Aktualisierung von Blutparametern beim Schwein

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Aktualisierung von Blutparametern beim Schwein

INAUGURAL-DISSERTATION Zur Erlangung des Grades einer

Doktorin der Veterinärmedizin - Doctor medicinae veterinariae -

(Dr. med. vet.)

vorgelegt von Eva Nerbas aus Münster

Hannover 2008

(2)

Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. M. Wendt

1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. M. Wendt 2. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. R. Mischke

Tag der mündlichen Prüfung: 19.11.2008

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Meinen Eltern in Liebe und Dankbarkeit

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Inhaltsverzeichnis

Tabellenverzeichnis... IX Abbildungsverzeichnis...XVI Abkürzungsverzeichnis...XX

1 Einleitung... 1

2 Literaturübersicht... 3

2.1 Nutzungsintentionen für Referenzintervalle... 3

2.2 Selektion von Referenzindividuen ... 3

2.3 Vorbereitung der Referenzindividuen und Probennahme... 3

2.4 Qualitätskontrolle... 4

2.5 Statistische Bearbeitung... 4

2.5.1 Unterteilung der Referenzpopulation ...5

2.6 Referenzwerte ... 6

2.6.1 Hämatologie ...6

2.6.1.1 Erythrozytenzahl... 6

2.6.1.2 Hämoglobin ... 8

2.6.1.3 Hämatokrit ... 9

2.6.1.4 Thrombozyten... 11

2.6.1.5 Erythrozytenindizes MCHC, MCV und MCH... 11

2.6.1.6 Physiologische Blutzellmorphologie des Schweins ... 12

2.6.1.7 Leukozytenzahl... 14

2.6.1.8 Lymphozyten ... 15

2.6.1.9 Segmentkernige Granulozyten ... 15

2.6.1.10 Stabkernige Granulozyten ... 17

(6)

2.6.1.11 Eosinophile Granulozyten... 17

2.6.1.12 Basophile Granulozyten ... 17

2.6.1.13 Monozyten ... 18

2.6.2 Klinische Chemie...19

2.6.2.1 Gesamt-Bilirubin ... 19

2.6.2.2 Direktes Bilirubin... 20

2.6.2.3 Gesamt-Protein ... 20

2.6.2.4 Albumin ... 22

2.6.2.5 Alkalische Phosphatase (AP) ... 22

2.6.2.6 Kreatinkinase (CK) ... 23

2.6.2.7 Aspart-Amino-Transferase (ASAT)... 24

2.6.2.8 Alanin-Amino-Transferase (ALAT)... 25

2.6.2.9 Laktat-Dehydrogenase (LDH)... 27

2.6.2.10 Glutamat-Dehydrogenase (GLDH) ... 30

2.6.2.11 γ-Glutamyl-Transferase (γGT)... 30

2.6.2.12 Temperaturabhängigkeit von Enzymaktivitäten ... 31

2.6.2.13 Kreatinin ... 32

2.6.2.14 Harnstoff ... 33

2.6.2.15 Laktat... 34

2.6.2.16 Glukose ... 35

2.6.2.17 Kalzium... 37

2.6.2.18 Magnesium ... 38

2.6.2.19 Phosphor ... 40

2.6.2.20 Natrium und Kalium ... 41

2.6.2.21 Zink... 43

2.6.2.22 Kupfer... 44

2.6.2.23 Eisen, latente Eisenbindungskapazität und Transferrin... 45

2.7 Variation der Referenzbereiche ... 47

2.7.1 Präanalytische Variationen...48

2.7.2 Saisonale Einflüsse und Umwelteinflüsse auf die Blutparameter ...48

2.7.3 Einfluss von Stress auf die Blutparameter...49

(7)

2.7.4 Einfluss des Reproduktionsstatus auf die Blutparameter ...50

2.7.4.1 Hochträchtigkeit... 50

2.7.4.2 Laktation ... 51

2.7.4.3 Einfluss der Wurfzahl auf die Blutparameter... 52

2.7.5 Einfluss der Rasse auf die Blutparameter ...52

2.7.6 Einfluss des Alters auf die Blutparameter...53

2.7.6.1 Blutbild des Saugferkels ... 54

2.8 Referenzwerte des Schweins aus dem Jahr 1976... 55

3 Material und Methode... 56

3.1 Studiendesign... 56

3.2 Auswahl der Betriebe ... 56

3.3 Auswahl der Referenzindividuen ... 57

3.4 Probenverteilung ... 58

3.4.1 Proben von Ferkelerzeuger-Betrieben...58

3.4.1.1 Proben von BHZP-Ferkelerzeuger-Betrieben ... 58

3.4.1.2 Proben von PIC-Ferkelerzeuger-Betrieben... 60

3.4.2 Proben von Vermehrerbetrieben ...61

3.4.3 Mastbetriebe...63

3.5 Probengewinnung... 64

3.5.1 Fixation der Schweine ...64

3.5.2 Blutentnahme ...64

3.6 Verarbeitung und Analyse der Blutproben... 65

3.7 Hämatologie ... 65

3.7.1 Rotes Blutbild ...65

3.7.1.1 Leukozyten, Erythrozyten und Thrombozyten ... 65

3.7.1.2 Hämoglobin ... 66

(8)

3.7.1.3 Hämatokrit ... 66

3.7.1.4 Erythrozytenindizes ... 66

3.7.2 Differentialblutbild ...67

3.8 Klinische Chemie... 68

3.8.1 Manuell durchgeführte Methoden am Fotometer...68

3.8.2 Klinische Chemie mit automatisierten Messmethoden, Methodenvergleich manuell vs. automatisch...75

3.9 Flammfotometrie, Bestimmung von Natrium und Kalium im Plasma ... 77

3.10 Qualitätskontrolle... 78

3.11 Statistische Bearbeitung... 79

3.11.1 Selektion der Ausreißer ...79

3.11.2 Test auf Unterteilungsnotwendigkeit...79

3.11.3 Test der Verteilungsart und Ermittlung von Referenzintervallen...80

3.11.4 Test des Einflusses von Alter, Rasse und Reproduktionsstadium...80

3.11.5 Methodenvergleich ...81

4 Ergebnisse ... 85

4.1 Referenzintervalle... 85

4.1.1 Hämatologie ...85

4.1.2 Klinische Chemie...92

4.2 Altersabhängigkeit von Blutparametern beim Schwein... 99

4.2.1 Hämoglobin ...99

4.2.2 Leukozyten ...101

4.2.3 Lymphozyten ...104

4.2.4 Segmentkernige neutrophile Granulozyten ...107

4.2.5 Absolute Anzahl eosinophiler Granulozyten ...110

4.2.6 Gesamt-Bilirubin (GesBb)...112

4.2.7 Gesamt-Protein (GP)...114

(9)

4.2.8 Albumin ...116

4.2.9 Alkalische Phosphatase (AP) ...118

4.2.10 Aspart-Amino-Transferase (ASAT)...120

4.2.11 Glutamat-Dehydrogenase (GLDH) ...122

4.2.12 γ-Glutamyl-Transferase (γGT) ...124

4.2.13 Kreatinin ...126

4.2.14 Harnstoff...128

4.2.15 Phosphor ...130

4.2.16 Kupfer...132

4.2.17 Kalzium...134

4.2.18 Serum-Eisen...136

4.3 Genetische Abhängigkeit von Blutparametern ... 138

4.3.1 Vergleich der Genetiken BHZP und PIC...138

4.3.1.1 Saugferkel ... 139

4.3.1.2 Mast... 141

4.3.1.3 Jungsauen ... 142

4.3.1.4 Laktierende Sauen ... 142

4.3.2 Vergleich der BHZP-Reinzuchtlinien ...143

4.3.2.1 Güste BHZP-Reinzuchtlinien-Jungsauen ... 143

4.3.2.2 Hochtragende BHZP-Reinzuchtlinien-Sauen... 145

4.4 Einfluss des Reproduktionsstadiums auf Blutparameter ... 149

4.5 Vergleich der Referenzwerte mit der Literatur ... 151

4.5.1 Vergleich mit „Arbeitswerten in der Laboratoriumsdiagnostik“ der DVG (1976) ...151

4.6 Methodenvergleich ... 153

4.6.3 Aspart-Amino-Transferase (ASAT)...156

4.6.4 Alanin-Amino-Transferase (ALAT)...158

(10)

4.6.5 Laktat-Dehydrogenase (LDH)...159

4.6.6 Kreatinkinase (CK) ...160

4.6.8 Kreatinin ...162

4.6.9 Gesamt-Bilirubin ...163

4.6.10 Umrechnung der Messwerte...164

5 Diskussion ... 169

5.1 Referenzbereiche ... 169

5.1.1 Methodik...169

5.1.1.1 Ausreisser-Selektion... 169

5.1.1.2 Einfluss der Fütterung ... 170

5.1.1.3 Zeitraum von der Blutentnahme bis zur Zentrifugation ... 171

5.1.1.4 Einfluss hämolytischer Proben ... 171

5.1.2 Vergleich mit der Literatur ...172

5.1.3 Vergleich der Referenzwerte für Mastschweine und 230 Tage alte reinrassige BHZP DE-(01) und DE-(03)Sauen mit den „Arbeitswerten in der Laboratoriumsdiagnostik“ (DVG 1976) ...175

5.1.4 Blutentnahmemethode ...177

5.1.5 Analysemethoden und Bewertung des Cobas Mira Plus...178

5.2 Einfluss des Alters ... 179

5.2.1 Hämoglobin ...180

5.2.2 Leukozyten ...182

5.2.3 Lymphozyten ...183

5.2.4 Segmentkernige neutrophile Granulozyten ...183

5.2.5 Eosinophile Granulozyten...184

5.2.7 Gesamt-Protein ...186

5.2.8 Albumin ...187

(11)

5.2.10 Aspartat-Amino-Transferase (ASAT)...188

5.2.13 Kreatinin ...191

5.2.15 Phosphor ...192

5.2.16 Kupfer...193

5.3 Einfluss der Rasse... 194

5.3.1 Saugferkel Endproduktgenetik BHZP und PIC ...194

5.3.2 Güste und hochtragende Jungsauen...195

5.3.3 Laktierende Sauen ...195

5.3.4 Güste und hochtragende BHZP-Reinzuchtlinien-Sauen...195

5.4 Einfluss des Reproduktionsstadiums... 198

5.5 Ausblick ... 202

6 Zusammenfassung ... 204

7 Summary ... 207

8 Literaturverzeichnis ... 209

9 Anhang ... 225

9.1 Manuelle Methoden der klinischen Chemie... 225

9.1.2 Direktes Bilirubin...225

9.1.3 Gesamt-Protein ...226

9.1.4 Albumin ...227

9.1.5 Aspartat-Amino-Transferase (ASAT)...227

9.1.6 Alanin-Amino-Transferase (ALAT)...227

(12)

9.1.7 Laktat-Dehydrogenase (LDH)...228

9.1.9 Kreatinkinase (CK) ...229

9.1.12 Kreatinin ...230

9.1.14 Glukose ...231

9.1.15 Laktat...232

9.1.16 Kalzium...233

9.1.17 Magnesium ...234

9.1.18 Phosphat ...234

9.1.20 Latente Eisenbindungskapazität (lEBK) ...236

9.1.21 Transferrin ...236

9.1.22 Kupfer...237

9.1.23 Zink...237

10 Danksagung ... 239

(13)

Tabellenverzeichnis

Tabelle 2.6.1: Referenzintervalle für das rote Blutbild des Schweins aus der Literatur...10 Tabelle 2.6.2: Referenzintervalle für Erythrozytenindizes des Schweins aus der

Literatur...12 Tabelle 2.6.3: Referenzintervalle zum Differentialblutbild des Schweins aus der

Literatur...16 Tabelle 2.6.4: Referenzintervalle für eosinophile (Eos) und basophile (Baso)

Granulozyten und Monozyten (Mono) in relativen Zahlen (%) im Differentialblutbild des Schweins aus der Literatur ...18 Tabelle 2.6.5: Referenzintervalle aus der Literatur für Gesamt-Bilirubin (GesBb),

direktes Bilirubin (DirBb), Gesamt-Protein (GP) und Albumin (Alb) des Schweins...21 Tabelle 2.6.6: Referenzwerte für CK, ASAT und ALAT des Schweins aus der

Literatur...26 Tabelle 2.6.7: Referenzintervalle aus der Literatur für γGT und AP des

Schweins ...28 Tabelle 2.6.8: Referenzwerte aus der Literatur für die LDH und GLDH des

Schweins ...29 Tabelle 2.6.9: Umrechnungsfaktoren für die Bestimmung von Enzymen des

Schweins bei unterschiedlichen die Messtemperaturen (25°C, 37°C), erstellt durch das Zentrallabor der Veterinärmedizinischen Universität Wien (persönl. Mitteil.) ...32 Tabelle 2.6.10: Referenzwerte des Schweins für Kreatinin und Harnstoff aus der

Literatur...36 Tabelle 2.6.11: Referenzwerte des Schweins für Laktat und Glukose aus der

Literatur...37

(14)

Tabelle 2.6.12: Referenzwerte des Schweins für Kalzium (Ca), Magnesium (Mg),

Phosphor (P) aus der Literatur...39

Tabelle 2.6.13: Referenzwerte des Schweins für Natrium (Na) und Kalium (K) aus der Literatur...41

Tabelle 2.6.14: Referenzwerte des Schweins für Kupfer (Cu) und Zink (Zn) aus der Literatur...45

Tabelle 2.6.15: Referenzwerte des Schweins für Serum-Eisen (Fe) und totale Eisenbindungskapazität (tEBK) aus der Literatur...47

Tabelle 2.8.1: „Arbeitswerte in der Laboratoriumsdiagnostik“ DVG (1976) ...55

Tabelle 3.4.1: Verteilung der Proben aus BHZP-Ferkelerzeuger-Betrieben ...60

Tabelle 3.4.2: Verteilung der Proben aus PIC-Ferkelerzeuger-Betrieben ...61

Tabelle 3.4.3: Linien- und Rassebezeichnung der Referenzindividuen ...62

Tabelle 3.4.4: Probenverteilung für reinrassige BHZP-Sauen der Linien 01, 03, 05, 06 und 31-BHZP in der Aufzucht ...62

Tabelle 3.4.5: Probenverteilung für Zuchteber (BHZP) ...63

Tabelle 3.4.6: Probenverteilung für Mastschweine ...63

Tabelle 3.5.1: Verwendete Kanülengrößen und Alter/Gewicht der Referenzindividuen ...64

Tabelle 3.8.1: Analysebedingungen für fotometrische Bestimmungsparameter unter Angabe des molaren Extinktionskoeffizienten und der Berechnungsfaktoren F...71

Tabelle 3.8.2: Methoden der manuellen klinischen Chemie und Angabe der Variationskoeffizienten (VK%)...72

Tabelle 3.11.1: Statistische Ermittlung des Einflusses einer Variablen (Alter, Rasse, Reproduktionsstatus) mittels Kruskal-Wallis-Test und Test auf Unterschiedlichkeit zweier nicht normalverteilter Gruppen in einer Variablen mittels Wilcoxon-Test...82

(15)

Tabelle 3.11.2: Bildung von 18 Referenzgruppen aus 49 Probengruppen...83 Tabelle 4.1.1: Referenzintervalle für Hämoglobin (Hb), Hämatokrit (Hkt) und

Erythrozyten (Ery) ...86 Tabelle 4.1.2: Referenzintervalle für Erythrozytenindizes MCHC, MCH und MCV ....87 Tabelle 4.1.3: Referenzintervalle für Leukozyten (Leuk) und

Thrombozyten (Thromb) ...88 Tabelle 4.1.4: Referenzintervalle für Lymphozyten (Lymph) und segmentkernige

(Segm) Granulozyten...89 Tabelle 4.1.5: Referenzintervalle für stabkernige (Stab) und eosinophile (Eos)

Granulozyten...90 Tabelle 4.1.6: Referenzintervalle für basophile Granulozyten (Baso) und

Monozyten (Mono) ...91 Tabelle 4.1.7: Referenzintervalle für gesamtes (GesBb) und direktes

Bilirubin (DirBb), Gesamt-Protein (GP) und Albumin (Alb) im Plasma...92 Tabelle 4.1.8: Referenzintervalle für die Enzyme CK, ASAT, ALAT und LDH im

Plasma...93 Tabelle 4.1.9: Referenzintervalle für die Enzyme GLDH, AP und γGT im Plasma...94 Tabelle 4.1.10: Referenzintervalle für Kreatinin (Krea), Harnstoff (Hst), Glukose

(Gluk) und Laktat (Lakt) im Plasma...95 Tabelle 4.1.11: Referenzintervalle für Kalzium (Ca), Magnesium (Mg), Phosphat

(P) und Kupfer (Cu) im Plasma ...96 Tabelle 4.1.12: Referenzintervalle für Serum-Eisen (Fe), latente

Eisenbindungskapazität (lEBK) und Transferrin (Transf) ...97 Tabelle 4.1.13: Referenzintervalle für Natrium (Na), Kalium (K) und Zink (Zn) im

Plasma (*Na: 0,5 mmol Messschritte)...98

(16)

Tabelle 4.2.1: Legende und Statistik zu Abb. 4.2.2, p-Wertangaben aus dem statistischen Test (Wilcoxon-Test) auf Unterschiedlichkeit für jeweils zwei aufeinanderfolgende Altersgruppen ...101 Tabelle 4.2.2: Legende und Statistik zu Abb. 4.2.5, p-Wertangaben aus dem

statistischen Test (Wilcoxon-Test) auf Unterschiedlichkeit für jeweils zwei aufeinanderfolgende Altersgruppen ...104 Tabelle 4.2.3: Legende und Statistik zu Abb. 4.2.8, p-Wertangaben aus dem

statistischen Test (Wilcoxon-Test) auf Unterschiedlichkeit für jeweils zwei aufeinanderfolgende Altersgruppen ...117

(17)

Tabelle 4.2.10: Legende und Statistik zu Abb. 4.2.21, p-Wertangaben aus dem statistischen Test (Wilcoxon-Test) auf Unterschiedlichkeit für jeweils zwei aufeinanderfolgende Altersgruppen ...119 Tabelle 4.2.11: Legende und Statistik zu Abb. 4.2.23, p-Wertangaben aus dem

statistischen Test (Wilcoxon-Test) auf Unterschiedlichkeit für jeweils zwei aufeinanderfolgende Altersgruppen ...136

(18)

Tabelle 4.2.19: Legende und Statistik zu Abb. 4.2.40, p-Wertangaben aus dem statistischen Test (Wilcoxon-Test) auf Unterschiedlichkeit für jeweils zwei aufeinanderfolgende Altersgruppen ...138 Tabelle 4.3.1: Saugferkel im Alter vom 2. bis 27. Lebenstag der Genetiken

BHZP und PIC im Vergleich: Probengruppen 1, 2 (BHZP) vs. 12, 13 (PIC), Vergleich mittels Wilcoxon-Test, Enzymwerte bei 25°C ....140 Tabelle 4.3.2: Mastschweine (90-165 LT) der Genetiken BHZP und PIC im

Vergleich: Probengruppen 46, 47 (BHZP) vs. 48, 49 (PIC), Vergleich mittels Wilcoxon-Test, Enzymwerte bei 25°C...141 Tabelle 4.3.3: Hybrid-Jungsauen (güst und hochtragend) der Genetiken BHZP

und PIC im Vergleich: Gruppen 5-7 vs. 17-19 (Vergleich mittels Wilcoxon-Test, Enzymwerte bei 25°C)...142 Tabelle 4.3.4: Laktierende Sauen 1. bis 3. Wurf der Genetiken BHZP und PIC

im Vergleich: Gruppen 8, 10, 12 vs. 20, 22, 24 (Vergleich mittels Wilcoxon-Test, Enzymwerte bei 25°C)...143 Tabelle 4.3.5: Von der Rasse beeinflusste Blutparameter bei güsten BHZP-

Reinzuchtlinien-Jungsauen: Gruppen 25, 27, 29, 31 (Globalhypothese mittels Kruskal-Wallis-Test, Enzyme bei 25°C) ....144 Tabelle 4.3.6: Altersstruktur der güsten BHZP-Reinzuchtlinien-Jungsauen...145 Tabelle 4.3.7: Von der Rasse beeinflusste Blutparameter bei hochtragenden

(2./3. Wurf) BHZP-Reinzuchtlinien-Sauen: Gruppen 26, 28, 30, 32 (Globalhypothese mittels Kruskal-Wallis-Test, Enzymwerte bei 25°C)...146 Tabelle 4.4.1: Beeinflussung der Blutparameter durch das

Reproduktionsstadium bei Sauen der Genetiken BHZP und PIC:

Gruppen 5-12 und 17-24 (Kruskal-Wallis-Test)...150 Tabelle 4.4.2: Anzahl (n) und Alter in Lebenstagen der Sauen im jeweiligen

Reproduktionsstadium ...151

(19)

Tabelle 4.5.1: Vergleich der „Arbeitswerte in der Laboratoriumsdiagnostik“ (DVG 1976) von 82 DL-Schweinen und 142 Edelschweinen im Gewichtsbereich 50-100 kg mit vergleichbaren Tiergruppen aus eigenen Untersuchungen...152 Tabelle 4.6.1: Umrechnungsfaktoren für AP, ASAT, ALAT, γGT, LDH, CK sowie

Kreatinin für die Bestimmung mit der manuellen Methode bei 25°C und der automatisierten Methode (Cobas Mira Plus) bei 37°C...164 Tabelle 4.6.2: Korrelationssignifikanz und Spearman´sche Korrelation zwischen

manueller (x) und automatisierter Methode (y) bei linearer Regression...165 Tabelle 4.6.3: Deskriptive Statistik und Von-Tag-zu-Tag-Präzision (VK%) für die

manuelle (25°C) und die automatisierte Methode (Cobas Mira Plus, Messtemperatur 37°C)...166 Tabelle 4.6.4: Referenzintervalle umgerechnet für 37°C (Umrechnungsfaktoren

s.Tab. 4.6.1) für die Enzyme CK, ASAT, ALAT und LDH...167 Tabelle 4.6.5: Referenzintervalle umgerechnet für 37°C (Umrechnungsfaktoren

s.Tab. 4.6.1) für die Enzyme AP und γGT...168

(20)

Abbildungsverzeichnis

Abb. 4.2.1: Entwicklung der Hämoglobinkonzentration in den ersten 90 Lebenstagen, n=237 Schweine...100 Abb. 4.2.2: Verteilung der Hämoglobinkonzentrationen für die Altersgruppen

1 bis 5 ...100 Abb. 4.2.3: Entwicklung der Leukozytenwerte in den ersten 90 Lebenstagen,

n=239 Schweine ...102 Abb. 4.2.4: Entwicklung der Leukozytenwerte bis zum 1163. Lebenstag,

n=917 Schweine ...102 Abb. 4.2.5: Verteilung der Leukozytenwerte für die Altersgruppen 1-12,

KORRLEUK: Leukozytenzahl mit Normoblastenkorrektur (G/l) ...103 Abb. 4.2.6: Entwicklung der absoluten Lymphozytenwerte in den ersten 90

Lebenstagen, n=239 Schweine...105 Abb. 4.2.7: Entwicklung der relativen Lymphozytenzahlen in den ersten 90

Lebenstagen, n= 241 Schweine...105 Abb. 4.2.8: Verteilung der absoluten Lymphozytenwerte für die Altersgruppen

1 bis 5, ABSLY=AbsLymph (G/l)...106 Abb. 4.2.9: Entwicklung der segmentkernigen neutrophilen Granulozyten in

den ersten 90 Lebenstagen, n=241 Schweine...107 Abb. 4.2.10: Verteilung der relativen Zahlen für segmentkernige Granulozyten

für die Altersgruppen 1 bis 5, SEGM (% der Leukozyten im Differentialblutbild) ...108 Abb. 4.2.11: Verteilung der absoluten Zahlen für segmentkernige

Granulozyten in G/l für die Altersgruppen 1 bis 5, ABSSEGM=AbsSegm (G/L) ...109 Abb. 4.2.12: Entwicklung der absoluten Zahlen für eosinophile Granulozyten in

den ersten 90 Lebenstagen, n=239 Schweine...110

(21)

Abb. 4.2.13: Verteilung der absoluten Zahlen eosinophiler Granulozyten für die Altersgruppen 1 bis 5, ABSEOS (G/l) ...111 Abb. 4.2.14: Entwicklung der Gesamt-Bilirubin-Konzentration im Plasma in

den ersten 90 Lebenstagen, n=241 Schweine...112 Abb: 4.2.15: Verteilung der Gesamt-Bilirubin-Konzentration in den

Altersgruppen 1-5, BB=GesBb (µmol/l)...113 Abb. 4.2.16: Entwicklung der Gesamt-Protein-Werte in den ersten 90

Lebenstagen, n=239 Schweine...114 Abb. 4.2.17: Verteilung der Gesamt-Protein-Konzentration im Plasma für die

Altersgruppen 1 bis 5, TP=GP (g/l) ...115 Abb. 4.2.18: Entwicklung der Albuminkonzentration im Plasma in den ersten

90 Lebenstagen, n=239 Schweine...116 Abb. 4.2.19: Verteilung der Albuminwerte im Plasma für die Altersgruppen

1 bis 5, ALB (g/l) ...117 Abb. 4.2.20: Entwicklung der AP-Aktivität im Plasma in den ersten 90

Lebenstagen, n=239 Schweine...118 Abb. 4.2.21: Verteilung der AP-Werte im Plasma für die Altersgruppen 1 bis 5,

AP (U/l) ...119 Abb. 4.2.22: Entwicklung der ASAT-Aktivität im Plasma in den ersten 90

Lebenstagen, n=238 Schweine...120 Abb. 4.2.23: Verteilung der ASAT-Werte im Plasma für die Altersgruppen 1 bis

5, AST=ASAT (U/l)...121 Abb. 4.2.24: Entwicklung der GLDH-Aktivität im Plasma bis in den ersten 90

Lebenstagen, n=237 Schweine...122 Abb. 4.2.25: Verteilung der GLDH-Werte im Plasma für die Altersgruppen

1 bis 5, GLDH (U/l)...123 Abb. 4.2.26: Entwicklung der γGT-Aktivität im Plasma in den ersten 90

Lebenstagen, n=236 Schweine...124

(22)

Abb. 4.2.27: Verteilung der γGT-Werte im Plasma für die Altersgruppen 1 bis 5, GGT= γGT (U/l)...125 Abb. 4.2.28: Entwicklung der Kreatinin-Konzentration in den ersten 90

Lebenstagen, n=239 Schweine...126 Abb. 4.2.29: Entwicklungit der Kreatinin-Konzentration bis zum 1163.

Lebenstag, n=916 Schweine...127 Abb. 4.2.30: Verteilung der Kreatinin-Werte im Plasma für die Altersgruppen

1 bis 5, KRE=Krea (µmol/l) ...127 Abb. 4.2.31: Entwicklungt der Harnstoff-Konzentration im Plasma in den

ersten 90 Lebenstagen, n=239 Schweine...129 Abb. 4.2.32: Verteilung der Harnstoff-Werte im Plasma für die Altersgruppen

1 bis 5, HST=Hst (mmol/l)...129 Abb. 4.2.33: Entwicklung der Phosphat-Konzentration im Plasma in den ersten

90 Lebenstagen, n=239 ...131 Abb. 4.2.34: Verteilung der Phosphat-Konzentration im Plasma für die

Altersgruppen 1 bis 5, KORRP=P (mmol/l) ...131 Abb. 4.2.35: Entwicklung der Kupfer-Konzentration im Plasma in den ersten

90 Lebenstagen, n=239 Schweine...133 Abb. 4.2.36 : Verteilung der Kupferkonzentration im Plasma für die

Altersgruppen 1 bis 5, CU=Cu (µmol/l) ...133 Abb. 4.2.37: Entwicklung der Kalzium-Konzentration im Plasma in den ersten

90 Lebenstagen, n=238 Schweine...135 Abb. 4.2.38 : Verteilung der Kalziumkonzentration im Plasma für die

Altersgruppen 1 bis 5, CA = Ca (mmol/l)...135 Abb. 4.2.39: Entwicklung der Serum-Eisen-Konzentration in den ersten 90

Lebenstagen, n=238 Schweine...137 Abb. 4.2.40: Verteilungen der Serum-Eisen-Konzentration für die

Altersgruppen 1 bis 5, FE=Fe (µmol/l) ...137

(23)

Abb. 4.6.1: AP-Vergleich der manuellen Methode bei 25°C mit der Methode am Cobas Mira Plus bei 37°C, n=60 Schweine ...154 Abb. 4.6.2: γGT-Vergleich der manuellen Methode bei 25 °C mit der Methode

am Cobas Mira Plus bei 37 °C, n=56 Schweine ...155 Abb. 4.6.3: γGT-Vergleich der manuellen Methode bei 25 °C mit der Methode

am Cobas Mira Plus bei 37 °C nur mit Messwerten unter 70 U/l, n=52 Schweine ...156 Abb. 4.6.4: ASAT-Vergleich der manuellen Methode bei 25 °C mit der

Methode am Cobas Mira Plus bei 37 °C, n=54 Schweine...157 Abb. 4.6.5: ALAT-Vergleich der manuellen Methode bei 25 °C mit der

Methode am Cobas Mira Plus bei 37 °C, n=54 Schweine...158 Abb. 4.6.6: LDH-Vergleich der manuellen Methode bei 25 °C mit der

Methode am Cobas Mira Plus bei 37 °C, n=54 Schweine...159 Abb. 4.6.7: CK-Vergleich der manuellen Methode bei 25 °C mit der Methode

am Cobas Mira Plus bei 37 °C, n=51 Schweine ...160 Abb. 4.6.8: Harnstoff-Vergleich der manuellen Methode bei 25 °C mit der

Methode am Cobas Mira Plus bei 37 °C, n=36 Schweine...161 Abb. 4.6.9: Kreatinin-Vergleich der manuellen Methode bei 25°C mit der

Methode am Cobas Mira Plus bei 37°C, n=41 Schweine...162 Abb. 4.6.10: Gesamt-Bilirubin-Vergleich der manuellen Methode bei

Raumtemperatur (20-25°C) mit der Methode am Cobas Mira Plus bei 37°C, n=28 Schweine...163

(24)

Abkürzungsverzeichnis

In dieser Arbeit wurden folgende spezielle Kurzformen verwendet:

2s doppelte Standardabweichung A. d. Aqua destillata

Abb. Abbildung

Abs Absetzen der Ferkel von der laktierenden Sau ADP Adenosin-Diphosphat

ADPS N-Ethyl-N-(3-sulphopropyl)-3-methoxyanilin, Natriumsalz

AK Antikörper

ALAT Alanin-Amino-Transferase, auch Glutamat-Pyruvat-Transaminase (GPT)

Alb Albumin

AP Alkalische Phosphatase

AS Altsau

ASAT Aspartat-Amino-Transferase, auch Glutamat-Oxalat-Transaminase (GOT)

ATP Adenosin-Triphosphat Baso basophile Granulozyten

BHZP Bundeshybridzuchtprogramm, Zuchtprogramm der Züchtungszentrale Deutsches Hybridschwein GmbH

Biuret Molekül aus zwei Harnstoffmolekülen zum quantitativen Farbnachweis von Protein

bzw. beziehungsweise

Ca Kalzium

CK Kreatinkinase

(25)

Cu Kupfer

ΔE Delta-Extinktion, Differenz zweier Extinktionen d.h. das heißt

DE Deutsches Edelschwein DirBb direktes Bilirubin

DL Deutsche Landrasse

DutchLR Dutch Landrace, Holländische Landrasse DVG Deutsche Veterinärmedizinische Gesellschaft

E Extinktion, Absorbanz eines Materials für Licht einer bestimmten Wellenlänge

EDTA Ethylendiamintetraessigsäure

EHSPT N-Ethyl-N-(2-hydroxy-3-sulphopropyl)-m-toluidin Eos eosinophile Granulozyten

Ery Erythrozyten et al. et alii

Fe Eisen, Ferrum FinLR Finnische Landrasse fl Femtoliter, 1l ×10^-12 γGT γ-Glutamyl-Transferase g Erdbeschleunigung G Giga, 1×10⁹

GesBb Gesamt-Bilirubin ggf. gegebenenfalls

GLDH Glutamat-Dehydrogenase

(26)

Gluk Glukose

GP Gesamt-Protein H2O2 Wasserstoffperoxid

Hb Hämoglobin

Hkt Hämatokrit Hst Harnstoff htr. hochtragend

IFCC International Federation of Clinical Chemistry Ital Italienische

JS Jungsau

K Kalium Kreat Kreatinin

λ Wellenlänge des Lichts in nm (m^-9) LakT Laktationstag

LDH Laktat-Dehydrogenase

lEBK latente Eisenbindungskapazität Leuk Leukozyten

LR Landrasse

LT Lebenstag

LW Large White LWo Lebenswoche Lymph Lymphozyten µl Mikroliter, l^-9

µm Micrometer

(27)

µmol Micromol

MCH Mean Corpuscular Hemoglobin, mittlerer Hämoglobingehalt der Einzelerythrozyten (fmol)

MCHC Mean Corpuscular Hemoglobin Concentration, mittlere Hämoglobinkonzentration der Erythrozyten (mmol/l)

MCV Mean Corpuscular Volume, mittleres Erythrozytenvolumen Meish Meishan, asiatische Schweinerasse

Mg Magnesium

min Minuten

ml Milliliter mmol Millimol Mono Monozyten

Na Natrium

NAD Nicotinamidadenindinukleotid

NADH reduziertes Nicotinamidadenindinukleotid

NADPH reduziertes Nicotinamidadenindinukleotidphosphat NaOH Natronlauge

nm Nanometer, Wellenlänge des Lichts in m^-12 NorwLR Norwegische Landrasse

o.A. ohne Angaben

P Phosphor, anorganisches Phosphat p. lact. post lactationem

Pi Piétrain

PIC PIC Deutschland GmbH, Zuchtverband Pl Plasma

(28)

s, S, SD Standardabweichung

Segm segmentkernige Granulozyten

Ser Serum

Stab stabkernige Granulozyten

T Tage

T n Abs Tage nach Absetzen T/l Terra pro Liter (10¹²/1l) T°C Temperatur in Grad Celsius

tEBK totale Eisenbindungskapazität Thromb Thrombozyten

TierschNutztierHV Tierschutz-Nutztierhaltungsverordnung

Transf Transferrin

TRAP-EDTA „Abfang“-EDTA, „trap (engl.)= Falle“

TRIS Tris(hydroxymethyl)methylamine

TrT Trächtigkeitstag

U/l Units pro Liter, Maßeinheit für Enzymaktivität

UV Ultraviolett

VK relativer Variationskoeffizient, Präzision

Wo Wochen

Y Yorkshire

⎯x arithmetisches Mittel

Zn Zink

(29)

1 Einleitung

Die klinische Medizin verlangt von Referenzintervallen für Blutparameter, Krankheiten auszuschließen und Gesundheit zu definieren. Hierzu wird üblicherweise Normalität als Zustand der absoluten Gesundheit interpretiert.

Normalität benötigt aber keine absolute Gesundheit, sondern die Abwesenheit offensichtlicher Erkrankungen (PETITCLERC 2004). Dies gilt besonders im Bezug auf die Schweinehaltung mit intensiven Haltungsbedingungen und häufigem Auftreten von Krankheiten. Für den Tierarzt verlieren Referenzwerte ohne die eindeutige Beschreibung der Referenzindividuen ihre Bedeutung (PETITCLERC 2004), denn verschiedene Faktoren wie Rasse, Alter und Reproduktionsstatus können beim Schwein einen Einfluss auf die Blutwerte ausüben (MERK 1992;

SEUTTER 1995). Dabei sollten Referenzintervalle so spezifisch wie möglich für die Population sein, die sie repräsentieren. Aus diesem Grund ist die Aufteilung in Untergruppen, wie sie diese Arbeit zum Ziel hat, ein nützliches Instrument, die Qualität der Interpretation von Laborergebnissen zu verbessern (LAHTI et al. 2004).

In der Betreuung von Schweinebeständen spielen Informationen über Mangel- oder Überversorgung eine Rolle. Anhand der Plasma- bzw. Serum-Spiegel der Parameter können Aussagen über die Versorgungssituation eines bestimmten Mineralstoffs oder Spurenelements getroffen werden. So konnte z.B. geprüft werden, ob die Eisen- Supplementierung der Saugferkel ausreichend vorgenommen wurde, um eine möglichst hohe Vitalität in den ersten Lebenstagen zu erzielen (LEMACHER u.

BOSTEDT 1994). In der Mastschweinefütterung besteht die Tendenz zur kostengünstigeren Flüssigfütterung aus landwirtschaftlichen oder industriellen Lebensmittel-Nebenerzeugnissen. Dies erhöht die Gefahr von Fütterungsfehlern, so dass die Kontrolle von Plasma- oder Serumspiegeln hilfreich bei der Aufklärung von Bestandsproblemen sein kann (BAUER-PHAM et al. 2001). Die Kontrolle der Mineralstoff- und Spurenelementversorgung von Sauen in Bezug auf die Wurfleistung oder auch Harnwegserkrankungen, die bei Überversorgung mit Mineralstoffen durch Kristallurie begünstigt wurden (LAPPE 1995), sind ein weiteres Einsatzfeld der klinischen Chemie beim Schwein (BICKHARDT et al. 1993). Bei an

(30)

Coli-Diarrhoe oder an TGE erkrankten Ferkeln wurde gezeigt, dass mit Hilfe der Kreatinin-Bestimmung eine gestörte glomeruläre Filtration entdeckt werden kann (WALDMANN et al. 1991).

Es existieren zahlreiche Veröffentlichungen über die Blutwerte beim Schwein (BICKHARDT u. WIRTZ 1978; MERK 1992; SEUTTER 1995; EGELI et al. 1998;

FAUSTINI et al. 2003; WEHREND et al. 2003; HEINRITZI u. PLONAIT 2004;

KIXMÖLLER 2004; WEHREND et al. 2005; VERHEYEN et al. 2006). Allerdings enthalten diese Arbeiten nur Blutwerte bestimmter Altersgruppen, Reproduktionsstadien und bestimmter Genetiken. Viele weitere Angaben zu Referenzwerten des Schweins sind ohne eingehende Beschreibung der Referenzindividuen oder stammen aus Blut, das bei der Schlachtung gewonnen wurde oder gelten nur für exotische Rassen wie Minipigs. Deshalb ist es das Ziel dieser Arbeit, einheitliche Referenzintervalle für die wichtigsten Alters- und Reproduktionsstufen für in Deutschland aktuell relevante Schweinegenetiken anzugeben. Dabei wurde besonders darauf Wert gelegt, dass sich die Probennahme und die Auswahl der Referenzindividuen nah an den Praxisbedingungen orientieren, um eine möglichst gute Vergleichbarkeit für die Schweinepraxis zu gewährleisten.

(31)

2 Literaturübersicht

2.1 Nutzungsintentionen für Referenzintervalle

Folgende Nutzungsmöglichkeiten von Referenzwerten werden genannt:

Beobachtung physiologischer Veränderungen, Früherkennung von Erkrankungen, Ausschluss von Differentialdiagnosen, Therapiemonitoring und Beobachtung von Umwelteinflüssen oder physiologischer Veränderungen (GRÄSBECK et al. 1978;

SOLBERG 1987). Je nach Nutzungsintention wird eine Methode ausgewählt, einen ermittelten Wert mit Referenzwerten zu vergleichen, z.B. mit einem geschlossenen Referenzbereich, der einen definierten Teil der Referenzwerte präsentiert, oder der ermittelte Wert kann in Relation zur Verteilung der Referenzwerte gesetzt werden, ohne dabei ein Referenzintervall zu benutzen (GRÄSBECK et al. 1978; SOLBERG 1987).

2.2 Selektion von Referenzindividuen

Die Anpassung der Referenzwerte an ihren Anwendungsbereich geschieht zuerst über die Auswahlkriterien für die Referenzindividuen (PETITCLERC u. WILDING 1984). Diese können in einer „a priori“- oder „a posteriori“-Selektion berücksichtigt werden, je nach dem, welche Informationen, die über das Referenzindividuum während der Probennahme oder nach der Analyse vorliegen, von Bedeutung für die Selektion bzw. für den Ausschluss des Individuums sind. Ferner ergibt sich aus den standardisierbaren Kriterien, wie z.B. Alter und Geschlecht, die Notwendigkeit, die Referenzpopulation zu unterteilen, falls ein Einfluss der Kriterien auf die Parameter vermutet wird. Nicht standardisierbare Kriterien wie Rangordnung oder Fütterung sollten dokumentiert werden, um später einen möglichen Einfluss auf die Parameter prüfen zu können (PETITCLERC u. WILDING 1984).

2.3 Vorbereitung der Referenzindividuen und Probennahme

Die Standardisierung der Vorbereitung der Referenzindividuen, der Probennahme und aller präanalytischen Prozeduren wird in Teil 3 der Empfehlungen der International Federation of Clinical Chemistry (IFCC) beschrieben (SOLBERG u.

(32)

PETITCLERC 1988). Durch eine einheitliche Standardisierung für alle Abläufe der Probennahme und Probenbehandlung wird die Vergleichbarkeit der Referenzwerte mit ermittelten Messwerten garantiert. Berücksichtigt werden müssen biologische Faktoren, dazu gehören metabolische und hämodynamische Einflüsse, sowie Enzyminduktion durch Behandlungen der Referenzindividuen mit Medikamenten und methodische Faktoren der Probennahme, des Probenhandlings und der Analyse.

2.4 Qualitätskontrolle

Die Notwendigkeit von Qualitätskontrollen zur Kontrolle von Variationen bei der Produktion, Übertragung und Anwendung von Referenzwerten wird in Teil 4 der IFCC-Empfehlungen erläutert. Insbesondere die Protokollierung von Präzision und Richtigkeit bei den Labormethoden beeinflussen die klinische Brauchbarkeit der Referenzwerte (SOLBERG u. STAMM 1991).

Zur Beschreibung eines Messwertes sollten immer seine Originaldaten angegeben werden, damit die Vergleichbarkeit mit den Referenzintervallen ersichtlich bleibt. Die Methode, mit der die Referenzwerte ermittelt wurden, sowie die Referenzpopulation, müssen beschrieben sein (DYBKAR 1982).

2.5 Statistische Bearbeitung

Es gibt drei statistische Methoden, ein Referenzintervall zu bestimmen (KRAFT u.

DÜRR 2005): Als „Range“ bezeichnet man den Bereich, der anhand des größten und des kleinsten gemessenen Wertes umschrieben wird. Allerdings können Ausreißer das Ergebnis verfälschen und die Range zu groß werden lassen.

Der „klassische“ parametrische Referenzbereich kann bei normal verteilten Parametern aus dem Mittelwert ± doppelter Standardabweichung als⎯x±2s berechnet werden und liefert bei kleinen Stichprobengruppen präzisere Referenzintervalle (SOLBERG 1983). Häufig jedoch sind Blutparameter nicht normal verteilt, so dass bei dieser Methode zunächst versucht werden sollte, eine Normalverteilung durch Logarithmierung herbeizuführen. Allerdings können Ungenauigkeiten bei der Einschätzung der zu Grunde liegenden Verteilungsart zu fehlerhaften Intervallschätzungen führen (SOLBERG 1983).

(33)

Der nicht-parametrische Referenzbereich ist bei jeder Verteilungsart gültig und umfasst die zentralen 95 % der Referenzverteilung (SOLBERG 1983), so dass allerdings die oberen und unteren 2,5 % ausgeschlossen werden (KRAFT u. DÜRR 2005). Bei einseitigen Parametern, deren untere Grenze null ist, wird das 95 % Perzentil als obere Grenze ermittelt (KRAFT u. DÜRR 2005). Zusätzlich sollten die Referenzgrenzen von einem Konfidenzintervall begleitet werden, z.B. einem 90 % Konfidenzintervall um die obere und untere Referenzgrenze (SOLBERG 1983). Die Ermittlung von Perzentilen erfordert eine bestimmte Stichprobengröße von mindestens n= 40, da sonst eine eindeutige rechnerische Festlegung der Referenzgrenzen nicht möglich ist. Es wird vorgeschlagen, dass die Stichprobengröße n= 120 sein sollte, um die 2,5 %- und 97,5 %-Perzentile korrekt zu ermitteln (SOLBERG 1983). Das nicht-parametrische Verfahren wird wegen seiner einfachen Anwendbarkeit zur generellen Benutzung empfohlen. Sehr kleine Stichprobengruppen, bei denen ein Schätzen von Intervallen wegen der Unpräzision nicht möglich ist, sollten als Liste der Messwerten veröffentlicht werden (SOLBERG 1983).

2.5.1 Unterteilung der Referenzpopulation

Von PETITCLERC (2004) wird bemerkt, dass bei allem Bestreben es nicht möglich sei, zur Repräsentation der Gesamtpopulation möglichst geeignete Referenzindividuen auszuwählen, da sich einerseits die Umweltbedingungen für diese Gesamtpopulation stetig ändern und andererseits selten alle Faktoren, die ein Referenzindividuum beeinflussen, berücksichtigt werden können oder bekannt sind.

Daher sollte sich die Unterteilung der Referenzpopulation nach der Nutzungsintention der Referenzwerte richten und Perzentile als verteilungsunabhängige Beschreibung der Referenzgrenzen aus untransformierten Daten verwendet werden (PETITCLERC 2004). Außerdem ist eine gewisse n-Zahl an Referenzwerten notwendig, um die Verteilung und damit den Anteil der Werte innerhalb bestimmter Grenzen zu erkennen. Dies limitiert die Unterteilungsfähigkeit der Gruppen von Referenzindividuen (PETITCLERC 2004).

(34)

2.6 Referenzwerte

Die Referenzbereiche für die meisten Blutparameter des Schweins sind recht weit gefasst (THORN 2000). Diese Variabilität mag auf Unterschiede in Geschlecht, Rasse, Wachstumsrate, Futterzusammensetzung, Fütterungsmethode, Alter und Reproduktionsstatus zurückzuführen sein (THORN 2000). Aufgrund der Vielzahl an unterschiedlichen Referenzindividuen, die sich in Alter, Genetik und Reproduktionsstatus unterscheiden, sowie der unterschiedlichen Laboranalysemethoden und unterschiedlichen Einheiten, in denen die Blutparameter angegeben wurden, kann eine Vergleichbarkeit der Literaturangaben nicht erreicht werden. Von einer Umrechnung der Werte auf einheitliche Messtemperaturen und physikalische Einheiten wurde abgesehen. An dieser Stelle erfolgt daher nur eine Auflistung der Quellen und deren Originalangaben.

Für die Literaturübersicht wurden außerdem nach Möglichkeit nur Referenzwerte für Schweine ausgesucht, bei denen die Referenzindividuen sowie die Labormethoden ausreichend beschrieben sind und die statistische Berechnung des Referenzintervalles den IFCC-Empfehlungen genügt. Die zahlreichen Literaturangaben zu Blutwerten von exotischen Schweinerassen, Minipigs oder aus bei der Schlachtung gewonnenem Blut sowie mittels Venenkatheter erhaltenen Blutproben oder von speziell behandelten Schweinen wurden nicht berücksichtigt, da sie dem Ziel dieser Arbeit, Referenzwerte für die Praxis zu erstellen, nicht zum Vergleich dienen können.

2.6.1 Hämatologie

2.6.1.1 Erythrozytenzahl

Für die Erythrozytenzahl (Tab. 2.6.1) beschrieben die Autoren SEUTTER (1995) und EGELI et al. (1998) einen signifikanten Alterseinfluss sowohl bei Sauen als auch bei Ferkeln und gaben mit dem Alter steigende Erythrozytenzahlen an. Die Erythrozytenzahl erreichte im Alter von 5 Monaten Erwachsenenwerte (THORN 2000). Die Erythrozytenwerte stiegen zwischen dem 14.-21. Lebenstag bis zum 1.-7.

Tag nach dem Absetzen an, fielen dann bis zum 14.-21. Tag nach dem Absetzen

(35)

wieder ab, um danach wieder anzusteigen (SEUTTER 1995). Außerdem hatten Jungsauen höhere Erythrozytenwerte als Altsauen (SEUTTER 1995). EGELI et al.

(1998) gaben altersabhängige Mittelwerte für die Erythrozytenzahlen von nicht- anämischen Saugferkeln an (Tab. 2.6.1). Erythrozytenzahl und Hämoglobingehalte der Ferkel sanken nach der Geburt auf Grund der Zunahme an Plasmavolumen durch die Aufnahme von Kolostrum (THORN 2000). Dabei stieg die Größe der Erythrozyten ab Geburt, fiel dann bis zur Mindestgröße im Alter von 2-6 Monaten, um dann wieder bis zur Größe von 6 µm bei erwachsenen Schweinen anzusteigen (THORN 2000). Die Erythrozytenindizes wurden auch von der Eisensupplementierung beeinflusst, das MCV war bei anämischen Ferkeln ohne Eisensupplementierung niedriger als bei Ferkeln, die Eisen erhalten hatten (EGELI et al. 1998).

Eine Rasseabhängigkeit bestand für die Erythrozytenzah bei Sauen, nicht bei Ferkeln (SEUTTER 1998). Im Gegensatz dazu unterschieden sich aber die Erythrozytenwerte von Läuferferkeln der Rassen Piétrain von denen der Deutschen Landrasse (DL) und dem Deutschen Edelschwein (DE) hochsignifikant, während sich die beiden letztgenannten Rassen nicht signifikant in ihren Erythrozytenwerten unterschieden (KIXMÖLLER 2004). Andere Autoren belegten höhere Erythrozytenwerte für Durocs gegenüber Norwegischer Landrasse (EGELI u.

FRAMSTAD 1998b). KIXMÖLLER (2004) fand hochsignifikant höhere Erythrozytenwerte bei Piétrain- Läuferschweinen als bei DE und DL, zwischen denen aber wiederum kein signifikanter Unterschied bestand. Dagegen nennt SEUTTER (1995) keine signifikanten Rasseunterschiede für Ferkel und Läufer. Für Sauen allerdings wird ein signifikanter Einfluss der Rasse auf die Erythrozytenwerte festgestellt

Das Reproduktionsgeschehen übte einen hochsignifikanten Einfluss auf die Erythrozytenzahl aus und führte zu einem Abfall der Werte während der Trächtigkeit, der sich in der Laktation fortsetzte und erst nach dem Absetzen der Ferkel stiegen die Werte wieder an (SEUTTER 1995). Als Ursachen hierfür können die Zunahme an Plasmavolumen während der Gravidität oder eine mangelnde Hämatopoeseleistung (ANDERSON et al. 1970; BOSTEDT 1978a, c, b) angesehen werden (Tab. 2.6.1).

(36)

Piétrain-Sauen hatten signifikant höhere Erythrozytenwerte als DL-Sauen. Während der Trächtigkeit und der Laktation fielen die Erythrozytenwerte kontinuierlich bis zum Absetzen ab. 2-5 Tage nach dem Absetzen stiegen sie wieder an (SEUTTER 1995).

FAUSTINI et al. (2003) gaben für präpubertäre Hybridsauen ein Referenzintervall von 4,9-7,2 T/l an, wohingegen KIXMÖLLER (2004) für 10-12 Wochen alte Hybridschweine ein höheres Referenzintervall von 5,54-8,30 T/l beschrieb.

2.6.1.2 Hämoglobin

Laut SEUTTER (1995) unterschieden sich Hämoglobinwerte zwischen DL- und Piétrain-Ferkeln und zwischen Sauen dieser Rassen nicht signifikant, dagegen übten das Alter und der Reproduktionsstatus der Tiere einen hochsignifikanten Einfluss aus. So hatten die Sauen gegen Ende der Trächtigkeit und während der Laktation niedrigere Hämoglobingehalte als zwischen dem 15. Und 90. Trächtigkeitstag und nach dem Absetzen der Ferkel hatten alle Sauen höhere Hämoglobingehalte als während der Laktation. Tragende Jungsauen hatten höhere Hämoglobin-Gehalte als tragende Altsauen (SEUTTER 1995). Nach dem Abferkeln näherten sich die Werte von Jung- und Altsauen an (SEUTTER 1995). KIXMÖLLER (2004) fand im Gegensatz zu SEUTTER (1995) hochsignifikante Rasseunterschiede der Hämoglobinwerte von Piétrain- und DL- bzw. DE-Schweinen mit hochsignifikant höheren Werten bei den Piétrainschweinen gegenüber anderen Rassen. EGELI und FRAMSTAD (1998b) konnten höhere Werte für Duroc-Ferkel als für Norwegische Landrasse-Ferkel nachweisen. Die Hämoglobinkonzentration zur Geburt korrelierte mit der Gewichtsentwicklung von neugeborenen Ferkeln (LEMACHER u. BOSTEDT 1994). Die Eisensupplementierung der Saugferkel beeinflusste die weitere Entwicklung der Hämoglobinwerte: Die Hämoglobinkonzentrationen von am ersten Lebenstag mit 180 mg Eisendextran behandelten Saugferkeln unterschieden sich hochsignifikant am 21. und 35. Lebenstag von unsupplementierten Saugferkeln (EGELI et al. 1998). Unabhängig von der Eisensupplementierung sank der Hämoglobingehalt des Blutes in den ersten drei Tagen nach der Geburt bei beiden Gruppen ab, allerdings war der Abfall bei Ferkeln ohne Eisensupplementierung stärker (EGELI u. FRAMSTAD 1998a). LEMACHER und BOSTEDT (1994; 1995) führen als Begründung für das postnatale Absinken des Hämoglobingehaltes eine

(37)

Hydrämie infolge Kolostrumaufnahme mit Flüssigkeitseinstrom auf Grund der Erhöhung des onkotischen Drucks an. Norwegische Hybridferkel, die 12-24 Stunden nach der Geburt mit 180 mg Eisendextran behandelt wurden, hatten am ersten Lebenstag einen Hämoglobin-Mittelwert von 81 g/l, der dann auf 102 g/l im Alter von 21 Tagen stieg und konstant blieb mit 101 g/l am 35. Lebenstag im Gegensatz zu unsupplementierten Ferkeln, die für die ersten vier Lebenswochen anämisch blieben und erst zum Absetzen durch Futteraufnahme ausreichend Eisen aufnahmen und darauf den Hämoglobinspiegel der mit Eisen behandelten Ferkel erreichten (EGELI et al. 1998). In den Untersuchungen von FAUSTINI et al. (2000) sind die Hämoglobinwerte von 99 italienischen Jungsauen normalverteilt und werden als Intervall mit 86-133 g/l angegeben (Tab. 2.6.1).

2.6.1.3 Hämatokrit

Für den Hämatokrit (Tab. 2.6.1) fanden sich signifikante Rasseunterschiede für Läuferschweine der Rassen Piétrain und DL bzw. Piétrain und DE (KIXMÖLLER 2004). Dagegen konnte SEUTTER (1995) keine signifikanten Rasseunterschiede bei Ferkeln oder Sauen darstellen, nur das Reproduktionsstadium hatte einen signifikanten Einfluss auf den Hämatokrit bei Sauen (SEUTTER 1995): Kurz vor dem Abferkeln und in der Laktation fanden sich niedrigere Hämatokritwerte als nach dem Absetzen und während der Trächtigkeit bis zum 90. Tag (SEUTTER 1995). Bei Ferkeln gab es einen hochsignifikanten Einfluss des Alters auf den Hämatokrit: Erst erfolgte ein Absinken bis zur neunten Lebenswoche, danach war ein Anstieg zwischen dem 35.-42. Tag nach dem Absetzen zu verzeichnen (SEUTTER 1995).

EGELI et al. (1998) beschrieben höhere Hämatokritwerte für Ferkel am 21.

Lebenstag als am ersten Lebenstag, aber etwas niedrigere Werte am 35. Lebenstag als am 21. Lebenstag. Laut FAUSTINI et al. (2000) waren die Hämatokritwerte von 94 italienischen Hybrid-Jungsauen im Alter von 33-94 Tagen normalverteilt und wurden als ⎯x±1,96s-Referenzintervall mit 0,26-0,40 l/l angegeben. KIXMÖLLER (2004) dagegen proklamierte für 10-12 Wochen alte DE×DL-Hybridläufer ein etwas höheres ⎯x±2s-Referenzintervall von 0,29-0,45 l/l (Tab. 2.6.1).

(38)

Tabelle 2.6.1: Referenzintervalle für das rote Blutbild des Schweins aus der Literatur

Hkt (l/100l) Ery (T/L) Thromb

(G/l) Alter Rasse n

stat.

Grund- lage

Autor

6,6-9,0 31-43 5,85-8,21 204-848 Pi 50

6,0-8,8 29-45 5,54-8,30 201-737 DL × DE 50

6,3-8,7 30-42 5,11-7,87 193-629 DL 50

6,3-8,3 30-42 5,34-7,82 143-599 DE 50

25-503 3-7 LT 34-735 8-14 LT 29-669 15-21 LT 26-40 4,9-7,2 25,9-

387,9 33-94 LT Ital.Hybrid-

sau 105 2,5- 97,5%

FAUSTINI et al.

(2000)

26(4) 3,85(0,65) 1. LT

34(3) 5,35(0,50) 21. LT

32(3) 5,79(0,68) 35. LT

34-46 5,00-7,41 14-21 LT 72

32-47 5,29-8,19 30-35 LT 71

29-46 5,56-8,19 36-42 LT 72

27-39 5,33-7,62 49-56 LT 72

28-41 5,44-8,25 70-77 LT 54

30-46 4,81-8,45 DL+Pi 21

5,78-8,75 DL, JS 5

4,58-7,88 DL, AS 5

28-40 4,77-7,13 DL+Pi 21

5,39-6,57 DL, JS 5

4,49-6,64 DL, AS 5

29-44 4,77-8,29 DL+Pi 21

5,08-8,55 DL, JS 5

4,61-7,54 DL, AS 5

⎯x±2s

EGELI et al. (1998) min-max

KIX- MÖLLER

(2004) 70-84 LT

SEUTTER (1995) Norw.LR ×

Pi

LR × LW 33-41

⎯x (s)

⎯x±2s 133

FAUSTINI et al.

(2003)

DL+Pi

LE- MACHER

u.

BOSTEDT (1994) o. A. 83 min-max

1-3 LT Sauen 2-5

T. p. lact.

Sauen 85- 90 TrT

Sauen 21- 28 LakT Hb (g/l)

86-133

102(10) 81(10)

mmol/l

101(10)

85-152 104-149

96-154 92-153 90-133 93-145 113-159 119-165 113-152

111-163 104-157 104-146 115-131 100-138 108-163

(39)

2.6.1.4 Thrombozyten

FAUSTINI et. al. (2003) beschrieben altersbezogene Min-Max-Intervalle für 3-7 Tage alte Saugferkel mit 25–503 G/l als niedrigsten Referenzbereich, für 8-14 Tage alte mit 34–735 G/l und für 15–21 Tage alte Saugferkel mit 29-669 G/l. Für 10- 12 Wochen alte Hybridläuferschweine beliefen sich die Angaben für Thrombozyten auf 201-737 G/l als ⎯x±2s-Bereich (KIXMÖLLER 2004). Etwas niedrigere Angaben fanden sich bei HEINRITZI und PLONAIT (2004) mit 175-587 G/l als ⎯x±2s-Bereiche und bei MISCHKE (1999) mit 220-620 G/l ohne Angabe der Berechnungsart und Beschreibung der Referenzindividuen (MISCHKE 1999). Auf Grund der fehlenden Beschreibungen wurden die letztgenannten Werte nicht in der Tabelle 2.6.1 aufgeführt.

2.6.1.5 Erythrozytenindizes MCHC, MCV und MCH

Für die mittlere Hämoglobinkonzentration der Erythrozyten (MCHC) (Tab. 2.6.2) bei Hybridläufern existieren Referenzbereiche in unterschiedlichen Maßeinheiten von 278-368 g/l (FAUSTINI et al. 2004) und 19,1-21,5 mmol/l (KIXMÖLLER 2004). Nach Umrechnung (Faktor: 1,611 (KRAFT u. DÜRR 2005) × 10) lagen die MCHC-Angaben von KIXMÖLLER (2004) mit 307,7-346,4 g/l höher als die von FAUSTINI et al.

(2004). Angaben von BICKHART et al. (1993) besagten, dass ein MCHC-Wert von unter 300 g/l typisch für eine Eisenmangelanämie sei. Zusätzlich wurde bei KIXMÖLLER (2004) auf hochsignifikante Rasseunterschiede zwischen Piétrain und DL bzw. DE hingewiesen. EGELI et al. (1998) nannte für 35 Tage alte Ferkel einen MCHC-Mittelwert von 311 g/l und eine Standardabweichung von 61 g/l (Tab. 2.6.2).

Allerdings wurden dort für anämische Ferkel höhere MCHC-Werte von 336 g/l gefunden. KRAFT et al. (1999) gaben einen Referenzbereich von 19-22 mmol/l, ähnlich wie KIXMÖLLER (2004), oder in g/dl mit 30-35 an. Der mittlere Hämoglobingehalt im Einzelerythrozyten (MCH) und und das mittlere Erythrozytenvolumen (MCV) sind bei nicht Eisen-supplementierten, anämischen Ferkeln niedriger als bei Ferkeln mit Eisengabe, während sich die Werte für MCHC umgekehrt verhielten (EGELI et al. 1998). Unterschiedliche MCV-Werte wurden für Duroc- und Norwegische-Landrasse-Ferkel beschrieben (EGELI u. FRAMSTAD

(40)

1998b). Für gesunde, 35 Tage alte Hybridferkel wurde ein MCH von 17,6 pg im Mittel mit einer Standardabweichung von 2,1 pg und ein MCV von 56,5 fl im Mittel mit einer Standardabweichung von 6,6 fl beschrieben (EGELI et al. 1998), während FAUSTINI (2000) den gleichen MCH-Mittelwert aber mit einer Standardabweichung von 1,6 pg und einen MCV-Mittelwert von 54,12 fl mit einer Standardabweichung von 3,07 fl angab. Das MCV war laut HOLTER et al. (1991) ein Indikator für die Eisenverfügbarkeit beim Saugferkel.

Tabelle 2.6.2: Referenzintervalle für Erythrozytenindizes des Schweins aus der Literatur

MCHC

(mmol/l) MCH (pg) MCV (fl) Alter in

Tagen Rasse n

stat.

Grund- lage

Autor

20,3-21,9 Pi 50

19,1-21,5 DL × DE 50

19,4-21,8 DL 50

19,0-21,8 DE 50

17,26-22,84 33-94 Ital.Hybrid-

sau 105 2,5-97,5% FAUSTINI et al.

(2000) 22,54 (1,97) 64,76 (6,01) 3-21 L × LW 117 ⎯x (s)

g/l 14,5-20,7 48,1-60,1 33-94 L × LW 105 ⎯x±1,96s 306 (13) 21,2 (2,0) 69,4 (6,6) 1

302 (9) 19,2 (1,9) 63,6 (6,4) 21 336 (61) 15,5 (2,3) 44,8 (6,5) 35

NorwLR ×

Pi 133

70-84 KIXMÖLLER

(2004)

⎯x±2s

⎯x (s) EGELI et al.

(1998) FAUSTINI et al.

(2003)

2.6.1.6 Physiologische Blutzellmorphologie des Schweins

Der Durchmesser von Schweine-Erythrozyten betrug 6 µm, Rollenbildung in vitro war stärker als beim Hund und weniger als beim Pferd ausgeprägt (THRALL 2004). Im Gegensatz zum Hund gab es nur eine schwache zentrale Blässe und keine basophile Tüpfelung wie bei den Wiederkäuern (THRALL 2004). Laut Thrall (2004)

(41)

konnten Retikulozyten bis zu einem Prozent der Erythrozyten vorkommen. THORN (2000) dagegen gibt Werte für Retikulozyten von 3–8 % an. Das Erythrozytenvolumen wurde als MCV (Mean Corpuscular Volume) m it 50-65 fl angegeben (KRAFT u. DÜRR 2005). Porzine Erythrozyten wurden als relativ fragil beschrieben, deshalb entstand laut THORN (2000) häufig Hämolyse durch Turbulenzen bei der Blutentnahme oder falschem Handling der Blutprobe. Dabei waren Erythrozyten adulter und fetaler Tiere resistenter gegenüber hypotoner Kochsalzlösung, als Erythrozyten von Absetzferkeln (THORN 2000).

Stechapfelbildung war im Ausstrich häufig. Anisozytose, große polychromatische Zellen, kernhaltige Erythrozyten und Jolly-Körper kamen bei jungen Tieren öfter vor (THORN 2000). Erythrozyten mit Kernresten, deren Anteil mit steigendem Alter abnahm, werden bis zu 5 % als normal beschrieben; bei jungen Schweinen waren Furchung der Erythrozyten, Poikilozytose, Howell-Jolly-Körper und Polychromasie häufig (THORN 2000). Neutrophile Granulozyten waren im Mittel 12 bis 15 µm groß, der Kern hatte deutlich ausgeformte Segmente, das Zytoplasma war leicht rosa oder blau und konnte pinkfarbene Granula enthalten. Metamyelozyten kamen sowohl bei jungen als auch bei älteren Tieren vor, hatten eine weniger reife Chromatinstruktur und die Kernsilhouette variierte von bohnen- bis ringförmig ohne Lappung. Die eosinophilen Kerne waren relativ wenig segmentiert und erschienen unreif, die Granula waren rund bis oval, blass orange und füllten das gesamte Zytoplasma, welches blass blau war, aus. Stabkernige Granulozyten hatten meist einen U- förmigen Kern und ähnelten den ausgereiften Granulozyten. Sie kamen auch bei gesunden Tieren vor. Basophile Granulozyten färbten sich lila, die zytoplasmatischen Granula waren ähnlich dunkel gefärbt wie der Kern (THORN 2000). Kleine Lymphozyten hatten einen Durchmesser von 7 bis 10 µm mit einem runden bis ovalen Kern. Das Chromatin war stark kondensiert. Das Zytoplasma lag als schmale bläuliche Zone um den Kern. Grosse Lymphozyten hatten einen Durchmesser von 11 bis 15 µm, das Chromatin war etwas lockerer und das Zytoplasma bläulich (THORN 2000). Monozyten waren 14 bis 18 µm groß im Durchmesser und hatten einen gebogenen Kern mit lockerem Chromatin, das lokale Kondensationen aufwies.

Das reichliche Zytoplasma war grau-blau und konnte zahlreiche Vakuolen oder

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Granula enthalten. Monozyten waren schwer von großen Lymphozyten zu unterscheiden sein (THORN 2000). Porzine Thrombozyten ähneltenn denen anderer Spezies, waren kernlos und hatten dunkel-violette zytoplasmatische Granula. Ihre Größe beträgt 1 bis 3 µm und das Volumen lag bei 6,9 bis 8,9 fl (THORN 2000).

2.6.1.7 Leukozytenzahl

Die Zahl der Leukozyten (Tab. 2.6.3) war bei Geburt hoch, fiel dann rasch ab und stieg dann bis zur fünften Lebenswoche wieder an (THORN 2000). Die eigentlichen Zellzahlen waren sehr variabel: Bei der Geburt präsentierten die neutrophilen Granulozyten bis zu 70 % der Leukozyten, während der Lymphozyten-Anteil etwa 20 % ausmachte. In der ersten Lebenswoche hatten Granulozyten und Lymphozyten ungefähr gleiche Anteile, ab dem 10. Lebenstag waren die Lymphozyten zahlenmäßig überlegen. Im Alter von sechs Monaten betrug das Verhältnis Granulozyten zu Lymphozyten 1:2 (THORN 2000). Rasseunterschiede wurden beschrieben. So hatten Piétrainläufer hochsignifikant höhere Leukozytenzahlen mit 14,1-26,5 G/l als gleich alte Tiere der Rassen DE und DL mit 11,5- 25,1 bzw. 11,0- 25,4 G/l als ⎯x±2s-Bereich (KIXMÖLLER 2004). Auch SEUTTER (1995) konnte sowohl bei Sauen als auch bei Ferkeln signifikante Rasseunterschiede zwischen Piétrain und DL bzw. DE darstellen. Signifikanten Einfluss übte auch das Alter auf die Leukozytenwerte aus: Laut SEUTTER (1995) stieg die Leukozytenzahl bei Saugferkeln mit dem Alter. Mittelwerte und Standardabweichung für Ferkel am 1., 21.

und 35. Lebenstag nennt auch EGELI et al. (1998), dabei lag der Mittelwert am 21. Tag (8,4 G/l) niedriger als bei der Geburt (9,07 G/l), jedoch am 35. Tag mit 13,58 G/l deutlich höher. Für Jungsauen im Läuferalter wurde ein Mittelwert von 15,48 G/l bzw. ein Referenzbereich von 7,1-23,9 G/l als x±1,96s angegeben (FAUSTINI et al. 2000), der tiefer als der Referenzbereich x±2s mit 12,1-26,5 G/l für 10-12 Wochen alte Hybridschweine bei KIXMÖLLER (2004) lag. Der 2s- Referenzbereich einer Untersuchung reinrassiger DL- und DE-Schweine mit einer Körpermasse von 50-100 kg für Leukozyten lag bei 10,5-21,3 G/l, der Mittelwert betrug ähnlich wie bei FAUSTINI et al. (2000) 15,9 G/l (HEINRITZI u. PLONAIT 2004). KRAFT et al. (1999) nennen einen Referenzbereich von 10-22 G/l. SEUTTER (1995) konnte einen signifikanten Einfluss des Reproduktionsstadiums nachweisen:

(43)

In der Mitte der Trächtigkeit fielen die Leukozytenzahlen ab und stiegen nach dem Abferkeln an.

2.6.1.8 Lymphozyten

Während KIXMÖLLER (2004) keine signifikanten Rasseunterschiede finden konnte, enthalten die Untersuchungen von SEUTTER (1995) signifikante Rasseunterschiede:

DL-Ferkel der einen Herkunft hatten in den ersten 9 Lebenswochen steigende Lymphozytenanteile, während die der Piétrainferkel sanken und erst 14-21 Tage nach dem Absetzen wieder stiegen (Tab. 2.6.3). Piétrain-Sauen hatten höhere Anteile als DL-Sauen (SEUTTER 1995). Das Alter übte einen hochsignifikanten Einfluss aus (SEUTTER 1995). EGELI et al. (1998) postulierten steigende absolute Zahlen für Lymphozyten bei Saugferkeln bis zum 35. Lebenstag. Für prozentuale Zahlen allerdings ermittelte SEUTTER (1995) bei DL- und Pietrainferkeln ab dem 14- 21. Lebenstag mit zunehmendem Lebensalter fallende Werte. Der Reproduktionsstatus hatte einen hochsignifikanten Einfluss: In der Hochträchtigkeit und Laktation sanken die Lymphozytenanteile, während der Anteil an Granulozyten zunahm (SEUTTER 1995). Als Ursachen für dieses Geschehen wurden unter anderem das Anbilden der Milchleiste und des Vorkolostrums (PLONAIT u. Bickhardt 1988) und eine Reaktion auf das Abferkeln (GLAWISCHNIG et al. 1977) diskutiert.

2.6.1.9 Segmentkernige Granulozyten

Laut SEUTTER (1995) wird die Zellgruppe der segmentkernigen Granulozyten bei Ferkeln durch das Alter beeinflusst. Zunächst blieb bei Ferkeln der Anteil mit 35 % im Mittel bis nach dem Absetzen konstant. Danach entwickelte sich bei DE- und DL- Ferkeln ein granulozytäres Blutbild mit einem höheren Anteil segmentkerniger Granulozyten, bei Piétrainferkeln sank der Anteil zwischen dem 14.-42. Lebenstag ab (SEUTTER 1995). Bei EGELI et al. (1998) fanden sich niedrigere absolute Zahlen für die 21 und 35 Tage alten Ferkel als für Ferkel am ersten Lebenstag. Bei Sauen konnte ein signifikanter Einfluss der Rasse und ein hochsignifikanter Einfluss des Reproduktionsstadiums nachgewiesen werden (SEUTTER 1995). DL-Sauen wiesen mehr segmentkernige Granulozyten auf als Piétrain-Sauen (SEUTTER 1995). In der

(44)

Hochträchtigkeit und Laktation hatten die Sauen ebenfalls höhere Anteile als in der übrigen Zeit (SEUTTER 1995) (Tab. 2.6.3).

Tabelle 2.6.3: Referenzintervalle zum Differentialblutbild des Schweins aus der Literatur

Leuk (G/l) Lymph (%) Segm (%) Stab (%) Alter Rasse n

stat.

Grund- lage

Autor

14,1-26,5 43,4-81,4 15,6-54,0 0-3,02 Pi 50

12,1-26,5 48,1-74,1 32,4-47,4 0-3,14 DL × DE 50

11,0-25,4 46,7-75,1 21,4-49,0 0-3,86 DL 50

11,5-25,1 45,1-78,7 20,3-49,5 0-2,80 DE 50

G/l G/l

9,07(4,23) 1,77(0,61) 6,56(3,90) 1. LT 8,4(3,38) 4,57(2,53) 3,08(1,72) 21. LT 11,25(3,24) 6,51(2,47) 3,73(1,56) 35. LT

13,8-55,1 0-9,28 DL+Pi 72

4,5-14,7 37,4-81,3 DL 56

1,3-16,5 43,9-87,5 Pi 17

12,7-62,2 0-5,64 DL+Pi 71

6,2-23,8 33,4-83,0 DL 53

8,7-21,1 36,0-87,8 Pi 18

17,5-55,8 0-4,87 DL+Pi 72

8,7-21,1 40,8-80,1 DL 54

10,3-29,1 39,5-79,1 Pi 18

15,2-66,7 0-6,52 DL+Pi 72

11,3-26,1 30,0-82,2 DL 54

12,2-25,4 32,6-75,1 Pi 18

20,2-66,4 0-2,28 DL+Pi 54

10,1-24,5 33,5-65,7 DL 36

9,4-29,0 40,5-85,3 Pi 18

8,5-15,2 0-56,7 0-4,07 DL+Pi 21

38,8-67 DL, JS 5

46,4-80,4 Pi 6

7,9-18,2 35,9-67,5 0-4,6 DL+Pi 21

28,7-54,3 DL, JS 5

34,8-57,5 Pi 6

7,1-23,9 33-94 LT Ital.Hybrid-

sau 105 2,5- 97,5%

FAUSTINI et al.(2000) Sauen 21-

28 LakT

133

SEUTTER (1995)

⎯x±2s 14-21 LT

30-35 LT

36-42 LT

49-56 LT

70-77 LT

Sauen 85- 90 TrT

KIXMÖLLER (2004) 10-12

Wochen ⎯x±2s

⎯x (s) EGELI et al.

(1998) Norw.LR ×

Pi

(45)

2.6.1.10 Stabkernige Granulozyten

Für stabkernige Granulozyten (Tab. 2.6.3) fanden sich sehr unterschiedliche Angaben zwischen 0-3,82 % für 10-12 Wochen alte DL- Ferkel (KIXMÖLLER 2004) und 0-9,28 % für 14-21 Tage alte Hybridferkel. Rasseunterschiede existierten nicht (SEUTTER 1995). Der Alterseinfluss hingegen war hochsignifikant und führte zu sinkenden Anteilen mit steigendem Alter (SEUTTER 1995). Durch das Reproduktionsstadium wurde der Anteil der stabkernigen Granulozyten ebenfalls hochsignifikant beeinflusst und führte zu erhöhtem Vorkommen in der Frühträchtigkeit (SEUTTER 1995).

2.6.1.11 Eosinophile Granulozyten

Es wurden hochsignifikante Rasseunterschiede für relative Zahlen von mehreren Autoren dokumentiert: Piétrainferkel hatten weniger eosinophile Granulozyten als DL-Ferkel (SEUTTER 1995). Piétrainläufer hatten hochsignifikant niedrigere Anteile von eosinophilen Granulozyten als DL und DE, zwischen denen kein signifikanter Unterschied bestand (KIXMÖLLER 2004). Aber auch das Alter der Tiere übte einen signifikanten Einfluss aus: Jungsauen zeigten während der Laktation weniger Eosinophile als laktierende Altsauen und ein starker Anstieg des Anteils der Eosinophilen konnte zwischen dem 14.-35. Lebenstag verzeichnet werden, danach blieb der Anteil konstant (SEUTTER 1995). Die niedrigsten Werte fanden sich für Saugferkel am 1. Lebenstag (EGELI et al. 1998) (Tab. 2.6.4).

2.6.1.12 Basophile Granulozyten

KIXMÖLLER (2004) fand keine signifikanten Rasseunterschiede für basophile Granulozyten und gibt für Hybridschweine einen Referenzbereich von 0-1,46 % als

⎯x±2s an. SEUTTER (1995) dagegen kann hochsignifikante Rasseunterschiede aufweisen mit konstanten Werten für Piétrainferkel und sich verändernden Anteilen an Basophilen für DL-Ferkel. Für Sauen konnten allerdings keine Rasseunterschiede nachgewiesen werden (SEUTTER 1995). EGELI et al. (1998) gaben für Saugferkel mit zunehmenden Alter steigende Mittelwerte der Absolutzahlen der basophilen Granulozyten an (Tab. 2.6.4).