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3 Material und Methode

3.2 Bearbeitung im Labor

3.2.2 Qualitative Untersuchung

Die Bestandsproben wurden ausschließlich qualitativ untersucht. Nach der Aufbereitung wurde jede dieser Proben in Preston-Bouillon 48 ± 2h bei 41,5 ± 0,5°C

unter mikroaeroben Verhältnissen (5% O2, 10% CO2, 85% N2) in einem CO2-Brutschrank inkubiert. Die Schlachtproben wurden qualitativ und quantitativ

untersucht. Je 1g Blinddarmprobe wurde zusätzlich neben der Erstverdünnung in beschrifteten Reagenzgläsern jeweils 1:100 und 1:1000 in Preston-Bouillon verdünnt, um eine selektivere Anreicherung mit reduzierter Begleitflora zu erzielen. Die Inkubation erfolgte für 48 ± 2h bei 41,5 ± 0,5°C unter mikroaeroben Verhältnissen in einem CO2-Brutschrank. Ein Milliliter der Schlachtkörper-Spülflüssigkeit wurde mit neun Milliliter Preston-Bouillon in beschrifteten, mit Metallkappen verschlossenen Reagenzgläsern 48 ± 2h bei 41,5 ± 0,5°C unter mikroaeroben Verhältnissen in einem CO2-Brutschrank inkubiert. Nach der Inkubation wurden 10µl von jeder Probenanreicherung mit einer Impföse fraktioniert auf den Selektivnährböden mCCDA und Karmali ausgestrichen. Die Erstverdünnung der Blinddärme wurde abweichend als Dreiösenausstrich auf die Platten gebracht. Die Bebrütung erfolgte 48 ± 2h bei 41,5 ± 0,5°C unter mikro-aeroben Verhältnissen (5% O2, 10% CO2, 85%

N2) in einem CO2-Inkubator. Anschließend wurden die Selektivnährböden auf das Vorkommen präsumtiver Campylobacter spp.-Kolonien hin untersucht und diese gegebenenfalls bestätigt.

Material und Methode 49 3.2.3 Quantitative Untersuchung

Bei Blinddarm- und Schlachtkörperproben wurde der Gehalt an Campylobacter spp.

zusätzlich quantifiziert. Für die Untersuchung im Oberflächenspatelverfahren wurde

aus der Erstverdünnung eine dezimale Verdünnungsreihe in NaCl-Pepton-Wasser (0,85%-NaCl/0,1%-Pepton-Wasser) hergestellt. Die analysierten Verdünnungsstufen

umfassten beim Blinddarminhalt 10-1 bis 10-7 und bei den Schlachtkörper-Spülproben 100 bis 10-4. Je Verdünnungsstufe wurden im Doppelansatz mCCDA- und Karmali-Selektivnährböden mit je 0,1ml beimpft. Die Inkubation erfolgte 48 ± 2h bei 41,5 ± 0,5°C unter mikroaeroben Verhältnissen in einem CO2-Brutschrank. Anschließend wurden die Selektivnährböden auf das Vorkommen präsumtiver Campylobacter spp.-Kolonien hin untersucht, diese gezählt und bestätigt. Ein Fließschema zum Verfahrensablauf der Untersuchung auf Campylobacter spp. bietet Abbildung 2. Die Nachweisgrenze bei den Blinddarmproben lag bei 1,7 log10 KbE Campylobacter spp.

pro Gramm Blinddarminhalt. Bei qualitativ negativen Blinddarmproben wurde ein Gehalt von 0,85 log10 KbE/g Faeces als dem halben dezimalen Logarithmus der Nachweisgrenze in die Berechnung mit einbezogen, bei qualitativ auf Campylobacter spp.-positiven Proben mit einem Gehalt von 1,4 log10 KbE/g Faeces als dezimaler Logarithmus der halben Nachweisgrenze gerechnet. Bei den Schlachtkörpern lag die Nachweisgrenze bei log10 3,7 KbE Campylobacter spp. pro Schlachtkörper. Hier wurde bei den qualitativ auf Campylobacter spp.-positiven Proben mit einem Gehalt von 3,1 log10 KbE/Schlachtkörper als dezimaler Logarithmus der halben Nachweisgrenze sowie mit 1,7 log10 KbE/Schlachtkörper als dem halben dezimalen Logarithmus der Nachweisgrenze bei einer qualitativ negativen Probe gerechnet.

Material und Methode 50

Probennahme im Bestand Sockentupfer

Kloakentupfer

Wasser vor Einlauf in den Stall Tränkewasser

Futter

Probennahme im Schlachthof Schlachtkörper

nach Eviszeration und Kühlung Darmpakete auf mCCDA- und Karmali-Agar

Inkubation 48 ± 2h bei 41,5 ± 0,5°C, mikroaerob

▼ Ausstrich der Anreicherungsbouillon auf

mCCD- und Karmali-Agar

Inkubation 48 ± 2h bei 41,5 ± 0,5°C, mikroaerob

Auszählen verdächtiger Kolonien

Überimpfen einer verdächtigen Kolonie je Typ auf Karmali-Agar Inkubation 48 ± 2h bei 41,5 ± 0,5°C, mikroaerob

Motilitäts-Test: Nativpräparat im Phasenkontrastmikroskop Überimpfung positiver Kolonien auf MHB-Agar Inkubation:24 -48 h ± 2 h bei 41,5 °C ± 0,5 °C, mikroaerob

Bestätigung verdächtiger Kolonien und Differenzierung:

Katalase-Test, Oxidase-Test, Gram-Färbung, API Campy

Langzeitlagerung ausgewählter Isolate im Stammhaltungssystem Cryobank Abbildung 2: Fließschema des Verfahrensablaufes zum qualitativen und

quantitativen Nachweis thermophiler Campylobacter spp.

Material und Methode 51 3.2.4 Speziesdifferenzierung

Aus der qualitativen und quantitativen Untersuchung wurde mindestens eine phänotypisch Campylobacter-verdächtige Einzelkolonie ausgewählt und auf Karmali-Agar 48 ± 2h bei 41,5 ± 0,5°C unter mikroaeroben Verhältnissen subkultiviert. Nach Bestätigung der spezifischen, kleinen, etwa ein bis zwei Millimeter Durchmesser, fein granulierten, flachen, unregelmäßig abgegrenzten, oft schwärmenden Kulturmorphologie, korkenzieherartiger Motilität und spiraliger Zellmorphologie der Isolate in der Phasenkontrastmikroskopie, positivem Verhalten gegenüber der Oxidase- und Katalasereaktion sowie dem negativem Gramverhalten wurden die Kolonien der Spezies Campylobacter zugeordnet. Jeweils eines der bestätigten Isolate pro Probenmatrix und Versuchsgruppe wurde weiterführend differenziert. Die Speziesbestimmung erfolgte mit dem API campy nach Herstellerangaben (bioMérieux, Marcy l'Etoile, Frankreich). API campy ist ein standardisiertes System zur biochemischen Identifizierung von Campylobacter spp. anhand von miniaturisierten Tests und einer spezifizierten Datenbank. Der API campy besteht aus 20 Mikroröhrchen auf zwei Streifen, die dehydrierte Substrate enthalten (Tab.

24). Der erste Teil des Streifens für enzymatische Reaktionen wurde mit einer dichten Keimsuspension beimpft, welche die Substrate rehydrierten. Die während der Inkubation unter aeroben Bedingungen entstehenden Stoffwechselprodukte bewirkten Farbumschläge, die entweder spontan oder nach Zugabe von Reagenzien eintraten. Der zweite Teil des Streifens für Assimilations- oder Inhibitionsreaktionen wurde mit einem aus der dichten Keimsuspension hergestellten Minimalmedium beimpft und in mikroaerober Atmosphäre inkubiert. Die Bakterien wuchsen, wenn sie das entsprechende Substrat verwerten konnten oder gegenüber dem getesteten Antibiotikum resistent waren. Nach Ende der Inkubationszeit wurden die Reaktionen abgelesen und die Identifizierung erfolgte anhand der Identifizierungssoftware API web. Jedes Campylobacter-Isolat, dass mithilfe des API campy identifiziert wurde, ist zur Langzeitlagerung in das Stammhaltungssystem Cryobank hinterlegt worden. Die Isolate sind nach Herstellerangaben der Firma Mast Diagnostica wie folgt konserviert worden: Die Cryobank-Röhrchen enthalten 25 chemisch behandelte Glaskügelchen zur Adhäsion der Mikroorganismen in einem Milliliter hypertonischer Cryo-Konservierungslösung. Diese wurden mit einer 24 ± 2h frischen Reinkultur entsprechend einer McFarland-Dichte von 3-4 angeimpft. Durch vorsichtiges Schütteln wurden die Kolonien im Cryo-Medium suspendiert, um dann soviel Medium

Material und Methode 52 wie möglich zu entfernen. Die beimpften Röhrchen wurden bei -82°C eingefroren.

Eine Wachstums- und Reinheitskontrolle nach mindestens 24h bei -82°C diente der Sicherung zur Langzeitlagerung.

3.2.5 Antimikrobielle Empfindlichkeitstestung

Zur quantitativen Bestimmung der Minimalen-Hemm-Konzentration (MHK) im Rahmen der antimikrobiellen Empfindlichkeitstestung von Bakterien wie Campylobacter spp. gegen antimikrobielle Substanzen wie Colistinsulfat wurde der Etest (bioMérieux) eingesetzt. Der Etest besteht aus einem Plastikstreifen, welcher auf der einen Seite zur Kalibration mit einer MHK-Skala in µg/ml und einem Buchstabencode CO zur Identifizierung der antibiotischen Substanz Colistin bedruckt wurde. Auf der anderen Seite des Streifens ist ein definierter Konzentrationsgradient von Colistinsulfat in einem Konzentrationsbereich von fünfzehn, zweifachen Verdünnungschritten einer konventionellen MHK Methode aufgebracht. Der Etest wurde auf die mit Campylobacter spp. inokulierte Agaroberfläche gelegt, der vorgefertigte, exponentielle Gradient der antimikrobiellen Substanz Colistinsulfat wurde so in den Nährboden transferiert. Der kontinuierlich, vorgeformte Konzentrationsgradient entlang des Streifens bleibt über einen langen Zeitraum stabil, wodurch die kritischen Zeiten zahlreicher Mikroorganismen, so auch von Campylobacter spp. erfasst werden. Nach Inkubation von 22 ± 2h, bildet sich eine symmetrische Hemmellipse gleichmäßig entlang des Streifens aus. Die MHK wird direkt vom Streifen in µg/ml an dem Punkt abgelesen, an dem sich Hemmellipse und Streifen schneiden. Es können aber auch andere Wachstums- oder Hemmungsmuster auftreten, die bei bestimmten Resistenzbestimmungsmethoden erscheinen. Ein Mueller-Hinton Nährboden mit einer Schichtdicke von vier Millimeter wurde mit einem Campylobacter spp. Inokulum, hergestellt aus einer Übernachtkultur, beimpft. Mit einem sterilen Tupfer wurde die gesamte Agaroberfläche gleichmäßig in drei Richtungen bestrichen. Der Etest Streifen wurde mit der MHK Skala nach oben auf den Agar gelegt, wobei der Antibiotikagradient vollständig auf ganzer Länge Kontakt zu dem Agar hatte. Die Nährböden wurden bei 41,5 ± 0,5°C 22 ± 2h inkubiert. Der MHK Wert wurde dort abgelesen, wo die Hemmellipse den Streifen schnitt. Die Interpretation der MHK Werte erfolgte nach CLSI Kriterien.

Material und Methode 53 3.3 Geräte und Materialien

Alkohol, 96% CG Chemikalien, Laatzen

Aluminium-Anschlussstück PALL Life Sciences, Port Washington, USA API campy bioMérieux, Marcy l'Etoile, Frankreich API campy Reagenzien bioMérieux, Marcy l'Etoile, Frankreich API web bioMérieux, Marcy l'Etoile, Frankreich

Autoklav Webeco, Selmsdorf

Bactident Oxidase Merck, Darmstadt Bechergläser Duran Schott, Mainz

Bunsenbrenner Campingaz, Hungen-Inheiden Brutschrank, 37°C / 42°C Memmert, Büchenbach

CO2-Inkubator Binder GmbH, Tüttingen CO2-Flaschen von Linde Hackmann & Co GmbH, Hannover CPE-Stiefelüberzug Care&Serve, Krefeld

Cryo-Röhrchen Mast Diagnostica GmbH, Reinfeld Cryo-Röhrchen Aufbewahrungsbox Mast Diagnostica GmbH, Reinfeld

Dampftopf Gössner KG, Hamburg

Deckgläschen Menzel-Gläser, Braunschweig Einmalhandschuhe Noba Verbandmittel Danz GmbH, Wetter Elektrische Waage bis zwei Kilogramm Sartorius, Göttingen

Erlenmeyerkolben Duran-Schott, Mainz Gaze-Überschuh VWR, Leuven, Belgien Gramfärbungsreagenzien Merck, Darmstadt

Linsenreinigungstücher Schleicher & Schull, Kent, Großbritannien Membranfilter GN-6 0,45µm PALL Life Sciences, Port Washington, USA Messzylinder 500ml Duran-Schott, Mainz

MicroFunnel Filter Funnels PALL Life Sciences, Port Washington, USA Mikroskop Axioskop 40 Carl Zeiss Microimaging GmbH, Jena N2-Flaschen von Linde Hackmann & Co GmbH, Hannover Objektträger Marienfeld, Lauda-Königshofen

Immersionsöl Merck, Darmstadt

Ösen Roth, Karlsruhe

Parafinöl Riedel-de Haen, Seelze

Phasenkontrastmikroskop Zeiss GmbH, Jena

Material und Methode 54

PP-Overall Med-Comfort, Augsburg

Reagenzgläser Merck, Darmstadt

Reagenzglas -Ständer Memmert, Büchenbach Reagenzröhrchen 12mm Duran-Schott, Mainz

Rundfilter 110mm Schleicher & Schüll GmbH, Dassel Saugflasche 2000ml Duran-Schott, Mainz

Schraubflaschen 1000ml Duran-Schott, Mainz Sterile Applikatoren Böttger, Bodenmais

Sterile Plastik Pasteur Pipetten Elkay Eireann, County Galway, Irland Sterile Spatel Sarstedt, Nümbrecht

Sterile Tupfer Deltalab, Rubi, Spanien

Sterilisator Memmert, Büchenbach

Stomacherbeutel Deltalab, Rubi, Spanien Wasserstoffperoxid Roth, Karlsruhe Wasserstrahl-Vakuumpumpe Eigenbau

3.4 Medien

3.4.1 Flüssige Medien

Für die Untersuchung auf Campylobacter spp. wurden folgende flüssige Medien benutzt:

Preston-Bouillon Zusammensetzung:

Nährbouillon Nr. 2 von Oxoid (Code: CM0067)

„Lab-Lemco“ powder (Fleischextrakt) 10,0 g/l Pepton 10,0 g/l

NaCl 5,0 g/l pH-Wert 7,5 ± 0,2

Modifiziertes Preston Campylobacter-Selektiv-Supplement von Oxoid (Code:

SR0204)

Material und Methode 55 Inhalt pro Flasche (für 500 ml ausreichend)

Polymixin B 2,500 IE Rifampicin 5,0 mg Trimethoprim 5,0 mg Amphortericin B 5,0 mg

Campylobacter-Anreicherungs-Supplement von Oxoid (Code: SR0232E) Inhalt pro Flasche (für 500 ml ausreichend)

Na-Pyruvat 125 mg Eisen-(II)-Sulfat 125 mg Na-Disulfit 125 mg

Aseptisches, lysiertes Pferdeblut von Oxoid (Code: SR0048C) Zubereitung:

Zuerst wurden 12,5g der Nährbouillon Nr. 2 eingewogen, in 475ml destilliertem Wasser mit Hilfe eines Magnetrührers gelöst und der pH-Wert auf 7,5 ± 0,2 eingestellt. Nach Sterilisation im Autoklaven bei 121°C für 15 Minuten und abkühlen auf 50°C, konnten 25ml aseptisches, lysiertes Pferdeblut, eine Flasche modifiziertes Preston Selektiv-Supplement und eine Flasche Campylobacter-Anreicherungs-Supplement hinzugegeben werden. Die Preston-Bouillon war bei 2-8°C für sieben Tage gekühlt haltbar.

NaCl-Pepton-Wasser Zusammensetzung:

NaCl 8,5 g/l Pepton 1,0 g/l Zubereitung:

Zuerst wurden 8,5g NaCl und 1,0g Pepton eingewogen, in einem Liter destilliertem Wasser mit Hilfe eines Magnetrührers gelöst und der pH-Wert auf 7,0 eingestellt. Je nach Verwendung wurde das NaCl-Pepton-Wasser in die entsprechenden Reagenzgläser bzw. Erlenmeyerkolben abgefüllt und für 15 Minuten bei 121°C autoklaviert.

Material und Methode 56 3.4.2 Feste Medien

Die Fertignährböden der Firma Oxoid wurden bei 6-12°C gelagert.

mCCD-Campylobacter-Selektiv-Agar (Code: PO5091A) Zusammensetzung:

Fleischextrakt „Lab-Lemco“ 10,0 g/l Pepton 10,0 g/l

NaCl 5,0 g/l

Bakteriologische Aktivkohle 4,0 g/l Casein-Hydrolysat 3,0 g/l

Natriumdesoxycholat 1,0 g/l Eisen-(III)-Sulfat 0,25 g/l Natriumpyruvat 0,25 g/l Cefoperazon 0,032 g/l Amphotericin B 0,01 g/l Agar 12,0 g/l

Karmali-Campylobacter-Selektiv-Agar (Code: PO5041A) Zusammensetzung:

Columbia-Agar-Basis 39,0 g/l Aktivkohle 4,0 g/l

Haemin 0,032 g/l Natriumpyruvat 0,1 g/l Cefoperazon 0,032 g/l Vancomycin 0,02 g/l Amphotericin B 0,01 g/l

Mueller-Hinton-Agar mit Schafblut, MHB-Agar (Code: CM0337T) Zusammensetzung:

Rindfleisch, getrocknete Infusion aus 300 g 2,0 g/l Caseinhydrolysat 17,5 g/l

Stärke 1,5 g/l Agar 17,0 g/l

Steriles Schafblut 70,0 ml

Material und Methode 57 3.4.3 Medien zur biochemischen Differenzierung

API campy Testkit (Code: 20800)

Packungsgröße für 12 Tests bestehend aus:

12 API Campy Streifen

12 Ampullen API NaCl 0,85 % Medium, 3 ml 12 Ampullen API AUX Medium, 7 ml

1 Ampulle McFarland Nr. 6 25 Inkubationswannen 12 Ergebnisblätter 1 Arbeitsanleitung

Zusätzlich benötigte Reagenzien:

NIT 1 + NIT 2 (Code: 70442) FB (Code: 70562)

NIN (Code: 70491)

Tabelle 23: Aktive Bestandteile, Konzentration pro Tube und deren anzeigende Reaktionen der API® Campy Teststreifen

Aktive Bestandteile [mg]/Tube Test angezeigte Reaktion Enzymatische Reaktionen

Harnstoff 0,216 URE Urease

Kaliumnitrat 0,1 NIT Reduktion von Nitraten 5-Brom-4-Chlor-3-Indoxylacetat 0,029 EST Esterase

Natriumhippurat 0,2 HIP Hippurat

γ L-Glutaminsäure-β-naphthylamid 0,0272 GGT Gamma-Glutamyltransferase Triphenyltetrazoliumchlorid 0,02 TTC Reduktion von

Triphenyltetrazoliumchlorid Pyroglutaminsäure-β-naphthylamid 0,038 PyrA Pyrrolidonyl-Arylamidase L-Arginin-4-methoxy-β-naphthylamid 0,056 ArgA L-Arginin-Arylamidase Aspartinsäure-β-naphthylamid 0,039 AspA L-Aspartat-Arylamidase 2-Naphthylphosphat 0,024 PAL Alkalische Phosphatase

Assimilations- oder Inhibitionsreaktionen

Natriumthiosulfat 0,076 H2S Bildung von H2S

D-Glukose 1,56 GLU Assimilation von Glukose

Natriumsuccinat 1,36 SUT Assimilation von Natriumsuccinat Nalidixinsäure 0,084 NAL Wachstumshemmung

unter Nalidixinsäure Natriumcefazolin 0,224 CFZ Wachstumshemmung

unter Natriumcefazolin

Natriumacetat 1,1 ACE Assimilation von Natriumacetat Propionsäure 1,16 PROP Assimilation von Propionsäure Apfelsäure 1,56 MLT Assimilation von Malat

Trinatriumcitrat 2,28 CIT Assimilation von Trinatriumcitrat Erythromycin 0,014 ERO Empfindlichkeit gegen Erythromycin

Material und Methode 58 Zusammensetzung der API campy Medien:

API NaCl 0,85 % Medium, 3 ml Natriumchlorid 8,5 g

Demineralisiertes Wasser 1000 ml API AUX Medium, 7 ml

Ammoniumsulfat 2 g

Mononatriumphosphat 6,24 g Kaliumchlorid 1,5 g

Agar 1,5 g

Vitaminlösung 10,5 ml Spurenelemente 10 ml

Demineralisiertes Wasser ad 1000 ml McFarland Standard 6

BaSO4 2,88 10-4 mol/l

3.5 Statistische Auswertung

Für die statistische Auswertung der mikrobiologischen Untersuchung wurden die berechneten, arithmetischen Mittelwerte der quantitativen Untersuchung auf Campylobacter spp. berücksichtigt. Wenn in der quantitativen Untersuchung keine Campylobacter spp. nachgewiesen werden konnten, in der qualitativen Untersuchung jedoch Campylobacter spp. isoliert wurden, dann ist der dezimale Logarithmus der halben Nachweisgrenze als Schätzwert einbezogen worden. Der angenommene Wert befindet sich somit unterhalb, aber nahe der Nachweisgrenze.

Fiel weder die quantitative noch die qualitative Untersuchung Campylobacter-positiv aus, so wurde der halbe dezimale Logarithmus der Nachweisgrenze als Schätzwert berücksichtigt. Der angenommene Wert befindet sich somit weit unterhalb der Nachweisgrenze. Es wurde nicht von Nullwerten ausgegangen, um die biologische Variabilität zu berücksichtigen. Mit Hilfe des Programms SAS 9.2 (Statistical Analysis System) wurden die Ergebnisse der mikrobiologischen Untersuchung in einer 2-faktoriellen Varianzanalyse ausgewertet, die Produktionsdaten in einem Student´s t-Test für gepaarte Stichproben sowie in einem Signed-Rank Test ermittelt.

Ergebnisse 59

4 Ergebnisse

Um die Auswirkungen auf die Belastung von Broilern mit Campylobacter spp. durch die Behandlung mit einem auf organischen Säuren basierendem Tränkewasser-zusatzes über vollständige Mastzeiten hinweg zu erfassen, wurden Produktions-leistungsdaten ausgewertet, Bestands- und Schlachtproben mikrobiologisch auf Campylobacter spp. untersucht sowie diagnostische Sektionen durchgeführt. Die statistische Auswertung der Produktionsleistungsdaten erfolgte über die Erfassung der Stalldatenblätter. Der qualitativ mikrobiologische Nachweis auf Campylobacter spp. wurde aus Sockentupfern, Kloakentupfern, Futter, Tränkewasser und aus Wasser vor Einlauf in den Stall durchgeführt. Der quantitative Campylobacter spp.-Nachweis wurde aus Blinddarminhalt sowie von Schlachtkörpern nach Eviszeration und Kühlung sowohl aus Vor- und Hauptfang jeweils dreier Mastperioden eingeleitet.

Die diagnostischen Sektionen wurden an Eingeweidepaketen aus dem Schlachtprozess durchgeführt.

4.1 Produktionsleistungsdaten

Die Auswertung der Produktionsleistungsdaten hat weder einen signifikanten Unterschied in den Verlustraten, in der Gewichtsentwicklung noch in Wasser- und Futterverbrauch zwischen Behandlungsgruppe und Kontrollgruppe beider Betriebe gezeigt (Tab. 24 und 25). Der dritte Versuch in Betrieb A wurde aufgrund der über-durchschnittlich hohen Verlustraten nicht in die statistische Auswertung einbezogen.

Tabelle 24: Durchschnittliche Verlustraten mit Signifikanzen (p) von Betrieb A und B

Produktions-

leistung I Verluste 1. Woche, Mittelwert an d7 Tierverluste/Tag, Mittelwert bis d28 Behandlungsgruppe Kontrollgruppe Behandlungsgruppe Kontrollgruppe Betrieb A Versuch 1 1,51% 1,81% 34,64 40,32 Betrieb A Versuch 2 2,09% 1,61% 41,32 34,79 Betrieb A Versuch 3* 9,04% 1,70% 139,71 40,04 Betrieb B Versuch 1 1,73% 1,61% 35,68 32,79 Betrieb B Versuch 2 0,90% 0,96% 28,86 33,86 Betrieb B Versuch 3 0,61% 1,06% 25,25 36,00

Signifikanz p= 1,0 p= 0,625

Ergebnisse 60 Die Gewichtsentwicklung bis Tag 28 der Mast bei Betrieb A und B sowie der Wasser- und Futterverbrauch pro Tier bis Tag 28 der Mast bei Betrieb B sind in Tabelle 25 dargestellt. Für Betrieb A lagen die Daten zu Wasser- und Futterverbrauch nicht gesondert vor.

Tabelle 25: Durchschnittliche Gewichtsentwicklung pro Tier bis Tag 28 der Mast mit Signifikanzen (p) bei Betrieb A und B sowie durchschnittlicher Wasser- und Futterverbrauch pro Tier bis Tag 28 der Mast mit Signifikanzen (p) bei Betrieb B

Produktions-leistung II Gewicht/Tier in Gramm

Mittelwert d28 Wasser/Tier in ml

Mittelwert d28 Futter/Tier in Gramm Mittelwert d28

Versuch 1 680,00 677,50 118,18 126,21 62,80 64,95 Betrieb B

Versuch 2 720,00 720,00 125,00 131,64 71,81 70,71 Betrieb B

Versuch 3 762,75 767,50 126,30 129,90 74,23 72,90 Signifikanz p= 0,1875 p= 0,25 p= 1,0

4.2 Campylobacter spp.-Untersuchungen in Betrieb A

In dem gewählten Versuchsaufbau wurden die Ställe 2 und 4 (unten) über das angesäuerte Tränkewasser behandelt, Stall 1 und 3 (oben) verblieben als Kontrollgruppe unbehandelt.

4.2.1 Status Quo-Untersuchung

Betrieb A, Status Quo 1

Bei der Untersuchung der Mastfarm A an Tag 25 der Mast konnten aus den sechs Sockentupfern und sechs Kloakentupfern in Stall 1 und 3 (der späteren Kontrollgruppe) keine Campylobacter spp. isoliert werden, auch in Stall 2 und 4 (der späteren Behandlungsgruppe) konnten weder aus den sechs Sockentupfern noch aus den sechs Kloakentupfern Campylobacter spp. isoliert werden. Aus den Vorlaufwasser-, Tränkewasser- und Futterproben konnten keine Campylobacter spp.

isoliert werden (Tab. 26).

Ergebnisse 61 Betrieb A, Status Quo 2

Bei der Untersuchung der Mastfarm A an Tag 25 der Mast konnten in Stall 1 und 3 (der späteren Kontrollgruppe) bei 6/6 Sockentupfern und 6/6 Kloakentupfern Campylobacter spp. isoliert werden, in Stall 2 und 4 (der späteren Behandlungsgruppe) bei 6/6 Sockentupfern und 6/6 Kloakentupfern. Die verdächtigen Isolate wurden als C. jejuni subsp. jejuni bestätigt. In dem Tränkewasser der Ställe 1, 2 und 3 konnten Campylobacter spp. nachgewiesen werden, verdächtige Isolate wurden als C. jejuni subsp. jejuni bestätigt. Aus den Vorlaufwasser-, Tränkewasser- und Futterproben konnten keine Campylobacter spp.

isoliert werden (Tab. 26).

Tabelle 26: Untersuchung auf Campylobacter spp. im Bestand A an Masttag 25, Status Quo 1 und 2

Tag 25 der Mast Status Quo 1 Status Quo 2 Datum 25.05.2010 06.07.2010

Stall 2/4 Stall 1/3 Stall 2/4 Stall 1/3 Kloakentupfer 0/6 0/6 6/6 6/6

Sockentupfer 0/6 0/6 6/6 6/6 Wasser aus dem Vorlauf 0/2 0/2 0/2 0/2 Tränkewasser 0/2 0/2 1/2 2/2

Futter 0/1 0/1 0/1 0/1

4.2.2 Bestandsuntersuchung im Versuch

Der Betrieb wurde im Verlauf des Jahres 2010 in drei Mastperioden jeweils an Tag 21 und Tag 28 qualitativ auf Campylobacter spp. untersucht (Tab. 27 und 28).

Betrieb A, Versuch 1, Tag 21:

Bei der Untersuchung an Tag 21 der Mast konnten in der Kontrollgruppe bei 6/6 Sockentupfern und 1/6 Kloakentupfern Campylobacter spp. isoliert werden, in der Behandlungsgruppe bei 6/6 Sockentupfern und 6/6 Kloakentupfern, aus den Vorlaufwasser-, Tränkewasser und Futterproben konnten keine Campylobacter spp.

isoliert werden. Die verdächtigen Isolate wurden als C. jejuni subsp. jejuni bestätigt.

Betrieb A, Versuch 2, Tag 21:

Bei der Untersuchung an Tag 21 der Mast konnten in der Kontrollgruppe bei 4/6 Sockentupfern und 5/6 Kloakentupfern Campylobacter spp. isoliert werden, in der Behandlungsgruppe bei 2/6 Sockentupfern und 6/6 Kloakentupfern. Aus den

Ergebnisse 62 Wasserproben vor Einlauf in den Stall, dem Tränkewasser der Ställe sowie den Futterproben konnten keine Campylobacter spp. isoliert werden. Die verdächtigen Isolate wurden als C. jejuni subsp. jejuni bestätigt.

Betrieb A, Versuch 3, Tag 21:

Bei der Untersuchung an Tag 21 der Mast konnten in der Kontrollgruppe bei 2/6 Sockentupfern und 0/6 Kloakentupfern Campylobacter spp. isoliert werden, in der Behandlungsgruppe bei 0/6 Sockentupfern und 0/6 Kloakentupfern. Aus den Wasserproben vor Einlauf in den Stall, dem Tränkewasser sowie den Futterproben konnten keine Campylobacter spp. isoliert werden. Die verdächtigen Isolate wurden als C. coli bestätigt.

Tabelle 27: Untersuchung auf Campylobacter spp. im Bestand A an Masttag 21 in Versuch 1-3

Tag 21 der

Mast Versuch 1 Versuch 2 Versuch 3

Datum 11.08.2010 25.09.2010 13.11.2010

Behandlungs-gruppe

Kontroll-gruppe

Behandlungs-gruppe

Kontroll-gruppe

Behandlungs-gruppe Kontroll-gruppe Stall 2/4 Stall 1/3 Stall 2/4 Stall 1/3 Stall 2/4 Stall 1/3

n (positiv)/n (untersucht)

Kloakentupfer 6/6 1/6 6/6 5/6 0/6 0/6 Sockentupfer 6/6 6/6 2/6 4/6 0/6 2/6

Wasser aus

dem Vorlauf 0/2 0/2 0/2 0/2 0/2 0/2 Tränkewasser 0/2 0/2 0/2 0/2 0/2 0/2

Futter 0/1 0/1 0/1 0/1 0/1 0/1

Betrieb A, Versuch 1, Tag 28:

Bei der Untersuchung an Tag 28 der Mast konnten in der Kontrollgruppe bei 6/6 Sockentupfern und 3/6 Kloakentupfern Campylobacter spp. isoliert werden, in der Behandlungsgruppe bei 3/6 Sockentupfern und 6/6 Kloakentupfern, sowie aus der Tränkewasserprobe aus Stall 1. Aus den Wasserproben des Vorlaufes und dem Tränkewasser der Ställe 2 und 4 sowie den Futterproben konnten keine Campylobacter spp. isoliert werden. Die verdächtigen Isolate wurden als C. jejuni subsp. jejuni bestätigt.

Ergebnisse 63 Betrieb A, Versuch 2, Tag 28:

Bei der Untersuchung an Tag 28 der Mast konnten in der Kontrollgruppe bei 6/6 Sockentupfern und 6/6 Kloakentupfern Campylobacter spp. isoliert werden, in der Behandlungsgruppe bei 3/6 Sockentupfern und 6/6 Kloakentupfern sowie aus dem Tränkewasser der Kontrollgruppe (Ställe 1 und 3). Aus den Wasserproben des Vorlaufes, dem Tränkewasser der Ställe 2 und 4 sowie den Futterproben konnten keine Campylobacter spp. isoliert werden. Die verdächtigen Isolate wurden als C.

jejuni subsp. jejuni bestätigt.

Betrieb A, Versuch 3, Tag 28:

Bei der Untersuchung an Tag 28 der Mast konnten in der Kontrollgruppe weder aus den sechs Sockentupfern noch aus den sechs Kloakentupfern Campylobacter spp.

isoliert werden, auch in der Behandlungsgruppe weder aus den sechs Sockentupfern noch aus den sechs Kloakentupfern konnten keine Campylobacter spp. isoliert werden. Aus den Wasserproben des Vorlaufes, dem Tränkewasser sowie den Futterproben konnten ebenfalls keine Campylobacter spp. isoliert werden.

Tabelle 28: Untersuchung auf Campylobacter spp. in Bestand A an Masttag 28 in Versuch 1-3

Tag 28

der Mast Versuch 1 Versuch 2 Versuch 3

Datum 17.08.2010 04.10.2010 20.11.2010

Behandlungs-gruppe

Kontroll-gruppe

Behandlungs-gruppe

Kontroll-gruppe

Behandlungs-gruppe Kontroll-gruppe Stall 2/4 Stall 1/3 Stall 2/4 Stall 1/3 Stall 2/4 Stall 1/3

n (positiv)/n (untersucht)

Kloakentupfer 6/6 3/6 6/6 6/6 0/6 0/6 Sockentupfer 3/6 6/6 3/6 6/6 0/6 0/6

Wasser aus

dem Vorlauf 0/2 0/2 0/2 0/2 0/2 0/2 Tränkewasser 0/2 1/2 0/2 2/2 0/2 0/2

Futter 0/1 0/1 0/1 0/1 0/1 0/1

Futter 0/1 0/1 0/1 0/1 0/1 0/1