AUS DEM
ZENTRUM FÜR LEBENSMITTELWISSENSCHAFTEN INSTITUT FÜR LEBENSMITTELQUALITÄT UND - SICHERHEIT
DER
TIERÄRZTLICHEN HOCHSCHULE HANNOVER
PRÄVALENZ VON CAMPYLOBACTER JEJUNI
UND CAMPYLOBACTER COLI IN LEBENSMITTELN TIERISCHEN URSPRUNGS - ERMITTELT IM WEHRBEREICH WEST DER BUNDESWEHR
INAUGURAL-DISSERTATION
Zur Erlangung des Grades eines Doktors der Veterinärmedizin
(Dr. med. vet.)
durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
Vorgelegt von Christoph-Michael Hänel
aus Mainz
Hannover 2004
Wissenschaftliche Betreuung: Dr. Dr. habil. Viktoria Atanassova
Univ.-Prof. Dr. Dr. h.c. i. R. Christian Ring
1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. med. vet. Dr. h.c. i. R. C. Ring
2. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. med. vet., Dipl. Ing. agr. J. Kamphues
Tag der mündlichen Prüfung: 23.11.2004
angefertigt im:
Zentralen Institut des Sanitätsdienstes der Bundeswehr Koblenz.
Laborabteilung II Veterinärmedizin in Mainz Betreuer vor Ort: Oberfeldveterinär Dr. D. Werth
Meinen Eltern
und Antonia
INHALTSVERZEICHNIS
INHALTSVERZEICHNIS...I VERZEICHNIS HÄUFIG VERWENDETER ABKÜRZUNGEN... IV
KAPITEL 1 EINLEITUNG...1
KAPITEL 2 LITERATURÜBERSICHT...2
2.1.HISTORISCHER ÜBERBLICK...2
2.2.TAXONOMISCHE EINORDNUNG...3
2.3EIGENSCHAFTEN VON CAMPYLOBACTER SPP...3
2.3.1.BAKTERIENMORPHOLOGIE...3
2.3.1.1BIOCHEMISCHE EIGENSCHAFTEN...5
2.3.2.KULTIVIERUNGSBEDINGUNGEN...6
2.3.3.DIFFERENZIERUNG...7
2.3.3.1.PHÄNOTYPISCHE DIFFERENZIERUNG...7
2.3.3.1.1.SEROTYPISIERUNG UND BIOTYPISIERUNG...7
2.3.3.1.2.IDENTIFIZIERUNG UND DIFFERENZIERUNG MIT DEM API CAMPY®SYSTEM...8
2.3.3.2.GENOTYPISCHE IDENTIFIZIERUNG...8
2.3.3.2.1.POLYMERASE-KETTEN-REAKTION...8
2.3.4.NICHT KULTIVIERBARE FORMEN –„VIABLE BUT NON CULTURABLE“(VBNC) ...9
2.3.5.PATHOGENITÄTSFAKTOREN...9
2.3.6.TENAZITÄT VON CAMPYLOBACTER SPP...11
2.3.6.1.EINFLUSS DER TEMPERATUR...11
2.3.6.2.EINFLUSS DER WASSERAKTIVITÄT UND NACL-KONZENTRATION...12
2.3.6.3.EINFLUSS DES PH-WERTES...13
2.3.6.4.DER EINFLUSS DER BEGLEITFLORA AUF DAS WACHSTUM VON C. JEJUNI...13
2.3.6.5.VERHALTEN VON C. JEJUNI GEGENÜBER ANTIBIOTIKA...13
2.3.6.6.ÜBERLEBENSFÄHIGKEIT VON C. JEJUNI IN TRINK- UND OBERFLÄCHENWASSER...14
2.4.VORKOMMEN UND BEDEUTUNG VON CAMPYLOBACTER SPP. ...14
2.4.1.INFEKTIONSWEGE UND KLINIK DER CAMPYLOBACTERIOSE BEIM MENSCHEN...16
2.4.1.1.GESUNDHEITLICHE UND ÖKONOMISCHE BEDEUTUNG...16
2.4.1.2.INFEKTIONSDOSIS UND KLINIK DER CAMPYLOBACTERIOSE...17
2.4.2.INFEKTIONEN VON HAUSTIEREN UND WILD...18
2.4.2.1.WIRTSCHAFTSGEFLÜGEL UND MÖWEN...18
2.4.2.1.1.ÜBERTRAGUNGSWEGE...18
2.4.2.2.NUTZTIERE...19
2.4.2.3.ANDERE TIERARTEN...21
2.4.3.VORKOMMEN UND ÜBERLEBENSFÄHIGKEIT VON CAMPYLOBACTER IN LEBENSMITTELN...21
2.4.3.1.FLEISCH UND FLEISCHERZEUGNISSE...21
2.4.3.3.MILCH UND MILCHPRODUKTE...22
2.4.3.2.EIER UND EIPRODUKTE...23
2.4.4.AUSBRÜCHE...23
2.5.LEBENSMITTELHYGIENE IN DER BUNDESWEHR...25
2.5.1.ANFORDERUNGEN AN DIE TRUPPENVERPFLEGUNG...25
2.5.2.DIE AMTLICHE LEBENSMITTELÜBERWACHUNG DER BUNDESWEHR...26
KAPITEL 3 MATERIAL UND METHODEN...28
3.1.MATERIAL...28
3.1.1.PROBENAHME...28
3.1.2.PROBENTRANSPORT...28
3.1.3.PROBENBEARBEITUNG...28
3.1.4.UNTERSUCHUNGSMATERIAL...29
3.1.4.1.GEFLÜGELFLEISCH...30
3.1.4.1.1.HÜHNERFLEISCH...30
3.1.4.1.2.PUTENFLEISCH...30
3.1.4.2.SCHWEINEFLEISCH...31
3.1.4.3.RINDFLEISCH...32
3.1.4.4.FLEISCHERZEUGNISSE...32
3.1.4.5.ERHITZTE FLEISCHERZEUGNISSE...33
3.1.4.6.SONSTIGES FLEISCH...34
3.1.5.NÄHRMEDIEN UND REAGENZIEN...34
3.1.5.1.HALBFESTE NÄHRMEDIEN...34
CASEINPEPTON-SOJAMEHLPEPTON BOUILLON...34
SELEKTIV-ANREICHERUNGSBOUILLON NACH PRESTON...35
3.1.5.2.FESTE NÄHRMEDIEN...35
CCDA-SELEKTIVNÄHRBODEN (CHARCOAL-CEFOPERAZON-DESOXYCOLAT-AGAR) ...35
CAMPYLOBACTER-SELEKTIVNÄHRBODEN NACH KARMALI...35
BLUTAGAR, PH7,3±0,2...35
3.1.5.3.REAGENZIEN FÜR DIE IDENTIFIZIERUNG VON CAMPYLOBACTER...36
3.1.6.MATERIALIEN UND GERÄTE FÜR DIE ANZUCHT UND IDENTIFIZIERUNG VON CAMPYLOBACTER36 3.2.METHODEN...37
3.2.1.MIKROBIOLOGISCHE UNTERSUCHUNG...37
3.2.2. PHÄNOTYPISCHE CHARAKTERISIERUNG...37
3.2.3. BIOCHEMISCHE TYPISIERUNG...37
3.3.SCHEMATISCHE DARSTELLUNG (NACH ATANASSOVA,2002) ...40
3.4.CAMPYLOBACTERKONTROLLSTÄMME...41
3.4.1.SUBKULTIVIERUNG DER GEBRAUCHSSTÄMME...41
3.4.2.ÜBERPRÜFUNG DER VITALITÄT...42
3.5.PRÜFUNG DER ÜBERLEBENSFÄHIGKEIT VON C. JEJUNI UNTER VERSCHIEDENEN AUFBEWAHRUNGSTEMPERATUREN UND -ZEITEN...42
3.5.1.VERSUCHSAUFBAU UND DURCHFÜHRUNG ZUR HERSTELLUNG DER DEKADISCHEN VERDÜNNUNGSREIHEN UND ZUR PRÜFUNG DER REKULTIVIERBARKEIT VON C. JEJUNI AUS UNTERSCHIEDLICHEN VERDÜNNUNGSSTUFEN UND BEBRÜTUNGSTEMPERATUREN...42
3.5.2.VERSUCHSANORDNUNG ZUR ÜBERPRÜFUNG DER ÜBERLEBENSFÄHIGKEIT VON C. JEJUNI AUF ARTIFIZIELL KONTAMINIERTEN RINDFLEISCH BEI ANWENDUNG ZWEIER SYSTEME ZUM ERZEUGEN EINER MIKROAEROPHIELEN ATMOSPHÄRE...44
3.5.3.VERSUCHSANORDNUNG ZUR ÜBERPRÜFUNG DER ÜBERLEBENSFÄHIGKEIT VON C. JEJUNI AUF ARTIFIZIELL KONTAMINIERTEN PUTENFLEISCH UNTER VERSCHIEDENEN AUFBEWAHRUNGSTEMPERATUREN UND -ZEITEN...44
3.6.QUALITÄTSMANAGEMENT...45
3.6.1.NÄHRMEDIENKONTROLLE...45
3.6.2.LABORVERGLEICHSUNTERSUCHUNG...45
3.6.3.STATISTISCHE AUSWERTUNGSMETHODE...45
KAPITEL 4 ERGEBNISSE...46
4.1.CHARAKTERISIERUNG DER VERPFLEGUNGSTEILNEHMER IM UNTERSUCHUNGSZEITRAUM...46
4.2.NACHWEIS VON C. JEJUNI UND C. COLI AUS LEBENSMITTELPROBEN UND VERTEILUNG AUF DIE BUNDESLÄNDER DES WBWEST...47
4.2.1.GEFLÜGELFLEISCH...49
4.2.1.1.HÜHNERFLEISCH...50
4.2.1.2.PUTENFLEISCH...51
4.2.2.SCHWEINEFLEISCH...52
4.2.3.RINDFLEISCH...53
4.2.4. FLEISCHERZEUGNISSE...54
4.2.4.1.ROHWURST...54
4.2.4.2.GEFLÜGELROHWURST...55
4.2.4.3. ERHITZTE FLEISCHERZEUGNISSE...55
4.2.5.SONSTIGES FLEISCH...56
4.3.ÜBERLEBENSFÄHIGKEIT VON C. JEJUNI UNTER VERSCHIEDENEN AUFBEWAHRUNGSTEMPERATUREN UND -ZEITEN...57
4.3.1.REKULTIVIERBARKEIT VON C. JEJUNI AUS UNTERSCHIEDLICHEN VERDÜNNUNGSSTUFEN UND BEBRÜTUNGSTEMPERATUREN...57
4.3.2.ÜBERLEBENSFÄHIGKEIT VON C. JEJUNI AUF ARTIFIZIELL KONTAMINIERTEM RINDFLEISCH BEI ANWENDUNG ZWEIER SYSTEME ZUM HERSTELLEN EINER MIKROAEROPHIELEN ATMOSPHÄRE...57
4.3.3.ÜBERLEBENSFÄHIGKEIT VON C. JEJUNI AUF ARTIFIZIELL KONTAMINIERTEM PUTENFLEISCH
UNTER VERSCHIEDENEN AUFBEWAHRUNGSTEMPERATUREN UND -ZEITEN...57
KAPITEL 5 DISKUSSION...59
5.1.NACHWEIS VON C. JEJUNI UND C. COLI...59
5.1.1.GEFLÜGELFLEISCH...59
5.1.1.1.HÜHNERFLEISCH...60
5.1.1.2.PUTENFLEISCH...61
5.1.2.SCHWEINEFLEISCH...62
5.1.3.RINDFLEISCH...63
5.1.4.FLEISCHERZEUGNISSE...64
5.1.5.ERHITZTE FLEISCHERZEUGNISSE...65
5.1.6. SONSTIGES FLEISCH...66
5.2.VERGLEICH DES MILITÄRISCHEN PERSONALS MIT DER EPIDEMIOLOGISCHEN SITUATION IN DEUTSCHLAND...66
5.3.EINFLUSS DER KÜHL- UND GEFRIERLAGERUNG AUF DIE ÜBERLEBENSFÄHIGKEIT VON C. JEJUNI AUF KÜNSTLICH KONTAMINIERTEN PUTENFLEISCHPROBEN...67
KAPITEL 6 KERNAUSSAGEN...69
KAPITEL 7 ZUSAMMENFASSUNG...70
KAPITEL 8 SUMMARY...72
KAPITEL 9 LITERATURVERZEICHNIS...74
VERZEICHNIS HÄUFIG VERWENDETER ABKÜRZUNGEN
aW-Wert Wasseraktivität
BMVg Bundesministerium für Verteidigung
bp Basenpaar
C. Campylobacter
CS-Bouillon Caseinpepton-Sojamehlpepton-Bouillons
DBBwLMBG Bestimmungen zur Durchführung der Überwachung des Ver- kehrs mit Lebensmitteln und Bedarfsgegenständen sowie der Lebensmittelqualitätskontrolle in der Bundeswehr
DIN Deutsches Institut für Normung
DSM Deutsche Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen EHEC Enterohämorrhagische E. coli
ELISA Enzyme Linked Immunosorbent Assay
GBS Guillain-Barré-Syndrom
H Hessen
HACCP Hazard Analysis and Critical Control Point IfSG Infektionsschutzgesetz
ISO International Organization for Standardization
kb kilobase
kDa Kilo Dalton
KbE Koloniebildende Einheit (en)
LMBG Lebensmittel- und Bedarfsgegenständegesetz
M Molare
MEkBw Maßnahmen zur Eigenkontrolle im Bereich der Bundeswehr MID Minimale infektiöse Dosis
mRNA messenger ribonucleic acid
n Probenzahl
NaCl Natriumchlorid
NRW Nordrhein-Westfalen
PCR Polymerase Chain Reaction
Wasserstoffionenkonzentration
RFLP Restriction Fragment Length Polymorphism
RKI Robert Koch Institut
RL Richtlinie
RLP Rheinland-Pfalz
rRNA ribosomale ribonucleic acid
RT-PCR Reverse Transkriptase-Polymerase Chain Reaction
s Sekunden
S. Salmonella
S Saarland
SanABw Sanitätsamt der Bundeswehr
SanKdo Sanitätskommando
SanOffzVet Sanitätsoffizier Veterinär
spp. Spezies
StOV Standortverwaltung
spp. Subspezies
TK Tiefkühlware
TSB Trypton Soya Broth
U Units
V. Vibrio
VBNC viable but non culturable
VO Verordnung
VTEC Verotoxin-bildende (Verotoxinogene) E. coli
WB II Wehrbereich II
WBV Wehrbereichsverwaltung
ZDv Zentrale Dienstvorschrift
ZInstSanBw Zentrales Institut des Sanitätsdienstes der Bundeswehr
µl Mikroliter
KAPITEL 1 EINLEITUNG
In den letzten Jahren haben Keime wie Campylobacter jejuni, Escherichia coli O157:H7 und Yersinia enterocolitica als Ursachen von lebensmittelbedingten Erkrankungen des Menschen weltweit an Bedeutung gewonnen. Sie sind somit als „Emerging Pathogens“ zu betrachten (THURM et al., 2000; KIST, 2002). Dabei ist zu beobachten, dass Erkrankungen durch Cam- pylobacter bis zum Jahre 1990 im gleichen Umfang wie die durch Salmonellen verursachte Gastroenteritiden vorkamen, seit 1990 aber deutlich dominieren, und damit häufigste Ursache bakteriell bedingter Gastroenteritiden des Menschen wurden.
Mit Beginn des Jahres 2001 ist in der Bundesrepublik Deutschland das Infektionsschutzgesetz in Kraft getreten. Damit sind nun auch Campylobacter-Infektionen in Deutschland meldepflich- tig geworden. Durch die seit diesem Zeitpunkt geführte Überwachung der Campylobacter spp.
konnte gezeigt werden, dass diese nach Salmonella spp. der zweithäufigste bakterielle Enteri- tiserreger in Deutschland sind (KOCH et al., 2002). In den USA werden Campylobacter- Infektionen mit 21,7% als Ursache lebensmittelbedingter Erkrankungen deutlich vor Salmonel- la spp. mit 12,4% und E. coli mit 2,8% Anteil genannt (MEAD et el. 1999; KIST, 2002). Als Hauptinfektionsquelle für den Verbraucher werden Schlachtgeflügel, Geflügelprodukte, Roh- milch und kontaminiertes Trink- oder Oberflächenwasser diskutiert. Das Tropfwasser beim Auftauprozess von tiefgefrorenem Geflügelfleisch und die anschließende Weiterverarbeitung zu Fleischprodukten führen besonders in Großküchen zur Kreuzkontamination von Speisen (DE BOER, 1995; BLASER, 1997; KIST, 2002). Die Campylobacteriose des Menschen ist da- her überwiegend als Lebensmittelinfektion mit zoonotischer Ätiologie anzusprechen (KIST, 2002).
Die Ende des Jahres 2000 durch BSE ausgelöste Grundsatzdiskussion über Fleisch und seine Erzeugung hat seit Beginn des Jahres 2001 zu einer spürbaren Konsumzurückhaltung bei dem Verzehr von Fleisch, besonders von Rind- und Kalbfleisch, mit Ausnahme jedoch von Geflügel geführt. Auch die Bundeswehr hat auf diese neue Situation reagiert und vermehrt Geflügel- fleisch und -erzeugnisse in die Truppenverpflegung aufgenommen.
Die Mehrzahl der Campylobacteriosen treten bei Kindern unter fünf Jahren und bei jungen Erwachsenen im Alter von 15-29 Jahren auf. Über alle Alterstufen hinweg ist die Inzidenzrate für Männer um 30% höher als für Frauen. Als Spätfolgen der Campylobacteriose werden eine reaktive Arthritis, das Miller-Fisher-Syndrom und das Guillain-Barré-Syndrom beschrieben (FRIEDMAN et al., 2000; KIST, 2002). In der Bundeswehr leisten überwiegend junge Männer im Alter zwischen 18 und 25 Jahre ihren Dienst und nehmen an der Truppenverpflegung teil.
Sie stellen eine empfängliche Population und somit eine Risikogruppe dar.
Das Ziel dieser Arbeit ist es, die Prävalenz von Campylobacter spp. in Lebensmittelproben (Geflügelfleisch, Schweinefleisch, Rindfleisch, Fleischerzeugnisse und sonstiges Fleisch) aus der laufenden Truppenverpflegung zu untersuchen. Des Weiteren soll das Gefahrenpotential für die Entstehung Campylobacter-bedingter Gruppenerkrankungen aufgezeigt werden, das durch direkte oder indirekte Kontamination der Lebensmittel besteht. Darüber hinaus soll nachgewiesen werden, dass das in der Bundeswehr praktizierte HACCP- und Hygienekonzept ausreicht, eine Infektion der Soldaten mit Campylobacter spp. zu verhindern.
KAPITEL 2 LITERATURÜBERSICHT 2.1. HISTORISCHER ÜBERBLICK
THEODOR ESCHERICH beschrieb und zeichnete schon im Jahr 1886 in der „Münchner Me- dizinischen Wochenschrift“ erstmals nicht züchtbare, spiralförmige Bakterien im Zusammen- hang mit Diarrhöe bei Enteritiskranken, Säuglingen, Kleinkindern und an Durchfall leidenden jungen Katzen. Diese Darstellung spricht nach KIST (1986) dafür, dass es sich, bei den in von Theodor Escherich beschriebenen Bakterien um Campylobacter (C.) handelt. MAC FAYDY- EAN und STOCKMANN gelangen 1909 Isolierungen von vibrioähnlichen Erregern aus Abort- material von Schafen, die als Erstbeschreibung von C. fetus spp. fetus angesehen werden können (MAC FAYDYEAN und STOCKMANN, 1913). In den Jahren danach wurden aus dem Magen- und Darminhalt abortierter Rinderfeten morphologisch ähnliche „spiral curved“ Bakteri- en isoliert, die als Vibrio (V.) fetus bezeichnet wurden (SMITH und TAYLOR, 1919). 1927 wur- den durch SMITH und ORCUTT Vibrionen aus Milz und Leber von Kälbern mit Enteritis isoliert, die nicht identisch mit V. fetus waren. Aufgrund der Besiedelung von V. fetus ähnlichen Bakte- rien im Jejunum von an Winterdysenterie erkrankten Kälbern und Rindern wurden 1931 durch JONES et al. diese Bakterienisolate als V. jejuni bezeichnet. DOYLE benannte 1948 aus dem Colon von dysenteriekranken Schweinen isolierte vibrioähnliche, mikroaerophile Bakterien entsprechend dem Fundort als V. coli. Beim Menschen wurde dieser Erreger zum ersten Mal durch LEVY (1946) beschrieben. Er fand mehrfach gewundene Vibrionen, die sich nicht an- züchten ließen, in Blut- und Stuhlproben Enteritiskranker. Sie wurden mit dem Verzehr von kontaminierter Rohmilch in Zusammenhang gebracht. Aufgrund der morphologischen Ähnlich- keit mit V. jejuni und V. coli bezeichnete er sie als V. fetus. Ein Jahr später konnte erstmals die Isolation von V. fetus aus dem Blut und dem Geschlechtstrakt dreier schwangerer Frauen be- schrieben werden (VINCENT et al., 1946). DELAPLANE et al. gelang es 1955, diesen Erreger aus Hühnerembryokulturen zu isolieren. LUKAS konnte im selben Jahr gramnegative Bakteri- en aus Leber und Niere von Legehennen mit atypischer Hepatitis auf bluthaltigen Nährmedien kultivieren. Durch KING wurde 1957 anhand des Wachstumsoptimums bei höheren Tempera- turen eine weitere Gruppe von Vibrionen charakterisiert, die Gastroenteritiden beim Menschen hervorriefen. Da sie mit den von VINZENT beschriebenen nicht übereinstimmten, wurden sie zunächst als „related vibrio“ bezeichnet, um die Ähnlichkeit mit V. jejuni und V. coli aufzuzei- gen. Einige Stämme von V. fetus wurden aufgrund des Cytosin- bzw. Guanin-Gehaltes der DNA zu einer neuen Gattung zusammengefasst, für welche man den Namen Campylobacter (καµπυλη [griech.]: „gebogener Stab“) vorschlug (SEBALD und VERON, 1963). Nach einer Literaturstudie von ALTEKRUSE et al. (1998) wurde Campylobacter spp. bis in die 70er Jahre nicht als humanpathogener Erreger angesehen. Erst 1972 gelang in Brüssel die Isolierung von Campylobacter aus Stuhlproben (DEKEYSER et al., 1972). Nach der Einführung Antibiotika- haltiger Selektivnährböden nach Skirrow war der Nachweis von Campylobacter möglich. VE- RON und CHATELAIN ordneten 1973 weitere ehemalige Vibrionen dem Genus Campylobac- ter zu, da sie feststellten, dass diese im Gegensatz zu Vibrio keine Glukose metabolisieren.
1974 erarbeitete SMIBERT eine eigene Taxonomie des Genus Campylobacter, die in die ach- te Auflage von Bergey`s „Manual of Determinative Bacteriology“ aufgenommen wurde (BER- GEY, 1974; SMIBERT, 1974, 1978). Sie wurde später zugunsten des Vorschlags von VÉRON und CHATELAIN aufgegeben (BERGEY, 1984). Gemäß dem Wachstumsoptimum bei höhe- ren Temperaturen wurde zwischenzeitlich der Terminus „thermophile Campylobacter“ einge- führt (BAUWENS und DE MEURICHY, 1981). Seit Mitte der 70er Jahre gilt C. jejuni als ein bedeutender Verursacher menschlicher Gastroenteritiden (BLASER et al., 1979; TAUXE et al., 1987; SKIRROW, 1990).
2.2. TAXONOMISCHE EINORDNUNG
Aufgrund der erheblichen Unterschiede im Cytosin- und Guanin-Basenpaarverhältnis defi- nierten SEBALD und VÉRON (1963) mit Hilfe ihrer DNS-Hybridisierungsstudie die „related vibrios“ als mikroaerophile Vibrionen und bezeichneten sie als Campylobacter. VERON und CHATELAIN (1973) klassifizierten diese „related campylobacters“ in vier Spezies. Die Spe- zies C. fetus mit den Subspezies fetus und veneralis, C. jejuni, C. coli, C. sputorum mit den Subspezies sputorum, bubulus und mucosalis, C. concisus und Campylobacter-ähnliche Organismen (aerotolerante Campylobacter) wurden in die 9. Auflage von BERGEY´S MA- NUEL OF SYSTEMATIC BACTERIOLOGY aufgenommen (SMIBERT, 1984).
Durch weitere DNS-rRNA Hybridisierungsversuche an Stämmen der Gattung Campylobac- ter, Wolinella und Helicobacter zeigte sich im Jahr 1991 (VANDAMME et al., 1991), dass auch andere Mikroorganismen, die alle eine sehr heterologe rRNA aufweisen, zu einer neu- en Gattung gehören. Diese weisen zu den bestehenden, in fünf rRNA Superfamilien einge- teilten Bakterien wenig Verwandtschaft auf. Die Autoren schlugen daher eine neue Zuord- nung dieser Gattungen zur rRNA Superfamilie VI der Klasse Proteobacteria vor. Die enge genotypische Verwandtschaft im Zusammenhang mit den zahlreichen phänotypischen Ähn- lichkeiten zwischen Arcobacter und Campylobacter führte zur taxonomischen Trennung der Gattungen Wolinella, Helicobacter sowie „Flexispira“ und zur Gründung einer neuen Familie:
Campylobacteriaceae (VANDAMME und DE LEY, 1991; ROLLE und MAYR, 2002). ON et al. (1998) beschreiben die derzeit gültige Klassifizierung der Campylobacter-Spezies im In- ternational Journal of Systematic Bacteriology und geben dort auch Auskunft über einige biochemische Kriterien.
Durch die Anwendung neuer molekularbiologischer Methoden ändert sich fortlaufend die Einordnung und Klassifizierung von genetisch verwandten Campylobacter -, Helicobacter- und Arcobacter-Spezies. Mit Hilfe der 16SrRNA-Sequenzanalyse erfolgte eine Anpassung der Taxonomie in drei separate ribosomale RNA-Homologiegruppen (VANDAMME und TEE, 1998):
CAMPYLOBACTER: C. fetus, C. jejuni, C. sputorum, C. coli, C. mucosalis, C. concisus, C.
rectus, C. gracilis, C. lari, C. curvus, C. hyointestinalis, C. upsaliensis, C. helveticus und C.
showae.
ARCOBACTER: A. nitrofigilis, A. cryaerophilus, A. butzleri und A. skirrowii.
HELICOBACTER: H. pylori, H. cinaedi, H. fennelliae, H. mustelae, H. felis, H. nemestrinae, H. muridarum, H. acinonyx, H. canis, H. hepaticus, H. pullorum, H. pametensis, H. bilis, H.
bizzozeronii, H. cholecystus, H. trogontum, H. rodentium und H. salomonis.
2.3 EIGENSCHAFTEN VON CAMPYLOBACTER SPP.
2.3.1.BAKTERIENMORPHOLOGIE
Campylobacter sind schlanke, spiralig gewundene, bewegliche, s -, v -, oder kommaförmige, gramnegative, nicht sporenbildende Stäbchen mit einer Länge von 0,5 bis 5,0 µm und einer Breite von 0,2 bis 0,9 µm (SIMBERT, 1984; VANDAMME und DE LEY, 1991).
2a 2b Abbildung 2.1a: Elektronenmikroskopisches Bild von C. jejuni, deutlich sichtbar sind die kor-
kenzieherartige Form und die bipolaren Flagellen (ALTEKRUSE et al., 1999) Abbildung 2.1b: Elektronenmikroskopische Aufnahme eines einzelnen C. jejuni
(ANONYM, 1999)
Campylobacter spp. degenerieren bei Kontakt mit Luft und mit zunehmendem Alter der Kul- turen zu kokkoiden, in der Regel unbeweglichen Formen (KARMALI et al., 1981; Buck et al., 1982). Sie sind mono- oder bipolar monotrich begeißelt. Dies verleiht ihnen die typische, kor- kenzieherähnliche Beweglichkeit. Mit Hilfe einer speziellen Geißelfärbung können diese dar- gestellt werden. Die Geißellänge kann die Länge der Bakterienzelle um das zwei- bis dreifa- che überragen (Abbildung 2.1b) (HOFFMAN, 1979; KARMALI und SKIRROW, 1984; SMI- BERT, 1984; VANDAMME und DE LEY, 1991; URSING et al., 1994). STERN (1982) be- schreibt auch unbegeißelte und unbewegliche Campylobacter-Stämme.
Im hängenden Tropfen sind sie als lebhaft bewegliche, sich teilweise spiralförmig drehende, gebogene Stäbchen gut zu erkennen. In der Gramfärbung zeigen sie sich als gramnegative, s-förmige, kommaförmige, korkenzieherartig gewundene und zum Teil auch kokkoide oder nur wenig gebogene Formen (ROLLE und MAYR, 2002). Campylobacter spp. benötigen zum Wachstum eine mikroaerophile, mit CO2 angereicherte Atmosphäre. Die Sauerstoffspannung sollte bei 5%, der CO2-Gehalt bei 10% und die Stickstoffkonzentration bei 85% liegen (BOL- TON und COATES, 1983; KIST, 1986; DOYLE, 1984; SMIBERT, 1984; STERN et al., 1992;
CORRY et al., 1995). Dies wird durch den Einsatz von Anaerobiertöpfen oder von Brut- schränken mit Modular Atmosphere Control System zum Herstellen einer kontrollierten At- mosphäre erreicht (ANNABLE et al., 1998). Einige Stämme vermögen unter aeroben Bedin- gungen zu wachsen (21% Sauerstoff). Sind gleichzeitig Substrate wie Wasserstoff, Fumarat oder Formiat vorhanden, ist es möglich, sie anaerob zu kultivieren (JONES et al., 1993).
Campylobacter sind chemoorganotroph (ROLLE und MAYR, 2002).
Für die Gruppe der thermophilen Campylobacter (C. jejuni, C. coli, C. lari und C. upsaliensis) liegt das Temperaturoptimum bei 42°C ± 1°C (SKIRROW, 1994). Dies bewirkt gleichzeitig eine zusätzliche Hemmung der Begleitflora. Im mikroaerophilen Milieu wächst C. jejuni nach DOYLE und ROMAN (1981) zwischen 35,5°C und 45,0°C bei einem pH-Optimum zwischen 6,5 und 7,5. Bei subletal geschädigten Bakterien ist es angezeigt, eine Voranreicherung der nachfolgenden Inkubation bei 42°C ± 1°C vorangehen zu lassen (HUMPHREY, 1994). Nach Bebrütung über einen Zeitraum von 24 bis 48 Stunden bei 42°C bilden C. jejuni und C. coli oft kleine, feingranulierte, graue, manchmal auch bräunlich bis braunrosa erscheinende, glänzende Kolonien mit einem Durchmesser von etwa ein bis zwei Millimetern (WANG et al., 1978; HOLLÄNDER, 1981a und b, 1982a-c, 1984).
Die Kolonien können rund, glatt und erhaben sein. Es kann aber auch ein Schwärmrasen von ihnen ausgehen. Dieses Merkmal ist auf frischen Nährböden besonders ausgeprägt.
Ältere Kolonien erscheinen zum Teil rauh und glänzen metallisch. Oft wachsen C. jejuni und C. coli fließend und einzelne Kolonien sind, wenn überhaupt, nur schwer erkennbar. Das Bakterienmaterial weist eine gelblich- bis rötlichbraune Farbe bei der Abnahme der Kolonien mit einer Öse vom Agar auf (HÄNNINEN, 1982). Campylobacter bilden laut Mehrzahl der Literaturangaben keine Hämolyse auf Blutplatten. Die Kolonien wachsen auf Nährböden ge- ruchlos (SMIBERT, 1984; NACHAMKIN, 1995).
2.3.1.1BIOCHEMISCHE EIGENSCHAFTEN
Zur Identifizierung und Differenzierung von Campylobacter spp. stehen nur wenige bioche- mische Reaktionen zur Verfügung, die eine geeignete Speziesidentifizierung ermöglichen (GOSSENS und BUTZLER, 1992). Zurzeit gibt es noch keinen Selektivagar mit Indikatorsys- tem, der verdächtige Campylobacter-Kolonien durch Farbumschlag anzeigen kann. C. jejuni gehört zusammen mit C. fetus zu den Selenit-reduzierenden, Indol-negativen und Katalase- und Cytochromoxidase positiven Bakterien (SKIRROW und BENJAMIN, 1980). Tabelle 2.1 beschreibt die biochemischen Kriterien zur Differenzierung von Campylobacter spp. (ON et al., 1998).
Tabelle 2.1: Biochemische Kriterien zur Differenzierung von Campylobacter-Spezies (nach ON et al. 1998)
Synthese von: Toleranz gegenüber:
Cat Ure APho Hipp IA
Nitrat
Reduktion NaCl 2%
Gly 1%
TTC Nal
C. jejuni ssp. jejuni + - - + + + - (+) (+) -
C. jejuni ssp doylei (+) - - + + - - (-) v -
C. coli + - - - + + - (+) + (-)
C. lari + v (-) - (-) + (+) + (+) (-)
C. upsaliensis - - - - + + - + V -
C. fetus ssp. fetus + - - - - + - + - +
C. fetus ssp. veneralis + - - - - (+) - (-) - (+)
C. sputorum bv. paraurelyticus bv. nov.
- + - - - + + + - +
C. sputorum bv. sputorum - - - - - + + + - +
C. sputorum bv. fecalis + - - - - (+) + + - +
C. conciskus - - (+) - - (-) (-) (-) - (+)
C. curvus - - V (-) V + V + + +
C. gracilis - - - - (+) (+) (-) + - V
C. helveticus - - - - + + (-) V - -
C. hyointestinalis ssp. hyoin-
testinalis + - - - - + - + (-) +
C. hyointestinalis ssp. lawsonii + - (-) - - + - (-) - +
C. mucosalis - - (+) - - (-) (+) V - (+)
C. rectus - - - - + + V + - (+)
C. showae + - - - V + + V - -
Campylobacter sp., free - living - - - - + + - - + -
Legende: +: alle Stämme positiv; -: alle Stämme negativ; (+): 70-90% der Stämme positiv; (-): 7-29 % der Stämme positiv; v:
40-60 % der Stämme positiv;
Abkürzungen: Cat = Katalase; Ure = Urease; APho = Alkalische Phosphatase; Hipp = Hippurikase; IA = Indoxyl- Azetase; NaCl = Natriumchlorid; Gly = Glyzin; TTC = Triphentyltetrazoliumchlorid; Nal = Nalidixinsäure
OXIDASE UND KATALASE REAKTION: Campylobacter spp. sind Cytochromoxidase-positiv. C.
jejuni und C. coli sind Katalase-positiv. Sie spalten 2 H2O2 in 2 H2O + O2. Allerdings gibt es auch abweichende Reaktionen, bei denen eine Reaktion negativ ausfallen kann. Dieses er- schwert die Diagnose von Campylobacter und kann zu falsch negativen Ergebnissen führen.
BILDUNG VON H2S: Durch das Bildungsvermögen von H2S wird eine Einteilung von C. jejuni in die Biovar 1 H2S-Bildung: negativ und Biovar 2 H2S-Bildung: positiv möglich (PENNER et al, 1983). Diese Unterscheidung erlaubt es, genauere epidemiologische Untersuchungen durchzuführen (GLÜNDER, 1988; PENNER et al., 1983).
EMPFINDLICHKEIT GEGENÜBER NALIDIXINSÄURE UND CEFALOTIN: C. jejuni spp. jejuni und C.
coli reagieren empfindlich gegenüber Nalidixinsäure, sind aber resistent gegenüber Cefalo- tin, C. jejuni spp. doylei ist dagegen empfindlich gegenüber Cefalotin (KARMALI et al., 1980;
WEBER et al., 1984). C. lari wird anhand der Resistenz gegenüber Nalidixinsäure von den anderen Campylobactern unterschieden (BENJAMIN et al., 1983; LIOR, 1984); dies wirft insofern Probleme auf, als vermehrt nalidixinsäureresistente Stämme nachgewiesen wurden (GEILHAUSEN und MAUFF, 1994; JACOBS-REITSMA et al, 1994; PIDDOCK, 1996). Be- züglich der Empfindlichkeit gegen Nalidixinsäure und Cefalotin unterscheiden sich C. jejuni und C. coli grundlegend von anderen Campylobacter-Arten, die in der Regel resistent gegen Nalidixinsäure sind.
HIPPURATHYDROLYSE: Sie dient als ein Hauptkriterium der Differenzierung zwischen C. jejuni (positive Reaktion) und C. coli und allen anderen Campylobactern (negative Reaktion). Es werden allerdings auch hier abweichende Reaktionen beschrieben (ROLLE und MAYER, 2002).
KOHLENHYDRATVERWERTUNG UND ENERGIEGEWINNUNG: Kohlenhydrate werden weder fer- mentativ noch oxidativ im Rahmen des biochemischen Stoffwechsels abgebaut. Thermophile Campylobacter-Arten beziehen ihre Energie aus dem Aminosäureabbau und den Stoffwech- selzwischenprodukten des Tricarbonsäurecyclus, wobei die Oxidation von Wasserstoff und Formiat als bevorzugter Mechanismus beschrieben wird (HOFFMANN und BLANKENSHIP, 1986; HENSYL, 1994; ROLLE und MAYER, 2002).
2.3.2.KULTIVIERUNGSBEDINGUNGEN
Da Campylobacter spp. eine geringe Tenazität und eine hohe Sensitivität besitzen, stellen sie sehr hohe Ansprüche an das Nährmedium, die Wachstumsbedingungen und die Wachs- tumstemperaturen (HEISIK, 1985; SCOTTER et al., 1993; STUART et al., 1997; ATANAS- SOVA, 2002). SKIRROW entwickelte 1977 (a und b) das erste, auf Blutbasis hergestellte Nährmedium, das die Isolierung von Campylobacter aus Faeces auf Selektivagar ermöglich- te. Seitdem wurden eine große Anzahl an Methoden, Anreicherungsmedien und Nährböden mit unterschiedlichsten Ergebnissen vorgestellt, die alle das Ziel haben, die Isolationsrate weiter zu erhöhen und die Begleitflora weitestgehend zu unterdrücken (BEUCHAT, 1985; DE BOER und REITSMA, 1989; ASPINALL et al., 1996; RICE et al., 1996). Dies hat zur Folge, dass sich in den letzten Jahren durch die Verbesserung der Campylobacter-Diagnostik in Deutschland verbunden mit dem gesetzlich vorgeschriebenen Meldewesen der Nachweis von Campylobacteriosen fast verdoppelt hat (HARTUNG, 2000; RKI, 2001 a und b). Zur Iso- lation der in der Regel vorgeschädigten Keime aus Lebensmitteln ist eine Voranreicherung unerlässlich, hingegen kann man Kloakentupfer und Kotproben direkt auf einen Selektiv- nährboden ausstreichen. Hinzu kommt, dass die oft subletal geschädigten Mikroorganismen nur in geringer Menge (ca. 101 KbE pro g) im Lebensmittel vorkommen (WANG et al., 1980;
AMOS, 1981; GILCHRIST et al., 1981; MEHLMANN und ROMERO, 1982; MORRIS et al., 1982; HOLLÄNDER, 1984; PICKERT, 1988; LOEWENHERZ, 1995). GUN-MUNRO et al.
(1987) konnten durch ihre Untersuchungen die Überlegenheit des blutfreien modifizierten CCDA- sowie des Karmali-Selektivagar im Vergleich zu den bluthaltigen Medien herausstel- len. Diese „Überlegenheit“ liegt an einer höheren Reisolierungsrate und der stärkeren Unter-
drückung der Begleitflora bei der Isolierung von C. jejuni. Die Hemmung der Begleitflora er- folgt durch den Zusatz von verschiedenen Antibiotika und Supplementen mit unterschiedli- chen Wirkspektren. Besonders Cefoperazon, ein Cephalosporin der dritten Generation, be- sitzt eine hochpotente, selektive Wirkung (GOOSENS und BUTZLER, 1992). Bei der Aus- wahl der antibiotischen Zusätze muss die heterogene Resistenz der verschiedenen Campy- lobacter-Spezies beachtet werden (GOOSENS et al., 1990). Es wird daher von einigen Un- tersuchern empfohlen, zwei Selektivmedien parallel anzuwenden, um die Sensitivität zu stei- gern (WELLS et al., 1982; RÜBSAMEM, 1986). Im Rahmen ihrer Tenazitätsstudien konnten AK et al. (1994) mittelbar nachweisen, dass die zugesetzten Selektiv-Supplemente subletal geschädigte Zellen negativ beeinflussen und die Isolierung eher erschweren. Die Inkubation erfolgt bei einer Atmosphäre aus 5% O2, 10% CO2, 80% N2 und einer Temperatur zwischen 36°C und 43°C. Diese Atmosphäre kann mit Hilfe eines Anaerobentopfes, beispielsweise des „Gas-Pak-Systems“ von BBL oder eines Anaerobentopfes mit aktivem Katalysator und speziellem „Gas Generating Kit“ (BUCK et al., 1982), mit einem Anaerobentopf und OXOID Campy Gen® als Reagenz (OXOID, 1997) oder mit einem Brutschrank mit Modular At- mosphere Control System zur Einstellung einer kontrollierten Atmosphäre (ANNABLE et al., 1998) geschaffen werden. Beim Vergleich verschiedener Methoden (HUMPHREY, 1989;
ISO/WD 10272-1, 2002) zeigt sich außerdem, dass die Untersuchungsdauer und der Materi- alaufwand im Verhältnis zum kulturellen Nachweis anderer pathogener Keime aus Lebens- mitteln sehr hoch sind. Die Untersuchungsdauer von mindestens einer Woche führt bei der Routineuntersuchung und besonders bei Untersuchungen in Verbindung mit lebensmittelbe- dingten Gruppenerkrankungen zu erheblichen Problemen (SCOTTER et al., 1993).
2.3.3.DIFFERENZIERUNG
Zur Differenzierung von Campylobacter-Spezies können sowohl phänotypische als auch ge- notypische Methoden herangezogen werden. Diese Abklärung ist besonders unter dem epi- demiologischen Gesichtspunkt wichtig, um eine schnelle und klare Zuordnung zu erhalten.
Man verwendet heutzutage zunehmend genotypische Methoden, da die Eigenschaften, die durch die phänotypischen Methoden nachgewiesen werden sollen, in Stärke und Ausprä- gung instabil sein können. Für die epidemiologische Typisierung ist es daher empfehlens- wert, mehrere Verfahren nebeneinander zu verwenden, da die Verfahren untereinander nur eine geringe Korrelation aufweisen (DE BOER et al., 1998).
2.3.3.1.PHÄNOTYPISCHE DIFFERENZIERUNG
2.3.3.1.1.SEROTYPISIERUNG UND BIOTYPISIERUNG
Auf Basis thermostabiler Antigene entwickelten PENNER und HENNESSY (1980) und LAUWERS et al. (1981) Serotypisierungssysteme, bei denen die passive Hämagglutination zur Anwendung kam. Diese hitzestabilen Antigene werden als O-Antigene bezeichnet und bestehen aus Lipopolysacchariden (BOKKENHEUSER, 1971; ABBOTT et al., 1980; JONES et al., 1980; KARMALI et al., 1983; BRADBURY et al., 1984; BÄNFFER, 1985; ROSEF et al., 1985; MANCINELLE, 1987). LIOR et al. entwickelten 1982 eine Serotypisierungsmethode mittels Objektträgeragglutination thermolabiler Proteinantigene. Diese Proteine sind Bestand- teile der äußeren Membran („outer membrane protein“, OMP). Die große Anzahl der Antise- ren, die für beide Methoden benötigt werden, je nach System werden 60 (Serotypisierung nach PENNER und HENNESSY, 1980) bzw. 108 (Serotypisierung nach LIOR, 1982) Antise- ren benötigt, stellt den großen Nachteil dieser Methoden dar (PATTON et al., 1991). Durch Änderung in der Lipopolysaccharidstruktur der Antigene, ist die Interpretation von Ergebnis- sen, die im Verlauf von epidemiologischen Untersuchungen mittels Serotypisierung angefer-
tigt wurden, nach Arbeiten von MILLS et al. (1992) als unsicher zu bewerten. Einige Campy- lobacter-Spezies lassen sich aufgrund ihrer Wachstumseigenschaften und biochemischen Leistungen in Biovare einteilen (BÄNFFER, 1985; GLÜNDER, 1988; HOLLÄNDER, 1982a;
PENNER et al, 1983; PENNER, 1988; ZAMORA et al., 1992). Biotypisierungschemata wur- den ebenfalls von LIOR (1984) entwickelt. Beispielhaft sei an dieser Stelle C. sputorum an- geführt, der in die drei Biovare paraureolyticus, bubulus und fecalis unterteilt wird.
2.3.3.1.2.IDENTIFIZIERUNG UND DIFFERENZIERUNG MIT DEM API CAMPY®SYSTEM
Kommerziell erhältlich ist das standardisierte api Campy®System(Firma bioMérieux sa, Art.
Nr. 20 800) zur Differenzierung von Campylobacter spp.. Die Spezies- oder Biotypisierung erfolgt mit Hilfe eines siebenstelligen Zahlencodes, an dem das biochemische Profil des un- tersuchten Stammes abgelesen werden kann. Dabei werden achtzehn Stoffwechselleistun- gen der Bakterien sowie das Verhalten gegen drei antibakterielle Chemotherapeutika getes- tet. ZIEGLER (1993) vergleicht die Differenzierung von Campylobacter mit api Campy®Sys- tem und konventionellen biochemischen Reaktionen. Dabei führten bei 73% der Stämme beide Methoden zu identischen Speziesdiagnosen.
2.3.3.2.GENOTYPISCHE IDENTIFIZIERUNG
Die genotypische Identifizierung von Campylobacter spp. ist schwierig, da sie ein relativ klei- nes Genom von ca. 1600-1700 kb haben, das sehr AT-reich ist. Für klinische und epidemio- logische Zwecke werden genotypische Methoden wie RFLP-PCR (Restriction Fragment Length Polymorphism), PFGE (Pulsed Field Gel Electrophoresis), AFLP (Amplified Fragment Length Polymorphism), RT-PCR (reverser Transcription Polymerase Kettenreaktion), RAPD- PCR (Random Amplified Polymorphic DNA), Plasmidanalyse, DNA-Hybridisierung und Ribo- typing beschrieben (MAZURIER et al., 1992; TEE et al., 1992; WEGMÜLLER et al., 1993;
WINTERS und SLAVIK 1995; STERN et al., 1997; ALBERTS, 1998). WASSENAAR be- schreibt 2000 in einer Übersichtsarbeit molekularbiologische Methoden für den Nachweis und zur Speziesbestimmung von thermophilen Campylobacter spp..
2.3.3.2.1.POLYMERASE-KETTEN-REAKTION
Die Polymerase-Ketten-Reaktion (PCR) bietet eine Möglichkeit zum schnellen und verlässli- chen Nachweis und zur Differenzierung von Campylobacter spp. (WEGMÜLLER et al., 1993;
BIRKENHEAD et al., 1993; KIRK und ROWE, 1994; CARDARELLI-LEITE et al. 1996; COMI et al., 1996; LIN et al., 1996; CHUMA et al., 1997; OYOFO et al., 1997; ALBERTS et al., 1998). Mit der PCR werden einzelne, besonders ausgewählte Genabschnitte amplifiziert und anschließend sequenziert. Die Nukleotidsequenzen verschiedener Isolate sind so im Hinblick auf ihre Identität direkt vergleichbar (OWEN et al., 1989; WELSH und MC CELLANDER, 1990; WILLIAMS et al., 1990; AYLING et al., 1994). Dabei wird die Hitzeresistenz der DNA- Polymerase genutzt, die mit der DNA-Synthese unter Temperaturbedingungen beginnt, unter denen andere Polymerasen nicht mehr aktiv sind (NACHAMKIN et al., 1993; GIESENDORF und QUINT, 1995; SHI et al., 1996). Bei identischen Bakterienspezies sind die Bandenmus- ter nach elektrophoretischer Auftrennung im Agarosegel der mit der PCR erzeugten Amplifi- kate gleich. Bei genetisch verschiedenen Isolaten zeigen sich Unterschiede, die durch die unterschiedlichen Molekülgrößen der Amplifikate verursacht werden (VANDAMME et al., 1991; GIESENDORF und QUINT, 1995; HARMON et al., 1997). Die engen Verwandt- schaftsgrade innerhalb bestimmter Taxa führen zum Teil zu unklaren Resultaten. Insbeson- dere die eindeutige Unterscheidung zwischen C. jejuni und C. coli stellt den Untersucher vor einige Probleme. Deshalb es ist notwendig, die Identität eines Stammes durch mehrere Me-
thoden zu bestätigen (YAMASHITA et al., 1994; ON, 1996; OYOFO et al., 1996; GEILHAU- SEN et al., 1998).
2.3.4.NICHT KULTIVIERBARE FORMEN –„VIABLE BUT NON CULTURABLE“(VBNC)
Campylobacter lassen sich oft nur schlecht oder gar nicht aus Lebensmittelproben kultivie- ren, da sie sich häufig in der ,,vital, aber nicht kultivierbar”- oder „viable but non culturable“
(VBNC)-Phase befinden, über deren Epidemiologie und die Übertragungswege nur wenig bekannt ist (ROLLINS und COLWELL, 1986; JACOB et al., 1993; KAPRELYANTS et al., 1993; BOVILL und MACKEY, 1997; CAPPELIER et al., 1997). In kaltem Wasser können sie in diesem Zustand über Monate überleben (BARTELT, 2001). In der Literatur gelten nicht kultivierbare Bakterien aus Lebensmitteln als abgestorben und damit als ungefährlich. Ob- wohl diese Bakterien unter Laborbedingungen nicht mehr wachsen, müssen sie als lebendig bezeichnet werden, da sie metabolische Aktivität besitzen und somit ein gesundheitliches Risiko in Hinsicht auf lebensmittelbedingte Erkrankungen darstellen können.
Bislang konnten keine direkten Beweise für die Beteiligung von VBNC-Zellen an Lebensmit- telinfektionen vorgelegt werden. Campylobacter lassen sich nur unter großem technischem und materiellem Aufwand aus Lebensmitteln isolieren. Die Anzucht auf den verschiedenen Kulturmedien führt regelmäßig zu unbefriedigenden Ergebnissen. Trotz allem erscheint ihre Beteiligung an lebensmittelbedingten Erkrankungen als wahrscheinlich (ROLLINS und COLWELL, 1986; BRAUNS et al., 1991; JONES et al., 1991b; BEUMER et al., 1992; JACOB et al., 1993; BARER, 1997). Die ersten Bakterienformen, unter ihnen C. jejuni, die zwar le- bensfähig, aber nicht kultivierbar waren, wurden durch verschiedene Autoren beschrieben (ROLLINS und COLWELL, 1986; STERN et al., 1988; MEDEMA et al., 1992). Da Bakterien wie C. jejuni, die in der Regel kultivierbar waren, in einen Zustand gelangten, in dem sie zwar vital waren, aber dennoch auf den herkömmlichen Nährböden kein Wachstum zeigten, wur- de die an sich widersprüchliche Bezeichnung ,,VIABLE BUT NON CULTURABLE” eingeführt. Die im Allgemeinen angenommene Formel „VITALITÄT IST GLEICH KULTIVIERBARKEIT“ war für diese Bakterienzellen nicht anwendbar (MEDEMA et al., 1992; KAPREYLANTS et al., 1993; VAN DE GIESSEN et al., 1996; BOVILL und MACKEY, 1997). In der Literatur wird eine Diskre- panz zwischen dem Auftreten und der Verbreitung von Campylobacteriosen sowie der Isolie- rung und Kultivierung des Erregers aus dem verdächtigen Probenmaterial beschrieben. Dies könnte auf die Eigenschaft von C. jejuni, als ,,vital, aber nicht kultivierbar” zurückzuführen sein und würde die niedrige Isolierungsrate von C. jejuni bei gleichzeitigem Anstieg der ge- meldeten Campylobacteriosen erklären (KLEIN und JUNEJIA, 1997; MC DOUGALD et al., 1998). CAPPELIER et al. (1999) fassen als Ergebnis ihrer Untersuchung zusammen, dass C. jejuni-Bakterien in der VBNC-Phase nach der intestinalen Passage ihre Kultivierbarkeit wiedererlangten. Darüber hinaus stellten sie ihre Adhäsionskapazität und damit ihre Entero- pathogenität wieder her. Der VBNC-Zustand ist wahrscheinlich ein Schritt in der Campylo- bacter-Transmission. Dies muss in der Epidemiologie der Campylobacteriosen berücksichtigt werden. Eine Möglichkeit zum Nachweis lebensfähiger, nicht kultivierbarer Keime ist die RT- PCR der mRNA von Campylobacter spp.. Das Vorhandensein von mRNA ist ein Zeichen für die intakte Funktion der Zelle und kann als Nachweis lebender Zellen verwendet werden (ALBERTS et al., 1998).
2.3.5.PATHOGENITÄTSFAKTOREN
Für die Einschätzung des Gefahrenpotentials eines Campylobacter-Isolats ist die Kenntnis über die Virulenz- und Pathogenitätsfaktoren von grundlegender Bedeutung. Die Adhärenz des Erregers an das Darmepithel und die darauf folgende Zellinvasion sind Eigenschaften,
die mit der Pathogenität von C. jejuni-Stämmen korrelieren (KIST, 2002). Es gibt bei Campy- lobacter verschiedene Virulenzmechanismen. Es wurden Klone nachgewiesen, die durch die Kombination verschiedener Virulenzfaktoren identifiziert werden konnten und unterschiedli- che Pathomechanismen aufweisen (HÄNEL und SCHULZE, 1999).
MOTILITÄT UND CHEMOTAXIS: Nur durch vielschichtige Interaktionen ist eine erfolgreiche In- fektion oder Kolonisation des Darmtraktes möglich. FERERRO und LEE (1988) und LEE et al. (1986) beschreiben die Fähigkeit von Campylobacter, sich durch ihre Flagellen, die spira- lige Form und der daraus resultierenden anpassungsfähigen Bewegung in verschiedenen viskösen Medien effizienter als andere Bakterienspezies zu bewegen, in die Mucinschicht des Darmes einzudringen und sich zu vermehren. Durch HUGDAHL et al. (1988) wurde für L-Fructose, L-Serin und Mucin als Bestandteile von Mucinschicht und Gallensaft eine positi- ve chemotaktische Wirkung auf Campylobacter festgestellt. Gallensäuren bewirken dagegen eine negative Chemotaxis (KIST, 2002). Durch die Fähigkeit, das Glykoprotein Mucin zu me- tabolisieren, sind sie in der Lage, Mucin zum Eigenwachstum zu nutzen. Verschiedene Auto- ren beschreiben das Flagellum und die damit verbundene Fähigkeit zur aktiven Bewegung als wichtige Vorrausetzung für eine erfolgreiche Kolonisation des Darmes bei verschiedenen Tierarten (MEINERSMAN et al., 1991; DIKER et al., 1992).
ADHÄSION VON CAMPYLOBACTER: Initiale Schritte einer Infektion bei enteropathogenen Bakte- rien sind die Kolonisation und die Anheftung an die intestinale Oberfläche. Für Campylobac- ter sind folgende Adhäsine oder adhäsive Strukturen nachgewiesen worden: das Flagellum, die Membranproteine und die Lipopolysaccharide (LPS). Es wird vermutet, dass die Geißel für den Anheftungsprozess an humane Darmepithelzellen verantwortlich ist (NEWELL et al., 1985). Dieses konnte durch Vergleichsuntersuchungen mit begeißelten und unbegeißelten Campylobacter spp. bestätigt werden (MC SWEEGAN und WALKER, 1986). DEMELO und PECHERE (1990) beschreiben „outer membrane proteins“ (OMP) bei Campylobacter, die befähigt sind, sich an eukaryotische Zellen zu binden. Gut charakterisiert sind die OMP´s PEB 1, ein superficiales Antigen und PEB 3 (PEI et al., 1998). AHMED et al. (1999) konnten in PEB 3 strukturelle Ähnlichkeiten zu den Kolonisationsdeterminanten von Vibrio cholerae und dem „attaching und effacting“ Faktor von E. coli zeigen, was die Bedeutung der OMP´s unterstreicht. Über die Bedeutung der LPS liegen unterschiedliche Beobachtungen vor. MC SWEEGAN und WALKER (1986) beschreiben, dass die LPS von Campylobacter in vitro als Adhäsine fungieren. Es werden aber im Regelfall nur Lipooligosaccharide (LOS) gefunden.
Die Oberflächenpolysaccharide und die Geißeln von C. jejuni sind auffällig sialynisiert; dies verleiht ihnen eine hochgradige Ähnlichkeit zu Gangliosiden tierischer Nervenzellen, was eine Rolle bei der Pathogenese des Guillain-Barré-Syndroms zu spielen scheint (KIST, 2002).
INVASION VON CAMPYLOBACTER UND DAS INTRAZELLULÄRE ÜBERLEBEN: WELKOS konnte be- reits 1984 mit Hilfe der Elektronenmikroskopie die Invasion von Campylobacter in Darme- pithelzellen und Zellen der Lamina propria bei Küken nachweisen. Die Invasion scheint nicht immer mit einer Zerstörung der Zellen und Diarrhöe einher zu gehen. Einige Autoren disku- tieren, ob für die Invasion das Flagellin A oder die aktive Motilität der Campylobacter-Zellen (WASSENAAR et al., 1991), notwendig ist. Dennoch ist der genaue Invasionsmechanismus noch unbekannt, obwohl die Identifizierung einer Anzahl von Genen, welche die für die Inva- sion notwendigen Proteine kodieren, gelungen ist (KONKEL et al., 1999). WELKOS be- schreibt 1984 in seiner Arbeit die Fähigkeit von C. jejuni zur Transzystose und zur parazellu- lären Bewegung zwischen den „tight junktions“. Durch die Stimulierung von Monozyten mit Zytokinen versuchten WASSENAAR et al. (1997) die Bedingungen in vivo unter Praxisbe- dingungen nachzustellen. Da dadurch die Bakterien wirksam eliminiert wurden, folgerten sie,
dass nur im Falle einer Immunsuppression des Individuums Campylobacter spp. in Makrophagen überleben und zur Bakteriämie führen können.
TOXINE VON C. JEJUNI: Vergleichbar mit anderen gramnegativen Bakterien sind Campylobac- ter spp. in der Lage, aus Lipopolysacchariden aufgebaute Endotoxine in Form von Vesikeln beim Wachstum über die Außenmembran abzugeben (AUSTEN und TRUST, 1982). WAS- SENAAR et al. stellten 1997 den aktuellen Wissenstand über die bekannten Toxine von Campylobacter spp. zusammen und teilen sie in ein Enterotoxin und sechs Cytotoxine ein.
Diese Cytotoxine sind: 1) 70-kDa cytotoxin: hitzelabil und trypsinempfindlich mit Wirkung auf HeLa-, CHO, HEp-2 und INT 407 Zellen, aber ohne Wirkung auf Vero-Zellen und tierische Zelllinien; 2) Vero/ HeLa cell cytotoxin: mit Wirkung auf Hela- und Vero-Zellen, es lässt sich nicht durch Clostridium oder Stx Antitoxin neutralisieren; 3) Cytolethal distending toxin (CDT); 4) Shiga-like toxin; 5) Hemolytic cytotoxin und 6) Hepatotoxin. HÄNEL et al. (1999) entdeckten ein weiteres Cytotoxin, das Cytolethal Rounding Toxin (CLRT). Entsprechend dem Grad ihrer Toxizität lösen die Enterotoxine unterschiedlich schwere Durchfallerkrankun- gen aus.
2.3.6.TENAZITÄT VON CAMPYLOBACTER SPP.
Der Begriff Tenazität (lat. tenacitas = Zähigkeit) beschreibt die Überlebensfähigkeit von Mik- roorganismen und Viren gegenüber bestimmten äußeren Einflüssen (VON SPROCKHOFF, 1979).
Durch die Erforschung der physiologischen und biochemischen Grundlagen und der daraus resultierenden Erkenntnisse der molekularen Mechanismen und Adaptationen konnte ge- zeigt werden, dass Campylobacter unter den ungünstigsten Umweltbedingungen überleben können (DOYLE und ROMAN, 1982b; TOMPKINS et al., 1994). FEARNLEY et al. (1994) arbeiteten heraus, dass die Fähigkeit von Campylobacter, in der Umwelt zu überleben, in hohem Maße von Stressbedingungen wie hohen und niedrigen Temperaturen, verminderter Nährstoffverfügbarkeit, der Austrocknung und einer hohen Sauerstoffkonzentration abhängt.
Gerade die Vorgänge während der Geflügelschlachtung sind entscheidend für die Kontami- nation des Tierkörpers mit Campylobacter spp. und damit für das Überleben des Keimes.
Während der Elektrobetäubung wird der Schlachtkörper schon am Anfang der Schlachtkette durch Defäkation massiv kontaminiert (SKIRROW, 1994; SALEHA et al., 1998). Durch den Brüh- und Rupfvorgang werden die Keime bis in die Unterhaut einmassiert. Dort fördern mikroaerobes Milieu und Hämoglobin das Wachstum und die Vermehrung von Campylobac- ter (HÄNNINEN et al., 1984; GRIGORIADIS et al., 1997; BEUTLING, 1998). Das Eindringen von Campylobacter mit Wasser in die Unterhaut, die Muskulatur, die luftführenden Wege bis in die pneumatisierten Knochen, wird durch die Reinigungs- und Kühlvorgänge gefördert und stellt somit eine Hauptkontaminationsquelle dar (FEHLHABER, 1992). Durch unzureichende Kühlung bei großen Geflügelfleischpartien kann es dann zur massenhaften Vermehrung kommen (BRAYN und DOYLE, 1995). Zudem unterscheiden sich Geflügelfleisch und Geflü- gelfleischerzeugnisse von anderen Fleischsorten durch das Nichtentfernen der besonders kontaminierten Haut als Bestandteil des verkaufsfertigen Erzeugnisses während der Herrich- tung (IZAT et al., 1988). UYTTENDAELE et al. konnten 1999 signifikant weniger Campylo- bacter spp. auf hautfreien als auf Stücken mit Haut nachweisen.
2.3.6.1.EINFLUSS DER TEMPERATUR
Wie im Abschnitt 2.2. beschrieben, liegen im Gegensatz zu C. fetus die optimalen Wachs- tumstemperaturen für C. jejuni, C. coli und C. laridis in einem mikroaerophilen Milieu bei
Temperaturen von 37°C bis 42°C (KARMALI und FLEMING, 1979b). DOYLE und ROMAN (1981) beschreiben die minimale Wachstumstemperatur mit 30°C und die maximale Wachs- tumsgrenze im Gegensatz zu anderen Autoren mit 48°C. Oberhalb dieser Temperatur stirbt der Erreger in Magermilchbouillon innerhalb von 7,2 bis 12,8 Minuten ab. Unter 30°C sind die Keime nicht mehr fähig zu wachsen, und somit kommt es zu keiner Multiplikation während der Handhabung oder Lagerung von Lebensmitteln bei Zimmertemperatur (HAZELEGER et al., 1998; JACOBS-REITSMA, 2000). Bei weiter ansteigender Temperatur steigt auch die Absterbegeschwindigkeit. Sie beträgt bei 55°C nur noch 0,74 bis 1,0 Minuten. C. jejuni ver- mehrt sich unter gleich bleibenden mikroaerophilen Bedingungen, bei ausreichendem Nähr- stoffangebot und bei neutralem pH-Wert zwischen 35,5°C und 45,0°C innerhalb von 47 Stunden bis zur stationären Phase. Die Gesamtkeimzahl fällt in der Folgephase allmählich ab. Interessanterweise stirbt der Erreger bei einer Temperatur von 25°C früher als bei 30°C.
Die physiologischen Aktivitäten (Katalaseaktivität, ATP-Produktion, Chemotaxis, Zellatmung) von C. jejuni waren auch bei 4°C nachweisbar, was ein Indiz für die vitale Funktion der Zell- prozesse bei niedrigen Temperaturen ist und einen großen Einfluss auf die Überlebensfähig- keit der Keime in der Umwelt hat (HAZELEGER et al., 1998). Der Erreger ist bei niedrigen Temperaturen noch aktiv; allerdings ist er nicht mehr zum Wachstum befähigt. Der Anstieg kokkoider Zellformen war bei 37°C am stärksten ausgeprägt und am schnellsten feststellbar, während bei 4°C nach 51 Tagen nur 4% der Keime von der normalen kommaförmigen Struk- tur in den kokkoiden Zustand wechselten (HÖLLER et al., 1998). UPMANN et al. (2000) ar- beiteten in einer Übersichtsarbeit die Mikrobiologie von Kälte behandeltem Fleisch heraus.
In der Tabelle 2.2 werden zusammenfassend die maximalen Überlebenszeiten von C. jejuni bei verschiedenen Temperaturen in ausgewählten Lebensmitteln und in Flusswasser be- schrieben.
Tabelle 2.2: Maximale Überlebenszeiten von C. jejuni bei verschiedenen Temperaturen (modifiziert nach WUNDT und KASPER, 1982a)
Medium Temperatur Überlebensdauer
Milch 4°C
25°C
bis drei Wochen drei Tage
Flusswasser 4°C
25°C
bis 4 Wochen vier Tage Hackfleisch
(Rind und Schwein)
-20°C 4°C 20°C 42°C 50°C 60°C
bis drei Monate sieben Tage drei Tage einen Tag sechs min
15 bis 80 Sekunden
2.3.6.2.EINFLUSS DER WASSERAKTIVITÄT UND NACL-KONZENTRATION
Der optimale Salzgehalt für die Kultivierung und Keimzählung von C. jejuni in Brucella- Bouillon liegt bei 42°C nahe 0,5%, das entspricht einem aw-Wert über 0,997. Salzkonzentra- tionen von 2-4% (aw-Wert über 0,987-0,971) bei 42°C haben auf C. jejuni-Stämme eine bak- terizide Wirkung (HÄNNINEN, 1982). Bis 1,5% NaCl werden bei 42°C noch toleriert (DOYLE und ROMAN, 1982c). Nach ABRAM und POTTER (1984) kann Campylobacter über Wochen in Lebensmitteln bei Kühlschranktemperatur von 4°C und einem Salzgehalt von 6,5% über- leben. Campylobacter spp. sind sehr empfindlich gegen Trockenheit (aw-Wert kleiner als 0,97), was sich in einer kurzen Überlebenszeit in trockener Umgebung und bei Raumtempe-
ratur zeigt. So konnten bei einer Keimausgangskonzentration von 107 KbE bei trockener Umgebung und 25°C Inkubationstemperatur nach 24 Stunden keine vitalen Keime mehr nachgewiesen werden, während bei gleich trockener Umgebung und 4°C die Überlebensrate deutlich höher lag (DOYLE und ROMAN, 1982b). Dagegen fanden HUDSON und ROBERTS (1982) bei Tenazitätsprüfungen an Tierkörpern in Schweinezerlegungsbetrieben abnehmen- de Überlebensraten auf trockenen Oberflächen. Auch sie verwendeten etwa 107 KbE und konnten auf trockenen Tierkörperarealen 2% und auf feuchten Arealen 26% der Keimaus- gangskonzentration reisolieren. Dabei wirkt sich nach OOSTEROM et al. (1983b) eine ver- stärkte Sauerstoffzufuhr durch die Ventilation in den Kühlhäusern limitierend auf die überle- benden Keimzahlen aus. BRACEWELL et al. (1985) berichteten, dass Keime nach Antrock- nung auf Tierkörpern bei 20°C rascher als bei Kühlhaustemperaturen inaktiviert werden. Le- bensfähige Keime können somit bei höheren Temperaturen nur auf feuchten Oberflächen isoliert werden (DOYLE und ROMAN, 1982c; OOSTEROM et al., 1983b).
2.3.6.3.EINFLUSS DES PH-WERTES
Das pH-Optimum für das Wachstum von Campylobacter auf Spezialnährböden liegt bei 6,5- 7,5, das pH-Maximum bei 9-9,5 und das pH-Minimum bei 4,9 (DOYLE und ROMAN, 1981).
Weiter berichten sie von einer temperaturabhängigen Absterberate bei pH-Werten von 3,0 bis 4,5 - insbesondere bei höheren Temperaturen. In sauren Lebensmitteln mit niedrigem pH- Wert beträgt die Überlebenszeit nur wenige Stunden (BEUTLING, 1998).
2.3.6.4.DER EINFLUSS DER BEGLEITFLORA AUF DAS WACHSTUM VON C. JEJUNI
Campylobacter spp. wachsen nur auf sehr nährstoffreichen Blutplatten, in Preston-Bouillon und anderen Flüssigmedien sowie auf Selektivnährböden nach Skirrow, Karmali, Preston oder CCDA, denen verschiedene Antibiotika zur Unterdrückung der vorhandenen und kon- kurrierenden Begleitflora zugesetzt sind. Die Anwesenheit von Begleitflora jeglicher Art im Lebensmittel oder Wasser führt zum raschen Absterben von C. jejuni. (GEORGE et al., 1978; SKIRROW, 1980, 1981, 1982; STERN, 1982; BUCK und KELLY, 1981; PATTON et al., 1981; SVEDHELM und KAIJSER, 1981; CHRISTOPHER et al., 1982; MEHLMANN und ROMERO, 1982; KOIDIS und DOYLE, 1984; JUVEN und KANNER, 1986; GUN-MUNRO et al., 1987; STERN et al., 1992). Dagegen beschreiben WUNDT et al. (1985) und SCHÄFER (1992) für C. jejuni eine höhere Überlebensrate in Rohmilch mit hoher Gesamtkeimzahl (GKZ) als bei keimarmer Rohmilch. Die Überlebenszeit mit einer GKZ zwischen 500000 und 750000 KbE/ ml und einer Lagerungstemperatur von 4°C lag bei etwa acht Tagen. In keim- armer Milch betrug sie nur zwei bis vier Tage. Höheren Temperaturen verringern die Nach- weisbarkeit von C. jejuni auf maximal 12 bis 24 Stunden.
2.3.6.5.VERHALTEN VON C. JEJUNI GEGENÜBER ANTIBIOTIKA
Viele Autoren beschreiben das Resistenzverhalten von C. jejuni gegenüber Antibiotika und anderen Chemotherapeutika (KARMALI et al., 1980; FUZI, 1981; SPELHANG et al., 1981;
SVEDHELM et al., 1981a; TAYLOR et al., 1981; ANDERS et al., 1982; KAPLAN et al., 1982;
WEBER et al., 1984; BRADBURY und MUNROE, 1985; SAGARA et al., 1987; TRESCHNAK et al., 1987; JACOB-REITSMA et al., 1994; DAS et al., 1996b). Dabei ist festzustellen, dass es für einige Wirkstoffe, die regelmäßig in Geflügelbeständen eingesetzt werden, höhere Resistenzen gegen C. jejuni gibt. Diese sind auf den häufigen Einsatz von antibakteriellen Pharmaka in der Veterinärmedizin als Einstallhilfen und Leistungsförderer zurückzuführen. In der Humanmedizin wurden die entsprechenden Wirkstoffe nur zu therapeutischen Zwecken benutzt. Die häufigsten Resistenzen bestehen inzwischen gegen Penicilline und gegen Tri-
methoprim/ Sulfamethoxazol (GUERRANT et al., 1978; ALTMEYER et al., 1986). Die fast hundertprozentige Empfindlichkeit gegenüber Chloramphenicol, Kanamycin und Neomycin und eine fast ebenso große Empfindlichkeit gegenüber Gentamicin sind hervorzuheben. Ge- gen Tetrazyklin, Ampicillin und Streptomycin erwiesen sich bis zu 60% der Stämme resistent, und für Penicillin und Trimethoprim/ Sulfamethoxazol wurden Resistenzquoten von 72% bzw.
48% ermittelt. Tetrazyklinresistenzen können über Plasmide weitergegeben werden, verlie- ren sich aber auch wieder (MÜLLER, 1980; TRESCHNAK et al., 1987). HARRASS (1996) fand in ihren Untersuchungen eine 100% Tetracyclinresistenz, die auf die Gabe von Tetra- cyclinen während der Mast, durch den selektiven Druck und einer damit verbundenen plas- midkodierten Resistenz zurückzuführen ist. Eine sehr gute Wirksamkeit gegen C. jejuni ent- falten die Makrolid- und Aminoglykosid-Antibiotika (VALAZQUEZ et al., 1995).
2.3.6.6.ÜBERLEBENSFÄHIGKEIT VON C. JEJUNI IN TRINK- UND OBERFLÄCHENWASSER
Viele Campylobacteriosen werden durch mit C. jejuni und C. coli kontaminiertes, unzurei- chend gechlortes Trinkwasser und durch kontaminiertes Oberflächenwasser verursacht. Die Besiedelung der Gewässer mit Enten, Schwänen und anderen Wasservögeln konnte mit der Kontamination des Oberflächenwassers mit C. jejuni in Zusammenhang gebracht werden (REISINGER et al., 1984). Auch über das Abwasser von Schlachthallen kann C. jejuni in starkem Maße verbreitet werden und Oberflächenwasser kontaminieren (TEUFEL, 1983).
Bei niedrigen Temperaturen, wie sie im Versorgungsnetz einer Trinkwasseranlage herr- schen, können Campylobacter eine gewisse Zeit überleben, besonders wenn das Trinkwas- ser nicht oder nur unzureichend gechlort wird (BOLTON et al., 1982; PICKERT und BOT- ZENHART, 1985). Dass die Temperatur einen wesentlichen Einfluss auf die Überlebenszeit des Erregers hat, konnte im Flusswasser gezeigt werden. In den Wintermonaten wurden bei 5°C Wassertemperatur größere Erregermengen nachgewiesen. Stieg die Temperatur jedoch wieder an, fand man nur noch sporadisch C. jejuni. KORHONEN und MARTIKAINEN (1991) wiesen nach, dass sowohl C. jejuni als auch C. coli deutlich besser in gefiltertem und saube- rem als in unbehandeltem Oberflächenwasser überleben können. Ebenfalls fanden sie in ihrer Studie eine starke Zunahme von positiven Nachweisraten in Oberflächenwasserproben in den Monaten April und Mai sowie im Herbst. Aus Meerwasser konnte C. jejuni ebenfalls isoliert werden, allerdings weitaus seltener als aus Süßwasser. KNILL wies 1978 in Southampton in 74% aller Flusswasserproben und in 20,5% aller Seewasserproben Campy- lobacter menschlichen Ursprungs nach.
2.4. VORKOMMEN UND BEDEUTUNG VON CAMPYLOBACTER SPP.
In den letzten Jahren wurde in Deutschland die Bedeutung der Campylobacteriose als zweit- häufigste bakterielle Durchfallerkrankung offenbar (KOCH et al., 2002). Diese Entwicklung entspricht weitgehend den internationalen Beobachtungen. In Großbritannien, Dänemark, den Niederlanden, zum Teil auch in den USA und weiteren Ländern avancierten die jahre- lang unterbewerteten Campylobacter-Bakterien inzwischen sogar zu den häufigsten Erre- gern der bakteriellen Gastroenteritis und haben dort die Salmonellen aus ihrer bis dahin füh- renden Position verdrängt. Besonders C. jejuni (ca. 90%) und C. coli (5-10%) stellen gegen- wärtig den Haupterregeranteil der Campylobacteriose des Menschen in Deutschland. Haupt- reservoir dieser Bakterien sind zahlreiche Arten von Wild und Nutztieren, hauptsächlich je- doch Geflügel. C. jejuni und C. coli gehören dort zu der physiologischen Darmflora, d.h. die Tiere erkranken in der Regel selbst nicht (SELBITZ, 1992; DEDIÉ et al., 1993, TEUFEL und HAMMER, 1999). Von ihnen können die Erreger durch direkten Kontakt, überwiegend jedoch
über Wasser und kontaminierte tierische Lebensmittel wie Milch oder Fleisch als Vehikel auf den Menschen übertragen werden (ICMSF, 1996). In der Umwelt können Campylobacter spp. aus Oberflächenwasser, Abwasser und Klärschlamm isoliert werden (THURM und Din- ger, 1998; KIST, 2002). Für diese Kontamination werden Schlacht- und Siedlungsabfälle und der Kot von warmblütigen Haus- und Wildtieren verantwortlich gemacht (DEDIÉ et al., 1993, GAULL, 2002). Zusätzlich kommen die zahlreichen, häufig auch in engem Kontakt mit Kin- dern gehaltenen Haustiere, insbesondere junge Hunde und Katzen, als Infektionsquelle in- frage. In Einzelfällen konnten solche direkten Übertragungen vom Haustier auf den Mensch epidemiologisch bereits nachgewiesen werden. Das in den Bundesländern ermittelte Vor- kommen von C. jejuni bei 2% der Hunden und 1% der Katzen unterstreicht diese Übertra- gungsmöglichkeit (KIST, 2002). ADAK et al. (1995) beschreiben eine ständige Infektionsge- fahr durch den Kontakt zu erkrankten Haustieren und besonders Welpen. Schlachtgeflügel ist nach DE BOER (1995) und BEUTLING (1998) die häufigste Infektionsquelle für den Men- schen. Rohmilch, Schweinefleisch, Pilze und Muscheln sind aber ebenfalls wichtige Vekto- ren, die zu einer Infektion führen können (OWEN et al., 1994; ENDTZ et al., 1997; GAULL, 2002).
Trinkwasser spielt wegen der überwiegenden Versorgung durch zentral und streng über- wachte Anlagen und hygienisch einwandfreie Einzelanlagen in Deutschland eine eher unter- geordnete Rolle.
In Abbildung 2.2 ist der Nachweis von Campylobacter für die Jahre 1995 bis 1999 dargestellt (HARTUNG, 2000). Dabei ist ersichtlich, dass die Isolierung aus Geflügelfleisch kontinuier- lich zunimmt, während es für Rohmilch, Rind- und Schweinefleisch abnehmende Tendenzen gibt.
Abbildung 2.2: Campylobacter in Lebensmitteln 1995-1999 (HARTUNG, 2000)
Durch C. jejuni ausgelöste Gastroenteritiden haben beim Menschen in den letzten 20 Jahren die durch Salmonelleninfektionen ausgelösten Durchfallerkrankungen in Ländern wie Groß- britannien, Niederlande, Dänemark und USA übertroffen; in Deutschland rangieren sie auf Platz zwei (BERGANN und SCHEIBNER, 1988; SKIRROW, 1991; HEATLING et al., 1992;
ALTEKRUSE et al., 1999; KIST, 2002). Dies ist sicherlich auch auf eine verbesserte Dia- gnostik und intensivere Erfassung zurückzuführen. Da der Nachweis des Erregers im Le- bensmittel vergleichsweise schwierig ist, wird die gesundheitliche Bedeutung der Campylo- bacteriose noch vielfach unterbewertet (HARTUNG, 2000, 2001 a und b; KOCH et al., 2002).
