Phylogenetische Charakterisierung von Campylobacter-Isolaten aus der Geflügelschlachtung
INAUGURAL-DISSERTATION
zur Erlangung des Grades eines Doktors der Veterinärmedizin -Doctor medicinae veterinariae-
(Dr. med. vet.)
Vorgelegt von Marcus Langen (Mönchengladbach)
Hannover 2008
Wissenschaftliche Betreuung: Univ. Prof. Dr. med. vet. Günter Klein
1. Gutachter: Univ. Prof. Dr. med. vet. Günter Klein 2. Gutachter: PD Dr. med. vet. Gerhard Glünder
Tag der mündlichen Prüfung: 22.05.2008
Der Mensch muss bei dem Glauben verharren, dass das Unbegreifliche begreiflich sei,
er würde sonst nicht forschen.
(Johann Wolfgang von Goethe)
Meiner Familie
LANGEN, M., U. PETERS, A.N. AL-MASRI, M. UPMANN, G. KLEIN (2006)
Phylogenetische Betrachtung von Campylobacter-Stämmen aus der Geflügelschlachtung mittels MLST.
in: Proceedingband zur 48. Arbeitstagung des Arbeitsgebietes Lebensmittelhygiene der DVG, 25.-28.09.2007 Garmisch-Partenkirchen, S. 159
Inhaltsverzeichnis
1 Einleitung ... 1
2 Schrifttum... 3
2.1 Spezieskonzepte, Populationsmodelle und taxonomische Einordnung von Campylobacter spp. ... 3
2.2 Morphologische und physiologische Eigenschaften sowie Tenazität von thermophilen Campylobacter spp. ... 7
2.2.1 Bakterienmorphologie... 7
2.2.2 Koloniemorphologie... 8
2.2.3 Tenazität, physiologische und kulturelle Eigenschaften ... 8
2.3 Isolierung und Identifizierung von thermophilen Campylobacter spp... 13
2.3.1 Biochemische Identifizierung... 16
2.3.2 Serotypische Identifizierung ... 18
2.4 Lebenmittelhygienische Bedeutung thermophiler Campylobacter spp. ... 19
2.4.1 Campylobacteriose des Menschen... 20
2.4.2 Übertragungswege ... 21
2.5 Epidemiologische Aspekte... 25
2.5.1 Vorkommen von Campylobacter spp. bei Tieren... 25
2.5.2 Campylobacter spp. bei Broilern von der Mast bis zur Schlachtung.... 31
2.6 Molekularbiologische Typisierung... 38
2.6.1 Restriktions-Fragmentlängen-Polymorphismus (RFLP) ... 40
2.6.2 Multilocus Sequenz Typing (MLST)... 42
2.6.3 Flagellin Typisierung (fla-Typing)... 46
2.6.4 Ribotyping ... 47
2.7 Phylogenetische Analysen... 48
2.7.1 Unweighted pair group method using arithmetic averages (UPGMA) . 48 2.7.2 Based upon related sequence types Algorithmus (eBURST) ... 48
3 Eigene Untersuchungen ... 51
3.1 Versuchsaufbau... 51
3.2 Geräte und Materialien ... 51
3.3 Bakterienstämme... 52
3.3.1 Feldisolate ... 52
3.3.2 Referenz-Stämme ... 55
3.3.3 Aktivierung und Kultivierung der Campylobacter –Isolate ... 56
3.4 Restriktions-Fragment-Längen-Polymorphismus (RFLP) ... 56
3.4.1 Einbettung und DNA-Freisetzung ... 58
3.4.2 Restriktion ... 59
3.4.3 Pulsfeld-Gel-Elektrophorese (PFGE)... 60
3.4.4 Auswertung der RFLP-Ergebnisse ... 61
3.5 Multilocus-Sequence-Typing (MLST) ... 64
3.5.1 Isolation der Campylobacter-DNA ... 64
3.5.2 Gene und Primer ... 64
3.5.3 Polymerase-Chain-Reaction (PCR)... 69
3.5.4 Gelelektrophoretische Auftrennung, Visualisierung und Semi- Quantifizierung der PCR-Produkte ... 70
3.5.5 Dye-Terminator-Cycle-Sequencing (DTCS) ... 71
3.5.6 Auswertung der Sequenzen ... 73
4 Ergebnisse... 77
4.1 Vorversuche zur Auswahl von Isolaten für die MLST anhand von RFLP- Clustern ... 77
4.2 MLST-Analyse ... 90
4.2.1 PCR zur Amplifikation von Housekeeping-Gen-Abschnitten ... 90
4.2.2 Auswahl von Isolaten für die MLST-Analyse und Darstellung der MLST-Ergebnisse... 91
4.2.3 MLST Ergebnisse für die Referenzstämme... 115
4.2.4 Analyse auf Sequenzpolymorphismen, vorkommende Allele und Sequenztypen ... 115
4.2.5 Analyse der MLST Daten auf epidemiologische Zusammenhänge ... 120
4.2.6 Phylogenetische Analyse der MLST-Daten ... 125
5 Diskussion ... 129
5.1 Wahl und Durchführung der Methoden für die molekularbiologische
Typisierung von Campylobacter spp. ... 130
5.1.1 Restriktions-Fragmentlängen-Polymorphismus (RFLP) ... 130
5.1.2 Multilocus-Sequence-Typing (MLST) ... 131
5.2 Vorversuche zur Kombination von RFLP und MLST und zur Festlegung eines Cut-off Werts... 133
5.3 Genotypische Charakterisierung von Campylobacter spp. aus der Geflügelschlachtung ... 136
5.3.1 Genotypische Differenzierung von Campylobacter spp. innerhalb der Schlachtherden ... 136
5.3.2 Herden übergreifender Vergleich von Sequenztypen und klonalen Komplexen ... 138
5.3.3 Kreuzkontamination während des Schlachtprozesses ... 141
5.4 Phylogenese von Campylobacter spp. bei Masthühnern... 142
5.4.1 Genetische Diversität von C. jejuni und C. coli... 142
5.4.2 Phylogenese von C. coli und C. jejuni... 144
6 Schlussfolgerungen ... 149
7 Zusammenfassung ... 151
8 Summary ... 155
9 Abbildungsverzeichnis ... 159
10 Tabellenverzeichnis ... 161
11 Literaturverzeichnis... 165
12 Anhang ... 201
13 Danksagung... 225
Abkürzungsverzeichnis:
A: Adenin
Aqua bidest: molekularbiologisch reines Wasser (2-fach destilliert, RNA und DNA frei)
bp: Basenpaare
BRD: Bundesrepublik Deutschland BSA: Bovines Serum Albumin C: Cytosin
CC: klonaler Komplex
CEB: Campylobacter-Enrichment-Broth CEB: Campylobacter-Enrichment-Broth DLV: double-Locus Variante
dNTP: Desoxynukleosidtriphosphat
dNTP-Mix: Mischung aus den Nukleotiden dATP, dCTP, dGTP und dTTP
DSMZ: Deutsche Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen, Braunschweig DTCS: Dye-Termination-Cycle-Sequencing
EDTA: Ethylendiamin-tetraacetat Fa: Firma
G: Guanin HL: hitzelabil HS: hitzestabil kb: Kilobasen
KbE: Kolonie-bildende-Einheit
KpnI: Restriktionsenzym, gewonnen aus rekombinaten E.coli Stamm, der das geklonte KpnI Gen von Klebsiella pneumoniae besitzt
LEP: Laboratory of enteric pathogens M: mol/l
µM: µmol/l
mCCD: modifizierter Charcoal-Cefoperazone-Desoxycholate MHB: Müller-Hinton-Broth
MLST: Multilocus-Sequence-Typing mM: millimol/l
MST: Minimum Spanning Tree n.d.: nicht definiert
NCBI: National Center for Biotechnology Information NTCT: The National Collection of Type Cultures PCR: Polymerase-Chain-Reaction
p.i.: post infectionem
RFLP: Restriktions-Fragment-Längen-Polymorphismus PFGE: Pulsfeld-Gel-Elektrophorese
RKI: Robert-Koch-Institut rpm: rounds per minute
SLS: Sample Loading Solution SLV: single-Locus Variante
SmaI: Restriktionsenzym, gewonnen aus rekombinanten E.coli Stamm, der das geklonte SmaI Gen von Serratia marcescens besitzt
ST: Sequenztyp T: Thymin
TBE-Puffer: Tris-Borat-EDTA-Puffer TE-Puffer: Tris-EDTA-Puffer
Unit [U]: internationale Einheit
UPGMA: Unweighted pair group method with arithmetic mean VNC: lebendig aber nicht kultivierbar
WHO: World Health Organisation
1 Einleitung
Thermophile Campylobacter besiedeln als enterale Kommensalen den Darmtrakt vieler Haus- und Wildtiere. Besonders häufig kommen sie bei Geflügel und Schweinen, seltener bei Rindern, Hunden und Katzen vor. In vielen Industrienationen sind thermophile Campylobacter zudem neben Salmonellen und E.coli die häufigste Ursache für bakteriell bedingte Lebensmittelinfektionen des Menschen. So wurden dem Robert-Koch-Institut (RKI) für das Jahr 2007 insgesamt 65.785 Campylobacter- Infektionen in Deutschland gemeldet. Aufgrund der hohen Prävalenz von Campylobacter in Geflügelbeständen und der geflügelspezifischen Schlacht- und Verarbeitungsprozesse, können mit Campylobacter kontaminierte Schlachtkörper und Geflügelprodukte in den Handel und somit zum Verbraucher gelangen.
Um die Infektionsgefahr für den Menschen zu minimieren, müssen einerseits epidemiologische Zusammenhänge andererseits phylogenetische Eigenschaften von Campylobacter innerhalb der Lebensmittelkette geklärt und verstanden werden.
Dazu sollten in dieser Studie Campylobacter-Isolate aus zeitlich und räumlich unterschiedlichen Herkünften mit molekularbiologischen Methoden typisiert werden, welche die epidemiologische Verfolgung von Infektionsquellen ermöglichen und unempfindlich gegen Variabilität im Genom sein sollten. Hierzu erschienen die Restriktions-Fragment-Längen-Polymorphismus-Analyse (RFLP) und die Multilocus- Sequence-Typing-Methode (MLST) geeignet. Dabei sollten Campylobacter-Isolate, die im Rahmen einer Langzeituntersuchung Schlachtprozess begleitend in einem deutschen Geflügelschlachthof isoliert wurden und vergleichend Campylobacter- Isolate von Schlachtbroilern aus Italien, sowie 4 Referenz-Stämme in die Untersuchungen einbezogen werden.
Ziel war es, durch die Kombination geeigneter Typisierungsverfahren sowohl eine kurzfristige epidemiologische als auch eine langfristige phylogenetische Betrachtung der Campylobacter-Isolate zu ermöglichen.
2 Schrifttum
2.1 Spezieskonzepte, Populationsmodelle und taxonomische Einordnung von Campylobacter spp.
Spezieskonzepte in der Biologie
Die ersten Spezieskonzepte werden Carl VON LINNÉ (1735) und Jean-Baptiste DE LAMARCK (1801) zugeschrieben. Während VON LINNÉ (1735) von einer nicht wandelbaren Konstanz der Arten von Anbeginn der Schöpfung ausging, sah DE LAMARCK (1801) die Art durch erworbene und weitervererbte Fähigkeiten im stetigen Wandel. Die von Charles Robert DARWIN (1859) vertretene Evolutionstheorie basierte auf vier Hypothesen:
1) Die Welt und mit ihr alle Organismen unterliegt stetiger Veränderung.
2) Alle Organismen sind durch Variationen bzw. Mutationen aus gemeinsamen Vorfahren entstanden.
3) Evolutionsprozesse laufen niemals sprunghaft, sondern kontinuierlich ab.
4) Variation, Separation und Selektion führen zur Ausbildung neuer Arten.
Ernst MAYR (1942) war Begründer des biologischen Artenkonzepts, welches Darwins Theorie mit moderneren Erkenntnissen aus Biologie und Genetik verband.
MAYR (1942) definierte eine Spezies als Gruppe, die sich aktuell oder potenziell miteinander fortpflanzt und hinsichtlich der Fortpflanzung von anderen Gruppen isoliert ist. Dieses Konzept setzt sexuelle Fortpflanzung innerhalb einer Gruppe voraus.
Mit Beginn der 1970er Jahre wurden gehäuft alternative Spezieskonzepte diskutiert, sodass Ende der 90er Jahre mehr als 20 Spezieskonzepte parallel existierten (MAYDEN 1997). Tabelle 1 gibt einen Überblick über einige dieser Spezieskonzepte.
Tabelle 1: Charakteristische Spezieskonzepte in der Biologie im 19. und 20.
Jahrhundert
Name des Konzepts Referenz
Morphologisches Konzept DARWIN (1859)
Diagnostisches Konzept CRACRAFT (1983a; 1983b) Ökologisches Konzept VAN VALEN (1976)
Konzept der Abstammungslinien DE QUEIROZ (2005c; 2005a; 2005b) Phänetisches Konzept SOKAL u. CROVELLO (1970)
Konzept der genotypischen Cluster MALLET (1995)
Für die Anwendung von Spezieskonzepten bei Bakterien muss berücksichtigt werden, dass sich Bakterien asexuell vermehren, was sie von den meisten anderen Organismen unterscheidet. Aufgrund dieser Sonderstellung der Mikrobiologie wurden Spezies im Bereich der Bakteriologie lange Zeit fast ausschließlich anhand ihrer phänotypischen Eigenschaften definiert. Besonders mit den Fortschritten im Bereich der Molekularbiologie und -genetik erschien dieses Konzept jedoch nicht mehr zeitgemäß. Es setzten sich Ansätze durch, die phylogenetische Verwandtschaft mit phänotypischen Eigenschaften kombinierten (COHAN 2001; ROSSELLO-MORA u.
AMANN 2001; COHAN 2002a; DE QUEIROZ 2005c, a, b; KONSTANTINIDIS u.
TIEDJE 2005b, a; ROSSELLO-MORA 2005).
In einem Bericht des ad hoc Komitees für die Re-Evaluation der Speziesdefinition in der Bakteriologie (STACKEBRANDT et al. 2002) wird auf folgende Speziesdefinition für den Bereich der Bakteriologie verwiesen: Eine Spezies ist eine Kategorie, die eine (bevorzugt) genetisch zusammenhängende Gruppe von individuellen Isolaten bzw. Linien umfasst, welche eine hohe Ähnlichkeit in vielen unabhängigen Eigenschaften aufweist, die unter standardisierten Bedingungen verglichen werden (WAYNE et al. 1987).
STACKEBRANDT et al. (2002) rufen in ihrem Bericht Wissenschaftler dazu auf, neue molekularbiologische Methoden wie die 16s-rDNA-Sequenzierung, den Restriktions- Fragment-Längen-Polymorphismus (RFLP), das Multilocus-Sequence-Typing (MLST), sowie die Gesamtgenom-Sequenzierung als Methoden zur Speziesabgrenzung zu validieren. Als Goldstandard zur Differenzierung von Spezies wird jedoch (noch immer) der Grad der DNA-DNA-Hybridisierung zwischen Isolaten sowie die Messung der Schmelztemperatur (∆ TM) propagiert. Wenn ein unbekannter Stamm bei der DNA-DNA-Hybridisierung mit einem bekannten Typstamm mindestens 70% Übereinstimmung zeigt, gehören per definitionem beide Stämme der gleichen Spezies an.
Ursachen für genetische Variabilität und Populationsmodelle
Ursachen für genetische Variabilität sind Mutation und Rekombination. Mutationen können z.B. durch Fehler bei der DNA-Replikation entstehen und durch mutagen wirkende Einflüsse induziert werden. Dabei können Nukleotide durch andere ausgetauscht werden (Punktmutation), zusätzliche Nukleotide in das Genom eingefügt (Insertion) oder Nukleotide aus dem Genom entfernt werden (Deletion).
Während die Punktmutation nicht zwangsläufig zu einer Veränderung des Aminosäuremusters führt, bewirken Insertionen und Deletionen unter Umständen eine Verschiebung des Leserasters und führen somit i.d.R. zu einer Variation der Aminosäuresequenz (BROCK et al. 1994).
Als Rekombination wird der horizontale Austausch genetischer Informationen zwischen zwei DNA-Abschnitten bezeichnet. Damit Rekombination stattfinden kann, muss fremde DNA in die Bakterienzelle gelangen. Es sind drei Mechanismen beschrieben, die diesen Zweck erfüllen: Bei der Konjugation gelangt die genetische Information durch direkten Zellkontakt in Form von Plasmiden von einer Spenderzelle in eine Akzeptorzelle. Transformation beschreibt die Aufnahme von freier DNA in die Bakterienzelle. Außerdem kann zellfremde DNA auch über Bakteriophagen in die Bakterienzelle gelangen (Transduktion) (BROCK et al. 1994; COHAN 2002b).
Wie alle Bakterien vermehren sich auch Campylobacter spp. durch Zellteilung. Vor der Teilung der Mutterzelle in 2 Tochterzellen wird zunächst das Erbgut der
Mutterzelle repliziert. Jede Tochterzelle erhält eine identische Kopie der Erbinformation. Als Klone werden alle Zellen mit identischer Erbinformation bezeichnet, die von einer Mutterzelle abstammen. Bei einer nur in der Theorie vorkommenden rein klonalen Populationsstruktur, basiert die genetische Variation ausschließlich auf Mutationen in einzelnen Individuen. Dabei werden sämtliche Allelkombinationen gekoppelt vererbt. Klonale Populationsstrukturen werden üblicherweise in Form von Baumdiagrammen (Trees) grafisch dargestellt. Jede Verzweigung in einer solchen Darstellung weist auf die Abspaltung einer neuen Zelllinie hin, die durch Mutationsprozesse entstanden ist. Eine konstante Mutationsrate vorausgesetzt, ist die Anzahl der Nukleotidunterschiede zwischen zwei Bakterienzellen proportional zur vergangenen Zeit seit dem letzten gemeinsamen Vorfahren der beiden Zellen. Der zeitliche Abstand spiegelt sich in den Astlängen in einem Baumdiagramm wider (RILEY 2004).
In einer panmiktischen Populationsstruktur dominieren Rekombinationsprozesse die genetische Variation innerhalb der Population. Die aufgrund von Mutationen entstehenden Allele einer Zelllinie verbreiten sich durch horziontalen Gentransfer auch in nicht verwandte Zelllinien. Die in einer Population vorkommenden Allele sind theoretisch frei kombinierbar. Dies wird als Kopplungsgleichgewicht der Allele bezeichnet. Panmiktische Populationsstrukturen lassen sich nur schlecht in Baumdiagrammen grafisch darstellen. Stattdessen ist die netzförmige Darstellung sinnvoll (HUSON 1998; HUSON u. KLOEPPER 2005).
Für Campylobacter spp. wurde nachgewiesen, dass Rekombination in vivo und in vitro häufig stattfindet und somit eine Mischung aus klonaler und panmiktischer Populationsstruktur zu erwarten ist (WANG u. TAYLOR 1990; TAYLOR 1992; DE BOER et al. 2002; OYARZABAL et al. 2007).
Taxonomische Einordnung von Campylobacter spp.
Campylobacter spp. wurden zunächst der Gattung Vibrio zugeordnet (SMITH u.
TAYLOR 1919). Analysen des Guanin-Cytosin-Gehaltes der zur Gattung Vibrio gehörenden Spezies veranlassten SEBALD und VÉRON (1963) den Namen Campylobacter einzuführen.
Anfang der 1990er wurde die Familie Campylobacteraceae vorgeschlagen (VANDAMME u. DE LEY 1991; VANDAMME et al. 1991). Diese Familie wurde in die 3 Gattungen Campylobacter, Arcobacter und Sulfurospirillum untergliedert. Zu der Gattung Campylobacter werden heute 14 Spezies und sechs Subspezies gezählt (VANDAMME 2000). Im Einzelnen sind dies C. upsaliensis, C. helveticus, C. fetus (ssp. fetus und ssp. venerealis), C. hyointestinales (ssp. hyointestinalis und ssp. lawsonii), C. sputorum, C. concisus, C. curvus, C. coli, C. lari, C. mucosalis, C. gracilis, C. rectus, C. schowae, und C. jejuni (ssp. jejuni und ssp. doylei).
Die Spezies C. jejuni, C. coli, C. upsaliensis und C. lari werden unter dem Begriff
„thermophile Campylobacter spp.“ subsummiert, da ihr Temperaturoptimum im Gegensatz zu anderen Campylobacter spp. bei +37 bis +42 °C liegt (PENNER 1988).
2.2 Morphologische und physiologische Eigenschaften sowie Tenazität von thermophilen Campylobacter spp.
2.2.1 Bakterienmorphologie
Campylobacter spp. sind Gram-negative, spiralig gewundene, gelegentlich auch gerade, schlanke Stäbchen mit einem Durchmesser von 0,2 – 0,9 μm und einer Länge von 0,5 – 5 μm. Sie haben meist ein komma- oder S- bis V-förmiges Erscheinen, hängen selten in Ketten zusammen und bilden keine Sporen (VANDAMME 2000). Zellen aus älteren Kulturen neigen dazu, stressbedingt eine kokkoide Gestalt anzunehmen (HAZELEGER et al. 1994; TANGWATCHARIN et al.
2006).
Die meisten Campylobacter spp. besitzen eine polare oder bipolare monotriche Begeißelung, welche ihnen die charakteristische Eigenschaft der oszillierenden bzw.
korkenzieherähnlichen Beweglichkeit verleiht (SMIBERT 1978). VANDAMME (2000) beschreibt jedoch auch Spezies, welche nicht begeißelt sind.
2.2.2 Koloniemorphologie
Die Koloniemorphologie ist abhängig vom Alter und vom Wassergehalt des gewählten Kulturmediums (BUCK u. KELLY 1981). Bei relativ trockenem Agar wachsen die Bakterien als runde, erhabene, graue, seltener auch als bräunliche, glänzende Einzelkolonien mit einem Durchmesser von 1 - 2 Millimetern (SKIRROW u. BENJAMIN 1980).
Bei Verwendung von frischen, feuchten Nährboden bilden sie flache, unregelmäßige, teils zusammenfließende und schwärmende, grau-glänzende Kolonien.
Die Kolonien sind auf der Nährbodenplatte geruchlos (NACHAMKIN et al. 2000).
2.2.3 Tenazität, physiologische und kulturelle Eigenschaften
Atmosphäre
Auch wenn es unter speziellen Bedingungen möglich ist, Campylobacter spp. aerob zu kultivieren (JONES et al. 1993), gilt die Gattung Campylobacter als obligat mikroaerophil (REICH et al. 1956). Campylobacter spp. weisen nur eine geringe Sauerstofftoleranz auf und reduzieren Wachstum und Vermehrung ab Sauerstoffgehalten > 15 % in der Atmosphäre. Diese Erscheinung wird auf Superoxidradikale und Peroxide zurückgeführt, die zu Schäden in DNA und Proteinstrukturen führen (PARK 2002).
Aktuelle Untersuchungen von GARENAUX et al. (2008) deuten darauf hin, dass die Sensitivität auf oxidativen Stress eng mit der Kultivierungs-Temperatur verbunden ist.
So reduzierte sich die Zahl Kolonie-bildender-Einheiten (KbE) untersuchter C. jejuni- Stämme innerhalb einer Woche bei +4 °C unter aeroben Bedingungen um 1 log10 -Stufe, während aerobe Bedingungen bei +42 °C bei einigen C. jejuni- Stämmen innerhalb von 24 h zum Absterben führten. Erhöhte CO2-Gehalte sind für Wachstum und Vermehrung von Campylobacter spp. von Vorteil. Diese Eigenschaft wird als capnophil bezeichnet (SMIBERT 1978). Campylobacter spp. zeigen bei einer Atmosphäre von 5 % O2, 10 % CO2 und 85 % N2 optimales Wachstum (THOMPSON et al. 1990).
Stoffwechsel
Campylobacter spp. sind nicht in der Lage, Kohlenhydrate zur Energiegewinnung zu nutzen. Stattdessen besitzen sie die Fähigkeit, bestimmte Aminosäuren sowie Metabolite aus dem Citronensäurezyklus zu verstoffwechseln (KIGGINS u.
PLASTRIDGE 1958; WESTFALL et al. 1986). ALEXANDER (1957) konnte am Beispiel von C. fetus nachweisen, dass Aspartat, Asparagin, Glutamat und Prolin sowie Lactat, Pyruvat und Fumarat als Energiequelle dienen können. MOHAMMED et al. (2004) testeten 100 Campylobacter-Stämme auf ihre Fähigkeit die Substrate α -Ketoglutarat, Succinat, Fumarat, Serin, Glutamin, Aspartat, Cystein, Format und Laktat abzubauen. 91 % der C. jejuni-Isolate und 80 % der C. coli-Isolate waren in der Lage, alle getesteten Substrate abzubauen. 7 % der C. jejuni- Isolate konnten α -Ketoglutarat nicht metabolisieren und 2 % der C. jejuni-Isolate sowie 20 % der C. coli-Isolate konnten Succinat, Fumarat und Aspartat nicht oxidieren.
PARK (2002) ermittelte Eisen als essentielles Element für Campylobacter spp. Im Genom von C. jejuni konnten 5 verschiedene Systeme zur Eisenaufnahme ermittelt werden (PARKHILL et al. 2000).
Temperatur
Die thermophilen Spezies, zu denen C. jejuni, C. coli, C. lari und C. upsaliensis zählen, haben ihr Wachstumsoptimum bei +42° (SKIRROW u. BENJAMIN 1980).
Wahrscheinlich ist dies eine Adaptation an die im Intestinaltrakt von warmblütigen Tieren vorherrschenden Temperaturen (KETLEY 1997).
Campylobacter spp. sind bei Temperaturen unterhalb von +30 °C nicht vermehrungsfähig (PARK 2002). Die Analyse des Genoms eines C. jejuni- Stamms (PARKHILL et al. 2000) weist darauf hin, dass Campylobacter spp. keine Kälteschockproteine synthetisieren können, was als Ursache für die Temperaturempfindlichkeit diskutiert wird (PARK 2002). Da Lebensmittel i.d.R.
unterhalb von +30 °C gelagert werden, können Wachstum und Vermehrung von Campylobacter spp. im Lebensmittel ausgeschlossen werden. Dennoch bleiben Campylobacter spp. auch bei Temperaturen bis 4 °C metabolisch aktiv und sind voll
beweglich (HAZELEGER et al. 1998; PARK 2002). Temperaturen zwischen +10 °C und +20 °C führen zu einem deutlichen Anstieg der Absterberate (TERZIEVA u.
MCFETERS 1991).
Die Überlebensfähigkeit von C. jejuni und C. coli bei Kühltemperaturen um +4 °C ist größer als die Überlebensfähigkeit bei Raumtemperatur. Untersuchungen von BLASER et al. (1980) zeigen, dass C. jejuni bei +4 °C in Fäzes Milch, Wasser, Urin und in Galle bei +4 °C deutlich länger überleben, als bei +25 °C.
Campylobacter spp. können auch Gefriertemperaturen von ca. -20 °C überleben (FERNANDEZ u. PISON 1996). RITZ et al. (2007) konnten bei Hühnerfleisch, welches für 5 Wochen bei -20 °C eingefroren war Campylobacter spp. isolieren.
HÄNEL u. ATANASSOVA (2007) führten Untersuchungen zur Re-Isolationsrate von Campylobacter spp. bei 700 Putenfleischproben durch, welche zuvor oberflächlich mit 10 3 KbE C. jejuni je Probe beimpft wurden. Nach einer Inkubationszeit von 48 Stunden bei +25 °C konnte C. jejuni bei 7 % der Proben re-isoliert werden. Die Inkubation bei +4°C für eine Woche führte in 42 % der Proben zu einem positiven Campylobacter-Nachweis. Nach Lagerung der beimpften Fleischproben bei -20 °C für 2 Wochen bzw. 4 Wochen konnten in 68 % bzw. 24 % der Proben Campylobacter spp. re-isoliert werden.
BHADURI u. COTTRELL (2004) stellten nach Lagerung von Geflügelhackfleisch bei +4 °C für 3 bis 7 Tage eine Reduktion von C. jejuni um 0,34 bis 0,81 log10 KbE/g fest.
Nach Lagerung bei -20 °C für 2 Wochen betrug die Reduktion von C. jejuni im Geflügelhackfleisch 0,56 bis 1,57 log10 KbE/g und auf Hühnerhaut 1,38 bis 3,39 log10
KbE/g.
Obwohl Campylobacter spp. als thermophil beschrieben werden, sind sie hitzeempfindlich und können durch Pasteurisierung sicher abgetötet werden (SHANE 2000). Campylobacter spp. wird die Fähigkeit zur Produktion von Hitzeschockproteinen zugesprochen (KONKEL et al. 1998; PARKHILL et al. 2000;
PARK 2002), wodurch sie auch Temperaturen oberhalb des Optimums in gewissen Graden tolerieren können. Zu einer Abtötung kommt es erst bei Temperaturen zwischen +60 °C und +74 °C (BEUTLING 1998). Auch STERN u. KOTULA (1982)
führten Untersuchungen zur Hitzetoleranz von Campylobacter spp. durch. Dazu erhitzen sie Rinderhackfleisch, welches mit Campylobacter-Zellen inokuliert wurde bei +190 °C bzw. +218 °C über einen Zeitraum von 30 Minuten im Ofen. Bis zu einer Kerntemperatur von +60 °C konnten sie lediglich eine Abnahme der Zellzahl um 1-2 log10 -Stufen feststellen, während bei einer Kerntemperatur von 70 °C keine lebenden Keime mehr nachzuweisen waren.
pH-Wert
Nach DOYLE u. ROMAN (1981) können Campylobacter spp. bei pH-Werten zwischen 5,5 und 9,5 wachsen. Für C. jejuni beschreiben sie optimales Wachstum bei pH 6,5 bis pH 7,5. pH-Werte unterhalb von 5,5 führen rasch zum Absterben von Campylobacter-Zellen. MURPHY et al. (2005) führten Versuche zum Einfluss verschiedener Nährmedien auf das Verhalten C. jejuni bei pH 4,5 durch.
Campylobacter-Enrichment-Broth (CEB), angesäuert auf einen pH-Wert von 4,5, führte innerhalb von 150 Minuten zu einer Reduktion der Campylobacter-Zahl um mehr als 4 log10 –Stufen. Bei der Verwendung von Müller-Hinton-Broth (MHB) konnte nach 250 Minuten eine Reduktion der Zellzahl um ca. 1,5 log10 –Stufen festgestellt werden. Bemerkenswert ist, dass die Zahl der überlebenden Campylobacter-Zellen nach der 150sten Minute bei der Verwendung von MHB um 5 log10 –Stufen höher lag als in CEB. Ein pH-Wert von 2,3 führt innerhalb von 5 Minuten zu einer Reduktion der Campylobacter-Zahl von 7 log10-Stufen (BLASER et al. 1980).
Salz-Empfindlichkeit
Thermophile Campylobacter spp. zeigen bei Kochsalz-Gehalten zwischen 0,5 % und 1 % optimales Wachstum. Bei Verzicht auf NaCl wächst C. jejuni nach einer kurzen heftigen Wachstumsphase nur schlecht (DOYLE u. ROMAN 1982a). Die Inkubationstemperatur hat deutlich Einfluss auf die NaCl-Toleranz von Campylobacter spp. Hohe Salzkonzentrationen werden bei +4 °C deutlich besser toleriert als bei +25°C (DOYLE u. ROMAN 1982a; JACOBS-REITSMA 2000). Im Gegensatz zu den übrigen thermophilen Campylobcater-Spezies toleriert C. lari NaCl-Konzentrationen von 1,5 % (BENJAMIN et al. 1983). NaCl-Konzentration von
2 %, 2,5 % und 4,5 % führten in Versuchen DOYLE u. ROMAN (1982a) zur Wachstumshemmung und zum Absterben von C. jejuni-Stämmen. GLÜNDER (1993) konnte in einer Studie die Salztoleranz von C. coli und C. jejuni durch mehrfache Passagen auf Nährböden mit zunehmender NaCl-Konzentration auf Werte zwischen 2,5 % und 3,0 % steigern.
Die Osmolarität des Nährmediums hat großen Einfluss auf das Bakterienwachstum.
REEZAL et al. (1998) führten Versuche zum Einfluss der Osmolariät auf das Wachstum von Campylobacter spp. durch. Bei einer Osmolarität von 172 bis 178 mosmol, wie sie bei Selektivnährmedien für Campylobacter spp. üblich ist, fand in den ersten 48 Stunden nach Inokulierung des Versuchsmediums ein deutliches Wachstum statt. Danach fiel die Campylobacter-Zellzahl langsam ab. Bei einer Osmolarität zwischen 122 und 128 mosmol konnte kein Wachstum beobachtet werden. Stattdessen kam es sofort nach Inokulierung des Versuchsmediums zu einer deutlichen Reduktion der Zellzahl.
Trockenheit
Campylobacter spp. reagieren sehr empfindlich auf Trockenheit (DOYLE u. ROMAN 1982b; FERNANDEZ et al. 1985). Untersuchungen von KUSUMANINGRUM et al.
(2003) über die Re-Isolationsrate von Campylobacter spp. von Edelstahlflächen bestätigen diese Eigenschaft. Die Zahl Kolonie-bildender-Einheiten (KbE) der auf die Edelstahlfläche aufgebrachten Campylobacter-Zellen fiel bei Raumtemperatur und innerhalb der ersten Stunde von knapp 6,8 log10 KbE / 100 cm2 um mehr als 4 log10- Stufen auf 2 log10 KbE / 100 cm2. Nach 4 Stunden lag die Zahl der re-isolierten Campylobacter-Zellen unterhalb der Nachweisgrenze. Damit erwies sich Campylobacter jejuni deutlich empfindlicher gegenüber Austrocknung als Staphylococcus aureus und Salmonella enteritidis.
Viable but non culturable (VNC) Form
Unter suboptimalen Umweltbedingungen wie Hitze, Kälte oder Nährstoffmangel können Campylobacter-Zellen eine kokkoide Form einnehmen und die Koloniemorphologie verändern (BUCK u. KELLY 1981; BUCK et al. 1983; THOMAS
et al. 1999; TANGWATCHARIN et al. 2006). Zudem können sie in ein Stadium übergehen, dass als lebensfähig-aber-nicht-kultivierbar (VNC) bezeichnet wird (ROLLINS u. COLWELL 1986). Nach Inkubation bei +60 °C für 15 Minuten waren in Untersuchungen von TANGWATCHARIN et al. (2006) rund 90 % der Campylobacter-Zellen in das VNC-Stadium übergegangen. Die Inkubation von Campylobacter spp. bei +4 °C für 30 Tage führte dazu, dass rund 80 % der Zellen in die VNC-Form wechselten.
Allerdings scheinen nicht alle Zell-Linien diese Eigenschaft zu besitzen (MEDEMA et al. 1992; THOLOZAN et al. 1999). Welche Mechanismen die Überlebensfähigkeit der VNC-Form ermöglichen ist weitestgehend ungeklärt. Es konnten unter anderem Unterschiede im Membranpotenzial, im Zellwassergehalt, im Zell-pH und im Kalium- Gehalt zwischen kultivierbarer und VNC-Form festgestellt werden (THOLOZAN et al.
1999). In Untersuchungen von SAHA et al. (1991) konnte am Rattenmodell gezeigt werden, dass VNC-Formen die ursprüngliche Form nach Passage im Magendarmtrakt wieder erlangen können. Bis heute konnte nicht ausgeschlossen werden, dass VNC-Formen Auslöser von Lebensmittelinfektionen sein können (BEUMER et al. 1992).
2.3 Isolierung und Identifizierung von thermophilen Campylobacter spp.
Bei der Isolierung und Identifizierung von Campylobacter spp. sind aufgrund der physiologischen Eigenschaften einige Besonderheiten zu beachten. Das spiegelt sich auch in der Tatsache wider, dass für Campylobacter seit Mitte der 1970er Jahre mit der Entwicklung von ersten Selektivmedien (SKIRROW 1977) unzählige Kulturmedien und Kultivierungsbedingungen publiziert wurden (CORRY et al. 1995).
Da Campylobacter spp. empfindlich auf erhöhte O2-Gehalte und Superoxide reagieren können, enthalten Nährböden zur Kultivierung von Campylobacter spp.
Zusätze, die die schädigende Sauerstoffwirkung abschwächen. Einige Nährböden enthalten einen Kohlezusatz, andere Nährböden enthalten Blut als Radikalfänger. Je
nach Nährboden wird dabei defibriniertes oder lysiertes Pferdeblut oder Blut anderer Tierarten in Konzentrationen zwischen 5 % und 15 % eingesetzt. Auch die Kombination aus Eisensulfat, Natriummetasulfit und Natriumpyruvat (FBP) wird in manchen Nährböden eingesetzt (GEORGE et al. 1978). Nährböden zur Isolierung von Campylobacter spp. enthalten zusätzlich verschiedene Antibiotika wie z.B.
Amphotericin B, Bacitracin, Cephalothin, Cefalozin, Cefoperazon, Colistin, Novobiocin, Polymyxin B, Rifampicin, Trimetoprim oder Vancomycin, die das Wachstum der Begleitflora unterdrücken (GILCHRIST et al. 1981; CORRY et al.
1995). Es ist zu beachten, dass einige Campylobacter-Spezies sensibel auf die zugesetzten antibiotischen Substanzen reagieren können. Dies machte man sich z.T.
für die Speziesidentifizierung zunutze, ist heute aber kein sicheres Kriterium mehr.
Um falsch negative Ergebnisse zu vermeiden, ist es notwendig, je nach Spezies den passenden Nährboden auszuwählen. Aufgrund der Unterschiede im Resistenzverhalten der Campylobacter spp. ist es sinnvoll, bei Verwendung eines selektiven Nährmediums parallel auch ein nicht selektives Nährmedium zu verwenden, um die Sensitivität zu steigern (GOOSSENS et al. 1990; GOOSSENS u.
BUTZLER 1991).
Häufig eingesetzte kohlehaltigen Selektivnährböden sind der Nährboden nach KARMALI et al. (1986) und der modifizierte-Charcoal-Cefoperazone-Desoxycholate–
Agar (mCCD) (BOLTON et al. 1984). Bluthaltige Selektivnährböden sind beispielsweise der Skirrow-Agar (SKIRROW 1977), der Preston-Agar (BOLTON u.
ROBERTSON 1982) und der Campy-BAP-Agar (BLASER et al. 1978).
GUN-MUNRO et al. (1987) verglichen in einer Studie verschiedene Selektivnährböden zur Isolierung thermophiler Campylobacter spp. Dabei erwiesen sich der mCCD-Agar sowie der blutfreie Karmali-Selektivagar den bluthaltigen Medien bezüglich der Re-Isolierung und der Hemmung der fäkalen Begleitflora überlegen. Diese Beobachtungen werden in Versuchen von POTTURI-VENKATA et al. (2007) bestätigt.
Für den Nachweis von Campylobacter spp. in Lebensmitteln ist ein Voranreicherungsschritt sinnvoll, besonders wenn der Verdacht besteht, dass die Campylobacter spp. in irgendeiner Weise vorgeschädigt sind bzw. wenn mit starker Begleitflora zu rechnen ist. Die Voranreicherung wird in flüssigen Nährmedien durchgeführt. Dafür eignen sich beispielsweise die Preston-Bouillon (BOLTON u.
ROBERTSON 1982), der Campylobacter-Enrichment-Broth (CEB) (MARTIN et al.
1983) oder die blutfreie mCCD-Bouillon (BOLTON et al. 1984). Die Grundzusammensetzung der flüssigen Voranreicherungsmedien ist mit derjenigen fester Selektivmedien vergleichbar (CORRY et al. 1995).
Bis Mitte der 1970er Jahre wurden Campylobacter spp. durch eine Kombination von Membranfiltration und nicht-selektiven Nährmedien kultiviert (BUTZLER et al. 1973).
Bei der Membranfiltration wird eine cellulosehaltige Filtermembran mit einer Porengröße von 0,65 μm oder 0,45 μm auf ein Nährmedium aufgebracht und eine kleine Menge der zu untersuchenden Probensuspension auf dem Filter verteilt.
Campylobacter spp. besitzen im Gegensatz zu anderen Keimen die Fähigkeit diese Membran zu durchdringen. Nach Entfernung des Filters und mikroaerophiler Inkubation des Nährbodens können sie spezifisch nachgewiesen werden.
Diese Methode findet auch heute noch Anwendung, insbesondere, wenn Campylobacter spp. in keimreichen Proben nachgewiesen werden sollen (STEELE u. MCDERMOTT 1984). WILSON u. AITCHISON (2007) konnten zeigen, dass eine Anreicherungs-Membranfiltration in Kombination mit der Kultivierung auf Selektivnährböden im Bezug auf den Campylobacter-Nachweis signifikant sensitiver ist als die Direktkultur.
In der EN ISO 10272 (1995), welche Vorgehensweisen für den Nachweis und die Quantifizierung von Campylobacter spp. vereinheitlicht darstellt, wird für den Anreicherungsschritt in der Preston-Bouillon eine Inkubation für 24-48 h ± 2h bei 41,5 °C ± 0,5 °C in mikroaerophiler Atmosphäre (5 % O2, 10 % CO2 und 85 % N2) festgelegt. Für Ausstriche auf mCCD-Agar oder anderen Selektivnährmedien wird eine Inkubation für 48 h ± 2h bei 41,5 °C ± 0,5 °C in
mikroaerophiler Atmosphäre empfohlen. Anschließend können die Zell-Kulturen identifiziert und differenziert werden.
2.3.1 Biochemische Identifizierung
Die Differenzierung anhand biochemischer Eigenschaften ermöglicht weitergehende Aussagen zur Spezieszugehörigkeit. Zur Unterscheidung von thermophilen Campylobacter spp. eignen sich besonders die Katalase-Reaktion, Hippurathydrolyse, H2S-Hydrolyse, Nitrat-Reduktion, Urease-Bildung und Indoxyl- Acetat-Hydrolyse (VANDAMME 2000). Eine weitere Möglichkeit Campylobacter spp.
zu differenzieren ist die Überprüfung der Empfindlichkeit auf die antibiotisch wirksamen Substanzen Cefalothin und Nalidixinsäure. C. coli und C. jejuni spp. jejuni zeigen eine Resistenz gegenüber Cefalothin, sind aber empfindlich gegenüber Nalidixinsäure, was sie von C. lari unterscheidet, der i.d.R. resistent gegenüber Nalidixinsäure reagiert. Allerdings zeigen aktuelle Untersuchungen zunehmend auch Nalixidin-resistente C. jejuni und C. coli-Stämme, sodass dieses Unterscheidungsmerkmal in Zukunft mit Vorsicht beurteilt werden sollte (HÄNEL u.
ATANASSOVA 2007; VARELA et al. 2007a).
Die Unterscheidung von C. jejuni und C. coli ist schwierig, da beide Spezies annähernd gleiche biochemische Eigenschaften aufweisen. Das verlässlichste Unterscheidungsmerkmal ist die Untersuchung auf Hippurat-Hydrolyse, zu der C. jejuni im Gegensatz zu C. coli fähig ist (HARVEY 1980). Einige C. jejuni Stämme scheinen dazu jedoch nicht in der Lage zu sein (BAR u. FRICKE 1987). Die wichtigsten biochemischen Eigenschaften für die Campylobacter spp. wurden von VANDAMME (2000) zusammengefasst (Tabelle 2).
Tabelle 2: Ausgewählte biochemische Eigenschaften für Campylobacter spp.
(modifiziert nach VANDAMME 2000).
+: 90 % der untersuchten Stämme zeigten die Reaktion; -: Reaktion in weniger als 11 % der untersuchten Stämme positiv; V: stammabhängige Reaktion; a:mindestens 80 % der untersuchten Stämme zeigten diese Reaktion; b: inkl. Untergruppe 1 und 2;
c: inkl. NASC (Nalidixinsäure-empfindliche Campylobacter) und UPTC (Urease- positive thermophile Campylobacter); d: inkl. Biovar sputorum, faecalis, paraureolyticus.
Wachstum: Resistenz:
Spezies
α-Hämolyse Katalase Hippurat Hydrolyse Urease Nitrat-Reduktion Selenit-Reduktion H2S / TSI (Spuren) Indoxyl Acetat Hydrolyse 25 °C 42 °C Minimal- Medium Mac-Conkey- Agar Glycin 1 % NaCl 4 % Cepho- perazon (64 mg/l) Nalidixin Cefalotin
C. coli V + - - + + V + - + + V + - + - +
C. concisus V - - - V V - - - V - - V - - V -
C. curvus V - V - + - V V - V Va Va + - Va + -
C. fetus
ssp. fetus - + - - + Va - - + Va V V + - + + - C. fetus
ssp. venerealis V Va - - + - - - + - Va V - - - V -
C. gracilis - V - - Va - - V - V V Va + - - V -
C. helveticus + - - - + - - + - + - - V - V - -
C. hyointestinalis
ssp. hyointestinalis V + - - + + + - V + V V + - - + V C. hyointestinalis
ssp. lawsonii V + - + + + + - - + V V V - V + - C. jejuni
ssp. doyley + V + - - - - + - - - - V - - - - C. jejuni
ssp. jejuni + + + - + V - + - + - - + - + - +
C. laric V + - V + V - - - + - - + - + V +
C. mucosalis - - - - - - + - - + - Va V - V Va -
C. rectus + V - - + - - + - V - - + - - Va -
C. showae + + - - + - V V - V V + V - - - -
C. sputorumd + V - V + V + + - + V V + V - V -
C. upsaliensis + - - - + + - - - Va - - + - V - V
2.3.2 Serotypische Identifizierung
Die serotypische Identifizierung basiert auf der Erkennung von antigenen Oberflächenstrukturen mit poly- oder monoklonalen Antikörpern. Heute gibt es drei gebräuchliche Verfahren für die serotypische Identifzierung von Campylobacter- Spezies.
Das Penner-Schema (PENNER u. HENNESSY 1980) basiert auf der Unterscheidung löslicher hitzestabiler Antigene (HS- oder O-Antigene) mittels passiver Hämagglutionation, während das Lior-Schema hitzelabile Antigene (HL) mittels Objektträgeragglutination unterscheidet (LIOR et al. 1982). Das LEP- Schema wurde 1998 vom Laboratory of Enteric Pathogens in Großbritannien vorgeschlagen. Es basiert auf den Prinzipien der Penner-Typisierung (FROST et al. 1998).
Weite Verbreitung hat besonders das Penner-Schema gefunden (JACOBS- REITSMA et al. 1995a). In einer Studie von MCKAY et al. (2001) wurden 66 O-Antisera zur Penner-Serotypisierung von 3788 Campylobacter-Isolaten eingesetzt. Besonders häufig wurde der Serotyp-4 (18,4 %), der Serotyp-2 (17,4 %) und der Serotyp-58 (13,3 %) nachgewiesen. Der Differenzierungsgrad der Serotypisierung ist damit deutlich geringer als der Differenzierungsgrad anderer Verfahren (vgl. Kapitel 2.6). Zudem ist die Serotypisierung aufwendig und es kommen nicht selten Kreuzreaktionen zwischen verschiedenen Serotypen vor (MCKAY et al. 2001).
Neue Untersuchungen weisen darauf hin, dass die eingesetzten Antikörper nicht wie lange angenommen an Lipopolysacharide, sondern an Kapsel-Polysacharide binden (CHART et al. 1996; KARLYSHEV et al. 2000; DORRELL et al. 2001).
2.4 Lebenmittelhygienische Bedeutung thermophiler Campylobacter spp.
Die World Health Organisation (WHO) schreibt Campylobacter spp. als zooanthroponotischen Lebensmittelinfektionserreger einen hohen Stellenwert zu (ROBERTSON et al. 2004). Besonders in den Industrienationen haben thermophile Campylobacter spp. aus lebensmittelhygienischer Sicht in den letzten Jahren eine zentrale Rolle eingenommen und werden als die bedeutendste Ursache für akute bakterielle Diarrhoe des Menschen angesehen (ALTEKRUSE et al. 1999). In Deutschland wurde die Campylobacteriose im Jahr 2001 mit der Aufnahme in das Infektionsschutzgesetz (IfSG) eine meldepflichtige Erkrankung. Mit 65.785 gemeldeten Campylobacter-Enteritiden waren Campylobacter spp. im Jahr 2007 nach der Statistik des Robert-Koch-Instituts (RKI) die bedeutendsten bakteriellen Lebensmittelinfektionserreger in der BRD (RKI 2008). Auch in den Jahren 2005 und 2006 nahmen Campylobacter spp. gemeinsam mit Salmonellen einen Spitzenplatz in der RKI-Statistik ein (RKI 2006a, 2007b). EU-weit waren Campylobacter spp. mit 175.561 bestätigten Campylobacteriose-Fällen im Jahr 2006 wie in den beiden Jahren zuvor die häufigsten bakteriellen Pathogene des menschlichen Gastrointestinaltrakts (EFSA 2006, 2007).
In der EU-Richtlinie 2003/99 EG zur Überwachung von Zoonosen und Zoonoseerregern werden die Mitgliedsstaaten zur Erfassung relevanter und vergleichbarer Daten verpflichtet, die geeignet sind, die von Zoonosen und Zoonoseerregern ausgehenden Risiken zu beschreiben und die es ermöglichen, Gefahren zu identifizieren und zu charakterisieren. Monitoringprogramme auf Ebene der Primärproduktion bzw. auf anderen geeigneten Ebenen der Lebensmittelkette sollen ausdrücklich auch Campylobacter spp. mit einschließen. Mit der Entscheidung 2007/516/EG wurde im Jahr die Basis für ein Campylobacter-Monitoringprogramm im Bereich der Geflügelmast geschaffen. In Zukunft wird das staatliche Zoonose- Bekämpfungsprogramm (EG VO 2160/2003) zunächst beim Geflügel auch auf Campylobacter spp. ausgedehnt werden, um die Gefahren, die von Campylobacter spp. kontaminierten Lebensmitteln ausgehen, einzudämmen.
2.4.1 Campylobacteriose des Menschen
Campylobacter-Infektionen des Menschen sind i.d.R. auf C. jejuni und C. coli zurückzuführen (SKIRROW 1990; FRIEDMAN et al. 2000; RKI 2006b).
Erkrankungen treten in den europäischen Ländern besonders häufig zwischen Mai und Dezember auf (RKI 2007a). KIST (2002) führt diese Beobachtung darauf zurück, dass die Erregerdichte in der Umwelt saisonal schwankt. Campylobacteriose-Fälle treten in der Mehrheit der Fälle sporadisch auf. Lebensmittelbedingte Ausbrüche kommen zwar vor, sie nehmen jedoch einen untergeordneten Stellenwert ein (EFSA 2005; RKI 2007a).
Die minimale infektiöse Dosis wird von BLACK et al. (1988) im Bereich von 8 x 102 bis 2 x 109 KbE angegeben. Diese Größenordnung wird in Untersuchungen von MEDEMA et al. (1996) bestätigt.
Die Enterokolitis ist die häufigste klinische Manifestation einer Campylobacter- Infektion. Mit einer Inkubationszeit von 1-10 Tagen geht sie fast immer mit starker wässriger Diarrhoe einher und ist regelmäßig von kolikartigen Abdominalkrämpfen begleitet. Dabei werden häufig okkultes Blut und polymorphe Leukozyten im Stuhl nachgewiesen (SKIRROW 1977; BLASER et al. 1979). Zusätzliche Symptome sind Kopfschmerzen, Fieber, Niedergeschlagenheit, Übelkeit und Gelenkschmerzen.
Auch Erbrechen ist möglich (PETERSON 1994; SKIRROW u. BLASER 2000; ALLOS 2001).
In einzelnen Fällen werden Peritonitiden und Pankreatitiden im Zusammenhang mit Campylobacter-Infektionen diskutiert (PETERSON 1994; KARSTEN et al. 2007).
Zwar wurden Bakteriämien beschrieben, sie scheinen aber die Ausnahme zu sein und treten dann bevorzugt bei immungeschwächten Patienten auf (RILEY u. FINCH 1985; ARMSTRONG u. MURPHY 1995).
Die Diagnose erfolgt durch den Erregernachweis im Stuhl (SKIRROW u. BLASER 2000). Die Campylobacter-Enterokolitis ist i.d.R. selbstlimitierend. Die Symptome klingen im Mittel nach 4,6 Tagen wieder ab; eine antibiotische Therapie ist somit
nicht angezeigt. Bei immungeschwächten Patienten oder bei prolongiertem Verlauf kann der Antibiotika-Einsatz jedoch notwendig sein. Erythromycin und Chinolone sind dann Mittel der Wahl (GUPTA et al. 2004; HAKKINEN et al. 2007).
Als postinfektiöse Komplikationen sind das urethro-okulo-synoviale Syndrom (Reiter- Syndrom), reaktive Arthritiden sowie die akute inflammatorische demyelinisierende Polyneuropathie (Guillain-Barré-Syndrom) beschrieben.
Das Guillain-Barré-Syndrom stellt die bedeutendste Spätfolge einer Infektion mit Campylobacter spp. dar. Eine progressive Demyelinisierung von peripheren Nerven führt dabei zu einer von distal nach proximal fortschreitenden schlaffen Lähmung von Armen und Beinen. Innerhalb von 24 bis 48 Stunden kann auch die Atemmuskulatur von der Lähmung betroffen sein, was in schweren Fällen auch zum Tode führen kann. Zudem sind Herzrhythmusstörungen beschrieben. Die Symptome bleiben über Wochen bis hin zu Jahren bestehen, können sich aber auch wieder vollständig zurückbilden (NACHAMKIN et al. 1998). Nach ALLOS (1997) liegt die Wahrscheinlichkeit nach einer Campylobacter-Infektion am Guillain-Barré-Syndrom zu erkranken bei 0,1 %. Andere Autoren schätzen die Wahrscheinlichkeit mit einem Wert von 0,03 % deutlich niedriger ein (MCCARTHY u. GIESECKE 2001).
Im Bezug auf den zugrunde liegenden Patho-Mechanismus wird vermutet, dass einige Campylobacter-Stämme Lipopolysaccharid-Strukturen aufweisen, welche zur Produktion von Antikörpern führen, die kreuzreaktiv auch an humane Gangliosid- Strukturen binden und so die Erkrankung auslösen. (YUKI et al. 1994; ANG et al.
2001).
2.4.2 Übertragungswege
Der bedeutendste Infektionsweg ist die indirekte Übertragung von Campylobacter spp. auf den Menschen durch den Verzehr von rohen oder unzureichend erhitzten Lebensmitteln (OOSTEROM et al. 1984; ROBERTSON et al. 2004). 80 % der Campylobacter-Infektionen waren in einer amerikanischen Studie Lebensmittel- bedingt (MEAD et al. 1999). Durch die Anwendung molekularbiologischer
Typisierungsmethoden konnte in verschiedenen Arbeiten eine signifikante Verwandtschaft zwischen Campylobacter spp. aus Lebensmitteln und humanen Campylobacter-Isolaten nachgewiesen werden (ON 1998; KRAMER et al. 2000).
Besonders Geflügelfleisch und Geflügelfleischprodukte stellen eine Infektionsquelle dar (ALTEKRUSE et al. 1999; ATANASSOVA et al. 2007; RKI 2007a). JORGENSEN et al. (2002) stellten in einer Erhebung zur Prävalenz von Campylobacter spp. bei abgepackten Hühnerkarkassen aus dem Handel in 83 % der Proben Campylobacter fest. Die Campylobacter-Zahl je Karkasse lag in 18 % der Proben zwischen Log10
2,70-4,99 und in 20 % der Proben zwischen Log10 5,00-6,99.
Auch Putenfleisch, Schweinefleisch und Rindfleisch erweisen sich als potenzielle Infektionsquelle. ZHAO et al. (2001) konnten bei Untersuchungen an verkaufsfertigem Fleisch bei 14 % der Putenfleischproben sowie bei 1,7 % der Schweinefleischproben und bei 0,5 % der Rindfleischproben einen positiven Campylobacter spp. Nachweis führen.
Rohmilch und Rohmilchprodukte können mit Campylobacter spp. kontaminiert sein.
In Rohmilchsammelproben von Kühen wurden mit einer Häufigkeit zwischen 1,4 % und 9,2 % Campylobacter spp. nachgewiesen (ROBINSON u. JONES 1981;
POTTER et al. 1983; JAYARAO u. HENNING 2001). Auch Ziegenmilch hat sich in der Vergangenheit als mögliche Infektionsquelle erwiesen (HARRIS et al. 1987).
Untersuchungen zu Ausbrüchen von Lebensmittelinfektionen in englischen Haushalten durch verschiedene Lebensmittelinfektionserreger zeigten, dass unzureichende Erhitzung der Lebensmittel (in 11 % der Fälle), ungeeignete Lagerung der Lebensmittel (in 50 % der Fälle), ungenügende Küchenhygiene sowie Kreuzkontaminationen von Händen und Oberflächen (in 28 % der Fälle) und infizierte Lebensmittelhändler (in 11 % der Fälle) Ursache für die Ausbrüche waren (RYAN et al. 1996). Über kontaminierte Schneidbretter und Messer ist eine Verschleppung von Campylobacter spp. auf die Hände des Menschen und auch auf andere Lebensmittel
wie Salat und Gemüse möglich (HUMPHREY 2001). Auch COGAN et al. (2002) konnten belegen, dass die Zubereitung von Campylobacter-kontaminiertem Hühnerfleisch zu einer starken Kreuzkontamination von Händen, Schneidbrettern, Messern und Kleidung bzw. Stofftüchern führt. Sie konnten aber auch nachweisen, dass gründliches Reinigen der Gegenstände und Hände mit Seife und anschließendes Abspülen unter fließendem kaltem Wasser die Keimbelastung signifikant reduziert. Abzuraten ist von der Verwendung von Holzschneidebrettern bei der Zubereitung von Lebensmitteln, da Holz aufgrund seiner speziellen Beschaffenheit einen deutlichen protektiven Effekt auf das Überleben von Campylobacter spp. hat (BOUCHER et al. 1998).
Nach bisherigen Erkenntnissen können auch nicht chloriertes Trinkwasser oder Wasser aus Seen und Flüssen Ursache für Campylobacter-Infektionen sein (JONES 2001; MOORE et al. 2001). In den Jahren 2000–2002 wurden in Bayern 211 Proben aus Badeseen und 170 Proben aus Flüssen qualitativ auf Campylobacter spp.
untersucht. Dabei waren 22,7 % und 44,7 % der Proben mit Campylobacter kontaminiert. 60 % der Isolate konnten der Spezies C. jejuni zugeordnet werden, 25,8% waren C. coli und 6,5 % C. lari (SCHINDLER et al. 2003).
Als direkter Übertragungsweg ist primär der Kontakt mit Tieren zu nennen.
Besonders Hunde und Katzen gelten als Träger thermophiler Campylobacter- Spezies (WEBER u. SCHWARZKOPF 2003). Untersuchungen von TENKATE u.
STAFFORD (2001) konnten bei der epidemiologischen Betrachtung von Campylobacter-Infektionen bei Kindern zeigen, dass Hunde, Katzen und Vögel im Haushalt als Infektionsquelle fungieren können. Diese Beobachtungen konnten auch in anderen Untersuchungen bestätigt werden (FULLERTON et al. 2007;
KARENLAMPI et al. 2007). In einer Fallstudie konnte mittels Amplified-Fragment- Length-Polymorphism die Übertragung von Campylobacter spp. von Hundewelpen auf Menschen bewiesen werden (WOLFS et al. 2001). Aus lebensmittelhygienischer Sicht ist von der Haltung von Haustieren in der Küche abzuraten, um das Risiko von Kreuzkontaminationen zu reduzieren.
Der direkte Übertragungsweg von Mensch zu Mensch scheint nur selten eine Rolle bei Campylobacter-Infektionen zu spielen und konnte bisher nur vereinzelt nachgewiesen werden (BLASER et al. 1981).
2.5 Epidemiologische Aspekte
2.5.1 Vorkommen von Campylobacter spp. bei Tieren
Rinder
Campylobacter fetus ssp. venerealis spielte als Erreger der anzeigepflichtigen Vibrionenseuche bzw. des enzootischen Campylobacter-Aborts (MITCHELL 1968) lange Zeit eine bedeutende Rolle in den Rinderbeständen. Die Übertragung erfolgte vor allem durch infizierte Deckbullen, die während des Deckaktes den Erreger auf die weiblichen Tiere übertrugen. Da Rinder heute fast ausschließlich künstlich besamt werden und Deckbullen regelmäßig auf Campylobacter fetus spp. venerealis untersucht werden, konnte die Tierseuche in Deutschland erfolgreich getilgt werden.
Rinder sind jedoch häufig Träger thermophiler Campylobacter spp. Ob diese bei Rindern zu klinischen Erscheinungen führen, wird kontrovers diskutiert (STEINER et al. 1997; BUSATO et al. 1999).
Eine 12 monatige englische Studie über die Prävalenz von Campylobacter spp. bei Schlachtrindern ergab im Intestinaltrakt während der Schlachtung eine Befallsrate von 54,6 % (MILNES et al. 2007). JOHNSEN et al. (2006b) konnten bei der Untersuchung von 804 Proben aus dem Intestinaltrakt norwegischer Schlachtrinder in 26 % der Proben C. jejuni, in 3 % der Proben C. coli und in 2 % der Proben thermotolerante Campylobacter spp. isolieren. Kälber waren häufiger Campylobacter-positiv als ausgewachsene Rinder.
Während der Schlachtung können Schlachtkörper mit Campylobacter spp. durch Verunreinigungen mit Kot, beim Enthäuten oder aufgrund mangelnder Hygienemaßnahmen kontaminiert werden. Eine Studie aus Belgien, in welcher 60 Rinderkarkassen auf Campylobacter spp. untersucht wurden, zeigt mit 3,3 % jedoch eine relativ geringe Campylobacter-Prävalenz bei Schlachtrindern (GHAFIR et al.
2007). Auch ZHAO et al. (2001) berichten von einer sehr geringen Prävalenz von Campylobacter spp. bei Rindfleisch.
Milch wird mit Campylobacter spp. i.d.R. durch Kotverschmutzungen des Euters kontaminiert. Campylobacter jejuni kann jedoch auch als Mastitiserreger auftreten und so direkt ins Gemelk gelangen (ORR et al. 1995).
Heimtiere
Im Zusammenhang mit Campylobacter-Infektionen des Menschen wird auch das Vorkommen von Campylobacter spp. bei Heimtieren beschrieben.
MORENO et al. (1993) konnten in 45 von 68 (66 %) untersuchten Kotproben von gesunden Katzen C. upsaliensis isolieren. Aus dem Kot gesunder Hunde wurde in 19 von 56 Proben (39 %) C. jejuni nachgewiesen. WEBER und SCHWARZKOPF (2003) schätzen die Befallsrate mit C. jejuni bei erwachsenen Hunden auf bis zu 50 %, bei Hunde-Welpen auf bis zu 75 % und bei Katzen auf bis zu 45 %.
FLEMING (1983) konnte Campylobacter spp. bei 59 von 505 (11,7 %) Hunden mit Diarrhoe nachweisen und nur bei 2 von 122 (1,6 %) Hunden ohne Diarrhoe.
1985 wurde erstmals auch von der Isolation von C. fetus bei einer Schildkröte berichtet (HARVEY u. GREENWOOD). Auch andere Autoren konnten seitdem Campylobacter spp. bei Reptilien nachweisen. Sie scheinen jedoch genetisch weit von den bei Säugern vorkommenden Spezies entfernt zu sein (TU et al. 2005)
Ratten und Mäuse
Untersuchungen von MEERBURG et al. (2006) zeigen, dass auch Ratten und Mäuse mit Campylobacter spp. infiziert sein können. Für die Studie wurden Nager mit Fallen in der Umgebung von Hühner- und Schweinemastanlagen gefangen. 8 von 83 Mäusen und 1 von 8 Ratten waren Campylobacter-positiv. Somit kann nicht ausgeschlossen werden, dass Schadnager eine Rolle bei der Übertragung von Campylobacter spp. in Nutztierbestände einnehmen (MEERBURG u. KIJLSTRA 2006).
Schweine
Thermophile Campylobacter spp. können beim Schwein häufig nachgewiesen werden. OPORTO et al. (2007) ermittelten in ihrer Studie, dass 52,9 % der 17
untersuchten Schweineherden in Spanien Campylobacter spp. positiv waren. In Untersuchungen von ALTER et al. (2005) wurden Kotproben, Organe und Oberflächen von Schlachtschweinen auf das Vorhandensein von Campylobacter spp. untersucht. In 245 der 383 untersuchten Kotproben wurden Campylobacter spp.
nachgewiesen, wobei es sich ausschließlich um C. coli handelte.
In einer aktuellen Studie aus Kanada waren 1194 von 1200 Kot- und Umgebungsproben aus 80 Schweinemastbetrieben Campylobacter-positiv. In 99,2 % der positiven Proben wurde C. coli nachgewiesen. In den übrigen Fällen konnten C. lari (0,6 %) und C. jejuni (0,2 %) isoliert werden (VARELA et al. 2007b). C. coli wird auch von anderen Autoren als die dominierende Spezies beim Schwein beschrieben (THAKUR u. GEBREYES 2005b; MILNES et al. 2007). Vereinzelt wird aber auch von gehäuften C. jejuni- Nachweisen bei Schweinen berichtet (YOUNG et al. 2000).
Bei Schweinen führt die Campylobacter-Infektion i.d.R. nicht zu klinischen Erscheinungen und ist wahrscheinlich der normalen Darmflora zuzurechnen (GÖRGEN et al. 1983). Eine Infektion der Ferkel erfolgt durch Fäzes der infizierten Muttersau, die Campylobacter spp. in hoher Anzahl mit dem Kot ausscheiden können (WEIJTENS et al. 1997).
Die Anzahl von Campylobacter im Kot nimmt mit dem Alter der Tiere ab. Zu Beginn der Mast liegt sie bei rund 104KbE/ g Kot, am Ende der Mast bei etwa 102KbE/ g Kot (WEIJTENS et al. 1993; 1999). Untersuchung von YOUNG et al. (2000) zeigten zudem, dass 14 Tage alte Ferkel höhere Keimgehalte mit dem Kot ausscheiden als tragende Sauen.
Schafe
STANLEY et al. (1998) konnten in über 90% der insgesamt 360 Dünndarmproben von Schlachtlämmern thermophile Campylobacter spp. feststellen. In der Folge konnten sie zeigen, dass Campylobacter spp. weder aus dem Labmagen noch aus dem Dickdarm isoliert werden konnten. Bei der Untersuchung von Fäzes weidender Schafe waren nur 29,3 % der 420 Kotproben Campylobacter-positiv.
In Untersuchungen von JONES et al. (1999) konnte C. jejuni als häufigste Campylobacter- Spezies beim Schaf nachgewiesen werden und es wurde gezeigt, dass die Beschaffenheit des Weidelandes Einfluss auf die Ausscheidungsrate von Campylobacter spp. nehmen kann.
Insekten
Insekten können Träger von Campylobacter spp. sein. HALD et al. (2004) konnten bei Untersuchungen von Fliegen, die aus dem Umfeld eines dänischen Geflügelhofs stammten, bei 8,2 % der untersuchten Fliegen Campylobacter spp. nachweisen, während HANSSON et al. (2007) 0 % bis 2 % der untersuchten Fliegen aus der Umgebung verschiedener Geflügelbestände als Campylobacter-positiv einstufte.
Insekten sollten deshalb bei der epidemiologischen Betrachtung der Übertragungswege von Campylobacter spp. zwischen Nutztieren nicht außer Acht gelassen werden (BATES et al. 2004; NICHOLS 2005) und könnten auch bei der Kontamination von Lebensmitteln mit Campylobacter spp. ein Rolle spielen (ROSEF u. KAPPERUD 1983).
Geflügel
Bei Wild- und Wirtschaftsgeflügel werden thermophile Campylobacter spp. als natürlicher Bestandteil der Darmflora angesehen, da infizierte Vögel i.d.R. keine klinischen Erscheinungen zeigen (KAPPERUD u. ROSEF 1983; PARK 2002;
WALDENSTROM et al. 2002). Wildvögel stellen somit ein natürliches Reservoir für Campylobacter spp. dar. ATANASSOVA u. RING (1999) wiesen bei 25,9 % der von ihnen untersuchten 52 Fasanen Campylobacter spp. nach.
In einer Studie zum Vorkommen von Campylobacter spp. und Salmonella spp. bei Möwen in Norddeutschland waren 128 (61 %) der 207 untersuchten Möwen Campylobacter-positiv (GLÜNDER et al. 1991). MOORE et al (2002) stellten in 13,7 % der Kot-Proben von 205 Seemöwen aus Nord-Irland Campylobacter spp.
fest. WALDENSTROM et al. (2002) untersuchten 1794 Zugvögel auf das Vorkommen von Campylobacter spp. und wiesen bei 5,6 % der Vögel C. lari, bei 5,0 % C. jejuni, und bei 0,9 % der Vögel C. coli nach.
Auch Wassergeflügel wie Enten und Gänse sind häufig Träger von Campylobacter wie Untersuchungen von LUECHTEFELD et al. (1980) zeigen. Von 445 untersuchten Zugwasservögeln waren 154 Vögel Campylobacter-positiv.
Papageien und Falken können ebenfalls Träger von Campylobacter spp. sein (OYARZABAL et al. 1995).
Beim Wirtschaftsgeflügel wird eine altersabhängige Prävalenz von Campylobacter- Spezies beschrieben, wobei bisher bei Küken während der ersten 10 Lebenstage unter Feldbedingungen keine Campylobacter spp. nachgewiesen werden konnten (NEWELL u. WAGENAAR 2000). Verschiedene Untersuchungsergebnisse weisen darauf hin, dass die Kolonisation von Wirtschaftsgeflügel erst nach der 2. bis 4.
Lebenswoche stattfindet. SHREEVE et al. (2000) gelang bis zum 32. Lebenstag kein positiver Campylobacter-Nachweis in Broilerherden. In einer niederländischen Studie, in der verschiedene Mastdurchgänge zweier Geflügelmastbetriebe betrachtet wurden, war ein Nachweis von Campylobacter spp. i.d.R. erst nach der 2. bis 3.
Lebenswoche möglich (JACOBS-REITSMA et al. 1995b).
ACHEN et al. (1998) konnten allerdings nach oraler Infektion von Eintagsküken mit C. jejuni bei einer Infektionsdosis von 1,6 x 107 KbE schon nach 24 bzw. 48 Stunden post infectionem bei 50 % bzw. 70 % der Küken die Ausscheidung von Campylobacter spp. mit dem Kot nachweisen. Wahrscheinlich sind maternale Antikörper verantwortlich dafür, dass Küken während ihrer ersten Lebenstage nicht von Campylobacter spp. kolonisiert werden (NEWELL u. WAGENAAR 2000;
SCHULZE u. ERLER 2002). Als weitere Ursache wird eine inhibitorische Blinddarmflora (HUMPHREY et al. 1993), sowie das verringerte Kolonisations- Potenzial von durch Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen gestressten Campylobacter spp. diskutiert (CAWTHRAW et al. 1996).
Die Angaben zur minimalen oralen Infektionsdosis variieren zwischen Werten unterhalb von 40 KbE und 104 KbE und scheinen nicht zuletzt vom Versuchsaufbau abzuhängen (CAWTHRAW et al. 1996; SHREEVE et al. 2000; DHILLON et al.
2006). In vivo Passagen können das Kolonisations-Potenzial von einigen
Campylobacter- Stämmen um bis zu Faktor 10.000 deutlich steigern (CAWTHRAW et al. 1996).
Bei Broilern sind C. jejuni (Isolierungsrate zwischen 4 % und 100 %) und C. coli (Isolierungsraten zwischen 5 % und 70 %) die dominierenden Campylobacter spp.
(EFSA 2007). Besonders hoch ist die Kolonisation im Blinddarm mit Campylobacter- Keimzahlen von 105 bis 109 KbE /g Darminhalt (CAWTHRAW et al. 1996; ACHEN et al. 1998; DHILLON et al. 2006). Trotz der hohen Keimzahlen sind klinische Erscheinungen aufgrund vom Campylobacter-Infektionen beim Mastgeflügel selten.
Um die Folgen einer Campylobacter-Infektion von Broilern zu untersuchen, führten GLÜNDER u. WIELICZKO (1990) Infektionsversuche an Broiler-Küken durch. Nach oraler Infektion der Küken mit 0,5 ml einer Campylobacter jejuni-Suspension (1x 105 KbE/ml) am 14. Lebenstag wurde die Gewichtsentwicklung über 3 Wochen beobachtet. In der ersten, zweiten und dritten Woche p.i. wurde jeweils ein Drittel der Versuchsgruppe getötet und in der Folge pathologisch-anatomisch untersucht.
Klinisch ließen sich bei den infizierten Tieren zu keinem Zeitpunkt Anzeichen einer Erkrankung feststellen auch wenn histo-pathologisch bei rund 50 % der infizierten Tiere Veränderungen im Lebergewebe nachzuweisen waren. Im Gegensatz zu den Tieren der Kontrollgruppe stagnierte die Gewichtszunahme der infizierten Tiere in der 3. Woche post infectionem, während sie in den Wochen zuvor mit der Gewichtsentwicklung der Kontrollgruppe vergleichbar war. Das durchschnittliche Endgewicht der Campylobacter-infizierten Tiere lag geringfügig unter dem, der Kontrollgruppe.
Aufgrund ihrer Motilität und der thermophilen und mikroaerophilen Eigenschaften sind vor allem C. jejuni, C. coli und C. lari gut an das im Darm vorherrschende Milieu angepasst (PARK 2002). Die Keime siedeln sich bevorzugt in den Krypten des Darmepithels an (BEERY et al. 1988). Mastgeflügel, das mit Campylobacter spp.
infiziert ist, scheidet über mehrere Wochen Campylobacter spp. mit dem Kot aus (NEWELL u. WAGENAAR 2000), sodass im Falle von intensiv gehaltenen Masthühner bei einer Mastdauer von 35 bis 42 Tagen zum Schlachtzeitpunkt mit fäkaler Ausscheidung von Campylobacter spp. gerechnet werden muss, auch wenn
nach der 3. Woche post infectionem die Ausscheidungsrate langsam abzunehmen scheint (ACHEN et al. 1998; NEWELL u. WAGENAAR 2000).
2.5.2 Campylobacter spp. bei Broilern von der Mast bis zur Schlachtung
Mast
Die Prävalenz von Campylobacter spp. in Mastgeflügelherden variiert stark. In den EU-Mitgliedsstaaten lag die Prävalenz von Campylobacter spp. in Mastgeflügelherden im Jahr 2006 laut EFSA (2007) zwischen 0 % und 83,2 %. Eine Übersicht über die Prävalenzraten im Jahr 2005 und 2006 in den Mitgliedstaaten der EU gibt Tabelle 3. STERN et al. (2001) stellten bei Untersuchungen von Mastgeflügelherden in den USA Prävalenzraten von 87,5 % fest.
Die Prävalenzraten sind dabei in den meisten Fällen saisonalen Schwankungen unterworfen, wobei besonders im Sommer und Herbst hohe Prävalenzraten zu erwarten sind (KAPPERUD et al. 1993; JACOBS-REITSMA et al. 1994;
WEDDERKOPP et al. 2001; REICH 2007). Diese Saisonalität liegt eventuell in höheren Lufttemperaturen und höheren Ventilationsraten in den Mastställen in der wärmeren Jahreszeit begründet (NEWELL u. FEARNLEY 2003).
