Detaillierte bibliografische Daten sind im Internet über http://dnb.ddb.de abrufbar.
1. Auflage 2009
© 2009 by Verlag: Deutsche Veterinärmedizinische Gesellschaft Service GmbH, Gießen Printed in Germany
ISBN 978-3-941703-23-0
Verlag: DVG Service GmbH Friedrichstraße 17
35392 Gießen 0641/24466 geschaeftsstelle@dvg.net
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Untersuchung zur Pharmakokinetik
von Betamethason nach intravenöser und dermaler Applikation hinsichtlich der Dopingrelevanz beim Pferd
INAUGURAL-DISSERTATION zur Erlangung des Grades einer Doktorin
der Veterinärmedizin - Doctor medicinae veterinarie -
(Dr. med. vet.)
vorgelegt von Lieke Dikker Duisburg
Hannover 2009
Wissenschaftliche Betreuung: Universitätsprofessor Dr. M. Kietzmann
Institut für Pharmakologie, Toxikologie und Pharmazie der Tierärztlichen Hochschule Hannover
1. Gutachter: Universitätsprofessor Dr. M. Kietzmann 2. Gutachter: Universitätsprofessor Dr. Dr. h. c. E. Deegen
Tag der mündlichen Prüfung: 07.05.2009
Meinen Eltern in Liebe und Dankbarkeit
und in Erinnerung an meinen besten Freund
Inhaltsverzeichnis
Abkürzungsverzeichnis
I. Einleitung 1
II. Literaturübersicht 2
1. Glukokortikoide 2
1.1 Natürliches Vorkommen, Struktur und Steuerung 2
1.1.1 Cortisol 3
1.2 Wirkungsmechanismus und Wirkungen 4
1.2.1 Physiologische Wirkungen 5
1.2.2 Unerwünschte Wirkungen 7
1.3 Indikationen für Glukokortikoide und Dopingrelevanz 8
1.4 Synthetische Glukokortikoide 10
1.4.1 Pharmakokinetik synthetischer Glukokortikoide 10
1.4.1.1 Resorption 11
1.4.1.2 Verteilung 11
1.4.1.3 Metabolisierung 12
1.4.1.4 Elimination 12
1.4.2 Betamethason 13
1.4.3 Glukokortikoidester 13
1.5 Dermale Verabreichung von Glukokortikoiden 15
1.5.1 Aufbau der Haut und Penetration von Glukokortikoiden 15
1.5.2 Dermatokortikoide 17
1.5.3 Einsatz von Dermatokortikoiden in der Veterinärmedizin 18 1.5.4 Unerwünschte Wirkungen nach Einsatz von Dermatokortikoiden 18
2. Grundlagen der Pharmakokinetik 19
2.1 Pharmakokinetische Modelle 25
2.1.1 Offenes Ein-Kompartiment-Modell 26
2.1.2 Mehr-Kompartiment-Modelle 26
3. Analytische Messverfahren 28
3.1 Aufbau und Funktion der HPLC 28
3.2 Massenspektrometrie 29
4. Doping im Pferdesport 31
4.1 Dopingbegriff und Dopingbestimmungen 31
4.1.1 Tierschutzrechtliche Aspekte des Doping 32
4.1.2 Dopingbestimmungen der Pferdesportorganisationen 32
4.2 Formen des Doping 34
4.2.1 Doping auf Sieg 34
4.2.2 Doping zur Wiederherstellung der normalen Leistungsfähigkeit 35
4.2.3 Doping mit körpereigenen Substanzen 36
4.2.4 Physikalisches Doping 36
4.2.5 Doping auf Niederlage 36
4.2.6 Unabsichtliches Doping 37
4.2.7 Maßnahmen zur Erschwerung des Dopingnachweises 37
III. Material und Methoden 39
1. Versuchsaufbau 39
1.1 Versuchstiere 39
1.2 Testformulierungen 40
1.2.1 Celestan® solubile 40
1.2.2 Celestan®-V Salbe 40
1.3 Versuchsablauf 41
1.3.1 Vorversuch 41
1.3.2 Hauptversuch 41
1.3.3 Versuchsdurchführung 41
1.3.3.1 Vorbereitung 41
1.3.3.2 Medikamentenapplikation 42
1.3.3.2.1 Intravenöse Applikation 42
1.3.3.2.2 Dermale Applikation 43
1.3.3.3 Gewinnung der Blutproben 44
1.3.3.4 Gewinnung der Urinproben 44
1.3.3.5 Zeitintervalle der Probengewinnung 44
1.4 Probenaufbereitung und Probenlagerung 46
1.4.1 Blutproben 46
1.4.2 Urinproben 46
2. Bestimmung der Betamethasonkonzentration 46
2.1 Methodenentwicklung 47
2.1.1 Chemikalien 47
2.1.2 Herstellung von Standardlösungen 48
2.1.3 Wahl und Herstellung des internen Standards 48
2.1.4 Angewandte Methode 48
2.1.4.1 Aufarbeitung der Proben des Vorversuches 49
2.1.4.1.1 Aufarbeitung der Plasmaproben 49
2.1.4.1.2 Aufarbeitung der Urinproben 50
2.1.4.2 Messverfahren 50
2.1.4.2.1 HPLC 50
2.1.4.2.2 Massenspektrometer 51
2.1.5 Hydrolyseversuch Urin 52
2.2 Methodenvalidierung 52
2.2.1 Richtigkeit 52
2.2.2 Präzision 53
2.2.3 Nachweisgrenze 54
2.2.4 Bestimmungsgrenze 56
2.2.5 Selektivität 56
2.2.6 Linearität 57
2.2.7 Stabilität 58
2.2.8 Wiederfindung 59
2.3 Aufarbeitung der Plasma- und Urinproben des Hauptversuches 60
2.3.1 Aufarbeitung der Plasmaproben 60
2.3.2 Aufarbeitung der Urinproben 60
3. Messung von Kreatinin 61
4. Messung von Cortisol 61
5. Pharmakokinetische Berechnungen 63
IV. Ergebnisse 64
1. Ergebnisse der Analysemethode 64
1.1 Massenspektrum von Betamethason 64
1.2 Massenspektrum von Fluocortolon 65
2. Ergebnis des Hydrolyseversuchs 65
3. Validierung der Analysemethode 66
3.1 Richtigkeit 66
3.2 Präzision 67
3.3 Nachweis- und Bestimmungsgrenze 67
3.4 Selektivität 68
3.5 Linearität 70
3.6 Stabilität 72
3.7 Wiederfindung 74
4. Plasma- und Urinkonzentrationen von Betamethason 75
4.1 Plasma- und Urinkonzentrationen von Betamethason nach intravenöser Applikation 75 4.1.1 Plasmakonzentrationen von Betamethason nach intravenöser Applikation von
Celestan® solubile 75
4.1.2 Urinkonzentrationen von Betamethason nach intravenöser Applikation von
Celestan® solubile 77
4.2 Plasma- und Urinkonzentrationen von Betamethason nach dermaler Applikation 79 4.2.1 Plasmakonzentrationen von Betamethason nach dermaler Applikation von 4 g
Celestan®-V Salbe 79
4.2.2 Urinkonzentrationen von Betamethason nach dermaler Applikation von 4 g
Celestan®-V Salbe 80
4.2.3 Plasmakonzentrationen von Betamethason nach dermaler Applikation von 8 g
Celestan®-V Salbe 83
4.2.4 Urinkonzentrationen von Betamethason nach dermaler Applikation von 8 g
Celestan®-V Salbe 83
5. Plasmakonzentrationen von Cortisol 86
5.1 Plasmakonzentrationen von Cortisol nach intravenöser Applikation von Celestan®
solubile 86
5.2 Plasmakonzentrationen von Cortisol nach dermaler Applikation von 4 g Celestan®-V
Salbe 88
5.3 Plasmakonzentrationen von Cortisol nach dermaler Applikation von 8 g Celestan®-V
Salbe 89
6. Pharmakokinetische Ergebnisse 92
V. Diskussion 94
1. Eignung der Analysemethode für den Nachweis von Betamethason in Plasma und Urin 94
2. Plasma- und Urinkonzentrationen von Betamethason 96
2.1 Plasma- und Urinkonzentrationen von Betamethason nach intravenöser Applikation 96 2.2 Plasma- und Urinkonzentrationen von Betamethason nach dermaler Applikation 98 3. Einfluss von Betamethason auf die Plasmacortisolkonzentration 100
4. Pharmakokinetische Ergebnisse 103
5. Bewertung der Ergebnisse 105
6. Bewertung der Ergebnisse hinsichtlich ihrer Dopingrelevanz 106
VI. Zusammenfassung 109
VII. Summary 111
VIII. Literaturverzeichnis 113
IX. Tabellenverzeichnis 136
X. Abbildungsverzeichnis 139
XI. Anhang 142
Abkürzungsverzeichnis
® eingetragenes Warenzeichen
°C Grad Celsius
% Prozent
µg Mikrogramm
µl Mikroliter
µm Mikrometer
µmol Mikromol
α Hybridkonstante, Fehlerwahrscheinlichkeit Abb Abbildung
ACTH Adrenocorticotropes Hormon AUC Area under the curve
AUCe.v. Gesamtfläche unter der Plasmakonzentrationskurve nach extravasaler Applikation
AUCi.v. Gesamtfläche unter der Plasmakonzentrationskurve nach intravenöser Applikation
AUCStandard Fläche unter der Plasmakonzentrationskurve des Standardpräparates AUCTest Fläche unter der Plasmakonzentrationskurve des Testpräparates β Hybridkonstante
bzw beziehungsweise C Wirkstoffkonzentration
C(Grenze) Wirkstoffkonzentration des Grenzwertes
C0 Anfangskonzentration eines Wirkstoffes im Plasma
ca circa
CL Clearance
CLNR extrarenale Clearance CLR renale Clearance
cm Zentimeter
C(max) maximale Wirkstoffkonzentration
D Dosis
dc/dt Eliminationsrate, ausgeschiedene Wirkstoffmenge pro Zeiteinheit DIN Deutsche Industrie Norm
d.h. das heißt
DNA Desoxyribonucleinsäure
DVR Direktorium für Vollblutzucht und Rennen e.V. eingetragener Verein
EHSLC European Horserace Scientific Liaison Committee ELISA Enzym-linked Immunosorbent Assay
ESI Elektrospray-Ionisation et al et alii
f Freiheitsgrade der linearen Kalibration f absolute Bioverfügbarkeit
FAL Institut für Tierzucht der Forschungsanstalt für Landwirtschaft, Mariensee FEI Federation Equestre Internationale
FN Federation Equestre Nationale, Deutsche Reiterliche Vereinigung e.V.
fr relative Bioverfügbarkeit
g Gramm
h Stunde
HPLC High Performance Liquid Chromatography HQC High Quality Control Standard
HVT Hauptverband für Traber-Zucht und -Rennen e.V.
i.m. intramuskulär i.v. intravenös
k10 bzw. kel Eliminationsgeschwindigkeitskonstante für das zentrale Kompartiment
k12 Geschwindigkeitskonstante, Übertritt vom zentralen ins periphere Kompartiment k21 Geschwindigkeitskonstante, Übertritt vom peripheren ins zentrale Kompartiment
kg Kilogramm
KGW Körpergewicht Konz Konzentration
l Liter
LC Liquid Chromatography
ln natürlicher Logarithmus
LOD Limit of detection, Nachweisgrenze
LOQ Limit of quantification, Quantifizierungsgrenze LPO Leistungsprüfungsordnung
LQC Low Quality Control Standard m/z Masse durch Ladungszahl
max maximal
MeOH Methanol
mg Milligramm
min Minute
ml Milliliter mm Millimeter mmol Millimol
MQC Midrange Quality Control Standard MRM Multi Reaction Monitoring MRT Mean Residuence Time mRNA messenger Ribonukleinsäure MS Massenspektrometer MS/MS Tandem-Massenspektrometer n Anzahl der Proben
ng Nanogramm
nm Nanometer
n.n. nicht nachweisbar NNR Nebennierenrinde
Nr Nummer
pg Picogramm
pH-Wert negativ dekadischer Logarithmus der Wasserstoffionenkonzentration Qx Summe der Abweichungsquadrate
R2 Regressionskoeffizient RE relativer Fehler
RO Rennordnung
rpm Umdrehungen pro Minute s Standardabweichung s2 Varianz
Sb Zwischenpräzision
sec Sekunde
Sw Wiederholpräzision sxo Reststandardabweichung
syn Synonym
t0,5 Halbwertszeit tA Ausscheidungszeit
tA(Grenze) Ausscheidungszeit bis zum Erreichen eines Grenzwertes tf,α vorgegebener Tabellenwert
Tab Tabelle
TBME Tertiär Butylmethylether
TINV(α;f) t-Wert der t-Verteilung unter den Bedingungen des Freiheitsgrades (f) sowie der Fehlerwahrscheinlichkeit (α)
TRO Trabrennordnung u.a. und andere UV Ultraviolett
V1 Verteilungsvolumen im zentralen Kompartiment V2 Verteilungsvolumen im peripheren Kompartiment
VB0 Vertrauensbereich (Konfidenzintervall) für den Merkmalswert Null Vd Verteilungsvolumen
Vdβ Verteilungsvolumen im Pseudo-Steady-State Vss Verteilungsvolumen im Steady-State
x Mittelwert z.B. zum Beispiel ZNS Zentralnervensystem
I. Einleitung
„Wann darf das Pferd wieder am Wettkampf teilnehmen?“ ist eine Frage, die dem Sportpferde betreuenden Tierarzt häufig von Besitzern und Trainern gestellt wird und die nur selten zweifelsfrei beantwortet werden kann. Der Grund dafür ist die fehlende oder unzureichende Kenntnis der Pharmakokinetik und des Ausscheidungsverhaltens vieler therapeutisch eingesetzter Arzneimittel. Die Deutsche Reiterliche Vereinigung, das Direktorium für Vollblutzucht und der Hauptverband für Traber-Zucht und -Rennen verbieten in ihrem jeweiligen Reglement nahezu jede körperfremde Substanz zum Zeitpunkt des Wettkampfes.
Dabei ist nicht zu unterscheiden ob das Arzneimittel im Rahmen einer tierärztlichen Therapie oder vorsätzlich zur Leistungsbeeinflussung angewendet wurde. Das Unterlassen einer notwendigen Behandlung eines erkrankten Pferdes ist jedoch aus Tierschutzsicht keine Lösungsmöglichkeit um eine positive Dopingprobe zu vermeiden.
Ein Ansatz zur Lösung des Problems wird in einem europaweiten Projekt des European Horserace Scientific Liaison Committee (EHSLC) bearbeitet. Das EHSLC ist eine 1992 gegründete Vereinigung von Pferdesportverbänden, deren Mitglieder die Staaten Großbritannien, Frankreich, Italien, Irland und Deutschland sind. Ziel des Projektes ist die Gewinnung pharmakokinetischer Daten von Wirkstoffen und die Standardisierung von Analysemethoden in den unterschiedlichen Laboratorien.
Im Rahmen der vorliegenden Studie sollte eine geeignete Analysemethode für Betamethason entwickelt und validiert werden, um anhand eines Ausscheidungsversuches das pharmakokinetische Verhalten von Betamethason zu ermitteln. Dazu wurde das Ausscheidungsverhalten von Betamethason bei Pferden nach intravenöser und dermaler Applikation untersucht. Neben der Bestimmung der Betamethasonkonzentration wurde auch die Cortisolkonzentration im Plasma erfasst, um die Wirkung von Betamethason auf diesen Parameter zu untersuchen. Mit Hilfe dieser Untersuchungen sollte zum einen geprüft werden, ob verbindliche Aussagen zu Ausscheidungszeiten und Absetzfristen für den Arzneistoff Betamethason gemacht werden können. Zum anderen galt es zu untersuchen, ob die Bestimmung eines Grenzwertes für Betamethason hinsichtlich der Dopingproblematik möglich und sinnvoll ist.
II. Literaturübersicht
1. Glukokortikoide
Die Nebennierenrinde synthetisiert mehr als 50 Steroidhormone, die jedoch nicht alle einen biologischen Effekt zeigen (MACHARG et al., 1985). Diese als Kortikosteroide bezeichneten Hormone können nach ihrer vorwiegenden Wirkung in Glukokortikoide und Mineralokortikoide eingeteilt werden (BREUER, 1973; THUN u. SCHWARTZ-PORSCHE, 1992; SCHIMMER u. PARKER, 2001). Während Mineralokortikoide, mit dem Hauptvertreter Aldosteron, ihre Hauptwirkung in der Regulation des Elektrolyt- und Flüssigkeitshaushaltes entfalten, beeinflussen Glukokortikoide hauptsächlich den Glukose-, Protein- und Calciumstoffwechsel (UNGEMACH, 2006). Nachfolgend wird näher auf die in dieser Studie verwendeten Glukokortikoide eingegangen.
1.1 Natürliches Vorkommen, Struktur und Steuerung
Glukokortikoide werden überwiegend in der Zona fasciculata der Nebennierenrinde (NNR) gebildet; sie entstehen dort in mehreren Biosynthese-Schritten aus Cholesterol. Sie bestehen aus 21 C-Atomen, wobei als wichtiges Strukturmerkmal für die glukokortikoide Wirkung das Vorhandensein von Hydroxylgruppen an C11 und C17 angesehen wird (WUTTKE, 1993).
Glukokortikoide werden nach der Synthese ohne vorherige Speicherung ins Blut abgegeben.
Dabei erfolgt die Steuerung durch das Hypothalamus-Hypophysen-System. Die Sekretion der Glukokortikoide wird durch das, aus dem Hypophysenvorderlappen stammende, Adrenocorticotrope Hormon (ACTH) stimuliert. Das ACTH wiederum unterliegt der Kontrolle des aus dem Hypothalamus freigesetzten Corticotropin-Releasing-Faktor (MUNCK et al., 1984). Steigende Blutkonzentrationen von körpereigenen oder exogenen Glukokortikoiden greifen durch negative Rückkopplung in diesen Regelkreis ein (SENDELBECK u. YATES, 1970). Die Folge ist eine fehlende oder verminderte Ausschüttung von endogenem Cortisol, die jedoch nach Abfall der Konzentration wieder einsetzt.
1.1.1 Cortisol
Der Hauptvertreter der endogenen Glukokortikoide beim Pferd ist das Cortisol (COVALESKY et al., 1992); es macht 90 % der zirkulierenden Kortikoide aus. Cortisol (syn.
Hydrocortison) hat die in Abbildung 1 dargestellte Strukturformel.
Abb. 1: Strukturformel von Cortisol
Die Cortisol-Ausschüttung findet nicht kontinuierlich statt, sondern erfolgt episodisch über den oben beschriebenen Steuerungsmechanismus der negativen Rückkopplung. Ein circadianer Rhythmus und auch Stress beeinflussen die Cortisolkonzentration im Blut (DÖCKE u. KEMPER, 1994; OETTEL, 2007). Die circadiane Rhythmik unterliegt tierartlichen Unterschieden (THUN, 1987). Beim Hund treten Maximalwerte morgens, bei der Katze hingegen abends auf (UNGEMACH, 2006). Beim Pferd ist ein Maximum der Cortisolkonzentration in den Morgenstunden zu messen, wohingegen die Werte in den Abendstunden niedriger sind (HOFFSIS et al., 1970; BOTTOMS et al., 1972). Nach LANE (1986) sind Cortisolmaxima beim Pferd zwischen 4.00 und 14.00 Uhr messbar. Angaben für Normalwerte bezüglich der Cortisolkonzentration beim Pferd sind in der Literatur sehr vielfältig und unterschiedlich dargelegt. GYLSTORFF u. HEGNER (1983) fanden beim Pferd tageszeitliche Schwankungen von 40-80 ng/ml Plasma, AUTEFAGE et al. (1986) von 57-93 ng/ml Plasma und LANE (1986) von 30-57 ng/ml Plasma. MILEWSKI (2006) erstellte aus den von ihr gemessenen Plasmacortisolkonzentrationen einen nichtparametrischen Referenzbereich. Der Referenzbereich war einseitig definiert, es wurde also nur die Untergrenze festgelegt. Die Untergrenzen für die beiden Versuchsgruppen (jeweils sechs Pferde) lagen bei 39,4 ng/ml und 38,1 ng/ml. Bei Pferden kann, in Abhängigkeit von
Tageszeit und Belastung, eine Cortisolkonzentration von 25-65 ng/ml Plasma als normal angesehen werden (KLAUS u. HAPKE, 1996). COVALESKY et al. (1992) stellten bei unerfahrenen Pferden auf Turnieren höhere Cortisolkonzentrationen fest als in bekannter Umgebung. Damit bestätigen sie den Einfluss von Stress auf die endogene Cortisolproduktion.
Die Plasmahalbwertszeit von Cortisol beträgt beim Pferd 80-120 Minuten (UNGEMACH, 2006). Die Inaktivierung erfolgt überwiegend in der Leber mit darauf folgender renaler Elimination (LUTZ, 1988).
1.2 Wirkungsmechanismus und Wirkungen
Aufgrund der Lipophilie der Steroidhormone können diese durch Membranen in die Zielzelle diffundieren (LUTZ, 1988). Dort binden die Hormone an Rezeptoren, die im Zytoplasma lokalisiert sind (LAPOINTE u. BAXTER, 1989). Nach VOIGT u. FEHM (1981) befinden sich die Rezeptoren ubiquitär im Körper, jedoch hauptsächlich in Muskulatur, Fettgewebe, Haut, Leber und lymphatischem Gewebe. Steroidhormonrezeptoren weisen charakteristische Domänen auf (DNA-Domäne, Hormonbindungsdomäne, regulatorische Domäne und Hinge- Region) (EVANS, 1988). Über einen Proteinkomplex ist der Glukokortikoidrezeptor im Zytoplasma gebunden (PRATT, 1998; DEFRANCO u. CSERMELY, 2000). Die Bindung der Glukokortikoide an den Rezeptor erfolgt in der Hormonbindungsdomäne (GUSTAFSSON et al., 1987), was nachfolgend zur Dissoziation des Proteinkomplexes und der Aktivierung des Rezeptors führt. Eine Translokation des nun aktiven Rezeptorkomplexes wird möglich (DAVIES et al., 2002). Im Zellkern interagiert die DNA-Domäne mit spezifischen DNA- Sequenzen der Promotor-Region beeinflussbarer Gene (ROUSSEAU, 1984). Die Transkription des durch das Hormon gesteuerten Gens wird aktiviert. Eine gesteigerte Exprimierung spezifischer mRNA und die damit verbundene Synthese von korrespondierenden Proteinen ist die Folge (DANON u. ASSOULINE, 1978). Dabei werden vermehrt katabole Enzyme, Enzyme für die Glukoneogenese und Hemmproteine gebildet (BATEMAN, 1989). Aufgrund der beschriebenen Reaktionen erklärt sich die protrahierte Wirkung auch wenn sich keine Glukokortikoid-Rezeptorkomplexe mehr im Zellkern befinden (JUSKO u. ROSE, 1980; GUSTAFSSON et al., 1987).
1.2.1 Physiologische Wirkungen
Glukokortikoide hemmen aufgrund der proteinkatabolen Wirkung die Proteinbiosynthese und steigern den Abbau von Protein in Muskeln, Knochen und lymphatischen Organen. Die Stickstoffbilanz wird negativ. Durch den Proteinabbau werden Aminosäuren frei, die zur Glukoneogenese eingesetzt werden (MUNCK u. GUYRE, 1989). Die Blutglucosekonzentration steigt an und Glucose wird vermehrt in Form von Glykogen in der Leber gespeichert (MÖSTL, 2000). Gleichzeitig hemmt Cortisol die periphere Glucoseverwertung (KUSCHINSKI et al., 1993). Insgesamt ist der Glukoseumsatz gesteigert, die Glukosetoleranz und die Insulinempfindlichkeit nehmen ab.
Der Eingriff von Glukokortikoiden in den Fettstoffwechsel zeigt sich in einer Verstärkung der lipolytischen Wirkung von Catecholaminen und lipolytischen Enzymen, sowie einer gleichzeitigen Hemmung der Fettsäuresynthese in der Leber (MÖSTL, 2000). Bei kontinuierlich hohem Glukokortikoidspiegel kommt es zur Umverteilung von Fettdepots, von den Extremitäten hin zu Stamm und Nacken (Stammfettsucht) (MAJO-SMITH et al., 1989).
Natürliche Glukokortikoide haben auch eine gewisse mineralokortikoide Wirkung und damit eine Wirkung auf den Elektrolyt- und Wasserhaushalt (HARVEY et al., 2002). Die Natriumretention und -resorption sind erhöht und ziehen, durch Osmose von Wasser, ein vergrößertes Extrazellularvolumen mit indirekter Blutdruckerhöhung nach sich. Die steigende Kaliumexkretion führt zu einer Hypokaliämie und metabolischer Alkalose.
Eine gesteigerte Calcium- und Phosphatexkretion über die Niere (BLAHOS et al., 1986) bei gleichzeitig gehemmter Resorption von Calcium aus dem Darm (GRISHAN u. MENEELY, 1982) beschreibt den Eingriff von Glukokortikoiden in den Calciumstoffwechsel. In Verbindung dazu ist noch eine stimulierende Wirkung von Glukokortikoiden auf den Abbau von Knochen zu nennen (KAISER u. KLEY, 1997).
Cortisol beeinflusst das cardiovaskuläre System zum einen durch die bereits beschriebene mineralokortikoide Wirkung und zum anderen durch die glukokortikoide Wirkung. Diese besteht in einer positiv inotropen Wirkung, sowie in einer gesteigerten Ansprechbarkeit der kleinen Gefäße für Noradrenalin und der damit verbundenen verbesserten Mikrozirkulation beim anaphylaktischen Schock (OETTEL, 2007).
Der Atmungsapparat wird durch eine Hemmung der Bronchokonstriktion, der Schleimhautschwellung, der Sekretion und der Oedembildung beeinflusst (HÜTTEMANN, 1988). Glukokortikoide induzieren die fötale Lungenreifung und Surfactantbildung (KNOTTENBELT et al., 2007).
Glukokortikoide haben eine direkte Wirkung auf das ZNS, indem sie die Erregbarkeit des Gehirns steigern und die Reizschwelle für bestimmte Stimuli senken (FICHTL et al., 2001).
KAMERLING et al. (1992) beschreiben eine erhöhte lokomotorische Aktivität beim Pferd nach Applikation von Dexamethason.
Einige Veränderungen des Blutbildes sind ebenfalls auf eine glukokortikoide Wirkung zurückzuführen. Es kann zu einer Zunahme der Erythrozytenzahl kommen, vermutlich durch einen verzögerten Erythrozytenabbau. Die Thrombozytenzahl und die Zahl der neutrophilen Granulozyten nimmt ebenfalls zu (OSBALDISTON u. JOHNSON, 1972). Das Absinken der eosinophilen Granulozyten erklärt BUTTGEREIT et al. (1995) durch eine Glukokortikoid induzierte Hemmung der Zytokine, durch einen direkten Einfluss auf das Knochenmark, eine Hemmung der Adhärenz und Migration, aber auch durch Verkürzung der Lebenszeit.
Glukokortikoide induzieren eine Lymphozytopenie, die vor allem durch die Umverteilung der Lymphozyten vom Blut in die Speicherorgane Milz, Lymphknoten und Knochenmark bedingt ist. Von dieser Umverteilung sind vor allem die T-Lymphozyten betroffen, so dass die von ihnen vermittelten zellulären Abwehrreaktionen stärker betroffen sind. Bei nicht ausgereiften Lymphozyten können Glukokortikoide eine Zytolyse induzieren (TRENN et al., 1993). Eine verhinderte Bindung von Immunglobulinen an ihren Rezeptor (MERK u. BICKERS, 1992), eine gehemmte Komplementreaktion (FICHTL et al., 2001), die bereits beschriebene Eosinopenie und die unterdrückte zelluläre Abwehr erklären die immunsupressive Wirkung von Glukokortikoiden.
Eine wichtige Wirkung haben Glukokortikoide auf das Entzündungsgeschehen. Durch die Hemmung der Proteinbiosynthese werden weniger entzündungsfördernde Mediatoren (Zytokine) und Enzyme des Entzündungsgeschehens (Cyclooxygenase-1, Cyclooxygenase-2 u.a.) gebildet und sezerniert. FLOWER (1978) beschreibt eine Hemmung der Phospholipase A2 durch Steroide. Diese Hemmung wird durch das Hemmprotein Annexin vermittelt mit der Folge einer verminderten Synthese von Leukotrienen, Hydroxyfettsäuren, Prostacyclin, Prostaglandin E2 und Thromboxan A2. Durch die Hemmung der
Prostaglandinsynthese werden auch deren gefäßerweiternde und exsudative Eigenschaften verringert (WILLIAMS u. PECK, 1977). Von Bedeutung ist außerdem der membranstabilisierende Effekt, der die Degranulation und Ausschüttung von Entzündungsmediatoren (z.B. Histamin) und lysosomalen Enzymen verhindert. Diese Vorgänge führen zu einer ausgeprägten antiinflammatorischen Wirkung der Glukokortikoide.
Die antiproliferative Wirkung von Glukokortikoiden wird nach DURANT et al. (1986) durch das gehemmte Fibroblastenwachstum, die verringerte Kollagensynthese und die verringerte Vaskularisation der Gewebe erklärt.
1.2.2 Unerwünschte Wirkungen
Unerwünschte Wirkungen lassen sich aus den pharmakodynamischen Wirkungen ableiten.
Kurzfristige, auch hochdosierte Anwendungen sind in der Regel gut verträglich und führen selten zu nennenswerten Nebenwirkungen. Unphysiologisch hohe Glukokortikoidkonzentrationen im Organismus beeinflussen hingegen die NNR- Hypophysenachse, den Glukosestoffwechsel, die Wundheilung und das Immunsystem. Diese Tatsache ist besonders bei länger andauernder Verabreichung, Depotpräparaten und lokalen Anwendungen zu beachten.
Beim Pferd sind als unerwünschte Nebenwirkungen nach längerfristiger Anwendung von Glukokortikoiden eine Atrophie der NNR, Immunsuppression, verzögerte Wundheilung, Verringerung der Muskelmasse und Wachstumshemmung (durch den katabolen Proteinstoffwechsel), Osteoporose, iatrogener Cushing und steroid-induzierte Hufrehe zu erwarten (BREUER, 1973; KLAUS u. HAPKE, 1996).
LUTZ (1988) gibt an, dass aufgrund der Immunsupression nach Glukokortikoidapplikation Infektionen schwerer als normal verlaufen können.
Im Gastrointestinaltrakt können Glukokortikoide ulzerogen wirken (ROBERT et al., 1964;
NOBUHARA et al., 1985).
Diese Nebenwirkungen machen deutlich, dass eine Glukokortikoidapplikation stets nach strenger Indikationsstellung erfolgen soll. Die Dauer der Behandlung ist so kurz wie möglich und die Dosis so gering wie möglich zu halten.
1.3 Indikationen für Glukokortikoide und Dopingrelevanz
In Tabelle 1 sind die vielfältigen Indikationgebiete von Glukokortikoiden in der Veterinärmedizin dargestellt.
Indikationen
NNR-Insuffizienz (primäre und sekundäre)
Allergische Erkrankungen und Autoimmunkrankheiten Anaphylaktischer Schock*
Endotoxinschock*
Bronchialasthma*
Allergische Rhinitis
Urtikaria, Allergische Hauterkrankungen Pruritus
Pemphigus, Lupus erythematodes, Kollagenosen Hämolytische Anämie, Thrombozytopenie Polyarthritis
Eosinophile-Panostitis, -Enteritis, -Granulome Ulzeröse Colitis
Akute nicht infektiöse Entzündungen Traumatische Arthritis, Osteoarthritis Tendovaginitis, Periostitis
Diskopathie
Interstitielle Pneumonie Hufrehe*
MMA-Syndrom der Sauen*
Otitis externa*
Ekzemazerbationen, exfoliative Dermatitis Entzündliche und traumatische Augenerkrankungen Lymphatische Tumoren
Leukose, Lymphosarkom Sonstige
Hypercalcämie*
Primäre Ketose des Rindes*
Gebärpareseprophylaxe *als Zusatzbehandlung
Tab. 1: Indikationsgebiete für Glukokortikoide bei Tieren, modifiziert nach UNGEMACH (2006)
Die Tabelle zeigt sowohl Indikationen für die systemische Applikation von Glukokortikoiden, als auch für eine lokale Anwendung.
Die häufigsten Anwendungsgebiete beim Pferd sind Erkrankungen des Bewegungsapparates (Arthritis, Tendinitis, Bursitis, Synovitis und Lumbago), allergisch-chronische Erkrankungen des Respirationstraktes, akute und chronische Bronchitis, Laryngitis und Dermatosen (KLAUS u. HAPKE, 1996). Eine lokale Applikation kommt z.B. bei Haut-, Augen- und Lungenerkrankungen zum Einsatz. TOBIN u. WOODS (1989) empfehlen eine lokale Applikation um die systemischen Wirkungen zu vermindern.
In Bezug auf die Dopingrelevanz beim Pferd ist der Einsatz von Glukokortikoiden zur Behandlung von entzündlichen Schmerzen des Bewegungsapparates von großer Bedeutung.
Dieser Einsatz lässt sich durch die antiexsudative, abschwellende und konsekutiv analgetische Wirkung begründen (FRIEDRICH et al., 1990; KLUGE u. UNGEMACH, 2006). Durch die Anwendung von Glukokortikoiden wird eine Entzündung gemildert und die Gebrauchsfähigkeit des Pferdes kurzzeitig wiederhergestellt. Eine kausale Therapie ist jedoch hierdurch nicht gegeben (KLAUS u. HAPKE, 1996). Gelenkschäden werden vielfach sogar verschlimmert, da es zur Degeneration des Gelenkknorpels kommt (FOLAND et al., 1991) und die Heilung von Knorpeldefekten ausbleibt (SHOEMAKER et al., 1992). Die verbesserte Energiebereitstellung in Form von Glucose durch den Einfluss von Glukokortikoiden auf den Glukose- und Fettstoffwechsel kann zur Leistungssteigerung führen. Auch der zentral stimulierende, euphorisierende Effekt von Glukokortikoiden ist von Bedeutung.
Als ein Hinweis auf den unerlaubten Einsatz von Glukokortikoiden wird von den Pferdesportorganisationen eine Cortisolsuppression angesehen. Der Grund dafür ist, dass synthetische Glukokortikoide durch Eingriff in die Steuerung (hypothalamisch-hypophysärer Regelkreis) des endogenen Cortisols eine verminderte Freisetzung dieses Hormons induzieren (KLUGE u. UNGEMACH, 2006). Im Reglement der Pferdesportorganisationen ist für Cortisol ein Grenzwert von 20-300 ng/ml Blut angegeben. Dabei handelt es sich nicht nur um einen Grenzwert, der nicht überschritten werden darf, sondern auch um einen unteren Grenzwert. Ein Cortisolwert unterhalb von 20 ng/ml wird als Möglichkeit einer vorangegangenen Glukokortikoidapplikation bewertet.
1.4 Synthetische Glukokortikoide
Glukokortikoide sind aufgrund ihrer vielfältigen Wirkung wichtige Arzneimittel in der Veterinärmedizin. Neben dem natürlichen Hauptvertreter Cortisol wurden eine Reihe synthetischer Glukokortikoide hergestellt.
Ausgehend von der Struktur des Cortisols führen chemische Modifikationen zur Veränderung von Absorptionsrate, Wirkungsbeginn und Wirkpotenz (SCHIMMER u. PARKER, 2001).
Durch Einführung einer zweiten Doppelbindung im ersten Ring zwischen dem C1-Atom und dem C2- Atom entstanden aus Cortisol und Cortison Prednisolon und Prednison, die ersten synthetischen Glukokortikoide. Durch Einführung von Halogenatomen (Verlängerung der Wirkdauer), Methylgruppen (Verringerung der mineralokortikoiden Wirkung) und Hydroxylierung bzw. Dehydrogenierung mit Bildung neuer Doppelbindungen (Steigerung der glukokortikoiden Wirkung) wurden weitere synthetische Glukokortikoide hergestellt. Diese zeigen gegenüber den natürlichen Vertretern eine deutliche Steigerung der glukokortikoiden Wirkung bei gleichzeitiger Verminderung der unerwünschten mineralocorticoiden Wirksamkeit (THUN u. SCHWARTZ-PORSCHE, 1992; NEUMANN et al., 1998).
Durch Einfügen eines Fluor- oder Chloratoms am C9-Atom erhöht sich die Affinität zum Glukokortikoidrezeptor und damit sowohl die glukokortikoide Wirkung als auch die Wirkdauer. Zu den halogenierten Glukokortikoiden gehören z.B. Dexamethason, Betamethason, Beclomethason, Fluticason, Flumethason und Triamcinolon (HOGGER, 2003).
1.4.1 Pharmakokinetik synthetischer Glukokortikoide
Obwohl Glukokortikoide in der Veterinärmedizin breite Anwendung finden, sind die pharmakokinetischen Daten für die Anwendung bei den Haustieren noch in vielen Punkten lückenhaft (UNGEMACH, 2006). Die Pharmakokinetik ist für jeden Wirkstoff abhängig von der verwendeten Formulierung und von der Applikationsart. Daneben sind tierartliche Unterschiede von Bedeutung.
1.4.1.1 Resorption
Glukokortikoide sind lipophile Wirkstoffe und werden unabhängig von der Applikationsart gut resorbiert (BEHREND u. GRECO, 1995). Nach oraler Gabe von Glukokortikoiden werden diese in der freien, unveresterten Form schnell und fast vollständig resorbiert. Dabei liegt die Bioverfügbarkeit bei über 80 % (UNGEMACH, 2006). Beim Menschen beträgt die orale Bioverfügbarkeit von Betamethason mindestens 70 % (HOGGER, 2003).
CUNNINGHAM et al. (1996) stellten beim Pferd nach oraler Gabe von Dexamethason an drei aufeinander folgenden Tagen lediglich eine durchschnittliche Bioverfügbarkeit von 60 ± 19 % fest. Nach intramuskulärer Injektion werden freie Glukokortikoid-Alkohole sowie wasserlösliche Ester gut resorbiert, im Gegensatz zu schwerlöslichen und in Depotform vorliegenden Estern, deren Resorption Wochen bis Monate dauern kann. Zur Bioverfügbarkeit nach intramuskulärer Applikation von Glukokortikoidestern sind die Angaben in der Literatur lückenhaft. Eine Resorption mit anzunehmender systemischer Wirkung findet auch nach lokaler Verabreichung von Glukokortikoiden auf Haut, Schleimhäuten oder in Gelenken statt (ALLERSMEIER et al., 2005).
1.4.1.2 Verteilung
Glukokortikoide verteilen sich nach Applikation in alle Gewebe, sie passieren auch die Blut- Hirn- und Plazentarschranke (HOGGER, 2003). Nach erfolgter Resorption werden die Glukokortikoidester im Organismus durch Gewebsesterasen gespalten. Die pharmakologisch wirksamen Moleküle gelangen dann in die Blutzirkulation (COPPOC, 1984; FERGUSON u.
HOENIG, 2001). In In-vitro-Studien (Serum von Mensch, Hund, Ratte und Rind) wird die Bindung an Plasmaproteine bei den stark wirksamen synthetischen Glukokortikoiden wie Betamethason mit 80 % angegeben (PEETS et al., 1969; BARTH et al., 1994). Das Verteilungsvolumen synthetischer Glukokortikoide beläuft sich bei Hund und Rind auf 1,2 l/kg (TOUTAIN et al., 1982). Das Verteilungsvolumen von Dexamethason beim Pferd geben TOUTAIN et al. (1984) mit 0,91-0,97 l/kg an.
1.4.1.3 Metabolisierung
Systemisch applizierte Glukokortikoide werden hauptsächlich in der Leber metabolisiert, wobei insbesondere fluorierte Verbindungen langsamer abgebaut werden (JONES et al., 1975). Der Metabolismus von Betamethason (s. Abb. 2) beinhaltet die Oxidation der 11β-Hydroxylgruppe zum Keton, die Reduktion der Ketogruppe in Position C20 zum Alkohol, die Hydroxylierung in Position C6 sowie die Abspaltung der Seitenkette an C17
(ANONYM,1999). Durch Kopplung an polare Moleküle wie Glucuronide, zu geringen Teilen auch an Sulfate, werden die Steroide inaktiviert und wasserlöslich gemacht (KOOLMANN, 1994).
1.4.1.4 Elimination
Glukokortikoide werden hauptsächlich renal ausgeschieden (CZOCK et al., 2005;
COURTHEYN et al., 1998). Aus den unterschiedlichen chemischen Strukturen der synthetischen Glukokortikoide resultieren auch unterschiedliche Halbwertszeiten. Für die Spezies Pferd ist die Halbwertszeit von Prednisolon mit ca. 100 Minuten angegeben und die von Dexamethason mit 180-200 Minuten (OETTEL, 2007). Die Halbwertszeit von Betamethasonnatriumphosphat wird nach intramuskulärer Applikation mit 15 Stunden beim Rind und ~ 5 Stunden beim Schwein angegeben (ANONYM, 1999).
1.4.2 Betamethason
Betamethason (9α-fluoro-16β-Methylprednisolon) ist ein Strukturanalogon von Dexamethason (9α-fluoro-16α-Methylprednisolon) und gehört zu den langwirksamen synthetischen Glukokortikoiden. Die Summenformel lautet C22H29FO5 und die Molmasse beträgt 392,45 g/mol (O'NEIL, 2001). Betamethason ist in Wasser unlöslich (PLUMB, 2002).
Die Strukturformel ist nachfolgend in Abbildung 2 dargestellt:
O
O C
CH3 CH3
CH3 HO
F
OH CH2OH
Abb. 2: Strukturformel von Betamethason
Die glukokortikoide Wirkung von Betamethason ist im Vergleich zu Cortisol 30-40 fach höher bei gleichzeitig zu vernachlässigender mineralokortikoider Wirkung. Als Tierarzneimittel steht ein Injektionspräparat (Celestovet®) mit Depoteffekt zur intramuskulären und intraartikulären Applikation zur Verfügung. Celestovet® ist für die Anwendung beim Pferd und beim Hund zugelassen. Für die Spezies Hund ist zur dermalen Applikation ein Gel, das Betamethasonvalerat enthält (Fuciderm®) zugelassen. Intravenös anwendbare Injektionslösungen sind nur als Humanarzneimittel verfügbar (UNGEMACH, 2006).
1.4.3 Glukokortikoidester
Glukokortikoide sind in Wasser fast unlöslich, in Alkohol und in anderen Lösungsmitteln nur gering löslich. Durch Veresterung mit kurzkettigen Fettsäuren am C17 oder C21, wie z.B.
Acetat, Propionat und Butyrat, entstehen Glukokortikoidester. Durch eine solche chemische Veränderung ändert sich die Wasser- und Lipidlöslichkeit des jeweiligen Stoffes (FERGUSON u. HOENIG, 2001). Zusätzlich bestimmt die Art des Esters dessen mögliche
Applikationsart, z.B. intravenös, intramuskulär oder subkutan (COPPOC, 1984), sowie die Freisetzungsgeschwindigkeit eines Wirkstoffes aus subkutanen oder intramuskulären Depots.
Bei den Injektionslösungen wird zwischen wässrigen Lösungen und Kristallsuspensionen unterschieden. Die wässrigen Lösungen enthalten gut lösliche, also leicht spaltbare und schnell zum Wirkungsmaximum führende Glukokortikoidester. Die langsam resorbierbaren Kristallsuspensionen enthalten schlecht lösliche Ester mit Depotwirkung. In Tabelle 2 sind einige Glukokokortikoidester mit Wasserlöslichkeit, Applikationsart und Resorption dargestellt.
Glukokortikoidester Wasserlöslichkeit Applikationsart Resorption Wässrige Lösungen:
Dihydrogenphosphat Hydrogensuccinat Tetrahydrogenphthalat
hoch i.v. / i.m. i.m., 30-60 min Kristallsuspensionen:
Acetat Diacetat Acetonid
niedrig i.m. / i.a. langsam (2-14 Tage) Externa:
Acetat, Diacetat Acetonid
Pivalat Valerat
niedrig topisch langsam
Tab. 2: Glukokortikoidester: Löslichkeit, Applikationsform und Resorption nach UNGEMACH (2006)
Betamethason wird einerseits als Salz verwendet und liegt andererseits als Dipropionat, Valerat, Acetat und als Dihydrogenphosphat vor. In Abhängigkeit von der veresterten Säure kann eine verbesserte Löslichkeit oder ein Depoteffekt erzielt werden. Das Dihydrogenphosphat sowie der langsam resorbierbare Acetatester werden in veterinärmedizinischen Injektionslösungen (Kristallsuspension) mit Depoteffekt verwendet.
Wässrigen Injektionslösungen, die gut wasserlösliche Glukokortikoidester enthalten wie z.B.
Betamethason- 21-dihydrogenphosphat eignen sich aufgrund ihres schnellen Wirkungseintrittes insbesondere zur intravenösen Applikation (UNGEMACH, 2006). In Präparaten für die topische Behandlung liegt Betamethason zumeist als Valerat oder
Dipropionat vor (DYDERSKI et al., 2002). Betamethasonvalerat ist schlecht wasserlöslich und wird langsam resorbiert. Glukokortikoide mit der stärksten topischen Wirkung sind C17-Ester (SCHALLA u. SCHORNING, 1991). In Präparaten für die orale Anwendung liegt Betamethason unverestert als Salz vor (PLUMB, 2002).
1.5 Dermale Verabreichung von Glukokortikoiden
Durch die lokale Verabreichung von Glukokortikoiden sollen am Wirkort ausreichend hohe Wirkstoffkonzentrationen erreicht werden. Da die Metabolisierung dabei am Ort der Applikation erfolgt, wird gleichzeitig die Gefahr systemischer Nebenwirkungen verringert (TOBIN u. WOODS, 1989). Die Möglichkeit einer systemischen Nebenwirkung von dermal verabreichtem Dexamethason bewiesen ALLERSMEIER et al. (2005). Sie zeigten eine substanzielle Wirkstoffresorption mit systemischen Wirkungen auf die Aktivität der Hypophysen-Nebennierenrinden-Achse nach dermaler Anwendung von Glukokortikoiden.
Neben einer signifikanten Abnahme der Plasmacortisolkonzentration und einer Senkung der Plasma-ACTH-Spiegel beschreiben ALLERSMEIER et al. (2005) eine deutliche Reduktion der eosinophilen Granulozyten und Lymphozyten sowie eine deutliche Zunahme der Anzahl neutrophiler Granulozyten.
Der häufige Einsatz von Glukokortikoiden in der Dermatologie ist in ihrer antiinflammatorischen, immunsuppressiven und antiproliferativen Wirkung begründet (MILLER u. MUNRO, 1980). Die galenische Formulierung hat auf die Pharmakokinetik erheblichen Einfluss (SCHAEFER et al., 1982).
1.5.1 Aufbau der Haut und Penetration von Glukokortikoiden
Die Haut ist das größte Organ des Pferdekörpers und schützt diesen vor Austrocknung (MONTAGNA u. PARAKKAL, 1974). Weitere Funktionen der Haut sind die Thermoregulation, die Überleitung von Schmerz, die Immunabwehr, die Ausscheidung und die Proteinsynthese (ROTHMANN, 1954). Aufgrund der Vielzahl von Funktionen der Haut lässt sich auf eine komplexe Organisation des Organs schließen.
Die Pferdehaut lässt sich in drei Schichten einteilen, die Oberhaut (Epidermis), die Lederhaut (Dermis) und die Unterhaut (Hypodermis). Die Epidermis ist der Basalmembran aufgelagert, die als Verbindungselement zur Dermis anzusehen ist. Die Dermis ist von derbbindegewebigem Aufbau und enthält Haarfollikel, Hautdrüsen, Blutgefäße und Nerven.
Die Hypodermis ist aus lockerem Bindegewebe mit eingelagerten Fettzellen aufgebaut (MEYER, 2002).
Der Epidermis, insbesondere dem Stratum corneum (Hornschicht), kommt als Penetrationsbarriere und Wirkstoffreservoir in der Dermatologie besondere Bedeutung zu, deswegen wird der Aufbau hier näher erklärt. MEYER (2002) gibt die Dicke der vitalen Epidermis im Bereich der allgemeinen Körperdecke des Pferdes mit 25-45 µm an. Sie ist ein mehrschichtiges, verhornendes Plattenepithel und besteht von außen nach innen aus dem Stratum corneum, Stratum granulosum, Stratum spinosum und Stratum basale. Die wichtigste Funktion des Stratum corneum ist die Steuerung des transepidermalen Wasserverlustes (MELNIK, 1990). Das Stratum corneum ist mit seiner lipidreichen Interzellularsubstanz außerdem die wichtigste Diffusionsbarriere bei der dermalen Resorption (SCOTT u.
DUGARD, 1989; STÜTTGEN, 1990). Die lipidreiche Zusammensetzung erklärt außerdem die besondere Rolle der Hornschicht für die passive Lipiddiffusion topisch applizierter Arzneistoffe. Nach topischer Applikation erfolgt die Resorption einer lipophilen Substanz in der Regel am schnellsten aus einer hydrophilen Grundlage und umgekehrt (NIEDNER u.
SCHÖPF, 1987). Es ist also nicht nur von Bedeutung, welcher Wirkstoff appliziert wird, sondern auch welche Grundlage als Vehikel benutzt wird. Neben der passiven Diffusion eines dermal applizierten Stoffes durch die Lipidmembran ist die Shunt-Diffusion durch Öffnungen (z.B. Haarfollikel, Talgdrüsen usw.) noch von Bedeutung. Hierbei wird die Barrierefunktion der Hornschicht teilweise umgangen (STÜTTGEN, 1990).
Nach der topischen Applikation eines Wirkstoffes besteht ein großes Konzentrationsgefälle zwischen dem Vehikel (Lösungsmittel, Salbengrundlage) und dem Stratum corneum, so dass die Substanz gemäß ihrer physikalisch-chemischen Eigenschaften durch passive Diffusion in die Hornschicht gelangt. Aus der Hornschicht, die nun im Sinne eines Reservoirs fungiert, diffundiert der Wirkstoff passiv in die tiefer gelegenen Hautschichten der Epidermis. In den Zellen der Epidermis befinden sich bereits Glukokortikoidrezeptoren, die eine pharmakologische Wirkung ermöglichen. Metabolische Veränderungen des Wirkstoffes sind
in der Epidermis ebenfalls möglich. In der Dermis, in die das Glukokortikoid sowie seine Metaboliten diffundieren, ergeben sich ebenfalls Möglichkeiten für pharmakologische Wirkungen und metabolische Reaktionen. Zudem gelangt aus der Dermis nun ein Teil des Wirkstoffes ins Blut. In der Hypodermis fungiert das Fettgewebe wieder als Reservoir und weitere Anteile des Wirkstoffes werden hier ins Blut abgegeben. Ein großer Teil topisch applizierter Glukokortikoide penetriert nicht in und durch die Haut. Bei kleinen Labortieren liegt der resorbierte Anteil bei ca. 20 %, beim Menschen und größeren Haussäugetier oft unter 1 % (MIZUCHI, 1976). Die dermale Penetrationsrate kann durch Penetrationsförderer wie Dimethylsulfoxid, Propylenglycol oder auch durch Salicylsäure gesteigert werden. In einer Studie von KIETZMANN u. BLUME (1997) ist, unter Verwendung des isoliert perfundierten Rindereuters als In-vitro-Modell für die dermale Applikation, Betamethasondipropionat in unterschiedlichen galenischen Formulierungen sowohl mit als auch ohne penetrationsfördernden Zusatz von Propylenglycol untersucht worden. Formulierungen ohne Propylenglycol sind außerdem noch auf zuvor mit Aceton behandelten Hautflächen getestet worden. Nach Applikation der Salbe wurden die höchsten Betamethasonkonzentrationen im Perfusat gemessen, wobei der penetrationsfördende Zusatz keine signifikante Erhöhung der Konzentration einbrachte. Eine Vorbehandlung mit Aceton hingegen ergab eine signifikante Erhöhung der Betamethasonkonzentration im Perfusat. Diese Ergebnisse zeigen den starken Einfluss der Barriere- und Speicherfunktion des Stratum corneum und der intakten Hornschicht auf die Resorption von Betamethason.
Die Reservoirfunktion der Hornschicht, welche die Wirkstoffkonzentration in der Haut auch für längere Zeit erhalten kann, ist auch bei der Wahl von Behandlungsintervallen zu berücksichtigen (KIETZMANN, 2007).
1.5.2 Dermatokortikoide
Dermatika stehen in einer Vielzahl von galenischen Formulierungen (Lösung, Creme, Salbe, Schüttelmixtur, Paste u.a.) zur Verfügung. Bei der Anwendung müssen, wie bereits erwähnt, die Eigenwirkung und die chemischen Eigenschaften der enthaltenen Grund- und Hilfsstoffe beachtet werden um den gewünschten Effekt zu erzielen. Als üblicherweise applizierte Menge
gibt KIETZMANN (2007) für die Behandlung einer 100 cm2 großen Hautfläche 2 g Lösung, 0,8 g Puder oder 4 g Salbe an.
Die zur lokalen Anwendung verfügbaren Dermatokortikoide werden, basierend auf dem beim Menschen durchgeführten Vasokonstriktionstest, als schwach, mittelstark, stark und sehr stark wirksam eingestuft. Der 1962 von MCKENZIE u. STOUGHTON eingeführte Vasokonstriktionstest stuft die Abblassung der Haut nach Applikation von Glukokortikoiden mit einem Score-System ein. Die durch Vasokonstriktion verursachte Abblassung ist mit der Wirkungsstärke der Glukokortikoide korreliert. Halogenierte Glukokortikoide sind in der Regel wirkungsstärker als nicht halogenierte. Betamethasonvalerat gilt je nach prozentualem Anteil in der Formulierung als mittelstark (0,05 %) bis stark (0,1 %) wirksames Dermatokortikoid.
1.5.3 Einsatz von Dermatokortikoiden in der Veterinärmedizin
Als Anwendungsgebiete für Glukokortikoide in der Veterinärdermatologie gibt UNGEMACH (2006) nicht-infektiöse, insbesondere allergische Dermatitiden und akute Prozesse wie exfoliative Dermatitis, Ekzemazerbation, Sommerräude und chronische Ekzeme allergischer Genese, Urticaria, Intertrigo, starken Pruritus, Insektenstiche, Sonnenbrand, Narbenkeloide, eosinophile Granulome sowie die Unterstützung bei Kollagenosen und Immunkrankheiten unter Mitbeteiligung der Haut (z.B. Pemphigus) an.
Die antiinflammatorische (s. Kapitel II.1.2.1) und Juckreiz lindernde Wirkung von Glukokortikoiden ist einer der Hauptgründe für den häufigen Einsatz. Die Hautverdünnung und Wundheilungsstörung (s. Kapitel II.1.5.4) der Haut durch Glukokortikoide ist einerseits eine unerwünschte Wirkung, andererseits wird sie therapeutisch beim Pferd bei überschießenden Reaktionen von Granulationsgewebe genutzt (BREUER, 1973).
1.5.4 Unerwünschte Wirkungen nach Einsatz von Dermatokortikoiden
Nach Einsatz von Dermatokortikoiden besteht die Möglichkeit einer Wundheilungsstörung, die durch den antiproliferativen Effekt von Glukokortikoiden bedingt ist (EHRLICH u.
HUNT, 1968). Der antiproliferative Effekt von Glukokortikoiden beruht im Wesentlichen auf der Hemmung der Bildung und Freisetzung zahlreicher chemotaktischer Faktoren und Wachstumsfaktoren. Die Freisetzung von Interleukin-1, welches einen positiven Einfluss auf das Wundheilungsgeschehen besitzt (SAUNDER, 1989), wird gehemmt. Glukokortikoide hemmen die Granulation, den Wundverschluss sowie die Fibroblastenproliferation (DURANT et al., 1986). Die DNA-Syntheserate der Zellen wird vermindert (GOODWIN, 1976). Es kommt auch zur Hemmung der Protein- und Kollagensynthese, was sich in einer Verdünnung der Epidermis durch Rückgang der Proliferation widerspiegelt (BICKERS et al., 1984; HEIN et al., 1989). Der entscheidende Anteil der Hautverdünnung beruht allerdings auf der Verminderung der Grundsubstanz in der Dermis, in deren Folge die Wassereinlagerung in die Haut reduziert wird. Bei langfristiger Anwendung von Glukokortikoiden trägt auch die Verminderung der Kollagenfaserbildung dazu bei (LUBACH et al., 1989). KEMMET (1999) hat bei Pferden die Haut verdünnende Wirkung von lokal applizierten Glukokortikoiden nachgewiesen.
Die in Kapitel II.1.2.2 beschriebenen unerwünschten Wirkungen nach systemischer Applikation von Glukokortikoiden können auch nach dermaler Applikation von Bedeutung sein (ALLERSMEIER et al., 2005). Deswegen ist bei großflächigen Dermatosen zur Vermeidung systemischer Nebenwirkungen einer Therapie mit schwächeren Dermatokortikoiden der Vorzug zu geben.
2. Grundlagen der Pharmakokinetik
Geprägt wurde der Bergriff „Pharmakokinetik“ von DOST (1953). Die Pharmakokinetik ist ein Teilgebiet der allgemeinen Pharmakologie und befasst sich mit dem zeitlichen Verlauf der Konzentration eines Pharmakons im Organismus (FICHTL, 2001). Der Konzentrationsverlauf eines Pharmakons nach Applikation wird bestimmt durch Liberation, Absorption (Resorption), Verteilung (Distribution), Metabolisierung sowie durch die Elimination (BAGGOT, 1978; KOCH u. RITSCHEL, 1986). Die Begriffe der Liberation, Resorption und Distribution werden als Invasion, also dem Eindringen des Pharmakons in den Organismus zusammengefasst. Die Evasion bzw. Ausscheidung eines Pharmakons umfasst die Metabolisierung und Elimination.
Die Liberation eines Wirkstoffes aus der Arzneiform stellt demnach den Beginn der Invasion dar. Dabei ist die Liberation im Wesentlichen bestimmt durch die galenische Zubereitung.
Nach Desintegration des Arzneimittels löst sich der Wirkstoff in der Körperflüssigkeit auf und breitet sich an der Resorptionsfläche aus.
Bei der anschließenden Resorption erfolgt die Aufnahme des Wirkstoffes in die Blut- oder Lymphbahn. Nach DERENDORF et al. (2002) stehen bei der Resorption von Arzneistoffen durch Biomembranen an den Grenzflächen prinzipiell die gleichen Resorptionsmechanismen zur Verfügung. Dabei handelt es sich um die passive Diffusion, Resorption durch Poren, erleichterte Diffusion, aktiven Transport, Ionenpaar-Transport und Pino- bzw. Phagozytose.
Der Anteil der einzelnen Vorgänge am Resorptionsprozess ist arzneistoffspezifisch und abhängig von der jeweiligen resorbierenden Grenzfläche. Ausmaß und Geschwindigkeit der Resorption hängen von der Liberationsgeschwindigkeit, der Applikationsart, den physikalisch-chemischen Arzneimitteleigenschaften, der Stoffkonzentration am Applikationsort und dem Zustand des Patienten ab.
Als Bioverfügbarkeit bezeichnet man das Ausmaß und die Geschwindigkeit, mit welcher der therapeutisch wirksame Bestandteil eines Arzneimittels resorbiert und am Wirkort verfügbar wird (DERENDORF et al., 2002). Bei intravenöser Applikation wird die Resorption umgangen, das Arzneimittel hat eine Bioverfügbarkeit von 100 %. Die Berechnung der absoluten Bioverfügbarkeit (f) erfolgt durch Vergleich der Fläche unter der Plasmakonzentrationskurve (Area Under the Curve, AUC) nach extravasaler Applikation mit der AUC nach intravenöser Applikation (KOCH u. RITSCHEL, 1986):
f = i.v..
AUC e.v.
AUC
f = absolute Bioverfügbarkeit
AUC e.v. = Gesamtfläche unter der Plasmakonzentrationskurve nach extravasaler Applikation AUC i.v. = Gesamtfläche unter der Plasmakonzentrationskurve nach intravenöser Applikation
Die relative Bioverfügbarkeit (fr) ergibt sich aus dem Vergleich von zwei verschiedenen Arzneizubereitungen bei identischer Applikationsart:
fr =
Standard Test
AUC AUC
fr = relative Bioverfügbarkeit
AUCTest = Gesamtfläche unter der Plasmakonzentrationskurve des Testpräparates AUCStandard = Gesamtfläche unter der Plasmakonzentrationskurve des Standardpräparates
Bezüglich der Resorptionsgeschwindigkeit unterscheidet man zwischen Prozessen 0. Ordnung und Prozessen 1. Ordnung (KOCH u. RITSCHEL, 1986). Bei einer Resorption 0. Ordnung wird eine konstante Menge des Pharmakons pro Zeiteinheit resorbiert, z.B. bei Infusionen. Im Gegensatz dazu wird bei einer Resorption 1. Ordnung pro Zeiteinheit eine bestimmte Menge des Pharmakons an der Applikationsstelle aufgenommen, z.B. nach oraler, subkutaner oder intramuskulärer Applikation.
Nachdem ein Arzneistoff resorbiert ist und die systemische Zirkulation erreicht hat, wird er im Organismus verteilt. Er kann dabei entweder in den Körperflüssigkeiten gelöst vorliegen oder an bestimmte Körperbestandteile gebunden sein (DERENDORF et al., 2002). Von entscheidender Bedeutung für die Verteilung eines Wirkstoffs sind Stoffeigenschaften wie Lipophilie und Molekülgröße, Plasmaprotein- und Gewebsproteinbindung und eine vorhandene Affinität zu bestimmten Geweben. Der Organismus beeinflusst die Verteilung durch wichtige Faktoren wie Organdurchblutung, Durchlässigkeit der Membranen und Endothelien sowie die pH-Verhältnisse in den Geweben.
Als pharmakokinetischer Parameter der Distribution gibt das Verteilungsvolumen an, in welchem Volumen sich ein Wirkstoff bei einer gemessenen Konzentration verteilen würde.
Es ist eine fiktive Größe und wird deswegen auch als „scheinbares“ Verteilungsvolumen bezeichnet (GLADTKE u. VON HATTINGBERG, 1977). Das Verteilungsvolumen (Vd) ist ein Proportionalitätsfaktor zwischen der im Organismus vorhandenen Dosis (D) eines Pharmakons und der Anfangskonzentration im Plasma (C0) und beschreibt die Verteilung des Arzneistoffes auf die Körperkompartimente direkt nach intravenöser Arzneimittelapplikation (KOCH u. RITSCHEL, 1986).
Vd [l/kg] =
[mg/l]
C [mg/kg]
D
0
Vd =Verteilungsvolumen
D = im Körper vorhandene Arzneistoffmenge (Dosis) C0 = Anfangskonzentration eines Arzneistoffes im Plasma
Nach intravenöser Applikation einer definierten Wirkstoffmenge befindet sich die verabreichte Dosis im Blut. Bei einem geringen Quotienten aus der Gesamtmenge (D) und einer initial hohen Plasmakonzentration (C0) ist das initiale Verteilungsvolumen (Vd) gering.
Im weiteren Verlauf findet eine Änderung des Quotienten Vd durch die Verteilung des Wirkstoffes vom Blut in andere Gewebe statt. Der Quotient wird größer, da nur noch ein Teil der applizierten Dosis des Wirkstoffes im Plasma zu finden ist (FICHTL et al., 2001). Bei Verteilung im Gesamtkörperwasser liegt das Vd bei etwa 0,6 l/kg. Ist das Vd größer als 1 l/kg kann dies für eine Anreicherung des Pharmakons in bestimmten Geweben sprechen.
Nach Abschluss der Verteilungsphase stellt sich ein Konzentrationsgleichgewicht zwischen Plasma und Gewebe ein, das als Verteilungsvolumen im Steady-State (Vss) bezeichnet wird.
Die Zeit bis dieser Gleichgewichtszustand erreicht ist, wird durch Geschwindigkeitskonstanten (k12 und k21) bestimmt und mit nachfolgender Formel berechnet:
Vss [l/kg] =
+
21 12
k 1 k
Vss = Verteilungsvolumen im Steady-State
k12 = Geschwindigkeitskonstante, Übertritt vom zentralen ins periphere Kompartiment k21 = Geschwindigkeitskonstante, Übertritt vom peripheren ins zentrale Kompartiment
Die Elimination des Wirkstoffes aus dem zentralen Kompartiment führt dort zu einer Abnahme der Konzentration. Durch den entstehenden Konzentrationsgradienten kommt es zu einer Diffusion des Wirkstoffes aus dem peripheren (Gewebe) in das zentrale Kompartiment (Plasma). Dieser Zustand wird als Pseudo-Steady-State bezeichnet (DERENDORF et al., 2002). Im Gewebe fällt die Konzentration ab, was durch die Hybridkonstante der Elimination
(β) beschrieben wird. Das entsprechende Verteilungsvolumen (Vdβ) in der Eliminationsphase wird als Quotient aus Clearance und der Hybridkonstanten beschrieben (DERENDORF et al., 2002):
Vdβ [l/kg] = β CL
Vdβ = Verteilungsvolumen in der Eliminationsphase CL = Clearance
β = Hybridkonstante
Die Vorgänge der Invasion überlagern nun die Vorgänge der Evasion, also der Metabolisierung und der Elimination. Als Metabolisierung werden biochemische Prozesse bezeichnet, die zu einer Änderung der chemischen Struktur von Arzneistoffen im Organismus führen. Ihre Eigenschaften werden dabei so verändert, dass ihre Elimination möglich wird (DERENDORF et al., 2002). Da wasserlösliche Substanzen direkt renal eliminiert werden können, dient die Metabolisierung der Verbesserung der Exkretionsfähigkeit von lipophilen Arzneistoffen. Man unterteilt den Prozess in zwei Phasen. In der Phase 1-Reaktion wird ein Molekül durch Oxidation, Reduktion und Hydrolyse zu einer stärker polaren Verbindung umgewandelt (FAIGLE, 1981). Bei der anschließenden Phase 2-Reaktion wird durch Konjugation mit Glucuronsäure, Schwefelsäure, Carbonsäuren, Aminosäuren und Glutathion eine verbesserte renale und biliäre Ausscheidung der nun unwirksamen Stoffe erreicht. Die beschriebenen Prozesse finden hauptsächlich in der Leber statt.
Die Elimination erfolgt meistens renal oder biliär, aber auch über den intestinalen und pulmonalen Weg sowie über Speichel, Schweiß, Milch und Eier. Ähnlich der Resorption kann die Elimination aus dem Organismus nach einem Prozess 0. Ordnung oder einem Prozess 1. Ordnung verlaufen (KOCH u. RITSCHEL, 1986). In der Regel werden Wirkstoffe nach einem Prozess 1. Ordnung ausgeschieden. Bei der Elimination 0. Ordnung wird pro Zeiteinheit dieselbe Menge eines Wirkstoffes eliminiert.
Die Clearance ist der wichtigste pharmakokinetische Parameter. Die Clearance beschreibt die Fähigkeit eines Organismus einen Wirkstoff zu eliminieren (RETTING, 1981). Sie ist das
Maß zur Ermittlung der Ausscheidungsgeschwindigkeit eines Wirkstoffes und kann durch folgende Beziehung bestimmt werden:
CL [ml/min] =
C[mg/ml]
[mg/min]
/d dc t
CL = Clearance
d c/d t = Eliminationsrate, ausgeschiedene Wirkstoffmenge pro Zeit C = Wirkstoffkonzentration
Die Eliminationsleistung wird hauptsächlich durch die Nieren (renale Clearance) und die Leber (hepatische Clearance) erbracht (FICHTL et al., 2001).Die totale Clearance (CL) eines Pharmakons setzt sich aus der renalen Clearance (CLR) und der extrarenalen Clearance (CLNR), die alle nicht renalen Eliminationsvorgänge (z.B. hepatische Clearance) beschreibt, zusammen.
Als weiterer wichtiger Parameter der Elimination ist noch die Halbwertszeit zu nennen. Die Halbwertszeit (t0,5) ist die Zeit, nach der sich die Konzentration eines Pharmakons um die Hälfte des ursprünglichen Ausgangswertes verringert hat (DERENDORF et al., 2002). Sie ist sowohl von der Clearance als auch vom Verteilungsvolumen abhängig. Je größer die Clearance ist, desto schneller nimmt die Konzentration der Substanz im Plasma ab.
Umgekehrt ist die Konzentrationsabnahme eines Pharmakons umso geringer, je größer das Volumen ist, in dem es sich verteilt (FICHTL et al., 2001). Diese Abhängigkeit wird durch die nachfolgende Gleichung ausgedrückt:
t0,5 [h] = ln 2·
CL Vd
t0,5 = Halbwertszeit Vd = Verteilungsvolumen CL = Clearance
Als wichtiger Beurteilungsparameter für die Wirkungsdauer sowie für die Berechnung von Dosierungsintervallen kann mit Hilfe der Halbwertszeit die Ausscheidungszeit von Stoffen errechnet werden. Bis die Substanzkonzentration im Körper zu 97 % abgenommen hat sind in der Regel fünf Halbwertszeiten notwendig (KAMERLING u. OWENS, 1994). Laut TOBIN et al. (1982) und KLAUS u. HAPKE (1996) sind 66 bis 77 Halbwertszeiten notwendig, bis auch das letzte Arzneimittelmolekül eliminiert ist.
Die Ausscheidungszeit (tA) beschreibt die Zeitspanne in der ein Wirkstoff bis zu einem gewissen Grenzwert aus dem Organismus eliminiert werden kann. Berechnet wird die Ausscheidungszeit wie nachfolgend beschrieben (KIETZMANN, 1983):
tA(Grenze) [h] =
β C ln C
ln (max)− (Grenze)
+ tmax
tA(Grenze) = Ausscheidungszeit bis zum Erreichen eines Grenzwertes ln C (max) = natürlicher Logarithmus der maximalen Wirkstoffkonzentration ln C (Grenze) = natürlicher Logarithmus der Wirkstoffkonzentration des Grenzwertes β = Hybridkonstante
tmax = Zeitpunkt der maximalen Konzentration
2.1 Pharmakokinetische Modelle
Um den zeitlichen Konzentrationsverlauf eines Arzneistoffes in Blut, Plasma und Urin zu veranschaulichen, werden pharmakokinetische Modelle angewendet, die den Organismus als ein Kompartiment oder als eine Summe von Kompartimenten betrachten. Dabei gilt ein Kompartiment als kinetisch einheitlicher Raum, in dem also mit einer gleichmäßigen Verteilung der Substanz gerechnet werden kann (KIETZMANN, 1983). Kompartiment- Modelle erlauben somit eine mathematische Beschreibung der komplexen Verteilungs- und Eliminationsvorgänge eines Pharmakons im Organismus (DYKE u. SAMS, 1994 a).
Arzneimittel können sich im einfachsten Fall auf ein einziges Kompartiment, in anderen Fällen jedoch auf zwei oder mehr Kompartimente verteilen.
2.1.1 Offenes Ein-Kompartiment-Modell
Dieses einfachste der pharmakokinetischen Modelle stellt den Körper als einen Verteilungsraum dar. Eine intravenös verabreichte Dosis verteilt sich hypothetisch im gesamten Verteilungsvolumen (Vd) gleich. Die Elimination des Wirkstoffes aus dem Kompartiment erfolgt in der Regel nach einer Kinetik 1. Ordnung, wobei die Geschwindigkeit mit Hilfe der Geschwindigkeitskonstanten (kel) beschrieben wird (FICHTL et al., 2001). In Abbildung 3 ist das Ein-Kompartiment-Modell schematisch dargestellt.
Abb. 3: Offenes Ein-Kompartiment-Modell (intravenöse Injektion)
Wird ein Arzneimittel durch intravenöse Infusion appliziert, gelangt pro Zeiteinheit eine konstante Menge des Pharmakons in das Kompartiment (Kinetik 0. Ordnung). Bei gleichzeitiger Elimination nach einer Kinetik 1. Ordnung stellt sich eine Steady-State- Konzentration ein. Die Geschwindigkeit bis zum Erreichen des Steady-State hängt von der Eliminationsgeschwindigkeitskonstante ab.
Bei einer extravasalen Applikation (z.B. oral oder intramuskulär) ist die Konzentration des Pharmakons im Kompartiment das Ergebnis der gleichzeitig ablaufenden Resorption (Kinetik 1. Ordnung) und einsetzender Elimination (Kinetik 1. Ordnung).
2.1.2 Mehr-Kompartiment-Modelle
Mehr-Kompartiment-Modelle stellen die Vorgänge im Körper anhand von mindestens zwei Verteilungsräumen dar. Das Zwei-Kompartiment-Modell beschreibt die Kinetik der meisten Wirkstoffe am besten (BAGGOT, 1978). Hierbei wird angenommen, dass sich ein Arzneistoff nach der Applikation zunächst homogen in einem zentralen Kompartiment verteilt, meistens
Vd
kel
im Plasma und gut durchbluteten Organen wie Leber und Niere. Aus diesem zentralen Kompartiment wird der Wirkstoff in schlechter durchblutete Gewebe verteilt (z.B.
Muskulatur oder Haut), das so genannte periphere Kompartiment. Der Übertritt des Pharmakons vom zentralen ins periphere bzw. vom peripheren ins zentrale Kompartiment wird durch die Geschwindigkeitskonstanten (k12 und k21) beschrieben. Die Elimination findet nach Rücktransfer des Pharmakons ausschließlich aus dem zentralen Kompartiment statt und wird durch die Eliminationsgeschwindigkeitskonstante (kel) beschrieben. Dabei unterliegen die Hin- und Rückverteilung zwischen den Kompartimenten sowie die Elimination aus dem zentralen Kompartiment einer Kinetik 1. Ordnung. Abbildung 4 zeigt die Vorgänge im Zwei- Kompartiment-Modell nach intravenöser Applikation.
k12 = Geschwindigkeitskonstante, Übertritt vom zentralen ins periphere Kompartiment k21 = Geschwindigkeitskonstante, Übertritt vom peripheren ins zentrale Kompartiment kel = Eliminationsgeschwindigkeitskonstante für das zentrale Kompartiment
Abb. 4: schematische Darstellung eines Zwei-Kompartiment-Modells nach intravenöser Applikation
Nach welchem Modell die Berechnung der pharmakokinetischen Parameter erfolgt, hängt von den Messwerten ab. Dabei ist eine ausreichende Menge an Daten von primärer Bedeutung.
Zeigen die Messwerte in halblogarithmischer Darstellung über einen genügend langen Zeitraum einen monoexponentiellen Verlauf, so ist das Ein-Kompartiment-Modell anwendbar. Ist der Verlauf jedoch biexponentiell, findet das Zwei-Kompartiment-Modell Anwendung (KLOTZ, 1988).
zentrales Kompartiment
peripheres Kompartiment
kel
k21
k12
