Untersuchungen zum Einfluss von Sojazulagen bei Grassilagen mit unterschiedlichen
Reineiweißgehalten auf Schadsubstanzen (Phenolamine) im Pansensaft in vitro
INAUGURAL – DISSERTATION Zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin
- Doctor medicinae veterinariae - (Dr. med. vet.)
vorgelegt von Katharina Ebhardt
Hannover
Hannover 2018
Stiftung Tierärztliche Hochschule Dr. M. Höltershinken
Klinik für Rinder
Stiftung Tierärztliche Hochschule
1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. M. Hoedemaker, PhD 2. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. M. Kietzmann
Tag der mündlichen Prüfung: 26.10.2018
Gefördert durch den Milchförderungsfonds Hannover-Braunschweig
Meiner Familie
I
Inhaltsverzeichnis
Abkürzungsverzeichnis……….……….…VI
1 Einleitung……….1
2 Schrifttum ... 3
2.1 Sekundäre Pflanzeninhaltsstoffe als Schadsubstanzen……….. 4
2.1.1 Alkaloide als Schadsubstanzen ... 5
2.1.1.1 Alkaloide – Wirkung auf das Rind... 6
2.1.2 Essentielle Öle ... 7
2.1.2.1 Essentielle Öle – Wirkung auf das Rind ... 8
2.1.3 Polyphenolische Tannine ... 8
2.1.3.1 Polyphenolische Tannine – Wirkung auf das Rind ... 9
2.1.4 Saponine ... 10
2.1.4.1 Saponine – Wirkung auf das Rind ... 11
2.2 Schadsubstanzen der Sekundären Pflanzeninhaltsstoffe………...31
2.2.1 Koevolution der Herbivoren an ihre Futterpflanzen ... 31
2.2.2 Anthropogene Mensch-Rindbeziehung ... 31
2.2.3 Detoxifizierungsstrategien gegen Schadsubstanzen ... 32
2.2.4 Bakterieller Ab- und Umbau von Schadsubstanzen ... 33
2.2.4.1 Der Pansen – Ort der Schadsubstanzdetoxifikation ... 33
2.2.4.2 Wechselwirkungen zwischen Pansenmikroflora und der Schad- substanzen ... 34
2.2.4.2.1 Abbau von Schadsubstanzen – Entgiftung ... 34
2.2.4.3 Umbau von Schadsubstanzen – Schadsubstanzänderung ... 36
2.2.4.4 Beteiligte Pansenmikroorganismen – Ab- und Umbau von Schadsubstanzen ... 37
2.2.4.4.1 Butyrivibrio fibrisolvens ... 37
2.2.4.4.2 Eubacterium spp. ... 38
2.2.4.4.3 Fibrobacter succinogenes ... 38
2.2.4.4.4 Streptococcus spp. (bovis) ... 38
2.2.4.4.5 Synergistes jonesii ... 39
2.2.4.4.6 Weitere beteiligte Pansenmikroorganismen ... 39
2.4 Enzym-Bakterium-Interaktionen……… 48
2.3.1 Enzymsysteme: Cytochrom 450 und Cytochrom c und b im Pansen ... 48
2.4 Phenolamine………. 50
2.4.1 Vorkommen von Phenolaminen und ihre Bestandteile ... 50
2.4.2 Biosynthese und Lokalisation von Phenolaminen ... 52
2.4.3 Funktionen von Phenolaminen und der Zusammenhang zu pflanzlichen Schadsubstanzen ... 54
2.4.3.1 Bildung von Phenolaminen als „Stressantwort“ in Pflanzen ... 59
3 Eigene Untersuchungen ... 64
3.1 Versuchsziel………..64
3.2 Material und Methoden………... 64
3.2.1 Das Langzeitinkubationssystem RUSITEC ... 64
3.2.1.1 Aufbau und Funktionssystem des RUSITEC-Systems ... 64
3.2.1.2 Inbetriebnahme des RUSITEC-Systems ... 66
3.2.1.3 Dauerbetrieb des RUSITEC-Systems ... 66
3.2.1.4 Zusammensetzung des verwendeten Puffers ... 68
3.2.2 Spendertier ... 68
3.2.2.1 Identität ... 68
3.2.2.2 Haltung und Fütterung ... 68
3.2.2.3 Pansensaftentnahmetechnik ... 69
3.2.3 Eingesetzte Futtermittel ... 69
3.2.3.1 Herkunft und Beschaffenheit der verwendeten Grassilage ... 69
3.2.3.2 Herkunft und Beschaffenheit der verwendeten Maisstärke ... 71
3.2.3.3 Herkunft und Beschaffenheit des verwendeten Sojaproteins... 72
3.2.4 Versuchsdurchführung ... 72
3.3 Analytik……….. 75
3.3.1 Gasvolumina ... 75
3.3.2 Gaszusammensetzung ... 75
3.3.3 Überstandsvolumina ... 76
3.3.4 pH-Wert ... 76
3.4 Phenolaminbestimmung im flüssigen und festen Fermenterinhalt…….. 78
3.4.1 Wahl der Methode zur Untersuchung auf Phenolsäuren und Phenolaminen ... 78
3.4.2 Probengewinnung und -aufbereitung ... 78
3.4.2.1 Faktorberechnung für die Umrechnung der Einwaage auf das Analysemedium aus dem festen Fermenterinhalt ... 80
3.4.2.1.1 Möglicher Zusammenhang von Ursprungs- (uS) und Trockensubstanz (TS) ... 81
3.4.2.2 Herstellung von Phenolaminen ... 83
3.4.2.2.1 Zusammenfassung der Ergebnisse der Phenolaminherstellung ... 85
3.4.2.3 Kalibrierung ... 85
3.4.3 Probenmessung ... 86
3.4.3.1 Technische Daten der LC-MS ... 86
3.4.3.2 Messroutine ... 90
3.4.3.3 Auswertung der Proben ... 91
3.4.3.4 Überprüfung der Methode ... 97
3.5 Statistische Auswertung………..97
III
4 Ergebnisse ... 100
4.1 pH-Wert………... 99
4.1.1 pH-Werte in den Fermentern ... 101
4.2 Überstände………. 100
4.2.1 Mittleres Überstandsvolumen ... 102
4.3 Gasmenge……….. 101
4.3.1 Mittlere Gasproduktion der Fermenter ... 103
4.3.2 Mittlere Methankonzentration in den Gasen der Fermenter ... 104
4.3.3 Mittlere Methanproduktion in den Fermentern ... 105
4.3.4 Mittlere Kohlenstoffdioxidkonzentration in den Gasen der Fermenter .. 105
4.4 Phenolsäuren und ihre Derivate mit Polyaminen (flüssiger Fermenterinhalt)……….106
4.4.1 Vorkommen von Kaffeesäure (m/z 181) ... 106
4.4.1.1 Vorkommen von „Caffeoylputrescin“ (m/z 251) ... 108
4.4.1.2 Vorkommen von „Caffeoylspermidin“ (m/z 309) ... 110
4.4.1.3 Vorkommen von „Caffeoylspermin“ (m/z 366) ... 112
4.4.2 Vorkommen von Ferulasäure (m/z 177) ... 114
4.4.2.1 Vorkommen von „Feruloylputrescin“ (m/z 265) ... 116
4.4.2.2 Vorkommen von „Feruloylspermidin“ (m/z 265) ... 118
4.4.3 Vorkommen von p-Cumarsäure-Derivaten ... 120
4.4.3.1 Vorkommen von „p-Cumaroylputrescin“ (m/z 147) ... 120
4.4.3.2 Vorkommen von „p-Cumaroylspermidin“ (m/z 291)……… . 122
4.4.4 Vorkommen von Abbauprodukten identifizierter Stoffe aus Grassilagen ... 124
4.4.4.1 Vorkommen von 3-Phenylpropionsäure (m/z 133) ... 124
4.4.4.2 Vorkommen von 3-(4-Hydroxyphenyl)-propionsäure (m/z 295) ... 126
4.5 Vorkommen von gelösten Phenol-Derivaten im festen Fermenterinhalt………..128
4.5.1 Vorkommen von Kaffeesäure-Derivaten ... 128
4.5.1.1 Vorkommen von „Caffeoylspermidin“ (m/z 309) ... 128
4.5.2 Vorkommen von Ferulasäure-Derivaten ... 130
4.5.2.1 Vorkommen von „Feruloylputrescin“ (m/z 265) ... 130
4.5.3 Vorkommen von gelösten Abbauprodukten identifizierter Stoffe aus Grassilagen des festen Fermenterinhaltes ... 132
4.5.3.1 Vorkommen von 3-(4-Hydroxyphenyl)-propionsäure (m/z 295)………. 132
4.6 Zusammenfassung der Ergebnisse……… 134
5 Diskussion ... 138
5.1 Intention der Arbeit……… 138
5.2 Kritische Betrachtung des Versuchsaufbaus……… 138
5.2.1 Das RUSITEC-System ... 138
5.2.2 Eingesetzte Grassilagen ... 139
5.3 Bewertung verwendeter Parameter……… 139
5.3.1 Verwendete Parameter ... 140
5.3.2 Phenolamine und Abbauprodukte identifizierter Stoffe aus Grassilagen ... 140
5.3.2.1 Probenbearbeitung und Messmethode der LC-MS ... 140
5.3.2.2 Vergleichbarkeit und Umrechnung der Einwaage auf das Analysemedium ... 141
5.4 Auswirkungen von Schadsilage und Sojaprotein auf das ruminale Überstandsvolumen, den ruminalen pH-Wert, der ruminalen Gasmenge und der ruminalen Gaszusammensetzung………142
5.5 Auswirkungen von Schadsilage und Sojaprotein auf den Kohlenhydratstoffwechsel……… 142
5.6 Auswirkungen von Schadsilage und Sojaprotein auf den ruminalen Stoffwechsel von Phenolaminen und Abbauprodukten identifi-zierter Stoffe der Grassilagen……….. 143
5.6.1 Vorkommen von Ferulasäure, Kaffeesäure und p-Cumarsäure im flüssigen und verdauten Fermenterinhalt ... 144
5.6.2 Vorkommen von Phenolaminderivaten der Ferulasäure („Feruloylputrescin“ und „Feruloyspermidin“) im flüssigen und verdauten Fermenterinhalt ... 151
5.6.3 Vorkommen von Phenolaminderivaten der Kaffeesäure („Caffeoylputrescin“, „Caffeoylspermidin“ und „Caffeoylspermin“) im flüssigen und verdauten Fementerinhalt... 152
5.6.4 Vorkommen von Phenolaminderivaten der p-Cumarsäure („p-Cumaroylputrescin“ und „p-Cumaroylspermidin“) im flüssigen Fermenterinhalt ... 153
5.6.5 Vorkommen von 3-(4-Hydroxyphenyl)-propionsäure als Abbauprodukt identifizierter Stoffe der Grassilagen im flüssigen und verdauten Fermenterinhalt ... 154
5.6.6 Vorkommen von 3-Phenylpropionsäure als Abbauprodukt identifizierter Stoffe der Grassilagen im flüssigen Fermenterinhalt ... 159
5.7 Zusammenfassende Wertung und Ausblick……….. 160
6 Zusammenfassung ... 161
7 Summary………. 163
8 Literaturverzeichnis ... 165
V
9 Anhang……….... 193
9.1 Weiterführende Literatur zur Pansenfermentation aus dem Pansenlabor……… 193
9.2 Probenentnahme und Parameterverteilung………... 194
9.3 Parameterverteilung……….. 196
9.4 Herkunft und Beschaffenheit des verwendeten Kraftfutters………197
9.5 Vorkommen freier Aminosäuren in den eingesetzten Grassilagen……198
9.6 Stoffbezeichnungen und Herstellerangaben verwendeter Substanzen 199 9.7 Ergebnisse……….. 200
9.8 Statistische Daten der Ergebnisse ... 200
9.9 Mittlere Methanproduktion [ml/24 h]………233
9.10 Mittlere Kohlenstoffdioxidproduktion [Vol%]……….. 2 34 9.11 Vorkommen der untersuchten Stoffe in den Grassilagen………235
10 Danksagung ... 236
Abkürzungsverzeichnis
A. Astragalus A. bidest. Aqua bidestillata Abb. Abbildung
Ac. Acadia
ADC Arginindecarboxylase (EC 2.5.1.19)
ADF acid detergent fiber (saure Detergens-Faser)
ADL acid detergent lignin (saures Detergens-Lignin) All. Allium
Art.-Nr. Artikelnummer Asp. Aspergillus
B. Brassica
BfR Bundesinstitut für Risikobewertung
BRENDA BRaunschweig ENzyme DAtabase
bzw. beziehungsweise
C Kohlenstoff
°C Grad Celsius
ca. circa
CO2 Kohlenstoffdioxid d. h. das heißt
DHP Dihydroxypyridin
DNA Desoxyribonukleinsäure (deoxyribonucleic acid) E. Escherichia
engl. Englisch
ESI Elektrospray-Ionisation ext. externer Standard F1, ..., F6 Fermenter 1, …,
Fermenter 6
Fa. Firma
FlFS flüchtige Fettsäuren FM Futtermittel
FMOC 9-Fluorenylmethyl- carbonyl-chlorid f. sp. formae speciales Fus. Fusarium
G. Gossypium
GABA γ-Aminobuttersäure
g Gramm
h Stunde(n)
H Wasserstoff
HPLC high-performance liquid chromatography
HT Hydrolysierte Tannine inkl. inklusiv
int. interner Standard
K-32 Kontrollsilage Lauf 35–42 Kap. Kapitel
KF-32 Kontrollfermenter (Fermenter 1 u. 2) Lauf 35–38
kg Kilogramm
kHz Kilohertz
KT Kondensierte Tannine
L Lauf
L. Linné
LC/MS liquid chromatography/
mass spectrometry ME metabolizable energy
(umsetzbare Energie) mg Milligramm
min Minute(n)
MJ Megajoule
ml Milliliter mm Millimeter µl Mikroliter
µm Mikrometer
mod. modifiziert mmol Millimol
mmol/l Millimol pro Liter µmol/l Mikromol pro Liter m/z Masse-zu-Ladung-
Verhältnis
n Anzahl
N Stickstoff
NDF neutral detergent fiber (neutrale Detergens- Faser)
NEL Nettoenergie-Laktation NfE nitrogen free extractives
(N-freie Extraktstoffe)
NH3 Ammoniak
nov. novum
Nr. Nummer
O Sauerstoff
P Phosphor
VII p Signifikanz der Differenz
Pen. Penicilium
pH pH-Wert
PhA Phenolamin
psi pound-force per square inch (Druckmaß)
R. Rheum
Ra Rohasche
RE Reineiweiß
Rfa Rohfaser
Rfe Rohfett
Rp Rohprotein
Rt Retentionszeit RUSITEC RUmen SImulation
TEChnique
S-33 Schadsilage Lauf 35–38 S-35 Schadsilage Lauf 39–42
s Standardabweichung
s. siehe
S. Senicio
s. a. siehe auch s. o. siehe oben
sp. Art/Spezies/species (keine weitere Artendefinition möglich)
SPDS Spermidinsynthase (EC 2.5.1.16
SPMS Sperminsynthase (EC 2.5.1.22)
spp. species pluralis T. Terminalia Tab. Tabelle
TF-33 Testfermenter (Fermenter 3 u. 4) Lauf 35–38
TF-35 Testfermenter (Fermenter 3 u. 4) Lauf 39–42
TF-33mS Testfermenter mit
Sojazulage (Fermenter 5 u. 6) Lauf 35–38
TF-35mS Testfermenter mit
Sojazulage (Fermenter 5 u. 6) Lauf 39–42
TS TM
Trockensubstanz Trockenmasse
u. und
u. a. unter anderem
uS Ursprüngliche Substanz (Frischsubstanz)
V Volt
var. Varietät
VDLUFA Verband deutscher landwirtschaftlicher Untersuchungs- und Forschungsanstalten VK Variationskoeffizient Vol% Volumenprozent
vs. versus
x̅ arithmetischer Mittelwert x g mal Erdbeschleunigung z. B. zum Beispiel
z. T. zum Teil
% Prozent
>/< größer/kleiner als
*/#/° schwach signifikant (p < 0,05)
**/##/°° signifikant (p < 0,01)
***/###/°°° hoch signifikant (p < 0,001)
↑ Zunahme
↓ Abnahme
x Multiplikationszeichen
1 Einleitung
Aufgrund von arbeitswirtschaftlichen und ökonomischen Vorteilen strebt jeder Milchviehhalter an, gutes Grundfutter auf den eigenen Betriebsflächen zu produzieren, denn damit gewährleistet er seinem Milchvieh eine ganzjährige, kontinuierliche Energie-, Nährstoff- und Faserversorgung. Je mehr er an Nährstoffen aus seinem Grundfutter für seine Rinder gewinnt, desto weniger muss er zukaufen.
Jedoch unterliegen die hiesigen Grundfuttermittel Qualitätsschwankungen, die u. a.
schon durch den Produktionsprozess (Schneiden bis Silieren), den jahreszeitlichen Wachstumsbedingungen und dem Wetter zustande kommen.
In den letzten 30 Jahren wurden insbesondere in den Milchviehbeständen mit einer grassilagebetonten Fütterung hohe wirtschaftliche Verluste beobachtet, die ätiologisch im Zusammenhang mit der Fütterung von Grassilage mit erniedrigtem Reineiweißgehalt am Rohproteingehalt (RE/Rp < 50 %) entstehen sollen (EICKEN 2005a; 2005b; EICKEN u. TIEDEMANN 2013). Die Tiere zeigen eine subakute Erkrankung mit vielfältigen und unspezifischen Ausprägungen, die nahezu alle Organsysteme betreffen kann (Faktorenerkrankung Milchviehherde, EICKEN 2005a), die aber durch den Einsatz von Sojazulagen therapiert wird.
Die Gewinnung der Grassilage ist ganz besonders für jahreszeitliche Schwankungen und lokale Witterungseinflüsse anfällig, denn sowohl der Wachstums- als auch der Produktionsprozess sind unmittelbar vom Wetter abhängig. Wachstumsfaktoren wie Wasser, Sonne und Licht induzieren die Bildung von sekundären Pflanzeninhaltsstoffen im Gras, die die Qualität der Silage maßgeblich beeinflussen (WÖLL et al. 2013). Sowohl die Vielfalt der sekundären Pflanzeninhaltsstoffe und deren Fülle an zellulären Stoffwechselwegen als auch deren Wirkungsspektrum im Tier verdeutlichen die enorme Wichtigkeit der sekundären Pflanzeninhaltsstoffe. Zu den sekundären Pflanzeninhaltsstoffen gehören u. a. die phenolischen Verbindungen. Diese finden sich auch beim Rind nach der Futteraufnahme im Pansen wieder. Der Pansen ist im Gegenteil zum Magen des Monogastriers in der Lage, sekundäre Pflanzeninhaltsstoffe umzusetzen und die phenolischen Verbindungen zu detoxifizieren. Denn viele sekundäre Pflanzeninhaltsstoffe werden zu den sogenannten „Schadsubstanzen“ gezählt (DURMIC u. BLACHE 2012). Der Pansen ist mithilfe eines breiten Repertoires an Mikroorganismen mit seinen spezifischen Enzymmustern sowie Gemeinschaften an Mikroorganismen in der Lage,
„Schadsubstanzen“ vollständig oder zumindest ausreichend zu detoxifizieren (FINK-GREMMELS 2010).
Zu den phenolischen Substanzen werden die Phenolamine gezählt, die Derivate der Polyamine darstellen. Sie kommen in Pflanzenzellen vor und sind in einer Reihe von Reaktionskaskaden involviert. Daher sollte anhand der vorliegenden Studie mithilfe
2
des In-vitro-Systems RUSITEC dargestellt werden, ob es in Grassilagen, die sich anhand ihres Reineiweißgehaltes voneinander unterscheiden, zu einer Bildung von phenolischen Schadsubstanzen (inkl. Phenolaminen) kommt. Zudem sollte aufgezeigt werden, inwieweit eine Supplementierung von Soja die Bildung dieser
„Schadsubstanzen“ bei Grassilagen mit einem verminderten Reineiweißgehalt am Rohprotein beeinflusst und ob dadurch ein Zusammenhang mit dem oben genannten Krankheitsbild gezogen werden kann.
2 Schrifttum
Der Wiederkäuer ist mit seinem Magendarmtrakt einzigartig, denn er ist in der Lage, Grünfutter in Milch und Fleisch umzusetzen (MORGAVI et al. 2012; SALEEM et al.
2013). Mithilfe seines Pansens kann er Energie aus der eigentlich unverdaulichen Zellulose und ihren Bestandteilen gewinnen. Dazu bedienen sich die Pansenmikroorganismen (u. a. Pilze und Bakterien, WALLACE 2008) spezifischer Enzymsystemen (Ziel: u. a. Futterpartikelaufschluss, WALLACE 2008).
Die Herbivoren stellen für die Pflanzen potenzielle Angreifer dar, wogegen diese während der Evolution Abwehrmaßnahmen entwickelt haben (WINK 2003; WINK u.
MOHAMED 2003), die entweder dem grundlegenden und konsekutiven Schutz (vor externen Faktoren, WALLING 2000) oder dem induzierbaren Schutz („Umweltstress“) dienen (WALLING 2000; WÖLL et al. 2013). Dahinter verbergen sich die physikalischen Eigenschaften der Pflanze (Dornen, Stacheln, verstärkte Zellwände, Suberin und Kallose) und u. a. die sekundären Pflanzeninhaltsstoffe, die als Schadsubstanzen bezeichnet werden sollen (s. Kap. 2.1, AGRAWAL u. HEIL 2012;
ARIMURA et al. 2005; WALLING 2000; WÖLL et al. 2013; in den Vakuolen u. a.
Alkaloide, ACAMOVIC u. BROOKER 2005; PATRA u. SAXENA 2010; in der Epidermis u. a. Flavonoide, ACAMOVIC u. BROOKER 2005).
Herbivore selektieren Futterpflanzen auf der Wiese (PALO u. ROBBINS 1991), denn sie erkennen die sekundäre Pflanzeninhaltsstoffe. Andere haben sich adaptiert, Pflanzen reich an sekundären Pflanzeninhaltsstoffen zu fressen (AGUIAR u. WINK 2005; ALLISON et al. 1992; JONES u. MEGARRITY 1983, 1986); und wiederum andere „mischen“ die Pflanzen. Voraussetzung dabei ist immer, dass die sekundären Pflanzeninhaltsstoffe verschiedene Wirkungsorte oder Detoxifizierungsabläufe aufweisen (BURRIT u. PROVENZA 2000). Damit entgeht der Wiederkäuer den vermeintlich toxischen Effekten, minimiert diese und kann größere Futtermenge pro Zeitintervall aufnehmen (ALI u. AGRAWAL 2012; BURRIT u. PROVENZA 2000;
PALO u. ROBBINS 1991).
In dem vorliegenden Schrifttum werden in Tabelle 2.1 die sekundären Pflanzeninhaltsstoffe als Schadsubstanzen nach ihrer Stoffzugehörigkeit unterteilt.
Außerdem werden in zwei Tabellen (Tab. 2.2, 2.3) die Wirkmechanismen von Pansenbakterien auf Schadsubstanzen aufgelistet. Das Hauptaugenmerk liegt dabei auf den beteiligten Enzymen und deren enzymatischen Reaktionsmechanismen.
Innerhalb der einzelnen Tabellen (Tab. 2.1 bis Tab. 2.5) erfolgt die Reihung alphabetisch.
2.1 Sekundäre Pflanzeninhaltsstoffe als Schadsubstanzen
In der Literatur wird der Begriff „sekundäre Pflanzeninhaltsstoffe“ für Stoffe verwendet, die weit verbreitet in allen höheren Pflanzen und Futtermaterialien vorkommen und in der Lage sind, toxische Effekte im Tier hervorzurufen (FINK- GREMMELS 2010; WINK 2003). Sowohl die heterogenen chemischen Strukturen als auch die Funktionsmechanismen der sekundären Pflanzeninhaltsstoffe sind bemerkenswert vielfältig. Zum einen werden diese als allelochemische Verbindungen bezeichnet (WALLING 2000), da sie speziesspezifisch sind (WALLING 2000) und die Pflanze bei Bestäubung und Samenausbreitung für Insekten attraktiver gestalten (WINK 2003). Außerdem besitzen sekundäre Pflanzeninhaltsstoffe generell ein sehr breites Spektrum an Bioaktivitäten, die seit vielen Jahren Verwendung in der Pharmakologie, in der Kosmetik und in der Pflanzenschutzmittelherstellung findet (WINK 2015).
Zum anderen äußerte Ernst Stahl erstmalig im Jahr 1888 die Hypothese, dass sekundäre Pflanzeninhaltsstoffe als „Abwehrstoffe“ gegenüber Schnecken und anderen Pflanzenfresser von der Pflanze gebildet werden (WINK 2003). Diese Erklärung aber fand lange Zeit kein Gehör, denn bei den Botanikern überwog die Annahme, dass es sich bei sekundären Pflanzeninhaltsstoffen um Endprodukte des Primärmetabolismus handelt (WINK 2003). Heute aber ist bewiesen, dass Pflanzen weder „weglaufen“ noch ein eigenes Immunsystem vorweisen können, sondern vielmehr sekundäre Pflanzeninhaltsstoffe zum Schutz vor potenziellen Angreifern, (Herbivoren, anderen konkurrierenden Pflanzen, Mikroben oder Viren, WINK 2003;
WINK u. MOHAMED 2003) ausbilden. Pflanzen sind in der Lage, auf jegliche Stressreaktion aus der Umwelt mit der Bildung von „Schadsubstanzen“ zu reagieren (u. a. als Antioxidant oder UV-Protektor, WINK 2015), die wiederum einen negativen, nachteiligen oder gar toxischen Effekt auf einen lebenden Organismus ausüben können (FINK-GREMMELS 2010). Aus der Sicht der Evolution handelt es sich bei pflanzlichen Schadsubstanzen um ein Produkt, das sich an den wechselnden Lebensbedingungen, Klimaeinflüssen und der lebenden Umwelt orientiert hat und so beeinflusst und modifiziert wurde, dass die Pflanze über die Zeiten überleben konnte (WINK 2003). Im weiteren Geschehen soll der Begriff „Schadsubstanz“
gleichbedeutend für „sekundäre Pflanzeninhaltsstoffe“ verwendet werden und zwar dann wenn eine negative Wirkung von der jeweiligen Substanz auf den Wiederkäuerorganismus zu erwarten ist (FINK-GREMMELS 2010).
Die Alkaloide stellen mengenmäßig mit um die 12000 erfassten Substanzen die größte Gruppe der pflanzlichen Schadsubstanzen dar (FINK-GREMMELS 2010).
Alkaloide besitzen ein oder mehrere Stickstoffatome, die in einer Ringstruktur gebunden vorliegen (GRYCOVÁ et al. 2007, s. Abb. 2.1). Sie unterscheiden sich somit von den Pseudoalkaloiden. Alkaloide sind besonders für ihre Giftigkeit gegenüber Herbivoren bekannt. So greifen sie einerseits Neurotransmitter an oder anderenorts die neuronale Signaltransduktion (auch Ionenkanäle oder Enzyme). Die Folge sind Veränderungen von Neurotransmittern und „Second Messenger“ (WINK 2015). Zudem werden vielen Alkaloiden mutagene Eigenschaften zugesprochen.
Planare und lipophile Alkaloide greifen in die DNA ein oder Alkaloide mit reaktiven funktionellen Gruppen alkylieren die DNA (GRYCOVÁ et al. 2007; WINK 2003; WINK 2015). In Tabelle 2.1 sind Untergruppen der Alkaloide aufgeführt, von denen einige hier herausgegriffen werden.
Die Pyrrolizidinalkaloide stellen eine wichtige Untergruppe der Alkaloide dar, da mehr als 660 Pyrrolizidinalkaloide in über 6000 verschiedenen Pflanzenspezies bekannt sind (LODGE-IVEY et al. 2005). Vor allem kommen sie in den folgenden Pflanzenfamilien vor: Asteraceae, Fabaceae und Boraginaceae (WIEDENFELD u.
EDGAR 2011). Als Strukturbestandteil ist immer ein Doppelring (sog. Pyrrolizidin) vorhanden. Diese können schwere Vergiftungen beim Menschen und bei allen Haussäugetieren hervorrufen (AGUIAR u. WINK 2005; WACHENHEIM et al. 1992;
WIEDENFELD u. EDGAR 2011), besonders wenn es den Weidentieren an Futter mangelt oder es sich um Tiere ohne Weideerfahrung handelt (BfR Leitlinien Jakobskreutzkraut – Verbeugung und Bekämpfung1; STEGELMEIER 2011), denn sie gelten sowohl als kanzerogen, mutagen, fetotoxisch und hepatotoxisch als auch
1 BfR Leitlinien Jakobskreutzkraut – Verbeugung und Bekämpfung; http://www.bfr.bund.de
Abb. 2.1: Grundstruktur der Alkaloide
genotoxisch, teratogen und eventuell pneumotoxisch (THAN et al. 2005;
WIEDENFELD u. EDGAR 2011).
Die in Lupinien vorkommenden Quiniolizidinalkaloide werden in Chloroplasten der Blätter gebildet (ACAMOVIC u. BROOKER 2005) und via Phloem in epidermale Gewebe und reproduktive Organe verteilt (WINK u. MOHAMED 2003).
Die Protoberberine gehören zu der Gruppe der Isoquinolinalkaloide und kommen in der Pflanze entweder als Tetrahydroprotoberberine oder als quartäre Protoberberine vor (GRYCOVÁ et al. 2007). Protoberberinalkaloide besitzen ein breites Spektrum an biologischen und pharmakologischen Eigenschaften (antifungale, antiinflamma- torische und antimalariale Aktivitäten, s. GRYCOVÁ et al. 2007): Hemmung der DNA-Synthese, Proteinbiosynthese und der Membranpermeabilität. In der Humanmedizin werden Protoberberine aufgrund ihrer Giftigkeit zu Topoisomerase-I bzw. –II in der Tumortherapie eingesetzt (GRYCOVÁ et al. 2007).
Indolizidinalkaloide sind in Ölfruchtgewächsen und in einigen Orchideenarten in Indien und Neu Guinea zu finden. In den gemäßigten Breiten verursacht der Verzehr von Astragalus sp. und Oxytropis sp. bei Weidetieren neurologische Syndrome, die unter der Erkrankung Locoismus bekannt sind (AGUIAR u. WINK 2005).
2.1.2.1 Alkaloide – Wirkung auf das Rind
In den USA sind Todesfälle bei Rindern unter der Fütterung von Rittersporn (Delphinium sp.) verzeichnet (AGUIAR u. WINK 2005).
Lupinalkaloide kommen in einigen Lupinienspezies vor und führen bei Rindern zu teratogenen Effekten, die unter der Erkrankung „crooked calf disease“ bekannt sind und sich in Skelettdeformationen äußern (AGUIAR u. WINK 2005).
Das Toxin Senicionin (Pyrrolizidine) des Jakobs-Greiskrautes (Jacobaea vulgaris) ist besonders in der Pferde- und Rinderhaltung bekannt, denn die Aufnahme führt zu (dosisabhängigen) chronischen Hepatopathien oder endet tödlich und wird mit
„Winton disease“, „Walking disease“ oder „Pictou Cattle Disease“ bezeichnet (CHEEKE 1984; LODGE-IVEY et al. 2005; STEGELMEIER 2011; WIEDENFELD u.
EDGAR 2011). Hingegen erscheinen Ziege und Schafe größtenteils resistent und weisen keine klinischen, serologischen oder histopathologischen Veränderungen auf (CHEEKE 1984; CRAIG et al. 1992; LODGE-IVEY et al. 2005; SHULL et al. 1976;
STEGELMEIER 2011). Auch bei der Aufnahme von Europäischer Sonnenwende (Heliotropium europaeum; Pyrrolizidinalkaloide) ist bei Rindern in Australien von Lebererkrankungen berichtet worden (EFSA 2011; THAN et al. 2005).
Eine weitere große Gruppe der Schadsubstanzen verkörpern die essentiellen Öle (s. Abb. 2.2). Diese kommen in zahlreichen Kräutern und Gewürzen, aber auch in Rinde, Wurzeln, Blüten, Blättern, Früchten und im Pflanzenstamm vor (HART et al.
2008; PATRA u. SAXENA 2010). Ihre Konzentration schwankt und ist immer von Wachstums- und Entwicklungszeitpunkt der Pflanze abhängig (PATRA u. SAXENA 2010). Die Bezeichnung „essentiell“ ist irreführend, denn die essentiellen Öle sind für die Tier- und Menschengesundheit nicht essentiell (HART et al. 2008). Sie weisen eine ölige Textur auf, sind ätherisch und aromatisch (HART et al. 2008) und werden schon seit Jahrhunderten vom Menschen traditionell durch Dampfdestillation gewonnen und verwendet (PATRA u. SAXENA 2010). Zu den Hauptbestandteilen der essentiellen Öle gehören Terpene (Monoterpene und Sesquiterpene) sowie die Phenylpropanoide (PATRA u. SAXENA 2010). Eine Unterteilung der essentiellen Öle gelingt anhand der chemischen Strukturformel (Anzahl der Kohlenstoffatome). Sie besitzen antibakterielle, antifungale, antivirale und antiinflammatorische Eigenschaften (ACAMOVIC u. BROOKER 2005; HART et al. 2008). Aufgrund ihrer Hydrophobizität und Lipidaffinität können essentielle Öle sowohl Zellmembranen als auch Membranproteine zerstören sowie Zelllysis herbeiführen (HART et al. 2008).
Abb. 2.2: Grundstruktur der Monoterpene
2.1.3.1 Essentielle Öle – Wirkung auf das Rind
FINK-GREMMELS (2010) erwähnt, dass Anethol, Anisöl, Carvane und Teebaumöl die Acetat- und Propionatproduktion im Pansen vermindern. Limonen vermindern die Methanbildner des Pansens und reduzieren damit die Methanbildung (CRANE et al.
1957; PATRA u. SAXENA 2010). Eugenol und Pfefferminzöl zeigen sowohl gegenüber grampositiven als auch gramnegativen Bakterien antimikrobielle Eigenschaften. Eugenol trägt damit zu verbesserten Effekten bei der Pansenfermentation bei (keine weiteren Angaben) und Pfefferminzöl zeigt einen starken hemmenden Effekt auf die Methanogenese (PATRA u. SAXENA 2010).
Die Tannine sind unter den Pflanzen, Früchten und Getreidearten weit verbreitet (PATRA u. SAXENA 2010). Diese charakterisieren sich durch die vielen phenolischen Hydroxylgruppen, mit denen sie über Wasserstoffbrücken oder ionische Bindungen (bei neutralem pH-Wert) (ACAMOVIC u. BROOKER 2005) an Pflanzenproteine binden und Komplexe in der Gerüstsubstanz bilden (s. Abb. 2.3, WINK 2003). Einerseits zeigen sie eine große chemische Ähnlichkeit zu Sauerstoff, andererseits sind sie aber auch gegenüber Sauerstoff empfindlich, was ein Verständnis von Reaktionen im Tier erschwert (ACAMOVIC u. BROOKER 2005). Sie verfügen über ein Molekulargewicht von 1180 bis 7140 Da (GRESNER 2011) und kommen als hydrolisierbare (HT) und kondensierte Tannine (KT) vor (ACAMOVIC u.
BROOKER 2005; PATRA u. SAXENA 2010). Hydrolisierbare Tannine sind Ester der Gallus- oder Egallussäure. Kondensierte Tannine oder Proanthocyanidine sind hauptsächlich Polymere aus Einheiten von Flavan-3-ol(epi)catechin und (epi) Gallocatechin, die über eine C4–C8 und C4–C6 Bindung verbunden sind (PATRA u.
SAXENA 2010).
In der Tierwelt haben sich einige Mechanismen entwickelt, der Toxizität der Tannine zu entgehen. Dabei bildeten Insekten eine dickere perithrophische Membran im Abb. 2.3: Grundstruktur der Tannine
Intestinaltrakt aus. Ratten und Mäuse zeigen eine Hypertrophie der Speicheldrüsen und damit eine vermehrte Bildung von Tannin bindenden prolinreichen Proteinen.
Ziegen und Kamele bildeten eine Tannin resistente Pansenmikroflora aus (ACAMOVIC u. BROOKER 2005).
2.1.4.1 Polyphenolische Tannine – Wirkung auf das Rind
Die hydrolisierbaren und kondensierten Tannine verursachen im Tier antinutritive und toxische Effekte, die sich auf den Gastrointestinaltrakt beschränken und sich sehr unterschiedlich auswirken (ACAMOVIC u. BROOKER 2005). Jedoch können auch Abbauprodukte der hydrolisierbaren Tannine absorbiert werden und zu toxischen Reaktionen im Organismus führen (ACAMOVIC u. BROOKER 2005). Kommen kondensierte Tannine in moderaten Dosen in der Wiederkäuerfütterung vor (20-40 g/kg Trockenmasse [TM]; ACAMOVIC u. BROOKER 2005), so werden positive Effekte auf den Proteinmetabolismus im Pansen beobachtet (Verlangsamung des mikrobiellen Abbaus, Anstieg des Proteinausflusses aus dem Pansen; ACAMOVIC u.
BROOKER 2005). Zudem besitzen Tannine einen hemmenden Effekt auf das Wachstum der methanbildenden Pansenbakterien sowie auf die Bildung von Methan selbst (PATRA u. SAXENA 2010). Das Rind hat sich außerdem durch die Bildung von Polymeren, die Tannine binden können, sowie durch die Ausbildung einer extrazellulären Glycocalyx angepasst, mit dem toxischen Potenzial der Tannine umzugehen (PATRA u. SAXENA 2010).
Die Saponine gehören der Gruppe der Glykoside an (s. Abb. 2.4) und kommen in folgenden Pflanzenfamilien vor: Aralien-, Wegerich-, Braunwurz- und Nachtschattengewächse sowie Hülsenfrüchtler (WINK 2015). In der Pflanze selbst kommen sie in Wurzelknolle und Wurzelwerk, in der Borke, in Blättern, Samen und Früchten vor (HART et al. 2008). Saponine besitzen einerseits hohe molare Massen und anderseits Saccharideinheiten, die an nicht-zuckerhaltige Moleküle gebunden sind. Als sogenanntes Aglycon fungieren Triterpene oder Steroide (FINK- GREMMELS 2010; PATRA u. SAXENA 2010), die die Saponine in Triterpensaponine und Steroidsaponine unterscheiden (PATRA u. SAXENA 2010). Abhängig von der Anzahl der Saccharideinheiten werden monodesmoside und bidesmoside Saponine unterschieden (PATRA u. SAXENA 2010). Bindungstyp und Saccharidketten- zusammensetzung entscheiden über die biologische Aktivität des Saponins (HART et al. 2008; PATRA u. SAXENA 2009).
Mit Hilfe der amphipatischen Eigenschaft können Saponine mit Biomembranen reagieren und die Permeabilität reduzieren (Porenentstehung und Zellintegritätsverlust), sie wirken zytotoxisch und weisen antimikrobielle Eigenschaften auf (HART et al. 2008; WINK 2003). In der Vergangenheit fanden Saponine Gebrauch in Waschmitteln und wurden aufgrund hoher Toxizität beim Fischfang eingesetzt. In der Humanmedizin werden Saponine in tropischen Gebieten zur Bekämpfung von Schnecken (Übertragung von Schistosoma) verwendet und finden Verwendung in der Herstellung von Steroidhormonen (WINK 2015).
Abb. 2.4: Grundstruktur der Saponine (Sapogenin)
2.1.5.1 Saponine – Wirkung auf das Rind
Saponine verfügen über antiprotozoale Aktivitäten, was unter proteinarmer Fütterung zur Steigerung der Leistungsfähigkeit des Rindes genutzt wird (FINK-GREMMELS 2010). Durch die Hemmung der Protozoen (HART et al. 2008; PATRA u. SAXENA 2009) wird indirekt sowohl die Zahl der Methanbildner als auch die Methanbildung gesenkt (PATRA u. SAXENA 2010). Von vielen Saponinen ist zudem bekannt, dass sie die ruminale Ammoniumkonzentration sowie die Archaean der Pansenmikroflora reduzieren (HART et al. 2008; PATRA u. SAXENA 2009).
Tab. 2.1: Übersicht vorkommender sekundärer Pflanzeninhaltsstoffe sowie der zugehörigen Toxine und jeweiligen Pflanzen und Pflanzenprodukten
Chemische
Verbindung Strukturformel Toxin Anzahl; Pflanze/
Pflanzenprodukt Autor/Jahr
Alkaloide 12 000
ACAMOVIC u.
BROOKER 2005;
AGUIAR u. WINK 2005; CORTINOVIS u. CALONI 2013;
FINK-GREMMELS 2010
Arecolin Atropin Caffein Colchicin Cystisin Gramin Harmalin Lobelin Lupanin Monocrotalin Nicotin Pilocarpin Quinidin Senecionin Spartein
Cholchicim autumnale Datura stramonium Delphinium sp.
Taxus baccata
1. Indole Endophyten von
Lolium
Mutterkorn aus Festuca Phalaris
ACAMOVIC u.
BROOKER 2005;
D´MELLO 2004
2. Indolizidine
Swaninsonine Astragalus sp.
Leguminosen Oxytropis sp.
Pilze von Trifolium pratense
ACAMOVIC u.
BROOKER 2005;
D´MELLO 2004;
WINK u. MOHAMED 2003
3. Pyrrolizidine Anacrotin
Echimidin Heliotrin Integerrimin Jacobin Jacolin Jacozin Lasiocarpin
Necin (Strukturformel) Otonecin
Senecionin Seneciphyllin Senecionin-N-oxid Senkirkin
Riddellin Retronecin Retorsin
Senecio
S. jacobaea, riddellii, douglasi var.,
longilobus, vulgaris, hydrophiloides, vernalis
Endophyten von Festuca
Heliotropium europaeum H. ovalifolium
Echium plantagineum Crotolaria
Lupinus sp.
Cynoglossum officinale
Amsinckia intermedia Symphytum officinale Boroga
Trichodesma Leguminosen
AGUIAR u. WINK 2005;
CRAIG et al. 1992;
STEGELMEIER, 2011; THAN et al.
2005; WIEDENFELD u. EDGAR 2011;
WINK u. MOHAMED 2003
Fortsetzung Tab. 2.1 4. Protoberberine
(quartär)
13-ME-Pseudoepi- berberin
Alborin Berberastin Berberin
(Strukturformel) Caseadin Columbamin Coptisin Corysamin
Dehydrithalictrifolin Dehydrocapaurimin Dehydrocorextimin Dehydrocorydalmin Dehydrodiscretamin Dehydrocheilanthifolin Demethylenberberin Dehydrodiscretin Dehydrothalictricavin Dehydrocorydalin Dehydroapocavidin Epiberberin
Pseudocoptisin Pseudopalmatin
Annonaceae Berberidaceae Berberis vulgaris Fumariaceae Geoffroya inermis Menispermaceae Papveraceae Papaver orientale Ranunculaceae Rutaceae
Stephania glabra Thalictrum sp.
Yanthoxylum clava herculis (Borke)
ACAMOVIC u.
BROOKER 2005;
GRYCOVÁ et al.
2007
4. Protoberberine (quartär)
Fissisain Jatrorrhizine Lincagenin Mequinin Palmatin
Pseudojatrorrhizin Pseudoepiberberin Pseudocolumbamin Stephabin
Stepharanin Groendlandicin Thalidastin Thalifaurin Thalifendin Xanthopicrite
ACAMOVIC u.
BROOKER 2005;
GRYCOVÁ et al.
2007
5. Quinolizidine Lupanin
Lupinius Spartein
Leguminosen
ACAMOVIC u.
BROOKER 2005 6. Xanthine
(Purinalkaloide)
Koffein Paraxanthin Theobromin Theophyllin
Kaffeebohne Kakao
Teeblätter ACAMOVIC u.
BROOKER 2005
Fortsetzung Tab. 2.1
7. Lupinin Ammodendrin
Anagyrin
Lupinus
AGUIAR u. WINK 2005
Anthrachinon-Derivate Hypericin Hypericum perforatum
WAGHORN u.
McNABB 2003
Antigenes Protein Conglycinin
Glycinin
Glycine max (L.) Merr.
D´MELLO 2004 Cardenolide
MAJAK 1992
Essentielle Öle 1. Monoterpene
(Terpenoide, Mono-
terpenoide)
Carvacrol (Strukturformel) Carvon
p-Cymene Terpinen-4-ol Thymol
Anethum graveolens Capsicumöl
Cinnamonum verum Eucalyptusöl
Fenchel
Juniperous communis Origanum vulgare Pfefferminzöl Pinus mugos Öl Syzygium aromaticum Öl
Thymus vulgare Psidium sp. (Blätter und Exstrakt der Blätter)
BUSQUET et al.
2006;
HART et al. 2008;
PATRA u. SAXENA 2010
2. Terpen- alkaloide/
Pseudo- alkaloide
Coniin
(Strukturformel) ACAMOVIC u.
BROOKER 2005;
D´MELLO 2004;
FINK-GREMMELS 2010
Fortsetzung Tab. 2.1
3. Diterpene 2000
ACAMOVIC u.
BROOKER 2005;
D´MELLO 2004;
FINK-GREMMELS 2010
Tanshinonen (Strukturformel)
4. Sesquiterpene 3000
ACAMOVIC u.
BROOKER 2005;
D´MELLO 2004;
FINK-GREMMELS 2010;
KAMRA et al. 2006 Caryophyllene
Gossypol Guaiol
(Strukturformel) Zingiberene
Gossypium hirsutum, G. herbaceum
Zimtöl
Artemisia tridentata Ocimum sanctum (Blätter)
5. Phenyl- propanoide
1,2-Cyclohexanedion 1-Octoadecanol Alpha-Pinen Anethol Anis
Aromadendren Cadeöl
Capsaicin Carvone Cineole
Cinnamaldehyd (Strukturformel) Cis-3-hexen-1-ol Citronellol
Estagol Eugenol Fenchon Limonen Methyleugenol Myrcen
p-Cymene Terpinenol Vanillin
α-Phellandren α-Pinene
Populus tremuloides (Blätter)
Ocimum sanctum (Blätter)
ACAMOVIC u.
BROOKER 2005;
BUSQUET et al.
2006;
HART et al. 2008;
KAMRA et al. 2006
Fortsetzung Tab.2.1 5. Phenyl-
propanoide
Camphor Chamazulene cis-Ocimene Cloveöl Crina Dillöl Gingeröl Guaiacol Linalool Oregano Pfefferminze Rosmarinöl Teebaumöl Thujone Thymianöl α-Bisabolol γ-Termine
ACAMOVIC u.
BROOKER 2005;
BUSQUET et al.
2006;
HART et al. 2008;
KAMRA et al. 2006
Flavonoide 1. Flavone
> 2000
McSWEENEY et al.
2001, 2002 Apigenin
(Strukturformel) Baicalein
Chrysoeriol Dismetin Gardenin Luteolin Sinensetin Tangertin Vitexin
Azadirachta indica (Samen)
Carduus
pycnocephalus (Blätter)
Equisetum arvense Frungula alnus (Borke)
Hypericum perforatum Lavandula officinalis Glycine max
Populus tremula (Blätter)
Prunus avium (Blätter) Psidium sp. (Blätter und Extrakt der Blätter)
Quercus robur (Blätter)
Rheum nobile
R. officinalis (Wurzel) Salix caprea (Blätter) Salvia officinalis (Blätter)
Solidago virga-aurea Trifolium sp.
2. Flavonole Datixcetin
Galangin Isoquercitrin Isorhamnetin Kaempferol (Strukturformel) Morin
Quercetin Quertcetagin Robinetin Rutin
Tamarixetin
3. Flavanone Eriodicyol
Hesperetin Myricetin Naringenin (Strukturformel) Naringin
Taxifolin
Fortsetzung Tab. 2.1
4. Flavan-3-ol Catechin
Epicatechin (Strukturformel)
McSWEENEY et al.
2001, 2002
5. Isoflavone Biochanin A
Coumestrol Diadzein Genistein (Strukturformel)
6. Anthocyanidin Cyanidin
(Strukturformel) Delphindin Formonentin Pelargonidin Peonidin
Fluoroacetat Acacia spp.
Dichapetalum spp.
Gastrolobium spp.
Oxylobium spp.
McSWEENEY et al.
2002
Glykoside (cyanogene)
3-Nitropropanol (NPOH) (Aglykon)
ACAMOVIC u.
BROOKER 2005;
CORTINOVIS u.
CALONI 2013;
D´MELLO 2004;
FINK-GREMMELS 2010; MAJAK 1992;
WAGHORN u.
McNABB 2003 Miserotoxin
(3-nitro-1-propyl β-D- glucosid)
Astragalus spp.
A. miser var. serotinus 3-Nitropropansäure
(NPA) (lethaler
Metabolit von NPOH) Nitroethan
(synthetisches Analogon zu NPOH) 3-Nitropropansäure- ester
Dhurrin Linamarin
Leguminosen Manihot esculenta Sorghum
Prunasin
(D-mandelonitril-β-D- glucosid)
Amelanchier alnifolia Prunus virginiana Rosaceae
Glykosinolate 600
D´MELLO 2004;
FINK-GREMMELS 2010;
PATRA u. SAXENA 2010
Sinigrin
(Strukturformel) Progoitrin
Brassica sp.
B. napus Sinapis alba
Armoracia rusticana Wasabic
B. oleracea
Fortsetzung Tab. 2.1
Kohlenhydrate Arabinoxylan-β-
Glucan
ACAMOVIC u.
BROOKER 2005
Laktone Coumarin
Furanocoumarin
Apiaceae
Psoralea/Bituminaria
WINK u. MOHAMED 2003
Lectine Concanavalin A Canavalia ensiformis
Psophocarpus tetragonolobus Phaseolus lunatu
D´MELLO 2004 Nicht-proteinogene
Aminosäuren
Canavanine 3,4-Dihydroxy- Phenylalanine Mimosin
(Strukturformel) (β-N-(3-Hydroxy-4- pyridon)-α-amino- propionsäure) Lathyrine
S-methylcystein- sulphoxid
Leguminosen Leucaena leucoceohala Mimosa
ACAMOVIC u.
BROOKER 2005;
D´MELLO 2004;
SOEDARJO et al.
1994;
WINK u. MOHAMED 2003
Organoschwefel- verbindungen
(schwefelhaltige nicht- proteinogene
Aminosäure)
Allicin Alliin
Allylmercapatan Diallyldisulphid Diallylsulphid γ-glutamyl-S-allyl-L- cystein
Allicin Alllium cepa All. porrum All. sativa (Öl, Ölmazerat, Puder, Exstrakt)
Armoracia rusticana (Öl)
Brassica juncea B. oleracea Sinapi (Öl)
Wasabic japonica
HART et al. 2008;
PATRA u. SAXENA 2010
Oxalate Antthurium spp.
Dieffenbachia spp.
Philodendron spp.
Rumex
Spathiaphyllum spp.
Zantedeschia aethiopica
CORTINOVIS u.
CALONI 2013;
WAGHORN et al.
2002
Polyphenole Quercetin
(Strukturformel)
Psidium sp. (Blätter und Exstrakt der Blätter)
McLEAN u. DUNCAN 2006
Phylloerythrin Abbauprodukt des
Chlorophylls
WAGHORN u.
McNABB 2003
Polyacetylene 1000 FINK-GREMMELS
2010
Fortsetzung Tab. 2.1
Polyketide 750
ACAMOVIC u.
BROOKER 2005;
FINK-GREMMELS 2010
Polyphenolische Tannine
Catechin
(Strukturformel) Gallocatechin
Acadia aneura Ac. mearnsii (KT) Agelaeda oblique (Blätter)
Byrsonima crassifolia (Blätter, Wurzel) Callindra calothyrsus Carduus
pycnocephalus (Blätter)
Castanea sativa (HT) Clidemia spp. (HT) Desmodium
ovalifolium Hedysarum coronarium Leguminosen Lespedeza cuneata (KT)
Lespedeza striata (KT)
ACAMOVIC u.
BROOKER 2005;
WAGHORN u.
McNABB 2003 1. Kondensierte
Tannine (KT)
Proanthocaynidin Probinetidins Profisetinidins Proguibortinidins
McSWEENEY et al.
2001;
NELSON et al. 1995;
PATRA u. SAXENA 2010; THAN et al.
2005
1. Kondensierte Tannine (KT)
Leucaena
leucocephala (Blätter) (KT)
Lotus corniculatus Lotus cuneata (KT) Lotus pedunculatus Magnifera indica (Blätter)
Mimosa spp.
Myrabolam (HT) Ornobrychis viciifolia (KT)
Phylantus discoidus (Blätter)
P. peltatum (Blätter) Quebracho (KT) Quercus spp. (HT) Rheum undulatum (Blätter)
Onobrychis viciifolia Scop.
Glycine max (L.) Merr Mirtus communis Rhus typhina (Blätter) Sorghum sudanense (Frucht)
Terminalia belerica (Frucht)
T. chebula (Frucht) T. oblongata
McSWEENEY et al.
2001;
NELSON et al. 1995;
PATRA u. SAXENA 2010; THAN et al.
2005 2. Hydrolysierte
Tannine (HT)
Chebulsäure Ellagsäure Gallussäure (Strukturformel) Punicalagin
Pyrogallol (Pyrolyse der Gallussäure unter Decarboxylierung)
CORTINOVIS u.
CALONI 2013;
KAMRA et al. 2006;
McSWEENEY et al.
2001;
NELSON et al. 1995;
PATRA u. SAXENA 2010;
THAN et al. 2005
Fortsetzung Tab. 2.1 2. Hydrolysierte Tannine (HT)
T. spp. (HT)
Vaccinium vitis-idaea (Blätter)
Vemtilago spp. (HT)
CORTINOVIS u.
CALONI 2013;
KAMRA et al. 2006;
McSWEENEY et al.
2001;
NELSON et al. 1995;
PATRA u. SAXENA 2010;
THAN et al. 2005
Phytooestrogene Formononetin Glycine max (L.) Merr
Medicago sativa Trifolium
D´MELLO 2004 Proteaseinhibitor/
Proteinaseinhibitor
Trypsin
Chymotrypsin
Caesalpinoideae Mimooideae Leguminosen spp.
Psophocarpus tetragonolobus
ACAMOVIC u.
BROOKER 2005;
D´MELLO 2004;
WINK u. MOHAMED 2003
Proteinogene
Aminosäure ACAMOVIC u.
BROOKER 2005 Saponine
(Steroid- und Triterpensaponine)
Furostanol Olenane Spirostanol
Acacia concinna Brachiaria decumbens Caduus pycno-
cephalus (Blätter) Camellia cinensis (Samen und Blätter) Enterolobium cyclo- carpum
D´MELLO 2004;
FINK-GREMMELS 2010; HART et al.
2008;
PATRA u. SAXENA 2010
Saponine (Steroid- und Triterpensaponine)
Enterolobium tim- vouva (Blätter)
Glycine max (L.) Merr.
Grcinia mangostana Knautia arvensis Luzerne
Medicago sativa Panicum spp.
Phytolacca duo- decandra (Früchte) Pithecellobium saman (Früchte)
Quillaja saponaria (Rinde)
Samanea samen (Blätter)
Sapindus mukorossi Sapindus rarak (Früchte)
Sapindus saponaria (Früchte)
Sesbania sesban Sesbania pachycarpa (Blätter)
Tribulus terrestris Trigonella
foenum-graecum Yucca schidigera (Stamm und Wurzel)
D´MELLO 2004;
FINK-GREMMELS 2010; HART et al.
2008;
PATRA u. SAXENA 2010
Fortsetzung Tab. 2.1 Saponine
(Steroid- und Triterpensaponine)
Diosgenin Diosgenin Yamogenin Sarsasapogenin Smilagenin Sapogenin
Panicum
dichotomiflorum, Tribulus terrestris Brachia decumbens Narthecium
ossifragum
MEAGHER et al.
2001 S-methylcysteine
Sulphoxide
Brassica spp. WAGHORN u.
McNABB 2003
Säuren Aconitinsäure Gras FLINT 1997;
RUSSELL u. YORK 1985
Trypsininhibitoren Arginin
(Strukturformel)
D´MELLO 2004
2.2 Schadsubstanzen der sekundären Pflanzeninhaltsstoffe
Durch ihr mögliches toxisches Potential bekommen die gelisteten Schadsubstanzen (s. Tab. 2.1) große Aufmerksamkeit in der Wiederkäuerfütterung. Denn zum einen können Schadsubstanzen wegen ihrer weiten Verbreitung (100000 individuelle Schadsubstanzen; FINK-GREMMELS 2010) auch in Pflanzen vorkommen, die als Futterpflanze in dem Produkt Grassilage verarbeitet sind (FINK-GREMMELS 2010).
Zum anderen sind nur Tiere in der freien Wildbahn in der Lage, ihre Futtermittel frei zu wählen, erkannte Schadsubstanzen zu vermeiden und damit einer Exposition mit Schadsubstanzen zu entgehen oder gering zu halten (FINK-GREMMELS 2010).
Andere Herbivoren haben sich dagegen als Spezialisten herausgetan, sich durch chemische Koevolution gerade an (Futter-)pflanzen mit Schadsubstanzen anzupassen und dem toxischen Potenzial zu entgehen (SANDRI et al. 2014), um die sekundären Pflanzeninhaltsstoffe der Wirtspflanze für eigene Zwecke (Nahrungsaufnahme) zu verwenden (FINK-GREMMELS 2010).
Bei dem unter menschlicher Obhut gehaltenen Milchvieh steigt dagegen das Expositionsrisiko und damit die Auseinandersetzung mit möglichen Schadsubstanzen (s. Tab. 2.1). Denn viele Milchviehherden leben in ganzjähriger Stallhaltung, bei der die Fütterung auf eine Gesamt- oder Teilmischration mit eventueller individueller Konzentratzufütterung ausgelegt ist (HOFFMANN u. STEINHÖFEL 2015). Der Mensch greift damit aktiv in die Futtermittelwahl und -zusammenstellung ein und nimmt damit die Rolle der Vorselektion ein. Da es sich sowohl um bearbeitete (u.a.
durch Silierung) (HOFFMANN u. STEINHÖFEL 2015) als auch verschnittene Futtermittel (u.a. durch Produkte aus der Pflanzenölherstellung; FINK-GREMMELS 2010) handelt, können die eigentlichen sekundären Pflanzeninhaltsstoffe als maskierte Stoffe vorliegen. Diese Maskierung kann über das potenziell toxische Potenzial hinwegtäuschen und zu einer Gefährdung des Milchviehs führen (FINK- GREMMELS 2010).
Auf vielfältiger Weise sind Detoxifizierungsstrategien entwickelt worden, um sich vor der potenziellen Gefahr von Schadsubstanzen zu schützen. Grundsätzlich werden folgende Varianten unterschieden.
Die physikalischen und chemischen Varianten beruhen auf einer durch den Menschen hervorgerufene Reinigungsmöglichkeit, entweder durch einen Wasch-, Separierungs- oder thermischen Inaktivierungsprozess oder durch die Applikation von chemischen Detergenzien (SCHATZMAYR et al. 2006). Sie werden erfolgreich bei der Reinigung von verunreinigten Futtermitteln (u. a. Bakterien, Proteinen) angewendet (D´MELLO 2004). Insgesamt betrachtet besitzen diese Detoxifizierungsstrategien jedoch eine untergeordnete Funktion, da sie weder ausreichend verlässig wirken, noch die (essentiellen) sekundären Pflanzeninhaltsstoffe unbeschadet vorliegen lassen (SCHATZMAYR et al. 2006).
Darüber hinaus sind sie nicht im Pansen des Rindes möglich und somit für das vorliegende Schrifttum sekundär und nicht erwähnenswert.
Die biologische Variante bezieht sich dagegen auf Vorgänge innerhalb des Organismus und umfasst die Bindung von absorptionsfähigem Material und die mikrobielle Inaktivierung durch spezifische Enzyme (SCHATZMAYR et al. 2006). Die Pansenmikroflora (Bakterien, Protozoen, Pilze und Archaeen) beinhaltet eine speziesspezifische Zusammenstellung von Mikroorganismen (persönlicher Fingerabdruck, s. Kap. 2.2.4.1). Sie ist verantwortlich für den mikrobiellen Abbau oder den Umbau von sowohl Pflanzenbestandteilen (Zellulose, Hemizellulose, Pectin und Faserbestandteile, SALEEM et al. 2013) als aber auch allen sekundären Pflanzeninhaltsstoffen, die mit dem Futter aufgenommen werden (FINK-GREMMELS 2010; RODRÍGUEZ et al. 2011).
In der Literatur gibt es viele Untersuchungen zu Stoffwechsel und Energieproduktion der Pansenmikroflora, jedoch nur wenige Untersuchungen zu mikrobiellen Ab- und Umbauvorgängen von Schadsubstanzen im Pansen (FINK-GREMMELS 2010). Von der großen Menge an vorhandenen Pansenmikroorganismen ist nur für einzelne die mikrobielle Inaktivierung von Schadsubstanzen beschrieben (DÄNICKE 2016; FINK- GREMMELS 2010). Im Folgenden sind diese Pansenmikroorganismen herausgegriffen; die sekundären Pflanzeninhaltsstoffe und ihre Schadsubstanzen sind alphabetisch in der Tabelle 2.2 zusammengefasst.
2.2.4.1 Der Pansen – Ort der Schadsubstanzdetoxifikation
Es ist erwiesen, dass Wiederkäuer Giftpflanzen besser vertragen als Monogastrier (DOMINIGUEZ-BELLO 1996). Denn der Pansen stellt durch seine bemerkenswerte Funktion und besondere Lage das „Schlüsselorgan“ im Digestionstrakt des Rindes dar.
Der Pansen nimmt 64 bis 71 % vom Volumen des Verdauungstraktes ein (FLINT 1997) und ist dem restlichen Verdauungstrakt vorgeschaltet (PRINS 1987). Zudem wird die Passagerate von physikalisch-chemischen Interaktionen und der Kinetik der Digesta beeinflusst (PRINS 1987). So fällt dem Pansen, ähnlich wie der Leber, eine wichtige Bedeutung in Detoxifizierungsvorgängen von Schadsubstanzen zu (PRINS 1987). Um seine Hauptaufgaben des Metabolismus (Hydrolyse und Reduktion, PRINS 1987) bewerkstelligen zu können, liegt im Pansen ein spezifisches Mikrobiom vor. So befinden sich in 1 ml Pansenflüssigkeit 10 bis 50 Billionen Bakterien, 1 Million Protozoen und um die 1000 Pilze. Auch Methanogene (106 Zellen/ml) und Bakteriophagen (107-1010 Partikel/ml) werden zu dem Pansenmikrobiom gezählt (MORGAVI et al. 2012; RIBEIRO et al. 2016; SALEEM et al. 2013). Die Pansenmikroflora ist anpassungsfähig und damit das ständige Ergebnis von Fütterung und Futteraufnahme, den aktuellen physiologischen Bedingungen des Tieres und der geographischen Lage (LENGOWSKI et al. 2016; PRINS 1987;
RIBEIRO et al. 2016).
2.2.4.2 Wechselwirkungen zwischen Pansenmikroflora und der Schad- substanzen
Zwischen Tiergruppen von verschiedenen Erdteilen finden sich Unterschiede in der Zusammensetzung der Pansenmikroflora (FLINT 1997) (s. Kap. 2.3.4.4.5). Die Pansenmikroflora jeder Tiergruppe hat sich an die jeweilig vorhandene Pflanzenvegetation angepasst und schafft sich so eine eigene ökologische Nische.
Teilweise benötigt sie aber auch eine längere Phase für eine Adaptation an Pflanzeninhaltsstoffe (FLINT 1997). Ziel der Adaptation ist stets, die Fähigkeiten auszubilden, Schadsubstanzen um- oder abzubauen und dem toxischen Potenzial zu entgehen. Teilweise aber kommt es lediglich zu Wechselwirkungen (positiv und negativ) zwischen Schadsubstanz und Pansenmikroflora, die nicht auf Ab- oder Umbau abzielen.
So bewirken Tannine, dass einzelne Komponenten der Pansenmikroflora in ihrer Funktion selektiv gehemmt werden (FLINT 1997), indem die Methanogenese reduziert wird (PATRA u. SAXENA 2010). Auch die Saponine bewirken im Pansen eine verringerte Methanproduktion, indem sie Methanbildner (Archaeen) und Protozoen hemmen und dadurch die Anzahl und die Aktivität der Methanbildner einschränken (s. Kap. 2.1.3.1, FLINT 1997; PATRA u. SAXENA 2010).
2.2.4.2.1 Abbau von Schadsubstanzen – Entgiftung
Abgesehen von den Abbauvorgängen von Gerüstsubstanzen (RIBEIRO et al. 2016), sind Vorgänge bekannt, die sekundäre Pflanzeninhaltsstoffe abbauen. In Abbildung 2.5 ist der Abbau von Tanninen (Gallussäure) zu einfachen Gärprodukten des Pansens beschrieben. Der Pansen hat sich an die im Futter vorkommenden Tannine angepasst, indem er Tannine mithilfe von folgenden Bakterien detoxifiziert:
Eubacterium oxidoreducens sp. nov. (Stamm G41), Streptococcus bovis, Synthrophococcus sucremutans und Coprococcus sp. (KRUMHOLZ u. BRYANT 1986; McSWEENEY et al. 2001; THAN et al. 2005).
Im Einzelnen werden die Tannine durch die genannten Bakterien zuerst zu Pyrogallol umgewandelt, das wiederum zu Phloroglucinol oder Resorcinol konvertiert. Im letzten Reaktionsschritt entstehen durch Ringspaltung aus Dihydrophloroglucinol Acetat und Butyrat (McSWEENEY et al. 2001).
Gallussäure
Pyrogallol
Resorcinol Phloroglucinol
Dihydrophloroglucinol
Ringspaltung
Butyrat Acetat
Abb. 2.5: Abbau von Tanninen am Beispiel der Gallussäure im Pansen (modifiziert nach McSWEENEY et al. 2001)
2.2.4.3 Umbau von Schadsubstanzen – Schadsubstanzänderung
Neben direkten Abbauvorgängen (Entgiftungen) können Pansenbakterien einerseits die Toxine der Schadsubstanzen (s. Tab. 2.1) umbauen, sodass ein Abbau möglicherweise leichter vonstattengeht. Anderseits können aber auch Stoffe mit einem höheren Potenzial und damit einer höheren Aktivität gebildet werden (DÄNICKE 2016; DOMENIGUEZ-BELLO 1996). Denn diese und auch die Stoffe, die unverändert durch den Pansen gelangen, können zu gesundheitlichen Problemen im Rind führen (DÄNICKE 2016). In Abbildung 2.6 ist der Umbau von Aconitsäure, die bis zu 4 % der Trockenmasse vom Gras ausmacht (RUSSELL u. YORK 1985), dargestellt. Folgende Pansenbakterien sind dafür verantwortlich: Selenomonas ruminatium (HD4, D), Bacteroides ruminocola (B14, 23) und Butyrivibrio fibrisolvens 49, A38 (FLINT 1997; RUSSELL u. YORK 1985). Bei der Umwandlung von Aconitsäure zu Tricarballysäure kommt es zu keiner Toxinminderung, Tricarballysäure kann aber nach längerer Passagerate zu Acetat umgewandelt werden. Verantwortlich dafür ist Acidaminococcus fermentans (FLINT 1997).
Trans-Aconitsäure ist in der Lage, Komplexe mit Magnesium zu bilden, wodurch die Magnesiumverfügbarkeit des Rindes reduziert wird (RUSSELL u. YORK 1985). Es wird postuliert, dass trans-Aconitsäure Symptome der Hypomagnesiämie verursacht (RUSSELL u. YORK 1985). Die Tricarballylsäure (Anlagerung zweier Wasserstoffatome, s. Abb. 2.6) wird nur sehr langsam durch die Pansenmikroorganismen enzymatisch verdaut. Auch Tricarballysäure ist ein wichtiger Faktor in dem Erkrankungsbild der Hypomagnesiämie (RUSSELL u. YORK 1985).
Aconitsäure Tricarballylsäure
Abb. 2.6: Umbau von Aconitsäure zu Tricarballysäure durch Wasserstoffanlagerung (modifiziert nach RUSSELL u. YORK 1985)
2.2.4.4 Beteiligte Pansenmikroorganismen – Ab- und Umbau von Schadsubstanzen
Bisher wurde die größte Aktivität den Pansenbakterien Fibrobacter succinogenes, Ruminococcus albus, Ruminococcus flavefaciens und Butyrivibrio fibrisolvens zugesprochen. Die Global Rumen Census2 ordnete folgende Bakterien zu den am häufigsten vorkommenden Pansenbakterien sowie zum hauptbakteriellen Mikrobiom hinzu: Prevotella, Butyrivibrio und Ruminococcus sowie die unklassifizierten Bacteroidales, Clostridiales, Lachnospiraceae und Ruminoccaceae (RIBEIRO et al.
2016). Im vorliegenden Abschnitt liegt der Fokus auf den Pansenmikroorganismen, denen (neben dem Zellwandabbau) der Ab- oder/und Umbau von den Toxinen der sekundären Pflanzeninhaltsstoffe zufällt.
2.2.4.4.1 Butyrivibrio fibrisolvens
Butyrivibrio fibrisolvens ist beim Abbau von Fluoroacetat und bei der Esterspaltung von Phenolsäuren (Cumar- und Ferulasäure) durch extrazelluläre p-Cumaroyl- und Feruloylesterasen beteiligt (BESLE et al. 1994). Aconitinsäure wird unter anderem auch von diesem Bakterium abgebaut, verantwortlich dafür sind die Stämme 49 und A38 (RUSSELL u. YORK 1985, s. Kap. 2.3.4.3). Außerdem sind einige Stämme von Butyrivibrio in der Lage, Alfalfa-Saponine abzubauen (HART et al. 2008).
Kondensierte Tannine dagegen wirken auf eine Reihe von proteolytischen Bakterien, wie auch auf Butyrivibrio fibriosolvens, indem sie die Aktivität des Bakteriums vermindern (McSWEENEY et al. 2001).
Butyrivibrio fibrisolvens ist ebenfalls auch beim Abbau von folgenden Mykotoxinen beteiligt: Deoxynivalenon, Diacetoxyscirpenol, Ochratoxin, Verrucarin A, Zearalenon (YIANNIKOURIS u. JOUNANY 2002).
2 Global Rumen Census: http://www.globalrumencensus.org.nz/home.html
2.2.4.4.2 Eubacterium spp.
Das Eubacterium cellulosolvens kommt im Pansen von Rindern und Schafen häufig vor und ist neben Bindung und Abbau von Zellulose in der Lage, bestimmte Flavon- C-Glykoside (Orientin, Isovitexin) zu deglykosylieren und O-Glykoside von Flavonen (Luteolin, Apigenin) und Isoflavonen (Diadzein, Genistein) zu hydrolysieren (BRAUNE u. BLAUT 2012). Beim Abbau von O-Glykosiden und Polyphenole entstehen 3-(3,4-Dihydroxyphenyl)-propionsäure und 3-(4-Hydroxyphenyl)- propionsäure (s. a. Kap. 5.7.4, BRAUNE u. BLAUT 2012).
Eubacterium oxidoreducens sp. nov. ist ebenfalls streng anaerob (nicht motiles, gebogenes, gram-positives Stäbchen mit runden Enden, KRUMHOLZ u. BRYANT 1986) und im Pansen in Anwesenheit von Wasserstoff oder Ameisensäure beim Abbau von Gallaten (Derivaten der Gallussäure), Phloroglucinol und Pyrogallol zu Acetat und Butyrat beteiligt (NELSON et al. 1995).
2.2.4.4.3 Fibrobacter succinogenes
Fibrobacter succinogenes ist wie auch Butyrivibrio fibriosolvens und Ruminoccocus albus (s. Kap. 2.2.4.4.1) in der Lage, Ester von Phenolsäuren mithilfe von extrazellulären p-Cumaroyl- und Feruloylesterasen zu spalten (Faserabbau im Pansen, BESLE et al. 1995; MORGAVI et al. 2012) . Kondensierbare Tannine wirken auf Fibrobacter succinogenes dahin gehend, dass zellassoziierte sowie extrazelluläre Endoglukanasen inhibiert werden (McSWEENEY et al. 2001).
2.2.4.4.4 Streptococcus spp. (bovis)
Streptococcus bovis und Streptococcus gallolyticus sind gegenüber einigen Tanninen, auch in hohen Konzentrationen, tolerant (McSWEENEY et al. 2001, 2002).
McSWENNEY et al. (2001) beschreiben aber gleichzeitig auch, dass kondensierte Tannine bei Streptococcus bovis, wie auch anderen proteloytischen Bakterien, eine verminderte Aktivität des Bakteriums hervorrufen. 1994 beschrieben TAN et al., dass auch Streptococcus bovis und Clostridium sporogenes Mimosin, 3,4- und 2,3-Dihydroxypyridin (3,4-/2,3-DHP) abbauen können.
Streptococcus spp. können hydrolysierte Tannine mithilfe von Esterasen (Tanninacylhydrolasen) abbauen (THAN et al. 2005) oder mit anderen Enzymsystemen Esterbindungen spalten (McSWEENEY et al. 2002).
Streptococcus bovis baut Phloroglucinol ab (KRUMHOLZ u. BRYANT 1986).
2.2.4.4.5 Synergistes jonesii
Vier Stämme von Synergistes jonesii sind beschrieben, die auf einigen Erdteilen bei Wiederkäuern im Pansen eine Detoxifizierung von Schadsubstanzen bewirken können (FLINT 1997). Die Leguminosenart Leucaena leucocephala enthält Mimosin (nicht-proteinogene Aminosäure), die an sich nicht toxisch ist, aber im Pansen zu 3,4- und 2,3-Dihydroxypyridin (3,4-/2,3-DHP) umgewandelt wird (DERAKHSHANI et al. 2016, s. Tab. 2.1). Tiere aus Australien und Indien sind weder in der Lage, Mimosin noch die Metaboliten in nicht-toxische Stoffe zu konvertieren (DERAKHSHANI et al. 2016). Dagegen erkranken Tiere aus Hawaii und Indonesien unter dieser Fütterung nicht (DERAKHSHANI et al. 2016), denn das Bakterium Synergistes jonesii ist in ihrem Pansenmikrobiom vorhanden (AGUIAR u. WINK 2005; DERAKHSHANI et al. 2016; SOEDARJO et al. 1994).
2.2.4.4.6 Weitere beteiligte Pansenmikroorganismen
Über die Beteiligung der Pansenpilze beim Abbau von Schadsubstanzen ist wenig bekannt, dafür aber kommt ihnen eine große Rolle beim Abbau der Zellwandbestandteile, Lignin und Zellulose zu. So bedient sich Phanerochaete chrysosporium beim Abbau von Lignin Ligninperoxidasen und Manganperoxidase (BESLE et al. 1994). Coriolus versicolor verwendet Laccase, eine Kupferphenoloxidase (BESLE et al. 1994) und Streptomyces viridosporus (Stamm T7A) baut Lignin über Demethylation und Aromaringspaltung ab. BESLE et al.
(1994), McSWEENEY et al. (2001) und SELINGER et al. (1996) beschreiben Neocallimastix patriciarum und Orpinomyces joyonii als Pansenpilze, die eine Xylaseaktivität besitzen und bei dem Abbau von Zellulose wirken. Weitere anaerobische Pilze, die zur Klasse der Chytridomycetes gehören (Anaeomyces, Caecomyces, Orpinomyces, Piromyces sp.), wirken beim Abbau von Zellwandbestandteilen mit (SELINGER et al. 1996). Anaeomyces besitzt eine hydrolytische Aktivität und wirkt über eine Reihe an Enzymen: ß-Endoglucanase, Xylanase, Cellobiohydrolase, ß-Glucosidase, ß-Xylosidase (FLIEGEROVÁ et al.
2002).
