Untersuchungen zum Vorkommen von Methicillin-resistenten Staphylococcus aureus (MRSA) in Geflügelbeständen

Nationalbibliografie;

Detaillierte bibliografische Daten sind im Internet über http://dnb.ddb.de abrufbar.

1. Auflage 2010

© 2010 by Verlag: Deutsche Veterinärmedizinische Gesellschaft Service GmbH, Gießen

Printed in Germany

ISBN 978-3-941703-98-8

Verlag: DVG Service GmbH Friedrichstraße 17

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Untersuchungen zum Vorkommen

von Methicillin-resistenten Staphylococcus aureus (MRSA) in Geflügelmastbeständen

INAUGURAL – DISSERTATION

zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin - Doctor medicinae veterinariae -

(Dr. med. vet.)

vorgelegt von Aneta Dullweber

Łódź

Hannover 2010

Wissenschaftliche Betreuung: Prof. Dr. T. Blaha

Außenstelle für Epidemiologie, Bakum

1. Gutachter: Prof. Dr. T. Blaha 2. Gutachter: Prof. Dr. S. Schwarz

Tag der mündlichen Prüfung: 03.11.2010

F

F

I

INHALTSVERZEICHNIS...I ABKÜRZUNGSVERZEICHNIS... III TABELLENVERZEICHNIS... V ABBILDUNGSVERZEICHNIS...VI

1 EINLEITUNG... 1

2 LITERATURÜBERSICHT... 3

2.1 Geflügelmast in Deutschland (Kennzahlen) ... 3

2.1.1 Haltung ... 3

2.1.2 Fütterung ... 3

2.1.3 Gesundheit... 5

2.2 Gattung Staphylococcus ... 5

2.2.1 Eigenschaften ... 5

2.2.2 Staphylococcus aureus ... 6

2.2.3 Weitere Staphylococcus-Arten beim Geflügel ... 7

2.2.4 Staphylokokkenbedingte Erkrankungen beim Geflügel ... 7

2.2.5 Diagnostik ... 8

2.2.5.1 Kulturelle Untersuchung/Phänotypisierung ... 8

2.2.5.2 Molekularbiologische Typisierungsmethoden/Genotypisierung ... 8

2.2.5.2.1 MLST-Typisierung... 9

2.2.5.2.2 spa-Typisierung... 10

2.2.5.2.3 PFGE (Pulsfeldgelelektrophorese) ... 10

2.2.5.2.4 SCCmec- Typisierung ... 11

2.3 Methicillin-resistente Staphylococcus aureus (MRSA) ... 11

2.3.1 Spezifische Diagnostikmethoden für MRSA ... 14

2.3.2 MRSA ST398... 15

2.3.3 MRSA beim Menschen ... 19

2.3.3.1 Zoonotische Komponente von laMRSA ... 20

2.3.3.2 Lebensmittelintoxikationen ... 22

2.3.3.3 Lebensmittelinfektionen... 22

2.3.4 MRSA beim Tier... 23

2.3.4.1 MRSA bei Klein- und Liebhabertieren ... 25

2.3.4.1.1 Kleintiere ... 25

2.3.4.1.2 Pferde ... 26

2.3.4.2 MRSA bei lebensmittelliefernden Tieren ... 26

2.3.4.2.1 Schwein ... 28

2.3.4.2.2 Rind ... 29

2.3.4.2.3 Geflügel ... 30

2.4 Ableitung der Aufgabenstellung ... 38

3 MATERIAL UND M^ETHODEN... 41

3.1 Untersuchungszeitraum... 41

3.3 Reinigung und Desinfektion ... 42

3.3.1 Ablauf der Reinigung und Desinfektion in einem Hähnchenmastbetrieb... 44

3.3.2 Kontrolle der Wirksamkeit der Reinigungs-/Desinfektionsmaßnahmen ... 45

3.4 Probenentnahme mittels MRSA-Swabs ... 47

3.5 Labormethoden ... 50

3.5.1 Probenaufbereitung und Isolierung der Staphylococcus aureus-Kolonien ... 50

3.5.2 Bestätigungs- und Identifikationsreaktionen von MRSA ... 51

3.5.2.1 Phänotypische Untersuchungen ... 51

3.5.2.2 Genotypischer Nachweis... 53

3.5.2.3 Typisierung der MRSA-Stämme... 53

4 E^RGEBNISSE... 55

4.1 Versuchsverlauf und Gesundheitsstatus der Herden ... 55

4.1.1 Impfregime ... 55

4.1.2 Herdengesundheit... 55

4.1.3 Einsatz von antimikrobiellen Wirkstoffen ... 56

4.2 Ergebnisse der bakteriologischen Untersuchungen ... 58

4.2.1 Ergebnisse aus der Voruntersuchung ... 58

4.2.2 Ergebnisse der Untersuchungsreihen 1 – 3 ... 58

4.2.3 Ergebnisse der 4. Untersuchungsreihe ... 60

4.2.3.1 Ergebnisse der Swabs-Untersuchung ... 60

4.2.3.2 Ergebnisse der IKB-Kontrolle... 61

4.2.4 Ergebnisse der 5. Untersuchungsreihe ... 62

4.2.5 MRSA-Status von Masthähnchenbetrieben ... 62

4.2.5.1 MRSA-Status auf Grundlage von Einzelproben ... 62

4.2.5.2 MRSA-Status auf Grundlage von Poolproben ... 64

4.3 Charakterisierung ausgewählter MRSA-Isolate ... 65

4.3.1 Ergebnisse der phänotypischen Oxacillin-Resistenztestung ... 65

4.3.2 Ergebnisse der MHK-Bestimmung ... 66

4.3.3 Ergebnisse der spa-Typisierung ... 69

4.3.3.1 Voruntersuchung ... 70

4.3.3.2 Betriebsspezifische Darstellung der Ergebnisse der spa-Typisierung ... 70

5 DISKUSSION... 75

5.1 Vorkommen von MRSA beim Masthähnchen... 75

5.2 Charakterisierung der positiven MRSA-Isolate... 80

5.3 Schlussfolgerungen... 84

6 ZUSAMMENFASSUNG... 85

7 SUMMARY... 89

8 LITERATURVERZEICHNIS... 91

9 ANHANG... 113

DANKSAGUNG... 123

A

Ernährung, Landwirtschaft und Verbraucherschutz BfR Bundesinstitut für

Risikobewertung bzw. beziehungsweise

°C Grad Celsius

caMRSA community acquired MRSA CC klonaler Komplex

CLSI Clinical and Laboratory Standards Institute

cm Zentimeter

d. h. das heißt

DNA Desoxyribonukleinsäure DTCS Dye-Termination-Cycle-

Sequencing DVG Deutsche

Veterinärmedizinische Gesellschaft

EFSA European Food Safety Authority

EG Europäische Gemeinschaft EMRSA epidemische MRSA et al. et alii (und andere) etc. et cetera

EU Europäische Union

g Gramm

ggf. gegebenenfalls GmbH Gesellschaft mit

haMRSA healthcare associated MRSA

H2O2 Wasserstoffperoxid Hrsg. Herausgeber

IBV infektiöses Bronchitis-Virus IfSG Infektionsschutzgesetz IKB Integrale Keten Beheersing KbE Kolonie bildende Einheit

kg Kilogramm

l Liter

laMRSA livestock associated MRSA

m² Quadratmeter

MHK minimale Hemm-

Konzentration ml Milliliter

MLST Multi-Locus-Sequenz- Typisierung

mm Millimeter

MRSA Methicillin-resistente Staphylococcus aureus MSSA Methicillin-sensibler

Staphylococcus aureus mecA mecA-Gen

ME metabolizable energy

MJ Megajoule

n Anzahl

NaCl Natriumchlorid ND Newcastle Disease n. n. nicht nachweisbar

NRZ Nationales Referenzlabor NT-MRSA non typeable MRSA

OR Odds Ratio

ORT Ornithobacterium rhinotracheale

PBP2a penicillinbindendes Protein 2a

PCR polymerase chain reaction PFGE Pulsfeldgelelektrophorese PVE Productschappen Vee, Vlees

en Eieren (Wirtschafts- gruppen für Vieh, Fleisch und Eier, NL)

PVL Panton-Valentin- Leukozidin

R + D Reinigung und Desinfektion RKI Robert-Koch-Institut

S. Staphylococcus

SCCmec Staphylococcal Cassette Chromosome mec

SLST Single-Locus-Sequenz- Typisierung

Spa Staphylokokken-Protein A

spp. Spezies

ST Sequenztyp

U. Untersuchung

u. a. unter anderen

VRSA Vancomycin-resistenter Staphylococcus aureus VWA Voedsel en Waren

Autoriteit (NL)

WHO World Health Organization z. B. zum Beispiel

µg Mikrogramm

µl Mikroliter

µm Mikrometer

® eingetragenes Warenzeichen

T

Tabelle 1: Mastverfahren in Deutschland (vergleichend) ... 4

Tabelle 2: Staphylokokkenbedingte Erkrankungen beim Geflügel (nach ANDREASEN 2008) 7

Tabelle 3: Anteil von MRSA ST398 an allen MRSA-Isolaten beim Menschen ... 17

Tabelle 4: Risikofaktoren für Menschen, sich mit vom Tier übertragenen MRSA-Stämmen zu infizieren... 21

Tabelle 5: MRSA-Nachweise aus verschiedenen Fleischproben in den Niederlanden (nach DE BOER (2009) und VWA (2007) vergleichend) ... 35

Tabelle 6: MRSA-Typen in Lebensmittelproben aus dem deutschen Einzelhandel in Abhängigkeit von der Tierart (nach FETSCH et al. 2009 d) ... 35

Tabelle 7: Diversität der laMRSA-Isolate aus Hühnerfleisch und -zubereitungen (nach FETSCH et al. 2009 d) ... 36

Tabelle 8: Übersicht über die von verschiedenen Autoren isolierten MRSA-Isolate aus Geflügelproben... 36

Tabelle 9: Bestandscharakteristika vergleichend für alle acht Betriebe (A bis H) ... 42

Tabelle 10: Bewertung nach dem IKB-System... 46

Tabelle 11: Protokoll zur Probenentnahme der Abklatschplatten nach Reinigung und Desinfektion im Stall nach IKB ... 47

Tabelle 12: Übersicht über die durchgeführten Untersuchungen... 50

Tabelle 13: Eingesetzte Konzentrationen der antimikrobiellen Wirkstoffe in der Mikrotiterplatte (µg/ml) ... 53

Tabelle 14a: Einsatz von antimikrobiellen Wirkstoffen pro Betrieb (A – D) und Untersuchungsreihe (1, 2, 3 und 5) ... 57

Tabelle 14b: Einsatz von antimikrobiellen Wirkstoffen pro Betrieb (E - H) und Untersuchungsreihe (1, 2, 3 und 5) Tabelle 15: Darstellung der Untersuchungsergebnisse der Swabs pro Betrieb ... 59

Tabelle 16: Proben nach Reinigung und Desinfektion: 4. und 5. Untersuchungsreihe ... 61

Tabelle 17: Ergebnisse der IKB-Kontrolle... 61

Tabelle 18: Anteil positiver Staubproben in Abhängigkeit von der Lokalisation... 63

Tabelle 19: Vergleich von Einzelproben (Staub) mit Poolproben (Staub),Vier-Felder-Tafel 65 Tabelle 20: MHK-Bestimmung der MRSA-Isolate vom Geflügel ... 68

Tabelle 21: spa-Typen der MRSA-positiven Poolproben aus der Voruntersuchung... 70

Tabelle 22: Verteilung der nachgewiesenen spa-Typen auf die Untersuchungsbetriebe ... 70

Tabelle 23: Nachweis der einzelnen spa-Typen in verschiedenen Lokalisationen... 72

Tabelle 24: Lokalisationen der positiven MRSA-Einzelproben ... 73

Tabelle 25: Ergebnisse der Voruntersuchung (detailliert) ... 113

Tabelle 26: Ergebnisse der Betriebe I und J (1. Untersuchungsreihe, detailliert)... 113

Tabelle 27: Ergebnisse der Untersuchungsreihen 1 – 5 (detailliert) ... 114

Tabelle 28: Ergebnisse der IKB-Kontrolle (Betrieb A – H, detailliert) ... 116

Tabelle 29: Minimale Hemmkonzentrationsbestimmung im Mikro-Bouillondilutionstest in µg/ml ... 120

Tabelle 30: Oxacillinhemmhofbestimmung (detailliert)... 122

A

Abbildung 1: Die MRSA-Komplexe (nach MEEMKEN et al. 2009) ... 14 Abbildung 2: Problemkreise in der Veterinärmedizin in Bezug auf MRSA

(TENHAGEN et al. 2008)... 24 Abbildung 3: Reinigungs- und Desinfektionsmanagement der Betriebe A bis H ... 45 Abbildung 4: Probenentnahmelokalisationen im Stall... 49 Abbildung 5: MRSA-Status der acht Hähnchenmastbetriebe (A – H) anhand von

Einzelproben... 63 Abbildung 6: Darstellung von Betrieben mit einer MRSA-positiven Poolprobe verglichen

mit der Anzahl MRSA-positiver Einzelproben pro Betrieb... 64 Abbildung 7: Hemmhöfe im Agardiffusionstest mit Oxacillin (1 µg), gesamt ... 66 Abbildung 8: Verteilung der typisierten MRSA-Isolate auf die nachgewiesenen

spa-Typen... 69

1 E

Methicillin-resistente Staphylococcus aureus- (MRSA-) Stämme sind fakultativ pathogene Bakterien, die zu schwerwiegenden Wund- und Atemwegsinfektionen bishin zu Blutvergiftungen führen können. MRSA-Stämme sind in Krankenhäusern, anderen Gesundheitseinrichtungen und auch im ambulanten Bereich seit Jahrzehnten Erreger nosokomialer Infektionen. Nosokomiale Infektionen sind Infektionen, die durch Ansteckung in einem Krankenhaus oder einer ähnlichen Einrichtung des Gesundheitswesens erworben werden (griechisch: Nosokomeion = Krankenhaus).

Neben dem humanmedizinischen Bereich sind in den vergangenen Jahren der veterinärmedizinische Bereich und die Landwirtschaft als neue Reservoire (z. B. Schweine, Rinder, Pferde) in das Blickfeld der MRSA-Epidemiologie gerückt. MRSA-Stämme treten hier einerseits als Infektionserreger in Tierkliniken auf, andererseits wurden sie bei gesunden Nutztieren nachgewiesen. So konnten MEEMKEN und BLAHA (2008) zeigen, dass beim Mastschwein eine klonale MRSA-Linie (ST398) zirkuliert. Dieser Typ wurde auch bei Personen gefunden, die beruflich mit dem Nutztier Schwein Kontakt haben, also bei Landwirten, Tierärzten und Mitarbeitern der amtlichen Fleischuntersuchung sowie beim Laborpersonal (MEEMKEN et al. 2008).

Es galt in der hier vorliegenden Untersuchung zu überprüfen, ob und – falls ja – welche MRSA-Klone beim Geflügel nachzuweisen sind.

Bei der vorliegenden Arbeit handelt es sich um eine deskriptive und explorative Studie zur Abschätzung der Häufigkeit des Auftretens von MRSA beim Masthähnchen in konventioneller Haltung. Es ist die erste systematische Untersuchung zum Vorkommen von MRSA beim Mastgeflügel. Daher geht es zunächst einmal um die Feststellung der Häufigkeit des Vorkommens in gesunden, klinisch nicht auffälligen Mastgeflügelbeständen. Bei keinem der Isolate handelte es sich um ein klinisches Isolat, d. h. diese stammten nicht von pathologisch-anatomischen Veränderungen, sondern ausnahmslos von asymptomatischen, unauffälligen bzw. gesunden Beständen.

Für die Untersuchung wurden Staubproben aus Geflügelmastbeständen in Nordwestdeutschland entnommen. Durch die Nachweishäufigkeit von MRSA in Stallstäuben

Außerdem sollten Aussagen zur Stammzugehörigkeit getroffen werden. Durch die Beurteilung unterschiedlicher Proben von Staub auf vom Geflügel stammende MRSA-Isolate sollte eine effiziente Methode zur Identifizierung von MRSA in Geflügelmastbeständen erarbeitet werden. Insbesondere war von Interesse, ob Einzelproben geeigneter sind als Poolproben.

2 L

2.1 Geflügelmast in Deutschland (Kennzahlen)

In Deutschland wird immer mehr Geflügelfleisch verzehrt. Der Pro-Kopf-Verbrauch der Bevölkerung lag 2008 bei 18,8 kg. Der Selbstversorgungsgrad in Deutschland betrug im selben Jahr 86,9 % für Geflügelfleisch insgesamt (BECK 2010). Die deutschen Geflügelfleischproduzenten haben ihren Fokus auf der Erzeugung und Vermarktung von frischen Teilstücken, wodurch sie gute Chancen haben, sich von Anbietern gefrorener Ware aus Drittländern abzuheben und wettbewerbsfähig zu bleiben, trotz der im EU-Vergleich in Deutschland relativ hohen Auflagen (siehe Tierschutz-Nutztierhaltungs-Verordnung) an die Tierhaltung (WAGNER 2010).

2.1.1 Haltung

Mit der Richtlinie 2007/43/EG des Rates vom 28. Juni 2007 über Mindestvorschriften zum Schutz von Masthühnern wurde vom Rat der Europäischen Gemeinschaften gemeinschaftliche Tierschutzregelungen zur Haltung von Masthühnern erlassen, die spätestens bis zum 30. Juni 2010 in nationales Recht umgesetzt werden mussten. Wesentlich für Deutschland ist, dass die maximale Besatzdichte zu keinem Zeitpunkt 39 kg Lebendgewicht pro m² Nutzfläche überschreiten darf.

In Deutschland erfolgt die Mast von Hähnchen entweder konventionell in geschlossenen Ställen mit Zwangslüftung oder in offenen Louisianaställen, Naturställe mit natürlicher Lüftung, ausschließlich in Bodenhaltung auf Einstreu mit unkupierten Tieren. Als Einstreumaterial werden nichtimprägnierte Weichholzhobelspäne, gehäckseltes Stroh, Dinkelspelzen oder getrocknete Maissilage verwendet. In Deutschland sind drei Hauptmastverfahren und eine Zwischenstufe (Splittingverfahren) üblich, die durch eine unterschiedliche Mastdauer und entsprechende Mastendgewichte gekennzeichnet sind (BERK 2010; siehe Tabelle 1).

2.1.2 Fütterung

Die meisten Hähnchenmastställe verfügen über Rundtröge (Durchmesser: 39 cm) mit Rohrfutteranlagen, bei denen den Tieren mindestens 0,66 cm nutzbare Trogseite pro kg

Futterbereiche in Form von Papierbahnen (Kükenpapier) angeboten. Wasser erhalten die Tiere aus Tränkenippeln (meist mit Tropfschale). Hier sind maximal 15 Tiere pro Tränkenippel vorzusehen. Das Wasser soll Trinkwasserqualität aufweisen und mindestens zweimal jährlich auf den Härtegrad, den Salzgehalt sowie den Nitratgehalt und Bakterienverunreinigungen untersucht werden (JEROCH u. DÄNICKE 2010).

Tabelle 1: Mastverfahren in Deutschland (vergleichend)

Kurzmast Mittellangmast Langmast (Roastermast)¹ Splittingverfahren² Mastdauer

in Tagen

29 – 32 36 – 38 39 bzw. 46 (Hennen);

46 (Hähne)

30 bzw. 36 mit Vorgreifen Mastendgewicht

in g

1500 – 1600 2000 – 2200 2000 – 2300 (Hennen) 2800 – 3300 (Hähne)

1500 – 1600 (Vorgreifen);

2000 – 2200 (Endausstallung)

Durchgänge/Jahr 8,1 6,7 6,5 ca. 6

1 In der Langmast erfolgt die Mast geschlechtsgetrennt, am 39. Lebenstag werden ca. 60 % der Hennen mit einem Lebendgewicht von ca.

2000 g geschlachtet, während die übrigen 40 % im Stall verbleiben und zusammen mit den Hähnen am 46. Lebenstag ausgestallt werden.

2 Um den 30. Masttag werden ca. 20 – 30 % der eingestallten Tiere mit einem Gewicht von 1500 – 1600 g “vorgegriffen“ (herausgenommen) und geschlachtet, sodass die Besatzdichte reduziert wird. Die verbleibenden Tiere werden mit ca. 36 Masttagen und höheren Mastendgewichten von ca. 2000 – 2200 g geschlachtet.

Das Starterfutter wird den Küken gekrümelt oder pelletiert angeboten. Es hat ca. 22 % Rohprotein und einen Energiegehalt von ca. 12,6 MJ ME/kg. Es wird ca. zehn Tage lang gefüttert (das entspricht ca. 250 g Starterfutter/Tier). Anschließend erfolgt ein Wechsel zum Mastfutter. Dieses hat ca. 20,5 % Rohprotein und 13,2 MJ ME/kg. Beide Futter (Starterfutter und Mastfutter) werden prophylaktisch mit einem Antikokzidiosemittel ausgestattet (BEST 3 2009). Kokzidiose ist nach wie vor eine der wirtschaftlich bedeutendsten Erkrankungen des Wirtschaftsgeflügels (DWARS 2009; PEEK u. LANDMAN 2009). Nach der Mastfutterphase wird noch ca. drei Tage lang Endmastfutter, ohne Antikokzidiosemittel, verabreicht. Dieses Futter hat üblicherweise 19,5 % Rohprotein und 13,4 MJ ME/kg (BEST 3 2009). Beide Futtermittel (Mastfutter und Endmastfutter) werden pelletiert angeboten, um eine hohe Nährstoffdichte in den Futtermitteln zu erreichen. Der Eiweißgehalt des Futters fällt vom Starterfutter bis zum Endmastfutter ab, da die Futteraufnahme pro Tier und Tag stark zunimmt, gleichzeitig der Bedarf aber nicht so stark ansteigt und damit der Eiweißbedarf trotz Absenkung ausreichend gedeckt wird. Der Energiegehalt des Futters steigt durch den täglich wachsenden Bedarf an Energie vom Starterfutter bis zum Endmastfutter an. Eine Zugabe von ganzem Weizen ist in der Praxis weit verbreitet (bis 15 % zu dem Standardfutter). Einige Mäster verarbeiten höhere Mengen von betriebseigenem Getreide (Weizen), hierbei ist die Verwendung entsprechender Ergänzungsfuttermittel zu empfehlen (KAMPHUES et al. 2009).

Mit einer Futterverwertung von 1,7 bis 1,75 kg Futter/kg Zuwachs kann Hähnchenfleisch deutlich günstiger produziert werden als Puten-, Schweine- oder Rindfleisch (DAMME 2009).

2.1.3 Gesundheit

In Deutschland gibt es eine Vielzahl von Geflügelfleischvermarktern, die mit Vertragslandwirten kooperieren. Diese beziehen die Eintagsküken aus spezialisierten Brütereien mit vorgeschalteten eigenen Elterntierbetrieben. In den ersten Lebenstagen sind die Tiere durch maternale Antikörper gegen eine Vielzahl von Infektionen geschützt; die maternalen Antikörper schützen Masthähnchen maximal für einen Zeitraum von drei Wochen (KENSE 2009). Die eigenen Abwehrkräfte werden erst im Laufe der Zeit entwickelt und müssen durch die Einhaltung optimaler Hygienebedingungen und bei Bedarf durch Impfungen (gegen die Newcastle Disease besteht eine Impfpflicht gemäß Geflügelpest- verordnung) und Medikamente, verabreicht durch den bestandsbetreuenden Tierarzt, unterstützt werden. Eine gründliche Reinigung und Desinfektion nach jedem Durchgang, eine kontinuierliche Schadnagerbekämpfung, das Tragen von betriebseigener Schutzkleidung sowie das Einschränken des Besucherverkehrs sind die Voraussetzungen für gesunde, vitale und leistungsstarke Masttiere (FABRI 2009; NIEMANN 2009).

2.2 Gattung Staphylococcus

Bakterien der Gattung Staphylococcus gehören zur Familie der Micrococcaceae (FOSTER 2002). Die Gattung Staphylococcus enthält ca. 51 Spezies und Subspezies (DSMZ 2009) und ist den grampositiven Kokken zuzuordnen.

2.2.1 Eigenschaften

Staphylokokken bilden keine Sporen, gehören aber zu den widerstandsfähigsten Keimen unter den nicht sporenbildenden Bakterien (ROLLE u. MAYR 2001). Sie haben eine kugelige bis ovale Zellform und einen Durchmesser von etwa 1 µm. Sie vermehren sich sowohl aerob als auch anaerob. Im mikroskopischen Bild können sie in Haufen oder Trauben beobachtet werden (griechisch: staphyle = die Weintraube). Sie bilden ein eisenhaltiges Enzym (Katalase), das sie als wichtigstes Merkmal von den Streptokokken abgrenzt. Einige

Staphylokokken-Spezies produzieren das Enzym Koagulase u. a. (Staphylococcus (S.) aureus und S. intermedius), welches ein wesentliches diagnostisches Kriterium der klinisch wichtigen, fakultativ bis obligat pathogenen Spezies ist. Die goldgelbe bis gelbweißliche Pigmentierung der Kolonien führte zu der Bezeichnung „aureus“ (lateinisch: aureus = golden). Staphylokokken sind anspruchslos und wachsen auf fast allen einfachen Nährmedien sowie in Gegenwart von bis zu 10 % NaCl zwischen 18 und 40 °C.

Ein Virulenzfaktor von S. aureus ist das Enzym Plasmakoagulase. Damit kann S. aureus analog dem Thrombin die Umwandlung von Fibrinogen zu Fibrin im Blutplasma unterschiedlicher Spezies bewirken (ROLLE u. MAYR 2001). Dieser Faktor begünstigt die Anheftung und Etablierung der Staphylokokken nach der Invasion in den Körper, da ein Fibrinnetz eine gute Haftgrundlage darstellt und so etwaige Abwehrzellen auf Distanz gehalten werden. Aus diesem Grund unterscheidet man klinisch koagulasenegative (KNS) von koagulasepositiven Staphylokokken und Spezies mit variablem Koagulaseverhalten.

Koagulasenegative Staphylokokken sind klassische fakultativ pathogene Opportunisten.

Die beiden Hauptvertreter dieser Gruppe sind Staphylococcus epidermidis und Staphylococcus saprophyticus. In der Kleintiermedizin sind es S. pseudintermedius und S.

intermedius.

2.2.2 Staphylococcus aureus

Staphylococcus aureus ist ein fakultativ pathogener Kommensale von Mensch und Tier (TENHAGEN et al. 2008). In der Veterinärmedizin ist S. aureus als Verursacher von pyogenen und invasiven Prozessen (Abszesse, Wundinfektionen, Pneumonien, Endokarditiden, Sepsis) sowie von toxinvermittelten Erkrankungen (Lebensmittel- vergiftungen des Menschen) von großer Bedeutung. Die Virulenz des S. aureus beruht auf der Bildung verschiedener endogener und exogener Pathogenitäts- und Virulenzfaktoren, z. B.

der Plasmakoagulase (siehe Kapitel 2.2.1), des Alphatoxins (Porenbildung in der Membran von Körperzellen), des Leukozidins = Panton-Valentine-Leukozidin (stimuliert und zerstört polymorphkernige Leukozyten, ist zytotoxisch) und der Enterotoxine, die für die Lebensmittelvergiftungen verantwortlich sind (FOSTER 2002).

Bakterielle Resistenzen entstehen durch Mutation oder durch Aquirierung von genetischem Material. Mikroorganismen mit Resistenzdeterminanten haben gegenüber „sensiblen“

Vertretern einen Selektionsvorteil.

2.2.3 Weitere Staphylococcus-Arten beim Geflügel

Aus gesundem Geflügel wurde eine ganze Reihe von Staphylococcus-Spezies nachgewiesen, u. a. S. aureus, S. epidermidis, S. xylosus, S. cohnii, S. lentus, S. saprophyticus, S. sciuri und S. gallinarum (KAWANO et al. 1996; SAIF 2008). Andere als S. aureus beim Geflügel nachweisbare Spezies spielen gegenwärtig als Krankheitserreger keine Rolle. Bei immunsuppressiven Tieren können jedoch auch koagulasenegative Staphylokokken wie z. B.

S. epidermidis Krankheitsprozesse verursachen (SIEGMANN u. NEUMANN 2005).

2.2.4 Staphylokokkenbedingte Erkrankungen beim Geflügel

Der wichtigste Vertreter aus der Gattung Staphylococcus für Geflügel stellt S. aureus dar;

dieser wird auch am häufigsten aus erkranktem Geflügel nachgewiesen und verursacht vor allem entzündliche Erkrankungen des Bewegungsapparates.

Staphylokokkenbedingte Erkrankungen beim Geflügel sind seit mehr als 100 Jahren bekannt, die ältesten Berichte handeln von Arthritis und Synovitis (JUNGHERR 1933). Die ökonomischen Verluste durch staphylokokkenbedingte Erkrankungen sind hoch, diese werden verursacht durch Minderzunahmen, Rückgang der Legeleistung, Lahmheiten und Ausfälle vor dem Ende der Mast. S. aureus verursacht beim Geflügel folgende vom Alter abhängige Erkrankungsbilder (siehe Tabelle 2): Embryosterblichkeit, Nabel- und Dottersackentzündungen, Septikämie, Arthritis/Synovitis, Ostitis-Osteomyelitis-Chondro- necrosis (ROLLE u. MAYR 2001) und Dermatitiden (HINZ u. BEHR 2005).

Tabelle 2: Staphylokokkenbedingte Erkrankungen beim Geflügel (nach ANDREASEN 2008)

Sitz der Erkrankung Alter der Tiere Läsion Folge

Knochen bevorzugt ältere Osteomyelitis Lahmheit

Gelenke/Ständer bevorzugt ältere Arthritis, „Bumblefoot“ Lahmheit

Dottersack Küken Omphalitis Tod

Blut jedes Alter generalisierte Nekrose Tod

Haut Jüngere gangränöse Dermatitis Tod

Zur Diagnosestellung ist der kulturelle Erregernachweis aus Organmaterial frisch verendeter

Behandlung erfolgt mit antmikrobiellen Wirkstoffen (halbsynthetische Penicilline, Makrolidantibiotika, Lincosamide, Trimethoprim-Sulfonamid-Kombinationen und Fluorchinolone) via Tränkwasser nach Anfertigung eines Antibiogramms.

Die Resistenzlage für S. aureus beim Geflügel in den Jahren 2004/2005 zeigte 97,4 % Oxacillin-sensible Isolate (WALLMANN et al. 2007). In der Studie untersuchte Isolate stammten von klinisch erkrankten Tieren (Septikämie).

2.2.5 Diagnostik

2.2.5.1 Kulturelle Untersuchung/Phänotypisierung

Ziel der Phänotypisierung ist es, den Erreger anhand seines Phänotyps (Erscheinungsbild) zu charakterisieren. Der Phänotyp ist die Summe aller äußerlich feststellbaren Merkmale eines Individuums. Dazu zählen: das Resistenzmuster, die Stoffwechseleigenschaften (Zuckerabbau), die Oberflächenantigene (Kapselantigene), das Wachstumsverhalten und die Pigmentierung. Die Phänotypisierung ist erprobt, da sie seit langem in Verwendung ist und, verglichen mit den molekularbiologischen Methoden, für die oft teure Geräte benötigt werden, günstig ist. Sie ist für epidemiologische Fragestellungen zwar nur begrenzt einsetzbar, lässt aber immerhin die Differenzierung zwischen MRSA und Methicillin- sensiblen S. aureus (MSSA) zu (WITTE et al. 2005). Zur kulturellen Erregeranzucht: siehe Kapitel 3.5.1

2.2.5.2 Molekularbiologische Typisierungsmethoden/Genotypisierung Für die Untersuchung von Krankheitserregern mit klonaler, nicht sexueller Reproduktion wie MRSA hat sich die molekulare Diagnostik als unverzichtbares Werkzeug zur Untersuchung von Populationsdynamiken und bei Ausbreitungsstudien erwiesen (FETSCH et al. 2009 c).

Der Genotyp (das Erbbild) eines Organismus repräsentiert seine exakte genetische Ausstattung, d. h. den individuellen Satz von Genen, den er in sich trägt.

Die Genotypisierung ermöglicht die Erkennung von hochpathogenen Klonen einer Spezies (hier MRSA), die Erkennung epidemiologischer Zusammenhänge (Ausbruchsabklärung) und den Informationsaustausch mit anderen Laboren (bzw. Ländern).

Dies ist für die Beantwortung der Frage nach der Herkunft ein wichtiges Element. Zu den molekularbiologischen Methoden zählen: Multi-Locus-Sequenz-Typisierung (MLST), die

Typisierung anhand des Polymorphismus des Gens, das für Protein A kodiert (spa- Typisierung), die Typisierung anhand der Struktur des SCCmec (SCCmec-Typisierung) und die Pulsfeldgelelektrophorese (PFGE) (TENHAGEN et al. 2008; CUNY 2009).

2.2.5.2.1 MLST-Typisierung

Die MLST-Typisierung ist die Methode der Wahl bei phylogenentischen Untersuchungen an S. aureus- Stämmen (INDRA 2006). Es ist ein modernes Verfahren, welches auf der direkten Sequenzierung von mehreren Gen-Abschnitten basiert. Hierbei handelt es sich um die partielle Sequenzierung von sieben Housekeeping-Genen (Haushaltsgene), d. h. immer aktive und im Genom vorhandene Gene. Für S. aureus sind diese: arc, aro, glp, gmk, pta, tpi und yqi. Das Verfahren umfasst die Amplifikation von ca. 500 bis 700 Basenpaaren langen Housekeeping-Gen-Abschnitten in getrennten Ansätzen mittels PCR (Polymerase-Chain- Reaction) nach Isolation der bakteriellen DNA. Die amplifizierten Housekeeping-Gen- Abschnitte werden nach einem Reinigungsschritt in die DTCS-Reaktion (Dye-Termination- Cycle-Sequencing) eingesetzt, in der die verschiedenen Basen mit spezifischen Fluoreszenzfarbstoffen markiert werden, um dann schließlich die Basensequenz der Housekeeping-Gen-Abschnitte ermitteln zu können. Jedem Genlocus wird je nach Sequenz des jeweiligen Housekeeping-Gen-Abschnittes eine Allelnummer zugeordnet, wobei identische Sequenzen eines Gens immer dieselbe Nummer erhalten. Dabei spielt es für die Vergabe der Allelnummern keine Rolle, ob eine oder mehrere Nukleotide in einer Gen- Sequenz abweichen. Ein typisiertes Isolat enthält auf diese Weise also für jedes der sieben Housekeeping-Gene eine Allelnummer. Die Kombination der Allelnummern bestimmt dann den Sequenztyp (ST) eines Isolats. Isolate mit demselben Sequenztyp werden als Angehörige eines Klons angesehen (FETSCH et al. 2009 b). Die Vergabe der Allelnummern und die Zuordnung zu Sequenztypen können über Onlinedatenbanken (www.mlst.net) erfolgen.

Dadurch ist ein Höchstmaß an Vergleichbarkeit gewährleistet (ENRIGHT et al. 2000).

Die Vorteile dieser Methode sind die gute Reproduzierbarkeit, eine gute phylogenetische Aussage, ein einfacher internationaler Datenaustausch und Vergleich und eine eindeutige Nomenklatur. Als ein wesentlicher Nachteil ist der hohe Preis zu nennen und die langsame Veränderung der Muster zu sehen (Veränderungen der spa-Typen werden schneller gesehen als Veränderungen der MLST-Typen).

2.2.5.2.2 spa-Typisierung

Die spa-Typisierung verbindet Eigenschaften der PFGE und der MLST. Sie ist auch ein gutes zusätzliches Verfahren für die MRSA-Typisierung. Jeder derzeit bekannte S. aureus bildet Protein A (INDRA 2006). Das spa-Gen, welches die genetische Information für das Protein A enthält, zeichnet sich durch eine polymorphe Region X (Repeat-Region) aus, welche mit entsprechenden Primern zuverlässig amplifiziert werden kann. Die DNA-Sequenz der Amplifikate wird anschließend durch Sequenzanalyse ermittelt. Die Anzahl der Repeats schwankt zwischen eins und 20, und diese weisen jeweils eine Länge von 21 bis 27 Basenpaaren auf. Durch Abgleich der Sequenzen mit einer Datenbank (www.mlst.net) kann der spa-Typ bestimmt werden. Im Vergleich zu der MLST ist diese Methode wesentlich kostengünstiger, da es sich um eine Single-Locus-Sequenzierung (SLST) handelt (FETSCH et al. 2009 b).

Mit dem ST398 sind verschiedene spa-Typen assoziiert. Beispiele dafür sind: t011, t108, t034 und t567 (WIELER et al. 2008).

Der bei Pferden und Veterinärpersonal nachgewiesene MRSA ST254, t036, SCCmec IVd ist dabei eindeutig verschieden zu dem vom Menschen bekannten „Hannover-Epidemiestamm“

ST254, t009, SCCmec IVh, wobei andere nachgewiesene MRSA-Stämme wie ST398 und ST1 keine ausgeprägte Wirtsspezifität besitzen (CUNY 2009).

Bei der spa-Typisierung der vom Schwein in Deutschland isolierten MRSA-Stämme wurden überwiegend die spa-Typen t011 und t034 nachgwiesen (TENHAGEN et al. 2008).

2.2.5.2.3 PFGE (Pulsfeldgelelektrophorese)

Die Pulsfeldgelelektrophorese gilt als Goldstandard in der Ausbruchsabklärung (INDRA 2006). Diese Methode dient der Auftrennung von DNA-Fragmenten, die in Abhängigkeit von ihrer molekularen Größe ein halbfestes Medium (Agarosegel) unterschiedlich schnell passieren. Dabei wandern kleinere DNA-Fragmente schneller als große. Hierzu wird die chromosomale DNA mit einem Restriktionsenzym (z. B. SmaI) in Fragmente geschnitten. Die Fragmente werden in einem gepulsten (regelmäßig die Polarität und Ausrichtung wechselnden) elektrischen Feld aufgetrennt. Mittels eines DNA-Markers kann nach Abschluss der Elektrophorese und Färbung mit DNA-affinen Farbstoffen die Größe der einzelnen Amplifikatfraktionen unter UV-Licht bestimmt werden. Diese Bandenmuster

stellen den „genetischen Fingerabdruck“ des jeweiligen Bakteriums dar. Im Hinblick auf den Anwendungsaufwand ist die PFGE jedoch sehr personal-, zeit- und damit kostenintensiv. Im Zusammenhang mit laMRSA gilt es zu bedenken, dass MRSA ST398 anhand dieses Standardverfahrens mit dem Enzym SmaI nicht typisiert werden kann (FETSCH et al. 2009 b). MRSA ST398 kann mit der PFGE unter der Verwendung des Enzyms ApaI (KADLEC et al. 2009) oder Cfr9I (VAN WAMEL et al. 2010) typisiert werden

2.2.5.2.4 SCCmec- Typisierung

Die SCCmec-Kassette stellt ein mobiles genetisches Element dar, das von S. aureus aufgenommen und in das bakterielle Genom eingebaut wird. Von diesem Element sind bislang ach Haupttypen von SCCmec-Kassetten beschrieben: SCCmec I – VIII (WAGENAAR et al. 2008; YU et al. 2008). Die SCCmec-Typisierung basiert auf dem PCR- gerichteten Nachweis bestimmter Bereiche in den unterschiedlichen SCCmec-Kassetten (KONDO et al. 2007).

2.3 Methicillin-resistente Staphylococcus aureus (MRSA)

Die durch Staphylococcus aureus-Septikämien beim Menschen bedingte Mortalität lag in den frühen 1940er Jahren bei über 80 % (SKINNER u. KEEFER 1941) und fiel deutlich auf 20 % nach der Einführung von Penicillin G nach 1941 (BRONZWAER 2008).

Innerhalb von zehn Jahren wurden jedoch über 90 % aller S. aureus-Isolate resistent gegen Penicillin (BRONZWAER 2008), indem sie die Fähigkeit erwarben, das Enzym Penicillinase zu bilden, eine β-Laktamase. Die β-Laktamasen spalten den β-Laktamring und heben damit die antibiotische Wirkung von β-Laktam-Antibiotika, zu denen z. B. Penicillin gehört, auf. In den 1960er Jahren wurde Methicillin, ein halbsynthetisches, β-Laktamase-stabiles Antibiotikum, eingeführt, welches die Behandlung von gegen Penicillin resistente S. aureus- Stämme weiterhin ermöglichte. Schließlich nahm der Anteil der Methicillin-resistenten S.

aureus-Stämme zu, bis es in den 1990er Jahren durch die besondere Ausbreitungsfähigkeit der S. aureus-Stämme zu EMRSA (epidemische MRSA) kam (WILKS 2008).

Methicillin-resistente S. aureus-Isolate sind als Infektionsursache beim Menschen seit 1961 bekannt (JEVONS 1961; BARBER 1964). In der Humanmedizin sind MRSA-Stämme weltweit die am meisten gefürchteten Erreger nosokomialer, d. h. im Krankenhaus

auch zu schwerwiegenden Wund- und Atemwegsinfektionen sowie zur Blutvergiftung führen.

Aktuell beträgt die Letalität der humanen Staphylokokken-Sepsis ca. 15 %.

Bei Tieren wurde erstmals 1972 über eine Mastitis beim Rind durch MRSA aus Belgien berichtet (DEVRIESE et al.1972), in den Folgejahren dann über sporadische Infektionen bei verschiedenen Haustierarten (CUNY 2009).

Kennzeichnend für MRSA ist der Erwerb des für die Resistenz gegen Oxacillin/Methicillin verantwortlichen mecA-Gens durch horizontalen Gentransfer eines mobilen Elements, der Staphylokokken-Kassette (SCCmec), bei der bis vor kurzem die Typen I – V unterschieden wurden (YU et al. 2008; WAAGENER et al. 2008). Mittlerweile wurden acht Typen mit unterschiedlichen Subtypen beschrieben. Die SCCmec-Typisierung wird derzeit intensiv diskutiert, da unterschiedliche etablierte Methoden zu variablen Ergebnissen bei der Typisierung führen (JANSEN et al. 2009).

Das mecA-Gen kodiert für das penicillinbindende Protein 2a (PBP2a). Aufgrund dieser genetischen Information sind alle mecA-Gen tragenden, PBP2a produzierenden MRSA- Stämme gegen alle β-Laktam-Antibiotika (Penicilline und Cephalosporine) resistent (CHAMBERS 1997). Die mecA-Gen-vermittelte Resistenz kann nicht durch β-Laktamase- Inhibitoren aufgehoben werden, denn sie beruht nicht auf der Wirkung von β-Laktamasen, sondern darauf, dass die Inaktivierung des eigentlichen Angriffmoleküls der genannten Antiinfektiva durch Synthese eines weiteren Proteins kompensiert wird (WIELER 2008).

Darüber hinaus sind MRSA häufig gegen zahlreiche weitere Antiinfektiva unempfindlich, z. B. gegen Aminoglycoside, Makrolide, Lincosamide, Streptomycine, Tetracycline und Chloramphenicol, aber auch gegen Fluorchinolone und Rifampicin. Daher werden MRSA- Stämme inzwischen in verschiedenen Publikationen als multiresistent bezeichnet (NEMATI et al. 2008; WIELER 2008; FRIEDRICH 2009). Ein erheblicher Anteil von ST398 Isolaten (Schwein und Rind) sind nur gegen zwei Antibiotikaklassen resistent, dabei handelt es sich um β-Laktame und Tetracycline (KADLEC et al. 2009; FEßLER et al. 2010). In diesen Fällen ist eine Therapie nach wie vor gut möglich. Als multiresistent sollten daher nur MRSA-Isolate bezeichnet werden, die mindestens gegen drei verschiedene Antibiotikaklassen resistent sind SCHWARZ et al.2010). Vermutlich sind diese hoch adaptierten Stämme besonders gut in der Lage, weitere Resistenzgene, die auf Plasmiden oder Transposons lokalisiert sind, zu erwerben sowie Resistenzen durch Punktmutationen zu generieren.

MRSA-Stämme sind laut dem Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI Dokument M31-A3) definiert als S. aureus, bei denen entweder das für die Resistenz verantwortliche mecA-Gen (genotypisch) oder das durch dieses Gen kodierte zusätzliche penicillinbindende Protein 2a (phänotypisch) nachgewiesen wird.

Ist ein S. aureus sensibel gegenüber Oxacillin bzw. Methicillin, wird er als MSSA bezeichnet (Methicillin-sensibler Staphylococcus aureus).

Die MRSA-Komplexe: haMRSA, caMRSA und laMRSA

Es wird zwischen den MRSA-Stämmen, die ausschließlich in Krankenhäusern und Pflegeeinrichtungen vorkommen und als „healthcare associated MRSA“ (haMRSA) bezeichnet werden und solchen MRSA-Stämmen, die bei Teilen der Bevölkerung beobachtet werden, und die nicht mit denen in den Hospitälern identisch sind und auch nicht auf eine Übertragung oder Infektion aus diesem Bereich zurückzuführen sind, unterschieden. Diese werden als caMRSA („community associated MRSA“) bezeichnet und unterscheiden sich phäno- und genotypisch deutlich von den Isolaten aus dem Gesundheitswesen (WITTE et al.

2008). Sie sind typischerweise gegen die meisten anderen Antibiotika sensibel und tragen das Gen für Panton-Valentin-Leukozidin (PVL) (WITTE et al. 2005; EFSA 2009) (siehe Kapitel 2.2.1), die haMRSA-Stämme sind meistens multiresistent. Eine weitere Gruppe stellen die als

„animal associated“ oder „livestock associated“ bezeichneten MRSA-Stämme (laMRSA) dar (siehe Abbildung 1). Gemeint sind solche MRSA-Stämme, die bei Nutztieren vorkommen.

Ein spezifischer Klon dieser Stämme mit der Bezeichnung ST398 wurde in den letzten Jahren vermehrt bei Nutztieren in einer Reihe von Länder nachgewiesen (KASZANYITZKY et al.

2004; KITAI et al. 2005; MEEMKEN et al. 2008; NEMATI et al. 2008). Schließlich gibt es noch die MRSA-Stämme in Tierkliniken, die bei Liebhaber- und Begleittieren auftreten, insbesondere bei Hunden und Pferden. Zu der Risikogruppe für eine Infektion zählen hier die Patientenbesitzer, das Personal von Tierkliniken und natürlich andere in der entsprechenden Klinik behandelte Tiere.

Die haMRSA-Stämme tragen die SCCmec-Typen I, II und III, wohingegen für die caMRSA- Isolate überwiegend die SCCmec-Typen IV und V nachgewiesen wurden (WITTE et al. 2007;

YU et al. 2008).

Abbildung 1: Die MRSA-Komplexe (Größe der Kreise = Schätzung des Anteils am Gesamtvorkommen;

nach MEEMKEN et al. 2009)

Die Ausstattung von S. aureus mit Pathogenitätsfaktoren wie z. B. PVL ist variabel (TENHAGEN und KÄSBOHRER 2008) und wird durch die lukS-PV und lukF-PV-Gene kodiert (WITTE et al. 2007; YU et al. 2008), die vornehmlich in den caMRSA-Isolaten nachzuweisen sind. Beim PVL handelt es sich um ein extrazelluläres, porenbildendes Toxin, welches es den caMRSA-Stämmen ermöglicht, ihre Zielgruppe, gesunde Personen ohne Risikofaktoren, zu infizieren. PVL war bis vor kurzem bei MRSA-Stämmen von Tieren nicht bekannt (RKI 2008). In neueren Publikationen wird über vom Tier stammende, PVL-positive MRSA-Isolate berichtet (RANKIN et al. 2005; YU et al. 2008). HUIJSDENS et al. (2009) untersuchten laMRSA-ST398-Stämme von Menschen aus den Jahren 2003 bis 2009, einzelne Isolate vom spa-Typ t034 waren PVL-positiv.

2.3.1 Spezifische Diagnostikmethoden für MRSA

Für den Nachweis von MRSA gibt es kommerziell erhältliche MRSA-Chromogen- Agarplatten von verschiedenen Herstellern, auf welchen z. B. Nasentupfer direkt

laMRSA caMRSA

haMRSA

MRSA in Tierkliniken

LM

?

ausgestrichen werden können. Da beim Tier in der Regel eine starke Begleitflora herrscht, die durch selektive Anreicherung unterdrückt werden sollte, hat sich die Methode einer Zwei- Stufen-Anreicherung und anschließender kultureller Untersuchung auf MRSA-Chromagar (siehe Kapitel 3.5.1) bewährt.

Von den molekularbiologischen Methoden wird vom Nationalen Referenzzentrum (NRZ) für Staphylokokken des Robert-Koch-Instituts seit Mai 2006 die spa-Sequenzanalyse als first- line-Typisierungsverfahren eingesetzt (RKI 2007) und für ausgewählte Isolate, je nach Situation und Fragestellung, durch weitere Verfahren wie die Multi-Locus-Sequenz- Typisierung ergänzt (RKI 2009; siehe Kapitel 3.5). Die Zuordnung von klonalen Linien (ST) aufgrund des spa-Typs ist bei epidemiologischen Analysen über begrenzte Zeiträume und geografische Regionen gut möglich (RKI 2009).

2.3.2 MRSA ST398

Der Typ MRSA ST398 zeichnet sich dadurch aus, dass seine DNA mittels der Pulsfeldgelelektrophorese, unter Verwendung des Enzyms SmaI nicht typisiert werden kann.

Unter Verwendung anderer Enzyme kann man MRSA ST398 jedoch auch mittels der PFGE typisieren (siehe Kapitel 2.2.5.2.3). MRSA-Isolate vom Typ ST398 besitzen ein Restriktionsmodifikationsenzym, das die Zielsequenz des Enzyms SmaI methyliert (BENS et al. 2006) und werden daher häufig als NT-MRSA (non-typeable MRSA) bezeichnet (TENHAGEN et al. 2008). Mittels einer speziellen Nachweismethode, der Multi-Locus- Sequenz-Typisierung (MLST), kann dieser Stamm hingegen typisiert werden. Mit dem klonalen Komplex CC398 sind verschiedene spa-Typen assoziiert. Die spa-Typisierung ist für eine Aussage zur möglichen Herkunft der Isolate von großer Bedeutung.

Tier

MRSA ST398 wurde vor allem bei Nutztieren nachgewiesen. Der erste Nachweis gelang beim Schwein (WITTE et al. 2003; VOSS et al. 2005; MEEMKEN et al. 2008).

Landwirtschaftliche Nutztiere werden als mögliches Reservoir für MRSA ST398 angenommen (EFSA 2009). MRSA ST398 wurde auch bei Personen gefunden, die mit Nutztieren Kontakt haben, also Landwirten, Tierärzten und Schlachthofmitarbeitern (MEEMKEN et al. 2008). Diese Personen sind als Risikogruppe für die Besiedlung und

Lebensmittelkette, d. h. vom Nutztier im Stall bishin zum Lebensmittel im Einzelhandel, auch in Deutschland nachgewiesen (RKI 2009). Beim Tier ist MRSA ST398 überwiegend ein symptomloser Schleimhautbesiedler mit einer hohen Prävalenz (beim Schwein bis zu 100 %) (MEEMKEN et al. 2009).

BLAHA et al. (2008) konnten durch die Untersuchung von S. aureus-Isolaten aus den Jahren 2004 bis 2007 MRSA-Stämme mit den spa-Typen, die mit MRSA ST398 assoziiert sind, auch in klinischen Isolaten vom Schwein nachweisen. MRSA-bedingte Infektionen stellen beim Schwein jedoch seltene Ausnahmen dar (WIELER et al. 2008). HUBER et al. (2009) gelang der Nachweis von MRSA ST398 aus einer Mastitismilchprobe aus der Schweiz. Es sind keine Studien zum MRSA-Vorkommen in klinischen Isolaten vom Geflügel bekannt.

MRSA ST398 ist aber nicht nur beim Nutztier von großem Interesse, dieser Typ kommt auch in Tierkliniken vor. WITTE et al. (2007) berichteten über NT-MRSA bei Pferden aus verschiedenen Infektlokalisationen und als Kolonisationskeim. Auch VAN DUIJKEREN et al. (2010) gelang bei Pferden der Nachweis von Infektionen mit MRSA (spa-Typ t011 und t12123), die zum MLST-ST398 gehören (siehe Kapitel 2.3.4). Aufgrund des gehäuften Nachweises von MRSA ST398 bei verschiedenen Tierarten wies CUNY (2009) auf dessen wenig ausgeprägte Wirtsspezifität hin und unterstrich die Pathopotenz von MRSA ST398.

Mensch

Es gibt vereinzelt Berichte über MRSA-ST398-bedingte Infektionen beim Menschen (VAN BELKUM et al. 2008). Der erste Nachweis von laMRSA ST398 beim Menschen wurde 2003 in den Niederlanden erbracht (EFSA 2009). Dort wurde in den letzten Jahren ein starker Anstieg der laMRSA-Isolate, die zur klonalen Linie ST398 gehören, beobachtet. Diese Beobachtung wurde generell in Staaten gemacht, die eine niedrige MRSA-Prävalenz im Humanbereich haben. Dort sind MRSA-Stämme der klonalen Linie ST398 die vorrangig nachgewiesenen Stämme (EFSA 2009). HUIJSDENS et al. (2009) untersuchten laMRSA- Isolate vom Menschen aus dem Zeitraum von 2003 bis 2009 (alle Isolate aus der nationalen MRSA-Datenbank), um Aussagen zu den molekularen Eigenschaften machen zu können. Es konnten 51 verschiedene spa-Typen nachgewiesen werden, die alle miteinander verwandt sind und zu der klonalen Linie ST398 gehören. Am häufigsten wurden die spa-Typen t011 und t108 nachgewiesen. Die steigende Nachweishäufigkeit von laMRSA ST398 bei Menschen zeigt dessen hohe Bedeutung (DENIS et al. 2009).

Laut einer Studie von CUNY et al. (2009) kam es in fünf Fällen (4,3 %) zu einer Transmission der klonalen Linie ST398 aus dem Kreis der Exponierten (Exposition zur Schweinemast) in das nichtexponierte familiäre Umfeld.

Die Übertragung von NT-MRSA durch beruflich mit Nutztieren befasste Personen auf andere Menschen ist somit möglich, scheint aber von untergeordneter Bedeutung zu sein. VAN DEN BROEK et al. (2008) konnten nachweisen, dass nur 2 % der untersuchten Personen aus dem Umfeld MRSA-positiver Schweinebestände, die keinen direkten Kontakt zu den Schweinen hatten (z. B. Familienmitglieder), MRSA-positiv waren. Im Vergleich dazu waren 29 % der regelmäßig mit Schweinen arbeitenden Personen MRSA-positiv.

So können kolonisierte Landwirte oder andere Personen, die in Regionen mit einer hohen Dichte von Schweinebetrieben bzw. einer hohen Anzahl von landwirtschaftlichen Nutztieren leben, als Eintragsquelle von laMRSA in die „community“ fungieren (EFSA 2009; VAN DEN BROEK et al. 2009).

Deutschland gehört zu den Ländern mit einer mittleren MRSA-Prävalenz. Von den in den Jahren 2006 und 2007 an das Nationale Referenzzentrum für Staphylokokken eingesandten MRSA-Isolaten (3944 Isolate) wurden in acht Fällen Infektionen mit MRSA ST398 festgestellt (0,22 %), hierzu siehe auch Tabelle 3 (WITTE et al. 2008; EFSA 2009).

Tabelle 3: Anteil von MRSA ST398 an allen MRSA-Isolaten beim Menschen

Land Anteil (in %) von MRSA ST398 an allen

typisierten MRSA

EU insgesamt 0,7

Niederlande 12,0 (klinische Isolate)

Belgien 5,0 (klinische Isolate und Screening) Dänemark 2,0 (klinische Isolate)

Deutschland 0,2

Österreich 3,0 (klinische Isolate und Screening) Großbritannien* keine Nachweise bekannt

* Großbritannien ist ein Land mit einer sehr hohen MRSA-Inzidenz, 40 % der S. aureus-Isolate sind MRSA

Umfangreiche Daten zum Vorkommen von MRSA ST398 in der Normalbevölkerung liegen für Deutschland bislang nicht vor. Die oben genannten Isolate stammten von klinisch schwer erkrankten Menschen und wurden im Rahmen diagnostischer Untersuchungen gewonnen. Sie lassen daher keine repräsentative Aussage über das Vorkommen von MRSA ST398 in der Bevölkerung zu. Daten über das Vorkommen von MRSA des Typs ST398 bei Menschen in Nordwestdeutschland, in einem Gebiet mit intensiver Nutztierhaltung, wurden im Rahmen der Konstituierung einer MRSA-Arbeitsgruppe beim Bundesministerium für Ernährung,

Landwirtschaft und Verbraucherschutz (BMELV) am 09.01.2008 vorgelegt. Sie zeigen, dass Stämme, die vermutlich diesem Typ zuzuordnen sind, in der untersuchten Region einen höheren Anteil ausmachen als in den Isolaten des RKI (FRIEDRICH 2009).

Dies bestätigten auch die Untersuchungen von MEEMKEN et al. (2008) zum Vorkommen von MRSA bei Menschen mit beruflicher Exposition zum Schwein. In dieser Studie ergab sich ein Anteil an MRSA ST398-positiven Personen mit einer beruflichen Exposition zum Schwein (n = 86) von 23 %.

Niederländische Untersuchungen von Patientenscreenings zeigten ebenfalls eine hohe Prävalenz an MRSA-Trägern unter den Kälberhaltern. So konnte in der zweiten Hälfte des Jahres 2006 für 22 % der MRSA-positiven Patienten ein Zusammenhang mit der Kälberhaltung aufgezeigt werden (VAN RIJEN et al. 2008). Darüber hinaus erfordert der Nachweis von PVL-positiven MRSA-Stämmen des Typs ST398 aus Infektionen von Menschen von YU (2008) in einem chinesischen Krankenhaus und von WELINDER- OLSSON et al. (2008), hier spa-Typ t034, besondere Beachtung. MEVIUS et al. (2009) und ARGUDIN et al. (2009) veröffentlichten Untersuchungen zum Vorkommen virulenzassoziierter Gene bei MRSA ST398. Resultat der Studien von MEVIUS et al. (2009) und ARGUDIN et al. (2009) ist die Aussage, dass der MRSA-Typ ST398 nur schwach mit virulenzassoziierten Genen ausgestattet ist. Die Untersuchungen von KEHRENBERG et al.

(2009) und KADLEC und SCHWARZ (2009) konnten vereinzelt weitere, mit multiplen Resistenzen assoziierte Gene für vom Schwein stammende MRSA, nachweisen. Durch den Erwerb virulenzassoziierter Gene kann eine weitere Adaptation von MRSA ST398 an den Menschen erfolgen (RKI 2008). Es gibt Länder wie z. B. Kanada, die die Prävalenz von humanen Infektionen mit MRSA ST398 als sehr niedrig angegeben: ein Fall in 1995 und fünf Fälle in 2007/2008 (spa-Typen t034 (viermal) und t1250 (einmal)) (GOLDING et al. 2009).

Es wurden verschiedene Expositionspfade für MRSA ST398 beim Menschen aufgezeigt. So können sich Menschen

1) über den Kontakt mit Nutztieren,

2) über Aerosole in Tierställen und Emissionen aus Tierställen (Umwelt), 3) über Lebensmittel (Kontakt und Verzehr) oder

4) über Mensch-zu-Mensch-Übertragungen mit MRSA ST398 infizieren (TENHAGEN et al. 2008).

In Berichten aus den Niederlanden wird dem laMRSA ST398 im Vergleich zu haMRSA- Typen eine geringere Tendenz zugesprochen, sich in Kliniken zu verbreiten (Patient-zu- Patient-Übertragung) (WASSENBERG et al. 2008; VAN RIJEN et al. 2008; TENHAGEN et al. 2009).

2.3.3 MRSA beim Menschen

Durch haMRSA oder caMRSA bedingte Infektionen sind ein grenzüberschreitendes, globales Problem. Die Prävalenz von haMRSA steigt in Europa von Nord nach Süd. Hierbei finden sich die höchsten Zahlen für Italien (41 %) (MONNO et al. 2003), Spanien und Frankreich (30 – 34 %) (VOSS 1994), und die niedrigsten Prävalenzen wurden in Dänemark, Schweden und den Niederlanden (0,1 – 1 %) (VOSS 1994) nachgewiesen. In den Niederlanden wird eine strikte „search and destroy“-Strategie gegen MRSA verfolgt (VAN RIJEN et al. 2007), diese Strategie bedingt auch die niedrige MRSA-Prävalenz von <1 %.

Die höchsten Prävalenzen weltweit erreichen Japan, Taiwan, Hongkong und Indien mit mehr als 70 % (KAYABA et al. 1997; VERMA et al. 2000; HSUEH et al. 2001).

Für Deutschland wird eine MRSA-Prävalenz von über 20 % angegeben (RKI 2003), der EU- Mittelwert beträgt 19 % (EFSA 2009 a). Im Vergleich dazu ist anzumerken, dass 20 % der Bevölkerung Dauerträger von S. aureus in der Nase ist (KLUYTMANS et al. 1997; EFSA 2009 b), ohne Symptome zu zeigen, und weitere 60 % sind intermittierende Träger von S.

aureus ohne jegliche Symptome (PEACOCK et al. 2001; EFSA 2009 a).

Als den weltweit wichtigsten, in Krankenhäusern vorkommenden haMRSA nennen YU et al.

(2008) den MRSA-Klon ST239 SCCmec III. Das zweithäufigste Isolat, welches bei Menschen in Deutschland in 2007 und 2008 nachgewiesen wurde, ist MRSA ST225 (NIENHOFF et al. 2009).

Als Antibiotikum der ersten Wahl zur Behandlung von MRSA in der Humanmedizin gilt Vancomycin, jedoch wurden auch hier bereits einige „intermediär-empfindliche“ Stämme beobachtet (KIPP et al. 2004). Weltweit mit großer Sorge wird die Entwicklung von VRSA, den Vancomycin-resistenten Staphylokkoken, betrachtet; sie sind 2002 das erste Mal in den USA aufgetreten (CHANG et al. 2003). Seit den 1980er Jahren werden nasal kolonisierte MRSA-Träger häufig topisch mit Mupirocin behandelt. Auch bei Mupirocin besteht das Problem der Resistenzentwicklung (ELTRINGHAM 1997).

Infektionen mit MRSA sind in der Humanmedizin seit dem 01.07.2009 meldepflichtig gemäß

§6 Absatz 3 Infektionsschutzgesetz (IfSG).

2.3.3.1 Zoonotische Komponente von laMRSA

Hier soll nur auf die zoonotische Komponente von laMRSA und MRSA in Tierkliniken eingegangen und der humanmedizinische Teil der haMRSA und caMRSA-Infektionen nicht detailliert dargestellt werden. MRSA-Stämme sind beim Menschen vor allem an Haut- und Weichteilinfektionen, aber auch an Atemwegsinfektionen und anderen Erkrankungen wie Endocarditis (EKKELENKAMP et al. 2006) und Mastitis beteiligt (TENHAGEN et al. 2008).

Eine Zoonose ist nach der WHO-Definition eine Erkrankung oder Infektion, deren Erreger unter natürlichen Bedingungen zwischen Wirbeltieren und dem Menschen übertragen werden kann. Dies ist bei MRSA der Fall.

So berichten NIENHOFF et al. (2009) von zwei Fällen, in denen MRSA-Stämme verschiedener Sequenztypen vom Menschen auf Hunde übertragen wurden. In einem Fall wurde bei einem sechs Monate alten, gesunden Hund MRSA ST398 spa-Typ t034 nachgewiesen. Dieser Nachweis gelang auch bei dem Besitzer des Hundes, einem Fachtierarzt für Schweine. Hier wurde die erste Übertragung vom Schwein auf den Tierarzt und dann auf seinen Hund angenommen. Im zweiten Fall handelte es sich um einen elf Jahre alten Hund, bei dem MRSA ST225 spa-Typ t014 (am zweithäufigsten nachgewiesener MRSA in 2007/2008 in Deutschland beim Menschen, s. o.) nachgewiesen wurde. Dieser Nachweis gelang auch bei der 85-jährigen Schwiegermutter des Hundebesitzers, die in Behandlung wegen einer infizierten Dekubitusstelle war. Somit können MRSA-Stämme zwischen Tieren und Menschen übertragen werden. Mit dem MRSA ist nun ein weiterer Keim als Zoonoseerreger zu berücksichtigen (61 % aller Infektionserkrankungen des Menschen sind Zoonosen; WOOLHOUSE u. GOWTAGE-SEQUERIA 2005).

Die Besiedlung mit MRSA führt beim Menschen zu einer Erhöhung der Wahrscheinlichkeit des Auftretens einer Infektion (KLUYMANS et al. 1997). WITTE und Mitarbeiter (2009) stellten fest, dass MRSA-Stämme vom Typ CC398 bei Menschen mit beruflicher Exposition zu Tieren vergleichend gefährlichere Infektionen hervorrufen können als PVL-positive caMRSA-Stämme. Ferner zeigte eine Studie von LARSEN et al. (2009), dass MRSA ST398

in einem Land mit einer hohen Schweineproduktion wie Dänemark auch vermehrt klinische Infektionen beim Menschen verursacht.

In verschiedenen Untersuchungen konnten bestimmte Risikofaktoren für Menschen für die Besiedlung mit vom Tier stammenden MRSA-Stämmen benannt werden. Vergleichend dargestellt sind sie in Tabelle 4.

Tabelle 4: Risikofaktoren für Menschen, sich mit vom Tier übertragenen MRSA-Stämmen zu infizieren

Risikofaktor OR-Wert Autor

Kontakt zu Schweinen 12,2 VAN LOO et al. 2007

Kontakt zu Rinder 19,7 VAN LOO et al. 2007

Kontakt zu Hunden 19,4 SUETENS et al. 2008

Kontakt zu Pferden 4,8 SUETENS et al. 2008

Großtierpraxis 2,9 HANSELMANN et al. 2006

Kontakt zu lebenden Schweinen am Schlachthof 57,1 VAN CLEEF et al. 2009

Arbeiten in Schweineställen 40,0 VAN DEN BROEK et al. 2008

Wohnen oder Arbeiten auf Bauernhöfen/Farmen mit Tieren 35,4 EFSA 2009 Krankenhausaufenthalt in den letzten 12 Monaten vor

positiver MRSA Testung

11,4 EFSA 2009

Es wurde nachgewiesen, dass Menschen, die eine berufliche Exposition zu landwirtschaftlichen Nutztieren haben, laMRSA-Träger sein können (WULF u. VOSS 2006;

FEßLER et al. 2010). Die Prävalenz unter den Kälbermästern in den Niederlanden beträgt 38

% (VAN RIJEN et al. 2008). MEEMKEN et al. (2008) nennen eine Häufigkeit des Nachweises von MRSA bei Personen mit beruflicher Exposition zum Schwein in Deutschland von 23 %. Für Geflügelschlachthofmitarbeiter in den Niederlanden mit direktem Kontakt zu lebenden Tieren wird eine Häufigkeit des MRSA-Trägertums von 5,2 % angegeben (MULDERS et al. 2009). In Schweineschlachthöfen beträgt dieser Wert für Personal, das mit lebenden Schweinen Kontakt hat, 15,1 % (VAN CLEEF et al. 2009) und für klinisch tätige Tierärzte in Australien 3,3 % (MOSS 2009). Für Mitarbeiter einer Pferdeklinik konnte während eines MRSA-Ausbruchs eine Prävalenz von 9,4 % nachgewiesen werden (VAN DUIJKEREN et al. 2009). Insgesamt gesehen sind Infektionen mit MRSA ST398 bisher bei Menschen noch selten. Die Pathopotenz für den Menschen wird jedoch aus dem Nachweis bei tiefgehenden Haut- und Weichgewebeinfektionen, bei Beatmungspneumonien und bei einer Sepsis sowie den letalen Ausgängen ersichtlich (CUNY et al. 2009).

2.3.3.2 Lebensmittelintoxikationen

S. aureus spielt auch als Erreger von Lebensmittelvergiftungen eine herausragende Rolle (LONCAREVIC et al. 2005). Wenn sich der Erreger im Lebensmittel stark vermehrt, kommt es zur Bildung sogenannter Enterotoxine, die dann beim Verzehr zu den typischen Vergiftungserscheinungen wie Erbrechen und Übelkeit führen können (BfR 2008).

JONES et al. (2002) beschrieben einen Fall einer Lebensmittelintoxikation, bedingt durch Enterotoxin C produzierende caMRSA in den USA. Es konnte gezeigt werden, dass die zur Erkrankung führenden Lebensmittel durch die mit MRSA kolonisierte Lebensmittelhändlerin kontaminiert worden waren und nach dem Verzehr zur akuten Gastroenteritis führten.

KADLEC et al. (2009) konnten für ein MRSA ST398 Isolat (spa-Typ t011) das Vorhandensein der Enterotoxin K und Q Gene nachweisen. Das Risiko einer Lebensmittelintoxikation bedingt durch MRSA und MSSA wird als gleich hoch eingestuft (JONES et al. 2002; BfR 2009).

Es gibt auch Berichte über zur Toxinproduktion fähige MRSA, die in Rohmilch und Rohmilchprodukten in Italien nachgewiesen wurden. Solche Produkte stellen besonders für immunsupprimierte Verbraucher ein Risiko dar (NORMANO et al. 2007).

Berichte über durch Lebensmittel übertragene Infektionen mit MRSA liegen bislang nicht vor (siehe Kapitel 2.3.3.3).

2.3.3.3 Lebensmittelinfektionen

Von den Lebensmittelintoxikationen, welche Staphylokokken-Toxin-vermittelt sind, sind die Infektionen mit MRSA zu unterscheiden, welche durch mit MRSA kontaminierte Lebensmittel verursacht werden könnten.

MRSA-Stämme wurden zwar auch im Lebensmittel Fleisch nachgewiesen (siehe Tabelle 5, Kapitel 2.3.4.2.3.), die Konzentration der Keime war jedoch gering (VAN LOO et al. 2007 a), und es gibt bisher keine Hinweise auf Infektionen, die auf den Kontakt mit oder den Verzehr von MRSA-belasteten Lebensmitteln hindeuten (BfR 2009 a; EFSA 2009; TENHAGEN et al.

2009).

KLUYTMANS et al. (1995) beschrieben einen MRSA-Ausbruch in einem niederländischen Universitätskrankenhaus, dessen Ursprung auf einen MRSA-kolonisierten Mitarbeiter zurückzuführen war. Dieser Mitarbeiter bereitete das Essen für die Station „hematology unit“

des Krankenhauses zu und war mit dem MRSA-Typ besiedelt, an welchem die „index“- Patientin starb. Das Lebensmittel fungierte hier als Vektor zwischen dem Mitarbeiter und der Patientin. Diese Patientin wurde wegen akuter myeloischer Leukämie behandelt, sie hatte eine hochgradige Neutropenie, wurde prophylaktisch mit Ciprofloxacin behandelt und erhielt Antacida. Sie erkrankte an einer MRSA-bedingten Blutvergiftung, die trotz sofortiger Behandlung mit Vancomycin nach drei Tagen zum Tod führte. KLUYTMANS et al. (1995) erklären die Infektionsroute so: Nach dem Verzehr von kontaminierten Lebensmitteln konnte der Gastrointestinaltrakt der Patientin durch MRSA kolonisiert werden, von wo aus sich der Keim via Blut ausbreiten konnte, was bei dieser stark immunsupprimierten Patientin einen letalen Ausgang nahm. Dieses hoch virulente MRSA-Isolat stammte vom Menschen und bediente sich letztlich nur des Lebensmittels als Vehikel.

Das BfR (2008) kommt in seiner Stellungnahme vom 26.03.2008 zu dem Ergebnis, dass der Verzehr von erhitztem Fleisch kein Infektionsrisiko birgt. Dieser Meinung ist auch die EFSA (2009). Derzeit ist nicht von einem erhöhten Risiko für eine Kolonisation oder eine Infektion von mit MRSA ST398 kontaminierten Lebensmitteln, weder durch Kontakt noch durch Verzehr, auszugehen. Dies gilt sowohl für die „community“ als auch für die Krankenhäuser (EFSA 2009). Das Fleisch muss allerdings adäquat erhitzt worden sein.

Das größte Risiko für den Menschen geht also von mit MRSA ST398 kontaminierten Lebensmitteln wie nicht ausreichend erhitztem Fleisch (Gehacktes bzw. Mett) und von unpasteurisierten Milchprodukten (Rohmilchprodukten) aus (EFSA 2009 b).

Letztendlich gibt es keine Veröffentlichungen über eine nasale Kolonisation mit MRSA nach oraler Aufnahme von kontaminierten Lebensmitteln (EFSA 2009 a).

Nach einer unpublizierten Studie von DE JONGE wurde bei keinem von 89 untersuchten Fleischhändlern MRSA nachgewiesen (EFSA 2009 b).

2.3.4 MRSA beim Tier

Erste Berichte über das Vorkommen von MRSA bei Nutztieren finden sich 2005 aus den Niederlanden für die Tierart Schwein (VAN DUIJKEEREN et al. 2005).

In der Veterinärmedizin sind hierzu zwei Problemkreise zu unterscheiden (siehe Abbildung 2).

Abbildung 2: Problemkreise in der Veterinärmedizin in Bezug auf MRSA (TENHAGEN et al. 2008)

Der eine Problemkreis ist vorwiegend durch vom Menschen stammende MRSA-Stämme bei Haus- und Heimtieren gekennzeichnet. Im Mittelpunkt steht dabei eine „nosokomiale“

Problematik in Tierarztpraxen und Tierkliniken. Der zweite Problemkreis umfasst MRSA- Isolate überwiegend eines Typs (MLST-Typ ST398), die sich im erheblichen Ausmaß und weitgehend ohne klinische Erscheinungen in der Nutztierpopulation ausgebreitet haben (TENHAGEN et al. 2008).

Die verfügbaren Daten belegen, dass neben Schweinen auch Kälber, Puten und Masthähnchen Träger dieses bestimmten MRSA-Typs sein können (VWA 2007; MEEMKEN et al. 2008;

HUBER et al. 2009).

Während eine MRSA-Infektion bei Haustieren meist mit einer Erkrankung verbunden ist, sind Nutztiere fast ausnahmslos symptomlose Keimträger des MRSA ST398, obwohl dieser auch aus klinisch veränderten Geweben isoliert werden kann (BLAHA 2008). Besiedlungen bei Haus- und Nutztieren unterscheiden sich in der Regel auch durch den nachgewiesenen MRSA-Typ.

Dass MRSA-Stämme weit verbreitet sind, belegen die Nachweise aus unterschiedlichsten Tierarten:

FAIRES et al. (2009) gelang der Nachweis von MRSA in marinen Säugetieren wie Delphinen und einem Walross. Ferner wurden Ratten (BOSCH et al. 2009; PLETNICKX et al. 2009), Pferde (VAN DUIJKEREN et al. 2009), Meerschweinchen, eine Schildkröte, eine Fledermaus