Tierärztliche Hochschule Hannover
Das endokrine Pankreas des Weißbüschelaffen (Callithrix jacchus) – morphologische und flowzyto- metrische Untersuchungen unter Berücksichtigung
des Wasting Marmoset Syndroms
INAUGURAL – DISSERTATION
zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin - Doctor medicinae veterinariae -
(Dr. med. vet.)
vorgelegt von Jessica König Mühlhausen (Thür.)
Hannover 2011
Wissenschaftliche Betreuung: Univ. Prof. Dr. F.-J. Kaup
Deutsches Primatenzentrum Göttingen, Abteilung Infektionspathologie
1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. F.-J. Kaup
Tierärztliche Hochschule Hannover, Deutsches Primatenzentrum Göttingen 2. Gutachter: Apl. Prof. Dr. M. Böer
Serengeti-Park, Hodenhagen
Tag der mündlichen Prüfung: 17.11.2011
Gewidmet
meinen Eltern und Georg
Inhalt
1. Einleitung ... 11
2. Literaturübersicht ... 13
2.1 Der Weißbüschelaffe (Callithrix jacchus) ... 13
2.1.1 Systematik und Taxonomie ... 13
2.1.2 Äußeres Erscheinungsbild und morphologische Besonderheiten ... 13
2.1.3 Lebensweise und physiologische Besonderheiten ... 15
2.2 Wasting Marmoset Syndrom ... 16
2.3 Das Pankreas ... 17
2.3.1 Entwicklung / Ontogenese ... 18
2.3.1.1 Embryologische Entwicklung des Inselapparates ... 19
2.3.2 Der Inselapparat ... 22
2.3.3 Gefäßversorgung ... 25
2.3.3.1 Die Durchblutung des Inselapparates bei verschiedenen Tierarten ... 26
2.3.4 Innervation ... 28
2.3.5 Inselzellen ... 29
2.3.5.1 B-Zellen ... 29
2.3.5.2 A-Zellen ... 30
2.3.5.3 D-Zellen ... 31
2.3.5.4 PP-Zellen ... 32
2.3.5.5 Weitere Zellen ... 33
2.3.6 Hormone ... 34
2.3.6.1 Hormonsynthese und -exkretion ... 34
2.3.6.2 Insulin ... 36
2.3.6.3 Glucagon ... 37
2.3.6.4 Somatostatin ... 38
2.3.6.5 Pankreatisches Polypeptid ... 38
2.3.7 Anatomische Besonderheiten des endokrinen Pankreas beim
nichtmenschlichen Primaten ... 39
2.3.8 Pathologie des Endokrinen Pankreas ... 41
2.3.8.1 Diabetes mellitus ... 41
2.3.8.1.1 Typ-1-Diabetes ... 41
2.3.8.1.2 Typ-2-Diabetes ... 42
2.3.8.1.3 Gestationsdiabetes ... 43
2.3.8.1.4 Andere spezifische Diabetestypen ... 43
2.3.8.2 Pankreasamyloidose ... 43
2.3.8.3 Inselzellhyperplasie und Nesidioblastose ... 44
2.3.8.4 Neoplasien des endokrinen Pankreas ... 45
3. Eigene Untersuchungen ... 46
3.1 Material und Methoden ... 46
3.1.1 Tiere und Tierhaltung ... 46
3.1.2 Probengewinnung ... 50
3.1.3 Präparation des Pankreas für die lichtmikroskopische Untersuchung ... 51
3.1.4 Paraffineinbettung und Herstellung histologischer Schnitte ... 52
3.1.5 Färbungen ... 52
3.1.6 Immunhistochemie ... 53
3.1.7 Lichtmikroskopische Auswertung ... 55
3.1.8 Fotodokumentation ... 57
3.1.9 Fluorescence activated cell sorting (FACS) ... 58
3.1.9.1 Vorbereitung ... 58
3.1.9.2 Gewinnung von Einzelzellsuspensionen ... 59
3.1.9.3 Fixierung und Permeabilisierung ... 60
3.1.9.4 Antikörpermarkierung ... 60
3.1.9.5 Messung am Flowzytometer ... 61
3.1.9.6 Datenauswertung ... 62
3.1.10 Statistische Auswertung ... 65
3.2 Ergebnisse ... 67
3.2.1 Pankreas makroskopisch ... 67
3.2.2 Immunhistochemische Untersuchung ... 69
3.2.2.1 Die Langerhans’schen Inseln ... 69
3.2.2.1.1 Zusammenhang zwischen Alter und Anzahl der Langerhans’schen Inseln ... 69
3.2.2.1.2 Zusammenhang zwischen Alter und Größe der Langerhans’schen Inseln ... 71
3.2.2.1.3 Vergleich der Größe von PP- und Glucagon-Inseln ... 74
3.2.2.2 Quantitative Unterschiede zwischen den endokrinen Zellen des Pankreas bei Tieren verschiedenen Alters ... 76
3.2.2.2.1 B-Zellen ... 76
3.2.2.2.2 A-Zellen ... 81
3.2.2.2.3 D-Zellen ... 86
3.2.2.2.4 PP-Zellen ... 91
3.2.2.3 Verteilung der B-, A-, D- und PP-Zellen im Pankreas ... 96
3.2.2.4 Feten ... 105
3.2.2.4.1 Die Langerhans’schen Inseln ... 105
3.2.2.4.2 Die B-Zellen ... 106
3.2.2.4.3 Die A-Zellen ... 106
3.2.2.4.4 Die D-Zellen ... 107
3.2.2.4.5 Die PP-Zellen ... 107
3.2.2.4.6 Verteilung der endokrinen Zellen im Pankreas ... 107
3.2.2.5 Alte Tiere ... 111
3.2.2.5.1 Die Langerhans’schen Inseln ... 111
3.2.2.5.2 Die B-Zellen ... 111
3.2.2.5.3 Die A-Zellen ... 112
3.2.2.5.4 Die D-Zellen ... 112
3.2.2.5.5 Die PP-Zellen ... 112
3.2.2.5.6 Verteilung der endokrinen Zellen im Pankreas ... 112
3.2.2.5.7 Besondere Befunde ... 113
3.2.2.6 Quantitative Unterschiede des endokrinen Pankreas zwischen gesunden und an
WMS erkrankten Tieren ... 115
3.2.2.6.1 Vergleich der Inseln ... 115
3.2.2.6.2 Vergleich der B-Zellzahl ... 117
3.2.2.6.3 Vergleich der A-Zellzahl ... 117
3.2.2.6.4 Vergleich der D-Zellzahl ... 118
3.2.2.6.5 Vergleich der PP-Zellzahl ... 119
3.2.2.1 Doppelmarkierungen ... 120
3.2.3 Zellzählung am Flowzytometer ... 125
4. Diskussion ... 129
4.1 Die Morphologie der Langerhans’schen Inseln ... 130
4.1.1 Die Langerhans’schen Inseln bei Tieren verschiedenen Alters ... 132
4.2 Die Verteilung der B-, A-, D- und PP-Zellen im endokrinen Pankreasparenchym .. 133
4.2.1 Verteilung der endokrinen Zellen bei Tieren verschiedenen Alters ... 136
4.2.2 Endokrine Zellen mit doppelter Immunreaktivität ... 137
4.2.3 Die Zytoarchitektur der Langerhans’schen Inseln und extrainsuläre Zellen ... 138
4.3 Das fetale endokrine Pankreas ... 141
4.4 Das senile endokrine Pankreas ... 144
4.4.1 Besonderheiten ... 146
4.5 Das endokrine Pankreas bei Tieren mit dem Wasting Marmoset Syndrom ... 147
4.6 Makroskopischer Aufbau des Pankreas der Weißbüschelaffen ... 148
4.7 Vergleichende Betrachtung der Zellzahlen der flowzytometrischen mit der immunhistochemischen Untersuchung ... 148
4.8 Fazit ... 150
5. Zusammenfassung ... 152
6. Summary ... 155
7. Anhang ... 158
7.1 Protokolle für die Histologie ... 158
7.1.1 Hypercenter XP-Protokoll zur Paraffineinbettung ... 158
7.1.2 Phosphatpuffer PBS ... 158
7.1.3 Fixierlösungen ... 159
7.1.4 Hämalaun- & Eosin-Färbung ... 159
7.1.5 Berliner-Blau-Reaktion (Eisen-III-Nachweis) ... 161
7.2 Protokolle für die Immunhistochemie ... 162
7.2.1 Zitratpuffer ... 162
7.2.2 Antikörper ... 162
7.2.3 Immunhistochemisches Protokoll: Insulin, Glucagon, Somatostatin, Pankreatisches Polypeptid ... 163
7.2.4 Immunhistochemisches Protokoll Doppelfärbungen ... 165
7.3 Zellzählung im Flow-Cytometer ... 168
7.3.1 Digestion Medium Adulte / Neugeborene ... 168
7.3.2 weitere Medien ... 170
7.3.3 Protokoll Zellisolation ... 172
7.3.4 Protokoll FACS ... 173
7.4 Göttinger Mischung ... 175
7.5 Rezept für Quarkbrei (für 100 Tiere): ... 175
7.6 Übersicht über das Alter und die Gewichte der Tiere für die Flowzytometrische Untersuchung ... 176
7.7 Übersicht über das Alter und die Gewichte der Tiere für die Flowzytometrische Untersuchung ... 177
8. Verzeichnisse ... 180
8.1 Literaturverzeichnis ... 186
8.2 Abbildungsverzeichnis ... 206 8.3 Abkürzungsverzeichnis ... 211
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1. Einleitung
Das endokrine Pankreas der Säugetiere setzt sich als eigenständiges Mikroorgan zum einen aus den Langerhans’schen Inseln und zum anderen aus den im exokrinen Pankreasparen- chym diffus verteilten extrainsulären Einzelzellen und kleinen Zellgruppen zusammen (SEI- FERT 1974; RAHIER et al. 1981; EDLUND 2002). In allen Anteilen des endokrinen Pankreas lassen sich mindestens vier hormonproduzierende Zelltypen identifizieren. Die B-Zellen se- zernieren vor allem Insulin, die A-Zellen Glucagon, die D-Zellen Somatostatin und die PP- Zellen Pankreatisches Polypeptid (KLÖPPEL 1981; FISCHER 1994). Hinsichtlich der Zahl, Größe und Mikroarchitektur der Langerhans’schen Inseln und des Verteilungsmusters der endokri- nen Zellen wurden in der Literatur teilweise erhebliche Speziesunterschiede beschrieben (ORCI u. UNGER 1975; SLACK 1995; WIECZOREK et al. 1998). Bei Individuen verschiedenen Alters ist die Größe und Zahl der Langerhans’schen Inseln, wie auch Anzahl und Verteilung der hormonbildenden Zellen unterschiedlich (RAHIER et al. 1981; SAPIN u. VDOVIN 1981;
KLÖPPEL u. LENZEN 1984; HAHN VON DORSCHE et al. 1989).
Für die Weißbüschelaffen (Callithrix jacchus) wurden entzündliche Veränderungen des Pank- reas beschrieben im Zusammenhang mit dem Wasting Marmoset Syndrom (WMS), welches bei diesen Tieren in Gefangenschaft eine schwerwiegende Erkrankung darstellt. Des Weite- ren wurden für Callithrix jacchus abweichende Befunde bezüglich der Inselmorphologie im Zusammenhang mit weiteren pathologischen Befunden, wie zum Beispiel erhöhtem Körper- gewicht und diabetischer Stoffwechsellage veröffentlicht ohne dass der normale Aufbau des endokrinen Pankreas des Weißbüschelaffen bisher detailliert untersucht wurde. Die Kennt- nis der unveränderten Struktur des pankreatischen Inselapparates bei Weißbüschelaffen ist aber eine wichtige Grundlage für die Interpretation von augenscheinlichen Veränderungen dieses Organ.
Ziel der vorliegenden Arbeit war daher eine umfangreiche morphologische und morphomet- rische Untersuchung des endokrinen Pankreas von insgesamt 57 Weißbüschelaffen aus zwei verschiedenen Labortierhaltungen (DPZ und externe Einrichtung). Weiterhin wurden in die Untersuchungen Tiere mit Hinweis auf das Vorliegen eines Wasting Marmoset Syndrom ein-
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bezogen, um Zusammenhänge mit diesem Krankheitsbild zu untersuchen. Dazu wurde das Pankreas von 32 Tieren immunhistochemisch sequentiell für die Pankreashormone ange- färbt und detailliert untersucht, um die Größe, Form und Anzahl der Langerhans’schen Inseln sowie die Anzahl und topographische Anordnung der darin enthaltenen und extrainsulär gelegenen endokrinen Zellen darzustellen. Weiterhin wurde das Pankreas von 25 Tieren für FACS-Untersuchungen aufbereitet und hinsichtlich der quantitativen Verteilung der endokri- nen Zellen untersucht.
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2. Literaturübersicht
2.1 Der Weißbüschelaffe (Callithrix jacchus) 2.1.1 Systematik und Taxonomie
Der Weißbüschelaffe (Callithrix jacchus) gehört zu den Neuwelt- oder Breitnasenaffen (Plathirrhini), die nur auf dem südamerikanischen Kontinent vorkommen und zusammen mit den Altweltaffen (Catarrhini) in die Infraordnung der eigentlichen Affen (Anthropoidea oder Simiiformes) einzuordnen sind. Die Neuweltaffen werden nach GEISSMANN (2003 a, 2003 b) wie auch von RYLANDS und MITTERMEIER (2009) in fünf Familien, die Aotidae (Nachtaffen), die Cebidae (Kapuzinerartige), die Atelidae (Klammerschwanzaffen), die Pitheciidae (Sakiaffen) und die Callitrichidae (Krallenaffen) eingeteilt. SCHNEIDER (2000) hingegen ord- net aufgrund von DNA-Analysen den Platyrrhini nur die Familien Atelidae, Pitheciidae und Cebidae, mit den Callitrichinae (Krallenaffen) als Unterfamilie, zu. Eine ähnliche Einteilung unternimmt auch GROVES (2001, 2005), der allerdings noch die Aotidae als eigenständige Familie hinzufügt.
Die Krallenaffen werden in vier Gattungen unterteilt: die Büschel- und Seidenäffchen (Cal- lithrix, Cebuella), auch Marmosetten genannt, die Tamarine (Saguinus), die Löwenäffchen (Leontopithecus) und die Springtamarine (Callimico) mit dem einzigen Vertreter Callimico goeldii (GROVES 2001). In anderen Veröffentlichungen werden auch Cebuella, Callibella (Schwarzkronenseidenäffchen als einziger Vertreter) und Mico (Seidenäffchen) als seperate Gattungen betrachtet (RYLANDS u. MITTERMEIER 2009). Die phylogenetische Taxonomie der Weißbüschelaffen wird seit Jahren kontrovers diskutiert, deshalb gibt es in der Literatur kei- ne einheitlichen Angaben über ihre Systematik.
2.1.2 Äußeres Erscheinungsbild und morphologische Besonderheiten
Wie alle Krallenaffen zeichnet sich der Weißbüschelaffe durch eine geringe Körpergröße aus.
In der Literatur wird eine Körperlänge von 25 cm, eine Schwanzlänge von 28 cm und ein Ge-
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wicht von 300 – 450 g angegeben, wobei es keine deutlichen geschlechtsspezifischen Unter- schiede gibt (STEVENSON u. RYLANDS 1988). ARAÚJO et al. (1999) beschreiben für Tiere in Haltungen ein höheres Durchschnittsgewicht als für wildlebende Tiere. So wiegen Männchen in Gefangenschaft 347.6 ± 30,5 g und Weibchen 359,7 ± 50,4 g. In freier Wildbahn beträgt das Gewicht der männlichen Tiere 317,9 ± 34,1 g und das der Weibchen 322,0 ± 40,4 g.
Auch andere Merkmale der Callitrichidae, wie das Fehlen des dritten Molaren in Ober- und Unterkiefer und die Dreihöckrigkeit der oberen ersten Molaren, die möglicherweise als Folge der Reduktion der Körpergröße entstanden sind, sind bei diesen Tieren zu finden (FORD 1980). Die Fellfarbe ist grau orange gebändert, der Schwanz ist schwarz-grau gestreift und um die Ohren herum befinden sich die typischen weißen Büschel (FERRARI u. LOPEZ FERRARI 1989; NOWAK 1999).
Anders als bei den Tamarinen und Löwenäffchen, deren Unterkiefer U-förmig und Eckzähne deutlich länger als die Schneidezähne sind („long tusked“), sind bei den kleineren Marmoset- ten die Schneide- und Eckzähne im V-förmigen Unterkiefer annähernd gleich lang ausgebil- det („short tusked) (COIMBRA-FILHO u. MITTERMEIER 1975; NOWAK 1999), was als Anpas- sung an die spezielle Ernährungsweise dieser Tiere zu verstehen ist. Mit diesen meißelähnlich geformten Schneidezähnen nagen sie Löcher in die Borke verschiedener Bäu- me, um die austretenden Exsudate aufzunehmen, welche reich an Kohlenhydraten und Mi- neralstoffen sind. Dadurch sind sie weniger abhängig vom saisonalen Angebot an Früchten sind (COIMBRA-FILHO u. MITTERMEIER 1975, 1976; STEVENSON u. RYLANDS 1988). Der Ei- weißbedarf wird insbesondere über Insekten, aber auch Eidechsen, Vogeleier, Nestlinge und Baumfrösche gedeckt. Hinzu kommen Früchte, Blüten und Nektar (STEVENSON u. RYLANDS 1988; PRESTON-MAFHAM u. PRESTON-MAFHAM 1999). In Gefangenschaft erhalten die Tiere oft eine Pelletdiät, angereichert mit Cerealien, Gemüse, Obst, Samen, Insekten und Vitamin D3 (HEARN 1983; HAMPE 1999).
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2.1.3 Lebensweise und physiologische Besonderheiten
Weißbüschelaffen leben ursprünglich in 0.5 bis 6,5 ha großen Habitaten, abhängig von der Anzahl exsudatproduzierender Bäume in den trockeneren Buschwäldern, atlantischen Re- genwäldern und Sekundärwäldern, im Nordosten Brasiliens (RYLANDS et al. 1993; ROWE 1996). Durch ihre große Anpassungsfähigkeit breiten sie sich immer weiter nach Süden aus und dringen auch in von Menschen bepflanzte und bewohnte Gebiete vor (MITTERMEIER et al. 1977). Auf den Bäumen bewegen sie sich vorwiegend in Höhen von 1 bis 16 m, vierbeinig gehend, rennend und springend fort (STEVENSON u. RYLANDS 1988; GEISSMANN 2003 a).
Außerdem verleihen ihnen die der Familie namensgebenden Krallen, die an allen Fingern und Zehen, mit Ausnahmen des Hallux, ausgebildet sind, die Fähigkeit sich, ähnlich wie Hörnchen, senkrecht an Baumstämmen halten und bewegen zu können (KINZEY u. ROSEN- BERGER 1975).
Die Gruppen von 3 - 15 Tieren bestehen oft aus einem monogam lebenden Elternpaar und dessen Nachkommen, aber auch polygyne, polyandrische und polygynandrische Gruppen sind möglich (FERRARI u. LOPEZ FERRARI 1989; KOENIG 1995). Oft pflanzt sich nur das domi- nante Weibchen fort, indem es die Ovulation und die Fruchtbarkeit der Rangniederen mit Hilfe von Pheromonen und Dominanzverhalten unterdrückt. Dabei wird die Gonadotropinsekretion und damit die Plasmakonzentration von LH und FSH gehemmt (HEARN et al. 1978; ABBOTT 1984; ABBOTT et al. 1993). Es kann aber auch vorkommen, dass ein weiteres Weibchen, oft die Tochter des dominanten, Nachwuchs austrägt (DIGBY u. FER- RARI 1994). Alle Mitglieder einer Gruppe beteiligen sich an der Jungenaufzucht, indem sie diese tragen (TARDIF et al. 1986). Die Geschlechtsreife wird bei männlichen Tieren mit 9 bis 13 Monaten und bei Weibchen mit 20 bis 24 Monaten erreicht (EISENBERG 1975).
Der Zyklus der Tiere dauert 28,6 ± 1 Tage ohne Menstruation oder andere äußerlich sichtba- re Zeichen. Nach einer Tragzeit von 141 – 146 Tagen werden, wie bei Krallenaffen üblich, meist dizygote Zwillinge, gelegentlich Einlinge und oft auch Drillinge geboren, wobei die Weibchen einen Uterus simplex besitzen. Diese Mehrlinge sind Blut- und Stammzellchimä- ren, da es intrauterin zu Gefäßanastomosen zwischen den Plazenten kommt, und sie sich
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somit einen Plazentakreislauf teilen. Eine Zwickenbildung kann jedoch nicht beobachtet werden, da männliche Geschwister keinen Einfluss auf die Entwicklung der Gonaden und auf das Verhalten der weiblichen Feten ausüben (HEARN 1983; HAIG 1999). Diese Besonderheit, neben den vergleichsweise kurzen Geburtsintervallen von nur fünf Monaten, einem über das Jahr konstanten Zyklus, einer hohen Reproduktionsrate und geringen Körpergröße sowie die damit verbundenen relativ niedrigen Haltungskosten machen diese Spezies zu einem inte- ressanten biomedizinischen Versuchstier. Sie werden für die Reproduktionsbiologie, Immu- nologie, Entwicklungbiologie und Stammzellforschung eingesetzt sowie auch für Bereiche der Teratologie, Virologie, Krebsforschung, Verhaltensforschung, Ethologie, Neurobiologie und -endokrinologie, Hämatologie, Physiologie und Zahnheilkunde (HEARN 1983, 1994;
MANSFIELD 2003).
2.2 Wasting Marmoset Syndrom
Das Wasting Marmoset Syndrom ist eine schwerwiegende Erkrankung der Callitrichiden, die in Versuchstiereinrichtungen oder Zoos gehalten werden (BRACK u. ROTHE 1980; ZÖLLER 2005). Eine erste Erwähnung in der Literatur fand die Erkrankung 1976 von KING, der bei einer großen Zahl Callitrichiden eine allgemeine Entkräftung, Abmagerung und Mobilitäts- verlust beschreibt. Als Leitsymptome werden ein Gewichtsverlust zwischen 30 % und 50 % des ursprünglichen Körpergewichts oder der Abfall des Körpergewichts eines adulten Tieres unter 300 g, Alopezie, vor allem im Bereich der Schwanzbasis, chronische Diarrhoe, chroni- sche Kolitiden, Muskelatrophie und Anämien angesehen. Dabei ist die Mortilitätsrate mit 60 % sehr hoch (KING 1976; SHIMWELL et al. 1979; MORIN 1983; BARNARD et al. 1988). Be- troffen sind vorwiegend Tiere im Alter zwischen fünf und sieben Jahren. Während einige Autoren das Auftreten vor allem bei weiblichen Tieren beschreiben (BRACK u. ROTHE 1980;
QUOHS 2003), sprechen andere von einer gleichmäßigen Verteilung der Krankheitsfälle bei beiden Geschlechtern (SHIMWELL et al. 1979; ZÖLLER 2005).
Die Ätiologie der Erkrankung ist bis heute nicht endgültig geklärt. Es werden Proteinmangel, Hypovitaminosen, Futtermittelallergien, Umwelt- und Sozialfaktoren, bakterielle Infektio-
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nen, Parasitosen oder genetische Dispositionen diskutiert (BRACK u. ROTHE 1980; BARNARD et al. 1988; BEGLINGER et al. 1988; POTKAY 1992; IALEGGIO u. BAKER 1995; GORE et al.
2001). Man kann von einem multifaktoriellen Krankheitsgeschehen ausgehen (POTKAY 1992;
IALEGGIO u. BAKER 1995; ZÖLLER 2005). TRIBE (1978) konnte ein ähnliches Krankheitsbild auch bei anderen Primatenspezies wie Totenkopfaffen (Saimiri sciureus), Rhesusaffen (Ma- caca mulatta), Bärenmakaken (Macaca arctoides), Pavianen (Papio sp.) und Grünen Meer- katzen (Chlorocebus aethiops) beobachten. Der postmortalen pathologischen Untersuchung kommt bei der abschließenden Diagnosefindung besondere Bedeutung zu, da hier in allen Fällen chronische bzw. chronisch-aktive Enteritiden zu beobachten waren (ZÖLLER 2005). In Zusammenhang mit dem Wasting Marmoset Syndrom werden von BRACK und ROTHE (1980) wie auch von POTKAY (1992) entzündliche Veränderungen des Pankreas, Pankreasfibrosen und Zymogengranulaverlust des exokrinen Pankreas beschrieben. BEGLINGER et al. (1988) und PFISTER et al. (1990) beschrieben Symptome, die dem Wasting Marmoset Syndrom äh- neln, bei einer Infektion mit Trichospirura leptostoma, dessen adulte Stadien und Eier im Pankreasgangsystem nachgewiesen werden konnten. Eine Supplementierung von Pankreas- enzymen führte zur Besserung der Symptome.
2.3 Das Pankreas
Die Bauchspeicheldrüse, das Pankreas, besteht aus dem exokrinen Anteil, der als seröse Drü- se Verdauungsenzyme produziert und dem endokrinen Inselorgan, das aus den Langerhans- schen Inseln und vereinzelt extrainsulär gelegenen Zellen besteht, die sich diffus im exokri- nen Gewebe verteilen (SEIFERT 1974; EDLUND 2002). Das längliche Organ schmiegt sich in der rechten Körperhälfte in die Konkavität der Duodenalschlinge, wo sich sein Hauptausfüh- rungsgang mit dem Gallengang zur Ampulla hepatopancreatica, der Vater-Ampulle, vereinigt und mit diesem in die Vater-Papille des Duodenums mündet (SLACK 1995). Auf Höhe der cranialen Lendenwirbelsäule dehnt es sich eingebettet in Mesenterium und Fettgewebe auch auf die linke Körperhälfte aus und erreicht, je nach Spezies unterschiedlich ausgeprägt, die Milz (FLEISCHHAUER 1985).
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Bei Nagern ist das Organ deutlich weniger kompakt aufgebaut als bei anderen Säugern (SLACK 1995). Auch beim Kaninchen ist nur der Milzschenkel kompakt. Das restliche Pankre- as befindet sich disseminiert im Mesenterium (BARKLAGE 1988; JÖRNS et al. 1988). Die Pankreasläppchen sind bei kleinen Spezies, wie Maus und Meerschwein, so klein, dass sie nur jeweils eine Langerhans’sche Insel beherbergen (MURAKAMI et al. 1993).
2.3.1 Entwicklung / Ontogenese
Das Pankreas entwickelt sich aus einer größeren dorsalen und einer paarigen ventralen Epi- thelknospe, die zusammen mit der Leberanlage den hepatopankreatischen Ring des inneren Keimblattes, dem Entoderm, im Bereich des Duodenums bilden (MICHEL 1977; EDLUND 2001) (Abbildung 1).
Abb. 1: Schematische Darstellung des hepatopankreatischen Rings mit den Pankreasknospen und den Leberdivertikeln (SCHNORR u. KRESSIN 2001)
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Dies beginnt beim Menschen schon in der 3. bis 4. Woche der Fetalentwicklung (PICTET u.
RUTTER 1972; JEON et al. 2009). Im Verlauf der embryonalen Magendrehung wandert die ventrale Anlage ebenfalls nach dorsal und verschmilzt mit der dorsalen Knospe (JAFFE et al.
1982). Dies findet bei der Maus schon zwischen Tag 13 und 14 und bei der Ratte um Tag 16 der Embryonalentwicklung statt (REUSENS u. REMACLE 2006; REMACLE et al. 2007). Beim Menschen werden die Anteile des Pankreas, die sich aus der dorsalen Anlage entwickeln, zu Corpus, Cauda und Ventralteil des Caput. Die ventrale Anlage, die nahe dem Duodenum liegt, wird zum dorsalen Teil des Caput (FLEISCHHAUER 1985; SLACK 1995). Dabei fusioniert bei einigen Spezies, wie auch meist beim Menschen, der ventrale Gang, der Ductus pancrea- ticus, auch Wirsungischer Gang genannt, mit dem distalen Teil des dorsalen Pankreasganges, dem Ductus pancreaticus accessorius oder Santorinischer Gang. Bei anderen Spezies mün- den beide Gänge getrennt oder es ist nur einer der beiden Pankreasgänge nachzuweisen.
Dies kann auch innerhalb einer Spezies von Tier zu Tier variieren (MURANISHI et al. 1999;
VOLLMERHAUS u. ROOS 1999). Bei den Haussäugetieren hingegen wird die ventrale Anlage als Ursprung des größten Teils des Pankreaskörpers angesehen und die dorsale Anlage als Ursprung des kleineren Teils des Corpus sowie Milz- und Duodenalschenkel (Lobi pancreates sinister und dexter) (VOLLMERHAUS u. ROOS 1999; SCHNORR u. KRESSIN 2001).
2.3.1.1 Embryologische Entwicklung des Inselapparates
Die Langerhans‘schen Inseln entstehen während der in der Literatur so bezeichneten Nesi- dioblastose als Epithelzapfen, die aus den embryonalen Gangepithelien und den Epithelien der Drüsenendstücke aussprossen und regelmäßig eine Kapillare umschließen. Dies wird als Stadium der knospenden Inseln bezeichnet (ROBB 1961; HAHN VON DORSCHE et al. 1988;
PAN u. WRIGHT 2011). Die frühere Theorie, dass alle endokrinen Zellen des Pankreas, wie auch die Zellen anderer endokriner Organe, der Neuralleiste entstammen und somit dem sogenannten APUD-Zellsystem (amine precursor uptake and decarboxylating cells) angehö- ren, wird heute von den meisten Wissenschaftlern nicht mehr unterstützt. Stattdessen wer- den sowohl für exokrine als auch für endokrine Pankreaszellen gemeinsame Stammzellen
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vermutet, wobei der genaue Ursprung dieser Vorläuferzellen noch nicht bekannt ist (FI- SCHER 1994; EDLUND 2002; ROSAI 2011). Entgegen früherer Annahmen stammen alle vier Inselzelltypen, die sich aus den insulinbildenden B-Zellen, den glucagonproduzierenden A- Zellen, den Somatostatin- oder D-Zellen und den PP-Zellen, die das so genannte Pankreati- sche Polypeptid bilden, zusammensetzen, aus beiden Pankreasanlagen (WOLFE-COOTE et al.
1990). Im Stadium der Zentralkapillarcluster verlieren die Inseln den Kontakt zu den Gang- epithelien und umschließen immer eine oder mehrere Kapillaren. Das zu diesem Zeitpunkt noch vorherrschende Mesenchym wird so langsam von echtem Pankreasdrüsengewebe er- setzt. Nachdem im Stadium der bipolaren Inseln die A-Zellen zum pankreasgangnahen Pol und die B-Zellen zum gegenüberliegenden Pol auswandern, werden in der 13. bis 15. Ent- wicklungswoche des menschlichen Fetus die B-Zellen von den A- und D-Zellen mantelartig (Stadium der Mantelinseln) umgeben (JAFFE et al. 1982; JEON et al. 2009; PAN u. WRIGHT 2011). Dies findet bei der Ratte um den Tag 20 statt (YOSHINARI u. DAIKOKU 1982). Beim Menschen fusionieren die Inseln im Stadium der erwachsenen Inseln und umschließen un- terschiedlich viele Kapillaren, wodurch sich die Zellen innerhalb der Inseln stärker vermi- schen (CONKLIN 1962). Bei diesem Prozess spielen Gefäßendothelzellen eine wichtige Rolle, indem sie die Inselentwicklung induzieren und ihrerseits von den Inselzellen zur Bildung des Kapillarnetzwerkes angeregt werden (BALLIAN u. BRUNICARDI 2007).
In der frühen Embryonalentwicklung ist der Anteil des endokrinen Gewebes fast genauso groß wie der des exokrinen (FLEISCHHAUER 1985). In der 14. Schwangerschaftswoche des Menschen macht das Inselparenchym ca. 20 % der Gesamtzellmasse des Pankreas aus (HAHN VON DORSCHE et al. 1989). Zum Zeitpunkt der Geburt liegt sein Anteil am gesamten Pankreas bei ca. 15 % (RAHIER et al. 1981). Beim Erwachsen beträgt der endokrine Anteil des Pankreas nur noch 1-2 % (FLEISCHHAUER 1985; SCHNORR u. KRESSIN 2001).
SLACK (1995) beschreibt, dass die ersten endokrinen Zellen der Maus um den 9. bis 10. Tag der Trächtigkeit in Erscheinung treten und gleichzeitig Glucagon und Insulin exprimieren.
Dies bestätigen auch REMACLE und Kollegen (2007), die erwähnen, dass zunächst die Gluca- gonzellen nachweisbar sind und kurz darauf die Zellen, die beide Hormone exprimieren. Eine vermehrte Generierung von B-Zellen und die Expression der D-Zellen findet um den 14. Tag
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der murinen Trächtigkeit statt. HERRERA und andere (1991) weisen PP-Zellen am 10. Tag nach. Um den 14. Tag sind beim Mausfetus schließlich alle endokrinen Zelltypen nachweis- bar (OLIVER-KRASINSKI u. STOFFERS 2008). Bei der Ratte sind erste Glucagon-positive Zellen an Tag 11 der Trächtigkeit nachweisbar, gefolgt von den Insulin-Zellen einen Tag später und den D-Zellen um Tag 15 (YOSHINARI u. DAIKOKU 1982). In der frühen Fetalperiode sind die A-Zellen zahlreicher als die B-Zellen. Aufgrund der stärkeren Vermehrung der B-Zellen sind die beiden Zellgruppen aber zum Zeitpunkt der Geburt gleich stark vertreten (HILL 1980;
HERRERA et al. 1991). Die ersten endokrinen Zellen des Menschen stellen die A- und die PP- Zellen dar, die in der 9. Woche der fetalen Entwicklung in Erscheinung treten, gefolgt von den D-Zellen. In der 10. - 11. Woche sind erste B-Zellen nachzuweisen, welche auch schon früh funktionsfähig sind (VAN ASSCHE et al. 1984; HAHN VON DORSCHE et al. 1989). Laut JEON et al. (2009) sind bereits in der 8. Woche Insulinzellen zu finden. Sie sind zum Zeitpunkt der Geburt zahlenmäßig stärker vertreten als andere Zelltypen (RAHIER et al. 1981) und werden halbmondförmig an einem Inselpol von A-Zellen umgeben, deren Anzahl nur etwa 50 % der B-Zellzahl ausmacht. Die D-Zellen erreichen perinatal ihre höchste Konzentration, so dass sie dann ein Drittel der Inselzellpopulation ausmachen (BONNER-WEIR 1989; HAHN VON DORSCHE et al. 1989). Auch nach der Geburt vermehren sich die B-Zellen am stärksten und machen ca. 60 % der endokrinen Pankreaszellen aus. Dagegen nimmt post partum der Anteil der isoliert außerhalb der Inseln liegenden endokrinen Zellen und D-Zellen ab (RAHIER et al. 1981). Laut BALLIAN et al. (2007) vollzieht sich die endokrine Pankreasneogenese bi- phasisch mit einer ersten Neubildung während der Embryonalentwicklung und einer zweiten zum Ende der Säugeperiode.
Die ersten exokrinen Zellen bei der Maus sind erst um dem 15. Tag nachzuweisen (REMACLE et al. 2007).
Das Pankreas behält lebenslang die Fähigkeit sich teilweise zu regenerieren und Zahl sowie Zusammensetzung der verschiedenen Zelltypen bis ins hohe Alter zu verändern (MALAISSE- LAGAE et al. 1979; WOLFE-COOTE et al. 1998). Es wird angenommen, dass neue exokrine und endokrine Zellen aus gemeinsamen gewebsständigen Stammzellen hervorgehen können (BONNER-WEIR et al. 2004; GIANANI 2010), was unter anderem von der Ernährung abhängig
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ist (BALLIAN et al. 2007). Ein erhöhtes Körpergewicht, wie auch Erkrankungen, die mit Insu- linresistenz einhergehen, scheinen beispielsweise einen großen Einfluss auf die B- Zellpopulation zu haben. Demnach ist bei Mäusen die Masse der B-Zellen positiv mit dem Körpergewicht korreliert (BONNER-WEIR 2000a).
2.3.2 Der Inselapparat
Der Anteil des endokrinen Gewebes am gesamten Pankreas eines erwachsenen Menschen variiert zwischen 0,76 ± 0,24 und 1,86 ± 0,36 % (1,31 ± 0,29 %) im Pankreaskopfbereich und 1,9 ± 0,36 bis 3,28 ± 0,42 % (2,16 ± 0,45 %) im Pankreasschwanz (SAPIN u. VDOVIN 1981).
Die Anzahl der Inseln beträgt dabei ca. 130 pro 50 mm² bzw. absolut 500 000 – 1 500 000 bei einem Gesamtgewicht von ca. 1,5 g und einem Durchmesser von 50 bis 300 µm (FISCHER 1994). Eine Pankreasinsel von 150 µm enthält im Durchschnitt ca. 4000 Zellen (FISCHER 1994). Beim neugeborenen Menschen macht das Inselgewebe einen Anteil von 10 – 15 % vom gesamten Pankreasvolumen aus mit 70 bis 300 Inseln auf 50 mm². Bei Babys im Alter von 4 bis 8 Monaten beträgt die Inselmasse noch 5 – 7 % vom Gesamtgewicht (RAHIER et al.
1981; KLÖPPEL u. LENZEN 1984). Bei der Ratte nimmt der Inselapparat ca. 2,3 -3,3 % der Ge- samtzellzahlen in den verschiedenen Regionen des Pankreas ein (ELAYAT et al. 1995).
Die Langerhans’schen Inseln sind in Kollagen- und Retikularfasern eingebettet, wobei die Existenz einer Kapsel jedoch kontrovers diskutiert wird. Bei der Ratte wird eine einzellige Lage aus Fibroblasten und Kollagenfasern um die Inseln beobachtet. Diese Kapsel ist jedoch nicht durchgängig oder kann auch ganz fehlen (KLÖPPEL u. LENZEN 1984; BONNER-WEIR 1988, 1989). Bindegewebe innerhalb der Inseln ist auf den perivaskulären Raum beschränkt;
deshalb existieren keine Inselläppchen (GRUBE et al. 1983).
Die Inseln des Menschen sind meist oval und ihre größte Ausdehnung variiert beim Neuge- borenen von 85 bis 210 µm und beim Erwachsenen von 70 bis 300 µm. Wenn Inseln über 400 µm groß sind, können sie als hypertroph bezeichnet werden (GRUBE et al. 1983; KLÖP- PEL u. LENZEN 1984). Ähnlich groß sind die Inseln mit 50 bis 370 µm auch beim Hund
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(REDECKER et al. 1992). Bei der Ratte ist die Variabilität mit 40 – 800 µm deutlich größer (SAMOLS et al. 1986), wobei die durchschnittliche Inselgröße mit 201 ± 8,8 µm angegeben wird (SUJATHA et al. 2004). Die Position der Inseln innerhalb des Pankreas ist speziesabhän- gig. So liegen die Inseln bei der Maus vorwiegend interlobulär also zwischen den exokrinen Pankreasläppchen, während sie bei anderen Spezies, wie z.B. Kaninchen, Katzen, Hunden und Schweinen, vorwiegend innerhalb eines Pankreasläppchen liegen. Bei der Ratte kom- men beide Formen vor, ebenso wie beim Meerschwein, allerdings stehen sie hier außerdem im engen Kontakt zu den Pankreasgängen (MURAKAMI et al. 1993). Die durchschnittliche Inselgröße beträgt bei den genannten Spezies 90 - 200 µm (MURAKAMI u. FUJITA 1992;
MURAKAMI et al. 1993). Beim Rind kommen große Inseln mit einem Durchmesser von 100 µm – 6mm vorwiegend interlobulär vor, während sich Inseln von 25 – 200 µm Größe vor allem im intralobulären Raum befinden (BONNER-WEIR u. LIKE 1980).
Im Allgemeinen sind kleinere Inseln mit einem Durchmesser von weniger als 160 µm multi- fokal im exokrinen Pankreasgewebe verstreut mit Betonung auf die Peripherie eines Pankre- asläppchens. Sie machen zahlenmäßig 75 % der Inseln, aber nur 15 % der Inselmasse aus. Die großen Inseln (größer als 250 µm) liegen in der Nähe von großen Gängen und Blutgefäßen und werden nicht immer vollständig von exokrinem Gewebe umgeben. Sie machen 15 % der Anzahl, aber 60 % der Masse des gesamten Inselapparates aus (BONNER-WEIR u. ORCI 1982;
BONNER-WEIR 1989).
Sind die Inseln kleiner als 100 µm, haben sie meist eine ovoide bis runde Form. Größere In- seln zeigen unterschiedliche Formen und oft auch lange Ausläufer, die im histologischen Schnitt mit separaten Inseln verwechselt werden können. Sie werden von einigen Autoren als Mäander- oder Bänderinseln bezeichnet (SAPIN u. VDOVIN 1981; GRUBE et al. 1983;
REDECKER et al. 1992).
Es existieren zwei Inseltypen im Pankreas: die B-Inseln, mit runder bis ovoider Form und scharfer Begrenzung, und die PP-Inseln von irregulärer Form und Umrandung mit auffallend trabekulärer Struktur (KLÖPPEL 1981). Diese PP-Inseln befinden sich im dorsalen Pankreas- kopf, der oft im histologischen Bild anscheinend durch ein Band aus Binde- oder Fettgewebe abgegrenzt ist und vermutlich aus der ventralen Pankreasanlage stammt. Dieser sogenannte
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„PP-Lappen“ hat einen Anteil von 10 % am gesamten Pankreas (KLÖPPEL u. LENZEN 1984;
SLACK 1995). Die aus der dorsalen Pankreasanlage hervorgehenden Inseln sind dagegen reich an A-Zellen und werden deshalb auch als Glucagon-reiche Inseln bezeichnet (BONNER- WEIR 1989; ELAYAT et al. 1995).
Während beim Menschen der Anteil der B-Zellen in den PP-armen Pankreasinseln geringer ist als in den PP-reichen Inseln, ist ihre Verteilung bei Ratte und Maus zwischen beiden Insel- typen gleich, und nur die A-Zell-Population variiert (BRISSOVA et al. 2005). Die Verteilung der endokrinen Zellpopulationen zwischen den Inseln mit hohem und mit niedrigem PP-Anteil bei Erwachsenen und Neugeborenen ist in Tabelle 1 dargestellt.
Insulin- Zellen
Glucagon- Zellen
Somatostatin- Zellen
PP- Zellen
Erwachsene PP-Inseln 16,5 % 0,5 % 2 % 81 %
Glucagon- Inseln
77 % 18% 4,5 % 0,5 %
Neugeborene PP-Inseln 24 % 2 % 16 % 58 %
Glucagon- Inseln
49 % 17 %, 33,5 % 0,5 %
Tabelle 1: Verteilung der endokrinen Zellen zwischen Inseln mit hohem PP-Anteil (PP-Inseln) und Inseln mit niedrigem PP-Anteil (Glucagon-Inseln) (ORCI et al. 1979).
Ratte und Maus haben Inseln vom sogenannte Mantel- oder Schaleninseltyp, bei denen die B-Zellen im Inselzentrum gelegen sind und von den Nicht-B-Zellen in der Peripherie mantel- artig umgeben sind (SLACK 1995). B-Zellen bilden eine morphologische Einheit, wobei sie nicht durch das Kapillarnetzwerk der Inseln separiert werden, aber in engem Kontakt zu die- sem stehen (GRUBE et al. 1983; BONNER-WEIR 1989). Diese topographische Anordnung ist jedoch nicht allgemeingültig. Bei anderen Spezies, wie z.B. Mensch, Hund und Schweinen, liegen alle Zelltypen innerhalb der Inseln unregelmäßig verteilt (ORCI u. UNGER 1975; FI-
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SCHER 1994; WIECZOREK et al. 1998). Bei einigen Inseln des Pferdes scheint es sogar so zu sein, dass die B-Zellen zusammen mit den D-Zellen in der Peripherie liegen und die zentral gelegenen A-Zellen umgeben (HELMSTAEDTER et al. 1976; BRISSOVA et al. 2005).
Die endokrinen Zellen des Pankreas, besonders die extrainsulär gelegenen, stehen in engem Kontakt zu den zentroazinären und den Duktus-Zellen des exokrinen Pankreas. Einige errei- chen auch das Lumen der Pankreasgänge und zeigen besonders in ihrer apikalen Region sehr viele sekretorische Granula (BENDAYAN 1987; BERTELLI u. BENDAYAN 2005).
2.3.3 Gefäßversorgung
Die Pankreasarterien entstammen der A. coeliaca oder A. mesenterica cranialis. Die Venen des Pankreas münden direkt in die Portalvene (MURAKAMI u. FUJITA 1992; VOLLMERHAUS u. ROOS 1999)
Die Blutversorgung der Inseln ist unabhängig von der des exokrinen Pankreas. Die Inseln sind so gut durchblutet, dass die Insulinproduktion ggf. verdoppelt werden kann, ohne die Blut- versorgung zu erhöhen (BALLIAN u. BRUNICARDI 2007). Die Mikrozirkulation des Inselappa- rates ist fünfmal dichter als die des exokrinen Gewebes (KONSTANTINOVA u. LAMMERT 2004) und macht laut BONNER-WEIR (1989) 10 - 20 % der gesamten Pankreaszirkulation aus. BALLIAN und BRUNICARDI (2007) geben hingegen nur 5-15% an. Die Blutversorgung der Inseln wird direkt aus dem Gefäßnetz des exokrinen Pankreas gespeist (FISCHER 1994). Da- bei werden kleine Inseln durch Arteriolen versorgt, die von vorbeiziehenden Arterien ab- zweigen (BONNER-WEIR u. ORCI 1982). Die afferente Versorgung besteht aus ein bis drei Arteriolen, die in die Inseln hineinziehen, um dort in eine größere Anzahl fenestrierter Kapil- laren, mit einer Porengröße von 95 µm, wie sie auch dem Typ der sinusoiden Kapillaren ent- sprechen, zu münden. Diese schlängeln sich bei größeren Inseln glomerulaähnlich durch die vorwiegend B-Zellen enthaltende Inselzellmasse bis zum B-Zell-armen Inselmantel (BONNER- WEIR u. ORCI 1982; YAGINUMA et al. 1986; WAYLAND 1997; BALLIAN u. BRUNICARDI 2007).
GRUBE und Mitarbeiter (1983) beschreiben, dass Inseln, die kleiner sind als 200 µm, nur re-
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lativ wenig intrainsuläre Kapillaren aufweisen. Laut MURAKAMI et al. (1993) besitzen die interlobulär gelegenen Inseln sowohl ein inneres sinusoidales Kapillarnetzwerk, gespeist aus afferenten Gefäßen, als auch ein äußeres Kapillarnetzwerk, dass in efferente Gefäße mün- det. Letzteres ist bei den intralobulären Inseln nicht immer eindeutig ausgeprägt. Aus diesem äußeren Kapselgeflecht führen Venolen als insulovenöse efferente Gefäße sowohl direkt in die Venen des exokrinen Pankreas als auch in das Kapillarnetzwerk der Pankreasläppchen, die dann als intra- bzw. extralobuläre insuloazinäre Portalvenen bezeichnet werden (BON- NER-WEIR u. ORCI 1982). Diese Portalvenen sind dünner als die 4 -5 µm starken Inselkapilla- ren aber dicker als die Kapillaren des exokrinen Pankreas (MURAKAMI et al. 1993;
KONSTANTINOVA u. LAMMERT 2004).
2.3.3.1 Die Durchblutung des Inselapparates bei verschiedenen Tierarten
Bei den Mantelinseln von Maus, Ratte und Kaninchen teilen sich die afferenten Arteriolen in der Inselperipherie in kleine Kapillaren, um zunächst die Nicht-B-Zellen zu versorgen, deren Sekretionsprodukte die Insulinsekretion der B-Zellen beeinflussen, um dann weiter ins Insel- zentrum zu den B-Zellen zu ziehen (SAMOLS u. STAGNER 1990; WAYLAND 1997). Dort mün- den sie in Venolen, die dann in größere Venen münden (insulo-venöse Drainage) oder sich wieder in Kapillaren verzweigen und das exokrine Pankreasgewebe durchziehen (insulo- azinäres Portalsystem) (BALLIAN u. BRUNICARDI 2007). SAPIN u. VDOVIN (1981) bezeichnen dies als peripheren Typ der Inselgefäßversorgung. Beim Pferd scheinen die Inseln, bei denen ein B-Zell-Mantel die Nicht-B-Zellen umgibt, einen umgekehrten Blutfluss vom Inselzentrum zur Peripherie hin zu haben (BALLIAN u. BRUNICARDI 2007).
Bei Hund und Hamster werden zuerst die B-Zellen durchblutet, die das Insulin so direkt in die Blutbahn abgeben (WAYLAND 1997). Hierzu ziehen ein bis drei Arteriolen in die relativ klei- nen Inseln mit einem Durchmesser von < 100 µm, passieren den Mantel, um das Zentrum zu erreichen, zweigen sich dort in Kapillaren auf, und versorgen so zuerst die zentralen B-Zellen (SAPIN u. VDOVIN 1981). In großen Inseln münden die Kapillaren noch innerhalb der Insel in Venolen, während sie bei kleinen Inseln diese zunächst verlassen, um dann im exokrinen
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Gewebe in die Venolen zu münden (BALLIAN u. BRUNICARDI 2007). Die Blutversorgung scheint im Allgemeinen immer in der Reihenfolge von B-Zellen zu A- zu D-Zellen abzulaufen (Abbildung 2) (WAYLAND 1997).
Abb. 2: Darstellung der Inseldurchblutung der Mantelinseln
Bei mittelgroßen Inseln der Ratte dringt eine Arteriole an einer Inselseite ein, verzweigt sich dann sofort in Kapillaren, um alle endokrinen Zellen zu versorgen und dann an der anderen Seite der Insel in eine Venole zu münden (BONNER-WEIR u. ORCI 1982). Das Blut fließt dabei von Mantel zu Kern zu Mantel. Dabei wird der Blutfluss sphinkterähnlich von den Endothel- zellen reguliert (WAYLAND 1997). Dieses so genannte äußere Gate befindet sich in der dista- len Arteriole und kontrolliert den Blutfluss zur gesamten Insel. Das innere Gate ist in den proximalen Kapillaren lokalisiert und kann den Blutfluss zu den verschiedenen endokrinen Zellen kontrollieren (BALLIAN u. BRUNICARDI 2007). So löst zum Beispiel eine Hyperglykämie auf diese Weise einen Anstieg der Inseldurchblutung aus (WAYLAND 1997).
Laut WAYLAND (1997) kommen beim Menschen alle beschriebenen Durchblutungsvarianten nebeneinander vor.
Mantel Art.
PP
(V: Vene; Art.: Arterie; Mantel: einschichtige Lage aus Nicht-B-Zellen; B: B-Zellen; A: A-Zellen;
D: D-Zellen; PP: PP-Zellen; Pfeil: Fließrichtung des Blutes) (modifiziert nach WAYLAND (1997))
28 2.3.4 Innervation
Sympathische Nervenfasern kommen aus dem Rückenmark als Nervi splanchnici. Sie werden im Ganglion coeliacum auf die Neuriten umgeschaltet, die gemeinsam mit den Blutgefäßen in das Pankreas ziehen (BALLIAN u. BRUNICARDI 2007). Sympathische Neurone für die Pank- reasinnervation liegen außerhalb, parasympathische innerhalb der Drüse (FISCHER 1994).
Die parasympathische Innervation erfolgt über den Nervus vagus mittels Neuronen im Pank- reasbindegewebe, wobei deren Neuriten zu den Azinus- und Inselzellen ziehen. Sie verursa- chen eine Vasodilatation der Inselgefäße wenn sie durch Glucoserezeptoren im Gehirn, in der Mundhöhle oder im Dünndarm stimuliert werden (BALLIAN u. BRUNICARDI 2007). Die Inseln werden von einem Geflecht markscheidenfreier Nervenfasern, dem periinsulären Ple- xus umgeben (FISCHER 1994). In den Inseln folgen die Nervenfasern den Blutgefäßen im perikapillären Raum, in der Basalmembran oder eng benachbart zu den endokrinen Zellen (BONNER-WEIR 1989).
Bezüglich der Innervation der Inseln bestehen erhebliche Speziesunterschiede. Hund, Rind, Sandratte und Mensch zeigen zum Beispiel eine sehr stark ausgeprägte Innervation (FISCHER 1994). Sympathische Nerven stimulieren durch Norepinephrin die Glucagonausschüttung und hemmen die Sekretion von Insulin und Somatostatin vorwiegend über nonadrenerge Rezeptoren (DUNNING et al. 1988). Acetylcholin wirkt parasympathisch stark stimulierend auf alle endokrinen Zellen des Pankreas (SAMOLS et al. 1986). Cholecystokinin wirkt för- dernd auf die Insulinsekretion, hemmt aber die Glucagon-Inseln (SCHMID et al. 1989). Die in den Inseln produzierten Peptid-Hormone können selbst auch als Neurotransmitter wirken, ebenso wie das Insulin, welches in einzelnen Nervenfasern nachgewiesen werden konnte (FISCHER 1994). Weitere Neurotransmitter sind Vasoaktives Intestinales Polypeptid (VIP), Neuropeptid Y, Galanin, Gastrin-Releasing Peptid, Substanz P und Enkephalin (DUNNING et al. 1988).
29 2.3.5 Inselzellen
Der endokrine Inselapparat des Pankreas setzt sich, wie schon erwähnt, vor allem aus vier endokrinen Zelltypen zusammen, den B-Zellen, den A-Zellen, den D-Zellen und den PP- Zellen. Die ersten Beschreibungen der endokrinen Zellen des Pankreas konnten schon sehr früh dokumentiert werden. Die A- und B-Zellen wurden zum ersten Mal von LANE (1907) am Pankreas des Meerschweines beschrieben und die D-Zellen von BLOOM (1931).
2.3.5.1 B-Zellen
Die Insulin-produzierenden B-Zellen machen mit 60 - 80 % den Großteil der Inselzellen aus (FISCHER 1994; EDLUND 2002). Wobei ihr Anteil bei Mäusen mit ca. 75 % deutlich größer ist als beim Menschen, wo sie ca. 53 % ausmachen (BRISSOVA et al. 2005).
Sie sind bei der Ratte von polyedrischer Form mit einem runden bis ovalen Nukleus (BON- NER-WEIR 1989; EL-NAGGAR 2000). Das rauhe Endoplasmatische Retikulum (rER) erscheint in der gut granulierten Zelle wenig, in der degranulierten jedoch zahlreich und geschichtet (GRUBE et al. 1983). Sie enthalten oft Lipid-Einschlüsse sowie gut entwickelte Golgi- Komplexe. Die B-Zellen sind untereinander und mit den A-Zellen durch tight und gap junctions verbunden (KLÖPPEL u. LENZEN 1984).
Das in den Zellen produzierte Hormon wird in Form von kristallinen Zink-Insulin-Komplexen gelagert (FISCHER 1994). Die am Gefäßpol der Zellen akkumulierenden Insulinkomplexe der menschlichen B-Zellen stellen sich in ausgereifter Form mit einem Durchmesser von 350 – 500 nm, einem elektronendichten, sehr unregelmäßig geformten Kern (Core), einer locke- ren Membran und einem deutlichen, klaren Halo (Hof) dar. Die unreifen Granula haben da- gegen nur einen sehr kleinen oder gar keinen Halo, der einen mäßig elektonendichten Kern umgibt (DECONINCK et al. 1971a; DECONINCK et al. 1972). Ähnlich ist es bei der Ratte, wo die ausgereiften Granula einen mittleren Durchmesser von 368 nm haben und 44 % der ge- samten Granula ausmachen und die unreifen Formen mit durchschnittlich 423 nm größer sind und zu 56 % vorliegen (EL-NAGGAR 2000).
30
Neben Insulin produzieren die B-Zellen noch weitere Hormone, wie zum Beispiel das Thyreotropin-releasing Hormone oder Catecholamine (FISCHER 1994), zeigen jedoch keine Kreuzreaktivität gegen die drei wichtigsten anderen Pankreashormone. Sie sind also nicht mit Antiseren, die einen der drei anderen endokrinen Pankreaszellen binden, markierbar (BONNER-WEIR 1989).
Glucose ist der wichtigste Einflussfaktor auf die B-Zellen mit einer positiven Wirkung auf Replikation, Hypertrophie und Neogenese und hemmender Wirkung auf die B-Zell-Apoptose.
Außerdem wird durch Insulin das B-Zell-Wachstum gehemmt (BALLIAN et al. 2007; DUVILLIE et al. 2008).
2.3.5.2 A-Zellen
Die A-Zellen produzieren hauptsächlich Glucagon, neben zahlreichen anderen Hormonen und hormonartigen Wirkstoffen, wie z.B. dem Gastrin Inhibitorischen Polypeptid (GIP), dem Prostaglandin, den Catecholaminen wie Adrenalin und Noradrenalin, dem Vasoaktiven Intes- tinalen Polypeptid (VIP) sowie Endorphine (ERLANDSEN 1980; FISCHER 1994). Darüber hin- aus konnte auch eine Produktion von Peptid YY, welches strukturell und funktionell mit dem Pankreatischen Polypeptid verwandt ist (DEMAR et al. 1991), und Activin A nachgewiesen werden (FISCHER 1994; SLACK 1995). Viele A-Zellen zeigen eine Koexistenz der Immunreakti- vität gegen Glucagon und PP, besonders bei Caninen und Ratte, jedoch selten beim Men- schen (GRUBE et al. 1983).
Im menschlichen adulten Pankreas befinden sich die A-Zellen in der Inselperipherie und im engen Kontakt zu den afferenten Blutgefäßen (GRUBE et al. 1983; KLÖPPEL u. LENZEN 1984).
In den Mäanderinseln sind sie häufiger zu finden als in den kompakten Inseln. Sie stehen mit einem Anteil von 88 % der A-Zellen in den Inseln in engem homologen Kontakt zueinander.
Sie verteilen sich jedoch auch zwischen den B- und D-Zellen und bilden so viele heterologe Kontakte (GRUBE et al. 1983). Laut EDLUND (2002) machen sie etwa 15-20 % der gesamten Inselzellen aus. BRISSOVA und Kollegen (2005) hingegen schreibt, dass sie beim Menschen
31
ca. 34 % und bei der Maus ca. 19 % der Inselzellen darstellen. Aufgrund der inhomogenen Verteilung der Inselzellen im Pankreas sind die Angaben allerdings stark abhängig von der Lokalisation der Probenentnahme (MALAISSE-LAGAE et al. 1979; FISCHER 1994). In vielen Spezies wurden A-Zellen auch außerhalb des Pankreas, z.B. in Magen oder Dünndarm, ge- funden (FISCHER 1994; NADAL et al. 1999).
A-Zellen sind oft kleiner und zylindrischer geformt als B-Zellen. Sie enthalten reichlich rER in der perinukleären Region (BONNER-WEIR 1989). Von den verschiedenen Autoren werden unterschiedliche Angaben im Bezug auf die Granulagröße gemacht. Die Glucagongranula des erwachsenen Menschen sind laut DECONINCK und Kollegen (1971a) 350 – 450 nm im Durchmesser, ähnlich wie beim Rind (BONNER-WEIR u. LIKE 1980). Bei Neugeborenen kom- men auch Zellen mit einer Granulagröße von 150 – 300 nm vor (DECONINCK et al. 1972). Bei der Ratte reichen die Angaben zur Granulagröße von (EL-NAGGAR 2000) 155 ± 38 nm bis 200 - 250 nm (BONNER-WEIR 1989). Das gespeicherte Glucagon stellt sich als geringgradig exzentrisch gelegenes sehr elektronendichtes Core eines Granulums dar, während der schmalen Halo von proteinöser Natur zu sein scheint (KLÖPPEL u. LENZEN 1984; EL-NAGGAR 2000).
2.3.5.3 D-Zellen
Die D-Zelle wurde 1931 entdeckt und kann aufgrund ihrer Argyrophilie mit der Technik nach HELLERSTRÖM-HELLMANN (1960) identifiziert werden (DECONINCK et al. 1971a). Erst 1974 wurde dessen Sekretionsprodukt Somatostatin von LUFT und Mitarbeitern entdeckt (LUFT et al. 1974; KLÖPPEL u. LENZEN 1984). Außerdem produzieren diese Zellen auch noch Gastrin (FISCHER 1994) und wie die A-Zellen Aktivin A (SLACK 1995).
Sie sind bei den verschiedenen Spezies nur mit 5 bis 10 % der Inselzellen vertreten (FISCHER 1994; EDLUND 2002; BRISSOVA et al. 2005).
D-Zellen liegen häufig zwischen den B- und A-Zellen, wobei sie in besonders engem Kontakt zu diesen Zellen und den Kapillaren stehen, aber nur moderate homologe Zellkontakte besit-
32
zen (ORCI 1976; GRUBE et al. 1983; KLÖPPEL u. LENZEN 1984). Beim Menschen sind im PP- Bereich des Pankreas ca. 40 % weniger D-Zellen zu finden als im restlichen Organ. 86 ± 2 % der D-Zellen des humanen Neonaten sind innerhalb der Inseln lokalisiert, wobei sie meist diffus verteilt oder an einem Inselpol lokalisiert zu finden sind. Beim Erwachsenen sind 90 ± 5 % der D-Zellen innerhalb der Inseln, bevorzugt in der Inselperipherie oder entlang der Inselgefäße, zu finden (RAHIER et al. 1980). Bei Hund und Schwein liegen sie häufiger auch als extrainsuläre Zellen im exokrinen Gewebe vor (WIECZOREK et al. 1998). Sie sind meist kleiner als die A- und B-Zellen, gut granuliert und mit dendritischen Ausläufern versehen (DECONINCK et al. 1971a).
Die Somatostatin-Zellen haben bei der Ratte und beim Kaninchen eine moderate Anzahl un- reifer Granula mit einem mäßig elektronendichten Kern und keinem oder einem sehr schma- len Halo (GOMEZ-ACEBO et al. 1968; ERLANDSEN 1980). Reife Granula sind nur in geringer Zahl vorhanden und weisen einen schmalen Hof auf. Ihr mittlerer Durchmesser wird zwi- schen 104 ± 30 nm und 200 – 250 nm angegeben (BONNER-WEIR 1989; EL-NAGGAR 2000).
2.3.5.4 PP-Zellen
Im Gegensatz zu den anderen Inselzellen können PP-Zellen nicht anhand von Färbetechniken identifizierbar sondern werden ausschließlich mit Hilfe immunhistochemischer Verfahren dargestellt (LARSSON et al. 1974; 1976). Neben den namensgebenden Pankreatischen Poly- peptiden produzieren sie auch Dopamin (FISCHER 1994).
PP-Zellen zeigen in ihrer Morphologie die größten tierartlichen Unterschiede. Beim Men- schen sind die Granula gestreckt, sehr elektronendicht und 120-160 nm im Durchmesser (HEITZ et al. 1976; BAETENS et al. 1977). Bei Hund und Katze sind sie kugelig, von variabler Elektronendichte und im Durchmesser 300 nm groß (LARSSON et al. 1976; BONNER-WEIR 1989). Die PP-Zellgranula der Ratten sind von polyedrischer Form und 110 ± 25nm im Durchmesser. Beim Rind kann ihre Größe von 75 – 350 nm variieren (BONNER-WEIR u. LIKE 1980). In den PP-armen Bereichen des Pankreas besitzen die Zellen lange Fortsätze (RAHIER
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u. WALLON 1980). Ihre unreifen Granula zeigen Cores von variabler Elektronendichte, wäh- rend die reifen Formen einen sehr elektronendichten Kern, umgeben von einem schmalen Hof, aufweisen (EL-NAGGAR 2000).
Die PP-Zellen sind nicht homogen im gesamten Pankreas verteilt. Sie sind beim Menschen im dorsalen Bereich des Pankreaskopfes, wo sie die zahlenmäßig am stärksten vertretene Zell- gruppe ausmachen, 70 – 80 mal häufiger vorhanden als im restlichen Pankreasgewebe (MALAISSE-LAGAE et al. 1979; RAHIER et al. 1981). Beim Hund sind es sogar 90 % der gesam- ten PP-Zellzahl, beim Schwein nahezu 100 % (WIECZOREK et al. 1998). Außerdem erscheinen sie, bei den verschiedenen Säugetierspezies in unterschiedlicher Verteilung, weitaus häufiger einzeln oder in kleinen Gruppen verstreut zwischen den Azinuszellen und gelegentlich in Assoziation mit den Duktuszellen (HEITZ et al. 1976; PAULIN u. DUBOIS 1978; RAHIER et al.
1979). Dabei scheinen sie auch in engem Kontakt zu Nervenfasern zu liegen (LARSSON et al.
1974). In den Inseln, wo sich der Großteil der PP-Zellen bei humanen Neugeborenen verteilt, befinden sie sich fast ausschließlich als einzelne Zelllage im Randbereich (RAHIER et al. 1979;
1981). Aufgrund dieser inhomogenen Verteilung gehen die Angaben über den Anteil der PP- Zellen am Gesamtinselgewebe in den verschiedenen Literaturangaben, in Abhängigkeit da- von aus welcher Pankreasregion Proben entnommen worden sind, auseinander.
Insgesamt machen sie laut NADAL et al. (1999) 3-10 % des endokrinen Pankreasparenchyms aus. GRUBE und Kollegen (1983) geben 0,5 % an und EDLUND (2002) spricht von maximal 2 %.
Im caninen Pankreas zeigen einige PP-Zellen ebenfalls eine Kreuzeaktivität gegen Somatosta- tinantikörper (GRUBE et al. 1983).
2.3.5.5 Weitere Zellen
Eine weitere Gruppe endokriner Pankreaszellen sind die -Zellen, die ebenfalls im Hypotha- lamus, der Niere, der Plazenta, und vor allem in den neuroendokrinen Zellen der Magen- schleimhaut zu finden sind (RESL u. CLODI 2009). Das von ihnen produzierte Hormon Ghrelin
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wirkt Appetit-fördernd und hemmend auf die Insulinfreisetzung aus den B-Zellen (WIERUP et al. 2004). Die pankreatischen -Zellen kommen besonders häufig in der Mitte der Fetalent- wicklung als einzellige Lage in der Inselperipherie mit bis zu 30 % der gesamten Inselzellmas- se des Menschen vor. Im Pankreas des Erwachsenen machen sie hingegen nur noch 0,74 % der endokrinen Zellmasse aus (ANDRALOJC et al. 2009).
Weiterhin kommen die D1-Zellen mit ihren sehr kleinen Granula (100-150 nm), die nur sehr schwer von denen der PP-Zelle abzugrenzen sind, vor. Sie sind sehr selten zu finden und produzieren VIP (Vasoaktives Intestinales Peptid) (ERLANDSEN 1980; KLÖPPEL u. LENZEN 1984; BONNER-WEIR 1989; FISCHER 1994). Daneben gibt es noch die Bombesin- produzierenden P-Zellen mit kleinen runden Granula. Sie tauchen nur in fetalen Inseln auf, wie auch die EC-Zellen (enterochromaffine Zelle), die nahe der Duktuszellen liegen und Sero- tonin sowie Substanz P in ihren ellipsenförmigen Granula bilden (ERLANDSEN 1980; FISCHER 1994). Außerdem werden noch die Gastrin produzierenden G-Zellen erwähnt (BONNER- WEIR 1989).
2.3.6 Hormone
2.3.6.1 Hormonsynthese und -exkretion
Die Inselhormone wirken parakrin, indem sie direkt in die interzellularen Spalträume abge- geben werden und an Rezeptoren des Plasmalemms der anderen Inselzellen binden (SAMOLS et al. 1986). Ein möglicher Weg der Hormonausschüttung in die Blutbahn scheinen die fenestrierten Kapillaren darzustellen (WAYLAND 1997). Auch Interzellularkontakte zwi- schen den endokrinen Zellen über Desmosomen, Tight junctions und Gap junctions, welche im allgemeinen bei metabolisch gekoppelten Zellen zu finden sind, spielen eine große Rolle bei der Ausschüttung der Hormone der endokrinen Pankreaszellen (ORCI et al. 1975; FI- SCHER 1994). Sogenannte Zymogenhöfe, auch Halo-Phänomen genannt, zeigen eine ver- stärkte Anfärbbarkeit des exokrinen Pankreas in näherer Umgebung der Inseln, da dort eine 4 bis 5 mal höhere Konzentration der Inselhormone vorliegt als in weiter entfernt gelegenen
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Bereichen. Die greifen demzufolge wahrscheinlich steuernd in die Prozesse der Biosynthese und Sekretion der Pankreashormone ein (FISCHER 1994). Alle Pankreashormone lassen sich auch im exokrinen Pankreassekret nachweisen (BENDAYAN 1987; BERTELLI u. BENDAYAN 2005).
Die Insulinausschüttung verläuft in 3 Phasen (Abbildung 3):
1. Erkennen des Stimulus durch Bindung von Hormonen bzw. Neurotransmittern an spezifi- sche Membranrezeptoren der B-Zellen, Bindung der Kohlenhydrate (KH) und Nährstoffe an spezifische Brennstoffrezeptoren oder Erkennung der Nährstoffe als auslösende Signale während ihrer Metabolisierung als Treibstoff für die B-Zelle.
2. Einströmen von Calcium in die Zelle.
3. Translokation der Granula zur Plasmamembran entlang des Microtubuli-Mikrofilament- Systems und Exocytose. Die Granulamembran wird zurück zum Golgi-Apparat recycelt (ORCI 1974; KLÖPPEL u. LENZEN 1984; NADAL et al. 1999). Ähnlich funktioniert auch die Glucago- nausschleusung (FISCHER 1994).
Abb. 3: Schematische Darstellung der Hormonschleusung aus der B-Zelle Ca++
Ca++
Stimulus: Hormone, Neurotransmitter Stimulus: Kohlenhydrate
Stimulus: Metaboliten des Zellstoffwechsels
1. 2.
3.
Golgi-Apparat
36 2.3.6.2 Insulin
Das Pankreas produziert 40 - 80 µg Insulin pro g Pankreas in Abhängigkeit vom Blutglukoses- piegel. Präproinsulin wird von membrangebundenen Polysomen des rauhen endoplasmati- schen Retikulums gebildet. Dabei sind die kürzere A- und die länger B-Kette durch das C- Peptid verbunden und tragen an der B-Kette das Signalpeptid (FISCHER 1994). Zunächst wird dieser „Prä“-Anteil abgespalten (SLACK 1995). Im Golgi-Apparat entsteht dann durch enzy- matische Abspaltung des C-Peptids das Insulin, dessen zwei Ketten nunmehr durch drei Disulfidbrücken miteinander verbunden sind und zusammen 51 Aminosäuren besitzen, wo- bei deren Zusammensetzung deutliche Speziesunterschiede aufweist (FISCHER 1994) (Abbil- dung 4). Initiatoren der Insulin-Ausschüttung sind bestimmte Kohlenhydrate und deren Deri- vate, Aminosäuren, Ketonsäuren, einige hypoglykämische Sulfonylharnstoffe, Hormone, Neurotransmitter und Medikamente. Vor allem D-Glukose induziert eine biphasische Insu- linausschüttung, die weniger stark auch von der D-Mannose und dem D-Glycerinaldehyd ausgelöst werden kann (BALLIAN u. BRUNICARDI 2007). Eine orale Glucose-Aufnahme indu- ziert die Insulin-Ausschüttung über die sogenannte „Enteroinsularaxe“, welche über sympa- thische Nervenbahnen und parakrine Prozesse reguliert wird. Insulin bindet an Rezeptoren vom Tyrosinkinasetyp in Muskel-, Leber- und Fettgewebe (SLACK 1995). Es stimuliert den Transport von Metaboliten und Ionen durch die Zellmembranen, die Biosynthese und Spei- cherung verschiedener Moleküle und Makromoleküle sowie das Zellwachstum. Außerdem hemmt es die Glykogenolyse und fördert, abhängig vom Blutglukosespiegel, die Glykogen- synthese in der Leber. Auch die Lipolyse in den Adipozyten, die Ketogenese und die Oxidati- on freier Fettsäuren in der Leber werden gehemmt. Außerdem wirkt Insulin auch hemmend auf die Glucagonausschüttung der A-Zellen. Die Empfindlichkeit der Insulinrezeptoren nimmt zu, wenn wenig Insulin vorhanden ist. Zirkuliert über einen längeren Zeitraum viel Insulin, nimmt die Empfindlichkeit der Zellen ab (KLÖPPEL u. LENZEN 1984; SAMOLS et al. 1986;
KAWAMORI u. KULKARNI 2009). Die Inseln im Pankreasschwanz geben bei einer Stimulation durch Glucose insgesamt mehr Insulin frei als die des Kopfes (BONNER-WEIR 1989). Die Halbwertzeit des Insulins im Blut beträgt ca. 5 Minuten (WALDHAUSL et al. 1985).
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Abb. 4: Schematische Darstellung von Präproinsulin und Insulin mit A- und B-Kette nach Ab- spaltung der Präsequenz und des C-Peptids (Verbindungsstück) (MÖSTL 2000)
2.3.6.3 Glucagon
Glucagon ist ein einkettiges Polypeptid, das aus 29 Aminosäuren besteht, deren Zusammen- setzung mit wenigen Ausnahmen bei den verschiedenen Tierarten gleich ist. Auch dieses Hormon wird als höher molekulare Vorstufe gebildet (FISCHER 1994).
Die Glucagon-Sekretion wird durch einen hohen Blutglukosespiegel gehemmt, indem der Einbau bestimmter Aminosäuren in die Glucagonkette gehemmt und durch einen niedrigen Blutglukosespiegel stimuliert wird (FISCHER 1994; NADAL et al. 1999). Insulin hemmt die Glucosefreisetzung aus der A-Zelle und erreicht diese über die Inselkapillaren (MARUYAMA et al. 1984). Bestimmte Aminosäuren, insbesondere Arginin (SCHMID et al. 1989), Fettsäu- ren, Calcium, eine Sympathikuserregung und hormonelle Faktoren, sowie Stickstoffmonoxid, Adenosintriphosphat und eine vermehrte Inseldurchblutung wirken ebenfalls positiv auf die Glucagon-Ausschüttung (BALLIAN u. BRUNICARDI 2007). Glucagon hemmt die Insulinaus- schüttung und stimuliert die Somatostatinfreisetzung (SAMOLS et al. 1986). Es wirkt antago-
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nistisch zu Insulin, insbesondere in der Leber und bevor allem bei katabolen Stoffwechselsi- tuationen oder wenn mehr Glucagon als Insulin in der Portalregion zirkuliert, indem es die Gluconeogenese, die Produktion freier Fettsäuren, Glycerol und Ketonkörper und die Glyko- genolyse anregt (KLÖPPEL u. LENZEN 1984; EDLUND 2002).
2.3.6.4 Somatostatin
Somatostatin ist ein Tetradecapeptid, welches aus biosynthetischen Vorläufern synthetisiert wird und in zwei aktiven Formen existiert, SST-14 aus 14 Aminosären und SST-18 aus 18 Aminosäuren (BALLIAN et al. 2007). Außer von den D-Zellen des endokrinen Pankreas wird Somatostatin auch im zentralen Nervensystem und in der Hypophyse gebildet (ORCI et al.
1976). Die physiologische Aufgabe von Somatostatin ist noch nicht endgültig geklärt (KLÖP- PEL u. LENZEN 1984; FISCHER 1994). Es hat inhibitorische Wirkung auf die A- und B-Zellen, wobei es die Insulinfreisetzung auf parakrinem Weg stärker als die Glucagonfreisetzung hemmt (SAMOLS et al. 1986; HAUGE-EVANS et al. 2009). Ebenso hemmt es auch die Enzym- sekretion des exokrine Pankreas (EDLUND 2002). Seine Freisetzung wird durch Glucose, Ar- ginin, Calcium, Sulfonylharnstoffe, Glucagon und einige gastrointestinale Hormone, die auch die Insulinfreisetzung stimulieren, gefördert. (KLÖPPEL u. LENZEN 1984; FISCHER 1994).
2.3.6.5 Pankreatisches Polypeptid
Das Pankreatische Polypeptid ist ebenfalls einkettig, wird ebenfalls als Promolekül syntheti- siert und besteht aus 36 Aminosäure-Resten, die tierartlich variieren (RAHIER et al. 1979;
FISCHER 1994). Aminosäuren, Fettsäuren, Glucose, Tolbutamin, Insulin und Glucagon haben keinen Effekt auf die PP-Sekretion. Somatostatin senkt den PP-Spiegel im Blut. Wohingegen hypoglykämische Zustände und besonders oral aufgenommene Proteine die PP-Freisetzung stimulieren. Ebenso wirken auch neurale und hormonale Reize wie Cholecystokinin und Gastrin Inhibitor Peptid, Nahrungsaufnahme und -geruch sowie Dehnungsreize verschiede- ner Darmregionen (SCHMID et al. 1989). Auch bei Erkrankungen des endokrinen und exokri-
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nen Pankreas, wie z. B. Diabetes mellitus nimmt die PP-Sekretion zu. Wobei dessen Wirkung noch nicht endgültig geklärt ist. Es sind hemmende Effekte auf den Kohlenhydrat- und Li- pidstoffwechsel sowie auf Sekretionsvorgänge im Magen-, Darm- und exokrinen Pankreas, wie auch auf die Hormonproduktion der endokrinen Pankreaszellen beschrieben (KLÖPPEL u. LENZEN 1984; DEMAR et al. 1991; EDLUND 2002). Darüber hinaus stimuliert PP die HCl- Sekretion im Magen und die Glykogenolyse in der Leber (LARSSON et al. 1974).
2.3.7 Anatomische Besonderheiten des endokrinen Pankreas beim nicht- menschlichen Primaten
Beim Indischen Hutaffen (Macaca radiata) beträgt die Inselgröße durchschnittlich 230 ± 15,8 µm (SUJATHA et al. 2004). Der Bärenpavian (Papio ursinus) zeigt eine Inselgröße von 20 bis 500 µm (WOLFE-COOTE u. DU TOIT 1987b). Die Inseln bei Formosamakaken (Ma- caca cyclopis) befinden sich wie bei den meisten Sägern vorwiegend im Zentrum der Pankre- asläppchen (MURAKAMI u. FUJITA 1992; MURAKAMI et al. 1993). Der Weißbüschelaffe (Cal- lithrix jacchus) zeigt laut SÁNCHEZ und Kollegen (1990) große, meist runde Inseln, die von einer dünnen Kapsel umgeben sind und deren retikulären Fasern zusammen mit den Blutge- fäßen gemeinsam ins Inselzentrum ziehen. Eine lediglich unregelmäßig ausgeprägte Kapsel wird für die zahlreichen Inseln der Bolivianischen Totenkopfaffen (Saimiri boliviensis) be- schrieben, während diese bei den großen unregelmäßig geformten Inseln des Haubenkapu- ziners (Cebus apella) hingegen sehr stark ausgeprägt ist.
Die Verteilung der Zellen innerhalb des Pankreas zeigt zum Teil deutliche Unterschiede zu den bisher beschriebenen Säugetieren. Bei vielen nichtmenschlichen Primaten, wie zum Bei- spiel dem Bärenpavian, liegen alle Zelltypen innerhalb der Inseln unregelmäßig verteilt (ORCI u. UNGER 1975; WOLFE-COOTE u. DU TOIT 1987a; FISCHER 1994). Bei einigen Primaten, wie z. B. dem Indischen Hutaffen und den Javaneraffen, scheinen sogar die B-Zellen ausschließ- lich peripher, die A-Zellen sowohl im Zentrum als auch in der Inselperipherie, als Einzelzellen auch im exokrinen Gewebe, und die relativ zahlreichen D-Zellen ausschließlich im Insel- zentrum vorhanden zu sein. Für die PP-Zellen gilt dieselbe Verteilung wie bei den anderen
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Säugetierspezies (WIECZOREK et al. 1998; SUJATHA et al. 2004). In diesen Inseln findet ein umgekehrter Blutfluss vom Inselzentrum zum Mantel statt (BALLIAN u. BRUNICARDI 2007).
Die zylinder- oder spindelförmigen B-Zellen von Callithrix jacchus, die etwa 70 % der gesam- ten Inselzellpopulation ausmachen, bilden sowohl einen peripheren Ring um die Inseln als auch säulenartige Kolonien im Zentrum. Darüber hinaus kommen auch einzelne zwischen den exokrinen Acini gelegene B-Zellen vor. Beim Totenkopfaffen (Saimiri boliviensis), wo der Inselapparat zu 60 bis 90 % aus B-Zellen besteht, und beim Azara-Nachtaffen (Aotus azarae) sind die B-Zellen in ähnlicher Weise angeordnet, während sie bei den Kapuzinern überwie- gend in der Inselperipherie zu finden sind. Die A-Zellen der meisten Neuweltaffen liegen als kompakte Gruppen in der Inselperipherie, mit Ausnahme der Nachtaffen, bei denen sie auch im Inselzentrum vorkommen. Insgesamt machen die A-Zellen von Primaten ca. 20 % der In- selpopulation aus, während die Somatostatinzellen nur mit ca. 4 bis 6 % in der Inselzellmasse vorhanden sind und sich einzeln zwischen den anderen Inselzellen verteilen (SÁNCHEZ et al.
1990).
Für den Bärenpavian wird von WOLFE-COOTE u. DU TOIT (1987a) eine ungleichmäßige Ver- teilung aller Inselzellen im gesamten Pankreas beschrieben. So sind im Pankreaskopf deutlich mehr B-Zellen (75 %) als im Schwanzbereich mit 40,3 % vorhanden. In der PP-Region des Pankreaskopfes befindet der, mit 36,9 % der Gesamtinselzellzahl, größte Teil der PP-Zellen und so gut wie keine A-Zellen und D-Zellen. Beim fetalen Pankreas des Pavian hingegen sind die A- und D-Zellen recht homogen verteilt, während die PP-Zellen nur leicht und die B- Zellen deutlich häufiger im PP-Bereich aufzufinden sind (WOLFE-COOTE et al. 1990). Die Inselzellen des Bärenpavians sind deutlich anhand ihrer sekretorischen Granula zu erkennen.
Bei den B-Zellen sind diese zwischen 300 und 600 nm und bei den A-Zellen 200 – 450 nm groß. Die Granula der D-Zellen sind 225 bis 400 nm groß und die der PP-Zellen liegen zwi- schen 125 und 325 nm (WOLFE-COOTE u. DU TOIT 1987b).
Erste endokrine Pankreaszellen können bei der Grünen Meerkatze schon im Primitivdarm und den ersten Pankreasknospen gefunden werden. Es handelt sich dabei um Pankreati- sches Polypeptid und Somatostatin, wobei diese oft auch in derselben Zelle vorhanden sind.
