Detaillierte bibliografische Daten sind im Internet über http://dnb.ddb.de abrufbar.
1. Auflage 2008
© 2008 by Verlag: Deutsche Veterinärmedizinische Gesellschaft Service GmbH, Gießen
Printed in Germany
ISBN 978-3-939902-88-1
Verlag: DVG Service GmbH Friedrichstraße 17
35392 Gießen 0641/24466 geschaeftsstelle@dvg.net
www.dvg.net
Untersuchungen zur Rolle von Mastzellen bei chronischen entzündlichen und reparativen Prozessen im
Gastrointestinaltrakt von Katzen mit Inflammatory Bowel Disease
INAUGURAL-DISSERTATION
Zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin - Doctor medicinae veterinariae -
(Dr. med. vet.)
vorgelegt von Jasmine Harder
(Kassel)
Hannover 2008
Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. M. Hewicker-Trautwein
1. Gutachterin: Univ.-Prof. Dr. M. Hewicker-Trautwein
2. Gutachter/in: Univ.-Prof. Dr. A. Tipold
Tag der mündlichen Prüfung: 28.10.2008
Die vorliegende Arbeit wurde gefördert durch Promotionsstipendien der:
- Akademie für Tiergesundheit e.V. (Juli 2006 – Dezember 2006) - Bayer Vital GmbH, Geschäftsbereich Tiergesundheit
(Januar 2007 – Dezember 2008)
Für meine Liebsten,
die in allen Lebenslagen für mich da sind.
Der höchste Lohn für unsere Bemühungen ist nicht das, was wir dafür bekommen,
sondern das, was wir dadurch werden.
- John Ruskin
Inhaltsverzeichnis
1 Einleitung ... 1
2 Literaturübersicht ... 3
2.1 Aufbau und Funktion des Gastrointestinaltrakts...3
2.1.1 Histologie des einhöhligen Magens...4
2.1.2 Histologie des Dünndarms ...5
2.1.2.1 Duodenum ...6
2.1.2.2 Jejunum ...6
2.1.2.3 Ileum ...7
2.1.3 Histologie des Kolons ...7
2.2 Das Immunsystem des Gastrointestinaltrakts ...8
2.2.1 Physikalische Barrieren ...8
2.2.2 Chemische Barrieren...9
2.2.3 Immunologische Barrieren...10
2.2.4 Angeborene Immunantwort ...10
2.2.5 Erworbene Immunantwort ...12
2.2.6 Orale Toleranz - Teil der spezifischen Immunreaktion ...14
2.3 Transforming growth factor-β (TGF-β)...16
2.3.1 Bedeutung von TGF-β in der Regulation der Immunantwort im unveränderten Darm...17
2.4 Chronische idiopathische Darmentzündungen der Katze ...20
2.4.1 Definition, Klinik und Differentialdiagnosen ...20
2.4.2 Klassifikation der Inflammatory Bowel Disease Formen...23
2.4.2.1 Lymphoplasmazelluläre Enteritis/Kolitis/Enterokolitis...23
2.4.2.2 Eosinophile Gastroenterokolitis/Enteritis/Enterokolitis ...25
2.4.2.3 Eitrige Kolitis ...26
2.4.2.4 Granulomatöse Enteritis/Kolitis/Enterokolitis...26
2.4.3 Ätiologie der Inflammatory Bowel Disease...27
2.4.4 Immunpathogenese der Inflammatory Bowel Disease...27
2.4.4.1 Dysregulation des Immunsystems ...28
2.4.4.2 Permeabilitätserhöhung des Darmepithels ...30
2.4.4.3 Autoimmunität ...31
2.4.4.4 Genetische Einflüsse ...31
2.4.4.5 Diätetische Einflüsse...32
2.4.4.6 Mikrobielle Einflüsse ...32
2.4.4.7 Hypersensitivitätsreaktionen auf diätetische und mikrobielle Antigene...34
2.5 Beurteilung gastrointestinaler Biopsien...35
2.6 Mastzellen...37
2.6.1 Entwicklung und Vorkommen ...37
2.6.2 Heterogenität von Mastzellen ...37
2.6.3 Funktionen von Mastzellen...39
2.6.4 Mediatoren von Mastzellen und deren Freisetzung...40
2.6.5 Die wichtigsten Mediatoren von Mastzellen und deren Funktionen...44
2.6.5.1 Histamin ...45
2.6.5.2 Heparin ...46
2.6.5.3 Chymase...47
2.6.5.4 Tryptase ...49
2.6.6 Vorkommen von Mastzellen bei Inflammatory Bowel Disease...51
2.6.6.1 Vorkommen und Verteilung von Mastzellsubtypen im gesunden humanen Gastrointestinaltrakt...52
2.6.6.2 Vorkommen und Verteilung von Mastzellsubtypen im entzündeten humanen Gastrointestinaltrakt...53
2.6.6.3 Vorkommen und Verteilung von Mastzellsubtypen im gesunden kaninen Gastrointestinaltrakt ...54
2.6.6.4 Vorkommen und Verteilung von Mastzellsubtypen im entzündeten kaninen Gastrointestinaltrakt ...55
2.6.6.5 Vorkommen und Verteilung von Mastzellsubtypen im gesunden felinen Gastrointestinaltrakt ...55
3 Material und Methoden... 57
3.1 Untersuchungsmaterial...57
3.1.1 Probengewinnung ...57
3.1.2 Fixierung und Aufbereitung der Gewebeproben...58
3.2 Hämalaun-Eosin Färbung (H.E.) ...59
3.3 Histologische Untersuchung der Gewebeproben...59
3.3.1 Histologisches Beurteilungs- und Graduierungsschema für Magen-Darm-Bioptate von Katzen mit Verdacht auf Inflammatory Bowel Disease...59
3.3.2 Einteilung der untersuchten Katzen mit chronischer entzündlicher Enteropathie in die verschiedenen Inflammatory Bowel Disease Formen durch Beurteilung von Hämalaun- Eosin gefärbten Schnittpräparaten ...66
3.4 Pikrosiriusrot Färbung ...68
3.5 Metachromatische Färbung ...68
3.6 Vorversuche zur Immunhistochemie ...69
3.7 Immunhistochemie ...70
3.7.1 Primärer Antikörper ...70
3.7.2 Sekundärer Antikörper...70
3.7.3 Spezifitätskontrollen ...71
3.7.4 Immunhistochemische Nachweismethode ...72
3.7.5 Bestandteile des Naphthol AS-D Chloroazetat Esterase Kits...73
3.7.6 Enzymhistochemische Nachweismethode ...73
3.7.7 Unspezifische Hintergrundfärbung ...74
3.8 Histologische Auswertung...75
3.9 Statistische Auswertung ...77
4 Ergebnisse ... 79
4.1 Histopathologische Befunde bei Kontrollkatzen in der Hämalaun-Eosin Färbung ...79
4.2 Histopathologische Befunde bei Katzen mit Inflammatory Bowel Disease in der Hämalaun-Eosin Färbung...79
4.2.1 Lymphoplasmazelluläre Enteritis/lymphoplasmazelluläre Enterokolitis (LPE/LPEK)...79 4.2.2 Eosinophile Gastroenterokolitis/eosinophile Enterokolitis
(EGEK/EEK)...84 4.2.3 Fibrosierende Enteropathie (FE) ...85 4.2.4 Gemischtzellige Gastroenterokolitis (GGEK)...88 4.3 Untersuchungen zum Expressionsmuster von Transforming
growth factor-β...88 4.4 Untersuchungen zur Darstellung von Mastzellen...88 4.5 Mastzellverteilung im Magen-Darm-Trakt bei Kontrolltieren ...90 4.5.1 Horizontales Verteilungsmuster Kresylechtviolett gefärbter
Mastzellen bei Kontrollkatzen...90 4.5.2 Horizontales Verteilungsmuster der enzym- und immun-
histochemisch dargestellten Mastzellsubtypen bei Kontrollkatzen...92 4.5.2.1 Chymase tragende Mastzellen der Kontrollkatzen ...92 4.5.2.2 Tryptase tragende Mastzellen der Kontrollkatzen ...93 4.5.3 Horizontales Verteilungsmuster der mittels metachromatischer
und enzym- und immunhistochemischer Färbungen dargestellten Mastzellen bei Kontrollkatzen im Vergleich...94 4.5.4 Vertikales Verteilungsmuster der metachromatisch bzw.
enzym- und immunhistochemisch dargestellten Mastzellsubtypen bei Kontrollkatzen ...95 4.6 Mastzellverteilung im Magen-Darm-Trakt bei allen
untersuchten Katzen mit Inflammatory Bowel Disease...96 4.6.1 Horizontales Verteilungsmuster Kresylechtviolett gefärbter
Mastzellen bei Katzen mit Inflammatory Bowel Disease...96 4.6.2 Horizontales Verteilungsmuster der enzym- und immun-
histochemisch dargestellten Mastzellsubtypen bei Katzen mit Inflammatory Bowel Disease...99
4.6.2.1 Chymase tragende Mastzellen der Katzen mit Inflammatory Bowel Disease...99 4.6.2.2 Tryptase tragende Mastzellen der Katzen mit Inflammatory
Bowel Disease...101 4.6.3 Horizontales Verteilungsmuster der mittels metachromatischer
und enzym- und immunhistochemischer Färbungen dargestellten Mastzellen bei Katzen mit Inflammatory Bowel Disease im Vergleich...103 4.6.4 Vertikales Verteilungsmuster der metachromatisch bzw.
enzym- und immunhistochemisch dargestellten Mastzellsubtypen bei Katzen mit Inflammatory Bowel Disease...104 4.7 Mastzellverteilung im Magen-Darm-Trakt bei Katzen mit
lymphoplasmazellulärer Enteritis/Enterokolitis ...106 4.7.1 Horizontales Verteilungsmuster Kresylechtviolett gefärbter
Mastzellen bei Katzen mit lymphoplasmazellulärer Enteritis/
Enterokolitis...106 4.7.2 Horizontales Verteilungsmuster der enzym- und immun-
histochemisch dargestellten Mastzellsubtypen bei Katzen mit lymphoplasmazellulärer Enteritis/Enterokolitis ...108 4.7.2.1 Chymase tragende Mastzellen der Katzen mit
lymphoplasmazellulärer Enteritis/Enterokolitis ...108 4.7.2.2 Tryptase tragende Mastzellen der Katzen mit
lymphoplasmazellulärer Enteritis/Enterokolitis ...110 4.7.3 Horizontales Verteilungsmuster der mittels metachromatischer
und enzym- und immunhistochemischer Färbungen dargestellten Mastzellen bei Katzen mit lymphoplasmazellulärer Enteritis/Enterokolitis im Vergleich...112 4.7.4 Vertikales Verteilungsmuster der metachromatisch bzw.
enzym- und immunhistochemisch dargestellten Mastzellsubtypen bei Katzen mit lymphoplasmazellulärer Enteritis/Enterokolitis ...113
4.8 Mastzellverteilung im Magen-Darm-Trakt bei Katzen mit eosinophiler Gastroenterokolitis/Enterokolitis ...116 4.8.1 Horizontales Verteilungsmuster Kresylechtviolett gefärbter
Mastzellen bei Katzen mit eosinophiler Gastroenterokolitis/
Enterokolitis...116 4.8.2 Horizontales Verteilungsmuster der enzym- und immun-
histochemisch dargestellten Mastzellsubtypen bei Katzen mit eosinophiler Gastroenterokolitis/Enterokolitis...119 4.8.2.1 Chymase tragende Mastzellen der Katzen mit eosinophiler
Gastroenterokolitis/Enterokolitis...119 4.8.2.2 Tryptase tragende Mastzellen der Katzen mit eosinophiler
Gastroenterokolitis/Enterokolitis...121 4.8.3 Horizontales Verteilungsmuster der mittels metachromatischer
und enzym- und immunhistochemischer Färbungen dargestellten Mastzellen bei Katzen mit eosinophiler Gastroenterokolitis/Enterokolitis im Vergleich ...123 4.8.4 Vertikales Verteilungsmuster der metachromatisch bzw.
enzym- und immunhistochemisch dargestellten Mastzellsubtypen bei Katzen mit eosinophiler Gastroenterokolitis/Enterokolitis ...124 4.9 Mastzellverteilung im Magen-Darm-Trakt bei Katzen mit
fibrosierender Enteropathie...127 4.9.1 Horizontales Verteilungsmuster Kresylechtviolett gefärbter
Mastzellen bei Katzen mit fibrosierender Enteropathie...127 4.9.2 Horizontales Verteilungsmuster der enzym- und
immunhistochemisch dargestellten Mastzellsubtypen bei Katzen mit fibrosierender Enteropathie ...129 4.9.2.1 Chymase tragende Mastzellen der Katzen mit
fibrosierender Enteropathie...129 4.9.2.2 Tryptase tragende Mastzellen der Katzen mit
fibrosierender Enteropathie...131
4.9.3 Horizontales Verteilungsmuster der mittels metachromatischer und enzym- und immunhistochemischer Färbungen dargestellten Mastzellen bei Katzen mit fibrosierender Enteropathie im Vergleich ...133 4.9.4 Vertikales Verteilungsmuster der metachromatisch bzw.
enzym- und immunhistochemisch dargestellten Mastzellsubtypen bei Katzen mit fibrosierender Enteropathie ...134 4.10 Mastzellverteilung im Magen-Darm-Trakt bei einer Katze mit
gemischtzelliger Gastroenterokolitis ...135 4.10.1 Horizontales Verteilungsmuster Kresylechtviolett gefärbter
Mastzellen bei einer Katze mit gemischtzelliger Gastroenterokolitis...135 4.10.2 Horizontales Verteilungsmuster der enzym- und immun-
histochemisch dargestellten Mastzellsubtypen bei einer Katze mit gemischtzelliger Gastroenterokolitis ...136 4.10.2.1 Chymase tragende Mastzellen der Katze mit
gemischtzelliger Gastroenterokolitis...136 4.10.2.2 Tryptase tragende Mastzellen der Katze mit
gemischtzelliger Gastroenterokolitis...137 4.10.3 Horizontales Verteilungsmuster der mittels metachromatischer
und enzym- und immunhistochemischer Färbungen dargestellten Mastzellen bei einer Katze mit gemischtzelliger Gastroenterokolitis im Vergleich...138 4.10.4 Vertikales Verteilungsmuster der metachromatisch bzw.
enzym- und immunhistochemisch dargestellten Mastzellsubtypen bei einer Katze mit gemischtzelliger Gastroenterokolitis...139 4.11 Zusammenfassung der wichtigsten Ergebnisse...140
5 Diskussion... 143
5.1 Horizontales Verteilungsmuster metachromatischer Mastzellen bei Kontrollkatzen...143
5.2 Vertikales Verteilungsmuster metachromatischer Mastzellen bei Kontrollkatzen...144
5.3 Horizontales Verteilungsmuster der enzym- und immun- histochemischen Doppelfärbung bei Kontrollkatzen...147
5.4 Vertikales Verteilungsmuster der enzym- und immun- histochemischen Doppelfärbung bei Kontrollkatzen...150
5.5 Horizontales Verteilungsmuster der verschiedenen Mastzelltypen bei Katzen mit Inflammatory Bowel Disease sowie den Inflammatory Bowel Disease Formen lymphoplasmazelluläre Enteritis/Enterokolitis und eosinophile Gastroenterokolitis/ Enterokolitis...153
5.6 Vertikales Verteilungsmuster der verschiedenen Mastzelltypen bei Katzen mit Inflammatory Bowel Disease sowie den Inflammatory Bowel Disease Formen lymphoplasmazelluläre Enteritis/ Enterokolitis und eosinophile Gastroenterokolitis/ Enterokolitis...157
5.7 Horizontales Verteilungsmuster der verschiedenen Mastzelltypen bei Katzen mit fibrosierender Enteropathie...168
5.8 Vertikales Verteilungsmuster der verschiedenen Mastzelltypen bei Katzen mit fibrosierender Enteropathie...174
5.9 Horizontales Verteilungsmuster der verschiedenen Mastzelltypen bei einer Katze mit gemischtzelliger Gastroenterokolitis...174
6 Zusammenfassung ... 177
7 Summary ... 179
8 Literaturverzeichnis... 181
9 Anhang ... 201
9.1 Angaben zu den Kontrollkatzen...201
9.2 Angaben zu den Katzen mit den verschiedenen Inflammatory Bowel Disease Formen...205
9.3 Angaben zu den statistischen Ergebnissen...210
9.4 Färbungsprotokolle...212
9.4.1 Hämalaun-Eosin (H.E.) Färbung am Paraffinschnitt...212
9.4.2 Pikrosiriusrot Färbung nach Constantin (modifiziert) am Paraffinschnitt...213
9.4.3 Kresylechtviolett Färbung am Paraffinschnitt ...214
9.4.4 Versuchsprotokoll für die enzym- und immunhistochemische Doppelfärbung (ABC-Methode) ...214
9.5 Lösungen für die Immunhistochemie...216
9.5.1 Tris gepufferte Kochsalzlösung (TBS): ...216
9.5.2 Phosphat gepufferte Kochsalzlösung (PBS):...216
9.5.3 ABC-Gebrauchslösung (Vectastain-ABC-Kit Elite®, Vector Laboratories Inc., Burlingame, CA, USA) ...216
9.6 Bezugsquellen...217
Abbildungsverzeichnis
Abbildung 2.3.1: Schematische Darstellung der verschiedenen Subtypen der T-Lymphozyten mit Wirkung ihrer Zytokine;
modifiziert nach PICHLER (1997)...19 Abbildung 2.4.1: Differentialdiagnosen zur IBD der Katze, modifiziert
nach TAMS (2003)...22 Abbildung 2.4.2: Schematische Darstellung immunpathogenetischer
Zusammenhänge bei IBD; modifiziert nach GUILFORD (1996c)...29 Abbildung 2.6.1: Präformierte und neu synthetisierte Mediatoren der
Mastzelle; modifiziert nach THIENEMANN (2006)...42 Abbildung 2.6.2: Schematische Darstellung möglicher Mastzellantworten
mit ihrer pathophysiologischen Bedeutung, modifiziert nach THEOHARIDES et al. (2007) ...43 Abbildung 3.3.1: Histologisches Beurteilungs- und Graduierungsschema
für den Magen; modifiziert nach BILZER (2006) und MÜNSTER et al. (2006) ...61 Abbildung 3.3.2: Histologisches Beurteilungs- und Graduierungsschema
für den Dünndarm; modifiziert nach BILZER (2006) und MÜNSTER et al. (2006) ...62 Abbildung 3.3.3: Histologisches Beurteilungs- und Graduierungsschema
für den Dickdarm; modifiziert nach BILZER (2006) und MÜNSTER et al. (2006) ...63 Abbildung 3.3.4: Bewertungsübersicht über die Graduierung der
einzelnen Veränderungen...64 Abbildung 3.8.1: Schematische Darstellung des Zählgitters über
Dünndarm und Dickdarm ...76 Abbildung 4.2.1: Jejunummukosa eines Kontrolltiers (KT 8) ...82 Abbildung 4.2.2: Jejunummukosa einer Katze mit mittelgradiger
LPE/LPEK (IBD 8) ...82
Abbildung 4.2.3: Ileummukosa einer Katze mit mittelgradiger LPE/LPEK (IBD 9) ...83 Abbildung 4.2.4: Ileummukosa einer Katze mit mittelgradiger LPE/LPEK
(IBD 9) ...83 Abbildung 4.2.5: Ileummukosa einer Katze mit geringgradiger FE
(IBD 22) ...87 Abbildung 4.2.6: Kolonmukosa einer Katze mit mittelgradiger GGEK
(IBD 24) ...87 Abbildung 4.4.1: Duodenummukosa einer Katze mit LPE/LPEK (IBD 4)...89 Abbildung 4.5.1: Horizontales Verteilungsmuster der Mittelwerte
metachromatisch dargestellter Mastzellen/mm² in Magen-Darmlokalisationen von Kontrollkatzen...91 Abbildung 4.5.2: Superfiziale Magenmukosa einer Kontrollkatze (KT 4) ...91 Abbildung 4.5.3: Horizontales Verteilungsmuster der Mittelwerte
Chymase positiver Mastzellen/mm² der einzelnen Darmlokalisationen von Kontrollkatzen...92 Abbildung 4.5.4: Horizontales Verteilungsmuster der Mittelwerte Tryptase
positiver Mastzellen/mm² der einzelnen Darmlokalisationen von Kontrollkatzen...93 Abbildung 4.5.5: Horizontales Verteilungsmuster der Mastzellmittelwerte
metachromatischer und enzym- und immun- histochemischer Färbungen der Kontrollkatzen im Vergleich...94 Abbildung 4.5.6: Vertikales Verteilungsmuster der Mastzellmittelwerte
metachromatischer und enzym- und immun- histochemischer Färbungen der Kontrollkatzen im Vergleich...95 Abbildung 4.6.1: Vergleichende Darstellung metachromatisch gefärbter
Mastzellen/mm² des gesamten Darms von Kontrollkatzen und Katzen mit IBD ...96
Abbildung 4.6.2: Horizontales Verteilungsmuster der Mittelwerte metachromatisch dargestellter Mastzellen/mm² aller Magen-Darmlokalisationen von Katzen mit IBD...98 Abbildung 4.6.3: Vergleichende Darstellung Chymase tragender
Mastzellen des gesamten Darms von Kontrollkatzen und Katzen mit IBD...99 Abbildung 4.6.4: Horizontales Verteilungsmuster der Mittelwerte
Chymase positiver Mastzellen/mm² der einzelnen Darmlokalisationen von Katzen mit IBD...100 Abbildung 4.6.5: Vergleichende Darstellung Tryptase tragender
Mastzellen des gesamten Darms von Kontrollkatzen und Katzen mit IBD...101 Abbildung 4.6.6: Horizontales Verteilungsmuster der Mittelwerte Tryptase
positiver Mastzellen/mm² der einzelnen Darmlokalisationen von Katzen mit IBD...102 Abbildung 4.6.7: Horizontales Verteilungsmuster der Mastzellmittelwerte
metachromatischer und enzym- und immun- histochemischer Färbungen der Katzen mit IBD im Vergleich...104 Abbildung 4.6.8: Vertikales Verteilungsmuster der Mastzellmittelwerte
metachromatischer und enzym- und immun- histochemischer Färbungen der Katzen mit IBD im Vergleich...105 Abbildung 4.7.1: Vergleichende Darstellung metachromatisch gefärbter
Mastzellen/mm² des gesamten Darms von Kontrollkatzen und Katzen mit LPE/LPEK ...106 Abbildung 4.7.2: Horizontales Verteilungsmuster der Mittelwerte
metachromatisch dargestellter Mastzellen/mm² aller Magen-Darmlokalisationen von Katzen mit LPE/LPEK...107
Abbildung 4.7.3: Vergleichende Darstellung Chymase tragender Mastzellen des gesamten Darms von Kontrollkatzen und Katzen mit LPE/LPEK ...108 Abbildung 4.7.4: Horizontales Verteilungsmuster der Mittelwerte
Chymase positiver Mastzellen/mm² der einzelnen Darmlokalisationen von Katzen mit LPE/LPEK...109 Abbildung 4.7.5: Vergleichende Darstellung Tryptase tragender
Mastzellen des gesamten Darms von Kontrollkatzen und Katzen mit LPE/LPEK ...110 Abbildung 4.7.6: Horizontales Verteilungsmuster der Mittelwerte Tryptase
positiver Mastzellen/mm² der einzelnen Darmlokalisationen von Katzen mit LPE/LPEK...111 Abbildung 4.7.7: Horizontales Verteilungsmuster der Mastzellmittelwerte
metachromatischer und enzym- und immun- histochemischer Färbungen der Katzen mit LPE/LPEK im Vergleich ...112 Abbildung 4.7.8: Vertikales Verteilungsmuster der Mastzellmittelwerte
metachromatischer und enzym- und immun- histochemischer Färbungen der Katzen mit LPE/LPEK im Vergleich ...114 Abbildung 4.7.9: Duodenummukosa einer Katze mit LPE/LPEK (IBD 4)...115 Abbildung 4.7.10: Duodenummukosa einer Katze mit LPE/LPEK (IBD 4)...115 Abbildung 4.8.1: Vergleichende Darstellung metachromatisch gefärbter
Mastzellen/mm² des gesamten Darms von Kontrollkatzen und Katzen mit EGEK/EEK ...117 Abbildung 4.8.2: Horizontales Verteilungsmuster der Mittelwerte
metachromatisch dargestellter Mastzellen/mm² aller Magen-Darmlokalisationen von Katzen mit EGEK/EEK...118 Abbildung 4.8.3: Vergleichende Darstellung Chymase tragender
Mastzellen des gesamten Darms von Kontrollkatzen und Katzen mit EGEK/EEK...119
Abbildung 4.8.4: Horizontales Verteilungsmuster der Mittelwerte Chymase positiver Mastzellen/mm² der einzelnen Darmlokalisationen von Katzen mit EGEK/EEK...120 Abbildung 4.8.5: Vergleichende Darstellung Tryptase tragender
Mastzellen des gesamten Darms von Kontrollkatzen und Katzen mit EGEK/EEK...121 Abbildung 4.8.6: Horizontales Verteilungsmuster der Mittelwerte Tryptase
positiver Mastzellen/mm² der einzelnen Darmlokalisationen von Katzen mit EGEK/EEK...122 Abbildung 4.8.7: Horizontales Verteilungsmuster der Mastzellmittelwerte
metachromatischer und enzym- und immun- histochemischer Färbungen der Katzen mit EGEK/EEK im Vergleich ...123 Abbildung 4.8.8: Vertikales Verteilungsmuster der Mastzellmittelwerte
metachromatischer und der enzym- und immun- histochemischer Färbungen der Katzen mit EGEK/EEK im Vergleich ...125 Abbildung 4.8.9: Kolonschleimhaut einer Katze mit EGEK/EEK (IBD 19) ...126 Abbildung 4.8.10: Kolonschleimhaut einer Katze mit EGEK/EEK (IBD 19) ...126 Abbildung 4.9.1: Vergleichende Darstellung metachromatisch gefärbter
Mastzellen/mm² des gesamten Darms von Kontrollkatzen und Katzen mit FE...127 Abbildung 4.9.2: Horizontales Verteilungsmuster der Mittelwerte
metachromatisch dargestellter Mastzellen/mm² aller Magen-Darmlokalisationen von Katzen mit FE ...128 Abbildung 4.9.3: Vergleichende Darstellung Chymase tragender
Mastzellen des gesamten Darms von Kontrollkatzen und Katzen mit FE ...129 Abbildung 4.9.4: Horizontales Verteilungsmuster der Mittelwerte
Chymase positiver Mastzellen/mm² der einzelnen Darmlokalisationen von Katzen mit FE ...130
Abbildung 4.9.5: Vergleichende Darstellung Tryptase tragender Mastzellen des gesamten Darms von Kontrollkatzen und Katzen mit FE ...131 Abbildung 4.9.6: Horizontales Verteilungsmuster der Mittelwerte Tryptase
positiver Mastzellen/mm² der einzelnen Darmlokalisationen von Katzen mit FE ...132 Abbildung 4.9.7: Horizontales Verteilungsmuster der Mastzellmittelwerte
metachromatischer und enzym- und immun- histochemischer Färbungen der Katzen mit FE im Vergleich...133 Abbildung 4.9.8: Vertikales Verteilungsmuster der Mastzellmittelwerte
metachromatischer und enzym- und immun- histochemischer Färbungen der Katzen mit FE im Vergleich...134 Abbildung 4.10.1: Horizontales Verteilungsmuster der Mittelwerte
metachromatisch dargestellter Mastzellen/mm² aller Magen-Darmlokalisationen von Katzen mit GGEK ...136 Abbildung 4.10.2: Horizontales Verteilungsmuster der Mittelwerte
Chymase positiver Mastzellen/mm² der einzelnen Darmlokalisationen von Katzen mit GGEK ...137 Abbildung 4.10.3: Horizontales Verteilungsmuster der Mittelwerte Tryptase
positiver Mastzellen/mm² der einzelnen Darmlokalisationen von Katzen mit GGEK ...137 Abbildung 4.10.4: Horizontales Verteilungsmuster der Mastzellmittelwerte
metachromatischer und enzym- und immun- histochemischer Färbungen der Katzen mit GGEK im Vergleich...138 Abbildung 4.10.5: Vertikales Verteilungsmuster der Mastzellmittelwerte
metachromatischer und enzym- und immun- histochemischer Färbungen der Katzen mit GGEK im Vergleich...139
Abbildung 5.6.1: Darstellung möglicher Zusammenhänge zwischen der Polarisation des Umgebungsgewebes, der Ausprägung der Mastzellsubtypen und der IBD Form...166
Tabellenverzeichnis
Tabelle 2.1: Eigenschaften von Mukosa- und Bindegewebsmastzellen;
nach COLBATZKY et al. (1991)...38 Tabelle 3.1: Übersicht der histopathologischen Diagnosen der Katzen
mit IBD nach dem histologischen Beurteilungs- und Graduierungsschema...67 Tabelle 4.1 : Histopathologische Diagnosen bzw. Befunde der
untersuchten Magen- und Darmlokalisationen der Katzen mit LPE/LPEK ...81 Tabelle 4.2: Histopathologische Diagnosen bzw. Befunde der
untersuchten Magen- und Darmlokalisationen der Katzen mit EGEK/EEK ...85 Tabelle 4.3: Histopathologische Diagnosen bzw. Befunde der
untersuchten Magen- und Darmlokalisationen der Katzen mit FE ...86 Tabelle 4.4: Histopathologische Diagnosen der untersuchten Magen-
und Darmlokalisationen bei einer Katze mit GGEK...88 Tabelle 9.1: Kenndaten und klinische Hauptsymptomatik der
Kontollkatzen ...199 Tabelle 9.2: Detaillierte histopathologische Befunde des Magens der
Kontrollkatzen nach histopathologischem Beurteilungs- und Graduierungsschema...200 Tabelle 9.3: Detaillierte histopathologische Befunde des Dünndarms
der Kontrollkatzen nach histopathologischem Beurteilungs- und Graduierungsschema...201 Tabelle 9.4: Detaillierte histopathologische Befunde des Dickdarms
der Kontrollkatzen nach histopathologischem Beurteilungs- und Graduierungsschema...202 Tabelle 9.5: Kenndaten und klinische Hauptsymptomatik der Katzen
mit IBD ...203
Tabelle 9.6: Detaillierte histopathologische Befunde des Magens der Katzen mit IBD nach histopathologischem Beurteilungs- und Graduierungs-schema ...204 Tabelle 9.7: Detaillierte histopathologische Befunde des Dünndarms
der Katzen mit IBD (Teil 1) nach histopathologischem Beurteilungs- und Graduierungsschema...205 Tabelle 9.8: Detaillierte histopathologische Befunde des Dünndarms
der Katzen mit IBD (Teil 2) nach histopathologischem Beurteilungs- und Graduierungsschema...206 Tabelle 9.9: Detaillierte histopathologische Befunde des Dickdarms
der Katzen mit IBD nach histopathologischem Beurteilungs- und Graduierungsschema...207 Tabelle 9.10: Darstellung der Lageparameter der Mastzellzahl in der
Kresylechtviolett Färbung ...208 Tabelle 9.11: Darstellung der Lageparameter der Summe der Chymase
bzw. Tryptase positiven Mastzellen ...208 Tabelle 9.12: Darstellung der Lageparameter der Mastzellzahl Tryptase
positiver Mastzellen ...209 Tabelle 9.13: Darstellung der Lageparameter der Mastzellzahl
Chymase positiver Mastzellen ...209
Abkürzungsverzeichnis
Im Folgenden werden nur die zusätzlich zu internationalen Einheiten und Abkürzungen der chemischen Verbindungen verwandten Abkürzungen erläutert. Die in Tabellen oder Abbildungen verwendeten Abkürzungen sind in den jeweils dazu gehörenden Legenden erklärt.
APC engl.: antigen presenting cell (Antigen präsentierende Zellen) Aqua dest. Aqua destillata (destilliertes Wasser)
ABC Avidin-Biotin-Peroxidase-Komplex bFGF engl.: basic fibroblast growth factor
BSA bovines Serumalbumin
bzw. beziehungsweise
CD engl.: cluster of differentiation (Oberflächenantigen von Leukozyten)
CTMC engl.: connective tissue mast cell (Bindegewebsmastzelle) de novo lat.: neu (gebildet werden)
DNA engl.: desoxyribonuclear acid (Desoxyribonukleinsäure) EGEK/EE/EEK eosinophile Gastroenterokolitis/Enteritis/Enterokolitis engl. englisch
et al. lat.: et alii (und andere) Fa. Firma
FE fibrosierende Enteropathie
FIP feline infektiöse Peritonitis FIV felines Immundefizienz Virus
GALT engl.: gut associated lymphoid tissue (Darm-assoziiertes lymphatisches Gewebe)
GGEK gemischtzellige Gastroenterokolitis H1-4 Rezeptor Histaminrezeptor 1-4
H.E. Hämalaun Eosin
IBD engl.: Inflammatory Bowel Disease (chronisch-entzündliche idiopathische Enteropathie)
IEL intraepitheliale Lymphozyten
IFN-γ Interferon-γ
in vitro lat.: Untersuchungen in der Zellkultur
in vivo lat.: Untersuchungen am lebenden Organismus knockout engl.: ausgeschaltet
LAP Latenz-assoziiertes Protein
lat. lateinisch
ICAM engl.: intercellular adhesion molecule (interzelluläres Adhäsionsmolekül)
Ig Immunglobulin IL Interleukin
KEV Kresylechtviolett Färbung
LPE/LPEK/LPK lymphoplasmazelluläre Enteritis/Enterokolitis/Kolitis LPS Lipopolysaccharid
LTBP latentes TGF-β Bindungsprotein LTB4 bzw. LTC4 Leukotrien B4 bzw. Leukotrien C4
MCC Chymase tragende Mastzellen
MCCT Chymase und Tryptase tragende Mastzellen MCT Tryptase tragende Mastzellen
MCP engl.: macrophage chemoattractant protein (Makrophagen anlockendes Protein) MHC engl.: major histocompatibility complex
(Haupthistokompatibilitätskomplex)
Min. Minute(n)
MMC engl.: mucosal mast cell (Mukosamastzelle)
mMCP-4 murine Mastzellprotease-4 (entspricht humaner Chymase) MMP Matrixmetalloproteinase
M-Zellen engl.: microfold cells (Zellen mit stark gefalteter Oberfläche) NGF engl.: nerve growth factor (Nervenwachstumsfaktor)
NK-Zellen natürliche Killerzellen
PAMP engl.: pathogen associated molecular pattern (Pathogen- assoziierte molekulare Muster)
PAR engl.: protease activated receptor (Protease-aktivierter Rezeptor)
PAS engl.: periodic acid shift
PBS Phosphat gepufferte Kochsalzlösung
PEEC: engl.: pathogen elicited epithelial chemoattractant
PGD2 Prostaglandin D2
SCF engl.: stem cell factor (Stammzellfaktor)
SIBO engl.: small intestinal bacterial overgrowth (bakterielle Überwucherung des Dünndarms)
sIgA sekretorisches Immunglobulin A TBS Tris gepufferte Kochsalzlösung
TGF-β engl.: transforming growth factor-β (transformierender Wachstumsfaktor)
TH1 T-Helferzellen vom Typ 1 TH2 T-Helferzellen vom Typ 2 TH3 T-Helferzellen vom Typ 3 tight junction Zell-Zell-Verbindung
TLR engl.: toll-like receptors (Toll-ähnliche Rezeptoren) TNF-α Tumornekrosefaktor-α
Tr1-Zellen regulatorische T-Lymphozyten vgl. vergleiche
VIP vasoaktives intestinales Peptid
1 Einleitung
Bei Katzen mit chronischer, persistierend oder intermittierend auftretender Anorexie, Vomitus und/oder Diarrhö wird am häufigsten das Vorliegen einer chronischen idiopathischen entzündlichen Enteropathie (Inflammatory Bowel Disease, IBD) festgestellt. Ätiologie und Pathogenese dieses Erkrankungskomplexes sind bislang weitgehend ungeklärt, jedoch wird die Hypothese einer immunologischen Dysregulation mit Verlust der Toleranzmechanismen auf luminale Antigene im Rahmen der Pathogenese favorisiert. Aufgrund von Untersuchungen an entzündlich verändertem Darmgewebe von Menschen und Hunden mit IBD, in denen Veränderungen sowohl in der Mastzellzahl als auch im vorhandenen Mastzelltyp festgestellt wurden, wird Mastzellen und ihren Mediatoren eine entscheidende Rolle in der Pathogenese dieser Erkrankung zugeschrieben. Es wird angenommen, dass Mastzellen die Entzündungsreaktion koordinieren, da das Wirkungsspektrum der Mastzellmediatoren breit gefächert ist und teils gegensätzliche Effekte umfasst. Über das Vorkommen von Mastzellen im felinen Gastrointestinaltrakt gibt es im Gegensatz zum Hund und Menschen bislang nur eine Untersuchung, in welcher Mastzellen im unveränderten Magen-Darm-Trakt anhand ihres Proteasengehalts charakterisiert wurden. Bisher sind im einschlägigen Schriftum keine Erkenntnisse über eine mögliche Beteiligung von Mastzellen bzw. deren Subtypen am Entzündungsprozess im Darmgewebe von Katzen mit IBD beschrieben.
Ziel dieser Arbeit war die Phänotypisierung und Quantifizierung von Mastzellen anhand ihrer Inhaltstoffe Heparin, Chymase bzw. Tryptase im Gastrointestinaltrakt darmgesunder Kontrollkatzen und der an verschiedenen IBD Formen erkrankten Katzen. Zu diesem Zweck sollte zusätzlich zu einer herkömmlichen metachromatischen Spezialfärbung erstmals eine enzym- und immunhistochemische Doppelfärbung zur Darstellung von Chymase und Tryptase tragenden Mastzellen etabliert und angewandt werden.
2 Literaturübersicht
2.1 Aufbau und Funktion des Gastrointestinaltrakts
Der Verdauungskanal wird eingeteilt in Kopf-, Vorder-, Mittel- und Enddarm sowie den Canalis analis. Der Kopfdarm umfasst die Mundhöhle und den Schlundkopf (Pharynx). Zum Vorderdarm gehören Ösophagus und Magen, während der Mitteldarm den dreiteiligen Dünndarm (Intestinum tenue) mit dem Zwölffingerdarm (Duodenum), dem Leerdarm (Jejunum) und dem Hüftdarm (Ileum) umfasst. Der Enddarm (Dickdarm, Intestinum crassum) besteht aus den drei Anteilen Blinddarm (Caecum), Grimmdarm (Colon) und Mastdarm (Rectum). An diesen schließt sich der Afterkanal (Canalis analis) an, der mit dem After (Anus) nach außen mündet (NICKEL et al. 1995).
Der Gastrointestinaltrakt dient der Verdauung und Aufspaltung der Nahrung, der Resorption verdaulicher Nährstoffe, der Absorption von Wasser und Elektrolyten, dem Weitertransport und schließlich der Ausscheidung unverdaulicher Bestandteile der Nahrung (STROMBECK 1996; SANSONETTI 2004; KAHN 2005). Außerdem stellt die intestinale Mukosa zusammen mit dem aggregierten Darmschleimhaut assoziierten Immunsystem das flächenmäßig größte lymphatische Organ des Körpers dar. Gleichzeitig ist die Darmschleimhaut eine der Barrieren des Körpers gegenüber den Einflüssen der Umwelt (GEBBERS u. LAISSUE 1989; LIEBICH 1999).
Der Gastrointestinaltrakt weist auf seiner gesamten Länge einen strukturell gleichartigen, dreischichtigen Wandbau auf, der die Schleimhaut (Tunica mucosa, kurz: Mukosa), die Muskelschicht (Tunica muscularis) und als äußere Begrenzung den Bauchfellüberzug (Tunica serosa) umfasst. Die Schleimhaut wird durch das einschichtige, hochprismatische Epithelium mucosae, die Lamina propria mucosae und die Lamina muscularis mucosae gebildet. Letztere grenzt die Mukosa gegenüber der Tela submucosa (kurz: Submukosa) ab, die als Versorgungs- und Verschiebeschicht dient. Die Tunica muscularis umfasst eine innere zirkuläre Muskelschicht (Stratum circulare) und eine äußere Längsmuskelschicht (Stratum longitudinale), die aus glatten Muskelfasern bestehen und für die peristaltischen
Kontraktionen des Magendarmtrakts verantwortlich sind. Die äußerste Schicht des Gastrointestinaltrakts bildet die Tunica serosa. Sie lässt sich untergliedern in eine Lamina propria serosae und das einschichtige Mesothelium serosae (LIEBICH 1999). Im gesamten Gastrointestinaltrakt kommen Darm assoziierte lymphatische Einrichtungen (GALT) vor, deren Ausprägungsgrad in Form aggregierter Strukturen von kranial nach kaudal zunimmt.
2.1.1 Histologie des einhöhligen Magens
Karnivoren besitzen einen einhöhligen einfachen Magen, welcher komplett von einem drüsenhaltigen, einschichtigen Zylinderepithel ausgekleidet ist (NICKEL et al.
1995). Die Magenschleimhaut lässt sich untergliedern in die Kardia-, Fundus- und Pylorusdrüsenzone.
Der Aufbau der Magenschleimhaut ist den spezifischen, funktionellen Aufgaben der Futterspeicherung und Vorverdauung angepasst. Von der in Falten liegenden Schleimhautoberfläche ziehen die Magengrübchen (Foveolae gastricae) in die Tiefe. Die Oberfläche wird durch das einschichtige hochprismatische Epithelium mucosae gebildet, welches die vor der Selbstverdauung schützende hochvisköse Schleimschicht produziert. In der Tiefe der Foveolae gastricae ist das Epithel eher isoprismatisch, und die dort stattfindenden Mitosen sind ein Zeichen der ständigen Zellerneuerung (WEYRAUCH u. SMOLLICH 1998; LIEBICH 1999). Vom Grund der Foveolae gastricae stülpen sich schlauchförmige Drüsen in die Lamina propria mucosae vor. Es handelt sich in der ringförmigen Kardiadrüsenzone am Mageneingang um verästelte, stark geknäulte tubuläre Kardiadrüsen. Sie enthalten exokrine Epithelzellen, die ein alkalisches, schleimiges und Lysozym haltiges Sekret absondern. Die Fundusdrüsen sind lang gestreckte, wenig verzweigte Schlauchdrüsen (Glandulae gastricae propriae), die dicht aneinander liegen und von wenig Bindegewebe, vereinzelten Immunzellen, Gefäßen und Nerven umgeben werden. Das Fundusdrüsenepithel umfasst in großer Anzahl die exokrinen Haupt-, Neben- und Belegzellen und weniger häufig endokrine Zellen. Die Hauptzellen sezernieren Pepsinogen, Lipase und Labfermente, während die Belegzellen Salzsäure sowie einen intrinsischen Faktor zur Aufnahme von Vitamin B12 abgeben.
Von den Nebenzellen wird ein saurer, Glykosaminoglykane enthaltender Schleim
abgegeben, der zur Protektion des Epithels vor Selbstverdauung beiträgt. Die Pylorusdrüsen (Glandulae pyloricae) sind stark verästelt und verlaufen geschlängelt und geknäult. Die Epithelzellen sezernieren ein Lysozym haltiges, schleimiges Sekret. Intraepithelial kommen endokrine G-Zellen vor, die Gastrin zur Stimulation der Belegzellen an die Blutgefäße abgeben (LIEBICH 1999).
Zwischen den verschiedenen Magendrüsen befindet sich bindegewebiges Stroma, in dem nur ganz vereinzelt Immunzellen vorkommen. Nach TAMS (1986) befinden sich in der normalen Magenmukosa keine Entzündungszellen. Eine Besonderheit der Magenmukosa des Fleischfressers stellt das Stratum subglandulare dar, welches in der Lamina propria mucosae unterhalb der Schlauchdrüsen und luminal der Lamina muscularis mucosae liegt. Das Stratum subglandulare besteht aus zwei Komponenten: dem zellreichen Stratum granulosum, das zahlreiche Lymphozyten und Plasmazellen enthält, und dem äußeren Stratum compactum, einer dichten Kollagenfaserschicht. Im Stratum granulosum tritt vereinzelt aggregiertes lymphoretikuläres Gewebe auf (WEYRAUCH u. SMOLLICH 1998). In der Tela submucosa sind neben Gefäßen, Nerven und lymphatischen Einrichtungen zahlreiche Adipozyten anzutreffen (LIEBICH 1999).
2.1.2 Histologie des Dünndarms
Der Dünndarm besteht aus den drei Abschnitten Duodenum, Jejunum und Ileum, die trotz ihrer funktionellen Unterschiede weitestgehende morphologische Gemeinsamkeiten aufweisen. Der Dünndarm ist durch das Vorhandensein von langen und gestreckt verlaufenden Dünndarmzotten (Villi intestinales) gekennzeichnet, bei denen es sich um Ausstülpungen der Lamina propria mucosae ins Darmlumen handelt. Daneben kommt es intervilliär zu Einstülpungen der Lamina propria mucosae in Form von schlauchförmigen, geraden und unverzweigten Darmdrüsen (Glandulae intestinales, Lieberkühn-Drüsen, Krypten). In der Tiefe der Krypten teilen sich permanent undifferenzierte Epithelzellen, die sich bis zur Zottenspitze hochschieben und so abgeschilferte Epithelzellen ersetzen. Das Epithel besteht zum einen aus Enterozyten, die zur Oberflächenvergrößerung einen Mikrovillisaum besitzen, und zum anderen aus sekretorisch aktiven Becherzellen, die einen zytoprotektiven, glykoprotein- und glykolipidreichen Schleim produzieren.
Dieser verteilt sich auf der intestinalen Schleimhaut und schützt so vor Selbstverdauung und der Kolonisation der Epithelzellen mit pathogenen Mikroorganismen (LIEBICH 1999). Die Anzahl intraepithelialer Lymphozyten und Becherzellen nimmt in aboraler Richtung stetig zu (STROMBECK 1996; LIEBICH 1999; STOKES u. WALY 2006). Die Katze besitzt in jedem Darmabschnitt mehr intraepitheliale Lymphozyten als der Hund, die hauptsächlich CD8 exprimieren (DAY 2006). Die Lamina propria mucosae besteht aus lockerem Bindegewebe, in dem sich je nach Dünndarmabschnitt unterschiedlich viele Immunzellen wie B- und T- Lymphozyten, Plasmazellen, Makrophagen, Mastzellen, neutrophile und eosinophile Granulozyten befinden (JAMES 1993; LIEBICH 1999). In den Zotten sind nur vereinzelte Immunzellen vorhanden, während sie entlang des Übergangs der Mukosa in die Submukosa häufiger auftreten (TAMS 1986; GUILFORD 1996b).
2.1.2.1 Duodenum
Das Duodenum beginnt am Magenausgang und endet auf Höhe der Plica duodenocolica (NICKEL et al. 1995). Es ist gekennzeichnet durch das Auftreten von verzweigten Drüsen in der Tela submucosa (Brunner-Drüsen, Glandulae submucosae), die ein alkalisches, visköses Sekret produzieren, welches den sauren Mageninhalt abpuffert und so ein optimales Milieu für die Wirkung der pankreatischen Enzyme schafft (WEYRAUCH u. SMOLLICH 1998; LIEBICH 1999).
Diese Brunner-Drüsen finden sich jedoch nicht auf der gesamten Länge des Duodenums sondern nur im kranialen Anteil (LIEBICH 1999).
2.1.2.2 Jejunum
Das Jejunum beginnt an der Plica duodenocolica und endet kranial der Plica ileocaecalis (NICKEL et al. 1995). Im Jejunum können in der tiefen Mukosa und der Submukosa bereits kleinere Lymphknötchen (Noduli lymphatici solitarii) auftreten.
Die Zotten sind schlanker und länger als im Duodenum und die Anzahl der Becherzellen nimmt zu (LIEBICH 1999).
2.1.2.3 Ileum
Das Ileum beginnt auf der Höhe der Plica ileocaecalis und mündet mit dem Ostium ileale in den Dickdarm (NICKEL et al. 1995). Die Zotten sind hier kürzer und breiter und enthalten im Epithel mehr Becherzellen als die anderen Dünndarmabschnitte. In der Submukosa sind neben einzelnen Lymphknötchen (Noduli lymphatici solitarii) auch größere lymphatische Strukturen (Noduli lymphatici aggregati, Peyer-Platten) vorhanden. Sie wölben sich häufig kuppelförmig ins Darmlumen vor und verdrängen dabei die Dünndarmzotten. In der Umgebung dieser lymphatischen Einrichtungen treten vor allem im Epithel vermehrt Lymphozyten auf (WEYRAUCH u. SMOLLICH 1998; LIEBICH 1999).
2.1.3 Histologie des Kolons
Der Dickdarm besteht aus den drei Anteilen Zäkum, Kolon und Rektum und ist durch das Fehlen von Zotten gekennzeichnet. In der Lamina propria ziehen die unverzweigten, langen, parallel und gestreckt verlaufenden Darmdrüsen (Glandulae intestinales, Lieberkühn-Drüsen, Krypten) als tiefere Einstülpungen als im Dünndarm bis zur Lamina muscularis mucosae in die Tiefe und machen den größten Teil der Lamina propria mucosae aus. Die Schleimhautoberfläche wird von einem einschichtigen hochprismatischen Epithel aus Enterozyten mit Mikrovillisaum und vielen Becherzellen gebildet, welches von den mitotisch aktiven Epithelzellen im unteren Drittel der Krypten ständig erneuert wird. Im Kolon ist die Anzahl der Becherzellen höher als im Dünndarm, um die durch Wasserabsorption eingedickten Fäzes durch vermehrten Schleim gleitfähig zu erhalten und leicht ausscheidbar zu machen (STROMBECK 1996; WEYRAUCH u. SMOLLICH 1998; LIEBICH 1999). In der Tela submucosa setzen sich die auch im Ileum vorhandenen einzelnen Lymphknötchen (Noduli lymphatici solitarii) bzw. aggregierten lymphatischen Einrichtungen (Noduli lymphatici aggregati) fort.
2.2 Das Immunsystem des Gastrointestinaltrakts
Zusätzlich zu den Funktionen der Verdauung, des Nährstofftransports, des Wasser- und Elektrolytaustauschs sowie der parakrinen Hormonproduktion stellt die Darmschleimhaut auch eine Barriere des Körpers gegenüber der Umwelt dar. Die Mukosa schützt den Körper permanent vor dem Eindringen von Antigenen in Form kommensaler und pathogener Mikroorganismen sowie von Futterbestandteilen (SANSONETTI 2004). Hierfür existieren drei Arten von Barrieren: physikalische, chemische und immunologische (JANEWAY et al. 2002; SANSONETTI 2004). Diese können nur von enteroinvasiven Pathogenen durchbrochen werden, die sich durch ihre Fähigkeit auszeichnen, Muzinasen, Anheftungs-, Kolonisations- und Invasionsfaktoren bilden zu können. Durch exzessive Stimulation der angeborenen Abwehrmechanismen rufen sie durch eine Entzündungsreaktion epitheliale Integritätsverluste hervor (SANSONETTI 2004).
2.2.1 Physikalische Barrieren
Die hauptsächliche Strategie besteht bei der physikalischen Abwehr darin, den Kontakt von Antigenen mit Epithelzellen bereits im Vorfeld zu minimieren. Die physikalische Barriere wird durch die Epithelzellen mit ihrer Basalmembran, die Glykokalix auf den Enterozyten, die Mukusschicht mit dem bakterizid wirkenden Lysozym und durch sekretorisches Immunglobulin A (sIgA) gebildet. Auch die Peristaltik und die kommensale Bakterienflora spielen eine Rolle beim unspezifischen Schutz der Enterozyten (DOE 1989; SIEGENTHALER 1994;
LIEBICH 1999; JANEWAY et al. 2002; SANSONETTI 2004).
Die Enterozyten sind durch feste Zell-Zell-Verbindungen (tight junctions) eng mit einander verbunden und liegen direkt einer Basalmembran auf, welche semipermeabel für Wasser und Elektrolyte ist (STROMBECK 1996; JANEWAY et al.
2002). Durch eine hohe mitotische Aktivität können beschädigte oder infizierte Epithelzellen relativ schnell abgeschilfert und durch neue ersetzt werden. Die Epithelzellen exprimieren verschiedene Rezeptoren, mit denen sie eine Kolonisation und Invasion durch Mikroorganismen wahrnehmen können. Um eine solche zu
verhindern, besitzen die Enterozyten eine Glykokalix, die erst von Pathogenen überwunden werden muss (SANSONETTI 2004). Zusätzlich bedeckt der durch Becherzellen produzierte Mukus das Schleimhautepithel. Er enthält das bakterizide Lysozym und kann sowohl Toxine binden als auch die Oberflächenrezeptoren von Bakterien besetzen und so eine Besiedelung der Epithelien verhindern (MAGNE 1992; LIEBICH 1999; JANEWAY et al. 2002; SANSONETTI 2004). Sekretorisches dimeres Immunglobulin A (sIgA) stellt den hauptsächlich gebildeten Isotyp aller von Plasmazellen der Mukosa produzierten Immunglobuline dar (MAGNE 1992;
SIEGENTHALER 1994; JANEWAY et al. 2002; WALY et al. 2001, 2005;
KLEINSCHMIDT et al. 2008). Es bindet bakterielle Toxine, Viren, Haptene und andere Antigene bereits im Darmlumen, neutralisiert sie und hemmt ihre transepitheliale Aufnahme in die Darmmukosa. Somit verhindert sIgA ebenso wie der Mukus einen schädigenden Einfluss auf die mukosale Barriere. Dieser Antikörperisotyp bewirkt eine Antigenexklusion und vermeidet somit schon im Vorfeld Infektionen und allergische Hypersensitivitätsreaktionen (SIEGENTHALER 1994;
DOE 1989). Durch die Darmmotilität wird der Futterbrei kontinuierlich durchmischt und peristaltisch weiter transportiert, so dass der Kontakt von Antigenen und Pathogenen mit der Oberfläche der Mukosa limitiert wird. Eine kurze Kontaktzeit reduziert die Möglichkeiten einer bakteriellen Anheftung an die Epithelzellen und minimiert so das Eindringen dieser in die Mukosa. Außerdem wird durch die Darmperistaltik der Bakterien und Toxin haltige Schleim abtransportiert und schließlich ausgeschieden. Ist die Darmmotorik gestört, kommt es häufig zu einer bakteriellen Überbesiedelung (JANEWAY et al. 2002; SIEGENTHALER 1994). Die kommensalen Mikroorganismen schützen den Darm vor der Ansiedlung pathogener Keime, indem sie die ökologischen Nischen dieses Lebensraumes komplett ausnutzen und so mit pathogenen Mikroorganismen um diesen konkurrieren. Zusätzlich ergänzen sie die Nahrung durch die Produktion von Vitamin K und denen des B-Komplexes (LIEBICH 1999; JANEWAY et al. 2002).
2.2.2 Chemische Barrieren
Zu den chemischen Barrieren gehören der saure Magensaft und die im oberen Verdauungstrakt von Leber, Pankreas und Darm produzierten Verdauungsenzyme.
Sie führen zu einer Aufspaltung der Proteine, so dass nur wenige intakte Antigene in Berührung mit der Schleimhaut kommen (ALLENSPACH u. GASCHEN 2003). Auch die von einigen Epithelzellen im gesamten Gastrointestinaltrakt sezernierten Stoffe Lysozym und β-Defensin wirken bakterizid, indem sie die Oberfläche der Mikroorganismen angreifen (JANEWAY et al. 2002; SANSONETTI 2004).
2.2.3 Immunologische Barrieren
Die immunologische Barriere lässt sich untergliedern in die angeborenen und die erworbenen Immunreaktionen. Das Darmimmunsystem erfüllt hierbei die besondere Herausforderung auf der einen Seite invasive Pathogene effektiv zu bekämpfen sowie auf der anderen Seite auf Nahrungsantigene und kommensale Mikroorganismen adäquat zu reagieren, indem eine überschießende Immunantwort vermieden wird (JAMES 1993; JANEWAY et al. 2002; SANSONETTI 2004; STOKES u. WALY 2006).
2.2.4 Angeborene Immunantwort
Die wichtigsten Zellen des angeborenen Immunsystems sind dendritische Zellen, Makrophagen, neutrophile Granulozyten, γδ T-Zellen und natürliche Killerzellen (NK- Zellen) (STOKES u. WALY 2006). Epithelzellen und dendritische Zellen interagieren hauptsächlich mit den intraluminalen Antigenen und Pathogenen und koordinieren die angeborenen Abwehrmechanismen durch Produktion von proinflammatorischen Zytokinen, wenn eine bakterielle Kolonisation oder Invasion erfolgt (SANSONETTI 2004). Über verschiedene Rezeptoren können Epithelzellen Mikroorganismen anhand deren Pathogen-assoziierten molekularen Muster (PAMPs) erkennen. Es handelt sich hierbei um prokaryotische Komponenten wie Lipopolysaccharide (LPS), Proteoglykane, Flagellin und CpG-enthaltende unmethylierte DNA. Diese PAMPs werden jedoch von kommensalen Mikroorganismen ebenso exprimiert wie von pathogenen. Zu den Erkennungsrezeptoren gehören unter anderem Glykan-, NOD- und verschiedene, teilweise oberflächlich, teilweise intrazellulär gelegene Toll-like Rezeptoren (TLR).
Die Aktivierung dieser Rezeptoren induziert die Expression proinflammatorischer Zytokine in den Epithelzellen durch den Transkriptionsfaktor NF-κB (CAVE 2003;
SANSONETTI 2004). Diese fungieren als Warnsignale und führen zur Expression kostimulatorischer Moleküle auf Antigen präsentierenden Zellen (APC). Auf diese Weise stellen die PAMP-Erkennungsrezeptoren eine wichtige Verbindung zwischen angeborenen und erworbenen Immunreaktionen dar. Sie sind auch für die Aufrechterhaltung der oralen Toleranz und der immunologischen Balance der normalen intestinalen Mukosa relevant (CAVE 2003; STOKES u. WALY 2006).
Durch Freisetzung von Interleukin 8 (IL-8) werden neutrophile Granulozyten rekrutiert, die sich unter Einfluss des ebenfalls abgegebenen Faktors PEEC (pathogen elicited epithelial chemoattractant) entlang der basalen Seite der Epithelzellen ausbreiten. Einzelne neutrophile Granulozyten wandern auch in das Darmlumen aus, um dort ebenso wie an der Epithelzellbarriere ihre antibakterielle Funktion auszuüben, indem sie weitere Entzündungszellen rekrutieren und antibakterielle Proteine exprimieren (SANSONETTI 2004). Bei Makrophagen handelt es sich um Phagozyten, die über CD14 sowie über Mannose-, Scavenger- und Komplementrezeptoren unspezifisch Antigene erkennen. Dies führt entweder zur Elimination durch Phagozytose oder zur Freisetzung von Zytokinen, durch die weitere Immunzellen wie beispielsweise NK-Zellen durch Interferon-γ (IFN-γ) rekrutiert werden (JAMES 1993; JANEWAY et al. 2002; STOKES u. WALY 2006).
NK-Zellen stellen eine besondere Immunzellpopulation dar, die bei fehlender Expression von MHC-Klasse I Molekülen zytotoxische Granula freisetzen und so zu Zelllyse oder Apoptose führen (JANEWAY et al. 2002). γδT-Zellen kommen im intestinalen Epithel bei gesunden Hunden gehäuft als eine Subpopulation der intraepithelialen Lymphozyten vor und exprimieren weder CD4 noch CD8 (JAMES 1993; GERMAN et al. 1999). Ihre Reaktion unterliegt folglich keiner Restriktion durch MHC-Moleküle, jedoch präsentieren ihnen manchmal CD1 Moleküle Antigene. γδT- Zellen erkennen dabei keine Proteinstrukturen, auf welche die anderen T- Lymphozyten in der Regel reagieren (PICHLER 1997). Es wird eine Beteiligung in der frühen Immunantwort angenommen (JAMES 1993).
2.2.5 Erworbene Immunantwort
Das Darm-assoziierte lymphatische Gewebe (gut-associated lymphoid tissue, GALT) stellt die größte Ansammlung lymphatischen Gewebes des Körpers dar und kann unabhängig vom systemischen Immunsystem agieren (DOE 1989; GEBBERS u.
LAISSUE 1989; JAMES 1993; ELWOOD u. GARDEN 1999; ALLENSPACH u.
GASCHEN 2003). Es umfasst zum einen in Aggregaten organisierte lymphatische Strukturen wie die Peyerschen Platten, einzelne Lymphknötchen und die mesenterialen Lymphknoten, die den afferenten, induktiven Teil der zellulären Abwehr bilden und zum anderen die nicht aggregierten lymphatischen Zellen. Zu diesen gehören die dicht mit dem Epithel assoziierten luminalen Lymphozyten, die intraepithelialen Lymphozyten (IEL) und die diffus in Mukosa und Submukosa verteilt liegenden Lymphozyten, Plasmazellen, Mastzellen, dendritischen Zellen, neutrophilen und eosinophilen Granulozyten, die zusammen den efferenten Teil der zellulären Immunantwort bilden (SCHMUCKER u. DANIELS 1986; DOE 1989;
GEBBERS u. LAISSUE 1989; SIEGENTHALER 1994; STOKES u. WALY 2006).
Für das erworbene Immunsystem des Darms spielt das Follikel-assoziierte Epithel eine besondere Rolle. Es handelt sich hierbei um M-Zellen (microfold cells), die eine gefaltete Oberflächenmembran besitzen und das Epithel über den sogenannten Domregionen der Peyerschen Platten bilden. Im Gegensatz zu den anderen Epithelzellen werden sie nicht von einer Glykokalix überzogen und nehmen endozytotisch permanent Antigene und Pathogene aus dem Darmlumen auf, um diese weitgehend unverändert an ihre basolaterale Seite zu translokalisieren (SCHMUCKER u. DANIELS 1986; SIEGENTHALER 1994; SANSONETTI 2004).
Dort stehen sie in engem Kontakt mit Antigen präsentierenden Zellen (APC) wie dendritischen Zellen, Makrophagen und Lymphozyten. In den aggregierten Lymphgeweben befinden sich naive B- und T-Lymphozyten, die sich nach Kontakt mit den ihnen präsentierten Antigenen in den Mesenteriallymphknoten vermehren und lymphogen über den Ductus thoracicus in die Blutzirkulation gelangen. Als ausgereifte B- oder T-Gedächtniszellen gelangen sie durch Anheftung an spezifische Homingrezeptoren wieder zurück in die Mukosa (DOE 1989; JAMES 1993). Dort bilden sie als residente Effektorzellen den efferenten Teil des adaptiven
Immunsystems und sind für die schnelle Reaktionsfähigkeit nach erneutem Antigenkontakt verantwortlich (SIEGENTHALER 1994; STOKES u. WALY 2006).
Bei den intraepithelialen Lymphozyten (IEL) handelt es sich vorwiegend um CD8+ zytotoxische T-Zellen und γδT-Zellen, während in der Lamina propria mucosae eher CD4+ T-Zellen überwiegen (DOE 1989; JAMES 1993; PICHLER 1997; DAY 2006; WALY et al. 2005). WALY et al. (2001, 2004, 2005) konnten dieses Verteilungsmuster auch für die Spezies Katze nachweisen. Sie fanden außerdem heraus, dass die Anzahl intraepithelialer Lymphozyten speziesabhängig variiert und diese bei Katzen im Gegensatz zu Hunden häufiger im Zotten- als im Kryptepithel vorkommen. Vom Duodenum bis ins Ileum steigt ihre Anzahl an (DAY 2006). Die Epithelzellen präsentieren ihnen Antigene, induzieren durch die Aktivierung der IEL die Produktion und Freisetzung von Interferon, welches wiederum eine verstärkte Antigenpräsentation durch die Epithelzellen hervorruft. Die hauptsächliche Funktion der IEL liegt vermutlich in der Suppression von Immunantworten und trägt so zur oralen Toleranz gegenüber nicht invasiven Antigenen bei (GUILFORD 1996a). Als eine spezielle Subpopulation der IEL kommen im felinen Gastrointestinaltrakt auch large granular lymphocytes (LGL) vor, die charakteristische große, azidophile, intrazytoplasmatische Granula enthalten (ROCCABIANCA et al. 2006).
Bezüglich der Polarisierung der in der Lamina propria mucosae vorhandenen CD4+ T-Zellen besteht Unklarheit. WALY et al. (2001, 2004, 2005) vermuten, dass in der Kryptenregion vorrangig immunmodulatorische T-Helferzellen vom Typ 2 (TH2) vorkommen und in der Zottenregion eher entzündungsfördernde T-Helferzellen vom Typ 1 (TH1) überwiegen. Von den mukosalen Plasmazellen wird vorrangig IgA produziert, so dass dieser Isotyp gegenüber den Isotypen IgM und IgG vorherrscht (DOE 1989; MAGNE 1992; JAMES 1993; SIEGENTHALER 1994; ELWOOD u.
GARDEN 1999; CAVE 2003; STOKES u. WALY 2006). Durch IgA kann im Gegensatz zu IgG keine Aktivierung des Komplementsystems ausgelöst werden (DOE 1989). Somit ist der IgA Isotyp für die Aufrechterhaltung der oralen Toleranz entscheidend.
2.2.6 Orale Toleranz - Teil der spezifischen Immunreaktion
Eine Immunantwort führt entweder zu Toleranz oder Sensitivität gegenüber einem Antigen. Das GALT verfügt über die einzigartige Eigenschaft, Immunantworten durch suppressorische T-Lymphozyten zu dominieren und dadurch eine Toleranz herbeizuführen. Die Toleranz gegenüber persistierend vorhandenen, harmlosen Antigenen verhindert die Entstehung der schädigenden Effekte einer lang anhaltenden immunmediierten Entzündung. Die Sensitivität hingegen ermöglicht die effektive Elimination von Pathogenen zum einen Antigen-unspezifisch über mononukleäre Phagozyten oder alternative Komplementaktivierung und zum anderen Antigen-spezifisch durch Aktivierung der zellvermittelten Immunantwort mit daraus resultierender Antikörperproduktion (GUILFORD 1996a).
In der unveränderten Darmmukosa exprimieren die APCs in Abwesenheit von entzündungsfördernden Zytokinen keine kostimulierenden Rezeptoren (CD80 und CD86) (CAVE 2003). Dies führt zur Deletion oder zur Anergie von Lymphozyten, die mit diesen APCs interagieren (JAMES 1993; ELWOOD u. GARDEN 1999). Anergie bedeutet, dass diese Lymphozyten selbst bei anschließender idealer Stimulation nicht mehr auf ihr Antigen reagieren (JANEWAY et al. 2002). Zusätzlich sezernieren die residenten T-Lymphozyten der normalen Mukosa mehrheitlich ein entzündungshemmendes und immunsuppressives TH2- und TH3-Zytokinspektrum.
Hierzu zählen im Speziellen die antiinflammatorischen Zytokine Interleukin-10 (IL-10), Interleukin-13 (IL-13) und Transforming-Growth-Factor-β (TGF-β), die innerhalb der B-Lymphozyten einen Isotypenswitch hin zur IgA-Produktion verursachen und gleichzeitig die IgG-Produktion sowie die Entwicklung von TH1- Lymphozyten verhindern (JENKINS et al. 2001; ALLENSPACH u. GASCHEN 2003;
CAVE 2003). Diese Kombination aus Deletion, Anergie und Immunmodulation durch suppressorische T-Zellen liegt bei der Reaktion des Immunsystems auf kommensale Bakterien oder Nahrungsantigene üblicherweise zugrunde und wird orale Toleranz genannt. Hierbei spielen außerdem genetische Einflüsse, das Alter des Tieres sowie Verdauungsgrad und Menge der absorbierten Antigene eine Rolle (ELWOOD u.
GARDEN 1993). Die orale Toleranz schützt den Gastrointestinaltrakt vor
überschießenden Immunreaktionen gegenüber den unzähligen Antigenen aus der Nahrung und den Antigenen kommensaler Mikroorganismen (JAMES 1993).
Es wird deutlich, dass diese komplexen Regulationsmechanismen sehr fein aufeinander abgestimmt sind und dass eine Störung dieses aus Antigenexklusion, -elimination und Toleranz bestehenden Systems zur Entstehung verschiedener Erkrankungen führen kann (JAMES 1993). Vermutlich ist eine fehlerhafte Suppression der Effektorzellen an der Pathogenese der Inflammatory Bowel Disease (IBD) beteiligt (GUILFORD 1996a). Eine Störung im Gleichgewicht der toleranzinduzierenden Immunreaktionen kann durch Verletzungen, Infektionen, eine erhöhte Permeabilität der Mukosabarriere oder eine inadäquate Immunreaktion ausgelöst werden (ELWOOD u. GARDEN 1993; ALLENSPACH u. GASCHEN 2003).
Es resultiert das vermehrte Eindringen von Antigenen und Pathogenen in die Schleimhaut. Dies führt zur Freisetzung proinflammatorischer Zytokine wie IFN-γ, IL-12 und Tumornekrosefaktor-α (TNF-α) und zur Induktion einer TH1-dominierten Immunantwort anstelle der üblicherweise vorherrschenden TH2-/TH3-Immunreaktion (ALLENSPACH u. GASCHEN 2003). Durch proinflammatorische Zytokine erfolgt die Expression kostimulatorischer Rezeptoren auf den APCs. Dies induziert eine massive klonale Expansion der aktivierten B- und T-Lymphozyten sowie einen Isotypenswitch der Plasmazellen, sodass vermehrt IgM, IgG oder IgE sezerniert wird (JANEWAY et al. 2002). Aus der Entzündung resultiert eine zusätzliche Gewebszerstörung, und daher kann sich relativ schnell ein sich selbst unterhaltender Prozess entwickeln (ALLENSPACH u. GASCHEN 2003).
2.3 Transforming growth factor-
β
(TGF-β
)TGF-β ist ein bei den verschiedenen Spezies hoch konserviertes Polypeptid, welches an Entwicklungs-, Wachstums-, Erhaltungs- und Reparationsprozessen beteiligt ist.
Derzeit sind fünf Isoformen des Wachstumsfaktors bekannt, wobei drei davon beim Säugetier vorkommen. Innerhalb der verschiedenen Isoformen gibt es beim Menschen eine hohe Sequenzhomologie (ca. 70%) (SPORN u. ROBERTS 1990).
Die multiplen regulatorischen Effekte bei der Zellproliferation und -differenzierung resultieren aus der Kontrolle der Genexpression der Zielzellen durch diesen Wachstumsfaktor (ROBERTS et al. 1990).
Inzwischen ist bekannt, dass eine Vielzahl komplexer Mechanismen an der Regulation des Vorkommens und der Bioaktivität von TGF-β beteiligt sind (FLAUMENHAFT et al. 1993; BARCELLOS-HOFF 1996). Hierbei spielen die beiden Latenzproteine LAP (Latenz assoziiertes Protein) und LTBP (latentes TGF-β Bindungsprotein) eine entscheidende Rolle, da sie eine zeitlich versetzte Bioverfügbarkeit von TGF-β ermöglichen und dadurch seine Aktivität, seine Verteilung und die Pathogenese verschiedener Erkrankungen kontrollieren (GRAINGER et al. 1995). Aktives TGF-β kann unter anderem durch Angiotensin II, welches lokal durch die enzymatische Aktivität von Chymase entsteht, freigesetzt werden (TAIPALE et al. 1995; PEJLER et al. 2007).
Aufgrund der Bedeutung von TGF-β in der Embryogenese, wird sowohl der Wachstumsfaktor als auch der TGF-β Rezeptor von einer Vielzahl verschiedener Zellen sezerniert bzw. exprimiert (ROBERTS et al. 1990). Die drei Isoformen besitzen nach bisherigem Wissensstand ähnliche biologische Eigenschaften, weil sie alle mit einem identischen Rezeptor interagieren und somit die gleichen Zielzellen haben (KINGSLEY 1994; LETTERIO u. ROBERTS 1998). Allerdings wird jede Isoform von einem anderen Promotor kontrolliert und verfügt über ein unterschiedliches Verteilungsmuster im Gewebe (LETTERIO u. ROBERTS 1998).
Aufgrund der geringen Halbwertszeit von aktivem TGF-β von lediglich 2-3 Minuten wird es stets an Latenzproteine assoziiert freigesetzt, welche somit die biologische Aktivität kontrollieren (ROBERTS 1998).
2.3.1 Bedeutung von TGF-β in der Regulation der Immunantwort im unveränderten Darm
TGF-β ist ein Wachstumsfaktor, der von allen hämatopoetischen Zellen, speziell aber von Lymphozyten, Makrophagen und dendritischen Zellen gebildet wird und latent an extrazelluläre Matrix gebunden vorkommt. Seine hauptsächliche Wirkung basiert auf der Chemotaxis von den meisten hämatopoetischen Zellen und von Fibroblasten.
Weiterhin beeinflusst es auch Zellwachstum und –differenzierung. Durch direkte Effekte auf Moleküle des Zellzyklus hemmt TGF-β das Wachstum epithelialer, endothelialer und immunologischer Zellen (MC PHERRON et al. 1997; ROBERTS 1998). Die hauptsächliche Wirkung auf mesenchymale Zellen basiert auf einer Regulation der Genaktivität.
TGF-β verfügt über einzigartige und potente immunregulatorische Eigenschaften, indem aktivierte Immunzellen gehemmt werden. Eine überschießende TGF-β Produktion oder Aktivierung resultiert in Immundefekten und Fibrosierungen bei chronischen Entzündungen. Versuche mit TGF-β1 knockout Mäusen zeigten, dass beim Fehlen dieses Wachstumsfaktors eine generalisierte Aktivierung von Immunzellen mit daraus resultierenden weit ausgedehnten Entzündungsreaktionen erfolgt (SHULL et al. 1992; KULKARNI et al. 1993). Die von diesem Mediator vermittelten Wirkungen sind sehr variabel und hängen vom Zelltyp, dem Grad der Zelldifferenzierung und dem insgesamt vorherrschenden Zytokinmilieu ab. Eine besondere Rolle erfüllt dieses Protein im Rahmen der oralen Toleranz, weil es für die Aufrechterhaltung der Balance zwischen reaktiven und suppressorischen T-Lymphozyten bedeutend ist, um eine unangebrachte Entzündungsreaktion zu verhindern (LETTERIO u. ROBERTS 1998).
Die Wirkung von TGF-β basiert im unveränderten Verdauungskanal im Wesentlichen auf regulatorischen und suppressorischen Eigenschaften. Inzwischen wurden beim Menschen verschiedene Subtypen der T-Lymphozyten identifiziert, die hauptsächlich TGF-β sezernieren. Dazu zählen suppressorische CD8+ T-Zellen, regulatorische CD4+ TH3-Zellen und regulatorische Tr1-Zellen (WEINER 2001). Das von ihnen
sezernierte TGF-β hemmt die IL-2-abhängige Proliferation weiterer T-Lymphozyten und infolge dessen auch die Produktion zahlreicher Zytokine bzw. zytolytische Funktionen (KEHRL et al. 1986; FARGEAS et al. 1992).
Beim Menschen scheinen die suppressorischen CD8+ T-Zellen, die ausschließlich TGF-β sezernieren, bevorzugt von Epithelzellen des Intestinaltrakts aktiviert zu werden. Anscheinend handelt es sich bei diesen um intraepitheliale Lymphozyten.
Neben den CD8+ T-Zellen gibt es beim Menschen noch regulatorische CD4+ TH3-Zellen, welche durch die Sekretion von hauptsächlich TGF-β sowie in geringem Umfang auch von Interleukin 10 (IL-10) und Interleukin 4 (IL-4) charakterisiert sind (LETTERIO u. ROBERTS 1998; WEINER 2001). Sie entwickeln sich in den Peyerschen Platten aus T0-Zellen unter dem Einfluss eben dieser Zytokine (WEINER 2001). Es ist daher von Bedeutung, dass in den Peyerschen Platten im Gegensatz zu allen anderen lymphatischen Geweben hohe Level an IL-4, IL- 10 und TGF-β auftreten. Somit herrscht dort ein TH2- bzw. TH3-ähnliches Zytokinmilieu vor, das zur reversiblen Induktion hyporesponsiver TH2- und TH3-Zellen führt und gleichzeitig die Entwicklung von TH1-Lymphozyten verhindert (KELLERMANN u. MCEVOY 2001).
Weiterhin konnten GONNELLA et al. (1998) nachweisen, dass orale Administration von Antigenen zu einem Anstieg von IL-4, IL-10 und TGF-β führt, während gleichzeitig IL-2 und IFN-γ absinken. Diese antiinflammatorischen Zytokine werden hauptsächlich von CD4+ T-Lymphozyten produziert. TH3-Zellen unterdrücken sowohl TH1- als auch TH2-dominierte Immunantworten und fördern die Produktion von IgA (siehe Abbildung 2.3.1) (WEINER 2001; CAVE 2003). Über die Verteilung der TH3- Zellen innerhalb der Lamina propria mucosae der Katze gibt es bisher keinerlei Erkenntnisse.
Die regulatorischen Tr1-Zellen entwickeln sich hingegen unter Einfluss von IL-10 und sezernieren sowohl IL-10 als auch TGF-β. Es ist nicht bekannt, ob sie und die CD4+ TH3-Zellen gemeinsame Vorläuferzellen haben und es sich um verschiedene Entwicklungsstadien handelt oder ob sie unterschiedliche Regulatorzellen darstellen (WEINER 2001).
Die folgende Abbildung 2.3.1 stellt die verschiedenen Subtypen der T-Lymphozyten mit ihren oben beschriebenen Zytokinwirkungen dar.
Abbildung 2.3.1: Schematische Darstellung der verschiedenen Subtypen der T-Lymphozyten mit Wirkung ihrer Zytokine; modifiziert nach PICHLER (1997)
TH0: naive T-Zelle, die noch ein breites Zytokinspektrum sezernieren kann;
TH1: geprimte T-Zelle, die ein proinflammatorisches Zytokinspektrum sezerniert; TH2: geprimte T-Zelle, deren Zytokine Hypersensitivitätsreaktionen vom Typ I fördern; TH3: geprimte T-Zelle, die ein suppressorisches Zytokinspektrum sezerniert; Tr1: regulatorische T-Zelle, die ein suppressorisches Zytokinspektrum sezerniert; CTL: zytotoxische T-Zelle, die infizierte Zellen abtötet; sCD8+: suppressorische CD8+ T-Zelle; IL: Interleukin; TNF-α: Tumor Nekrose Faktor α; IFN-γ: Interferon γ;
TGF-β: Transforming growth factor-β; IgE: Immunglobulin E; : fördernde Wirkung;
: hemmende Wirkung
