Einfluss von Grassilagen mit auffällig niedrigen Reineiweißanteilen auf dem Kohlenhydratstoffwechsel im Pansensaft in vitro

(1)

Tierärztliche Hochschule Hannover

Einfluss von Grassilagen mit auffällig niedrigen Reineiweißanteilen auf den Kohlenhydratstoffwechsel

im Pansensaft in vitro

INAUGURAL-DISSERTATION

zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin - Doctor medicinae veterinariae -

( Dr. med. vet. )

vorgelegt von Lisbeth Lumpp

Hamburg

Hannover 2011

(2)

Wissenschaftliche Betreuung: 1. Univ.-Prof. Dr. H. Bollwein Klinik für Rinder

Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover

2. Dr. M. Höltershinken Klinik für Rinder

Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover

1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. H. Bollwein

2. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. G. Klein

Tag der mündlichen Prüfung: 23 August 2011

Gefördert durch die Tierseuchenkasse Niedersachsen

(3)

Meiner Mami und Artur in Liebe gewidmet,

sowie in Gedenken an Papi und Mummi

(4)

(5)

Inhaltsverzeichnis

1. Einleitung ... 1

2. Schrifttum ... 2

2.1 Direkte Enzymhemmstoffe ... 2

2.1.1 Stärkeabbau ... 4

2.1.2 Hemicellucoseabbau ... 7

2.1.3 Pectinabbau ... 18

2.1.4 Celluloseabbau ... 22

2.1.5 Pyruvatbildung ... 26

2.1.6 Fettsäurenbildung ... 35

2.1.6.1 Acetatbildungen ... 35

2.1.6.2 Propionatbildung ... 39

2.1.6.3 Butyratbildung ... 44

2.1.7 Galactoseabbau ... 47

2.1.8 Mannoseabbau ... 47

2.1.9 Trehaloseabbau ... 47

2.1.10 Melibioseabbau ... 47

2.1.11 Rhamnoseabbau ... 47

2.1.12 Zuckeralkoholabbau ... 47

2.2 Spezifische natürlich vorkommende Futtermittelinhaltsstoffe ... 50

2.2.1 Lignin / Phenole ... 50

2.2.2 Tannine ... 53

2.2.3 Suberin ... 54

2.2.4 Pflanzenalkaloiden ... 54

2.2.4.1 Saponine ... 54

2.2.4.2 Perlolin ... 54

2.2.5 Ätherische Öle ... 54

2.2.6 Kohlenhydrate ... 56

2.2.7 Spurenelemente ... 56

2.2.8 Diverse Pflanzen ... 57

2.3 Einfluss des Stickstoffstoffwechsels ... 58

2.4 Einfluss des ruminalen intermediären Wasserstoffs ... 58

2.5 Interaktionen zwischen den einzelnen Mikroorganismen des Pansens ... 60

2.5.1 Interaktionen zwischen Bakterien und Pilzen ... 60

2.5.2 Interaktionen zwischen Bakterien ... 61

(6)

2.5.3 Interaktionen zwischen Protozoen und Bakterien ... 62

2.5.4 Interaktionen zwischen Protozoen und Pilze ... 62

2.6 Zusammenfassung ... 63

3. Eigene Untersuchungen ... 65

3.1 Versuchsziel ... 65

3.2 Material und Methode ... 65

3.2.1 Das Langzeittinkubationssystem RUSITEC ... 65

3.2.1.1 Aufbau und Funktionsweise ... 65

3.2.1.2 Pufferzusammensetzung ... 66

3.2.1.3 Beladung des Systems ... 67

3.2.1.4 Ablauf eines Versuchstags ... 67

3.2.2 Futterkomponenten ... 68

3.2.2.1 Herkunft und Beschaffenheit des Heus ... 68

3.2.2.2 Herkunft und Beschaffenheit des Kraftfutters ... 69

3.2.2.3 Herkunft und Beschaffenheit der Kontrollsilagen ... 69

3.2.2.4 Herkunft und Beschaffenheit der Schadsilagen ... 70

3.2.3 Spendertier ... 71

3.2.3.1 Haltung und Fütterung des Spendertiers ... 71

3.3 Versuchsdurchführung / Versuchsphasen ... 71

3.4 Analytik ... 74

3.4.1 Volumetrische Bestimmung der Gasproduktion ... 76

3.4.2 Bestimmung der Gaszusammensetzung ... 76

3.4.3 Bestimmung des Überstandsvolumen ... 76

3.4.4 Bestimmung der flüchtigen Fettsäuren ... 76

3.4.5 Bestimmung der Cellulaseaktivität ... 78

3.5 MIR-Spektroskopie zur Untersuchung der Zusammensetzung des PS ... 81

3.5.1 Prinzip der Infrarot-Spektroskopie ... 82

3.5.2 Vorteile und Nachteile der Methode ... 83

3.5.3 Ziel der Messung ... 83

3.5.4 Probengewinnung und Aufbereitung ... 83

3.5.5 Eigene Messung ... 84

3.5.5.1 Vorbereitung ... 84

3.5.5.2 Ergebnisse ... 85

3.5.6 Abschließende Wertung ... 87

(7)

3.6 Datenerfassung und statistische Auswertung ... 88

4. Ergebnisse der eigenen Untersuchungen ... 89

4.1 Gasproduktion im Fermenter ... 90

4.2 Methankonzentration in den Gasen der Fermenter ... 93

4.3 Kohlendioxidkonzentration in den Gasen der Fermenter ... 96

4.4 Cellulaseaktivität im Fermenterinhalt ... 98

4.5 Essigsäure ... 101

4.5.1 Konzentration in den Fermentern ... 101

4.5.2 Essigsäureproduktion ... 103

4.6 Propionsäure ... 106

4.6.2 Propionsäureproduktion ... 108

4.7 n-Buttersäure ... 111

4.7.2 n-Buttersäureproduktion ... 113

4.8 i-Buttersäure ... 116

4.8.2 i-Buttersäureproduktion ... 118

4.9 n-Valeriansäure ... 121

4.9.2 n-Valeriansäureproduktion ... 123

4.10 i-Valeriansäure ... 126

4.10.2 i-Valeriansäureproduktion ... 128

4.11 Hexansäure ... 131

4.11.2 Hexansäureproduktion ... 133

4.12 Summe der flüchtigen Fettsäuren ... 135

4.12.2 Flüchtige-Fettsäuren-Produktion ... 137

4.13 Résumé ... 140

5. Diskussion ... 142

5.1 Intention der Arbeit ... 142

5.2 Kritische Betrachtung des Versuchsaufbaus ... 142

5.2.1 Das RUSITEC-System ... 142

5.2.2 Beurteilung des inokulierten Panseninhalts ... 144

(8)

5.2.3 Beurteilung der verwendeten Grassilagen ... 145

5.3 Verwendete Parameter ... 145

5.4 Statistik ... 145

5.5 Ergänzende Kontrollen ... 146

5.6 Auswirkung der Schadsilagen auf den Kohlenhydratstoffwechsel ... 147

5.6.1 Flüchtige Fettsäuren ... 147

5.6.1.1 Essig- u. Propionsäure ... 147

5.6.1.2 C4 – C6 flüchtige Fettsäuren ... 148

5.6.1.2.1 Megasphaera elsdenii ... 148

5.6.1.2.1.1 Stickstoffstoffwechsel ... 149

5.6.1.2.1.2 Kohlenhydratstoffwechsel ... 150

5.6.1.2.1.3 Lactatstoffwechsel ... 151

5.6.1.2.2 Eubacterium limosum ... 151

5.6.1.2.3 Eubacterium pyruvativorans ... 152

5.6.1.2.4 Einfluss von pansenoriginären Clostridien ... 152

5.6.1.2.5 Abschließende Wertung zu flFS ... 153

5.6.2 Cellulaseaktivität ... 153

5.6.3 Gasproduktion- und Zusammensetzung ... 154

5.6.4 Zusammenfassende Wirkung ... 155

6. Zusammenfassung ... 157

7. Summary ... 158

8. Schrifttumsverzeichnis ... 159

9. Anhang ... 200

9.1 Ergänzungen zum Schrifttum ... 200

9.2 Eichkurven der Cellulaseaktivität ... 202

9.4 Statistische Daten ... 204

9.3 Ergänzende Kontrollen ... 243

(9)

Abkürzungsverzeichnis Abb. Abbildung

ADP Adenosindiphosphat AMP Adenosinmonophosphat

AS Aminosäuren

ATP Adenosintriphosphat

ATR Attenuated Total Reflection

B. Bacillus

bzw. beziehungsweise

C. Clostridium

CoA Co-Enzym A CTP Cytidintriphosphat

DEAD Azodicarbonsäurediethylester, (Diethylazodicarboxylat (engl.) DEPC Diethyldicarbonat

DH Dehydrogenase

DTNB 5, 5-Dithio-bis-[2-nitrobenzoesäure]

DTNB 5,5‘-dithiobis (2-nitrobenzoat)

E. Escherichia

E.C. Enzyme Commission Number EDTA Ethylendiamintetraessigsäure

EGTA Ethylenglykol-bis(aminoethylether)-N,N'-tetraessigsäure

F Futtermittel

F. Fibrobacter

FAD Flavin-Adenin-Dinukleotid Ferm. Fermenter

FlFS flüchtige Fettsäuren Glyc. Glycolyse

GMP Guanosinmonophosphat GTP Guanosintriphosphat

Hem. Hemmung

IR Infrarotstrahlung

K Kontrollsilage

KF Kraftfutter

L. Lactobacillus

Lsg. Lösung

min. Minuten

MIR Mittlere Infrarotstrahlung n. a. nicht angegeben

NADP Nicotinamid-adenin-dinukleotid-phosphat NBC Natrium-Bikarbonat-Kotransporter

(10)

NBS N-Bromosuccimid NEM N-Ethylmaleimide NIR nahe Infrarotstrahlung p Differenzsignifikation PCB Parahydroxymercuribenzat PCMB p-Chloromercuribenzoat p-CMS 4-Chloromersuribenzoat PMB Phenylmagnesiumbromid PMSF Phenylmethylsulfonylfluorid

PS Pansensaft

R. Ruminococcus

RE Reineiweiß

RNA Ribonukleinsäure

Rp Rohprotein

S Schadsilage

S. Streptococcus

s Standartabweichung

s. a. siehe auch s. Abb. siehe Abbildung s. Kap. siehe Kapitel s. Tab. siehe Tabelle s. Tabb. siebe Tabellen

SDS Sodium Dodecyl Sulphate (engl.), Natriumlaurylsulfat

sek. Sekunden

Std. Stunden

Tab. Tabelle

TRIS Tris(hydroxymethyl)-aminomethan

TS Trockensubstanz

Überst. Überstand

uS Ursprungssubstanz UTP Uridintriphosphat

V. Veillonella

VK Variationskoeffizient

W Wassersubstraktion

w. zwischen

Mittelwert

(11)

1. Einleitung

Die Wirtschaftlichkeit der Rinderhaltung wird maßgeblich von der Grundfutterqualität und den Grundfutterkosten beeinflusst. In den letzten Jahrzehnten ist der Heueinsatz zu Gunsten von Gärfutter zurückgegangen, sodass Silagen in der Rinderfütterung ein nicht wegzudenken- der Bestandteil der Grundfutterration geworden ist. Die meisten Betriebe sind Selbsterzeuger der Gras- bzw. Maissilagen. Angesichts der hohen Kraftfutterpreise versuchen die Betriebe so hohe Leistungen wie möglich allein aus den Silagen zu erzielen. Für die Tiergesundheit darf jedoch nicht auf eine hohe Silagequalität verzichtet werden. In den letzten 20 Jahren wurden jedoch, vor allem im norddeutschen Raum, Grassilagen eingesetzt, die deutliche Veränderun- gen im prozentualen Reineiweißanteil am Rohprotein aufwiesen. In solchen Betrieben wurde von EICKEN (2005) ein Krankheitsbild mit folgender, unspezifischer Symptomatik beobach- tet: Abfall der Milchleistung, verminderte Futteraufnahme, vermehrtes Auftreten von Nach- geburtsverhaltung, Sterilität, erhöhte Zellzahlen in der Milch, Lahmheiten, Labmagenverlage- rung, erhöhte Anfälligkeit für bakterielle und virale Erkrankungen, starke Abmagerung, Fest- liegen (10 bis 12 Wochen nach der Kalbung), plötzliche Todesfälle und vermehrte Merzun- gen.

Für die Symptome Abmagerung und Milchleistungsdepression könnte ursächlich ein Ener- giemangel verantwortlich sein. Der Wiederkäuer bezieht bis zu 64 % seiner Energie aus dem Kohlenhydratstoffwechsel im Pansen in Form von dort gebildeten flüchtigen Fettsäuren, die über die Pansenwand resorbiert werden (SUTTON 1979). Möglicherweise verändern oder behindern Grassilagen mit erniedrigtem Reineiweißanteil die Bildung der flüchtigen Fettsäu- ren im Pansen und führen so zu einem Energiedefizit.

Ziel dieser Studie ist es zu untersuchen, ob Silagen mit einem Reineiweißanteil am Rohprote- in von unter 50 % den Kohlenhydratstoffwechsel im Pansen in vitro negativ beeinflussen.

Dazu wurden mit Hilfe eines Gaschromatographen die flüchtigen unverzweigten Fettsäuren (Essig-, Propion-, Butter- u. Valeriansäure) sowie die verzweigten Fettsäuren (i-Butter u.

i-Valeriansäure) gemessen. Zusätzlich wurde das gebildete Gas sowie die Cellulaseaktivität der verdauten Silagen untersucht.

(12)

2. Schrifttum

Im Pansenlabor der Klinik für Rinderkrankheiten der Stiftung Tierärztliche Hochschule Han- nover wurde im Laufe der letzten Jahre eine Reihe von Studien zum Pansenstoffwechsel mit Hilfe des RUSITEC-Systems angefertigt (u. a. SCHIRMER 1990; KRAKOW 1992; BEK- KER 1994; MAIWORM 1994; PLITT 1995; BRÖCKER 1996; MAURUSCHAT 1996;

ELIAS 1999; MITTROWANN 1999; RATHJENS 1999; HÖHLING 2000; JASPER 2000;

TIADEN 2000; WENDELKEN 2000; HÜBNER 2001; WULFF 2001; KRAUSE 2002;

MÜLLER-ÖZKAN 2002; CHAWANIT 2003; GAST 2010). Die Autoren griffen in der Aus- arbeitung des Schrifttums zu diesen Arbeiten jeweils spezielle Aspekte des ruminalen Stoff- wechsels auf.

Zeitgleich mit der vorliegenden Arbeit werden im Pansenlabor Dissertationen angefertigt, deren Literaturteil die Vorgänge während der Grassilagensilierung (GAST 2010) und den Proteinstoffwechsel¹ im Pansen behandeln. JANSON untersuchte bereits 2001 die Auswir- kungen von Nähr- bzw. Förderstoffen auf das Wachstum von Pansenbakterien. Von Antibio- tika ausgehende Einflüsse können bei KRAMER 1993 nachgelesen werden. Im folgenden Schrifttum werden die Effekte wachstumshemmender Stoffe auf den Kohlenhydratstoffwech- sel von Pansenbakterien beschrieben. Dabei wird als erstes auf direkte Hemmstoffe (Substan- zen, die sich direkt ans Enzym anlagern oder direkt in den enzymatischen Ablauf eingreifen) eingegangen, die bei den einzelnen Enzymen des Kohlenhydratstoffwechsels nachgewiesen worden sind. In einem zweiten Schritt werden natürliche Substanzen angesprochen, die durch ihr Vorkommen in Futtermitteln den Kohlenhydratstoffwechsel beeinträchtigen.

2.1 Direkte Enzymhemmstoffe

Der Pansen ist ein großes anaerobes ökologisches System, welches dem Wiederkäuer ermög- licht, Kohlenhydrate der Pflanzenzellwände und den aus nicht Proteinen stammenden Stick- stoff effizient zur vollständigen oder teilweisen Deckung seines Energiebedarfs heranzuzie- hen. Diese zwei Eigenschaften ermöglichen es dem Wiederkäuer, Nährstoffe zu nutzen, die andere domestizierte Säugetiere (u. a. Monogastrier) wenig oder gar nicht verwenden können (HOBSON 1997).

Hauptsächliche Energiequelle für den Wiederkäuer sind Kohlenhydrate, wie z. B. Cellulose, Pectin, Stärke und Glucose (s. Tab. 2.1). Diese werden aus den aufgenommenen Pflanzen- zellwänden herausgelöst. Pflanzliche Zellwände bestehen aus Cellulosefasern, die in einer Matrix mit anderen unterschiedlich stark lignifizierten Polysacchariden (Hemicellulose und Pectin) eingelagert sind (MCNEIL et al. 1984).

Cellulose ist das am weitesten verbreitete Polysaccharid in Pflanzen. Obwohl es sich um ein lineares Polymer aus Glucosemolekülen handelt, werden verschiedene Enzymaktivitäten (s. Tab. 2.5) benötigt, um es zu hydrolisieren und vollständig abzubauen. Die Matrix der Po-

1 laut persönlicher Mitteilung von Frau N. GRESNER, Hannover den 12 April 2010

(13)

lysaccharide variiert in Inhalt, Struktur und Aufbau. Xylanketten sind mit Arabinose und Ace- tyl- oder Methylglucuronsäure substituiert, sodass mehrere verschiedene Enzymprozesse (s. Tab. 2.3; Tab. 2.10) nötig sind, um Xylan in seine monomerischen Komponenten zu zerle- gen. Zusätzlich zu Cellulose, Xylan und Pectinen, können Hemicellulosen wie Arabino- galactan und Xyloglucan (s. Tab. 2.3) mit Proteinen verbunden sein. Demzufolge müssen die Pansenmikroorganismen zum Pflanzenzellwandabbau eine große Anzahl von Enzymen ein- setzen, die sich hinsichtlich Substratspezifität, Wirkungsmechanismen und zu spaltenden Zielverbindungen unterscheiden (ODENKIRCHEN 1992).

Die Mikroorganismen und damit auch die für den Kohlenhydratstoffwechsel verantwortlichen Enzyme können durch viele Hemmstoffe in ihrer Arbeit beeinträchtigt werden.

Tab. 2.1: Kohlenhydrate, die von Pansenbakterien zu flüchtigen Fettsäuren hydrolisiert bzw. fermentiert werden; modifiziert nach JANSON 2001; ↓: wird abgebaut zu

hydro- lisiert

Cellulose

↓

Stärke

↓

Hemi- cellulose

↓

Pectin

↓ Cello-

biose

↘

Maltose, Malto- dextrine

↘

Xylobiose fermen- ↙

tiert

Galacturon- säure

↙

Zucker- alkohole

↓

Salicin

↙ Glucose, Fructose, Galactose, Mannose,

Rhamnose



^FlFS ^Aeskulin



Trehalose, Melibiose, Saccharose, Lactose, Raffinose

 Glycogen

↖

Amygdalin

Die für den Kohlenhydratstoffwechsel erforderlichen Enzyme wurden nach ihren Substraten in Tabellen sortiert. Zuerst werden Enzyme, die die großen Moleküle in Mono- bzw. Disac- charide abbauen (s. Tabb. 2.4 – 2.5) aufgeführt.

Die entstandenen Mono- bzw. Disaccharide müssen, bevor sie in flüchtige Fettsäuren umgewandelt werden, zu Pyruvat abgebaut werden. Pyruvat ist der Mittelpunkt der Kohlenhyd- ratstoffwechsels, weshalb die zu seiner Bildung nötigen Enzyme gesondert aufgelistet werden (s. Tab. 2.6). Daran anschließend sind die zur flüchtigen Fettsäurenbildung erforderlichen Enzyme beschrieben (s. Tabb. 2.7 – 2.9).

Hauptwege des Kohlenhydratstoffwechsels sind der Pentosephosphatweg (z. B. für den Xylo- se- und Arabinoseabbau) und die Glycolyse. Auch die hierzu erforderlichen Enzyme müssen beachtet werden (s. Tab. 2.10). Da jedoch viele Enzyme der Glycolyse bei der Pyruvat- und Fettsäurenbildung (s. Tabb. 2.6 – 2.9) bereits erwähnt wurden, sind in der Tabelle (s. Tab. 2.11) nur die noch nicht angesprochenen Glycolyseenzyme aufgeführt.

Schließlich werden die Enzyme erwähnt, die beim Abbau weiterer Mono- und Disaccharide sowie von Zuckeralkoholen im Pansen benötigt werden (s. Tabb. 2.12 – 2.21).

Zu jedem Enzym werden Hemmstoffe genannt, deren Wirksamkeit für Pansenmikroorganis- men nachgewiesen wurde. Die Tabellen 2.2 bis 2.21 gliedern sich wie folgt:

(14)

- das im Kohlenhydratstoffwechsel wirkende Enzym mit der jeweiligen E.C. Num- mer (Enzyme Commission Number)

- der Mikroorganismus, in dem das Enzym untersucht wurde - die Stoffe, die als Hemmstoffe nachgewiesen worden sind

- die Hemmdosis mit ihrer Hemmwirkung (Angabe in Prozent der Hemmung) und die dafür eingesetzte Dosis.

Die Artenvielfalt der Mikroorganismen im Pansen ist sehr hoch und ständig werden neue Spezies entdeckt. Es ist deshalb unmöglich eine vollständige Aufstellung aller Mikroorganis- men zu erstellen, weshalb sich im Anhang eine Tabelle, mit den in dieser Arbeit erfassten Mikroorganismen, befindet (s. Tab. 9.1).

2.1.1 Stärkeabbau

Stärke setzt sich aus Amylose und Amylopectin zusammen. Beim Stärkeabbau (s. Abb. 2.1) wird diese über Maltose, Maltodextrine oder direkt zu Glucose umgewandelt. Die genauen Mechanismen der dafür verantwortlichen Enzyme sind bei ODENKIRCHEN (1992) nachzu- lesen. Die Enzyme des Stärkeabbaus mit den bekannten direkt hemmenden Stoffen sind in der Tabelle (s. Tab. 2.3) zusammengefasst.

Maltose, Maltodextrine Glucose

Stärke Pyruvat FlFS Glucose

Abb. 2.1: Abbauschritte der Stärke im Pansen, modifiziert nach JANSON 2001

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Tab. 2.2: Hemmungsmöglichkeiten für Stärkeabbauenzyme Stärke-

abbauenzyme E.C. Mikro-

organismus Hemmstoffe Hemmdosis Autoren

α-Amylase

3.2.1.1 C. butyricum

Hg²⁺ 100 % ≥ 2 mM

TANAKA et al. 1987

Fe²⁺ 9,5 % ≥ 2 mM

Zn²⁺ 16,5 % ≥ 2 mM

Mn²⁺ 27,5 % ≥ 2 mM

Cu²⁺ 29,3 % ≥ 2 mM

Mg²⁺ 39,3 % ≥ 2 mM

PCMB 43,7 % ≥ 2 mM

3.2.1.1 Bacillus li- cheniformis

Ag⁺; Al³⁺; Cu²⁺; Ni²⁺; Zn²⁺; Hg²⁺

≥ 0,5 mM

KRISHNAN u.

CHANDRA 1983;

KHAJEH u. NEMAT- GORGANI 2001 Cd²⁺; Co²⁺; Mn²⁺; Fe²⁺ ≥ 4 mM

EDTA > 90°C

Dodecyltrimethyl- Ammoniumbromid

20 % ≥ 2,5 mM

SDS 20 % ≥ 2,5 mM

Laurylsulfobetain 20 % ≥ 2,5 mM

Iodessigsäure ≥ 100 mM

β-Amylase 3.2.1.2 ---

γ-Amylase;

1,4-α-Glucosidase 3.2.1.3 Bacillus sp. Cu²⁺; Hg²⁺; K⁺ Ca²⁺

≥ 10 mM

60 % ≥ 10 mM GILL u. KAUR 2004

Stärkehydrolase 2.4.1.1 ---

Maltosephosphorylase 2.4.1.8 ---

(16)

Tab. 2.2: Fortsetzung

Pullanase 3.2.1.41 Bacillus sp.

Cu²⁺ 54 (35*) % ≥ 1 mM NAKAMURA et al.

1975;

KIM et al. 1993;

KUNEMNENI u.

SINGH 2006

Fe²⁺ 6 % ≥ 1 mM

Fe³⁺ 33 % ≥ 1 mM

Hg²⁺ 100 % ≥ 1 mM

Zn²⁺ 29 (96*) % ≥ 1 mM

N-Bromosuccinimid 96 % ≥ 10 mM

Glucoamylase 3.2.1.3 ---

Isoamylase 3.2.1.68 Bacillus sp. Hg²⁺

N-Bromosuccinimid

52 % ≥ 1 mM

100 % ≥ 0,01 mM ARA et al. 1993

α-Glucosidase 3.2.1.20

Bacillus sp. Cu²⁺; Pb²⁺ 100 % ≥ 0,1 mM NAKAO et al. 1994 E. coli

EDTA; Iodessigsäure;

UO²⁺

≥ 5 mM

OLUSANYA u. OLU- TIOLA 1986

Cu²⁺; Hg²⁺ ≥ 10 mM

Glukokinase (Glyc.) 2.7.1.2 ---

Hexokinase (Glyc.) 2.7.1.1 ---

Phosphogluco-Mutase

(Glyc.) 5.4.2.2 ---

* Unterschiedliche Ergebnisse in zwei Literaturstellen

(17)

2.1.2 Hemicelluloseabbau

Neben der Cellulose kommen sowohl in der Primär- als auch in der Sekundärwand der Pflan- ze Heteropolymere vor, die man traditionsgemäß zwei Polysaccharidklassen zuordnet: Pectine und Hemicellulosen. Hemicellulosen sind kurzkettige und daher teilweise lösliche Polymere, die aus Xylosyl-, Glucosyl-, Galactosyl-, Arabinosyl- oder Mannosylresten aufgebaut sind. Je nach dominierendem Zucker spricht man von Xylanen, Galactanen oder von Arabinogalacta- nen, wenn beide Zucker am Polymeraufbau etwa in gleichem Maße beteiligt sind (MCNEIL et al. 1984).

Beim Hemicelluloseabbau (s. Abb. 2.2) entsteht Xylobiose, welche wiederum in Arabinose und Xylose gespalten wird. Dafür sind u. a. Enzyme wie Galactanase, Glucuronidase und Xy- lanase nötig (s. Abb. 2.3; ODENKIRCHEN 1992).

Abb. 2.2: Hemicelluloseabbau im Pansen; modifiziert nach JANSON 2001

Abb. 2.3: Angriffsstellen der hemicellulolytischen Enzyme mit Spaltung der glycosidi- schen Bindungen zwischen den Zuckerresten und der Esterbindungen zu den Acetylgruppen (CHESSON u. FORSBERG 1988); Ac: Acetylgruppe; Xyl: Xy- lopyranosyl-rest, Araf: Arabinofuranosyl-rest; MeGlcA: 4-O-methyl-glucu- ronosyl-rest

In Tabelle 2.3 sind die Enzyme des Hemicelluloseabbaus der Pansenflora und deren bekannte Hemmbarkeit aufgelistet.

1. Acetylesterase (E.C. 3.1.1.72)

2. α-L-arabinofuranosidase (E.C. 3.2.1.55) 3. α-Glucuronidase (E.C. 3.2.1.31)

4. endo-1,4-β-Xylanase (E.C. 3.2.1.8) 5. β-Xylosidase (E.C. 3.2.1.37)

Hemicellulose  Xylobiose  Arabinose + Xylose  Pyruvat  Flüchtige FS

(18)

Tab. 2.3: Hemmungsmöglichkeiten für Hemicelluloseabbauenzyme Hemicellulose-

Xylanase 3.2.1.8

Bacillus sp.

1,10-Phenanthrolin 30 % ≥ 6 mM

OKAZAKI et al. 1985;

AKIBA u. HORIKOSHI 1988;

MARQUES et al. 1998;

BATAILLON et al. 2000;

GALLARDO et al.

2004;

SAPRE et al.2005 2,4-Dinitro-Rhodanbenzol 100 % ≥ 10 mM

EDTA 25 % ≥ 5 mM

Mercuribenzoat 40 % ≥ 5 mM

NBC 99 % ≥ 10 mM

Hg²⁺; Pb²⁺ 100 % ≥ 4 mM Zn²⁺; Cu²⁺ 80 % ≥ 10 mM Cd²⁺; Co²⁺ 85 % ≥ 10 mM

Fe³⁺ 97 % ≥ 10 mM

Triton X-100 57 % ≥ 5 mM

Ag⁺ < 20 % ≥ 5 mM

Mg²⁺; Mn²⁺; Ca²⁺ < 20 % ≥ 10 mM R. flavefaciens

Ag⁺; Cu²⁺ 100 % ≥ 1 mM

GARCIA-CAMPAYO et al. 1993

Zn²⁺ 50 % ≥ 1 mM

Fe³⁺ 30 % ≥ 1 mM

(19)

Arabinase 3.2.1.99 Bacillus subtilis

Hg²⁺; Mn²⁺ 100 % ≥ 1 mM

YOSHIHARA u. KAJI 1983;

SAKAI u. SAKAMOTO 1990;

SAKAMOTO et al. 1997

Sn²⁺ 73 % ≥ 0,1 mM

NaNO₂ 88 % ≥ 1 mM

Cd²⁺; Pb²⁺ < 30 % ≥ 1 mM 2 Mercaptoethanol 14 % ≥ 1 mM o-Phenanthrolin 14 % ≥ 0,1 mM

p-CMS 18 % ≥ 0,1 mM

NaN₃ 14 % ≥ 1 mM

Fe2(SO4)3 41 % ≥ 1 mM

AgNO₃ 55 % ≥ 1 mM

β-1,3 exo-Glucanase 3.2.1.58 --- β-1,3 endo-Glucanase 3.2.1.39 ---

Mannanase 3.2.1.78

Bacillus sp. Ag⁺ NBC

> 90 % ≥ 1 mM

100 % ≥ 1 mM AKINO et al. 1988b

Bacillus subtilis

EDTA Ag⁺ Mn²⁺

Mg²⁺

Ni⁺ NBC

Natriumlaurylsulfat

62,7 % ≥ 1 mM 46,4 % ≥ 1 mM 78,2 % ≥ 1 mM 47 % ≥ 1 mM 39,9 % ≥ 1 mM 44,5 % ≥ 1 mM 96,8 % ≥ 1 mM

ZAKARIA et al. 1998;

JIANY et al. 2006;

LI et al. 2007

endo-1,4-β-Galactosidase 3.2.1.89 Bacillus subtilis Ag⁺; Fe³⁺; Hg²⁺

EDTA

50 % ≥ 6,7 mM 50 % ≥ 2 mM

EMI et al. 1971;

EMI u. YAMAMOTO 1972

(20)

Xylosidase 3.2.1.37 E. coli

β-D-Xylose competitive Hem.

SDS 95 % ≥ 50 mM BERNIER et al. 1987

Cu²⁺ 82 % ≥ 10 mM

EDTA 42 % ≥ 50 mM

α-L-Arabino-Furanosidase 3.2.1.55 ---

β-Glucosidase 3.2.1.21

Eubacterium sp.

2,4 Dinitro-Rhodanbenzol 100 % ≥ 0,2 mM

YANG et al. 1995

Zn²⁺ 10,4 % ≥ 1,0 mM

Nojirimycin-Bisulfit 47 % ≥ 2 µM 75 % ≥ 12 µM

Cu²⁺ 93,5 % ≥ 1,0 mM

80,9 % ≥ 0,1 mM p-CMS-Sulfonsäure 100 % ≥ 0,02 mM p-CMS-Säure 87,3 % ≥ 0,1 mM R. albus

Zn²⁺; Hg²⁺; Cu²⁺

Iodoacetoamid;

p-CMS-Säure

≥ 1 mM

starke Hem. ≥ 1 mM OHMIYA et al. 1985

α-Glucosaminidase 3.2.1.50 ---

(21)

β-Glucosaminidase 3.2.1.52 Bacillus sp.

Hg²⁺ 19 % ≥ 0,01 mM

97 % ≥ 2 mM

ORTIZ et al. 1972;

BERKELEY et al. 1973

Ag⁺ 30 % ≥ 0,01 mM

100 % ≥ 2 mM

Cd²⁺ 41 % ≥ 2 mM

59 % ≥ 10 mM

Co²⁺ 37 % ≥ 10 mM

Zn²⁺ 57 % ≥ 2 mM

78 % ≥ 10 mM

Mg²⁺ 7 % ≥ 10 mM

Ca²⁺ 8 % ≥ 10 mM

2-deoxy-2-acetamido-D- glucono-1,5-Lacton

Hem. ≥ 1 mM N-Acetyl-Glucosamin Hem. ≥ 1 µM NH4+

20 % ≥ 1 M

Harnstoff 19 % ≥ 4 M

Glucuronidase 3.2.1.31 Streptococcus sp.

4-Chloromercuri-phenyl- Sulfonsäure

Hem. ≥ 0,1 mM

PARK et al. 2005

Cu²⁺ > 90 % ab 1 mM

(22)

Glucuronidase 3.2.1.31 E. coli

Hg²⁺ 87 % ≥ 10^-4 mM

DOYLE et al. 1955;

KIM et al. 1995;

KIM u. JIN 2001

Cu²⁺; Ag⁺ 50 % ≥ 10^-2 mM

p-CMS 90 % ≥ 0,17 mM

Fe²⁺; Mg²⁺; Ni²⁺; Zn²⁺; Mn²⁺ 25-50 % ≥ 2 mM p-Nitrophenol 50 % ≥ 0,3 mM

D-Glucuronat 50 % ≥ 7,5 mM

Glycyrrhizin 50 % ≥ 0,08 mM

1,4-lacton-Saccharidsäure 50 % ≥ 0,09 mM

Silybin 50 % ≥ 1,0 mM

Tosyl-L-lysine-chloro- methyl-Keton

50 % ≥ 0,3 mM

NEM 50 % ≥ 0,09 mM

α-Mannosidase 3.2.1.24 ---

β-Mannosidase 3.2.1.25 Bacillus sp.

Ag⁺; Cd²⁺; Cu²⁺; Hg²⁺; Zn²⁺ 100 % ≥ 1 mM

AKINO et al. 1988a

Fe²⁺ 95 % ≥ 1 mM

Natrium-p-CMS 100 % ≥ 0,1 mM

NBC 100 % ≥ 1 mM

Natriumlaurylsulfat 100 % Hem. ≥ 1 % N-Dodeccyl-benzen-Sulfonat 100 % Hem. ≥ 1 %

(23)

α-Galactosidase 3.2.1.22 Bacillus sp.

Ag⁺; Hg²⁺ 100 % ≥ 10^-3 mM

AKIBA u. HORI- KOSHI 1976 Co²⁺; Cu²⁺; Pb²⁺; Zn²⁺ 100 % ≥ 1 mM

Ni²⁺ 70 % ≥ 1 mM

P-CMS 100 % ≥ 1 mM

NaN3 100 % ≥ 1 mM

Monoiodoacetat 100 % ≥ 1 mM

D-Xylose 50 % ≥ 10 mM

Laktose 30 % ≥ 10 mM

β-Galactosidase 3.2.1.23 E. coli

Ag⁺ Ca²⁺

Fe²⁺

Cu²⁺

Cd²⁺

CO₃^2- Cl^-

Zitronensäure EDTA

Ferulasäure

Natriumhypochlorit L-Ribose

Phenylethylthio-β-D- Galactopyranosid

50 – 150 mg/L 100 % ≥ 200 mg/L

≥ 100 mg/L

≥ 50 mg/L

100 % ≥ 50 mg/L

≥ 50 mg/L

≥ 100 mg/L

≥ 200 mg/L

≥ 50 mg/L

≥ 150 mg/L 50 % ≥ 5600 ppm competitive Hem.

competitive Hem.

WALLENFELS u.

MALHOTRA 1960;

WALLENFELS u.

WEIL 1972;

WUTER et al. 2007

(24)

β-Galactosidase 3.2.1.23 Bacillus sp.

Ag⁺; Hg²⁺

Cu²⁺

Zn²⁺

Ni²⁺

Co²⁺

Mn²⁺

Fe²⁺

D-Galactose D-Glucose Maltose Xylose Al³⁺

Cd²⁺

Cellobiose Fe²⁺

Mellibiose Pb²⁺

100 % ≥ 1 mM 90 % ≥ 1 mM 50 % ≥ 10 mM 74 % ≥ 1 mM*

60 % ≥ 1 mM 50 % ≥ 20 mM, 54 % ≥ 1 mM*

30 % ≥ 10 mM 70 % ≥ 10 mM 70 % ≥ 22 mM 40 % ≥ 10 mM*

60 % ≥ 10 mM**

30 % ≥ 10 mM 15 % ≥ 10 mM*

24 % ≥ 10 mM 30 % ≥ 10 mM 93 % ≥ 1 mM 94 % ≥ 1 mM 30 % ≥ 1 mM 20 % ≥ 1 mM 49 % ≥ 10 mM 100 % ≥ 0,1 mM

HORIKOSHI 1979;

IKURA u.

CHOI et al. 1995;

CHAKRABORTI et al.

2000

(25)

Bacillus macerans

Ag⁺ Cu²⁺

Hg²⁺

PCMB TRIS Iodoacetat D-Galactose

100 % ≥ 0,1 mM 100 % ≥ 1 mM 100 % ≥ 0,1 mM 100 % ≥ 0,1 mM 36 % ≥ 100 mM 96 % ≥ 100 mM 92 % ≥ 50 mM

MIYAZAKI 1988

β-Galactosidase 3.2.1.23

Bacillus circulans 0,58 % Trisaccharide und 0,18 % Tetrasaccharide

leichte Hem. NAKANISHI et al.

1983

Streptococcus sp.

EDTA Zn²⁺

Fe²⁺

Hg²⁺

Pb²⁺

80 % ≥ 1 mM 94 % ≥ 10 mM 90 % ≥ 10 mM 87 % ≥ 10 mM 65 % ≥ 10 mM

KIYOHARA et al. 1976

Galactosaminidase 3.2.1.53 Bacillus sp.

Cu²⁺; Fe²⁺; Zn²⁺ 100 % ≥ 10 mM

Harnstoff 70 % ≥ 2 M TANAKA u. OZAKI

1997 N-Acetyl-Galactosamin 50 % ≥ 10 mM

β-D-Fucosidase 3.2.1.38 ---

α-L-Fucosidase 3.2.1.51 ---

Esterase 3.1.1.1 E. coli

2-Mercaptoethanol Zn²⁺

Hg²⁺

Cu²⁺

Fe²⁺

DEPC

56 % ≥ 2 mM 75 % ≥ 1 mM 50 % ≥ 1 mM 14 % ≥ 1 mM 10 % ≥ 1 mM 100 % ≥ 5x10^-5mM

GOULLET et al. 1984;

SANISHVILI et al.

2003

(26)

Esterase 3.1.1.1 Bacillus subtilis

Ag²⁺ 90 % ≥ 2 mM

RIEFLER u. HIGERD 1976;

KAISER et al. 2006;

MAQBOOL et al. 2006

Fe³⁺ 14 % ≥ 2 mM

Hg²⁺ 97 % ≥ 2 mM

Mn²⁺ 69 % ≥ 2 mM

Zn²⁺ 97 % ≥ 1 mM

Mg²⁺ 27 % ≥ 2 mM

K⁺ 24 % ≥ 2 mM

SDS 90 % ≥ 0,1 % (w/v)

Esterase 3.1.1.1

Bacillus subtilis

PMSF 100 % ≥ 1 mM

RIEFLER u. HIGERD 1976;

KAISER et al. 2006;

MAQBOOL et al. 2006 Ag²⁺; Fe²⁺; Fe³⁺; Zn²⁺; Cu²⁺ > 70 % ≥ 1 mM*

Ascorbinsäure 60 % ≥ 1 mM

Methanol; Aceton 55 % ≥ 60 % (v/v) Ethanol; Propanol 100 % ≥ 60 % (v/v) Natriumlauryl-sulfat, Cetrimid starke Hem. ab 0,1 %

HgCl2 100 % ≥ 1 mM

50 % ≥ 0,1 mM

DEPC 97 % ≥ 1 mM

Eserin 93 % ≥ 10 mM

39 % ≥ 1 mM

Natriumfluorid 64 % ≥ 0,1 M

17 % ≥ 10 mM Bacillus circulans

Eserin; HgCl2; PMSF

100 % ≥ 1 mM

KADEMI et al. 2000

EDTA 16 % ≥ 1 mM

DEPC 7 % ≥ 1 mM

(27)

Acetylxylan-Esterase 3.1.1.72

Bacillus pumilus Fe²⁺; Zn²⁺; Cu²⁺ starke Hem. ≥ 10 mM

DEGRASSI et al. 1998 Ag⁺; Ca²⁺; Co²⁺; Mn²⁺ mäßige Hem. ≥ 10 mM

F. succinogenes

Co²⁺; Mn²⁺; Mg²⁺

Cu²⁺

Fe²⁺

Zn²⁺

Hem. ≥ 10 mM 50 % ≥ 1 mM 50 % ≥ 1 mM 50 % ≥ 1 mM

KAM et al. 2005

* Unterschiedliche Angaben in zwei Literaturstellen

** Unterschiedliche Angaben in drei Literaturstellen

w/v: Masse des gelösten Stoffes in Gramm pro 100 ml endgültige Lösung v/v: Beschreibt das Volumen des Lösungsstoffes in ml pro 100 ml

(28)

2.1.3 Pectinabbau

Pectine sind im wesentlichen Polygalacturonsäuren mit wechselnden Anteilen von D-Galactosyl-, L-Arabinosyl- oder L-Rhamnosylresten (s. Abb. 2.4). Bevor Pectin in die Gly- colyse einläuft und somit zu flüchtigen Fettsäuren umgewandelt wird, muss es über Pectin- säure in Galacturonsäure umgewandelt werden (s. Abb. 2.5). Die dafür benötigten Enzyme sind in der Tabelle 2.4 dargestellt. Auch hier sind bei Pansenbakterien Hemmungsmechanis- men nachgewiesen worden.

Abb. 2.4: Pectinstruktur: Galacturonsäure-Monomere sind über α-1,4-Bindungen mit- einander verknüpft (NORDBY et al. 2003)

Abb. 2.5: Pectinabbau im Pansen; modifiziert nach JANSON 2001

Pectin  Pectinsäure  Galacturonsäure  Pyruvat  Flüchtige FS

(29)

Tab. 2.4: Hemmungsmöglichkeiten für Pectinabbauenzyme Pectinabbauenzyme E.C. Mikro-

organimus Hemmstoffe Hemmdosis Autoren

Pectinesterase 3.1.1.11 ---

Endopoly-Galacturonase 3.2.1.15 Bacillus sp.

NaCl 100 % ≥ 300 mM

HORIKOSHI 1972

PCMB 100 % ≥ 100 mM

Harnstoff 100 % ≥ 8 M

EDTA 100 % ≥ 10 mM

Exopoly-

Galacturonase I 3.2.1.67 Bacillus sp.

Cu²⁺; Ni²⁺; Pb²⁺; Zn²⁺ 40-50 % ≥ 0,5 mM

KOBAYASHI et al.

2001

EDTA 10 % ≥ 10 mM

Hydroxynitro-Benzoat 15 % ≥ 5 mM 100 % ≥ 20 mM

NBS 67 % ≥ 0,5 mM

p-CMS 29 % ≥ 0,5 mM

Fe²⁺; Fe³⁺; Sr²⁺; Co²⁺; Al³⁺ 10-20 % ≥ 0,5 mM Hg²⁺; Ba²⁺; Mn²⁺ 10-20 % ≥ 0,5 mM Exopoly-Galacturonase II 3.2.1.82 ---

Endo-Pectatlyase 4.2.2.2 Bacillus sp.

Fe³⁺ 100 % ≥ 5 mM

KOBAYASHI u. HA- TADA 1999;

KOBAYASHI u.

HOIKE 1999; SO- RIANO et al. 2000;

TAKAYO et al. 2000

Zn²⁺ 27 % ≥ 5 mM

Hg²⁺ 24 % ≥ 5 mM

2,3-Butanedion 50 % ≥ 2 mM

2,4,6-Trinitro-benzene-Sulfonat 73 % ≥ 1 mM

NBS 32 (60*) % ≥ 0,1 mM

Ag⁺; Ba²⁺ starke Hem. ≥ 1 mM

Cd²⁺; Cu²⁺; Mn²⁺ mäßige Hem. ≥ 1 mM

EDTA 100 % ≥ 2 mM

Sn²⁺ 64 % ≥ 1 mM

(30)

Endo-Pectatlyase 4.2.2.2 Bacillus sp.

Mg²⁺ 58 % ≥ 1 mM KOBAYASHI u.

HATADA 1999;

KOBAYASHI u.

HOIKE 1999;

SORIANO et al. 2000;

TAKAYO et al. 2000

Co²⁺ 12 % ≥ 1 mM

2-Hydroxy-5-nitrophenyl- Bromid

95 % ≥ 5 mM

Endo-Pectatlyase 4.2.2.2

Bacillus ma- cerans

Ba²⁺ 48 % ≥ 1 mM MIYAZAKI 1991;

MOROZOVA et al.

2006

Zn²⁺ 89 % ≥ 1 mM

EDTA 100 % ≥ 1 mM

Bacillus subti- lis

Ag⁺ 50 % ≥ 1 mM

NASSER et al. 1990, 1993;

SAKAMOTO et al.

1994;

MARGESIN et al.

2005

Ba²⁺ 80 % ≥ 1 mM

Cd²⁺ 28 % ≥ 1 mM

Co²⁺ 68 % ≥ 1 mM

Cu²⁺ 61 % ≥ 0,1 mM

Fe²⁺ 85 % ≥ 1 mM

Hg²⁺ 88 % ≥ 0,1 mM

Mn²⁺ 22 % ≥ 0,1 mM

91 % ≥ 1 mM

Ni²⁺ 44 % ≥ 1 mM

Zn²⁺ 38 % ≥ 0,1 mM

94 % ≥ 1 mM

EDTA 12 % ≥ 1 mM

Exo-Pectatlyase 4.2.2.9 ---

(31)

Endo-Pectinlyase 4.2.2.10 Bacillus sp

Co²⁺ 27 % ≥ 1 mM

JONG-CHONG et al.

1998

Cu²⁺ 97 % ≥ 1 mM

Fe²⁺ 20 % ≥ 1 mM

Hg²⁺ 93 % ≥ 1 mM

Mn²⁺ 23 % ≥ 1 mM

Zn²⁺ 44 % ≥ 1 mM

H₂O₂ 29 % ≥ 5 mM

DEPC 99 % ≥ 5 mM

PMSF 96 % ≥ 5 mM

Oligogalacturonid-Lyase 4.2.2.6 ---

Inulinase 3.2.1.7 ---

Levanase 3.2.1.64 ---

Invertase 3.2.1.26 C. perfringens

Fructose 32 % ≥ 50 mM **

ISHIMOTO u.

NAKAMURA 1997 Anilin; Diethylanilin; Toluidin;

Xylidin

50 – 60 % ≥ 0,01 mM

Hg²⁺ 97 % ≥ 0,1 mM

Ag⁺ 93 % ≥ 0,1 mM

Cu²⁺ 80 % ≥ 0,1 mM

PCMB 100 % ≥ 1 mM

TRIS 50 % ≥ 25 mM

Sucrose-Phosphorylase 2.4.1.7 ---

Fructokinase 2.7.1.4 B. longum ATP Hem. ≥ 12 mM CAESCU et al. 2004

* Unterschiedliche Ergebnisse in zwei Literaturstellen; ** Bei Zugabe von 0,125 M Sucrose

(32)

2.1.4 Celluloseabbau

Cellulose besteht, wie der Abbildung 2.6 zu entnehmen ist, aus Glucosemolekülen. Diese bil- den jeweils zu zweit, verbunden durch eine 1,4-Verknüpfung, ein Cellobiosemolekül. Diese Cellobiosemoleküle sind β-glycosidisch verbunden (LEHNINGER et al. 1994).

Die Fähigkeit des Wiederkäuers diese (1→4) β-glycosidische Bindung abbauen zu können, macht ihn ernährungsphysiologisch betrachtet zu einem sehr effizienten Tier. Dieser Prozess geschieht durch Bakterien und Pilze im Pansen (JANSON 2001). Der Cellulase- Enzymkomplex besteht aus drei verschiedenen Enzymtypen. Die Endoglucanasen (E.C. 3.2.1.4) brechen die Verbindungen innerhalb der amorphen Cellulosebereiche (wo die Zuckerpolymere ungeordnet zueinander liegen) auf. Die Exoglucanasen (E.C. 3.2.1.91) tren- nen das Disaccharid Cellobiose ab. Die β-Glucosidase (E.C. 3.2.1.21) löst schließlich die β- glycosidische Verbindung zwischen den beiden Glucose-Molekülen der Cellobiose auf (KRAKOW 1992).

Abb. 2.6: Cellulosestruktur: Cellobiosemoleküle sind β-glycosidisch verbunden

(33)

Tab. 2.5: Hemmungsmöglichkeiten für Celluloseabbauenzyme Cellulose-

Endo-1,4-β-

Glucanase 3.2.1.4

Bacillus sp.

Natriumlaurylsulfat 100 % ≥ 1 % w/v

FUKUMORI et al.

1985;

MAWADZA et al.

2000 Polysorbat 80 100 % ≥ 1 % w/v

NBS 69 % ≥ 4 mM

Iodoacetamide 66 % ≥ 1 mM

Cd²⁺ 100 % ≥ 1 mM

Zn²⁺ 88 % ≥ 1 mM

Ni²⁺ 68 % ≥ 1 mM

Hg²⁺ 66 (100*) % ≥ 1 mM

Ag⁺ 63 % ≥ 1 mM

Mn²⁺ 43 % ≥ 1 mM

Co²⁺ 44 % ≥ 1 mM

Cu²⁺ 41 % ≥ 1 mM

Pb²⁺ 36 % ≥ 1 mM

Bacillus subtilis

NH4+

87 % ≥ 200 mM

Cu²⁺ 76 % ≥ 1 mM

AU u. CHAN 1987;

AA et al. 1994

Pb²⁺ 52 % ≥ 1 mM

Ag⁺ 51 % ≥ 1 mM

Fe²⁺ 50 % ≥ 1 mM

Hg²⁺ 48 % ≥ 0,1 mM; 100 % ≥ 1 mM

Sn²⁺ 43 % ≥ 0,1 mM

Zn²⁺ 25 % ≥ 1 mM

Mn²⁺ 64 % ≥ 1 mM

Mg²⁺ 25 % ≥ 1 mM

Ca²⁺ 19 % ≥ 1 mM

(34)

Endo-1,4-β-

Glucanase 3.2.1.4

Bacillus subtilis SDS 52 % ≥ 0,1 %; 66 % ≥ 1 % AU u. CHAN 1987;

AA et al. 1994 β-Mercaptoethanol 91 % ≥ 1 %

R. albus

PCMB > 40 % ≥ 1 mM

WATANABE et al. 1992

NEM > 40 % ≥ 1 mM

Iodoacetamid > 40 % ≥ 1 mM Cu²⁺; Zn²⁺; Hg²⁺; Fe²⁺ > 40 % ≥ 1 mM

Bacillus circulans

Hg²⁺; Cu²⁺ 100 % ≥ 1 mM

KIM 1995;

HAKAMADA et al. 2002 Natriumlaurylsulfat 100 % ≥ 10 mM

PCMB 60 % ≥ 400 mM

NBS 90 % ≥ 1 mM

N-Bromo-Hydroxybenzoat 82 % ≥ 10 mM

Exo-1,4-β-

Glucanase 3.2.1.91 R. flavefaciens

Zn²⁺ 100 % ≥ 4 mM

GARDNER et al 1987

Fe²⁺ 92 % ≥ 4 mM

Co²⁺ 70 % ≥ 4 mM

Mn²⁺ 40 % ≥ 4 mM

Ni²⁺ 30 % ≥ 4 mM

p-CMS 98 % ≥ 10 mM; 87 % ≥ 1 mM

Iodoacetat 96 % ≥ 10 mM; 62 % ≥ 1 mM

1,10-Phenanthrolin 84 % ≥ 10 mM; 61 % ≥ 1 mM

Cellobiose 85 % ≥ 10 mM; 50 % ≥ 1 mM

EDTA 20 % ≥ 10 mM

EGTA 52 % ≥ 10 mM

(35)

β-Glucosidase 3.2.1.21

Eubacterium sp.

Cu²⁺ 79 % ≥ 0,1 mM;

93 % ≥ 1 mM

YANG et al. 1995

Zn²⁺ 10 % ≥ 1 mM

DTNB 100 % ≥ 0,2 mM

p-CMS-Sulfonsäure 100 % ≥ 0,02 mM

p-CMS 87 % ≥ 0,1 mM

Nojirimycin-Bisulfit 47 % ≥ 0,002 mM;

75 % ≥ 0,012 mM R. albus

Zn²⁺; Hg²⁺; Cu²⁺ Hem. ≥ 1 mM

OHMIYA et al. 1985

p-CMS-Säure starke Hem. ≥ 1 mM

Iodoacetoamid starke Hem. ≥ 1 mM

* Unterschiedliche Angaben in zwei Literaturstellen

w/v: Masse des gelösten Stoffes in Gramm pro 100 ml endgültige Lösung

(36)

2.1.5 Pyruvatbildung

Wie bereits beschrieben ist Pyruvat der Mittelpunkt des Kohlenhydratstoffwechsels (s. Abb. 2.7).

Abb. 2.7: Stellung des Pyruvats im Kohlenhydratabbau im Pansen

Die aus der Hydrolyse der Zellwandbestandteile wie Stärke, Cellulose, Pectin und Hemicellu- lose gebildeten Monomere werden mit Hilfe der Glycolyse und des Pentose-Phosphat-Wegs zu Pyruvat abgebaut. Die aus der Glycolyse und dem Pentose-Phosphat-Weg im Pansen frei- werdende Energie kann vom Wirtstier nur teilweise genutzt werden. Sie wird in Form von Wärme und Methan freigegeben. Erst durch Bildung kurzkettiger Fettsäuren, die dann über die Pansenwand resorbiert werden, wird dem Wiederkäuer die Energie aus den Kohlenhydra- ten zugeführt (HOBSON 1997).

In den Tabellen 2.6 und 2.7 sind alle zur Pyruvatbildung befähigten und somit für die Gly- colyse und den Pentose-Phosphatweg erforderlichen Enzyme aufgeführt [Enzyme aus der Glycolyse, die bereits in anderen Tabellen vorkommen werden hier nicht wieder aufgelistet, sind jedoch in den entsprechenden Tabellen mit (Glyc.) gekennzeichnet].

Stärke Cellulose Pectin Hemicellulosen ↘ ↙ ↘ ↙

Glucose

Fructose

↓

↙ ↙ ↙ ↘ ↘ ↘

CH₄ Essigsäure CO₂ Buttersäure (Lactat) Propionsäure Pyruvat

(37)

Tab. 2.6: Hemmungsmöglichkeiten für Enzyme der Glycolyse Enzyme der Glycolyse E.C. Mikro-

Glucose-6-phosphat Iso-

merase 5.3.1.9 ---

1-Phospho-Fructokinase 2.7.1.56 E. coli

Cu²⁺; Ca²⁺; Fe²⁺ > 95 % ≥ 5 mM

BUSCHMEIER et al. 1985

PMSF 65 % ≥ 1 mM

ADP; D-Fructose-1,6- Biphosphat

Reversible Hem.

6-Phospho-Fructokinase 2.7.1.11

E. coli ATP Hem. ≥ 0,08 mM WANG u. KEMP 2001

Bacillus sp. Phosphoenolpyruvat effektive Hem. zw.

0,005 – 0,02 mM

MARSCHKE u. BERNLOHR 1982

Fructose-biphosphat- Al-

dolase 4.1.2.13

E. coli

Dihydroxyaceton-

phosphat; Phosphoglycolo- hydroxamsäure

competitive Hem.

MORSE u. HORECKER 1968;

BALDWIN et al. 1978;

SZWERGOLD et al. 1995;

PLATER et al.1999;

GAVALDO et al. 2005

EDTA 100 % ≥ 1 mM

Cystein >75 % ≥ 5 mM

Glycerinaldehyd-3- phosphat

nicht-competitive Hem.

Polyphosphat;

3-Phosphoglycerat; Pyro- phosphat; Dihydro- xyaceton-phosphat

competitive Hem.

Bacillus sp. EDTA n. a. MORSE u. HORECKER 1968

Bacillus subtilis

Phosphoglycoloamido- xim; Phosphoglycolohy- drazid

competitive Hem.

UJITA u. KIMURA 1982;

FONVIELLE et al. 2004

(38)

Triose-phosphat-Isomerase 5.3.1.1 E. coli 2-Phosphoglycolat n. a. ALVAREZ et al. 1998 Glycerinaldehyd-3-

phosphat-DH 1.2.1.12 E. coli

AMP 74 % ≥ 5 µM

D’ALESSIO u. JOSSE 1971

ADP 61 % ≥ 5 µM

ATP 70 % ≥ 5 µM

ADP-Ribose 20 % ≥ 20 µM

Iodoacetat n. a.

Phosphoglycerat-Kinase 2.7.2.3 ---

Phosphoglycerat-Mutase 5.4.2.1 Bacillus subtilis

EDTA 100 % ≥ 10 mM

WATABE et al. 1979;

JOHNSON et al. 1987

Cu²⁺ 72 % ≥ 1 mM

Zn²⁺ 76 % ≥ 1 mM

Hg²⁺ 49 % ≥ 0,02 mM

Cd²⁺ 29 % ≥ 1 mM

Ni²⁺ 20 % ≥ 1 mM

Pb²⁺ 12 % ≥ 1 mM

2,3-Butanedion 100 % ≥ 0,5 mM

Iodoacetat 97 % ≥ 5 mM

p-CMS 65 % ≥ 1 mM

8-Hydroxyquinoline-5- Sulfonsäure

n. a.

Enolase 4.2.1.11 ---

Pyruvatkinase 2.7.1.40 B. licheniformis

ATP > 60 % ≥ 2 mM TUOMINEN u.

BERNLOHR 1975; TANAKA et al. 1995

Carbamoylphosphat n. a.

(39)

Transketolase 2.2.1.1 E. coli

D-Arabinose-5-phosphat 50 % ≥ 6,7 mM SPRENGER et al. 1995b;

GYAMERAH u. WILLETTS 1997

EDTA 100 % ≥ 10 mM

L-Erythrulose n. a.

Transaldolase 2.2.1.2 E. coli

TRIS-HCl 81 % ≥ 50 mM

TSOLAS u. HORECKE 1972;

SPRENGER et al. 1995a L-Glyceraldehyd;

D-Arabinose-5-phosphat

n. a.

Phosphat Puffer n. a.

Sulfat; Diphosphat n. a.

Phosphoketolase 4.1.2.9 L. plantarum p-CMS 80 % ≥ 0,1 mM

HEATH et al. 1958

Mn²⁺ starke Hem. ab 1 mM

Alkohol-DH 1.1.1.1 E. coli 4-methylpyrazol competitive Hem. NOSOVA et al. 1997 Alkohol-DH NADP+ 1.1.1.2 ---

Pyruvat-DH NADP+ 1.2.1.51 ---

Pyruvat-DH 1.2.4.1 E. coli

L-Lactat competitive

Hem. ≥ 40 mM

BISSWANGER 1981;

PENG et al. 2007 β-Hydroxypyruvat; Bromopy-

ruvat; Fluoropyruvat

competitive Hem.

Aromatische und langkettige α- Ketosäure; Phenylpyruvat

competitive Hem.

Tetrahydrothiamin-diphosphat 50 % ≥ 1,3 µM Natriumdiphosphat n. a.

NaBH₄ n. a.

Thiamin-2-thiothiazolon n. a.

Glucose-1-phosphat-

phospho-Dismutase 2.7.1.41 ---

(40)

Tab. 2.6: Fortsetzung Polyphosphatglucose- phosphor-

Transferase 2.7.1.63 ---

Glucose-6-Phosphatase 3.1.3.9 --- Glucose-1-Phosphatase 3.1.3.10 ---

Fructose-Biphosphatase 3.1.3.11

Bacillus subtilis

AMP; d-AMP 90 % ≥ 1 mM

FUJITA u. FREESE 1979 FAD; ATP; GTP; CTP 80-60 % ≥ 1 mM

NAD⁺; ADP; GMP;

d-GMP; UTP

60-30 % ≥ 1 mM

RNA 40 % ≥ 100 µg/ml

EDTA 100 % ≥ 1 mM

Diphosphat 63 % ≥ 1 mM

41 % ≥ 0,5 mM

B. licheniformis AMP n. a. OPHEIM u. BERNLOHR

1982

E. coli

Phosphoenolpyruvat 50 % ≥ 10 mM

BABUL u. GUIXE 1983;

DONAHUE et al 2000 D- Fructose-1,6-

biphosphat

Hem. ≥ 0,05 mM D-Fructose 1-phosphat 37 % ≥ 2 mM

ADP 50 % ≥ 1,25 mM

62 % ≥ 1,9 mM

AMP 50 % ≥ 0,015 mM

Phosphat 32 % ≥ 0,5 mM

Biphosphoglycerat-Phosphatase 3.1.3.13 ---

(41)

6-Phospho-beta-glucosidase 3.2.1.86 E. coli

AMP Hem. Glucosidase A u. B

WILSON u. FOX 1974 Fructose-1,6-diphosphat;

NADH

Hem. Glucosidase A Phosphoenolpyruvat Hem. Glucosidase B

Acyl-Phosphatase 3.6.1.7 ---

Biphospho-glycerat-Mutase 5.4.2.4 ---

Tab. 2.7: Hemmungsmöglichkeiten für Enzyme des Pentose-Phosphat-Wegs Pentosephosphatwegenzyme E.C. Mikro-

6-Phosphogluconat-2-DH 1.1.1.43 --- 6-Phosphogluconat-DH 1.1.1.44 ---

Glucose-1-DH 1.1.1.47 ---

Glucose-6-Phosphat-DH 1.1.1.49 ---

Pyranose-Oxidase 1.1.3.10 ---

Glucose-Oxidase 1.1.3.4 ---

Hexose-Oxidase 1.1.3.5 ---

Gluconokinase 2.7.1.12 ---

Dehydroglucokinase 2.7.1.13 ---

(42)

Ribokinase 2.7.1.15 E. coli

Mg²⁺ Hem. ≥ 2,5 mM

MAJ u. GUPTA 2001;

PARK et al. 2007

ATP Hem. ≥ 5 mM

2-Carboxyethyl-

phosphorsäure; Clodronat;

D-Ribose; N-(phosphonomethyl)-Glycin;

N-(phosphonomethyl)- Iminoessigsäure

n. a.

Phosphonessigsäure;

Etidronat

Hem. ≥ 1 – 8 mM Keto-deoxy-Gluconokinase 2.7.1.45 ---

Ribose-phosphat-

Diphosphokinase 2.7.6.1 Bacillus subtilis

ADP 92 % ≥ 3,5 mM ARNVIG et al. 1990;

HOVE-JENSEN et al.

2005

AMP 32 % ≥ 5 mM

GDP 36 % ≥ 5 mM

GMP 12 % ≥ 5 mM

UTP 20 % ≥ 5 mM

Glucono-Lactonase 3.1.1.17 ---

6-Phosphoglucono-Lactonase 3.1.1.31 --- 2-Dehydro-3-deoxy- phospho-

gluconat-Aldolase 4.1.2.14 E. coli Acetylpyruvat n. a. BRAGA et al. 2004

Fructose-6-phosphat- Phospho-

ketolase 4.1.2.22 ---

Citrat-Dehydratase 4.1.2.4 ---

(43)

Phosphogluconat-Dehydratase 4.2.1.12 E. coli

H₂O₂; O₂; O₂^- Enzym stärker empfindlich gegen O₂^- als gegen H₂O₂

oder O2; GARDNER u. FRIDO-

VICH 1991

p-CMBS > 90 % ≥ 1 mM

Cu²⁺ > 90 % ≥ 1 mM

Cd²⁺ 80 % ≥ 1 mM

Gluconat-Dehydratase 4.2.1.39 C. pasteurianum

2-Mercaptoethanol 56 % ≥ 10 mM BENDER u.

GOTTSCHALK 1973;

GOTTSCHALK u.

BENDER 1982 Dithiothreitol 63 % ≥ 10 mM

L-Cystein 35 % ≥ 10 mM

EDTA 100 % ≥ 6 mM

p-CMS 100 % ≥ 1 mM

D-Glucosaminat-DH 4.3.1.9 ---

Ribulose-phosphat-3-Epimerase 5.1.3.1 ---

Ribose-5-phosphat Isomerase 5.3.1.6 E. coli

6-Phosphogluconat;

AMP; Fructose-6- phosphat

n. a.

ESSENBERG u.

COOPER 1975;

MACELROY u.

MIDDAUGH 1982;

ZHANG et al. 2003 Arabinose-5-phosphat;

Phosphat

n. a.

Iodoacetat 100 % Isomerase B ≥ 1,25 mM

Glucose-6-phosphat-Isomerase

(Glyc.) 5.3.1.9 E. coli 6-Phosphogluconat n. a. SCHREYER u. BÖCK

1980 Phosphoglucomutase (Glyc.) 5.4.2.2 Bacillus subtilis

UTP > 90 % ≥ 1 mM

MAINO u. YOUNG 1974

GTP > 90 % ≥ 1 mM

Fructose-1,6-diphosphat 60 % ≥ 1 mM

(44)

Tab: 2.7: Fortsetzung

Phosphoglucomutase (Glyc.) 5.4.2.2 Pseudomonas aeruginosa

Mn²⁺ 90 % ≥ 5 mM

YE et al. 1994 Zn²⁺; Ca²⁺; Co²⁺; Ni²⁺; Li⁺ 100 % ≥ 5 mM

Phosphopentomutase 5.4.2.7 E. coli

Cd²⁺; Cu²⁺; Fe³⁺; Zn²⁺ 95 – 98 % ≥ 1 mM

HAMMER-JESPERSEN u.

MUNCH-PETERSEN 1970

Ca²⁺; Fe²⁺ 50 – 70 % ≥ 1 mM

Phosphat 95 % ≥ 50 mM

SO₄^- 85 % ≥ 50 mM

(45)

Pyruvat + CoA ¹Formiat  CO2 + H2  CH4

+

Acetyl-CoA ² Acteyl-phosphat ³ Essigsäure 2.1.6 Kurzkettige Fettsäurenbildung

Nachdem die Monomere aus der Hydrolyse der Zellwandbestandteile zu Pyruvat abgebaut worden sind, werden sie umgehend in kurzkettige Fettsäuren umgewandelt (s. Abb. 2.8).

Pyruvat wird hauptsächlich in drei verschiedene Fettsäuren umgebaut: Essig-, Propion- und Buttersäure. Erst durch diese Umwandlung über Pyruvat zu kurzkettigen Fettsäuren werden die durch das Futter aufgenommenen Kohlenhydrate dem Wiederkäuer zugänglich (HOB- SON 1997). Umso bedeutsamer sind die Stoffe, die die kurzkettige Fettsäurenbildung hem- men. In den folgenden Tabellen (s. Tabb. 2.8, 2.9 und 2.10) sind diese Hemmstoffe für die Bildung der einzelnen Fettsäuren aufgelistet.

PYRUVAT

CO2

LACTAT ^SUCCINAT

CH4

Methan

CO2

ESSIGSÄURE BUTTERSÄURE PROPIONSÄURE Abb. 2.8: Bildung der kurzkettigen Fettsäuren aus Pyruvat (GIESECKE u.

HENDERICKX 1973) 2.1.6.1 Essigsäurebildung

Bei der Bildung von kurzkettigen Fettsäuren überwiegt stets der Essigsäureanteil (s. Abb. 2.9), vor allem bei cellulosereichen Rationen (BREVES u. LEONHARD-MAREK 2005).

Abb. 2.9: Essigsäurebildung (¹, ², ³: entsprechende Enzyme s. Tab 2.9)

(46)

Tab. 2.8: Hemmungsmöglichkeiten für Essigsäurebildungsenzyme Essigsäure-

bildungsenzyme E.C. Mikro-

Pyruvat-Formiat-Lyase¹ 2.3.1.54

E. coli

β-Mercaptoethanol 80 % ≥ 4 mM

THAUER et al. 1972;

ASANUMA u. HINO 2000;

ZHANG et al. 2001;

NNYEPI et al. 2007

Dithiothreitol 70 % ≥ 4 mM

Cystein 20 % ≥ 4 mM

Acetylphosphinat; Hypophosphit n. a.

Sauerstoff n. a.

Format n. a.

Methylacrylat 100 % ≥ 1 mM

C. butyricum

Cl^- 51 % ≥ 50 mM

THAUER et al. 1972;

ASANUMA u. HINO 2000 HPO42-

49 % ≥ 50 mM SO42-

34 % ≥ 50 mM

Hypophosphit n. a.

ADP; ATP n. a.

CoA 100 % ≥ 1 mM

DEAE-Cellulose n. a.

S-Adenosyl-L-Homocystein n. a.

C. kluyveri

Cl^- 51 % ≥ 50 mM

THAUER et al. 1972

HPO₄^2- 49 % ≥ 50 mM

SO42-

34 % ≥ 50 mM

Hypophosphit n. a.

ADP; ATP n. a.

CoA 100 % ≥ 1 mM

DEAE-Cellulose n. a.

S. bovis D-Glyceraldehyd-3-phosphat 80 % ≥ 0,1 mM ASANUMA u. HINO 2000;

ASANUMA u. HINO 2002 Dihydroxy-aceton-phosphat 40 % ≥ 0,1 mM

(47)

Tab. 2.8: Fortsetzung Pyruvat-ferredoxin-

oxido-Reductase¹ 1.2.7.1 C. kluyveri Glyoxylat 95 % ≥ 1 mM THAUER et al. 1970

Hydrogenase¹ 1.18.3.1 ---

Phosphat-acetyl-

Transferase² 2.3.1.8

C. kluyveri

DTNB-Säure; Phosphat; Di- phosphat; Arsenat; CoA;

Desulfo-CoA; Acetyl-CoA;

NEM

n. a. STADTMAN 1955;

BERGMEYER et al. 1963;

THAUER et al 1970;

KYRTOPOULOS u.

SATCHELL 1972;

HENKIN u. ABELES 1976;

DUHR et al. 1983 2,2-Dipyridyl; CuSO₄; K⁺;

KCN; MnCl₂; Na⁺; p-CMS;

TRIS

n. a.

ADP; ATP; Diethylbarbiturat;

Li⁺; Kaliumdiphosphat; Ci- tratpuffer;

n. a.

S-Dimethylarsino-CoA irreversible Hem.

Bacillus subtilis

AMP; ATP 33 % ≥ 1 mM

RADO u. HOCH 1973

ADP 37 % ≥ 1 mM

Palmitoyl-CoA competitive Hem.

Mn²⁺; Ca²⁺ 50 % ≥ 1 mM

Ba²⁺ 15 % ≥ 1 mM

75 % ≥ 10 mM

E. coli

Kaliumphosphat 12 % ≥ 2 mM; 22 % ≥ 4 mM 33 % ≥ 10 mM; 44 % ≥ 20 mM

SHIMIZU et al. 1969;

SUZUKI 1969 Ammoniumsulfat 12 % ≥ 2 mM; 23 % ≥ 4 mM

35 % ≥ 10 mM; 48 % ≥ 20 mM

NADH 74 % ≥ 0,40 mM

NADPH 27 % ≥ 0,58 mM

(48)

Tab. 2.8: Fortsetzung Phosphat-acetyl-

Transferase² 2.3.1.8 E. coli

ADP 60 % ≥ 0,50 mM

SHIMIZU et al. 1969;

SUZUKI 1969

ATP 37 % ≥ 0,50 mM

ADP-Ribose 14 % ≥ 0,55 mM

Acetokinase³ 2.7.2.1 E. coli

Chromiumadenosin-phosphat n. a.

ROSE 1962; JANSON u.

CLELAND 1974a, 1974b;

WONG u. WONG 1980;

FOX u. ROSEMAN 1986

Li⁺ 62 % ≥ 8,8 mM

Na⁺ 50 % ≥ 8,8 mM

NEM; p-CMS n. a.

Chromium-Guanin-phosphat n. a.

Iodoacetat; HgCl2 n. a.

Propionsäure n. a.

Acetokinase³ 2.7.2.1 V. alcalescens

DTNB-Säure; Iodoacetat;

Iodacetamid; NEM; p-CMS

n. a.

YOSHIMURA 1978;

GRIFFITH u. NISHIMURA 1979

Phosphat 44 % ≥ 10 mM

Acetyl-phosphat 54 % ≥ 2 mM

N-Nitrophenyl-phosphat 38 % ≥ 1 mM β,γ-Methylene-adenosine-

triphosphat

33 % ≥ 1,76 mM

AMP 32 % ≥ 1 mM

ADP; GTP 66 % ≥ 1 mM

ITP 71 % ≥ 1 mM

ATP 59 % ≥ 1 mM

UTP 21 % ≥ 1 mM

CTP 16 % ≥ 1 mM

Bromoacetat n. a.

1, ², ³: entsprechende Enzymreaktion s. Abb. 2.9

(49)

Acrylatweg Succinat-Weg

HS-CoA H₂O

HS-CoA H2O NADH NAD

NADH NAD

H₂O

FADH₂ FAD HS-CoA

H2O

NAD NADH

Biotin-CO2 Biotin

Vit. B12-abhängig Biotin-CO2

Biotin 5.4.99.2/1

2.1.6.2 Propionsäurebildung

Nach Essigsäure ist Propionsäure die zweithäufigste kurzkettige Fettsäure die aus Pyruvat gebildet wird. Sie kann auf zwei Wegen entstehen: Acrylat- und den Succinatweg (s. Abb. 2.10). Eine stärkereiche Fütterung führt zu einer Verminderung der Essigsäurebil- dung bei gleichzeitiger Erhöhung der Propionsäurebildung. Dabei entstehen fast 30 % der Propionsäure aus dem Acrylatweg, der bei Rauhfuttergabe unbedeutend (BERGNER 1996) ist. Die Propionsäurebildungsenzyme werden durch folgende Stoffe gehemmt (s. Tab. 2.9).

Abb. 2.10: Propionsäurebildung nach BERGNER (1996) ergänzt mit den entsprechenden Enzymen (E.C.)

Pyruvat Oxalacetat

Malat Lactat

Acryl-CoA Fumarat

Lactyl-CoA

Propionyl-CoA Succinat

Propionsäure

Propionsäure Propionsäure

Propionyl-CoA

Succinyl-CoA

Methylmalonyl-CoA

2.8.3.1

6.2.1.17 1.3.99.3

4.2.1.2 4.2.1.54

1.1.1.37 6.4.1.1

1.1.1.2 7

1.3.99.1

6.2.1.5

4.1.1.41 6.2.1.17

(50)

Tab. 2.9: Hemmungsmöglichkeiten für Propionsäurebildungsenzyme Propionsäure-

bildungsenzyme E.C. Mikro-

Phosphoenolpyruvat- Car- boxylase

4.1.1.32/3 8/49

E. coli

D-Fructose 1,6-biphosphat;

D-Fructose 6-phosphat; Glycerat 3-phosphat; Dihydroxyaceton- Phosphat

Hem. ≥ 1 – 5 mM

KREBS u. BRIDGER 1976;

LEA et al. 2001;

DELBAERE et al. 2004

Mg²⁺ n. a.

NADH n. a.

Oxalat competitive Hem.

R. flavefaciens

Fructose-1,6-biphosphat; Fructose- 6-phosphat; Glycerate-3-phosphat;

Dihydroxyaceton-Phosphat

Hem. ≥ 1 – 5 mM

LEA et al. 2001

Mg²⁺ Hem. ab mM Konz.

Pyruvat-Carboxylase 6.4.1.1 ---

Malat-DH 1.1.1.37 Bacillus subtilis Ca²⁺; Mg²⁺ Hem. ≥ 0,01 mM

TYAGI et al. 1977

Zn²⁺ Hem. ≥ 0,002 mM

Decarboxylierende Malat-

DH 1.1.1.40 ---

Fumarat-Hydratase 4.2.1.2 E. coli

(-)-Citratmalat; (2R,3R)-Tartrat; 2- hydroxy-3-nitro-Propionat; Chlo- rofumarat; cis-Aconitat; Ci- traconat; Citrat; DL-3-

Phenyllactat; Mesotartrat; Trans- glutaconat; Transaconitat

99 % ≥ 10 mM

UEDA et al. 1991;

FLINT 1994;

ROSE u. WEAVER 2004 Ammoniumpersulfat; 100 % ≥ 2 mM

Pyromellitat n. a.