Aufbereitung der Gewebeproben und histologische Färbung

Die gewonnenen Gewebeproben aus Pankreas, Duodenum, Jejunum und Ileum wurden nach ausreichender Fixierzeit (48 Stunden) in Bouin-Lösung auf die Größe von 0,5 x 2 cm zugeschnitten und in 70%igem Alkohol gelagert. Danach erfolgte ein regelmäßiger Wechsel des Alkohols, welchem einige Tropfen 25%igen Ammoniaks zugesetzt waren, um die Pikrinsäure aus dem Gewebe zu lösen. Diese würde den Polymerisationsvorgang behindern. Der Alkohol wurde so lange gewechselt, bis keine Gelbfärbung mehr zu erkennen war. Danach wurden die Proben für die weitere Untersuchung der Tunica muscularis einer Technovit^®-Einbettung unterzogen (Technovit^® 8100 der Firma Heraeus Kulzer GmbH, Wehrheim). Zunächst erfolgte eine Dehydratation des Gewebes mit kaltem (4°C) 100%igem Aceton. Dabei wurde das Acteon in den ersten Minuten solange gewechselt, bis keine milchige Trübung mehr zu erkennen war. Die Proben wurden daraufhin für 1 Stunde bei 4°C im Aceton belassen. Danach erfolgte die Infiltration der Proben mit der auf 4°C vorgekühlten Infiltrationslösung (100 ml Technovit^® 8100 Basislösung + 1 Beutel (0,6 g) Technovit^® 8100 Härter 1) über Nacht. Am nächsten Tag wurde aus 15 ml Infiltrationslösung und 0,5 ml Technovit^® 8100 Härter 2 die Polymerisationslösung hergestellt. Mit dieser Lösung wurden die Mulden der Einbettungsformen (Histoform, Fa. Heraeus Kulzer GmbH, Wehrheim) vollständig gefüllt, die Gewebeproben darin ausgerichtet und anschließend mit Folie luftdicht verschlossen. Während der Einbettung und des Aushärtens über Nacht lagerten die Formen auf einer Eisschicht (Kühlakku) bei 4°C im Kühlschrank. Nach Aushärtung des Kunststoffes wurden die Folien bei Raumtemperatur entfernt und die entstandenen Blöcke mit Histobloc^® (Fa. Heraeus Kulzer GmbH, Wehrheim) und Technovit^® 3040 (Fa. Heraeus Kulzer GmbH, Wehrheim) aufgeblockt. Im Anschluss wurden von den Blöcken mit einem

54

Rotationsmikrotom (Leica RM2265, Leica Microsystems Nussloch GmbH, Nussloch) 2 µm dicke Schnitte erstellt, in einem mit Aqua dest. gefüllten, Wasserbad (GFL Gesellschaft für Labortechnik m.b.H. &Co, Burgwedel, Deutschland) gestreckt und danach auf unbeschichtete Objektträger (Objektträger Knittel Glasbearbeitungs-GmbH, Braunschweig) aufgezogen. Die Schnitte wurden daraufhin auf einer Wärmeplatte (Fa. Guwina, Berlin) bei 60°C angetrocknet und danach im Wärmeschrank (Venticell, Medcenter Einrichtungen GmbH, Planegg) bei 37°C über Nacht getrocknet. Am nächsten Tag erfolgte die Färbung mit Toluidinblau (Herstellung s. Abschnitt 13.1.3) nach folgendem Protokoll:

Protokoll der Färbung mit Toluidinblau:

Toluidinblau 1 Minute Aqua dest. 3 x spülen 80% Ethanol 3 x spülen 100% Ethanol 3 x spülen

Danach wurden die Schnitte luftgetrocknet und im Anschluss mit DePex (Fa. Serva Electrophoresis GmbH, Heidelberg) eingedeckt.

3.3.8.1 Auswertung der Gewebeproben

Die Auswertung der Gewebeproben erfolgte, wie bereits in Teil 1 beschrieben, mit Hilfe des Axioskops (Carl Zeiss Jena GmbH, Jena), der dazugehörigen Kamera und Software. Dabei wurden jeweils das Stratum circulare und das Stratum longitudinale der Tunica muscularis von Duodenum, Jejunum und Ileum in der Toluidinblau-Färbung individuell in der 400-fachen Vergrößerung betrachtet und fotografiert. Im erstellten Bild wurde daraufhin ein Messraster mit einer Rasterweite von 40 µm x 40 µm eingeblendet. In jedem Schnitt wurde in jeweils 20 Rasterzellen die Zellkernanzahl bestimmt.

55 3.3.9 Statistische Auswertung

Die Daten werden als arithmetischer Mittelwert und ±Standardabweichung angegeben (MW ± STABW). Die Parameter aus dem ersten Teil wurden mit einem gemischten hierarchischen Varianzanalyse-Modell mit dem festen Effekt „Gruppe“ und dem zufälligen Effekt „Tier innerhalb der Gruppe“ berechnet. Im zweiten Teil wurde für die Berechnung der Parameter Körpermasse und Körpermaße (Nasen-Steiß-Länge, Brust-, Bauch- und Röhrbeinumfang) der t-Test (2-seitig) genutzt. Die statistische Auswertung aller anderen Parameter im zweiten Teil wurde mit einer Varianzanalyse (ANOVA), unter Voraussetzung einer Normalverteilung mit anschließendem post-hoc Test (Fisher’s least significant difference) durchgeführt. Unterschiede im Vergleich mit der Kontrollgruppe werden als signifikant gewertet, wenn die Irrtumswahrscheinlichkeit unter 5 % lag (p ≤ 0,05). Dargestellt werden signifikante Unterschiede durch das Anhängen von Buchstaben (a, b, c, d). Ungleiche Buchstaben kennzeichnen dabei statistisch gesicherte Unterschiede zwischen den Gruppen mit Pankreasgangligatur (PL-Gruppen) und der Kontrollgruppe. Die Berechnungen wurden mit Hilfe von Frau Matschurat und der SAS Version 7.1 (Windows 8.1) durchgeführt.

56

4. Ergebnisse

4.1 Teil 1

4.1.1 Ergebnisse aus der lichtmikroskopischen Untersuchung und Messung der Schichtdicken in den Gewebeproben mittels HE-Färbung

Die Pankreasgangligatur wurde durchgeführt, um experimentell eine exokrine Pankreasinsuffizienz auszulösen. Der Verlust der exokrinen Funktion des Pankreas beruht auf einer Atrophie des exokrinen Pankreasgewebes. Um zu überprüfen, ob bei den PL-Tieren tatsächlich kein exokrines Pankreasgewebe vorhanden war, wurden neben den Darmgewebeproben auch Proben aus dem Pankreasgewebe von PL-Tieren und Kontrolltieren entnommen und im Institut für Pathologie der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover untersucht. Dort wurde der vollständige Verlust an exokrinem Pankreasgewebe bei allen PL-Tieren bestätigt (s. Abbildung 6). Gleichzeitig wurde das Auftreten einer Nesidioblastose bei einigen PL-Tieren diagnostiziert.

Abbildung 6: Darstellung des Pankreasgewebes bei einem Kontrolltier und einem PL-Tier (exemplarische Auswahl) A: Pankreasgewebe (Kontrolltier, 100-fache Vergrößerung), B: Pankreasgewebe (PL-Tier, 100-100-fache Vergrößerung), Insets (C-F): C: Sekretgang (Kontrolltier), D: endokriner Inselapparat (Kontrolltier), E:

Sekretgang (PL-Tier), F: endokriner Inselapparat (PL-Tier)

57

Nachfolgend werden die Ergebnisse der lichtmikroskopischen Untersuchung und der Messungen in den HE-gefärbten Schnitten dargestellt.

Ergebnisse der lichtmikroskopischen Untersuchung

Zunächst wurden alle Gewebeschnitte im Lichtmikroskop auf ihre Qualität (Vollständigkeit aller Schichten, Anschnitt des Gewebes möglichst in einem 90°

Winkel) überprüft. Gleichzeitig wurde in einer Liste vermerkt, welchen Darmabschnitten die jeweiligen Gewebeproben zuzuordnen sind (siehe Abbildung 7).

In der Liste wurde neben Tiernummer und Probennummer auch die Länge des Dünndarmes eingetragen. Dabei zeigte sich, dass, unabhängig von der Gruppe, nur jeweils eine Gewebeprobe aus dem Duodenum entstammte. Somit konnte dem Duodenum eine Länge von maximal zwei Metern angerechnet werden. Aus dem Ileum stammten ein bis zwei, zum Teil 3 Proben, sodass die errechnete Länge des Ileums (in Abhängigkeit zur Gesamtlänge des Dünndarms) zwischen den einzelnen Tieren beträchtlich variierte (siehe Tabelle 5). Als längster Dünndarmabschnitt konnte somit das Jejunum identifiziert werden und es wurde vermutet, dass dieser Bereich maßgeblich in seiner Länge zwischen den einzelnen Gruppen variierte. Eine gesicherte Aussage konnte aber erst anhand der Ergebnisse aus dem zweiten Teil getroffen werden. Trotzdem wurde im ersten Teil, auf Grund dieser ersten Einschätzung, der Fokus der Untersuchungen auf das Jejunum gelegt.

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Kontrolle PL7 PL7+Vit PL16

39 40 41 43 34 35 36 37 44 31 32 33 38 54 45 46 47 48 49

19,3 17,6 18,2 20,6 16,2 14,7 21,6 26,0 20,4 24,3 26,6 22,9 24,8 22,8 22,4 25,8 28,2 23,8 22,9 Dünn

-darmlänge(m) Position

D D D D D D D D D D D D D D D D D 0,00 1

J J J J J J J J J J J P J J J J J J J 2,00 2

J J J J J J J J J J J J J J J J J J J 4,00 3

J J P J J J J J J J J J J J P J J J J 6,00 4

J J J J J J J P J J J J J J J P J J J 8,00 5

J J J J J J J J J P J J J J J J J P J 10,00 6

J J P J J J J J J J J J J J J J P J J 12,00 7

J J J J P P J J J J J J J J J P J J J 14,00 8

P I I J P P J J J J J J J J J J J P J 16,00 9

J I I J J J J J J J J J J J J J J J 18,00 10

I J J J J J J J J I J J J J J 20,00 11

I I J I J J J I I I J J I I 22,00 12

J I I I I I I P I I 24,00 13

J I I I I P 26,00 14

I J? J 28,00 15

I 30,00 16

Abbildung 7: Übersicht über die Zuordnung der Gewebeproben der jeweiligen Probeentnahmestellen zu den entsprechenden Dünndarmabschnitten D: Duodenum, J: Jejunum, P: Peyer‘sche Platte, I: Ileum

59

Die freien Felder in Abbildung 6 zeigen die Lokalisationen an, von denen Proben nicht verfügbar waren. Anhand der erhobenen Befunde (histologische Zuordnung der Gewebeproben zu den verschiedenen Darmabschnitten) wurde sowohl die maximale Länge des Duodenums und des Ileums als auch die minimale Länge des Jejunums kalkuliert. Die in Tabelle 5 dargestellten Werte sind nur rein hypothetische Werte und zeigten zum Teil beträchtliche Abweichungen zur Lehrbuchmeinung (s. NICKEL et al.

2004). Dabei konnte für alle Tiere eine maximale Länge des Duodenums von 2 Metern kalkuliert werden. Jedoch schwankten die Längen des Jejunums (zwischen 12,0 und 26,0 Meter) und des Ileums (zwischen 0,20 und 4,80 Meter) zwischen einzelnen Tieren beträchtlich. Möglicherweise kam es bei den Tieren 34 und 35 zu Verwechslungen des Probengewebes (s. Kritik der Methode: 5.1.4)

60

Tabelle 5: Beispielhafte Kalkulationen der Längen der Dünndarmabschnitte Länge in m

Ergebnisse der Messungen in den HE-gefärbten Schnitten

Bei der Untersuchung der Schichtdicken der Tunica mucosa und der Tunica muscularis des Jejunums konnten keine signifikanten Unterschiede zwischen den einzelnen Tiergruppen gemessen werden. Auffällig war jedoch eine optisch dickere Tunica mucosa sowie Tunica muscularis in der PL7 VIT Gruppe (s. Abb. 8), welches sich auch in den Daten wiederspiegelte (s. Abb. 9 und 10).

61

Abbildung 8: Jejunumgewebe der Tiere der verschiedenen Gruppen, gefärbt mit Hämatoxylin und Eosin (HE), 25-fache Vergrößerung (exemplarische Auswahl) A: Kontrollgruppe, B: PL7 Gruppe, C: PL7 VIT Gruppe, D: PL16 Gruppe

Es zeigten sich bei den Messungen numerisch, aber nicht signifikant höhere Werte in der Dicke der Tunica muscularis des Jejunums der PL7 VIT Gruppe (s. Abb. 9).

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Abbildung 9: Schichtdicke der Tunica muscularis (µm) des Jejunums der Tiere der verschiedenen Gruppen (MW ±STABW)

Ebenfalls zeigten sich numerisch höhere Werte in den Villuslängen der Tunica mucosa des Jejunums der PL7 VIT Gruppe (s. Abb. 10).

Abbildung 10: Villuslängen der Tunica mucosa (µm) des Jejunums der Tiere der verschiedenen Gruppen (MW ±STABW)

63

Darüber hinaus zeigten sich numerisch höhere Werte in der Schichtdicke der Tunica mucosa der PL7 VIT Gruppe (s. Abb. 11).

Abbildung 11: Schichtdicke der Tunica mucosa (µm) des Jejunums der Tiere der verschiedenen Gruppen (MW ±STABW)

Nachfolgend sind die Ergebnisse zur Schichtdicke des Stratum circulare, des Stratum longitudinale und der Kryptentiefe im Jejunum tabellarisch dargestellt (s. Tab. 6). Es konnten numerisch höhere Werte für die Schichtdicken des Stratum circulare, des Stratum longitudinale und für die Kryptentiefe in der PL7 VIT Gruppe gefunden werden.

Tabelle 6: Schichtdicke des Stratum circulare und des Stratum longitudinale der Tunica muscularis sowie die Kryptentiefe der Tunica mucosa des Jejunums der Tiere der verschiedenen Gruppen (MW ±STABW)

Gruppe Stratum circulare (µm) Stratum longitudinale (µm) Krypten (µm) Kontrolle 204^a ±41,4 144^a ±42,3 238^a ±66,43

PL7 202^a ±67,3 140^a ±69,5 225^a ±62,93

PL7 VIT 231^a ±74,3 177^a ±64,8 270^a ±73,02

PL16 217^a ±55,4 144^a ±46,4 248^a ±81,41

64

4.1.2 Ergebnisse aus der histologischen Untersuchung von Darmgewebe mittels immunhistochemischer Färbungen (PCNA/Chromogranin A)

4.1.2.1 Färbung mittels PCNA und Auswertung

Die Auswertung der immunhistochemischen Färbung mit PCNA (s. Abb. 12) ergab einen signifikant höheren Anteil an positiv gefärbten Zellkernen in Relation zur Gesamtzellkernanzahl in den Krypten der PL7 VIT Gruppe und PL16 Gruppe (s. Abb.

14). In der Tunica muscularis konnten keine signifikanten Unterschiede in der Anzahl an positiv gefärbten Zellkernen pro Gesichtsfeld ermittelt werden. Jedoch finden sich numerisch höhere Werte in den Gruppen PL7 und PL7 VIT (s. Abb. 13 und Tab. 7).

Abbildung 12: PCNA-positive Zellkerne in der Tunica mucosa des Jejunums der Tiere der verschiedenen Gruppen, gegengefärbt mit Hämalaun (200-fache Vergrößerung, exemplarische Auswahl) A: Kontrollgruppe, B: PL7 Gruppe, C: PL7 VIT Gruppe, D: PL16 Gruppe, Insets (E, F): E: Positivkontrolle (Wildschwein, Hoden), F: Negativkontrolle (Schwein, Jejunum)

65

Abbildung 13: PCNA-positive Zellkerne in der Tunica muscularis des Jejunums der Tiere der verschiedenen Gruppen, gegengefärbt mit Hämalaun (200-fache Vergrößerung, exemplarische Auswahl) A: Kontrollgruppe, B: PL7 Gruppe, C: PL7 VIT Gruppe, D: PL16 Gruppe

66

Es zeigten sich signifikant höhere Anteile an PCNA-positiven Zellkernen zur Gesamtzellkernanzahl in den Krypten der Gruppen PL7 VIT und PL16 (s. Abb. 14).

Abbildung 14: Relativer Anteil PCNA-positiver Zellkerne in den Krypten (%) des Jejunums der Tiere der verschiedenen Gruppen (MW ±STABW)

Die Auswertung der immunhistochemischen Färbung mittels PCNA in der Tunica muscularis ergab in der 200-fachen Vergrößerung eine numerisch, aber nicht signifikant höhere Anzahl an PCNA-positiv gefärbten Zellen je Gesichtsfeld in der PL7 und der PL7 VIT Gruppe (s. Tab. 7).

Tabelle 7: Anzahl PCNA-positiv gefärbter Zellkerne in der Tunica muscularis (Angabe: n je Gesichtsfeld bei 200-facher Vergrößerung) des Jejunums der Tiere der verschiedenen Gruppen (MW ±STABW)

Gruppe Anzahl PCNA-positiver Zellen pro Gesichtsfeld

Kontrolle 1,41^a ±2,2

PL7 3,20^a ±5,88

PL7 VIT 3,05^a ±2,94

PL16 1,41^a ±1,85

Im Rahmen der Methodenkontrolle und als Überprüfung des Nachweises von PCNA-positiven Zellkernen in der Tunica muscularis wurde Jejunumgewebe neonataler

67

Ferkel immunhistochemisch mittels PCNA-Antikörper gefärbt. Es zeigte sich ein ähnliches Färbemuster wie in der Färbung des Jejunumgewebes der Versuchstiere (s.

Abb. 15).

Abbildung 15: Exemplarische Darstellung der immunhistochemischen Färbung mit PCNA im Jejunum eines neonatalen Ferkels (gegengefärbt mit Hämalaun, 200-fache Vergrößerung)

4.1.2.2 Färbung und Auswertung mittels Chromogranin A

Die Auswertung der Gewebeproben nach immunhistochemischer Färbung mit Chromogranin A (s. Abb. 16) ergab in der 200-fachen Vergrößerung eine signifikant niedrigere Anzahl an positiv gefärbten Zellen pro Gesichtsfeld in der Tunica mucosa der PL-Tiere im Vergleich zu den Kontrolltieren (s. Tab. 10). Bei den Kontrolltieren konnten im Mittel 25,4 positiv gefärbte Zellen pro Gesichtsfeld gefunden werden, wohingegen die PL-Tiere im Mittel 17,4-19,5 Zellen pro Gesichtsfeld in der Tunica mucosa aufwiesen.

68

Abbildung 16: Chromogranin A-positive Zellen in der Tunica mucosa des Jejunums der Tiere der verschiedenen Gruppen, gegengefärbt mit Hämalaun (200-fache Vergrößerung, exemplarische Auswahl) A: Kontrollgruppe, B: PL7 Gruppe, C: PL7 VIT Gruppe, D: PL16 Gruppe; Insets (E, F): E: Negativkontrolle (Schwein, Pankreas), F: Positivkontrolle (Schwein, Pankreas)

Tabelle 8: Anzahl Chromogranin A-positiv gefärbter Zellen pro Gesichtsfeld bei 200-facher Vergrößerung in der Tunica mucosa des Jejunums der Tiere der verschiedenen Gruppen (MW ±STABW)

Gruppe Anzahl positiver Zellen pro Gesichtsfeld

Kontrolle 25,4^b ±4,72

PL7 17,4^a ±4,26

PL7 + VIT 19,2^a ±3,82

PL16 18,6^a ±5,45

69

4.2 Teil 2

Der Fokus des, im zweiten Teil dieser Arbeit durchgeführten, Versuches lag primär auf der exakten Längenbestimmung der einzelnen Abschnitte des Dünndarmes und der Gewinnung von Gewebeproben aus dem Darm.

4.2.1 Gesundheitszustand der Tiere

In der 23. Lebenswoche zog sich das Tier 28 eine Verletzung an der äußeren Klaue des linken Hinterbeines zu und musste über einen Zeitraum von 7 Tagen medikamentös behandelt werden. Dazu wurde täglich Metacam^® (Boehringer Ingelheim Pharma GmbH & Co. KG, Ingelheim am Rhein) in einer Dosierung von 8 mg Meloxicam/kg KM/Tag intramuskulär injiziert.

4.2.2 Futteraufnahme

Die Futteraufnahme wurde wöchentlich für jede Tiergruppe ermittelt. Dabei wurde, zur Vermeidung hoher Futterverluste (relativ flache Tröge, rauer Boden), die tägliche Futterzuteilung an die Futteraufnahme der Tiere angepasst. Dabei zeigte sich ein kontinuierlicher Anstieg der verbrauchten Mengen mit einem kurzzeitigen Einbruch der Futteraufnahme in der 20. Lebenswoche, welcher durch sehr hohe Außentemperaturen (30°C) bedingt war (s. Tab. 9). Der Anstieg in der Futteraufnahme in der 21. Lebenswoche für die Tierpaare 28+81 und 83+84 ist mit einem Mehrangebot an Futter zu erklären. Dabei kam es jedoch erneut zu extrem hohen Futterverlusten, sodass die zugeteilte Futtermenge nachfolgend wieder reduziert wurde. Durch die Anpassung der zugeteilten Futtermenge an die tägliche Futteraufnahme der Tiere waren die Verluste jedoch gering. In Tabelle 10 ist die Futteraufnahme an jedem Tag der Sektionswoche dargestellt. Da immer zwei Tiere zusammen in einer Bucht gehalten wurden, kann keine Aussage über die individuelle Futteraufnahme getroffen werden.

70

Tabelle 9: Verbrauchte Futtermenge je Woche und Tiergruppe (kg) Tiernummer

Lebenswoche 97+80 29+93 28+81 83+84

16 25,0 23,0 24,0 23,0

17 31,0 31,0 31,0 33,0

18 42,0 40,0 40,0 40,0

19 42,0 42,0 42,0 42,0

20 40,0 36,0 36,0 36,0

21 45,0 43,5 43,5 43,5

22 52,5 52,5 42,0 42,0

23 52,5 52,5 42,0 42,0

24 52,5 52,5 42,0 42,0

25 52,5 52,5 42,0 42,0

Tabelle 10: Futterverbrauch (kg je Tag und Tiergruppe) in der Sektionswoche Tiernummer

29+93 97+80 83+84 28+81

Sektionstag 1 4,51 7,53 6,0 6,0

Sektionstag 2 3,54 6,0 6,0

Pause 6,0 6,0

Sektionstag 3 6,24 6,0

Sektionstag 4 2,42

4.2.3 Verdaulichkeit von Nährstoffen

Es zeigte sich eine signifikant niedrigere scheinbare praecaecale Verdaulichkeit von Rohprotein und Rohfett und eine signifikant niedrigere Verdaulichkeit von Stärke bei den PL16 Tieren im Vergleich zu den Kontrolltieren (s. Tab. 11). Die Verdaulichkeit über den gesamten Verdauungstrakt war bei den PL16 Tieren bezüglich der Werte für Rohprotein und Rohfett signifikant niedriger im Vergleich zu den Kontrolltieren, während bezüglich der Stärkeverdaulichkeit kein Unterschied bestand (s. Tab. 12).

71

Tabelle 11: Scheinbare praecaecale Verdaulichkeiten (%) von Rohprotein und Rohfett sowie die Verdaulichkeit von Stärke der Tiere beider Gruppen (MW

±STABW)

Gruppe Rohprotein Rohfett Stärke

Kontrolle 25,8^a ±5,61 61,8^a ±5,48 93,4^a ±1,52 PL16 1,16^b ±14,6 22,3^b ±12,7 55,9^b ±5,14

Tabelle 12: Scheinbare Verdaulichkeit (%) von Rohprotein, Rohfett und Stärke über den gesamten GIT der Tiere beider Gruppen (MW ±STABW)

Gruppe Rohprotein Rohfett Stärke

Kontrolle 87,8^a ±1,87 79,9^a ±0,49 99,0^a ±0,27 PL16 52,4^b ±6,19 16,6^b ±2,22 99,1^a ±0,38

4.2.4 Entwicklung von Körpermassen und Körpermaßen

Zum Zeitpunkt der Aufstallung waren die Körpermassen sowie die Körpermaße (Nasen-Steiß-Länge, Brustumfang, Bauchumfang, Röhrbeinumfang) der Tiere beider Gruppen (Kontrolle bzw. PL16) vergleichbar. Nach der Pankreasgangligatur war die wöchentliche Zunahme an Körpermasse bei den Tieren aus der PL16 Gruppe deutlich geringer, sodass sich zum Zeitpunkt der Sektion ein signifikanter Unterschied in der Körpermasse zwischen den beiden Gruppen ergab. Die PL16 Tiere blieben aber auch in der Entwicklung der Körpermaße zurück, signifikant waren die Unterschiede im Umfang von Brust und Röhrbein zum Zeitpunkt der Sektion (s. Abb. 17 und 18, Tab.

13 -14).

72

Abbildung 17: Kontrolltier und PL16 Tier einer Bucht A: PL16 Tier vorne, Kontrolltier hinten, B: PL16 Tier links, Kontrolltier rechts, C: PL16 Tier

Es zeigte sich, dass die PL16 Tiere in ihrer Entwicklung der Körpermasse bereits 3 Wochen nach der Pankreasgangligatur signifikant hinter den Kontrolltieren zurückblieben (s.Tab. 13). Dennoch zeigten die PL16 Tiere eine kontinuierliche Zunahme der Körpermasse über den Versuchszeitraum, wenngleich diese deutlich geringer war im Vergleich zu den Kontrolltieren (s. Abb.19).

Abbildung 18: Entwicklung der mittleren Körpermasse der Tiere beider Gruppen

73

Tabelle 13: Mittlere Körpermasse (kg) der Tiere beider Gruppen im zeitlichen Verlauf (MW ±STABW)

Lebenswoche Kontrolle PL16

15 52,0 ^a ±6,50 56,4 ^a ±2,56

16 59,8 ^a ±2,47 59,0 ^a ±2,69

17 71,7 ^a ±1,53 63,0 ^b ±2,62

18 79,2 ^a ±1,89 67,5 ^b ±3,86

19 91,8 ^a ±2,08 74,0 ^b ±3,82

20 102 ^a ±2,25 80,2 ^b ±5,63

21 107 ^a ±0,764 83,8 ^b ±6,31

22 115 ^a ±1,26 89,8 ^b ±5,73

23 124 ^a ±2,89 95,4 ^b ±8,45

24 133 ^a ±1,50 100 ^b ±8,97

25 140 ^a ±1,04 107 ^b ±8,96

In Tabelle 14 sind die Ergebnisse zu den Körpermaßen im 14-tägigen Abstand dargestellt. Es zeigte sich, dass die PL16 Tiere auch in diesen Parametern bereits nach der 3. Versuchswoche in ihrer Entwicklung hinter den Kontrolltieren zurückblieben (signifikanter Unterschied in den Parametern Brustumfang und Röhrbeinumfang), jedoch ein kontinuierlicher Anstieg der Werte zu erkennen war.

74

Tabelle 14: Mittlere Körpermaße der Tiere beider Gruppen im zeitlichen Verlauf (MW ±STABW)

N-S-Länge (cm) Brustumfang (cm) Lebenswoche Kontrolle PL16 Kontrolle PL16

16 118 ^a ±2,64 116 ^a ±6,78 84,8 ^a ±2,02 85,5 ^a ±1,90 17 124 ^a ±3,21 125 ^a ±7,19 90,8 ^a ±1,44 85,0 ^b ±0,79 19 133 ^a ±4,16 128 ^a ±6,73 99,3 ^a ±1,52 89,9 ^b ±1,08 21 141 ^a ±1,89 133 ^a ±2,16 109 ^a ±1,80 94,8 ^b ±3,81 23 148 ^a ±5,50 137 ^a ±2,86 114 ^a ±2,36 100 ^b ±3,87 25 155 ^a ±2,64 145 ^a ±6,49 121 ^a ±0,50 104 ^b ±5,80 26 160 ^a ±6,11 151 ^a ±4,49 121 ^a ±0,57 110 ^b ±6,09

Bauchumfang (cm) Röhrbeinumfang (cm) Lebenswoche Kontrolle PL16 Kontrolle PL16

16 96,5 ^a ±2,64 96,6 ^a ±2,04 15,0^a ±0,00 15,4 ^a ±0,42 17 105 ^a ±2,29 106 ^a ±2,80 15,3 ^a ±0,57 15,3 ^a ±0,44 19 113 ^a ±4,19 112 ^a ±0,93 16,0 ^a ±0,00 15,3^b ±0,44 21 126 ^a ±1,25 119 ^a ±6,32 17,0 ^a ±0,00 16,1^b ±0,22 23 128 ^a ±2,50 125 ^a ±4,03 17,0 ^a ±0,00 16,2^b ±0,44 25 136 ^a ±2,36 129 ^a ±6,14 17,5 ^a ±0,50 16,4^b ±0,41 26. 136 ^a ±2,46 132 ^a ±5,17 17,7 ^a ±0,28 16,7^b ±0,27

Zum Zeitpunkt der Sektion (26. Lebenswoche) zeigten sich signifikante Unterschiede in der Körpermasse, im Bauchumfang und im Röhrbeinumfang zwischen den beiden Gruppen. Die Werte der anderen Parameter der PL16 Tiere waren im Vergleich zu den Kontrolltieren ebenfalls niedriger (s. Tab. 15), die Unterschiede waren aber statistisch nicht abzusichern.

75

Tabelle 15: Körpermasse (kg) und Körpermaße (cm) der Tiere beider Gruppen zum Zeitpunkt der Sektion (MW ±STABW)

Gruppe Körpermasse (kg) N-S Länge (cm) Brustumfang (cm) Kontrolle 146^a ±1,00 160^a ±6,11 121^a ±0,57 PL16 111^b ±8,07 150^a ±4,49 109^b ±6,09

Bauchumfang (cm) Röhrbeinumfang (cm) Relation Bauch/Brust Kontrolle 136^a ±2,40 17,6^a ±0,28 1,12^a ±0,02 PL16 131^a ±5,10 16,7^b ±0,27 1,20^a ±0,06

4.2.5 Masse der Darmabschnitte und der Digesta der Tiere beider Gruppen zum Zeitpunkt der Sektion

Schon bei der Eröffnung der Bauchhöhle während der Sektion zeigte sich makroskopisch eine vermehrte Füllung des GIT der PL16 Tiere im Vergleich zu den Kontrolltieren (s. Abb. 19).

Abbildung 19: Aufnahme des Bauchhöhlensitus eines Kontrolltieres und eines PL16 Tieres einer Bucht A: Kontrolltier Tier, B: PL16 Tier

76

Die Tiere der PL16 Gruppe bestätigten den Eindruck eines stärker gefüllten GIT im Vergleich zur Kontrollgruppe durch ein signifikant höheres Gewicht des gefüllten GIT (s. Tab. 16). Ebenso war das Gewicht des gesamten Dünndarms (Dünndarm inklusive Digesta) in der PL16 Gruppe signifikant höher im Vergleich zur Kontrollgruppe (s. Tab.

16).

Tabelle 16: Masse des gefüllten GIT und des gefüllten Dünndarms (g) der Tiere beider Gruppen zum Zeitpunkt der Sektion (MW ±STABW)

Gruppe GIT gesamt (g) Dünndarm gesamt (g)

Kontrolle 11665^a ±773 2782^a ±144

PL16 20954^b ±2675 5858^b ±909

Die höhere Masse des GIT der PL16 Tiere hatte eine signifikant höhere Relation von GIT zur Körpermasse und zur Leerkörpermasse (siehe Tabelle 17) zur Folge. Dabei betrug die Relation GIT/KM der PL16 Tiere mehr als das Doppelte der Kontrolltiere.

So entfielen ca. 19% der Lebendmasse der PL16 Tiere auf den GIT Die Relation GIT/Leerkörpermasse betrug bei den PL16 Tieren nahezu das 3-fache jener der Kontrolltiere.

Tabelle 17: Relation des gefüllten GIT zur Körpermasse und zur Leerkörpermasse der Tiere beider Gruppen zum Zeitpunkt der Sektion (MW

±STABW)

Gruppe GIT/KM (%) GIT/Leerkörpermasse (%) Kontrolle 7,96^a ±0,54 8,66^a ±0,65

PL16 18,7^b ±2,00 23,1^b ±3,00

In der Sektion konnten des Weiteren makroskopisch größere Volumina des Jejunums und des Caecums der Tiere der PL16 Gruppe im Vergleich zu jenen der Kontrollgruppe festgestellt werden (siehe Abbildung 20).

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Abbildung 20: Jejunum eines Kontrolltieres und eines PL16 Tieres einer Bucht (exemplarische Auswahl) A: Kontrolltier, B: PL16 Tier

Die Massen der einzelnen mit Digesta gefüllten Darmabschnitte der Tiere der PL16 Gruppe waren höher als die der Kontrolltiere. Es unterschieden sich dabei aber lediglich die Massen des Jejunums (samt Inhalt) und des Colons (samt Inhalt) der PL16 Gruppe, mit der z.T. doppelten Masse, signifikant von jener der Kontrollgruppe.

Der Inhalt, im Weiteren als Digesta bezeichnet, der einzelnen Darmabschnitte unterschied sich in seiner Masse ebenfalls, aber auch dort waren nur die Unterschiede in der Digesta-Masse des Jejunums und des Colons der PL16 Gruppe signifikant im Vergleich zur Kontrollgruppe. So betrug die Digesta-Masse im Jejunum der Kontrolltiere im Mittel 1,22 kg, wohingegen die Digesta-Masse des Jejunums der PL16 Tiere im Mittel 2,91 kg wog und somit gegenüber den Kontrolltieren mehr als doppelt so hoch war. Die Leermassen von Jejunum, Colon und Caecum unterschieden sich zwischen den beiden Gruppen, aber nur die Unterschiede in den Leermassen des Colons und des Caecums waren zwischen den Tiere der PL16 Gruppe (im Mittel 50%

mehr Masse im Vergleich zu den Kontrolltiere) und den Tieren der Kontrollgruppe statistisch abzusichern (s. Tab. 18 und 19).

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Tabelle 18: Masse des Magens und der Darmabschnitte sowie der Digesta (g uS) der Tiere beider Gruppen zum Zeitpunkt der Sektion (MW ±STABW)

Magen und Darmabschnitte gefüllt

Gruppe Magen Duodenum Jejunum Ileum Colon

Kontrolle 2678^a ±962 119^a ±69,3 2837^a ±432 122^a ±38,8 3275^a ±969 PL16 2706^a ±1079 176^a ±27,5 5529^b ±885 153^a ±46,6 5633^b ±441

Magen und Darmabschnitte leer

Kontrolle 747^a ±150 108^a ±34,3 1703^a ±428 67,7^a ±16,1 1458^a ±145 PL16 595^a ±62,7 123^a ±18,8 2183^a ±288 100^a ±23,2 2114^b ±330

Digesta (Digesta, g uS)

Kontrolle 1932^a ±812 39,4^a ±20,2 1217^a ±336 42,7^a ±27,6 1810^a ±321 PL16 2111^a ±1072 52,9^a ±15,7 2911^b ±830 65,1^a ±5,82 3254^b ±368

Tabelle 19: Masse des Caecums und dessen Digesta der Tiere beider Gruppen zum Zeitpunkt der Sektion (MW ±STABW)

Caecum gefüllt (g) Caecum leer (g) Caecum Digesta (g uS) Kontrolle 779^a ±118 231^a ±10,1 540^a ±98,5

PL16 899^a ±350 299^b ±50,9 562^a ±378

Der makroskopische Eindruck eines stärker gefüllten Caecums bei Tieren der PL16 Gruppe, der bei der Eröffnung der Bauchhöhle zu Beginn der Sektion entstand, bestätigte sich anhand der Digesta-Massen nicht. Es handelte sich daher vermutlich um eine stärkere Füllung mit Gas.

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Im Folgenden sind die relativen Anteile der einzelnen, gefüllten Darmabschnitte und deren Digesta-Massen an der Körpermasse dargestellt. Die Relationen der Massen der Darmabschnitte zur Körpermasse unterschieden sich für den gesamten Dünndarm, das Duodenum, das Jejunum und das Colon der Tiere der PL16 Gruppe signifikant von den Tieren der Kontrollgruppe (s. Tab. 20). Im Mittel zeigten die Tiere der PL16 Gruppe einen doppelt so hohen Anteil der Massen des gesamten GIT (Ausnahme Magen, Ileum, Caecum) an der Körpermasse im Vergleich zu den Tieren der Kontrollgruppe. Ebenso zeigten die Tiere der PL16 Gruppe doppelt so hohe Anteile an Digesta-Massen im Jejunum und Colon an der Körpermasse im Vergleich zu den

Im Folgenden sind die relativen Anteile der einzelnen, gefüllten Darmabschnitte und deren Digesta-Massen an der Körpermasse dargestellt. Die Relationen der Massen der Darmabschnitte zur Körpermasse unterschieden sich für den gesamten Dünndarm, das Duodenum, das Jejunum und das Colon der Tiere der PL16 Gruppe signifikant von den Tieren der Kontrollgruppe (s. Tab. 20). Im Mittel zeigten die Tiere der PL16 Gruppe einen doppelt so hohen Anteil der Massen des gesamten GIT (Ausnahme Magen, Ileum, Caecum) an der Körpermasse im Vergleich zu den Tieren der Kontrollgruppe. Ebenso zeigten die Tiere der PL16 Gruppe doppelt so hohe Anteile an Digesta-Massen im Jejunum und Colon an der Körpermasse im Vergleich zu den

Im Dokument Untersuchungen zu den Effekten einer exokrinen Pankreasinsuffizienz auf das Längenwachstum und den histologischen Aufbau des Dünndarmes junger Schweine (Seite 53-0)