Wirkung anionischer Futterzusätze auf Protein-, Lipid- und Thiaminstoffwechsel im Pansensaft des Rindes (in vitro)
INAUGURAL-DISSERTATION Zur Erlangung des Grades eines Doktors der Veterinärmedizin
(Dr. med. vet.)
durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
Vorgelegt von Mongkol Chawanit aus Samutprakan / Thailand
Hannover 2003
1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. H. Scholz
2. Gutachter: Prof. Dr. K.-H. Lotthammer
Tag der mündlichen Prüfung: 08.07.2003
1 Einleitung 11
2 Schrifttum 13
2.1 Pansenfermentation 14
2.2 Anaerobe Bedingungen und Stoffwechsel im Pansen 15
2.3 Energieträger im Pansen 15
2.3.1 Bedeutung des ATP 16
2.3.2 ATP Bildung 17
2.4 Energiehaushalt im Pansen 18
2.4.1 Energiegewinnende Reaktionen 20
2.4.1.1 Kohlenhydratstoffwechsel 20
2.4.1.2 Glycolyse 21
2.4.1.3 Pentosestoffwechsel 23
2.4.1.4 Flüchtige Fettsäurenbildung 23
2.4.1.4.1 Pyruvatstoffwechsel 23
2.4.1.4.2 Acetatbildung 25
2.4.1.4.3 Propionatbildung 26
2.4.1.4.4 Butyratbildung 28
2.4.1.5 Schlußfolgerung des ATP-Gewinns aus dem Kohlenhydratabbau 30
2.4.1.6 Proteinstoffwechsel und Energiehaushalt 31
2.4.1.6.1 Energetik des Proteinumsatzes im Pansen 31
2.4.1.6.2 Aminosäurenabbau 31
2.4.1.6.3 Energiegewinnung im Aminosäurenabbau 32
2.4.1.6.4 Berechnung der Energieausbeute bei Abbau und Synthese der Aminosäuren 33
2.4.1.7 Methanogenese 35
2.4.1.7.1 Bedeutung der Methanogenese 35
2.4.1.7.2 Methanbildung 35
2.4.1.7.3 Energiegewinnung aus Methanbildung 36
2.4.1.7.4 Methanogenese als Quelle von Energieverlusten 37
2.4.1.8 Acetogenese 38
2.4.2 Energieverbrauchende Reaktionen 38
2.4.2.1 Nährstofftransport 38
2.4.2.2 Fettstoffwechsel 40
2.4.2.4 Erhaltungsenergie und Energieausschüttende-Reaktionen (Energy-Spilling
Reactions) im Pansen 43
2.4.2.4.1 Erhaltungsenergie und Wachstum der Mikroorganismen 43
2.4.2.4.2 Energy-Spilling Reaktionen 45
2.5 Energetische Abhängigkeit und energetische Interaktionen von
Pansenmikroorganismen 46
2.5.1 Interaktion der Mikroorganismen im Kohlenhydratstoffwechsel 46 2.5.2 Interaktion der Bakterien im Proteinstoffwechsel 47 2.5.2.1 Interaktion der Pilze und Protozoen im Proteinstoffwechsel 47 2.5.3 Interaktion von Bakterien in der Methanproduktion 48 2.6 Energetische Verteilung innerhalb der ruminalen Kompartimente 48
2.6.1 Kompartimente im Pansen 48
2.6.2 Energieverteilung in den Kompartimenten 49
2.6.2.1 Energieverteilung im Kohlenhydratabbau 50
2.6.2.2 Energieverteilung im Proteinstoffwechsel 50
3 Eigene Untersuchung 51
3.1 Versuchsziel 51
3.2 Material und Methodik 51
3.2.1 Das RUSITEC- System 51
3.2.1.1 Aufbau 52
3.2.1.2 Beladung und Bedienung des Systems 53
3.2.1.3 Fermentationsbetrieb 54
3.2.2 Futterkomponenten 55
3.2.2.1 Heu 55
3.2.2.2 Kraftfutter 55
3.2.3 Zulagesalze 57
3.2.4 Spendertier 57
3.2.5 Haltung und Fütterung des Spendertiers 57
3.3 Versuchsdurchführung 57
3.3.1 Versuchsplan 57
3.4 Analytik 59
3.4.1 Bestimmung der Ammoniakkonzentration 59
3.4.4 Bestimmung der langkettige Fettsäuren 63
3.4.5 Bestimmung der Protozoen 65
3.4.6 Bestimmung der Nukleobasenkonzentration 66
3.5 Statistische Berechnung 68
4 Ergebnisse 69
4.1 Ammoniakkonzentrationen in der Fermenterflüssigkeit 71
4.2 Thiamin 73
4.2.1 Pansensaft 73
4.2.1.1 TDP-Konzentrationen 73
4.2.1.2 TMP-Konzentrationen 74
4.2.1.3 Gesamtthiaminkonzentrationen 76
4.2.2 Pflanzen- und Protozoenfraktion 78
4.2.2.1 TDP-Konzentrationen 78
4.2.2.2 TMP-Konzentrationen 80
4.2.2.3 Thiaminkonzentrationen 82
4.2.2.4 Gesamtthiaminkonzentrationen 84
4.2.3 Bakterienfreie Fraktion 86
4.2.3.1 Thiaminkonzentrationen 86
4.2.4 Überstand 88
4.2.4.1 TDP-Gehalte 88
4.2.4.2 TMP-Gehalte 90
4.2.4.3 Gesamtthiamingehalte 92
4.3 Nukleobasen 94
4.3.1 Cytosinkonzentrationen 94
4.4 Langkettige Fettsäure 96
4.4.1 -Linolensäure (C18:3 n6) 96
5 Diskussion 97
5.1 Intention der Arbeit 97
5.2 Kritische Betrachtung der Versuchsanstellung 97
5.2.1 Das RUSITEC-System 97
5.2.2 Voraussetzungen für die Vergleichbarkeit des RUSITEC-Versuchs mit in- vitro- Verhältnissen und kritische Betrachtung des Fermentationguts 97
5.3 Statistik 98 5.4 Auswirkung von DCAB-Diäten auf den Proteinstoffwechsel 99
5.5 Auswirkung auf den Thiaminstoffwechsel 103
5.6 Auswirkung auf die Nukleobasen-Konzentration 110
5.7 Auswirkung auf die langkettigen Fettsäuren 111
6 Zusammenfassung 113
7 Summary 115
8 Schrifttumsverzeichnis 117
9 Anhang 141
F freie Energie
G Änderung der freien Enthalpie
H Änderung der Enthalpie
S Entropie
U Änderung der Energie
p(V1-V2), p V Volumenarbeit
* schwach Signifikant (p < 0,05)
** signifikant (p < 0,01)
*** hoch Signifikant (p < 0,001)
F Mikroorganismen-Wachstumsrate
Abb. Abbildung
Aqua bidest. zweifach destilliertes Wasser
AT Aktivtransport
CF 1 Fermenter mit Zulage von Calciumchlorid, Calciumsulfat und Magnesiumsulfat eingestellt auf - 100 meq/kg TS
CF 2 Fermenter mit Zulage von Calciumchlorid, Calciumsulfat und Magnesiumsulfat eingestellt auf - 200 meq/kg TS
CF 3 Fermenter mit Zulage von Calciumchlorid, Calciumsulfat und Magnesiumsulfat eingestellt auf - 300 meq/kg TS
DCAB Dietary Cation-Anion Balance
e Elektron
et al. und andere
ETP Elektronentransportkette-Phosphorylierung
FlFS flüchtige Fettsäure(n)
gaschromat. gaschromatographisch
gemess. gemessen
KA keine Angabe
Kap. Kapitel
KF Kontrollfermenter
Konz. Konzentration
l Liter
m Erhaltungenergie
n Anzahl der einberechneten Versuchsläufe
NF 1 Fermenter mit Zulage von Ammoniumchlorid und Magnesiumsulfat eingestellt auf - 100 meq/kg TS
NF 2 Fermenter mit Zulage von Ammoniumchlorid und Magnesiumsulfat eingestellt auf - 200 meq/kg TS
NF 3 Fermenter mit Zulage von Ammoniumchlorid und Magnesiumsulfat eingestellt auf - 300 meq/kg TS
p Irrtumswahrscheinlichkeit
PEP Phosphoenolpyruvat
Pi Orthophosphat
PPi Pyrophosphat
PTS Phosphoenolpyruvat-abhängige Phosphotransferase-System
q Substratnutzungsrate
Q Wärme
RUSITEC RUmen SImulation TEChnique
s. siehe
Seradest entionisiertes Wasser
SLP Substratkettenphosphorylierung
sp./spp. Subspezies
Std. Stunde
T Thermodynamische Temperatur (Einheit = Kelvin [K])
Tab. Tabelle
TDP Thiamindiphosphat
TMP Thiaminmonophosphat
TS Trockensubstanz
US ursprüngliche Substanz
VK Variationskoeffizient
Vol% Volumenprozent
W Arbeit (Work)
arithmetischer Mittelwert
xg Erdbeschleunigung
YG Maximale Wachstumsrate
Ygluc Wachstumsrate pro mol Glucose (Einheit g/mol Glucose)
red. Reduktion
ox. Oxidation
1 Einleitung
Hypokalzämische Gebärparese bzw. „Michfieber“ ist eine wirtschaftlich bedeutsame Stoffwechselstörung des Rindes. Bereits seit Ende des 18. Jahrhunderts ist sie in Europa bekannt (HOFMANN 1992). Unter europäischen und amerikanischen Bedingungen erkranken jährlich zwischen 1 bis 20 % aller Kühe einer Herde um den Geburtszeitpunkt an
„Milchfieber“ (KAMPHUES 1996). Für seine Entstehung sind mehrere Faktoren verantwortlich. Von besonderer Bedeutung sind (HOFMANN 1992):
- Abfall des Calciumspiegels im Blut - Rassespezifische Einflüsse
- Genetische Einflüsse - Hohe Milchleistung
- Zunehmendes Alter (Abnahme von osseärer Mobilisation und enteraler Ca-Resorption) - Postpartale Verringerung von Futteraufnahme und Magen-Darm-Motilität
Das klassische Prophylaxe-Konzept dieser Krankheit ist die Reduktion der Ca-Aufnahme trockenstehender Kühe (~25 bis max. 40 g / Tier u. Tag , KAMPHUES 1996). Als zusätzliche Maßnahme sind bekannt:
- Orale Calciumverabreichung im Zeitraum 24 Stunden vor und nach der Geburt - Hochdosierte Vitamin D3- Injektion eine Woche ante partum
- Glucocorticoidgabe ante partum
Das DCAB (Dietary Cation-Anion Balance)-Konzept gilt seit einiger Zeit als Alternative.
Bereits 1975 erkannte DISHINGTON, daß man durch Absenkung der DCAB im Futter trockenstehender Kühe in den negativen Bereich den Ausbruch dieser Erkrankung verhindern kann. Ihm gelang es durch Verabreichung entsprechender Diäten bei 92 % der Versuchs- gruppe eine Calciumreduktion zu verhindern, während in der Vergleichsgruppe 86 % erkrankten.
DCAB – Konzept
Ziel des DCAB-Konzepts ist die Schaffung eines kontrollierten Protonenüberschusses in Blut und Stoffwechsel, um die Ca2+-Absorption aus dem Darm und die Ca-Mobilisation aus dem Knochen zu steigern (BLOCK 1984). Dabei wird die DCAB durch Zusätze anionischer Salze zum Futter negativ. Es sollen Werte von -100 bis -150 meq / kg TS erreicht werden. Auf diese Weise können Dauer und Intensität der hypocalcaemischen Phase frisch abgekalbter Kühe
deutlich verringert werden (GOFF et al. 1991). Der Einfachheit halber werden nur die anorganischen Ionen berücksichtigt. Trotz fehlender Berücksichtigung der organischen Ionen aus Futter und Verdauungstrakt funktioniert dieses System (WOLFFRAM 2001). Mittlerweile hat sich herausgestellt, daß die Berücksichtigung allein von K+ und Na+ einerseits sowie die Anionen Cl- und S2- anderseits ausreicht. Damit ist dieses Verfahren auch für die Umsetzung in die Praxis geeignet. Die DCAB wird heute (BLOCK 1994) nach folgender Formel berechnet:
DCAB (meq / kg TS) = (Na++ K+) – (Cl-+ S2-).
Trockenstehende Kühe werden mit dieser anionischen Diät in den letzten 5 bis 3 Wochen ante partum gefüttert (BEEDE 1992). Da sie weniger schmackhaft ist, wird zur Gewährleistung der vollen Aufnahme empfohlen, diese Salze homogen in eine TMR (Total Mixed Ration) einzumischen (BEEDE 1992).
Da bei ungewöhnlich hoher Aufnahme dieser Ionen auch Auswirkungen auf Milieu und Fermentationsgeschehen im Pansen nicht auszuschließen sind, wurden mit Hilfe des Langzeitinkubationsystems RUSITEC die Auswirkungen von DCAB-Diäten (- 100 bis - 300 meq/kg TS) mit Ammoniumchlorid (NH4Cl) und Magnesiumsulfat (MgSO4) bzw.
Calciumchlorid (CaCl2), Calciumsulfat (CaSO4) und Magnesiumsulfat (MgSO4) auf die Pansenfermentation in vitro untersucht. Darüber hinaus interessierten die Folgen für den ruminalen Proteinstoffwechsel und die Bildung von langkettigen Fettsäuren.
2 Schrifttum
Im Pansenlabor der Klinik für Rinderkrankheiten der Tierärztlichen Hochschule Hannover wurde im Laufe der letzten Jahren eine Reihe von Studien zum Pansenstoffwechsel mit Hilfe des RUSITEC-Systems angefertigt (SCHIRMER 1990; KRAKOW 1992; BECKER 1994;
MAIWORM 1994; PLITT 1995; BRÖCKER 1996; MAURUSCHAT 1996; ELIAS 1999;
MITTROWANN 1999; RATHJENS 1999; HÖHLING 2000; JASPER 2000; TIADEN 2000;
WENDELKEN 2000; HÜBNER 2001; WULFF 2001; KRAUSE 2002 und MÜLLER- ÖZKAN 2002).
Die Autoren griffen in der Ausarbeitung des Schrifttums zu diesen Arbeiten jeweils spezielle Aspekte des ruminalen Stoffwechsels auf (s. Tab. 2.1) und trugen somit dazu bei, am Ende der Versuchsreihe über die aktuellsten Kenntnisse des ruminalen Stoffwechsels zu verfügen.
Tab. 2.1: Literaturschwerpunkte der in den letzten Jahren angefertigten Dissertationen des Pansenlabors der Rinderklinik der Tierärztlichen Hochschule Hannover
Literaturschwerpunkt Autor und Jahr
Kohlenhydratstoffwechsel Kohlenhydratstoffwechsel Celluloseabbau
Enzyme des Kohlenhydratstoffwechsels
ZIPORI 1989 DIRKSEN 1990 KRAKOW 1992 ODENKIRCHEN 1992
Stickstoffstoffwechsel HÖLTERSHINKEN 1990
Der Pansen als Ökosystem SCHIRMER1990
Purinstoffwechsel FELDMANN 1992
Antibiotikawirkungen auf
Pansenfermentationsvorgänge KRAMER 1993
Fremdbakterien im Pansen Bedeutung der Pansenbakterien
Interaktionen zwischen Pansenbakterien
RAAZ 1993
MAURUSCHAT 1996 FRANK 1998
Wirkungen von Pansenstimulantien auf die
Pansenfermentation BECKER 1994
Mykotoxinwirkungen auf die Pansenfermentation MAIWORM 1994 Einfluß von Saccharomyces cerevisiae auf die
Pansenfermentation DE FIGUEIREDO 1994
Thiaminstoffwechsel PLITT 1995
WITTE 1998
Aminosäurenstoffwechsel BRÖCKER 1996
Kompartimente des Pansens ELIAS 1999
Einfluß von Schwefel auf die Fermentationsvorgänge des
Pansens MITTROWANN 1999
Chronische Pansenazidose, Amylase RATHJENS 1999
Bedeutung der Pansenprotozoen HÖHLING 2000
Tab. 2.1: Fortsetzung
Der ruminale intermediäre Wasserstoff TIADEN 2000
Vitaminstoffwechsel im Pansen WENDELKEN 2000
Stoffwechsel mittel- und langkettiger
Fettsäuren im Pansen JASPER 2000
Vergleich aller weltweit durchgeführten
RUSITEC-Versuche HÜBNER 2001
Bedeutung von Pansenpilzen WULFF 2001
Bedeutung der Rohfaser im Pansen KRAUSE 2002
Sauerstoff im Pansen MÜLLER-ÖZKAN 2002
Eine ausführliche Literaturübersicht über DCAB ist bereits in den Arbeiten von BEENING (1998) und PRAECHTER (2001) wiedergegeben worden. Deshalb wird sie in dieser Arbeit nicht wiederholt. In der vorliegenden Literaturübersicht soll den bisherigen Literatur- recherchen des Pansenlabors die Darstellung energiegebundener Reaktionen im Pansen- stoffwechsel hinzugefügt werden. Dabei werden die Einflußfaktoren des Energiestoffwechsels sowie Verteilung und Interaktionen der Pansenmikroorganismen beschrieben.
2.1 Pansenfermentation
Der größte Teil des aufgenommen Futters einer Kuh wird bereits im Pansen verdaut, fermentiert und absorbiert. Dabei finden mehrere Stoffwechselsvorgänge in anaerober Umgebung statt. Kohlenhydrate - zum großen Teil als Cellulose und Stärke - sowie Proteine aus dem Futter werden durch Mikroorganismen in kleinere nutzbare Stoffe zerlegt und sind ihrerseits wieder Rohstoff für weitere Fermentationen. Die Kohlenhydrate werden letztlich zu Glucose abgebaut, in flüchtige Fettsäuren überführt und direkt durch die Pansenwand absorbiert (näheres s. ZIPORI 1989; DIRKSEN 1990; KRAKOW 1992; ODENKIRCHEN 1992). Ähnliches passiert beim Abbau der Proteine. Ihre komplizierte Molekularstruktur wird in einfache Aminosäuren, Amine und Ammoniak umgewandelt (näheres s.
HÖLTERSHINKEN 1990). Die fermentierten Nährstoffe fördern das Wachstum der Mikroorganismen. Fettanteile im Futter werden durch Hydrolyse in Fettsäuren gespalten und von ungesättigten Fettsäuren in gesättigte Fettsäuren über Biohydrogenierung verwandelt (näheres s. JASPER 2000).
2.2 Anaerobe Bedingungen und Stoffwechsel im Pansen
Der Pansen ist ein Ökosystem unter weitgehendem Sauerstoffabschluß (s. MÜLLER-ÖZKAN 2002) und eignet sich damit als ideale Gärkammer für den anaeroben Abbau der aufgenommenen Nährstoffe. Die ATP-Ausbeute in anaerober Umgebung wie im Pansen beträgt nur 5 - 10 % des ATP-Gewinns aus dem aeroben intermedären Stoffwechsel (BERGNER 1991).
2.3 Energieträger im Pansen
Die Abbauenergie der Nährstoffe wird in Form energiereicher chemischer Verbindungen konserviert. Energiereiche Verbindungen sind allgemein Säureanhydride, Thioester, Enolphosphat und Phosphoguanidine (s. Tab. 2.2). Diese Substanzen spielen eine große Rolle im Energiestoffwechsel aller Lebewesen. Die wichtigste Substanz im Zellstoffwechsel ist ATP. ATP enthält zwei Phosphorsäureanhydrid-Bindungen, deren Hydrolyse die freie Energie von je - 30 kJ (ca. - 8 kcal) liefert (LÖFFLER 2001). Diese negative Änderung von freier Energie energiereicher Substanzen wird für energiefordernde Reaktionen genutzt.
Durch Reduktion von NAD zu NADH+ können z. B. ca. - 40 kcal freie Energie gewonnen werden. Diese freie Energie kann 3 mol ATP generieren. Beispiele energiereicher Substanzen sind in Tab. 2.2 dargestellt.
Tab. 2.2: Wichtige Energieträger im Pansen (CZERKAWSKI 1986; LÖFFLER 2001) - F´ = geschätzte Änderung der freien Energie in pH 7
Typ Energieträger - F´(kcal)
Phosphorsäureanhydride ADP, ATP 8
Carbonsäure-Phosphorsäure- anhydride
Acetylphosphat-1,3-Biphosphoglycerat 10
Phosphoguanidin Creatinphosphat 9
Enolphosphat Phosphoenolpyruvat (PEP) 10 - 13
Thioester Acetyl-CoA 8 - 10
Reduzierte Pyrimidinnucleotide NADH 40 - 50
Uridinverbindung Uridindiphosphat 8
2.3.1 Bedeutung des ATP
Das Adenosintriphosphat ist der wichtigste Energieträger der Zellen (LÖFFLER 2001). Nach KARLSON (1988) kann es als „Energiewährung der Zelle“ bezeichnet werden (s. JANSON 2001). LIPMANN (1941) benutzte das Wort „ Energiereich“, um ATP und andere Phosphorylate intermediär zu erklären. Bei der hydrolytischen Spaltung von ATP in Adenosindiphosphat (ADP) und Orthophosphat (Pi) oder in Adenosinmonophosphat und Pyrophosphat (PPi) wird eine beträchtliche Energiemenge frei, die mittels jeweils spezifischer Kopplungsfaktoren auf endergone Reaktionen übertragen werden kann (WIESER 1986).
ALBERTY (1969) hat erstmals sämtliche Reaktionsgleichgewichte des Adenosinphosphat- system in Abhängigkeit von der Wasserstoffionen- und der Magnesiumkonzentration berechnet. Tab. 2.3 zeigt, daß der Anteil der Entropie an der freien Energie bei hydrolytischer Spaltung von ATP und ADP sehr hoch ist.
Die Energiegewinnung aus energiereichen Substanz wie ATP ist eng mit dem Wachstum der Mikroorganismen, die der Proteinsynthese in Pansen entspricht (BUTTERY 1981),
verbunden.
Tab. 2. 3: Thermodynamische Parameter wichtiger Spaltungsreaktionen der ATP- Hydrolyse in kJ / molbei unterschiedlichen Mg2+-Konzentrationen (nach ALBERTY 1969)
Mg2+ = 10 mmol Mg2+= 0,1Tmol Reaktionen
G0 H0 T. S0 T. S0
ATP + H2O ADP + Pi - 37,6 - 15,5 22,2 20,9
ADP + H2O AMP + PPi - 36,0 - 18,4 17,6 25,1
ATP + H2O AMP + PPi - 48,1 - 8,4 39,7 21,7
PPi+ H2O 2 Pi - 25,5 - 25,5 0 24,7
G0 Änderung der freien Enthalpie (pH 7) H0 Änderung der Enthalpie (pH 7) T. S0 Änderung der Energie (pH 7)
2.3.2 ATP Bildung
Die ATP-Bildung im Pansen erfolgt meistens durch Redoxreaktionen des intermedären Stoffwechsels (BERGNER 1991), die auch als Substratkettenphosphorylierung (LÖFFLER 2001; s. Übers. 2.1) bezeichnet wird. Bei den Redoxreaktionen entstehen „energiereiche“
Zwischenprodukte, die über energiereiche Phosphate zur ATP-Bildung führen (LÖFFLER 2001). Ein Beispiel findet sich in der Glycolyse (s. Kap. 2.4.1.2) wieder.
Übers. 2.1: Substratkettenphosphorylierung zu ATP nach LÖFFLER (2001)
Die weitere ATP-Bildung ist eine sogenannte Atmungskettenphosphorylierung (s. Übers.
2.2). Die Art der ATP-Bildung ist eine sauerstoffabhängige Redoxreaktion. Die ATP-Bildung erfolgt über die Energiekonservierung mit Hilfe eines elektrochemischen Gradienten an der inneren Mitochondrienmembran und liefert Energie zur ATP-Bildung aus ADP und anorga- nischem Phosphat.
NAD+
NADH/H+
Substratred
Pi
Substratox
ATP ADP
Zwischenprodukt 2
„energiereiches Phosphat“
Zwischenprodukt 1
„energiereich“
Übers. 2.2: Atmungskettenphosphorylierung zu ATP nach LÖFFLER (2001)
2.4 Energiehaushalt im Pansen
Aus energetischer Sicht münden letztlich alle Umsetzungprozesse in eine Bilanz der ATP- gebundenen Energie (ATP-Äquivalente; CHUDY 2001). Die Bilanz der ATP-gebundenen Energie im Zusammenhang mit der stofflichen Umsetzung für Wiederkäuer wird in Übers.
2.3 dargestellt.
NADH/H+ (FADH2)
NAD+ (FAD)
O2
H2O
Pi
ATP ADP
Protonengradient über innerer Mitochondrienmembran
Übers. 2.3: Stoff- und Energieumsatz der Wiederkäuer (CHUDY 2001)
Stoffumsatz
Futter (Nährstoffe, Substrate)
Pansen
ATP-Potential der Futtermittel (Nährstoffe) Futterprotein Mikrobenprotein N-freie Nährstoffe Abbau flüchtige
Fettsäuren
Duodenum
Resorption
abgebaute Nähstoffe einschl.
Mikrobenprotein
(Aminosäuren, flüchtige Fettsäuren, Kohlenhydrate)
Intermedärstoffwechsel
substratspezifische Verwertung der resorbierten Substanzen
Erhaltung + Synthese + Arbeit Energieretention (Ansatz und / oder Sekretion)
akkumulierte (transferierte Substrate (ATP-Potential)
Überschuß ATP-Potentiale substanziell akkumuliert in Körpernährstoffen (Ansatz und Sekretion)
Energietransfer ATP-Verbrauch für - Erhaltungsfunktion - Synthesen
- Arbeit (Muskel) ATP-Verluste bei der Verdauung
(mikrobielle Fermentation) ATP-Potential des Futters
ATP-Bilanz
Das Energiesubstrat für die Pansenmikroorganismen sind pflanzliche Kohlenhydrate. Sie reichen von einfachen Molekülen wie Zucker bis zu komplexen Strukturen wie Cellulose und Stärke. Die Kohlenhydrate werden zur Glucose oder anderen Zuckern konvertiert. Der überwiegende Pfad für den Glucoseabbau im Pansen ist der EMP-Weg (s. Kap. 2.4.1.2).
Während des Abbaus von Aminosäuren und der Methanproduktion kann ATP erzeugt werden (s. Kap.2.4.1.6). Der ATP-Gewinn wird für weitere Fermentationen benötigt z. B.
Fettsynthese und mikrobielle Proteinsynthese. Weitere Energie wird u. a. für den Transport von Nährstoffen verbraucht. Unter anaeroben Bedingungen ist der ATP-Gewinn sehr gering.
Die meisten Organismen, einschließlich der anaeroben Organismen, können Energie durch eine transmembrane Steigerung der Protonen (über einen Protonentransport-Mechanismus mit Hilfe veränderter Ionenkonzentrationen innerhalb und außerhalb einer Membran) erzeugen.
Alle Prozesse der Substrat- und Energieverwertung stehen direkt oder indirekt mit der ATP- Synthese in Verbindung (CHUDY 2001). Das ATP/ADP-System ist für die Verteilung der freien Energie zwischen energieliefernden und energieverbrauchenden Reaktionen in Zellen verantwortlich.
2.4.1 Energiegewinnende Reaktionen
Bei allen biochemischen Reaktionen werden bestimmte Bindungen gelöst und neue aufgebaut. Die energiegewinnenden Reaktionen im Pansenstoffwechsel sind hauptsächlich der Abbau der Kohlenhydraten und Eiweiß. Weitere Energiegewinnung resultiert aus der Methanogenese und Acetogenese.
2.4.1.1 Kohlenhydratstoffwechsel
Die höchste ATP-Ausbeute aus Kohlenhydraten der anaerob lebenden Pansenmikro- organismen beträgt nur 5 – 10 % der ATP Ausbeute (s. Kap. 2.2) des intermedären aeroben Stoffwechsel (BERGNER 1991). Der Glucoseabbau bietet am meisten ATP im Pansen- stoffwechsel. Die flüchtigen Fettsäuren als Endprodukte des Kohlenhydratstoffwechsel dienen als weitere ATP-gewinnende Reaktionen.
2.4.1.2 Glycolyse
Glucose gehört zu den Hexosen und ist in den meisten Kohlenhydratverbindungen enthalten (LEHNINGER et al. 1994). Sie kann von den meisten Pansenbakterien verwertet werden. Die Umsetzung von Glucose zu Pyruvat erfolgt vorwiegend über den Embden-Meyerhof-Parnas- Weg (EMP-Weg), kann aber auch alternativ von einigen Bakterien über die direkte Glucose- Oxidation (Entner-Doudoroff-Prinzip) laufen (näheres s. ODENKIRCHEN 1992 und MAURUSCHAT 1996).
Der EMP-Weg ist der allgemeine Pfad im Hexosestoffwechsel (GOTTSCHALK 1986). Seine Nutzung im Pansen ist vorteilhaft für dessen Bakterien, weil sie ATP maximal ausbeuten können (RUSSELL u. WALLACE 1997). Die anaeroben glycolytischen Prozesse ermöglichen neben der Energiegewinnung eine Stoffwechselkette von höheren zu niederen Kohlenhydratverbindungen (BERGNER 1996). Nach BERGNER (1991) ist ein ATP-Gewinn aus Glucose ohne Anwesenheit von Sauerstoff nur in geringem Umfang bis zur Stufe des Pyruvat im Rahmen der Glycolyse möglich (s. Übers. 2.4).
Übers. 2.4: Glycolyseweg (Embden-Meyerhof-Parnas-Weg; nach BERGNER 1996)
Die glycolytischen Reaktionschritte von Glucose bis zu Glycerinsäure-1,3-diphosphat (Übers.
2.4) liefern noch keinen Energiegewinn. Sie benötigen im Gegenteil sogar 2 mol ATP zur Phosphorylierung der Hexose (BERGNER 1996). Im Gegensatz dazu ermöglichen die Reaktionen von Glycerinsäure-1,3-diphosphat bis zu Pyruvat, die so genannten Oxidation–
Reduktion-Schritte, 4 mol ATP und 2 mol NADH pro mol Hexose. Die ersten 2 ATP- Moleküle werden bei Umwandlung von Glycerinsäure-1,3-diphosphat zu Glycerinsäure-3- phosphat gewonnen, die nächsten ATP-Moleküle bei Umwandlung von Phosphoenolpyruvat zu Pyruvat. Während der Bildung von Glycerinsäure-1,3-diphosphat werden 2 Moleküle NAD+zu NADH reduziert (Übers. 2.4). Die ATP-Ausbeute durch den EMP-Weg ist generell 2 mol. Anders bei Propionibacterium schermanni wo Phosphofructokinase von Pyrophosphat-6-Phosphofructokinase ersetzt wird (O’BRIEN et al. 1975). Dieses Enzym benutzt Pyrophosphat als Phosphoryl-Donor und verbraucht kein ATP. Damit verbraucht P.
schermanni ein ATP weniger als sonst üblich. Viele Autoren nehmen an, daß der EMP-Weg der primäre Weg des Hexosestoffwechsels im Pansen ist (MOUNTFORT u. ROBERTON 1978; MILLER u. WOLIN 1979).
Glucose
Dihydroxyacetonphosphat Glycerinaldehyd-3-phosphat
Glycerinsäure-1,3-diphosphat
Glycerinsäure-3-phosphat
Phosphoenolpyruvat
Pyruvat
NAD+ NADH2
ADP ATP
ADP ATP
2.4.1.3 Pentosestoffwechsel
Hemicellulose enthält verschiedene Mengen an Pentose. Die Pentosefermentation kann durch Transketolase- und Transaldolase-Reaktionen im Pentosezyklus oder in der phosphoro- lytischen Spaltung (Phosphoketolase-Weg) stattfinden (RUSSELL u. WALLACE 1997). Die Bedeutung des Pentosephosphatzyklus für den Gesamtstoffwechsel besteht in der Bildung von intermedärem Pentosephosphat und NADPH2. NADPH2 ist eine wichtige Quelle für die Versorgung reduktiv verlaufender Stoffwechselprozesse.
3-Pentosephosphat wird in 2-Hexosephosphat und Triosephosphat durch Transketolase- und Transaldolase-Reaktionen im Pentosezyklus umgewandelt und in den Embden-Meyerhof- Parnas-Weg eingeschleust (CZERKAWSKI 1986). Die ATP-Ausbeute im Pentosezyklus ist größer als im Phosphoketolase-Weg. WALLNOFER et al. (1966) berichteten, daß Xylan zu 75 % im Pentosezyklus und nur 25 % im Phosphoketolase-Weg fermentiert wird.
2.4.1.4 Flüchtige Fettsäurenbildung
Die flüchtigen Fettsäuren sind meist Endprodukte des Kohlenhydratabbaus. Während der Abbauprozesse entstehen ATP und Reduktionsmittel z.B. H2 und NADH, welche für die Synthesen im mikrobiellen Protein- und Fettstoffwechsel sowie bei der Methanbildung benötigt werden (CZERKAWSKI 1986; VAN SOEST 1994)
2.4.1.4.1 Pyruvatstoffwechsel
Pyruvat ist ein zentrales Zwischenprodukt der Pansenfermentation und wird im EMP-Weg gebildet (BERGNER 1991; RUSSELL u. WALLACE 1997). Die Umwandlung von Glucose in Pyruvat und dessen weiterer Abbau zu flüchtigen Fettsäuren ist mit der Freisetzung von Reduktionsenergie in Form von Co-Faktoren verbunden. Die Nutzung dieser Reduktions- energie hängt vom gesamten Pansenstoffwechsel ab. Die wichtigsten Einflüsse sind thermodynamische Faktoren, Zusammensetzung der Bakterienpopulation und Futter- zusammensetzung sowie Art der produzierten flüchtigen Fettsäuren.
Lactatbildung ist ein Beispiel für die NADH-Reoxidation. Viele ruminale Bakterien können in Reinkulturen Lactat produzieren, jedoch ist die Lactatkonzentration im Pansen mit < 1 mmol (COUNOTTE et al. 1983; MACKIE et al. 1984) sehr niedrig. Veillonella alcalescens, M. elsdenii und S. ruminantium können Lactat weiter zur sekundären Fermentation nutzen.
Der Umsatz des Lactats im Pansen ist normalerweise gering (MACKIE et al. 1984). Weitere Informationen über die Lactat-Verwertung im Pansen sind der Dissertation von JANSON (2001) zu entnehmen. Die ruminalen Bakterien fügen sich in die Fermentationsvorgänge ein, wo die Oxidation von NADH ermöglicht wird und dabei die Hauptprodukte flüchtige Fettsäuren, Kohlendioxid und Methan entstehen. WOLIN (1979) gab folgende Stöchiometrie für die Hexosefermentation bekannt (alle Angaben in mol):
57,5 C6H12O6 65 Acetat + 20 Propionat + 15 Butyrat + 35 CH4+ 60 CO2+ 25 H2O Allerdings ändern sich die Produktverhältnisse mit dem aufgenommenen Futter. Der Propionatanteil ist größer, wenn Konzentrat-Diäten (Kraftfutter, Getreide) gefüttert werden.
Pyruvat wird von NAD-verketteter Pyruvatdehydrogenase zu Acetyl-CoA in aerober Umgebung umgewandelt. Wenn E. coli in anaerober Umgebung wachsen, wird Pyruvat von Pyruvat-Format-Lyase oxidiert (RUSSELL u. WALLACE 1997). Acetyl-CoA aus der Oxidation des Pyruvat wird zu Acetat durch eine reversible Phosphotransacetylase-Reaktion verändert (s. Kap. 2.4.1.4.2). Diese konserviert die freie Energie in Form von Acetylphosphat.
Acetylphosphat wird von Acetatkinase (s. Tab. 2.4) metabolisiert und weiteres ATP durch Substratkettenphosphorylierung gewonnen (s. Kap. 2.3.2 und Übers. 2.1).
Tab. 2.4: ATP-Umsatz (mol) beim Abbau von 1 mol Hexose via EMP-Weg (modifiziert nach RUSSELL u. WALLACE 1997)
Finalprodukte Enzyme
Lactat Acetat Propionat Butyrat Ethanol Valeriat
Glukokinase -1 -1 -1 -1 -1 -1
Phosphofructokinase -1 -1 -1 -1 -1 -1
Glyceratkinase 2 2 2 2 2 2
Pyruvatkinase 2 2 2 2 2 2
Acetatkinase - 2 - - - -
Fumaratreduktase - - 2 - - -
Butyratkinase - - - 1 - -
Totaler ATP-Gewinn 2 4 4 3 2 2
2.4.1.4.2 Acetatbildung
Acetat wird aus Pyruvat nach 2 Reaktionsschemata gebildet, wobei der 2.Weg auch im Säugetierorganismus vorkommt. Der mikrobielle Stoffwechsel bevorzugt den Pyruvat- Formiatlyase-Weg (s. Übers. 2.5). Hier werden Formiat und Acetyl-CoA freigesetzt. Das Formiat wird in einer weiteren Stufe zu Methan abgebaut (HUNGATE 1966). Der 2. Weg ist der Pyruvat-Ferridoxin-Oxireduktase-Weg. Hier wird Pyruvat zu Acetyl-CoA, CO2 und Ferridoxin reduziert. Letzeres wird dann unter Freisetzung von H2umgewandelt.
Übers. 2.5: Acetatbildung (s. ZIPORI 1989)
Nach GIESECKE (1973) verfügen die meisten Pansenbakterien über das phosphoroklastische System des Coli –Typs, das Pyruvat zu Acetylphosphat und Formiat führt.
Acetylphosphat Acetat
ADP ATP
Übers. 2.6: ATP-Gewinn der Acetatbildung (BERGNER 1996) P PYRUVAT
Formiat CO2+ H2
Acetyl-CoA Acetyl-CoA
Acetylphosphat
ACETAT ADP
ATP
+ +
Diese Wege des ATP-Gewinns bei der Acetatbildung aus Pyruvat bzw. Acetyl-CoA ist für die ATP-Bereitstellung zu Zwecken der Propionat- und Butyratbildung sowie der mikrobiellen Proteinsynthese von außerordentlich großer Bedeutung.
Aus der Acetatbildung aus 1 mol Hexose resultiert insgesamt ein Gewinn von 4 mol ATP (2 mol ATP aus der Glycolyse und 2 mol ATP aus der Reaktion von Pyruvat zu Acetat;
BERGNER 1996).
2.4.1.4.3 Propionatbildung
Der ATP-Gewinn bei der Propionatbildung entspricht nur 5 % der maximal möglichen ATP- Ausbeute aus Hexose beim Abbau in Gegenwart von Sauerstoff (BERGNER 1991). Die Propionatbildung stellt aus energetischer Sicht einen wichtigen Sparmechanismus des Pansen- stoffwechsels dar, in dem Pyruvat nach folgender allgemeiner Reaktion als Wasserstoff- akzeptor dient (Übers. 2.7).
2H2 H2O
Pyruvat Propionat
Übers. 2.7: Umwandlung des Pyruvats zu Propionat (BERGNER 1996)
Die Propionatbildung erfolgt auf zwei verschiedenen „Wegen“. BALDWIN (1965) konnte die Unterschiede zwischen beiden durch 14C –Markierungsstudien feststellen. Wenn Pyruvat über den Random-Weg (auch Succinat-Weg genannt, BERGNER 1996) metabolisiert wird, erfolgt die Markierung in der 2. und 3. Position des Propionats. Im Gegensatz dazu ist die Markierung nur in der 2. Position des Propionat zu finden, wenn Pyruvat durch den direkten Reduktiv-Acryl-CoA-Weg (auch Acrylweg genannt, BERGNER 1996) metabolisiert wird (Übers. 2.8).
Übers. 2.8: Propionatbildung nach BERGNER (1996)
Propionatbildung via Succinat-Weg verläuft entweder durch (1) Carboxilation des Pyruvat bzw. Phosphoenolpyruvat zu Oxalacetat oder durch (2) Reduktivcarboxilation des Pyruvat direkt zu Malat (RUSSELL u. WALLACE 1997). Die Energetik des Succinat-Wegs war am Anfang nicht bekannt, da keine ATP-Bildung in der Umwandlung von Pyruvat bzw.
Phosphoenolpyruvat zu Propionat festgestellt wurde. Sogar die Carboxilation und Succinyl- CoA-Bildung verursachen möglicherweise einen ATP-Verlust (RUSSELL u. WALLACE 1997). Die Oxalacetat-Synthese kann durch Biotin-abhängige Transcarboxilation-Reaktionen beschleunigt werden, wobei die Energie der Succinyl-CoA-Decarboxilation gespeichert wird.
Lactyl-CoA
H2O NADH NAD
FADH2
FAD
Vit. B12-abhängig H2O
HS-CoA
Lactat Pyruvat Oxalacetat
Propionat Acryl-CoA
Propionyl-CoA
Malat
Fumarat
Succinat
Succinyl-CoA
Methylmalonyl-CoA Propionyl-CoA
HS-CoA H2O
H2O
NADH NAD+
NAD NADH
Acrylweg Succinat-Weg
Biotin-CO2
Biotin
Biotin Biotin-CO2
HS-CoA H2O
Propionatbildung
Propionat
Propionat
Die Hydrierung der Propionyl-CoA-Ester führt nicht zur ATP-Bildung durch Kinase, sondern die freie Energie wird bei der CoA-Transferase (Succinyl-CoA-Synthese) gespeichert (RUSSELL u. WALLACE 1997). Die Entdeckung von (1) Cytochrom in P. ruminicola (WHITE et al. 1962), (2) des Hemin-Bedarfs der Bacteriodes spp. für die Cytochrom- Synthese (CALDWELL et al. 1965) sowie (3) des Hemin-Einflusses auf das Wachstum und die Succinatbildung haben den Zusammenhang mit der ATP-Bildung bewiesen (MACY et al.
1975). KROGER und WINKLER (1981) zeigten, daß Fumarat-Reduktase von Wolinella succinogenes ATP und ähnliche Energiesubstanzen erzeugen kann.
Im Acrylweg wird Pyruvat (bzw. Lactat) zu CoA-Ester, was danach durch Flavoproteine reduziert wird, umgewandelt (BALDWIN 1965; BROCKMAN u. WOOD 1975). S.
ruminantium benutzt den Succinat-Weg (PAYNTER u. ELSDEN 1970) und M. elsdenii den Acrylatweg (LADD u. WALKER 1965), um Propionat zu produzieren. Bei Fütterung von Rauhfutterrationen ist der Acrylatweg unbedeutend, dagegen steigt er bei konzentratreichen Rationen deutlich an (bis maximal 30 % der Propionatsynthese, BERGNER 1996). Im Gegensatz zur Acetat- und Butyratbildung kann bei Propionatbildung eine zusätzliche ATP- Bildung aus der umgesetzten Hexose nicht erwartet werden, da die freie Energie des CoA- Ester bevorzugt für die Kohlenstoff-Kohlenstoff-Bindung (C-C) als Phosphatester und zur ATP-Bildung benutzt wird (RUSSELL u. WALLACE 1997).
2.4.1.4.4 Butyratbildung
Butyrat mit ca. 10 % Anteil an allen flüchtigen Fettsäuren ist die dritte bedeutsame Fettsäure (CZERKAWSKI 1986). Butyrivibrio fibrisolvens ist der wichtigste ruminale Butyratbildner (RUSSEL u. WALLACE 1997). Die Butyratbildung verläuft im Pansen energetisch günstiger als die Acetatbildung, da H2ebenfalls nach folgender Gleichung verbraucht wird.
Butyrat Acetat
2H2 H2O
Übers. 2.9: Butyratbildung aus Acetat
Übers. 2.10: Butyratbildung
Acetylphosphat und Acetyl-CoA stehen in der Pansenflüssigkeit in einem Gleichgewicht.
Weiterhin kann freies Acetat innerhalb eines Kreislaufs mit Hilfe des HS-CoA aus der Butyratbildung in Acetyl-CoA überführt werden. Wenn 2 mol Acetylphosphat zur Butyratbildung verfügbar sind, kann 1 mol Acetylphosphat in der Gleichgewichtsreaktion in Acetyl-CoA übergehen. Das zweite mol Acetylphosphat dient dem ATP-Gewinn.
Jedes mol Butyrat (von Pyruvat zu Butyrat) erzeugt einen Gewinn von 1 mol ATP. Durch Umwandlung von Butyrat in Acetat kann ATP für den Energiehaushalt der Mikroorganismen gewonnen werden (BERGNER 1996).
Acetylphosphat
Acetyl-CoA
Acetacetyl-CoA
-Hydroxybutyryl-CoA
Crotonyl-CoA
Butyryl-CoA
Butyrat
Acetyl-CoA
Acetylphosphat
Acetat
NADH NAD+
H2O
H2O
HS-CoA
ATP
NADH NAD+
2.4.1.5 Schlußfolgerung des ATP-Gewinns aus dem Kohlenhydratabbau
Da im Pansen alle 3 flüchtigen Fettsäuren (Acetat, Propionat, Butyrat) von Mikroorganismen gebildet werden, ist ihr relatives Verhältnis zueinander für den ATP-Gewinn von Bedeutung.
In Tab. 2.5 wird ein Überblick für den ATP-Gewinn bei unterschiedlichen molaren Verhältnissen der 3 Fettsäuren gegeben, wobei mit 5 mol % Isosäuren aus dem Proteinabbau bei einer durchschnittlichen Ration gerechnet wird.
Tab. 2.6: Kalkulation der ATP-Ausbeute beim ruminalen Hexose-Umsatz (BERGNER 1991)
Charakteristik der Ration I II III
Molares FlFS-Verhältnis A: P: B: 50: 30: 15 67: 15: 12 72: 13: 10
mol Hexose 55 53 52,5
mol ATP aus Glycolyse 110 106 105
mol ATP aus Acetatbildung 50 67 72
mol ATP aus Butyratbildung 15 12 10
ATP insgesamt 175 185 187
ATP/ mol Hexose 3,18 3,49 3,56
ATP/ 17,5 MJ (= 1 kg Stärke bzw.
Kohlenhydrat = 6,2 mol Hexose) 19,7 21,6 22,1
ATP-Anteil aus Glycolyse in % 63 57 56
A: P: B = Acetat P = Propionat B = Butyrat I = Mastration (viel Kraftfutter)
II = Milchkuhration (mittlere Kraftfuttergabe) III = Milchkuhration (rohfaserreich)
2.4.1.6 Proteinstoffwechsel und Energiehaushalt
Der größte Anteil des Futterproteins (bis zu 70 %, WALLACE 1996) wird durch die Aktivität der mikrobiellen Proteasen im Pansen gespalten (näheres s. HÖLTERSHINKEN 1990) und weiter über Peptide und Aminosäuren zu Ammoniak metabolisiert. Die Aminosäuren im Pansen können auch direkt in die mikrobielle Proteinsynthese eingeschleust werden (WALLACE et. al. 1997).
2.4.1.6.1 Energetik des Proteinumsatzes im Pansen
Infolge der hohen Proteolyserate von leichtlöslichen Proteinen im Pansen und der mikrobiellen Neusynthese entstehen beträchtliche energetische Verluste (BERGNER 1996).
Nach BARKER (1981) ist jedoch ein Aminosäurenabbau bei anaerob lebenden Bakterien- arten eine notwendige Voraussetzung, um letztendlich zusätzliche Energie gewinnen zu können. Der Abbau einer Aminosäure ist im allgemeinen an den Abbau einer 2. Aminosäure gekoppelt, wobei die eine oxidativ und die zweite reduktiv verstoffwechselt wird (BERGNER 1996).
2.4.1.6.2 Aminosäurenabbau
Die Fermentation von Aminosäuren zu Ammoniak, CO2 und kurzkettigen Fettsäuren ist ein wichtiger Schritt bei der Metabolisierung von Protein in anaeroben Standorten, z. B. in maritimen und Süßwasser-Sedimenten oder im Darm (BUCKEL 1991). Es ist nur mit etwa einem Prozent freier Aminosäuren (0,08 – 1,6 mg / 100 ml) von allen ruminalen Aminosäuren zu rechnen (HARMEYER 1971). Entweder werden sie zu Ammoniak abgebaut oder durch die Pansenwand absorbiert und an Mikroorganismen oder Futterpartikel gebunden bzw. in die Mikroorganismen inkorporiert (näheres s. BRÖCKER 1996). Beim Abbau der Aminosäuren entstehen nach der Desaminierung C-Gerüste, die über die in Tab 2.6 angegebenen Stufen in die Pyruvatbildung und dann in die flüchtige Fettsäuren-Synthese einmünden. Die Amino- säuren führen überwiegend bei ihrem Abbau über Pyruvat zu flüchtigen Fettsäuren und einige zu verzweigtkettigen Fettsäuren (s. Tab. 2.6).
Tab. 2.6: Aminosäurenabbau und deren Produkte im Pansen (BERGNER 1996) Glycin zu Pyruvat und weiter zu Acetat
Alanin zu Pyruvat weiter zu Acetat
Serin nach Desaminierung zu Pyruvat weiter zu Acetat
Cystein über L-Cystein zu Pyruvat weiter zu Acetat und Butyrat Prolin über D-Prolin zu Valeriansäure
Glutaminsäure über -Ketoglutarat in Pyruvat, weiter zu Acetat und Butyrat Asparaginsäure über Oxalacetat zu Pyruvat, weiter zu Succinat dann zu Propionat
Threonin über Aminoacetoacetat zu Lactat und dann zu Propionat oder Glycin zu Pyruvat und weiter zu Acetat
Valin zu Isobuttersäure Leucin zu Isovaleriansäure Isoleucin zu 2-Methylbutyrat
Lysin über Glutaminsäure weiter zu Acetat und Butyrat
Arginin über Ornithin in Gegenwart von Prolin zu Acetat und Alanin, Alanin weiter über Pyruvat zu Acetat
Histidin über Glutaminsäure zu Pyruvat weiter zu Acetat Methionin zu Methylsulfid
Phenylalanin zu Phenylessigsäure und Phenylpropionsäure
Tyrosin zu Tyramin, p-Hydroxyphenylessigsäure und p-Hydroxyphenylpropionsäure Tryptophan zu Indol, Skatol, Indolessigsäure, Indolpropionsäure
2.4.1.6.3 Energiegewinnung im Aminosäurenabbau
Ein Energiegewinn im Aminosäurenabbau ist durch Umwandlung zu flüchtigen Fettsäuren möglich. HARWOOD u. CANALE-PAROLA (1981) berichteten über ein marines Spirochetum, das ATP in der Fermentation von verzweigtkettigen Aminosäuren erzeugen kann (Übers. 2.11). Dieser Abbauweg kann den Aminosäurenabbau in ruminalen Bakterien (z. B. M. elsdenii undP. ruminicola) erklären (HARWOOD u. CANALE-PAROLA 1981).
Übers. 2.11: Entstehung von ATP in der Fermentation verzweigtkettiger Aminosäuren in Spirocheten (HARWOOD u. CANALE-PAROLA 1981)
Zusätzlich werden zu dieser ATP-Ausbeute (Übers. 2.11) die differierenden ATP-Mengen aus Acetat und Butyratbildung hinzugerechnet (BERGNER 1996). Neben der Desaminierung bestehen weitere Fermentationswege, die in der Regel Redoxreaktionen sind, wobei die Aminosäuren sowohl als Elektronenakzeptoren als auch als Elektronendonatoren dienen. Die zusätzliche ATP-Ausbeute gelingt durch folgende Abbauwege der Aminosäuren (BUCKEL 1991):
1. Reduktive Spaltung der -C-N-Bindung (Glycin und Prolin)
2. Eliminierung von Ammoniak zur -, -ungesättigten Säuren (Aspartat und Histidin)
3. Coenzym B12 –abhängige Kohlenstoff-Umlagerung zur -Aminosäure (Glutamat) 4. Verschiebung der Aminogruppe von der - in die -Stellung (Lysin)
5. Austausch der Aminogruppe durch eine Hydroxylgruppe mit anschließender Dehydratisierung (Abbauweg der meisten Aminosäuren).
2.4.1.6.4 Berechnung der Energieausbeute bei Abbau und Synthese der Aminosäuren Eine Berechnung der Energieausbeute beim Abbau der Aminosäuren bis zu den entsprechenden Fettsäuren ist im Pansenstoffwechsel nicht möglich, weil die C-Gerüste nicht nur katabolisiert sondern auch wieder zur Aminosäurensynthese verwendet werden können (BERGNER 1996). Wenn eine aerobe Energiegewinnung und eine ATP-Bereitstellung für die Synthese nicht möglich sind, kann man andererseits davon ausgehen, daß die obligatorisch anfallende ATP-Menge aus dem Substratabbau zu den Prozessen der mikrobiellen Proteinsynthese genutzt werden. Die Ausbeute von 2 mol ATP pro mol Hexose wird bis zur
L-Leucin L-Isoleucin L-Valin
Isovaleryl-P 2-Methylbutyryl-P 2-Isobutyryl-P
Isovaleriansäure 2-Methylbutyrinsäure Isobuttersäure ADP
ATP
ADP ATP ADP
ATP
Stufe des Pyruvats erbracht (s. Kap. 2.4.1.1). Berechnet man den weiteren ATP-Gewinn aus der Acetatbildung (2 mol ATP / mol Hexose) und aus der Butyratbildung (1 mol ATP/ mol Hexose), so resultieren 20 bis 22 mol ATP / kg Hexose (17,5 MJ), wobei 56 – 63 % der Glycolyse (bis zur Stufe des Pyruvats) entstammen. Nur diese sichere ATP-Ausbeute soll nachfolgend (2 mol ATP / mol Hexose) für die nutzbare Eiweißproduktion berücksichtigt werden (BERGNER 1991, 1996). Tab. 2.7 zeigt die Gesamtberechnung der mikrobiellen Eiweißsynthese aus dem ATP-Anfall der Glycolyse.
Tab. 2.7: Theoretische Möglichkeit der mikrobiellen Eiweißsynthese aus dem ATP- Anfall der Glycolyse (BERGNER 1996)
A 8 mol ATP / mol Aminosäureeinbau
B 1000 g Mikrobenprotein enthalten 9,2 mol Peptidbindungen
C 1000 g Mikrobenprotein benötigen 74 mol ATP für den Einbau von 9,2 mol Aminosäuren in 1 kg Protein
D Pro mol ATP können 13,5 g Eiweiß synthetisiert werden
E Pro mol Hexose (= 162 g) resultieren 2 mol ATP für die mikrobielle Eiweißsynthese F 1000 g Mikrobenprotein benötigen 37 mol Hexosen (= 6 kg Kohlenhydrat)
(6,2 mol Hexosen sind 1 kg Kohlenhydrate)
G 100 g fermentierbare Kohlenhydrate (100 g Hexosen) ermöglichen 17 g Eiweißsynthese (= 30 g bakterielle Zellsubstanz)
H 17 g Eiweißsynthese benötigen nach C 1,258 mol ATP I 100 g Hexosen liefern nach E 1,24 mol ATP
J Exakt können nach H und I aus 100 g Hexosen 16,7 g Eiweiß gebildet werden K 100 g bakterielle Zellsubstanz-TS benötigen nach G und I = 12,3 mol ATP
L Pro mol ATP können 13,5 g Eiweiß bzw. 23,8 g Zellsubstanz (Trockensubtanz) gebildet werden
2.4.1.7 Methanogenese
2.4.1.7.1 Bedeutung der Methanogenese
Aus der Fermentation von Glucose im Pansen resultiert die exzessive, reduzierende Kraft (z.B. H+, NADH+). Deren größter Teil wird von methanogenen Bakterien genutzt, um aus Kohlendioxid Methan zu produzieren (CZERKAWSKI 1986).
2.4.1.7.2 Methanbildung
Die Mikroorganismen im Pansen können Wasserstoff nutzen und damit Energie für das Wachstum erzeugen. Die Umsetzung von Substraten zu Methan erfolgt durch das komplexe symbiotische System von drei Mikroorganismengruppen (Übers. 2.12).
Übers. 2.12: Methanproduktion aus VAN SOEST 1994
Die primäre Fermentation bildet aus Kohlenhydraten flüchtige Fettsäuren und die sekundäre Fermentation verändert Propionat, Butyrat, und langkettige Fettsäuren zu Acetat und CO2. Methanbildner konvertierten flüchtige Fettsäuren zu CO2 und Wasser. CO2 kann von aller methanogenen Organismen zu Methan reduziert werden, jedoch nicht alle Bakterien können Methan zu Acetat degradieren (VAN SOEST 1994).
Methanogene Bakterien Fermentative Bakterien
Protein / Kohlenhydrat
Fettsäuren Propionat Butyrat
andere Produkte
Acetat CO2, H2
(Formiat)
CH4
CO2
Acetogene Bakterien
Fermentative Bakterien
2.4.1.7.3 Energiegewinnung aus Methanbildung
Ein Großteil des Wasserstoffs wird bei normaler Pansenfermentation in der Methanbildung umgesetzt. Die freie Energie der gesamten Reaktion zur Methanbildung unter thermodynamischem Aspekt ist negativ (- 32,4 kcal oder - 132 kJ). Eine exergonische Reaktion besorgt die notwendige Energie für die ATP-Entstehung (DANIELS et. al. 1984);
ATP kann auch durch einen chemiosmotischen Mechanismus produziert werden (RUSSEL u.
WALLACE 1997). Der letzte Schritt der Umwandlung von CO2 zu Methan wird unter Coenzym-M (2-Mercapthoethanesulfinatsäure) als Methylgruppen-Akzeptor geführt. Die Reduktion von Methyl-Conenzym-M ist meist ein exergonischer Schritt der Umwandlung des CO2zu Methan. In diesem Schritt kann eine protonenmotorische Kraft (freie Energie während des Protonentransports) erzeugt werden, wodurch die ATP-Synthese angetrieben wird (BLAUT et. al. 1990). Die freie Energie ( F) von - 134 kJ (- 133 kJ; DANIELS 1984) pro mol Methan bedeutet ein Energieäquivalent von 3 mol ATP/mol Methan (CZERKAWSKI 1986). Aus Methanbildung und Änderung der freien Energie aus CO2(Übers. 2.13) wird klar, daß hauptsächlich in den letzten zwei Schritten der Energiegewinn (- 46 bzw. - 109 kJ) in der Methanbildung entsteht.
Übers. 2.13: Änderung der freien Energie während der Methanbildung (CZERKAWSKI 1986)
Die Hydrogenase ist prädestiniert, als eine Protonenpumpe zu arbeiten, an der die chemi- osmotische Energiegewinnung in Form von ATP-Entstehung ablaufen kann (DANIELS et al.
1984; näheres s. TIADEN 2000).
CO2 HCOOH HCOH CH3OH CH4
H2 H2 H20 H2 H2 H2O
+29 -8 -46 -109
Übers. 2.14: Schema der Methanbildung
2.4.1.7.4 Methanogenese als Quelle von Energieverlusten
In anaerober Umgebung wird die Energie für das mikrobielle Wachstum u.a. aus der Substrat- Oxidation (Substratkettenphosphorylierung) gewonnen (s. Kap. 2.3.2 u. Übers. 2.1). Dies beinhaltet einen Elektronen- und Protonentransfer auf Akzeptoren, die häufig aus dem Substrat stammen (z.B. Pyruvat, CO2). So entstehen Fettsäuren und Methan. Ein Großteil des H2 aus Nährstoffabbau-Reaktionen wird im normalen Stoffwechsel in der Methanbildung umgesetzt.
Der erhebliche Restenergiegehalt im Methan kann nur durch Oxidation gewonnen werden.
Dies geschieht bei der chemischen Verbrennung und im Stoffwechsel einiger Bakterien, aber nicht im Pansen oder im tierischen Gewebe. Deshalb wurde der Methanogenese als Quelle erheblicher Energieverluste für Wiederkäuer viel Aufmerksamkeit gewidmet (DEMEYER u.
VAN NEVEL 1975). Der Verlust wird auf 3 bis 10 % verdauter Nährstoffe geschätzt (BEEVER 1993).
CO2 Acetat Methanol
Methyl-CoM
Methan
2.4.1.8 Acetogenese
Acetogene (acetatbildende Mikroorganismen) konkurrieren eventuell mit Methanogenen (methanbildende Mikroorganismen) um CO2 und H2, die weiter zu Acetat umgebaut werden können (WOOD 1991). Acetat entsteht im Pansen als eines der häufigsten Produkte. Es befindet sich an vielen verschiedenen Stellen des Stoffwechsels. Die Bildung des Acetat aus H2 und CO2 ist eine alternative Wasserstoffsammlung, welche im Verdauungstrakt vieler Wirbeltiere und Invertebraten vorkommt. Während der Methanbildung wird CO2 zu Acetat reduziert, allerdings ist die H2/ CO2-Acetogenese im Pansen nur von geringfügiger Bedeutung (PRINS u. LANKHORST 1977), weil die Schwelle des H2/ CO2-Acetogens 100 fach höher ist als die von Methanogenen (BREZNAK u. KANE 1990). RUSSEL u. WALLACE (1997) beschrieben die Acetogenese als eine mögliche Alternative zur Methanogenese, wobei der Energieverlust durch die Methanproduktion vermindert wird.
2.4.2 Energieverbrauchende Reaktionen
Die nutritive Energie wird meist für das Wachstum der Mikroorganismen genutzt. Ein Teil der aufgenommenen Energie steht für verschiedene weitere Aufgaben zur Verfügung: z. B.
Nährstofftransport, Erhaltungsenergie für Mikroorganismen. Andere Mechanismen gelten als Energieverlust-Reaktionen, wie z. B. die Biohydrogenierung von Fettsäuren die Wasserstoff- moleküle als Reduktionsmittel nutzt oder die Methanproduktion. Im folgenden Kapitel werden die oben genannten energieverbrauchenden Reaktionen beschrieben.
2.4.2.1 Nährstofftransport
Futter wird durch extrazelluläre Enzyme in kleinere und einfachere Moleküle abgebaut und von Pansenmikroorganismen weiter transportiert. Im Vergleich zur intrazellulären Konzentration sind die extrazellulären Konzentrationen von Nährstoffen eher gering, da ein Transport in die Zelle stattfindet. Transporte gegen Konzentrationsgradienten benötigen Energie in Form von ATP (RUSSELL u. WALLACE 1997). In Protozoen ist die Situation anders, da die Futterpartikel vor der Verdauung inkorporiert werden (näheres s. HÖHLING 2000). Es gibt drei Hauptkategorien der Membrantransport-Systeme in Bakterien (HENGGE u. BOOS 1983). Das erste ist der Ionengradienten-Aktivtransport (Differenz der Ladungs- konzentration innerhalb und außerhalb einer Membran). Das bekannteste Beispiel ist die Lac- Permease in E. coli. Zusammen mit Protonen und anderen Kationen werden gelöste
Substanzen in der Zelle transportiert (s. Übers. 2.15 oberer Abschnitt). Die Antriebsenergie für diese Transportart ist ein Derivat der Protonenmotorischen Kraft oder ein elektro- chemischer Gradient.
Glucose Glucose
Glucose
ATP ADP
Glucose-6-P Fructose-6-P
Fructose-1,6-P
2 Triose P
2 Phosphoglycerate
2 Phosphoenolpyruvate
2 Pyruvate
EIIIP HPr EIP EIII HPrP EI
Fermentation products
2 ADP PK
2 ATP
AT GK or HK
ATP ADP+Pi
H+ H+
ATP ADP
2 ADP 2 ATP
ENOLASE NaF
EII
PGK PFK
Out In
Übers. 2.15: Membrantransport von Glucose: Phosphoenolpyruvat-abhängiges Phosphotransferase-System (PTS) oder Protonmotive-Force Active Transport (AT) (RUSSEL u. WALLACE 1997)
Der zweite Weg ist das „Shock-Senitive-System“. Hier müssen die Substrate vor dem Transport an ein spezifisches perplasmatisches Bindungsprotein mit Hilfe des ATP gebunden werden. Beispiele sind die Translocation von Arabinose, Galactose, Maltose in E. coli (HENGGE u. BOOS 1983). Mit beiden Transportsystemen gelangen die Substrate ohne Modifizierung durch die Membran in die Zelle.
Im Gegensatz dazu werden im dritten Transportsystem „Gruppentranslocation“ die Substrate während des Transports chemisch modifiziert (POSTMA u. LENGELER 1985). Das Phosphoenolpyruvat-Phosphotransferase-System (PTS) ist ein Gruppentranslocations- Mechanismus. Aus Übers. 2.15 (unterer Abschnitt) wird Phosphoenolpyruvat zu Pyruvat umgewandelt und dabei Phosphat für Enzym I (EI) abgegeben. Phosphat wird weiter in Histidin-haltige Proteine (HPr) und in manchen Fälle in ein weiteres Protein (Enzym III; ZIII) transferiert. Diese Phosphorylierungsketten führen zu Enzym II (ZII; Substrat-spezifische Protein in der Zellmembran)[m1]. Es konvertiert Zucker zu Zuckerphosphat während des Transports durch die Zellmembran (RUSSEL et al. 1990). In diesem Fall kann die absorbierte Hexose direkt in die Glycolyse gelangen, ohne eine Phosphorylierung wie in anderen Transportsystemen. S. bovis, S. ruminantium und M. elsdenii besitzen PTS für den Glucosetransport. Jedoch konnte in P. ruminicola, Fribrobacter succinogenes oder Butyrivibrio fibrisolvens keine PTS-Aktivität festgestellt werden (MARTIN u. RUSSELL 1986).
2.4.2.2 Fettstoffwechsel
Die Fettsäuren sind kein Energiesubstrat für ruminale Mikroorganismen (HARFOOT 1978).
Das Futterfett für Wiederkäuer besteht überwiegend aus vielfach ungesättigten Fettsäuren, während den Pansen hauptsächlich gesättigte Fettsäuren verlassen (HOBSON u. WALLACE 1982), die durch die mikrobielle Biohydrogenierung entstehen (HARFOOT u.
HAZLEWOOD 1997; näheres s. JASPER 2000).
2.4.2.2.1 Biohydrogenierung
Die Hydrierung im Pansen geschieht über die Abgabe von Reduktionsmitteln z. B. NADH, FADH (LENNARZ 1966). Der Anteil der Biohydrogenierung von Fettsäuren ist im Vergleich zum Anteil der Methanogenese am Wasserstoffstoffwechsel gering. Bei letzterer werden ebenfalls Reduktionsmittel verbraucht. Da sie in millimolaren Konzentrationen vorkommen, stellen sie kaum eine Konkurrenz für die Methanogenese dar (HARFOOT u. HAZLEWOOD 1997). Die alternative Rolle der Biohydrogenierung ist die „Entgiftung“ von Fettsäuren (KEMP u. LANDER 1984; KEMP et al. 1984; näheres s. JASPER 2000).
2.4.2.3 Wachstum ruminaler Bakterien
Das Wachstum ruminaler Bakterien ist ungewöhnlich hoch im Vergleich zu anderen zucker- fermentierenden anaeroben Bakterien. Zum Beispiel hat E. coli die anaerobe Wachstumsrate (Ygluc) von 26 g/mol Glucose (STOUTHAMER 1969) während die aerobe Wachstumsrate Ygluc 83 g/mol (SHILOACH u. BAUER 1975) beträgt. Im Gegensatz zu E. coli ist die anaerobe Wachstumsrate von S. ruminantium und S. bovis mit 29 - 100 g/mol Glucose annähernd so hoch wie bei aeroben Mikroorganismen. Für diese hohe Wachstumsrate ist nicht nur die Substratkettenphosphorylierung (SLP) verantwortlich. DAWSON et al. (1979) untersuchten die Mitwirkung der Elektronentransportketten-Phosphorylierung (ETP) und behaupten, daß die Bakterien mit hohen Wachstumsraten (z. B. Propionat- und Succinat- produzierende Bakterien) auch Elektronentransport-Träger besitzen. BAUCHOP und ELSDEN (1960) untersuchten das Wachstum verschiedener Bakterienarten und wiesen eine Beziehung zwischen Energie (ATP) und Zellmasseproduktion (YATP) nach. YATP bezeichnet den mikrobiellen Massenzugewinn in Gram pro mol ATP. In Tab. 2.8 sind die Kalkulationen von YATP für die ruminalen Mikroorganismen dargestellt.
Tab. 2.8: Wachstumskriterien der ruminalen Mikroorganismen (nach RUSSELL u.
WALLACE 1997) Organismen Energie- quelle
Yglua
g /mol
YATP
g / mol
Autoren
Glycerol 20 10 HOBSON u. SUMMERS (1967) Fructose 60 15 HOBSON u. SUMMERS (1967) A. lipolytica
Fructose 59 16b HANDERSON (1980) Glucose 66 17b HOWLETT et al. (1976) Glucose 88 15 DAWSON et al. (1979)
Glucose 82 21b RUSSEL u. BALDWIN (1979) Xylose 62 20b TURNER u. ROBERTON (1979) Arabinose 68 19b TURNER u. ROBERTON (1979) Glucose 36 16b TURNER u. ROBERTON (1979) Glucose 46 20b HENDERSON (1980)
P. ruminicola
Glucose 95 c RUSSEL (1983)
Tab. 2.8: Fortsetzung
Glucose 64 15 DAWSON et al. (1979) B. succinogenes
Glucose 42 c MAROUNEK u. WALLACE (1984)
Glucose 72 c RUSSEL u. BALDWIN (1979) Butyrivibrio
fibrisolvens Glucose 62 15 DAWSON et al. (1979)
Glucose 73 c RUSSEL u. BALDWIN (1979) Glucose 51 21b HENDERSON (1980)
M. elsdenii
Lactat 11 11b HENDERSON (1980)
R. albus Cellobiose 102 11 HUNGATE (1963)
Maltose 160 20 HOBSON u. SUMMERS (1967) Maltose 101 c JENKINSON u. WOODBINE (1979) Ruminobactor
amylophilus
Maltose 76 13b MAROUNEK u. WALLACE (1984) Cellobiose 92 16 PETTIPHER u. LATHAM (1979) Ruminococcus
flavefaciens Glucose 29 13b HOPGOOD u. WALKER (1967) Glucose 62 15b HOBSON u. SUMMERS (1972) Glucose 29 14 DAWSON et al. (1979)
Glucose 100 25b RUSSEL u. BALDWIN (1979) Glucose 49 16b HENDERSON (1980)
S. ruminantium
Glucose 30 19b MAROUNEK u. WALLACE (1984) Glucose 57 c RUSSEL u. BALDWIN (1979) Glucose 36 18 HAYASHI u. KOZAKI (1980) S. bovis
Glucose 25 13b MAROUNEK u. WALLACE (1984) Glucose 84 27b ISAACSON et al. (1975)
Mischbakterien in
vitro Hexose 95b 26b DEMEYER u. VAN NEVEL (1979)
Hexose 39d 11b HOBSON u. WALLACE (1982) Mischpopulation
in vivo
Hexose c 21 KENNEDY u. MILLIGAN (1978)
Mittelwert 63,5 16,8
aHöchstes gemessenes Wachstum
bKalkulation durch Autoren
cnicht ausreichende Information für eine Kalkulation
dMittelwert von 75 Kalkulationen
Aus Tab. 2.8 erkennbar, daß die durchschnittliche YATP (16,8 g/mol ATP, Mittelwert) im Vergleich zur theoretischen Summe (32 g/mol ATP; HESPELL u. BRYANT 1979) sehr gering ist, da Mikroorganismen ATP nicht nur für Wachstum, sondern auch für Erhaltungs- energie und nicht-produktive Aktivitäten verbrauchen.
2.4.2.4 Erhaltungsenergie und Energie ausschüttende Reaktionen (Energy-Spilling Reactions) im Pansen
Energie aus dem Pansenstoffwechsel wird nicht nur für die Vermehrung der Mikro- organismen, sondern auch für andere mikrobielle Aktivitäten z. B. Erhaltung der Zelle oder Enzymproduktionen genutzt. Die maximale theoretische ATP-Ausbeute ist 28 mol / kg der ruminal fermentierten Polysaccharide. Dieses ATP wird für den Zellaufbau genutzt und daraus resultieren mikrobielles Wachstum und Zellvermehrung. Möglicherweise wird ATP zur gleichen Zeit auch von anderen Konkurrenzspezies genutzt.
2.4.2.4.1 Erhaltungsenergie und Wachstum der Mikroorganismen
Erhaltungsenergie ist der minimale Energiebedarf für Bakterien. Wenn Energie knapp ist, wachsen Bakterien langsamer und nutzen große Teile der verfügbaren Energie für die Zellerhaltung (s. Tab. 2.9). ISSACSON et. al. (1975) berichteten, daß 10 bis 30 % der aufgenommenen Energie in gemischten Pansenbakterienkulturen für die Zellerhaltung genutzt werden.
TEMPEST und NEIJSSEL (1984) zeigten eine Beziehung zwischen der Abschätzung von Erhaltungsenergie und Wachstum der Mikroorganismen auf:
q =F/ YG+ m
q = Substratnutzungsrate
T = Wachstumsrate
YG = Maximum Wachstumsrate (s. Tab 2.8) m = Erhaltungsenergie (s. Tab. 2.9)
Nach dieser Formel wurde die Erhaltungsenergie für einzelne Spezies berechnet (Tab. 2.9).
Tab. 2.9: Erhaltungsenergie von Pansenbakterien Bakterienart Erhaltungsenergie
(mmol Glucose / g Bakterien / Stunde)
Autoren
S. ruminantium 0,12 RUSSELL u. BALDWIN 1979
B. fibrisolvens 0,27 RUSSELL u. BALDWIN 1979
S. bovis > 0,83 RUSSELL u. BALDWIN 1979
M. elsdenii > 0,83 RUSSELL u. BALDWIN 1979
P. ruminicola 0,28 RUSSELL 1983
P. ruminicola 0,26 ISAACSON et al. 1975
E. coli 0,39 MARR et al. 1962
Übers. 2.16: Zusammenhang zwischen ruminaler mikrobieller Fermentation des Futters und Energiegewinnung (RUSSELL u. WALLACE 1997)
Futter
Energiequelle C-Quelle
Fermentationsprodukte ATP
Energy
Spilling Wachstum
Wärme Erhaltungsenergie
2.4.2.4.2 Energy-Spilling Reaktionen
Es ist bekannt, daß Erhaltung und Wachstum nicht immer den bakteriellen Energieverbrauch erklären können (s. Übers. 2.16; RUSSELL u. WALLACE 1997). Das Wachstum verringert sich dramatisch bei knappem Nährstoffangebot. In dieser Umgebung ist der Erhaltungskoeffizient höher. NEIJSSEL und TEMPEST (1976) untersuchten das Wachstum von Klebsiella aerogenes (keine Pansenbakterie) in energiereicher kontinuierlicher Kultur.
Hiernach verbraucht K. aerogenes in energiereicher Umgebung zwar mehr Erhaltungsenergie, nutzt aber auch die restliche Energie effizienter.
Die Begriffe „Energy-Spilling“, „Überlaufstoffwechsel (Overflow metabolism)“, „Slip reaction“, „Uncoupling“ werden für die Erklärung dieser Phänomene (höherer Bedarf an Erhaltungsenergie) herangezogen (STOUTHAMER 1979). TEMPEST (1978) behauptete, daß der „Futile Enzyme Cycle“ für „Energy Spilling“ verantwortlich war. Viele Autoren untersuchten in verschiedenen Bakterienarten das Vorkommen von „ Energy Spilling“ (s. Tab 2.10).
Tab 2.10: Mögliche Energy-Spilling-Reaktionen im Pansen
Mögliches Vorkommen Autoren
ATP-Bedarf für die mikrobielle Synthese STOUTHAMER (1973) Der bakterielle Ammoniaktransport KLEINER (1985)
E. coli Transportsystem BAKKER et al. (1987)
Kalium Transport bei E. coli MULDER et al. (1986);
BUURMAN et al. (1991)
Futile Cycle* im NH4+Transport BARNES u. JAYAKUMAR (1993) Effekt von Aminosäuren auf die Wärmeproduktion
und Wachstumseffizienz RUSSELL (1993)
Auswirkung von Aminostickstoff auf Energy Spilling VAN KESSEL u. RUSSELL (1996) ruminale Bakterien und Exzesse von Kohlenhydraten RUSSELL (1998)
Energy-Spilling-Reaktionen in S. bovis BOND u. RUSSELL (1998)
* = Die Reaktionen verbrauchen ATP ohne Konzentrationsänderung der beteiligten Stoffe (nicht produktive Reaktionen)
2.5 Energetische Abhängigkeit und energetische Interaktionen von Pansenmikroorganismen
In Bakterienreinkulturen werden teilweise die Endprodukte der normalen Pansenfermentation nicht wiedergefunden. Das bedeutet nicht, daß die Fermentation in der Reinkultur anders verläuft als die Fermentation im Pansen, wohl aber, daß Unterschiede in den Interaktionen zwischen Mikroorganismen bestehen. Manche Bakterien benutzen die Endprodukte der anderen Bakterien als eigenes Substrat. So baut S. bovis die Stärke zu Maltose und M. elsdenii Maltose weiter zu Glucose und flüchtigen Fettsäuren ab (RUSSELL et. al. 1981). Derartige Interaktionen zwischen Pansenmikroorganismen sind in der Dissertation von FRANK (1998) ausführlich beschrieben.
2.5.1 Interaktion der Mikroorganismen im Kohlenhydratstoffwechsel
Der Kohlenhydratabbau ist die wichtigste Energiequelle für die ruminalen Mikroorganismen.
Die Glycolyse ist der Hauptprozeß für die ATP-Ausbeute. Bakterien wie P. ruminicola, S.
ruminantium, M. elsdenii,S. bovis produzieren flüchtige Fettsäuren aus Glucose bzw. Maltose und produzieren dabei ATP (näheres s. JANSON 2001). Einige Bakterien besitzen die Fähigkeit zum Stärkeabbau, so S. bovis, und können direkt ATP erzeugen. Andere Bakterien z. B. M. elsdenii können ATP aus Maltose bzw. Glucose aber nicht direkt aus Stärke herstellen. Damit benötigen letztere Bakterien die Hilfe von anderen Spezies die zuvor die Stärke zerlegen (Übers. 2.17).
Übers. 2.17: Interaktion zwischen M. elsdenii undS. bovis (nach RUSSELL et. al. 1981)
Stärke S. bovis
M. elsdenii und S. bovis
Maltose Glucose,
flüchtige Fettsäure
Allerdings haben Interaktionen zwischen Mikroorganismen nicht nur Positivwirkungen.
COTTA (1992) untersuchte Beziehungen zwischen amylolytischen Spezies (B. fibrisolvens, P. ruminicola,S. bovis) und einer nicht-stärkeabbauenden Art (S. ruminantium). Dabei zeigte sich, daß sich letztere in Kokultur mit S. bovis kaum entwickeln konnte, da S. bovis zu schnell wuchs und Stärke in zu kleine Bruchstücke zerlegte. Die Abbauprodukte der anderen beiden Amylolyten, Maltopentose und –hexose, konnten hingegen von S. ruminantium besser verarbeitet werden. Ein optimales Wachstum war in der Kokultur mit P. ruminicola zu beobachten (näheres s. FRANK 1998).
2.5.2 Interaktion der Bakterien im Proteinstoffwechsel
Unter energetischen Aspekten ist die ATP-Bereitstellung aus dem Kohlenhydratabbau zumeist für das Bakterienwachstum zuständig. ATP wird für die Proteinsynthese genutzt.
Die proteolytische Pansenaktivität ist eng mit der Zelle verknüpft. Eine nur geringfügige proteolytische Aktivität besteht in zellfreier Pansenflüssigkeit (NUGENT u. MANGAN 1981). Die Pansenmikroorganismen mit Ausnahme von cellulolytischen Bakterien besitzen Proteolyseaktivitäten B. amylophilus B. fibrisolvens, P. ruminicola und die proteolytischen Butyrivibrios sind die bedeutendsten Spezies im Pansen (HOBSON u. WALLACE 1982).
BRYANT und WOLIN (1975) zeigten, daß R. albus und P. ruminicola sich in Kokultur gegenseitig positiv beeinflussen. P. ruminicola ernährte sich von Cellulosebruchstücken, die zuvor R. albus abbaute. Umgekehrt lieferte P. ruminicola Kaseinabbauprodukte für die Ernährung von R. albus.
2.5.2.1 Interaktion der Pilze und Protozoen im Proteinstoffwechsel
Im Gegensatz zu den meisten Pansenbakterien und –pilzen können nur einige Protozoen Ammoniak als Ausgangsstoff für den eigenen Zellstoffwechsel (WOLIN 1979) verwerten.
Diese Pansenmikroorganismen konkurrieren nicht um Ammoniak, da Ammoniak ausreichend vorkommt (THEODOROU u. FRANCE 1993). Protozoen besitzen eine höhere proteolytische Aktivität als Bakterien. Diese Tatsache erklärt die niedrige Ammoniakkonzentration im Pansen und den hohen Futterproteinausfluß aus protozoenfreiem Panseninhalt (BIRD et al.
1990).
