3 Material und Methode
3.2 Bearbeitung im Labor
3.2.5 Antimikrobielle Empfindlichkeitstestung
Zur quantitativen Bestimmung der Minimalen-Hemm-Konzentration (MHK) im Rahmen der antimikrobiellen Empfindlichkeitstestung von Bakterien wie Campylobacter spp. gegen antimikrobielle Substanzen wie Colistinsulfat wurde der Etest (bioMérieux) eingesetzt. Der Etest besteht aus einem Plastikstreifen, welcher auf der einen Seite zur Kalibration mit einer MHK-Skala in µg/ml und einem Buchstabencode CO zur Identifizierung der antibiotischen Substanz Colistin bedruckt wurde. Auf der anderen Seite des Streifens ist ein definierter Konzentrationsgradient von Colistinsulfat in einem Konzentrationsbereich von fünfzehn, zweifachen Verdünnungschritten einer konventionellen MHK Methode aufgebracht. Der Etest wurde auf die mit Campylobacter spp. inokulierte Agaroberfläche gelegt, der vorgefertigte, exponentielle Gradient der antimikrobiellen Substanz Colistinsulfat wurde so in den Nährboden transferiert. Der kontinuierlich, vorgeformte Konzentrationsgradient entlang des Streifens bleibt über einen langen Zeitraum stabil, wodurch die kritischen Zeiten zahlreicher Mikroorganismen, so auch von Campylobacter spp. erfasst werden. Nach Inkubation von 22 ± 2h, bildet sich eine symmetrische Hemmellipse gleichmäßig entlang des Streifens aus. Die MHK wird direkt vom Streifen in µg/ml an dem Punkt abgelesen, an dem sich Hemmellipse und Streifen schneiden. Es können aber auch andere Wachstums- oder Hemmungsmuster auftreten, die bei bestimmten Resistenzbestimmungsmethoden erscheinen. Ein Mueller-Hinton Nährboden mit einer Schichtdicke von vier Millimeter wurde mit einem Campylobacter spp. Inokulum, hergestellt aus einer Übernachtkultur, beimpft. Mit einem sterilen Tupfer wurde die gesamte Agaroberfläche gleichmäßig in drei Richtungen bestrichen. Der Etest Streifen wurde mit der MHK Skala nach oben auf den Agar gelegt, wobei der Antibiotikagradient vollständig auf ganzer Länge Kontakt zu dem Agar hatte. Die Nährböden wurden bei 41,5 ± 0,5°C 22 ± 2h inkubiert. Der MHK Wert wurde dort abgelesen, wo die Hemmellipse den Streifen schnitt. Die Interpretation der MHK Werte erfolgte nach CLSI Kriterien.
Material und Methode 53 3.3 Geräte und Materialien
Alkohol, 96% CG Chemikalien, Laatzen
Aluminium-Anschlussstück PALL Life Sciences, Port Washington, USA API campy bioMérieux, Marcy l'Etoile, Frankreich API campy Reagenzien bioMérieux, Marcy l'Etoile, Frankreich API web bioMérieux, Marcy l'Etoile, Frankreich
Autoklav Webeco, Selmsdorf
Bactident Oxidase Merck, Darmstadt Bechergläser Duran Schott, Mainz
Bunsenbrenner Campingaz, Hungen-Inheiden Brutschrank, 37°C / 42°C Memmert, Büchenbach
CO2-Inkubator Binder GmbH, Tüttingen CO2-Flaschen von Linde Hackmann & Co GmbH, Hannover CPE-Stiefelüberzug Care&Serve, Krefeld
Cryo-Röhrchen Mast Diagnostica GmbH, Reinfeld Cryo-Röhrchen Aufbewahrungsbox Mast Diagnostica GmbH, Reinfeld
Dampftopf Gössner KG, Hamburg
Deckgläschen Menzel-Gläser, Braunschweig Einmalhandschuhe Noba Verbandmittel Danz GmbH, Wetter Elektrische Waage bis zwei Kilogramm Sartorius, Göttingen
Erlenmeyerkolben Duran-Schott, Mainz Gaze-Überschuh VWR, Leuven, Belgien Gramfärbungsreagenzien Merck, Darmstadt
Linsenreinigungstücher Schleicher & Schull, Kent, Großbritannien Membranfilter GN-6 0,45µm PALL Life Sciences, Port Washington, USA Messzylinder 500ml Duran-Schott, Mainz
MicroFunnel Filter Funnels PALL Life Sciences, Port Washington, USA Mikroskop Axioskop 40 Carl Zeiss Microimaging GmbH, Jena N2-Flaschen von Linde Hackmann & Co GmbH, Hannover Objektträger Marienfeld, Lauda-Königshofen
Immersionsöl Merck, Darmstadt
Ösen Roth, Karlsruhe
Parafinöl Riedel-de Haen, Seelze
Phasenkontrastmikroskop Zeiss GmbH, Jena
Material und Methode 54
PP-Overall Med-Comfort, Augsburg
Reagenzgläser Merck, Darmstadt
Reagenzglas -Ständer Memmert, Büchenbach Reagenzröhrchen 12mm Duran-Schott, Mainz
Rundfilter 110mm Schleicher & Schüll GmbH, Dassel Saugflasche 2000ml Duran-Schott, Mainz
Schraubflaschen 1000ml Duran-Schott, Mainz Sterile Applikatoren Böttger, Bodenmais
Sterile Plastik Pasteur Pipetten Elkay Eireann, County Galway, Irland Sterile Spatel Sarstedt, Nümbrecht
Sterile Tupfer Deltalab, Rubi, Spanien
Sterilisator Memmert, Büchenbach
Stomacherbeutel Deltalab, Rubi, Spanien Wasserstoffperoxid Roth, Karlsruhe Wasserstrahl-Vakuumpumpe Eigenbau
3.4 Medien
3.4.1 Flüssige Medien
Für die Untersuchung auf Campylobacter spp. wurden folgende flüssige Medien benutzt:
Preston-Bouillon Zusammensetzung:
Nährbouillon Nr. 2 von Oxoid (Code: CM0067)
„Lab-Lemco“ powder (Fleischextrakt) 10,0 g/l Pepton 10,0 g/l
NaCl 5,0 g/l pH-Wert 7,5 ± 0,2
Modifiziertes Preston Campylobacter-Selektiv-Supplement von Oxoid (Code:
SR0204)
Material und Methode 55 Inhalt pro Flasche (für 500 ml ausreichend)
Polymixin B 2,500 IE Rifampicin 5,0 mg Trimethoprim 5,0 mg Amphortericin B 5,0 mg
Campylobacter-Anreicherungs-Supplement von Oxoid (Code: SR0232E) Inhalt pro Flasche (für 500 ml ausreichend)
Na-Pyruvat 125 mg Eisen-(II)-Sulfat 125 mg Na-Disulfit 125 mg
Aseptisches, lysiertes Pferdeblut von Oxoid (Code: SR0048C) Zubereitung:
Zuerst wurden 12,5g der Nährbouillon Nr. 2 eingewogen, in 475ml destilliertem Wasser mit Hilfe eines Magnetrührers gelöst und der pH-Wert auf 7,5 ± 0,2 eingestellt. Nach Sterilisation im Autoklaven bei 121°C für 15 Minuten und abkühlen auf 50°C, konnten 25ml aseptisches, lysiertes Pferdeblut, eine Flasche modifiziertes Preston Selektiv-Supplement und eine Flasche Campylobacter-Anreicherungs-Supplement hinzugegeben werden. Die Preston-Bouillon war bei 2-8°C für sieben Tage gekühlt haltbar.
NaCl-Pepton-Wasser Zusammensetzung:
NaCl 8,5 g/l Pepton 1,0 g/l Zubereitung:
Zuerst wurden 8,5g NaCl und 1,0g Pepton eingewogen, in einem Liter destilliertem Wasser mit Hilfe eines Magnetrührers gelöst und der pH-Wert auf 7,0 eingestellt. Je nach Verwendung wurde das NaCl-Pepton-Wasser in die entsprechenden Reagenzgläser bzw. Erlenmeyerkolben abgefüllt und für 15 Minuten bei 121°C autoklaviert.
Material und Methode 56 3.4.2 Feste Medien
Die Fertignährböden der Firma Oxoid wurden bei 6-12°C gelagert.
mCCD-Campylobacter-Selektiv-Agar (Code: PO5091A) Zusammensetzung:
Fleischextrakt „Lab-Lemco“ 10,0 g/l Pepton 10,0 g/l
NaCl 5,0 g/l
Bakteriologische Aktivkohle 4,0 g/l Casein-Hydrolysat 3,0 g/l
Natriumdesoxycholat 1,0 g/l Eisen-(III)-Sulfat 0,25 g/l Natriumpyruvat 0,25 g/l Cefoperazon 0,032 g/l Amphotericin B 0,01 g/l Agar 12,0 g/l
Karmali-Campylobacter-Selektiv-Agar (Code: PO5041A) Zusammensetzung:
Columbia-Agar-Basis 39,0 g/l Aktivkohle 4,0 g/l
Haemin 0,032 g/l Natriumpyruvat 0,1 g/l Cefoperazon 0,032 g/l Vancomycin 0,02 g/l Amphotericin B 0,01 g/l
Mueller-Hinton-Agar mit Schafblut, MHB-Agar (Code: CM0337T) Zusammensetzung:
Rindfleisch, getrocknete Infusion aus 300 g 2,0 g/l Caseinhydrolysat 17,5 g/l
Stärke 1,5 g/l Agar 17,0 g/l
Steriles Schafblut 70,0 ml
Material und Methode 57 3.4.3 Medien zur biochemischen Differenzierung
API campy Testkit (Code: 20800)
Packungsgröße für 12 Tests bestehend aus:
12 API Campy Streifen
12 Ampullen API NaCl 0,85 % Medium, 3 ml 12 Ampullen API AUX Medium, 7 ml
1 Ampulle McFarland Nr. 6 25 Inkubationswannen 12 Ergebnisblätter 1 Arbeitsanleitung
Zusätzlich benötigte Reagenzien:
NIT 1 + NIT 2 (Code: 70442) FB (Code: 70562)
NIN (Code: 70491)
Tabelle 23: Aktive Bestandteile, Konzentration pro Tube und deren anzeigende Reaktionen der API® Campy Teststreifen
Aktive Bestandteile [mg]/Tube Test angezeigte Reaktion Enzymatische Reaktionen
Harnstoff 0,216 URE Urease
Kaliumnitrat 0,1 NIT Reduktion von Nitraten 5-Brom-4-Chlor-3-Indoxylacetat 0,029 EST Esterase
Natriumhippurat 0,2 HIP Hippurat
γ L-Glutaminsäure-β-naphthylamid 0,0272 GGT Gamma-Glutamyltransferase Triphenyltetrazoliumchlorid 0,02 TTC Reduktion von
Triphenyltetrazoliumchlorid Pyroglutaminsäure-β-naphthylamid 0,038 PyrA Pyrrolidonyl-Arylamidase L-Arginin-4-methoxy-β-naphthylamid 0,056 ArgA L-Arginin-Arylamidase Aspartinsäure-β-naphthylamid 0,039 AspA L-Aspartat-Arylamidase 2-Naphthylphosphat 0,024 PAL Alkalische Phosphatase
Assimilations- oder Inhibitionsreaktionen
Natriumthiosulfat 0,076 H2S Bildung von H2S
D-Glukose 1,56 GLU Assimilation von Glukose
Natriumsuccinat 1,36 SUT Assimilation von Natriumsuccinat Nalidixinsäure 0,084 NAL Wachstumshemmung
unter Nalidixinsäure Natriumcefazolin 0,224 CFZ Wachstumshemmung
unter Natriumcefazolin
Natriumacetat 1,1 ACE Assimilation von Natriumacetat Propionsäure 1,16 PROP Assimilation von Propionsäure Apfelsäure 1,56 MLT Assimilation von Malat
Trinatriumcitrat 2,28 CIT Assimilation von Trinatriumcitrat Erythromycin 0,014 ERO Empfindlichkeit gegen Erythromycin
Material und Methode 58 Zusammensetzung der API campy Medien:
API NaCl 0,85 % Medium, 3 ml Natriumchlorid 8,5 g
Demineralisiertes Wasser 1000 ml API AUX Medium, 7 ml
Ammoniumsulfat 2 g
Mononatriumphosphat 6,24 g Kaliumchlorid 1,5 g
Agar 1,5 g
Vitaminlösung 10,5 ml Spurenelemente 10 ml
Demineralisiertes Wasser ad 1000 ml McFarland Standard 6
BaSO4 2,88 10-4 mol/l
3.5 Statistische Auswertung
Für die statistische Auswertung der mikrobiologischen Untersuchung wurden die berechneten, arithmetischen Mittelwerte der quantitativen Untersuchung auf Campylobacter spp. berücksichtigt. Wenn in der quantitativen Untersuchung keine Campylobacter spp. nachgewiesen werden konnten, in der qualitativen Untersuchung jedoch Campylobacter spp. isoliert wurden, dann ist der dezimale Logarithmus der halben Nachweisgrenze als Schätzwert einbezogen worden. Der angenommene Wert befindet sich somit unterhalb, aber nahe der Nachweisgrenze.
Fiel weder die quantitative noch die qualitative Untersuchung Campylobacter-positiv aus, so wurde der halbe dezimale Logarithmus der Nachweisgrenze als Schätzwert berücksichtigt. Der angenommene Wert befindet sich somit weit unterhalb der Nachweisgrenze. Es wurde nicht von Nullwerten ausgegangen, um die biologische Variabilität zu berücksichtigen. Mit Hilfe des Programms SAS 9.2 (Statistical Analysis System) wurden die Ergebnisse der mikrobiologischen Untersuchung in einer 2-faktoriellen Varianzanalyse ausgewertet, die Produktionsdaten in einem Student´s t-Test für gepaarte Stichproben sowie in einem Signed-Rank Test ermittelt.
Ergebnisse 59
4 Ergebnisse
Um die Auswirkungen auf die Belastung von Broilern mit Campylobacter spp. durch die Behandlung mit einem auf organischen Säuren basierendem Tränkewasser-zusatzes über vollständige Mastzeiten hinweg zu erfassen, wurden Produktions-leistungsdaten ausgewertet, Bestands- und Schlachtproben mikrobiologisch auf Campylobacter spp. untersucht sowie diagnostische Sektionen durchgeführt. Die statistische Auswertung der Produktionsleistungsdaten erfolgte über die Erfassung der Stalldatenblätter. Der qualitativ mikrobiologische Nachweis auf Campylobacter spp. wurde aus Sockentupfern, Kloakentupfern, Futter, Tränkewasser und aus Wasser vor Einlauf in den Stall durchgeführt. Der quantitative Campylobacter spp.-Nachweis wurde aus Blinddarminhalt sowie von Schlachtkörpern nach Eviszeration und Kühlung sowohl aus Vor- und Hauptfang jeweils dreier Mastperioden eingeleitet.
Die diagnostischen Sektionen wurden an Eingeweidepaketen aus dem Schlachtprozess durchgeführt.
4.1 Produktionsleistungsdaten
Die Auswertung der Produktionsleistungsdaten hat weder einen signifikanten Unterschied in den Verlustraten, in der Gewichtsentwicklung noch in Wasser- und Futterverbrauch zwischen Behandlungsgruppe und Kontrollgruppe beider Betriebe gezeigt (Tab. 24 und 25). Der dritte Versuch in Betrieb A wurde aufgrund der über-durchschnittlich hohen Verlustraten nicht in die statistische Auswertung einbezogen.
Tabelle 24: Durchschnittliche Verlustraten mit Signifikanzen (p) von Betrieb A und B
Produktions-
leistung I Verluste 1. Woche, Mittelwert an d7 Tierverluste/Tag, Mittelwert bis d28 Behandlungsgruppe Kontrollgruppe Behandlungsgruppe Kontrollgruppe Betrieb A Versuch 1 1,51% 1,81% 34,64 40,32 Betrieb A Versuch 2 2,09% 1,61% 41,32 34,79 Betrieb A Versuch 3* 9,04% 1,70% 139,71 40,04 Betrieb B Versuch 1 1,73% 1,61% 35,68 32,79 Betrieb B Versuch 2 0,90% 0,96% 28,86 33,86 Betrieb B Versuch 3 0,61% 1,06% 25,25 36,00
Signifikanz p= 1,0 p= 0,625
Ergebnisse 60 Die Gewichtsentwicklung bis Tag 28 der Mast bei Betrieb A und B sowie der Wasser- und Futterverbrauch pro Tier bis Tag 28 der Mast bei Betrieb B sind in Tabelle 25 dargestellt. Für Betrieb A lagen die Daten zu Wasser- und Futterverbrauch nicht gesondert vor.
Tabelle 25: Durchschnittliche Gewichtsentwicklung pro Tier bis Tag 28 der Mast mit Signifikanzen (p) bei Betrieb A und B sowie durchschnittlicher Wasser- und Futterverbrauch pro Tier bis Tag 28 der Mast mit Signifikanzen (p) bei Betrieb B
Produktions-leistung II Gewicht/Tier in Gramm
Mittelwert d28 Wasser/Tier in ml
Mittelwert d28 Futter/Tier in Gramm Mittelwert d28
Versuch 1 680,00 677,50 118,18 126,21 62,80 64,95 Betrieb B
Versuch 2 720,00 720,00 125,00 131,64 71,81 70,71 Betrieb B
Versuch 3 762,75 767,50 126,30 129,90 74,23 72,90 Signifikanz p= 0,1875 p= 0,25 p= 1,0
4.2 Campylobacter spp.-Untersuchungen in Betrieb A
In dem gewählten Versuchsaufbau wurden die Ställe 2 und 4 (unten) über das angesäuerte Tränkewasser behandelt, Stall 1 und 3 (oben) verblieben als Kontrollgruppe unbehandelt.
4.2.1 Status Quo-Untersuchung
Betrieb A, Status Quo 1
Bei der Untersuchung der Mastfarm A an Tag 25 der Mast konnten aus den sechs Sockentupfern und sechs Kloakentupfern in Stall 1 und 3 (der späteren Kontrollgruppe) keine Campylobacter spp. isoliert werden, auch in Stall 2 und 4 (der späteren Behandlungsgruppe) konnten weder aus den sechs Sockentupfern noch aus den sechs Kloakentupfern Campylobacter spp. isoliert werden. Aus den Vorlaufwasser-, Tränkewasser- und Futterproben konnten keine Campylobacter spp.
isoliert werden (Tab. 26).
Ergebnisse 61 Betrieb A, Status Quo 2
Bei der Untersuchung der Mastfarm A an Tag 25 der Mast konnten in Stall 1 und 3 (der späteren Kontrollgruppe) bei 6/6 Sockentupfern und 6/6 Kloakentupfern Campylobacter spp. isoliert werden, in Stall 2 und 4 (der späteren Behandlungsgruppe) bei 6/6 Sockentupfern und 6/6 Kloakentupfern. Die verdächtigen Isolate wurden als C. jejuni subsp. jejuni bestätigt. In dem Tränkewasser der Ställe 1, 2 und 3 konnten Campylobacter spp. nachgewiesen werden, verdächtige Isolate wurden als C. jejuni subsp. jejuni bestätigt. Aus den Vorlaufwasser-, Tränkewasser- und Futterproben konnten keine Campylobacter spp.
isoliert werden (Tab. 26).
Tabelle 26: Untersuchung auf Campylobacter spp. im Bestand A an Masttag 25, Status Quo 1 und 2
Tag 25 der Mast Status Quo 1 Status Quo 2 Datum 25.05.2010 06.07.2010
Stall 2/4 Stall 1/3 Stall 2/4 Stall 1/3 Kloakentupfer 0/6 0/6 6/6 6/6
Sockentupfer 0/6 0/6 6/6 6/6 Wasser aus dem Vorlauf 0/2 0/2 0/2 0/2 Tränkewasser 0/2 0/2 1/2 2/2
Futter 0/1 0/1 0/1 0/1
4.2.2 Bestandsuntersuchung im Versuch
Der Betrieb wurde im Verlauf des Jahres 2010 in drei Mastperioden jeweils an Tag 21 und Tag 28 qualitativ auf Campylobacter spp. untersucht (Tab. 27 und 28).
Betrieb A, Versuch 1, Tag 21:
Bei der Untersuchung an Tag 21 der Mast konnten in der Kontrollgruppe bei 6/6 Sockentupfern und 1/6 Kloakentupfern Campylobacter spp. isoliert werden, in der Behandlungsgruppe bei 6/6 Sockentupfern und 6/6 Kloakentupfern, aus den Vorlaufwasser-, Tränkewasser und Futterproben konnten keine Campylobacter spp.
isoliert werden. Die verdächtigen Isolate wurden als C. jejuni subsp. jejuni bestätigt.
Betrieb A, Versuch 2, Tag 21:
Bei der Untersuchung an Tag 21 der Mast konnten in der Kontrollgruppe bei 4/6 Sockentupfern und 5/6 Kloakentupfern Campylobacter spp. isoliert werden, in der Behandlungsgruppe bei 2/6 Sockentupfern und 6/6 Kloakentupfern. Aus den
Ergebnisse 62 Wasserproben vor Einlauf in den Stall, dem Tränkewasser der Ställe sowie den Futterproben konnten keine Campylobacter spp. isoliert werden. Die verdächtigen Isolate wurden als C. jejuni subsp. jejuni bestätigt.
Betrieb A, Versuch 3, Tag 21:
Bei der Untersuchung an Tag 21 der Mast konnten in der Kontrollgruppe bei 2/6 Sockentupfern und 0/6 Kloakentupfern Campylobacter spp. isoliert werden, in der Behandlungsgruppe bei 0/6 Sockentupfern und 0/6 Kloakentupfern. Aus den Wasserproben vor Einlauf in den Stall, dem Tränkewasser sowie den Futterproben konnten keine Campylobacter spp. isoliert werden. Die verdächtigen Isolate wurden als C. coli bestätigt.
Tabelle 27: Untersuchung auf Campylobacter spp. im Bestand A an Masttag 21 in Versuch 1-3
Tag 21 der
Mast Versuch 1 Versuch 2 Versuch 3
Datum 11.08.2010 25.09.2010 13.11.2010
Behandlungs-gruppe
Kontroll-gruppe
Behandlungs-gruppe
Kontroll-gruppe
Behandlungs-gruppe Kontroll-gruppe Stall 2/4 Stall 1/3 Stall 2/4 Stall 1/3 Stall 2/4 Stall 1/3
n (positiv)/n (untersucht)
Kloakentupfer 6/6 1/6 6/6 5/6 0/6 0/6 Sockentupfer 6/6 6/6 2/6 4/6 0/6 2/6
Wasser aus
dem Vorlauf 0/2 0/2 0/2 0/2 0/2 0/2 Tränkewasser 0/2 0/2 0/2 0/2 0/2 0/2
Futter 0/1 0/1 0/1 0/1 0/1 0/1
Betrieb A, Versuch 1, Tag 28:
Bei der Untersuchung an Tag 28 der Mast konnten in der Kontrollgruppe bei 6/6 Sockentupfern und 3/6 Kloakentupfern Campylobacter spp. isoliert werden, in der Behandlungsgruppe bei 3/6 Sockentupfern und 6/6 Kloakentupfern, sowie aus der Tränkewasserprobe aus Stall 1. Aus den Wasserproben des Vorlaufes und dem Tränkewasser der Ställe 2 und 4 sowie den Futterproben konnten keine Campylobacter spp. isoliert werden. Die verdächtigen Isolate wurden als C. jejuni subsp. jejuni bestätigt.
Ergebnisse 63 Betrieb A, Versuch 2, Tag 28:
Bei der Untersuchung an Tag 28 der Mast konnten in der Kontrollgruppe bei 6/6 Sockentupfern und 6/6 Kloakentupfern Campylobacter spp. isoliert werden, in der Behandlungsgruppe bei 3/6 Sockentupfern und 6/6 Kloakentupfern sowie aus dem Tränkewasser der Kontrollgruppe (Ställe 1 und 3). Aus den Wasserproben des Vorlaufes, dem Tränkewasser der Ställe 2 und 4 sowie den Futterproben konnten keine Campylobacter spp. isoliert werden. Die verdächtigen Isolate wurden als C.
jejuni subsp. jejuni bestätigt.
Betrieb A, Versuch 3, Tag 28:
Bei der Untersuchung an Tag 28 der Mast konnten in der Kontrollgruppe weder aus den sechs Sockentupfern noch aus den sechs Kloakentupfern Campylobacter spp.
isoliert werden, auch in der Behandlungsgruppe weder aus den sechs Sockentupfern noch aus den sechs Kloakentupfern konnten keine Campylobacter spp. isoliert werden. Aus den Wasserproben des Vorlaufes, dem Tränkewasser sowie den Futterproben konnten ebenfalls keine Campylobacter spp. isoliert werden.
Tabelle 28: Untersuchung auf Campylobacter spp. in Bestand A an Masttag 28 in Versuch 1-3
Tag 28
der Mast Versuch 1 Versuch 2 Versuch 3
Datum 17.08.2010 04.10.2010 20.11.2010
Behandlungs-gruppe
Kontroll-gruppe
Behandlungs-gruppe
Kontroll-gruppe
Behandlungs-gruppe Kontroll-gruppe Stall 2/4 Stall 1/3 Stall 2/4 Stall 1/3 Stall 2/4 Stall 1/3
n (positiv)/n (untersucht)
Kloakentupfer 6/6 3/6 6/6 6/6 0/6 0/6 Sockentupfer 3/6 6/6 3/6 6/6 0/6 0/6
Wasser aus
dem Vorlauf 0/2 0/2 0/2 0/2 0/2 0/2 Tränkewasser 0/2 1/2 0/2 2/2 0/2 0/2
Futter 0/1 0/1 0/1 0/1 0/1 0/1
Eine Visualisierung des Campylobacter spp. Status in Behandlungsgruppe und Kontrollgruppe über den gesamten Probennahmezeitraum bietet Abbildung 3.
Ergebnisse 64
25.05.2010 06.07.2010 10.08.2010 17.08.2010 20.08.2010 27.08.2010 25.09.2010 02.10.2010 06.10.2010 11.10.2010 13.11.2010 22.11.2010 24.11.2010
Status Abbildung 3: Verlauf der qualitativen Untersuchung auf Campylobacter spp. im
Bestand bei Mäster A, Versuch 1-3 Resümee Bestandsuntersuchungen Betrieb A
Es ließ sich für diesen Betrieb eine Saisonalität der Campylobacter-Kolonisation in 2010 beobachten. Nach der Kolonisierung des Betriebes im Juli 2010, wurden in allen drei Versuchen bei jeweils beiden Gruppen ab Tag 21 jeder Mastperiode bis Mitte November 2010 Campylobacter spp. nachgewiesen. Im dritten Versuch mit dem Beprobungstag 28 der Mast am 22.11.2010 waren in einem vormals kolonisierten Stall der Kontrollgruppe keine Campylobacter spp. mehr nachweisbar, auch aus den folgenden Schlachtproben der Herde konnten keine Campylobacter spp. nachgewiesen werden. Aus Futter und Wasser vor Einlauf in den Stall konnten in keinem Versuch Campylobacter spp. isoliert werden. Aus dem Tränkewasser der Kontrollgruppe in Stall 1 und 3 konnten in den ersten zwei Versuchen an Tag 28 der Mast Campylobacter spp nachgewiesen werden. Eine Kontaminierung der Wasserlinien mit Campylobacter spp. war in diesem Betrieb demnach diskontinuierlich nachweisbar. Es ließ sich zwischen den Versuchsherden kein Trend im Prävalenzverlauf erkennen. An Tag 21 der Mast zeigte die Behandlungsgruppe in drei Versuchen 12 von 18 Campylobacter spp.-positive Kloakentupfer (66%), sowie 8 von 18 (44%) Campylobacter spp.-positive Sockentupfer. In der Kontrollgruppe gab es mehr Campylobacter spp.-positive Sockentupfer (12/18, 66%), aber weniger Campylobacter spp.-positive Kloakentupfer (6/18, 33%). An Tag 28 der Mast wies die Behandlungsgruppe in drei Versuchen ebenfalls 12 von 18 Campylobacter spp.-positive Kloakentupfer (66%) und 6 von 18 Campylobacter spp.-spp.-positive
Ergebnisse 65 Sockentupfer (33%) auf. In der Kontrollgruppe waren mehr Sockentupfer Campylobacter spp. positiv (12/18, 66%), jedoch weniger Kloakentupfer (9/12, 75%).
4.2.3 Schlachtungs-Untersuchung im Versuch
Aus Vorfang und Hauptfang wurde Blinddarminhalt sowie Schlachtkörper nach der Eviszeration und Kühlung qualitativ als auch quantitativ auf Campylobacter spp.
untersucht. Nicht aus allen Schlachtungen sind Proben zur Untersuchung gekommen (Tab. 29).
Blinddarminhalt Betrieb A
Betrieb A, Vorfang 1: 20.08.2010
In der qualitativen Untersuchung konnten aus allen fünf der jeweils fünf Proben der Kontroll- als auch der Behandlungsgruppe Campylobacter spp. isoliert werden. Aus der Quantifizierung ergab sich aus jeweils 5/5 auf Campylobacter spp.-positiven Proben in der Kontrollgruppe im Mittel ein Gehalt von log10 7,56 KbE/g Faeces (mCCD-Agar), in der Behandlungsgruppe ein Mittelwert von log10 5,76 KbE/g Faeces (mCCD-Agar).
Aus Vorfang 2 kamen keine Proben zur Untersuchung. Im dritten Versuch wurde kein Vorfang durchgeführt.
Betrieb A, Hauptfang 1: 27.08.2010
In der qualitativen Untersuchung konnten aus allen fünf der jeweils fünf Proben der Kontroll- als auch der Behandlungsgruppe Campylobacter spp. isoliert werden. Aus der Quantifizierung des Caecuminhalts der Kontrollgruppe ergab sich aus 5/5 Campylobacter spp.-positiven Proben im Mittel ein Gehalt von 5,15 log10 KbE/g Faeces (mCCD-Agar), aus 5/5 auf Campylobacter spp.-positiven Proben in der Behandlungsgruppe ein Mittelwert von 6,3 log10 KbE/g Faeces (mCCD-Agar).
Aus Hauptfang 2 kamen keine Proben zur Untersuchung.
Ergebnisse 66 Betrieb A, Hauptfang 3: 24.11.2010
Weder in der qualitativen noch in der quantitativen Untersuchung konnte in der Behandlungsgruppe wie auch in der Kontrollgruppe Campylobacter spp. im Blinddarminhalt nachgewiesen werden. Hier wurde als Mittelwert mit 0,85 log10 KbE/g Faeces als dem halben dezimalen Logarithmus der Nachweisgrenze gerechnet.
Schlachtkörper nach Eviszeration und Kühlung Betrieb A
Aus Vorfang 1 kamen keine Proben zur Untersuchung.
Betrieb A, Vorfang 2: 06.10.2010
In der qualitativen Untersuchung konnten aus den jeweils 5/5 Proben der Kontroll- als auch der Behandlungsgruppe Campylobacter spp. isoliert werden. Aus der Quantifizierung der Schlachtkörper ergab sich aus jeweils 5/5 auf Campylobacter spp.-positiven Proben in der Kontrollgruppe im Mittel ein Gehalt von 6,51 log10 KbE/Schlachtkörper (mCCD-Agar), in der Behandlungsgruppe ein Mittelwert von 5,42 log10 KbE/Schlachtkörper (mCCD-Agar).
Im dritten Versuch wurde kein Vorfang durchgeführt.
Betrieb A, Hauptfang 1: 27.08.2010
In der qualitativen Untersuchung der Schlachtkörper erwiesen sich die jeweils 5/5 Proben der Kontrollgruppe als auch der Behandlungsgruppe als Campylobacter spp.-positiv. Aus der Quantifizierung der Schlachtkörper ergab sich aus 1/5 auf Campylobacter spp.-positiven Proben in der Kontrollgruppe ein Gehalt von 3,16 log10 KbE/Schlachtkörper, (mCCD-Agar) aus 4/5 auf Campylobacter spp.
positiven Proben in der Behandlungsgruppe ein Mittelwert von 3,91 log10
KbE/Schlachtkörper (mCCD-Agar).
Betrieb A, Hauptfang 2: 11.10.2010 (nur Schlachtkörper der Behandlungsgruppe) : In der qualitativen Untersuchung der Schlachtkörper erwiesen sich 10/10 Proben der Behandlungsgruppe als Campylobacter spp.-positiv. Aus der Quantifizierung der Schlachtkörper ergab sich aus 7/10 Campylobacter spp.-positiven Proben in der
Ergebnisse 67 Behandlungsgruppe ein Mittwelwert von 3,95 log10 KbE/Schlachtkörper (mCCD-Agar).
Betrieb A, Hauptfang 3: 24.11.2010
Bei der qualitativen Untersuchung konnte auf den Schlachtkörpern der Behandlungsgruppe keine Campylobacter spp. nachgewiesen werden. In der Kontrollgruppe konnte von 1/5 Schlachtkörpern Campylobacter spp. isoliert werden.
Bei der quantitativen Untersuchung konnte weder in der Behandlungsgruppe noch in der Kontrollgruppe Campylobacter spp. auf den Schlachtkörpern nachgewiesen werden. Für die Behandlungsgruppe wurde als Mittelwert mit 1,7 log10
KbE/Schlachtkörper als dem halben dezimalen Logarithmus der Nachweisgrenze gerechnet, für die Kontrollgruppe für eine qualitativ Campylobacter spp.-positive Probe wurde mit einem Gehalt von 3,1 log10 KbE/Schlachtkörper als dezimaler Logarithmus der halben Nachweisgrenze sowie mit 1,7 log10 KbE/Schlachtkörper als dem halben dezimalen Logarithmus der Nachweisgrenze bei den vier qualitativ negativen Proben gerechnet. Im Mittel ergab dies einen Gehalt von 1,98 log10
KbE/Schlachtkörper (mCCD-Agar).
Tabelle 29: Campylobacter-Gehalt im Blinddarminhalt (log KbE/g ± SD) und auf Schlachtkörpern (log KbE/Schlachtkörper ± SD) der Behandlungs- und Kontrollgruppe auf mCCD-Agar, Betrieb A
Blinddarminhalt Schlachtkörper
nach Eviszeration und Kühlung Behandlungsgrup
pe
Kontrollgrupp e
Behandlungsgrup
pe Kontrollgruppe log KbE/g log KbE/g log KbE/
Schlachtkörper log
KbE/Schlachtkörper Tag 31, Vorfang 1 5,76±0,83 7,56±0,76
Tag 30, Vorfang 2 5,42±0,99 6,51±0,6
Kein Vorfang 3 Tag 38, Hauptfang
1 6,3±1,64 5,15±0,5 3,91±0,61 3,16±0,12 Tag 35, Hauptfang
2 3,95±0,9
Tag 32, Hauptfang
3 0,85±0 0,85±0 1,7±0 1,98±0,56
Ergebnisse 68 Resümee Blinddarminhalt Betrieb A
Beim ersten Vorfang waren im Blinddarminhalt der Behandlungsgruppe weniger Campylobacter spp. nachweisbar als in der Kontrollgruppe, im folgenden Hauptfang eine Woche später kehrte sich dieser Trend um. Beim Hauptfang des dritten
Beim ersten Vorfang waren im Blinddarminhalt der Behandlungsgruppe weniger Campylobacter spp. nachweisbar als in der Kontrollgruppe, im folgenden Hauptfang eine Woche später kehrte sich dieser Trend um. Beim Hauptfang des dritten