnommenen Gewebeproben des Tierkörpers ... 147
Tab. 32: Übersicht zu den entnommenen Gewebeproben des Zentralen ... 148
Tab. 33: Arzneimittel zur Behandlung und Euthanasie von Ziegen der BSE- ... 148
Tab. 34: Bewertungsschema zur graduellen Einteilung des Ausprägungsgrades.. 154
Tab. 35: Bewertungsschema zur graduellen Einteilung des Anteils PrPSc- ... 154
Tab. 36: Bewertungsschema zur graduellen Einteilung des Anteils PrPSc- ... 155
Tab. 37: Blutentnahmen bei Jungziegen ... 155
Tab. 38: Blutentnahmen bei adulten Ziegen... 155
Tab. 39: Ergebnisse der proteinbiochemischen Untersuchung (FLI-Test) ... 156
Einleitung 1
1. Einleitung
Den Transmissiblen Spongiformen Enzephalopathien (TSEn) werden eine Reihe übertragbarer neurodegenerativer Erkrankungen bei Mensch und Tier zugeordnet, die sich durch einen progredienten und stets letalen Verlauf auszeichnen. Allen TSEn gemeinsam ist die relativ kurze klinische Phase nach einer langen Inkubationszeit. Eine verlässliche Diagnose wird meist erst post mortem gestellt.1732 wurde erstmalig eine TSE-Erkrankung für das Schaf beschrieben und als Scrapie bezeichnet (McGowan, 1922). Die Erkrankung tritt als Infektionskrankheit bei Schaf und Ziege auf, für die sich in Abhängigkeit vom Prion-Protein-Genotyp Resistenzen abzeichnen. Kennzeichnend für die Pathogenese der Scrapie ist eine Beteiligung des lymphatischen Systems. 1985 wurden erste Fälle einer bis dahin unbekannten TSE- Erkrankung des Rindes in Großbritannien beobachtet, die Bovine Spongiforme Enzephalopathie (BSE) (Wells et al., 1987). Als Infektionsquelle konnte unzureichend hitzeinaktiviertes Tierkörpermehl identifiziert werden (Wilesmith et al.,1988; 1991).
Eine Verbindung zwischen der BSE und einer neu aufgetretenen Variante der Creutzfeldt-Jakob-Krankheit (vCJK) beim Menschen ist belegt. Für Rinder sind genetisch bedingte Resistenzunterschiede für BSE bisher nicht bekannt. Die BSE- Pathogenese beim Rind beschränkt sich hauptsächlich auf das neuronale Gewebe.
Als 1993 die experimentelle BSE-Übertragung auf Schaf und Ziege gelang (Foster et al., 1993), rückte die BSE auch bei kleinen Wiederkäuern in den Fokus. Bislang wurden weltweit zwei Fälle von BSE bei Ziegen, aufgetreten unter natürlichen Bedingungen, diagnostiziert (Eloit et al., 2005; European Food Safety Authority 2009).
Die vorliegende Arbeit widmet sich der Pathogenese der BSE-Infektion und ihrer differenzialdiagnostischen Abgrenzung zu Scrapie bei genotypisch charakterisierten Ziegen. In diesem Kontext wurden mögliche Übertragungswege eruiert, die Aussagekraft einer prämortalen Diagnostikmethode überprüft und Infektiositäts- untersuchungen durchgeführt. So konnten Erkenntnisse zu Inkubationszeit, Klinik, Resistenzen sowie Ausbreitung und Übertragung der BSE gewonnen und präzisiert werden. Zu dieser Problematik wurden bereits erste Erkenntnisse in einer Dissertation über „Studien zur Pathogenese und Charakterisierung Transmissibler Spongiformer Enzephalopathien der Ziege“ vorgestellt und diskutiert (Freyse, 2012).
2 Literaturübersicht
2. Literaturübersicht
2.1. Transmissible Spongiforme Enzephalopathien
Transmissible Spongiforme Enzephalopathien (TSEn) sind progredient verlaufende neurodegenerative Erkrankungen bei Menschen und Säugetieren, die kausal nicht therapierbar sind und stets tödlich enden. Klinisch zeigen sich nach einer langen Inkubationszeit unter anderem neurologische Veränderungen (Schicker, 1997) und insbesondere beim Menschen im terminalen Stadium kognitive Störungen und typische Myoklonien (Brown et al., 1994). Im Zentralen Nervensystem (ZNS) sind TSEn mit drei wesentlichen neuropathologischen Veränderungen assoziiert:
vakuoläre Degenerationen, Gliosen und Neuronenverluste bei ausbleibender Reaktion des Immunsystems. Zudem werden häufig amyloide Plaques beobachtet.
2.1.1. Die Ätiologie der Transmissiblen Spongiformen Enzephalopathien
Die Natur des Erregers der TSEn ist trotz intensiver Forschungsarbeit bis heute nicht vollständig geklärt. Es wurden dazu bislang drei Hypothesen aufgestellt. In der Virus- Hypothese wird von Infektionen viraler Genese ähnlich der „slow virus“-Infektionen als Auslöser für die TSEn ausgegangen (Diringer et al., 1994; Manuelidis, 1994).
Dickinson und Outram, die Väter der Virino-Hypothese, erklären die Ursache der TSEn dagegen mit einer sehr kleinen viralen behüllten, schwer nachweisbaren Nukleinsäure (Dickinson und Outram, 1988). Einen neuartigen Ansatz postulierte schließlich Stanley B. Prusiner mit der Prion-Protein-only-Hypothese (Prusiner, 1982). Das infektiöse Agens zeigt unter anderem eine hohe Resistenz gegenüber physikalischen und chemischen Inaktivierungsmaßnahmen. Auf Grund dessen wurde das Vorliegen einer kodierenden Nukleinsäure ausgeschlossen. Prusiner beschrieb das Prion-Protein („proteinaceous infectious particle") als die Ursache der TSEn bzw.
der Prionerkrankungen. Ein endgültiger Beweis für die Richtigkeit der Prion-Protein- only-Hypothese konnte bisher nicht erbracht werden. Für die Hypothese von Prusiner spricht, dass Prion-Protein-Knockout-Mäuse (PrnP0/0) nach Inokulation mit pathologischem Prion-Protein eine vollständige Resistenz gegenüber TSE- Erkrankungen aufwiesen (Bueler et al., 1993) und bis heute keine Nukleinsäuren im direkten Zusammenhang mit dem infektiösen Agens nachgewiesen werden konnten.
Die bisherigen Vorstellungen gehen davon aus, dass Konformationsänderungen des
Literaturübersicht 3
Prion-Proteins für die Genese verschiedener Erregerstämme verantwortlich sind (Bessen et al., 1995; Peretz et al., 2002).
2.2. Das Prion-Protein
2.2.1. Das zelluläre Prion-Protein
Das zelluläre Prion-Protein (PrPC) ist ein physiologisches Zelloberflächenprotein, das innerhalb der Säugetierspezies hoch konserviert ist und auch in Fischen, Vögeln und Beuteltieren vorkommt (Harris et al., 1991; Windl et al., 1995; Gibbs und Bolis, 1997).
PrPC besitzt eine Größe von 33-35 Kilodalton (kDa), besteht in Abhängigkeit von der Spezies aus 253-273 Aminosäuren (AS) und wird von einem wirtseigenen Gen kodiert (Oesch et al., 1985). Charakteristisch für das Protein sind neben der Löslichkeit in milden Detergenzien die Sensitivität für den Verdau mit Proteinase K (PK) (Prusiner, 1998; Riesner, 2003) und eine Sekundärstruktur, welche zu 42 Prozent (%) aus einer α-Helix- und lediglich zu 3 % aus einer β-Faltblatt-Struktur besteht (Pan et al., 1993; Safar et al., 1993) (Tab. 1). Die Expression des PrPC findet vor allem im ZNS in Neuronen (Kretzschmar et al., 1986), im lymphatischen Gewebe (Brown et al., 1999), in der Skelettmuskulatur (Brown et al., 1998) und im Darm (Morel et al., 2004) statt. Die genaue physiologische Funktion ist bis heute nicht bekannt. Es wird vermutet, dass das PrPC eine funktionelle Bedeutung im Kupfer- Metabolismus (Brown et al., 1997) sowie eine Bedeutung für die Funktion der Dioxid- Dismutase bei ischämischen Zuständen im Gehirn (Weise, 2006) besitzt. Das PrPC soll zudem Einfluss auf den Schlaf-Wach-Rhythmus nehmen (Tobler et al., 1996).
2.2.2. Die krankheitsassoziierte Isoform des Prion-Proteins
Die pathologische Isoform des Prion-Proteins (PrPSc) ist infektiös und lässt sich lediglich an Hand der biochemischen und strukturellen Eigenschaften von der physio- logischen Isoform unterscheiden, zumal beide Proteine identische Aminosäure- sequenzen aufweisen. PrPSc besitzt im Gegensatz zu PrPC eine partielle Resistenz gegenüber dem enzymatischen Verdau mit Proteinase K und liegt nach der partiellen Proteolyse als 27-30 kDa großes Fragment vor (Bolton et al., 1982; McKinley et al., 1983; Barry et al., 1986). PrPSc ist in milden Detergenzien unlöslich und weist einen höheren Anteil an β-Faltblatt-Struktur (43 %) neben einem niedrigeren α-Helixanteil
4 Literaturübersicht
(30 %) auf (Tab. 1). Der hohe Anteil an β-Faltblatt-Struktur verstärkt die Neigung zur Aggregatbildung (Pan et al., 1993). Die Aggregate werden elektronen-mikroskopisch in Form von Scrapie-assoziierten Fibrillen (SAF) sichtbar (Prusiner et al., 1983, Cohen und Prusiner, 1998).
Tab. 1: Vergleich der biochemischen Eigenschaften des physiologischen (PrPC) und pathologischen Prion-Proteins (PrPSc)
PrPC PrPSc
Protease-Empfindlichkeit sensitiv partiell resistent Löslichkeit in Detergentien löslich unlöslich
Sekundärstrukturanteile [%]
α-Helix
β-Faltblatt 42
3
30 43
Molekulargewicht [kDa] 33-35 27-35
Aggregationsneigung nein ja
Die Entstehungsmechanismen der TSEn werden mit einer Konformationsänderung des physiologischen Prion-Proteins (PrPC) in seine pathologische Form (PrPSc) erklärt (Prusiner, 1998) (Abb. 1). Dieser Vorgang wird als Konversion bezeichnet. Die kausalen molekularen Mechanismen der Umfaltung sind noch nicht vollständig geklärt. Es werden derzeit mit dem Keimbildungsmodell (Jarrett und Lansbury, 1993;
Orgel, 1996) und dem Faltungs- oder Heterodimermodell (Cohen et al., 1994) zwei Modelle zur Erklärung des Replikationsmechanismus von PrPSc diskutiert. Das Keimbildungsmodell geht davon aus, dass ein thermodynamisches Gleichgewicht zwischen PrPC und PrPSc besteht. Die Anhäufung von PrPSc-Monomeren z. B. durch exogene Zufuhr führt zur Keim- und Aggregatbildung. Diese Aggregate zerfallen in viele kleine Fragmente, die wiederum als Kristallisationskeime dienen, was zu einem exponentiellen Anstieg an PrPSc führt (Jarrett und Lansbury, 1993; Orgel, 1996). Laut Faltungs- oder Heterodimermodell lagert sich PrPSc an PrPC. Ein Heterodimer entsteht, das die Umfaltung von PrPC initiiert, so dass sich ein PrPSc-Homodimer bildet. Dieses Homodimer zerfällt in Monomere, die die Konversion weiterer PrPC- Moleküle bewirken (Cohen et al., 1994). Möglicherweise unterstützt ein Kofaktor oder ein Katalysator, der als Faktor X bezeichnet wird, diese Konversionsreaktionen (Telling et al., 1995; Kaneko et al., 1997).
Literaturübersicht 5
Abb. 1: Schematische Darstellung der Konversion und Aggregation von Prionen A: Struktur des zellulären Prion-Proteins (PrPC), B: dessen Konversion zu pathologischem Prion-Protein (PrPSc), C: Aggregationen von PrPSc zu Scrapie-assoziierten Fibrillen (modifiziert nach Govaerts et al., 2004).
2.3. Transmissible Spongiforme Enzephalopathien bei Menschen und Tieren Einen Überblick zu den beim Menschen und im Tierreich vorkommenden Prion- erkrankungen gibt die Tab. 2. Detaillierte Erläuterungen dazu folgen in den Kap.
2.3.1. und 2.3.2.
Tab. 2: Prionerkrankungen bei Mensch und Tieren mit Angabe der Ätiologie
klassisch Schaf, Ziege, Mufflon
orale Übertragung, vertikale und horizontale Infektion
atypisch Schaf, Ziege ggf. sporadisch klassisch Rind, Ziege orale Übertragung atypisch Rind ggf. sporadisch
Hirscharten nicht abschließend geklärt Nerz ggf. orale Übertragung Katzen orale Übertragung Nyala-, Oryx-,
Kudu-Antilope orale Übertragung Ätiologie
hereditär (Mutationen im Prnp-Gen) sporadisch (unbekannte Ursache) infektiös (iatrogene Übertragung) infektiös (Verzehr von BSE- kontaminiertem Rindfleisch) Prionerkankungen des Menschen
Prionerkankungen der Tiere Scrapie
GSS (Gerstmann-Sträussler-Scheinker-Syndrom) FFI (Fatale Familiäre Insomnie)
Kuru
- familiäre CJK - sporadische CJK - iatrogene CJK - Variante der CJK
CJK (Creutzfeldt-Jakob-Krankheit)
hereditär (Mutation im Prnp-Gen) hereditär (Mutation im Prnp-Gen) infektiös (Endokannibalismus)
EUE (Exotic Ungulate Encephalopathy) BSE
(Bovine Spongiforme Encephalopathy) CWD (Chronic Wasting Disease)
TME (Transmissible Mink Encephalopathy) FSE (Feline Spongiforme Encephalopathy)
6 Literaturübersicht
2.3.1. Die Prionerkrankungen des Menschen
Humane Prionerkrankungen treten selten auf und können familiär-genetischen und sporadischen Ursprungs oder infektiös bedingt sein. Am häufigsten kommt die Creutzfeldt-Jakob-Krankheit (CJK) vor, welche in vier Formen unterteilt wird. Mit einem Anteil von ca. 90 % tritt die sporadische Creutzfeldt-Jakob-Krankheit (sCJK) weltweit am häufigsten bei etwa einem von einer Million Menschen jährlich auf (Collinge, 2001; Knight et al., 2004). Es wird angenommen, dass es bei der sCJK zu somatischen Mutationen im Prion-Protein-Gen oder einer spontanen Konversion des PrPC zu PrPSc kommt (Prusiner 1998). Ein Anteil von 5-10 % der Prionerkrankungen ist genetisch determiniert und tritt familiär gehäuft auf. Zu ihnen gehören die familiäre CJK (fCJK), das Gerstmann-Sträussler-Scheinker-Syndrom (GSS) sowie die Fatale Familiäre Insomnie (FFI). Zu den infektiös bedingten TSEn gehört Kuru, die 1957 als erste TSE-Erkrankung des Menschen bekannt wurde. Unter den Stammes- angehörigen der Fore in Papua-Neuguinea trat sie epidemisch auf und wurde durch rituellen Endokannibalismus übertragen (Gajdusek und Zigas, 1957). Die bekannteste infektiöse Form der humanen Prionerkrankungen ist die Variante der Creutzfeldt-Jakob-Krankheit (vCJK). Diese neue Form wurde erstmals 1996 in Großbritannien beschrieben (Will et al., 1996). Zahlreiche Studien zeigten eine zeitliche und räumliche Korrelation zwischen dem Auftreten der BSE-Erkrankung beim Rind und der vCJK beim Menschen (Will et al., 1996; Collinge et al., 1996;
Collinge, 2001; Weissmann et al., 2002). Nach experimenteller Übertragung von BSE auf Primaten wurden die für die vCJK charakteristischen Plaques in deren Gehirn histopathologisch beschrieben (Lasmezas et al., 1996). Zudem zeigten mit vCJK und BSE infizierte transgene Mäuse sehr ähnliche Läsionsprofile im Gehirn (Bruce et al., 1997; Hill et al., 1997). Beide Erkrankungen weisen darüber hinaus identische bio- chemische Charakteristika des PrPSc auf (Collinge et al., 1996). Diese Erkenntnisse sprechen dafür, dass die vCJK aus einer Übertragung von BSE auf den Menschen resultiert (Hill et al., 1997; Almond, 1998). Die iatrogen erworbene Form (iCJK) wurde während chirurgischer Eingriffe mit kontaminierten Instrumenten, mit der Transplantation infizierter Hornhäute oder Dura mater und durch die Verabreichung von Wachstumshormonen, gewonnen von CJK-Patienten, übertragen (Brown, 1988).
Literaturübersicht 7
2.3.2. Die Prionerkrankungen der Tiere
Als eine der ersten Prionerkrankungen wurde 1732 Scrapie bei Schafen beschrieben. Diese auch als Traberkrankheit bezeichnete Erkrankung tritt auch bei Ziegen und Mufflons auf (McGowan, 1922; Chelle, 1942; Parry, 1962; Wood et al., 1992a). Eine neue Variante der Scrapie wurde 1998 in Norwegen bei Schafen festgestellt und als Nor98 oder atypische Scrapie definiert (Benestad et al., 2003).
Die chronisch auszehrende Krankheit (Chronic wasting disease, CWD) bestimmter Hirscharten aus der Familie der Cerviden trat in den sechziger Jahren erstmalig in Erscheinung (Williams und Young, 1980; Sigurdson, 2008; Imran und Mahmood, 2011). Sie wird mit zunehmender Häufigkeit in Nordamerika, in zwei kanadischen Provinzen und bei importierten Tieren in Südkorea beobachtet (Williams und Young, 1980). Nach einem epidemieartigen Krankheitsgeschehen bei Rindern rückte Mitte der achtziger Jahre die Bovine Spongiforme Enzephalopathie (BSE) in den Fokus des Interesses (Wells et al., 1987). Dem folgten einige Zeit später Beschreibungen atypischer Formen (Biacabe et al., 2004; Casalone et al., 2004). Zudem stieß man bei Wildwiederkäuern auf die Exotische Huftier Enzephalopathie (EUE) (Jeffrey und Wells 1988; Kirkwood et al., 1990). Bei Fleischfressern wurden die Transmissible Enzephalopathie der Nerze (TME) (Hartsough und Burger, 1965) und die Feline Spongiforme Enzepalopathie (FSE) der Katzen (Wyatt et al., 1991) nachgewiesen.
2.3.2.1. Die klassische Bovine Spongiforme Enzephalopathie beim Rind
Die klassische BSE ist seit 1986 in Großbritannien bekannt (Wells et al., 1987).
Namensgebend für die Erkrankung waren die typischen histopathologischen Befunde im Hirnstamm (spongiforme Veränderungen) und die zentralnervösen Symptome (Rinderwahn oder mad cow disease). Ursächlich für die Weiterverbreitung der Erkrankung war TSE-kontaminiertes Tiermehl, welches vorrangig an Milchvieh- herden verfüttert wurde (Wilesmith, 1993). Das Herstellungsverfahren der Tiermehle war in den siebziger Jahren in Großbritannien aus wirtschaftlichen Gründen so verändert worden, dass es zu einer unzureichenden Inaktivierung des infektiösen Agens kam (Nathanson et al., 1997). Für den Eintrag des pathologischen Prion- Proteins als infektiöses Agens in die Tiermehle werden einerseits Kadaver von Scrapie-positiven Schafen diskutiert, die als Infektionsquelle angesehen werden.
8 Literaturübersicht
Gegen diese Annahme spricht, dass bislang kein einziger natürlicher Scrapie-Fall beim Rind diagnostiziert wurde. Auch durch die experimentelle orale Verabreichung von Scrapie-positivem Material konnten Rinder nicht infiziert werden (Konold et al., 2013). Andererseits kann der Eintrag von pathologischem Prion-Protein in Tiermehle durch die Verarbeitung von spontan an atypischer BSE erkrankten Rindern erfolgt sein (Eddy, 1995).
Zur Bekämpfung der BSE wurde die Verordnung (EG) 999/2001 EU-weit umgesetzt, welche das Verbot der Verfütterung von tierischen Eiweißen (Tiermehlen) an Säugetiere, die Entfernung spezifizierter Risikomaterialien sowie die BSE- Schnelltestuntersuchungen zu einer wirksamen Bekämpfung der klassischen BSE beinhaltet. Die getroffenen Maßnahmen griffen und eine deutliche Abnahme von BSE-Fällen konnte in Europa registriert werden.
In Deutschland wurde der erste BSE-Fall im November 2000 diagnostiziert. In den Jahren 2000 bis 2012 traten insgesamt 413 BSE-Fälle auf. Die durchschnittliche Inkubationszeit beim Rind beträgt vier bis sechs Jahre (Kimberlin, 1993). Die Symptomatik variiert vor allem zu Beginn der klinischen Phase stark. Es werden zunächst lediglich unspezifische Symptome wie ein Konditionsverlust und der Rückgang der Milchleistung registriert (Braun et al., 1997). Im weiteren Verlauf zeigen die Tiere eine vermehrte Schreckhaftigkeit, Ängstlichkeit und selten Aggressi- vität sowie Störungen im Bewegungsablauf (Wells et al., 1987; Wilesmith, 1988).
Schlussendlich kommt es zum Festliegen der Tiere (Braun et al., 1998).
Die Pathogenese der klassischen BSE beim Rind ist inzwischen vielfach untersucht und im Wesentlichen auf den neuronalen Verbreitungsweg fokussiert (Buschmann und Groschup, 2005; Hoffmann et al., 2007). Die Ausbreitung des pathologischen Prion-Proteins erfolgt nach dem Eintritt ausgehend vom Gastrointestinaltrakt (GIT) über das Autonome Nervensystem aufsteigend in das ZNS (Hoffmann et al., 2007).
Als Eintrittspforte dient dem infektiösen Agens vermutlich das Ileum, da dort bereits vier Monate post inoculationem (p. i.) in den ilealen Peyer’schen Platten PrPSc- Ablagerungen nachweisbar sind (Hoffmann et al., 2011). Das PrPSc akkumuliert überwiegend in mononukleären Zellen (Terry et al., 2003; Hoffmann et al., 2011).
Auch wenn das Enterische Nervensystem (ENS) des Ileums selbst nur wenig von
Literaturübersicht 9
PrPSc-Ablagerungen betroffen ist (Terry et al., 2003; Kaatz et al., 2012), breitet sich PrPSc hierüber offenbar aus, streut zentripetal über die großen vegetativen Ganglien (Ganglion coeliacum, Ganglion mesentericum caudale) und die Nervi splanchnici weiter zum sympathischen Grenzstrang, in das Rückenmark und in den Hirnstamm (Hoffmann et al., 2007; Balkema-Buschmann et al., 2011c; Kaatz et al., 2012).
Alternativ erscheint zudem eine Ausbreitung auf dem parasympathischen Weg entlang des Nervus vagus zum Nucleus parasympathicus nervus vagi (DMNV) in der Obexregion oder über das Ganglion cervicale craniale möglich (Kaatz et al., 2012).
Im ZNS fanden sich erste PrPSc-Ablagerungen bereits 24 Monate p. i. bei oral mit BSE infizierten Rindern (Hoffmann et al., 2007). Außerhalb des GITs konnte im Lymphoretikulären System (LRS) lediglich in der Tonsille Infektiosität mittels Maus- Bioassay und in Mesenteriallymphknoten mittels der hochsensitiven PMCA-Methode (Protein Misfolding Cyclic Amplification) PrPSc nachgewiesen werden (Wells et al., 1998; Terry et al., 2003; Wells et al., 2005; Espinosa et al., 2007; Franz et al., 2012).
Infektiosität war auch in der quergestreiften Muskulatur (Musculus semitendinosus), der Zunge und nasalen Mukosa klinisch BSE-kranker Rinder nachweisbar. In der Nebenniere wurde PrPSc mittels PMCA detektiert, so dass eine zentrifugale Ausbreitung ausgehend vom ZNS entlang peripherer Nerven nahe liegt (Buschmann und Groschup, 2005; Balkema-Buschmann et al., 2011a; Franz et al., 2012).
2.3.2.2. Die atypische Bovine Spongiforme Enzephalopathie beim Rind
Die Annahme, dass für das Rind weltweit nur ein einziger BSE-Stamm existiert (Collinge et al., 1996; Bruce et al., 1997; Hill et al., 1997), wurde von Biacabe et al.
und von Casalone et al. widerlegt. Sie beschrieben in Jahr 2004 unabhängig voneinander zwei unterschiedliche Formen der atypischen BSE (Biacabe et al., 2004; Casalone et al., 2004). Die als H-Typ (H = high) bezeichnete Form der atypischen BSE besitzt im Vergleich zur klassischen BSE eine höhere molekulare Masse der unglykosylierten PrP-Fraktion. Der L-Typ (L = low) zeigt eine geringfügig niedrigere Molekularmasse der unglykosylierten PrP-Fraktion. Bis heute konnten in mehreren Ländern Europas (Anonym, 2012), in den USA, in Kanada und in Japan mehr als 60 Fälle der atypischen Form beobachtet werden. In Deutschland wurde im Jahr 2006 bei einer retrospektiven Untersuchung von BSE bei älteren Rindern je ein
10 Literaturübersicht
Fall des H- und des L-Typs entdeckt (Buschmann et al., 2006). Übertragungs- versuche auf Makaken sowie auf human- und bovin-transgene Mäuse zeigten, dass für den L-Typ ein größeres Potenzial zum Überwinden der Speziesbarriere, d. h. ein höheres zoonotisches Potenzial als für die klassische BSE, vorliegt (Buschmann et al., 2006; Comoy et al., 2008; Kong et al., 2008). Als Ursache für die atypische BSE wird eine spontane Genese angenommen. Sie tritt vorwiegend bei älteren Tieren über acht Jahre auf (Biacabe et al., 2004; Casalone et al., 2004; Stack et al., 2013).
Die klinische Symptomatik ähnelt im Anfangsstadium der der klassischen BSE (Lombardi et al., 2008; Konold et al., 2012). An Hand der Klinik ist die atypische nicht von der klassischen BSE zu unterscheiden (Balkema-Buschmann et al., 2011c).
Nach der intrazerebralen Infektion von Rindern mit L-Typ-Isolaten wurde PrPSc in den peripheren Nerven (Iwamaru et al., 2010) und in der Muskulatur (Suardi et al., 2012) klinisch erkrankter Rinder nachgewiesen. Ein Nachweis von PrPSc-Ablagerungen im LRS (Tonsille, retropharyngeale Lymphknoten, Milz und Peyer’sche Platten) bei intrazerebral mit H- und L-Typ-Isolaten infizierten Rindern gelang dagegen nicht (Balkema-Buschmann et al., 2011b). Folglich scheint die Ausbreitung des pathologischen Prion-Proteins bei der atypischen BSE ähnlich wie bei der klassischen Form auf dem neuronalen Weg zu erfolgen.
2.3.2.3. Die klassische Scrapie beim Schaf
Scrapie ist seit mehr als 250 Jahren bekannt und bis auf wenige Ausnahmen (Australien und Neuseeland) weltweit verbreitet (Houston et al., 2002; Detwiler und Baylis, 2003). Das durchschnittliche Erkrankungsalter beträgt 3,5 Jahre (Parry, 1962;
Dickinson, 1976; Lühken et al., 2007) bei einer Krankheitsdauer zwischen zwei Wochen und sechs Monaten (Capucchio et al., 2001; Detwiler und Baylis, 2003).
Charakteristischerweise zeigen klinisch erkrankte Schafe einen hypermetrischen
„traberartigen“ Gang und eine generalisierte Ataxie der Hinterhand. Hinzu kommen großflächige Vliesdefekte in Folge eines starken Juckreizes (englisch: to scrape).
Neben einer fortschreitenden Abmagerung bei erhaltener Fresslust treten zudem Nervosität, Ängstlichkeit, Schreckhaftigkeit bis hin zu aggressiven Verhaltensweisen, Zähneknirschen und Tremor auf. Mit Fortschreiten der Erkrankung kommt es
Literaturübersicht 11
vermehrt zum Niederstürzen und Festliegen und schließlich zum Exitus der Tiere (Parry, 1983; Healy et al., 2003).
Als Eintrittspforte für das oral aufgenommene infektiöse Agens werden die Peyer’schen Platten (PP) des kaudalen Jejunums und Ileums sowie die Tonsille diskutiert, da dort PrPSc zuerst akkumuliert (van Keulen et al., 1999; Andreoletti et al., 2002b; Beekes und McBride, 2007; Ryder et al., 2009). Im darmassoziierten lymphatischen Gewebe (GALT) und in den diese drainierenden Lymphknoten Lnn.
jejunales und Lnn. ileocaecales erfolgt eine Ausbreitung innerhalb weniger Monate (Andreoletti et al., 2000; Andreoletti et al., 2002a; van Keulen et al., 2002). Das infektiöse Agens gelangt schließlich mit dem Blut und der Lymphe in weitere lymphatische Organe wie die Milz und die peripheren Lymphknoten (Jeffrey et al., 2001c; van Keulen et al., 2002; Ryder et al., 2009). Über neuronale Strukturen, die in direktem Kontakt zur Darmmukosa stehen oder indirekt über die lymphatischen Anteile, gelangt das infektiöse Agens vermutlich ins ENS des Dünndarms (Beekes und McBride, 2000; van Keulen et al., 2000; Heggebo et al., 2003; Jeffrey et al., 2006a). Entlang sympathischer und parasympathischer Nervenfasern steigt das infektiöse Agens offenbar über die Nervi splanchnici und den Nervus vagus ins ZNS auf (van Keulen et al., 1999; Andreoletti et al., 2000; van Keulen et al., 2000; Ryder et al., 2009).
Im Jahre 2002 wurde EU-weit ein aktives TSE-Überwachungsprogramm für Tiere eingeführt (VO (EG) Nr. 999/2001). Dieses sieht eine stichprobenartige Untersuchung gesund geschlachteter sowie gefallener Tiere mittels TSE-Schnelltest vor. Seit dessen Einführung ist ein deutlicher Anstieg positiver Scrapie-Befunde in der EU zu verzeichnen.
2.3.2.4. Die klassische Scrapie bei der Ziege
Nachdem die erfolgreiche experimentelle Übertragung von klassischer Scrapie auf Ziegen zu Beginn des 20. Jahrhunderts gelang (Cuille und Chelle, 1939), dauerte es nur noch wenige Jahre bis zum Nachweis natürlicher Erkrankungen bei Ziegen (Chelle, 1942). Mittlerweile wurde Scrapie bei Ziegen in vielen Ländern diagnostiziert (Brotherston et al., 1968; Hourrigan et al., 1969; Toumazos, 1991; Goldmann et al., 1996; Capucchio et al., 1998; Vaccari et al., 2009). In Deutschland ist bislang kein
12 Literaturübersicht
Scrapie-Fall bei Ziegen bekannt geworden.
Epidemiologische Untersuchungen haben ergeben, dass Scrapie-Erkrankungen bei der Ziege oftmals im Zusammenhang mit Scrapie-positiven Schafherden stehen (Chelle, 1942; Toumazos, 1991). Betroffen sind vorrangig Ziegen durchschnittlich im Alter von drei bis vier Jahren (Wood et al., 1992b). Die Erkrankung scheint mit einer deutlich niedrigeren Inzidenz als bei Schafen aufzutreten. Während einer Erkrankungsdauer zwischen zwei Wochen und sechs Monaten (Wood et al., 1992b;
Capucchio et al., 2001; Foster et al., 2001a) entwickeln Ziegen eine ähnliche Klinik wie Schafe, wenn auch deutlich geringer ausgeprägt. Bei experimentell mit Schafscrapie-Isolaten infizierten Ziegen zeigte sich neben Schläfrigkeit („drowsy“- Syndrom) auch ein verstärktes Kratzen („scratching“-Syndrom) (Pattison und Millson, 1961). Zudem konnten bei Scrapie-erkrankten Tieren fortschreitender Konditionsverlust, Ataxien, Hyperästhesien und Kopftremor sowie Dysphagien, Nervosität und häufig Aggressivität gegenüber ihren Artgenossen beobachtet werden (Hadlow, 1961; Hourrigan et al., 1969; Wood et al., 1992b; Capucchio et al., 2001;
Foster et al., 2001a; Valdez et al., 2003; Konold et al., 2010).
Die Pathogenese der Scrapie in der Ziege ist mit der beim Schaf vergleichbar (Valdez et al., 2003; Gonzalez et al., 2009; Gonzalez et al., 2010a). Das infektiöse Agens wird in der Regel über den Gastrointestinaltrakt (GIT) aufgenommen und akkumuliert in den Peyer’schen Platten (PP) sowie im ENS des Jejunums, Ileums und Rektums. Mit fortschreitender Infektionszeit wird PrPSc schließlich im peripheren lymphatischen Gewebe von Tonsille, Milz, Nickhaut und in den retropharyngealen Lymphknoten nachweisbar (Valdez et al., 2003; Vaccari et al., 2006; Gonzalez et al., 2009; Gonzalez et al., 2010a; Freyse, 2012). Wie auch bei oviner Scrapie ist eine weite Verbreitung des Erregers in das Zentrale und Periphere Nervensystem zu beobachten (Valdez et al., 2003). Zudem konnte PrPSc in den fetalen und maternalen Anteilen plazentarer Kotyledonen detektiert werden (Freyse, 2012).
Literaturübersicht 13
2.3.2.5. Die atypische Scrapie bei Schaf und Ziege
Die im Jahre 2003 erstmals in Norwegen beschriebene atypische Scrapie tritt wesentlich seltener als die klassische Form bei Schafen und Ziegen und vorrangig als Einzeltiererkrankung auf (Benestad et al., 2003; Lühken et al., 2007; Benestad et al., 2008; Sofianidis et al., 2008). Ein spontanes Geschehen wird als Ursache der Erkrankung angenommen (Benestad et al., 2008). Fälle atypischer Scrapie bei Schafen wurden in nahezu allen europäischen Mitgliedstaaten, in Kanada, in den USA und auf den Falklandinseln beschrieben. Bei Ziegen wurden Fälle atypischer Scrapie in der Schweiz, in Frankreich, in Italien und in Spanien diagnostiziert (Buschmann et al., 2004a; Epstein et al., 2005; Konold et al., 2006; 2007; Cook, 2007; Seuberlich et al., 2007; Europäische Union, 2008; Mitchell et al., 2010). Über die klinische Symptomatik ist bislang nur wenig bekannt. Beobachtet wurden Verhaltensveränderungen wie Nervosität und Ängstlichkeit, Koordinationsstörungen, Konditionsverlust und in seltenen Fällen Juckreiz (Benestad et al., 2003; Onnasch et al., 2004; Epstein et al., 2005; Konold et al., 2006; 2007).
Das mit atypischer Scrapie-assoziierte PrPSc weist im Vergleich zur klassischen Form eine höhere Empfindlichkeit gegenüber dem Verdau mit Proteinase K auf (Buschmann et al., 2004a) und stellt sich im Immunoblot mit bis zu vier abgrenzbaren Proteinbanden dar. Das kleinste Proteinfragment ist mit einer molekularen Masse von 11-12 kDa charakteristisch für die atypische Scrapie (Benestad et al., 2003;
Gretzschel et al., 2006; Arsac et al., 2007). Immunhistochemisch konnte PrPSc nur im ZNS nachgewiesen werden (Benestad et al., 2003; Buschmann et al., 2004b;
Seuberlich et al., 2007; Vidal et al., 2008; Simmons et al., 2011). Zudem gelang mittels Maus-Bioassay der Nachweis von Infektiosität auch außerhalb des ZNS in den Lymphknoten von Tieren mit natürlich aufgetretener atypischer Scrapie (Andreoletti et al., 2011).
2.3.2.6. Die Bovine Spongiforme Enzephalopathie bei Schaf und Ziege
Bereits 1993 gelang die experimentelle orale und intrazerebrale Übertragung von BSE auf Schaf und Ziege und damit der Nachweis der BSE-Empfänglichkeit dieser kleinen Wiederkäuer (Foster et al., 1993). Die BSE-Infektion von Schaf und Ziege durch die Verfütterung von kontaminierten Tiermehlen kann folglich nicht
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ausgeschlossen werden. Der erste unter natürlichen Bedingungen aufgetretene BSE-Fall bei einer in Frankreich geschlachteten Ziege wurde 2005 von Eliot et al.
diagnostiziert (Eloit et al., 2005). Bei einer weiteren Ziege aus Großbritannien wurde ein zweiter Fall von BSE retrospektiv bestätigt (European Food Safety Authority 2009). Bei Schafen wurde bisher kein einziger natürlicher BSE-Fall beschrieben. Um das Vorkommen von BSE-Infektionen in der Population der kleinen Wiederkäuer zu ermitteln und eine mögliche Gefahr für den Verbraucher abschätzen zu können, wurde 2005 ein EU-weites TSE-Überwachungsprogramm (VO (EG) Nr. 214/2005) gestartet. Im Rahmen dieses Programms wurden bis heute mehrere tausend Proben von kleinen Wiederkäuern diskriminatorisch untersucht. Ein weiterer BSE-Fall wurde im Rahmen dieser Testungen nicht diagnostiziert.
Die Inkubationszeiten bei oral und intrazerebral BSE-infizierten Schafen und Ziegen betrugen 440 bis 2353 bzw. 506 bis 1501 Tage p. i. Die Krankheitsdauer bei Schafen variierte zwischen einem und 94 Tagen (Foster et al., 1993; Foster et al., 2001a;
Foster et al., 2001b; Houston und Gravenor, 2003) und bei Ziegen zwischen sechs Tagen und sechs Wochen (Foster et al., 1993; Foster et al., 2001a). Klinisch traten bei den Schafen vor allem Juckreiz, verbunden mit Vliesverlusten, Ataxien und Tremor (Foster et al., 2001a; Konold et al., 2008a) sowie ein stark progredienter Krankheitsverlauf mit plötzlichem Versterben der Tiere auf (Foster et al., 2001a;
Jeffrey et al., 2001b; Houston et al., 2003). Ziegen zeigten dagegen einen weniger stark ausgeprägten Juckreiz und vornehmlich Lethargie mit fortschreitendem Konditionsverlust und Störungen im Bewegungsablauf (Foster et al., 1993; Foster et al., 2001a; Konold et al., 2010).
Ähnlich wie bei Scrapie-Infektionen ist bei der BSE der Schafe in den Peyer‘schen Platten des GITs, in der Tonsille, in der Milz, in den retropharyngealen und präskapularen Lymphknoten sowie in Mesenteriallymphknoten PrPSc nachgewiesen worden (Foster et al., 2001b; Jeffrey et al., 2001d; Bellworthy et al., 2005b; van Keulen et al., 2008). Das lymphatische System ist somit ebenfalls umfänglich betroffen. Im Unterschied dazu deuten erste Untersuchungen von experimentell oral BSE-infizierten Ziegen auf einen vorwiegend neuronalen Verbreitungsweg unter marginaler Beteiligung des LRS (Freyse, 2012), ähnlich wie beim Rind, hin.
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2.4. Die Neuropathologie Transmissibler Spongiformer Enzephalopathien 2.4.1. Die Neuropathologie der Bovinen Spongiformen Enzephalopathie bei Rind, Schaf und Ziege
Die Neuropathologie der klassischen BSE beim Rind zeigt charakteristische bilateral symmetrisch auftretende Veränderungen im ZNS, die sich als Vakuolisierungen in Neuronen und im Neuropil, einzelne neuronale Degenerationen und Nekrosen sowie Gliazellaktivierungen darstellen (Wells et al., 1987; Wells und Wilesmith, 1995;
Fukuda et al., 2012). Diese Veränderungen treten im Wesentlichen in der Obexregion des Hirnstamms und dort am stärksten im Nucleus tractus solitarii und Nucleus spinalis nervi trigemini auf (Wells et al., 1989; Wells und Wilesmith, 1995).
Der Nucleus parasympathicus nervus vagi (DMNV) zeigt dagegen weniger vakuoläre Veränderungen (Fukuda et al., 2012). In den letztgenannten Kerngebieten gelingt der frühe immunhistochemische Nachweis von PrPSc, weshalb die BSE-Diagnostik eine Untersuchung von Hirnstammmaterial vorschreibt.
Immunhistochemisch unterscheiden sich die klassische und die atypische BSE in der PrPSc-Verteilung im Gehirn. Bei intrazerebral mit atypischer BSE-infizierten Rindern weist nicht die Obexregion die höchste PrPSc-Konzentration auf. Bei ihr finden sich größere Mengen an PrPSc in weiten Teilen des Gehirns, insbesondere im Kleinhirn, im Thalamus und im olfaktorischen Cortex (Casalone et al., 2004; Polak und Zmudzinski, 2012; Priemer et al., 2013).
Zur Neuropathologie einer BSE-Infektion bei Schaf und Ziege liegen nur sehr wenige Erkenntnisse vor. Bei Schafen wurden bislang PrPSc-Ablagerungen in weiten Teilen des Gehirns, insbesondere in der Obexregion und dort vor allem im DMNV, detektiert (Foster et al., 2001a; Foster et al., 2001b).
2.4.2. Die Neuropathologie der Scrapie bei Schaf und Ziege
Die Neuropathologie der klassischen Scrapie ist ebenfalls geprägt durch charakteristische bilateral symmetrische Veränderungen im ZNS (Sofianidis et al., 2006), wie Vakuolisierungen des Neuropils und der Neuronen, neuronale Degenerationen, Gliazellaktivierungen und Neuronenverluste (Hadlow, 1961; Hadlow et al., 1980; Wood und Done, 1992; Fraser, 1993; Begara-McGorum et al., 2002;
Jeffrey und Gonzalez, 2004). Betroffen von den aufgeführten Veränderungen sind
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insbesondere Mittelhirn, Thalamus, Pons und Kleinhirn (Zlotnik, 1961; Toumazos und Alley, 1989; Capucchio et al., 1998; Valdez et al., 2003; Sofianidis et al., 2006) sowie die Obexregion und dort der DMNV, dem dadurch eine Schlüsselrolle in der Scrapie- Diagnostik zukommt (Wood et al., 1997; Begara-McGorum et al., 2002). Bei Ziegen traten die hier geschilderten Veränderungen in einigen Fällen massiver als bei Schafen auf (Toumazos und Alley, 1989). Die immunhistochemisch nachgewiesenen PrPSc-Ablagerungen im Gehirn an klassischer Scrapie erkrankter Tiere (Valdez et al., 2003) in der Obexregion betrafen am stärksten den DMNV und den Nucleus tractus solitarii (van Keulen et al., 1995; Ryder et al., 2001; Freyse, 2012).
Der Nachweis von PrPSc im Kleinhirn dient der Diagnostik atypischer Scrapie und differenziert sie von der klassischen Form, da bei der atypischen Form die PrPSc- Ablagerungen überwiegend oder ausschließlich im Kleinhirn auftreten. In den Kernen DMNV (Benestad et al., 2008; Moore et al., 2008) und Nucleus tractus spinalis nervi trigemini (Benestad et al., 2003; Orge et al., 2004; Seuberlich et al., 2007; Benestad et al., 2008) finden sich bei atypischer Scrapie kein bzw. nur sehr wenig PrPSc.
2.5. Horizontale und maternale Übertragbarkeit Transmissibler Spongiformer Enzephalopathien bei Rind, Schaf und Ziege
Erste Hinweise für eine Übertragbarkeit der klassischen Scrapie wurden 1937 erhalten, als Schafe nach Impfung mit einem kontaminierten Impfstoff an Scrapie erkrankten (Gordon, 1946). 1939 durchgeführte experimentelle Übertragungs- versuche von Scrapie auf Schafe erbrachten letztendlich den eindeutigen Nachweis der Übertragbarkeit (Cuille und Chelle, 1939; Bessen, 1996). Die horizontale Übertra- gung von Scrapie erfolgt durch direkten oder indirekten Kontakt auf oralem Wege (Dickinson et al., 1974; Ryder et al., 2004). Als Hauptinfektionsquellen gelten infektiöses Nachgeburtsmaterial bzw. die dadurch jahrelang kontaminierten Weiden und der direkte Tierkontakt (Pattison et al., 1972; Hunter, 1991; Ryder et al., 2004;
Seidel et al., 2007). In den Plazenten Scrapie-infizierter Schafe (Race et al., 1998;
Andreoletti et al., 2002b), im Euter und in den Euterlymphknoten (Ligios et al., 2005;
Lacroux et al., 2008) wurden PrPSc und/oder Infektiosität nachgewiesen. Der PrPSc- Nachweis im Uterus der Muttertiere und im Fetus blieb bislang jedoch erfolglos (Foote et al., 1993; Wang et al., 2001; Tuo et al., 2002). Der direkte Kontakt von
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Schafen mit der infektiösen Nachgeburt erhöht die Wahrscheinlichkeit, dass sich mehrere Schafe auf horizontalem Infektionsweg mit Scrapie infizieren (Race et al., 1998). Durch die effektive Bindung von PrPSc an bestimmte Bodenkomponenten kommt es zudem zur jahrelangen Persistenz des infektiösen Agens in der Umwelt (Johnson et al., 2006; Seidel et al., 2007).
Die maternale Übertragung von Scrapie auf das Lamm ist belegt, der genaue Zeit- raum der Infektion bleibt bislang jedoch ungeklärt (Pattison et al., 1972; Dickinson et al., 1974; Pattison et al., 1974; Race et al., 1998; Hoinville et al., 2010). Es gibt aber Hinweise, dass die Übertragung des Scrapie-Erregers bereits in utero erfolgt. Aktuell gelang mittels Maus-Bioassay der Nachweis von Infektiosität in der Nabelschnur und im Mesenteriallymphknoten eines ungeborenen Fetus (Spiropoulos et al., 2014). Der Nachweis von PrPSc in der Milch und die Übertragung von Scrapie durch die Milch auf Schaflämmer konnte erbracht werden (Konold et al., 2008b; Lacroux et al., 2008;
Maddison et al., 2009).
Eine horizontale Übertragung der Scrapie bei Ziegen erfolgt hauptsächlich durch den direkten Kontakt zu Scrapie-infizierten Schafherden bzw. durch eine gemeinsame Haltung auf den kontaminierten Weiden (Hourrigan et al., 1969). In den Plazenten an Scrapie erkrankter Ziegen (Freyse, 2012) und in deren Eutergewebe (Gonzalez et al., 2010a) wurde PrPSc detektiert, was darauf hindeutet, dass ähnliche Übertragungswege von Scrapie bei Ziege und Schaf vorliegen.
Derzeit gibt es nur sehr wenige Erkenntnisse zur horizontalen und maternalen Über- tragbarkeit von BSE bei Schaf und Ziege. In bisherigen Untersuchungen konnte eine sehr niedrige Übertragungsrate von BSE bei experimentell oral infizierten und erkrankten Mutterschafen auf ihre Nachkommen beobachtet werden. Die Übertra- gung erfolgte in utero oder perinatal (Bellworthy et al., 2005a). Für BSE-infizierte Ziegen wurde bisher weder eine horizontale Übertragung nachgewiesen, noch gelang eine Übertragung mittels Embryotransfer (Foster et al., 1999).
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2.6. Genetische Polymorphismen des Prion-Proteins
Das Prion-Gen gehört zu den hochkonservierten Genen, was auf eine wichtige Funktion des kodierten Proteins hindeutet. Schaf und Ziege weisen eine Sequenzhomologie des Prion-Protein-Gens von mehr als 99 % auf (Goldmann et al., 1996; Billinis et al., 2002). Das Prion-Protein kann zahlreiche Polymorphismen in der kodierenden Region seines Gens aufweisen, die durch Mutationen hervorgerufen werden. Die Mutationen, die z. B. auf einem AS-Austausch beruhen, können den α-helikalen Bereich des Proteins destabilisieren und die Wahrscheinlichkeit für eine Umwandlung in β-Faltblattstrukturen erhöhen. Damit wird die Umfaltung in eine pathologische Form wahrscheinlicher (Cohen et al., 1994; Huang et al., 1994;
Prusiner und Scott, 1997). Polymorphismen können die Empfänglichkeit bzw.
Resistenz gegenüber Prionerkrankungen verändern und darüber hinaus auch Einfluss auf die Pathogenese und die Inkubationszeit von TSEn nehmen (Goldmann et al., 1990; Goldmann et al., 1991; Goldmann et al., 1996; Billinis et al., 2002). Die Bedeutung der verschiedenen Prion-Protein-Genotypen bei Rind, Schaf und Ziege wird nachfolgend genauer beschrieben (Kap. 2.6.1. bis Kap. 2.6.3.).
2.6.1. Die Bedeutung der Prion-Protein-Genotypen beim Rind
Beim Rind hat sich kein Zusammenhang zwischen allen bisher identifizierten Poly- morphismen im Bereich der kodierenden Region des bovinen Prion-Protein-Gens und der Empfänglichkeit bzw. Resistenz gegenüber klassischer BSE herstellen lassen.
Für das Auftreten von atypischer BSE (H-Typ) könnte ein Polymorphismus am Kodon 211 von Bedeutung sein, für den ein Aminosäureaustausch von Glutaminsäure (E) zu Lysin (K) beschrieben ist. Dieser Aminosäureaustausch wird auch bei der hereditären Form der CJK des Menschen beobachtet (Kovasc et al., 2005; Nicholson et al., 2008). Eine Rassedisposition für BSE scheint beim Rind nicht vorzuliegen.
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2.6.2. Die Bedeutung der Prion-Protein-Genotypen beim Schaf
Bislang konnten für das Prion-Protein-Gen der Schafe 25 Polymorphismen identifiziert werden, die mit unterschiedlicher Empfänglichkeit für die klassische Scrapie-Erkrankung einhergehen (Goldmann et al., 1990; Goldmann et al., 1994).
Die die Empfänglichkeit verändernden Kodons finden sich bei Position 136, 154 und 171 (Hunter et al., 1994; Westaway et al., 1994; Pongolini et al., 2009). An dem Kodon 136 kann für die Aminosäuren (AS) Valin (V) oder Alanin (A), an dem Kodon 154 für die AS Arginin (R) oder Histidin (H) und an dem Kodon 171 die AS Glutamin (Q), Arginin (R) oder Histidin (H) kodiert werden (Goldmann et al., 1991; Belt et al., 1995; Baylis et al., 2004; Goldmann et al., 2005). Der jeweilige Prion-Protein- Genotyp benennt die kodierte Aminosäure (Einbuchstabencode) in Verbindung mit der Position des Kodons. Nach dem englischen National Scrapie Plan (NSP) werden Schafe entsprechend ihrer Empfänglichkeit an klassischer Scrapie zu erkranken fünf Risikogruppen zugeordnet (DEFRA, 2005). Diese stellen die Grundlage für Scrapie- Resistenz-Zuchtprogramme dar. Die fünf Risikogruppen sind in Tab. 3 dargestellt.
Schafe mit homozygotem ARR/ARR-Genotyp weisen die größte Resistenz gegenüber klassischer Scrapie-Erkrankung auf. Diese Resistenz ist allerdings keine absolute, sondern nur eine relative, denn inzwischen sind auch bei Schafen mit homozygotem PrP-Genotyp vereinzelt natürlich aufgetretene Fälle klassischer Scrapie diagnostiziert worden (Groschup et al., 2007). Ergänzend soll an dieser Stelle erwähnt werden, dass eine experimentelle Übertragung von BSE auf Schafe des ARR/ARR-Genotyps bereits gelungen ist (Houston et al., 2003; Andreoletti et al., 2006). Schafe des VRQ/VRQ-Genotyps zeigen die höchste Empfänglichkeit für klassische Scrapie (Belt et al., 1995; Hunter et al., 1997).
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Tab. 3: Einteilung der PrP-Genotypen der Schafe in fünf Risikogruppen an Scrapie zu erkranken (DEFRA, 2005)
Risikogruppe PrP-Genotyp Resistenz/Empfänglichkeit
1 ARR/ARR Schafe mit der höchsten genetischen Resistenz 2
ARR/ARH ARR/AHQ ARR/ARQ
Schafe mit einer genetischen Resistenz
3
AHQ/AHQ AHQ/ARH AHQ/ARQ ARH/ARH ARH/ARQ ARQ/ARQ
Schafe mit einer geringen genetischen Resistenz
4 ARR/VRQ Schafe mit einer genetischen Empfänglichkeit
5
AHQ/VRQ ARH/VRQ ARQ/VRQ VRQ/VRQ
Schafe mit einer hohen genetischen Empfänglichkeit
Eine solche Einteilung in Risikogruppen ist bislang für die atypische Form nicht erfolgt. Bisher zeichnet sich eine gesteigerte Empfänglichkeit für atypische Scrapie für die Haplotypen AHQ, ARQ und ARR ab, wobei der Haplotyp AHQ am häufigsten mit Fällen von atypischer Scrapie bei Schafen assoziiert werden konnte (Lühken et al., 2004). Darüber hinaus scheint ein zusätzlicher Polymorphismus an Position 141 in Kombination mit dem Haplotyp ARQ, bei dem Phenylalanin (F) an Stelle von Leucin (L) kodiert wird, die Empfänglichkeit für atypische Scrapie deutlich zu erhöhen (Moum et al., 2005). Fälle von atypischer Scrapie mit einem ARR-Allel sind beschrieben worden (Buschmann et al., 2004b; Lühken et al., 2007). Schafe des VRQ/VRQ-Genotyps scheinen gegenüber atypischer Scrapie resistenter zu sein (Lühken et al., 2007; Moreno et al., 2007).
2.6.3. Die Bedeutung der Prion-Protein-Genotypen bei der Ziege
Bislang wurden im kodierenden Bereich des Prion-Gens der Ziege 42 Polymorphismen beschrieben, von denen neun als stille Mutationen vorliegen (Vaccari et al., 2009). Von Bedeutung für die Empfänglichkeit sowohl für Scrapie- als auch für BSE-Infektionen sind Polymorphismen an den Kodons 142, 146, 154, 211 und 222 (Tab. 4). Einem weiteren AS-Polymorphismus am Kodon 240 scheint
