Untersuchungen zur Wirkung nichtantibiotischer Futterzusätze auf die Darmflora sowie den Verlauf einer experimentellen Escherichia coli- bzw. Salmonella Derby- Infektion bei Schweinen

Aus dem Institut für Mikrobiologie und Tierseuchen und dem Institut für Tierernährung

der Tierärztlichen Hochschule Hannover

Untersuchungen zur Wirkung nichtantibiotischer Futterzusätze auf die Darmflora sowie den Verlauf einer experimentellen Escherichia coli- bzw.

Salmonella Derby- Infektion bei Schweinen

INAUGURAL - DISSERTATION

zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin

(Dr. med. vet.)

durch die Tierärztliche Hochschule Hannover

Vorgelegt von Sylvia Bollmann

aus Bünde

Hannover 2002

Wissenschaftliche Betreuung: Prof. Dr. G. Amtsberg Prof. Dr. J.Kamphues

1. Gutachter: Prof. Dr. G. Amtsberg 2. Gutachter: Prof. Dr. J. Pohlenz

Tag der mündlichen Prüfung: 21.11.2002

Meinen Eltern

und

Markus

Inhaltsverzeichnis

A E

... 9

B S

... 11

1 Die Darmflora des Schweines... 11

1.1 Allgemeine Betrachtungen zur Mikroflora ... 11

1.2 Die Entwicklung der Magen-Darm-Flora ... 12

1.3 Regulationsmechanismen der Mikroflora... 13

1.4 Zusammensetzung der Darmflora bei Absetzferkeln... 14

2 Einfluss verschiedener Futterzusätze auf die Darmflora ... 21

2.1 Leistungsförderer ... 21

2.2 Organische Säuren unter besonderer Berücksichtigung von Ameisensäure... 22

2.3 Probiotika ... 25

2.4 Prebiotika ... 29

2.4.1 Therapeutischer Einsatz des Prebiotikums Lactulose... 32

2.5 Enzyme... 35

3 Escherichia coli... 36

3.1 Escherichia coli- Infektionen beim Schwein ... 36

3.1.1 Enterotoxämische Escherichia coli beim Schwein ... 37

3.1.1.1 Ätiologie u. Pathogenese ... 38

3.1.1.2 Klinische Symptome ... 39

3.1.1.3 Pathologisch-anatomische Veränderungen ... 39

3.1.1.4 Histologische Veränderungen ... 40

3.1.1.5 Therapie ... 40

3.1.1.6 Prophylaxe ... 41

3.1.2 Experimentelle Escherichia coli O139:K82-Infektion... 43

4 Salmonellen ... 46

4.1 Salmonellen beim Schwein... 46

4.1.1 Taxonomie ... 46

4.1.2 Epidemiologie und Tenazität ... 46

4.1.3 Virulenzfaktoren und Virulenzmechanismen ... 48

4.1.4 Salmonellen bei Schlachtschweinen ... 50

4.1.5 Übertragung von Salmonellen vom Schwein zum Menschen ... 52

C E

U

... 54

1 Material und Methoden ... 54

1.1 Versuchsziel ... 54

1.2 Tiermaterial ... 54

1.3 Übersicht zu den durchgeführten Versuchen ... 55

1.4 Tötung und Probengewinnung ... 58

1.5 Fütterungsversuch mit quantitativer Darmfloranalyse... 59

1.5.1 Quantitative Darmfloraanalyse ... 60

1.5.2 Indikatorkeime ... 60

1.5.2.1 Aerobier ... 60

1.5.2.2 Anaerobier... 61

1.5.3 Nährböden und Indikatorkeime ... 62

1.6 Biochemische Differenzierung ... 63

1.7 Gaschromatographie für Bifidobakterien... 66

1.8 Experimentelle E. coli-O139:K82-Infektion... 66

1.8.1 Untersuchung von Rektumtupfern ... 67

1.8.2 Herstellung und Verabreichung der Infektionsbouillon ... 67

1.8.3 Beobachtungen bis zur Tötung ... 68

1.8.4 Identifizierung des Infektionsstammes in Chymus- und Kotproben ... 69

1.8.5 Stx2e-PCR... 70

1.9 Experimentelle Salmonella-Derby-Infektion ... 70

1.9.1 Herstellung der Infektionsbouillon ... 71

1.9.2 Untersuchung von Rektumtupfern auf Salmonella Derby... 71

1.9.3 Sektion und Probennahme ... 71

1.9.4 Salmonellen-Diagnostik... 72

1.10 Keimzahlberechnung ... 72

1.11 Statistik ... 72

1.12 Untersuchungen im Institut für Tierernährung ... 72

2 Ergebnisse ... 74

2.1 Versuch A1: Fütterungsversuche mit gekapselter Säuremischung... 74

2.2 Versuch A2: E. coli- Infektionsversuche unter Futterzusatz mit gekapselter Säuremischung ... 80

2.3 Versuche zur Freisetzung der gekapselten Säuremischung ... 89

2.4 Versuch B 1: Fütterungsversuche mit Lactulose ... 90

2.5 Versuch B 2: E. coli- Infektionsversuche unter Futterzusatz von Lactulose ... 95

2.6 Salmonella Derby- Infektionsversuch unter Futterzusatz von Lactulose (B3) ... 102

2.7 Versuch C1: Fütterungsversuche mit Pankreasenzymen ... 105

2.8 Versuch C2a: E. coli- Infektionsversuche unter Futterzusatz von Pankreasenzymen... 113

2.9 Versuch C2b:E. coli- Infektionsversuche unter Futterzusatz mit

Pankreasenzymen und Colistinsulfat ... 117

2.10 Überprüfung des Infektionsstammes E129 E.coli O139:K82... 121

D D

... 123

1 Fütterungsversuche und Infektionsversuche... 123

1.1 Versuch A1: Fütterungsversuch mit gekapselter Säuremischung... 124

1.2 Versuch A2: Experimentelle Escherichia coli-Infektion unter Futterzusatz von gekapselter Säuremischung... 130

1.3 Versuch B1: Fütterungsversuch mit Lactulose ... 136

1.4 Versuch B 2: Experimentelle Escherichia coli-Infektion unter Futterzusatz von Lactulose ... 142

1.5 Versuch B3: Experimentelle Salmonella Derby-Infektion unter Futterzusatz mit Lactulose... 147

1.6 Versuch C1: Fütterungsversuch mit gekapseltem Pankreatin... 150

1.7 Versuch C 2a+b: Experimentelle Escherichia coli-Infektion bei Futterzusatz mit gekapseltem Pankreatin und Colistinsulfat... 156

2 Schlussfolgerungen... 162

E Z

... 164

F S

... 166

G L

... 168

H A

... 198

1 Nährmedien und Reagenzien ... 198

2 Tabellenverzeichnis... 203

Verzeichnis der Abkürzungen

BHI Brain-Heart-Infusion mgr. mittelgradig

D 3 caudales MW Mittelwert

Dünndarmdrittel n Anzahl

E. coli Escherichia coli n.n. nicht nachweisbar

Fa.. Firma NSP Nicht-Stärke-Polysaccharide

ggr. geringgradig n.u. nicht untersucht

GKZ Gesamtkeimzahl p Wahrscheinlichkeit

häm. hämolysierend PAS Perjodsäure-Schiff-Reaktion

hgr. hochgradig PBS Phosphatgepufferte-

i Infektion Kochsalzlösung

K Kontrolltier p.i. post infectionem

KBE Koloniebildende s Standardabweichung

Einheiten sp./spp. species

lg Logarithmus stx2e Shigatoxin

LPS Lipopolysaccharidgehalt TS Trockensubstanz

ME umsetzbare Energie uS ursprüngliche Substanz

V Versuchstier

Einleitung

A Einleitung

Verbote und Verzichte auf antibiotische Leistungsförderer lassen das Interesse an alternativ einsetzbaren Futterzusätzen bei der Versorgung von Ferkeln in der Absetzphase wachsen. In der Vergangenheit wurden zur Krankheitsprophylaxe und Leistungssteigerung niedrig dosierte Antibiotika als Futterzusätze eingesetzt. Dieser Einsatz von Antibiotika in subtherapeutischer Dosierung birgt jedoch die Gefahr einer zunehmenden Resistenzbildung.

Die sich daraus ergebenden Gesundheitsrisiken für Mensch und Tier haben zum Verbot verschiedener antibiotischer Leistungsförderer geführt.

Die vorliegende Studie soll einen Beitrag zur Erforschung wirksamer und praktikabler Alternativen auf dem Gebiet der Krankheitsprophylaxe leisten. Zum einen sollte deshalb der Einsatz einer gekapselten Säuremischung als Futterzusatz untersucht werden. Durch Veränderung des Darmmilieus ist eine limitierende Wirkung auf Escherichia (E.) coli zu erwarten. Weiterhin sollte die Wirkung des Prebiotikums Lactulose auf die Darmflora getestet werden. Beobachtungen beim Menschen lassen darauf schließen, dass es beim Einsatz von Lactulose zu einer Verdrängung von E. coli zugunsten von Laktobazillen und Bifidobakterien kommt. Da auch bei der experimentellen Infektion von Ratten mit Salmonella Enteritidis eine verringerte Ausscheidung und Translokation der Salmonellen durch die Schleimhaut des Dickdarms beobachtet wurde (BOVEE-OUDENHOVEN et al.1997), war im Verlauf einer experimentellen Infektion zu untersuchen, ob Lactulose auch beim Schwein eine schnellere Eliminierung dieser Erreger bewirkt.

Ebenso ist der Einsatz von Pankreasenzymen zum Ausgleich des relativen Enzymdefizites, das bei Ferkeln in der Absetzphase aufgrund der plötzlichen Futterumstellung besteht, von Interesse (BOTERMANS et al. 1999). Hierbei soll eine gesteigerte Verdaulichkeit zu einem Nährstoffentzug für E. coli führen und sich somit negativ auf die Vermehrungsbedingungen auswirken.

Neben der Untersuchung des Einflusses der Futterzusätze auf die qualitative und quantitative Zusammensetzung der Darmflora interessierte deren Wirkung unter den Bedingungen einer experimentellen E. coli-O139:K82-Infektion bei Absetzferkeln.

Parallel zu den eigenen Untersuchungen wurde im Institut für Tierernährung ein Dissertationsvorhaben angefertigt, für das im Chymus derselben Tiere weitere Parameter, wie pH-Wert, Laktat-Konzentration, Ammoniakgehalt, Konzentration flüchtiger Fettsäuren und

Einleitung

Lipopolysaccharidgehalt ermittelt (STUKE Diss. in prep.). Diese Ergebnisse sollen bei der Interpretation der eigenen Resultate Berücksichtigung finden.

Schrifttum

B Schrifttum

1 Die Darmflora des Schweines

1.1 Allgemeine Betrachtungen zur Mikroflora

Beim Menschen und homoiothermen Tierarten bilden Wirt und die im Darm ansässige Mikroflora ein Ökosystem, von dem je nach Zusammensetzung des Keimbesatzes der Wirt profitieren, aber auch Schaden nehmen kann (GEDEK 1991). Für die mikrobielle Besiedlung umschriebener Standorte bei Mensch und Tier haben WEUFFEN et al. (1982) den Begriff Mikroökologie eingeführt. Er umfasst die gesamte Mikroflora des Standortes (mikrobielle Biozönose) und die Gesamtheit der Standortfaktoren (mikrobieller Biotop), die zusammen das mikrobielle Ökosystem bilden. Bei dem Zusammenleben von Wirt und Darmflora handelt es sich um ein äußerst empfindliches Ökosystem (LUKEY 1982). Der ausgewogene Gleichgewichtszustand einer Mikrobiozönose wird als Eubiose bezeichnet (HAENLE 1960), beim Auftreten von Störungen spricht man von einer Dysbiose (SCHEUNERT 1920, HAENLE 1982). Die Dysbiose ist nicht grundsätzlich an eine Verdrängung zugunsten pathogener Keime gebunden, sondern kann auf quantitativen oder topographischen Abweichungen der eubiotischen Flora beruhen (SCHEUNERT 1920, HAENLE 1982, SCHULZE 1987). Folgen einer Dysbiose für den Wirtsorganismus können zum einen in einer direkten Schädigung durch belastende mikrobielle Stoffwechselprodukte oder in einer Begünstigung der Ansiedlung pathogener Keime liegen (SAVAGE 1977).

Grundsätzlich wird zwischen Vertretern der obligaten (residenten, autochthonen) und der passageren (transienten, allochthonen) Flora unterschieden (FINEGOLD et al. 1983).

Während die autochthonen Bakterien hervorragend an das jeweilige Wirtstier angepasst sind und dort zeitlebens in ausgewogenen Relationen vorkommen, gelingt es den allochthonen Bakterien, die mit der Nahrung und aus der Umgebung aufgenommen werden, nicht, im Darmkanal für längere Zeit zu haften (AMTSBERG 1984). Zu den obligaten Darmkeimen zählen Escherichia coli, Enterococcus spp., Lactobacillus spp., Keime der Bacteroides- Prevotella-Porphyromonas-Gruppe, Bifidobacterium spp. und Clostridium spp.

(BECKMANN u. RÜFFER 1999). Dabei ist eine prinzipielle Besiedlungszunahme vom Magen bis zum Dickdarm festzustellen (WIEHLER 1989). Die Keimzahlen steigen im Ileum an, um in Caecum und Colon die höchsten Werte von bis zu 10¹¹ Keimen /g Darminhalt zu

Schrifttum

erreichen (AMTSBERG 1984). Im Magen dominieren Laktobazillen (SAVAGE 1977, GEDEK 1985), im Dickdarm überwiegen die strikt anaeroben Bakterien aus der Gattung Bacteroides (AMSTBERG 1984).

1.2 Die Entwicklung der Magen-Darm-Flora

Der Gastrointestinaltrakt (GIT) teilt viele Eigenschaften mit dem Ökosystem eines Flusses.

Beide sind fortlaufend progressiven Veränderungen in den strukturellen und funktionellen Einheiten unterworfen. Die Unterschiede zwischen den Regionen des GIT sind offensichtlich, wenn man die Ökosysteme des Magens, des Dünndarms und des Dickdarms vergleicht, jedes stellt ein unterschiedliches Habitat mit einer verschiedenen Ansammlung residenter Bakterien dar. Die bestehenden Gradienten zwischen oder sogar in einer Region können abrupt sein (Pylorussphincter zwischen Magen und Dünndarm) oder graduell (die unbestimmbare Grenze zwischen Jejunum und Ieum; BUGDDINGTON 2001).

Die Magen-Darm-Flora stellt eine Lebensgemeinschaft von Mikroorganismen dar, die sich hinsichtlich der beteiligten Bakterienarten und der zahlenmäßigen Relationen in einem ausgewogenen Gleichgewicht befindet (AMTSBERG 1984). Bis zum Zeitpunkt der Geburt ist der im Mutterleib heranwachsende Fetus keimfrei (SONNENBORN u. GREINWALD 1991). Die mikrobielle Besiedlung des keimfreien Säugetierorganismus beginnt während der Geburt und in den ersten Lebensstunden (SCHULZE 1978). Die Tiere werden zunächst mit den Keimen des Genitaltraktes kontaminiert und nehmen sofort nach der Geburt beträchtliche Keimzahlen aus der Umgebung oral auf (AMTSBERG 1984). Der Magen-Darm-Trakt wird in den ersten Stunden post partum mit Bakterien regelrecht überflutet ( SMITH u. JONES 1983). Der in den ersten Lebensstunden relativ hohe pH-Wert des Mageninhaltes dürfte für die schnelle Besiedlung des Magen-Darm-Kanals mit verschiedenen Keimen, vor allem aber mit E.coli, Mikro- und Streptokokken wie auch Clostridien von Bedeutung sein (SCHULZE 1978). Die Ansiedlung von Laktobazillen verläuft langsamer (SMITH 1968). Nach drei Tagen ist der pH- Wert im Magen niedrig genug , um die Bakterienvermehrung mit Ausnahme von Laktobazillen zu unterdrücken. Es erfolgt eine Verringerung der Keimzahlen von E. coli, Streptokokken, Clostridien und Mikrokokken im Dünndarm, während die Laktobazillen hier zahlenmäßig die stärkste Gruppe bilden. Nach SINKOVICS und JUHÁSZ (1973) unterliegt die Intestinalflora schon 1,5 Tage nach der Geburt inneren Regulationsvorgängen, so dass ein

Schrifttum

Zustand der Balance hergestellt ist. Ab dem Alter von vier Tagen sind ausreichend anaerobe Verhältnisse im Dickdarm vorhanden, die eine Ansiedlung von Bacteroides spp. in hohen Keimzahlen ermöglichen. SCHULZE (1978) sieht in dem Zeitpunkt dieser Ansiedlung einen Abschluss der Entwicklung einer relativ stabilen Darmflora. Aufgrund der Ernährung mit Milch entwickelt sich die Darmflora bei Jungtieren verschiedener Säugetierarten in sehr ähnlicher Weise (SMITH u. CRABB 1961).

1.3 Regulationsmechanismen der Mikroflora

Die Stabilität der intestinalen Mikroökologie wird auf der einen Seite durch Interaktionen zwischen Wirtsorganismus (allogen) und der Mikroflora, auf der anderen Seite durch Wechselwirkungen zwischen den verschiedenen mikrobiellen Spezies des Darmes (autogen) untereinander aufrechterhalten (SONNENBORN u. GREINWALD 1991, FULLER 1980).

Die im Futter vorhandenen Nährstoffe und deren Intermediär- und Abbauprodukte stehen bei den allogenen Faktoren natürlich an erster Stelle. Die residente Flora verbraucht alle verfügbaren Nährstoffe und verhindert dadurch die Vermehrung transienter Bakterien (OZAWA u. FRETER 1964). Wenn jedoch plötzlich Nährstoffe zugeführt werden, die die autochthone Flora nicht verwertet, kann es zur Vermehrung transienter Bakterien kommen (KENWORTHY u. ALLEN 1966). Untersuchungen von AWAD-MASALMEH und WILLINGER (1981) zeigen, dass es bei Absetzferkeln durch eine plötzliche Futterumstellung von Milchernährung auf ein Vormast-Fertigfutter, dem am 1. Futtertag ein enterotoxischer E.- coli-Stamm beigemengt wurde, bei 70-80% der Tiere zu einer Dysbiose und Durchfall kommt, während es bei Ferkeln, die während der Säugephase bereits Gelegenheit zur Aufnahme von Futter hatten, nur unregelmäßig zu Dysbiosen kommt. Eine wichtige Nährstoffquelle für Bakterien der Dickdarmflora bilden endogene Stoffe, wie Muzin, Verdauungsenzyme und abgestoßene Epithelzellen, daher besteht hier eine größere Stabilität gegenüber Nahrungsveränderungen und Nahrungsentzug (MOORE u. HOLDMAN 1975, HAENLE 1982). Der pH-Wert stellt in einzelnen Abschnitten des Verdauungsapparates eine wichtige Größe für die Regulationsmechanismen dar. Er liegt im Magen bei 3,6 und verhindert damit eine Einnistung der meisten oral aufgenommenen Bakterien. Eine Ausnahme bilden die Laktobazillen, die wiederum durch Produktion von Milchsäure dazu beitragen diesen pH-Wert aufrechtzuerhalten (SCHULZE u. BATHKE 1977, WIEHLER 1989).

Weitere allogene Faktoren sind die Darmperistaltik, die durch einen schnellen Ingestafluss für

Schrifttum

die relative Keimarmut des oberen Dünndarms verantwortlich ist und somit eine Hemmung der Vermehrung transienter Bakterien bewirkt (HIRSH 1980), sowie die Gallensäuren, die auf zahlreiche Bakterienarten wachstumshemmend wirken. Des weiteren reguliert der Wirtsorganismus durch die Beeinflussung des Redoxpotentials, des darmassoziierten Immunsystem und der Körperinnentemperatur die Zusammensetzung der Mikroflora (FULLER 1980 u. SAVAGE 1980).

Da es sich bei den Stoffwechselprodukten der Keimarten der residenten Flora vor allem um Milchsäure und andere niedere, meist flüchtige Fettsäuren handelt, denen gegenüber vornehmlich pathogene Keime empfindlich sind, besteht im physiologischen Zustand eine Kolonisationsresistenz der Schleimhäute. Bei der Kolonisationsresistenz handelt es sich um eine Schutzfunktion der autochthonen Darmflora gegenüber Fremdkeimen (VAN DER WAAIJ 1979, GEDEK 1991). Aufgrund dieses Phänomens können keimfreie Tiere mit einigen wenigen Keimen erfolgreich infiziert werden, während man bei Tieren mit intakter Darmflora hohe Keimzahlen benötigt. Auch eine Behandlung von Tieren mit Antibiotika führt zu einem Rückgang der Kolonisationsresistenz (VAN DER WAAIJ 1979).

1.4 Zusammensetzung der Darmflora bei Absetzferkeln

Eine Reihe von Publikationen beschäftigt sich mit der Zusammensetzung der Gastrointestinalflora. SMITH und CRABB (1961) haben die fäkale Bakterienflora von gesunden Jungtieren und die Veränderungen innerhalb der ersten 27 Lebenswochen bei Schweinen qualitativ und quantitativ untersucht. Die Intestinalflora von Saugferkeln ist von SINKOVICS und JUHÁSZ (1974) in den Abschnitten Magen, Duodenum, Jejunum, Ileum und Colon dargestellt worden. Die quantitative Zusammensetzung der Magen-Darm-Flora bei Läuferschweinen wurde von SCHULZE und BATHKE (1977) in den verschiedenen Abschnitten des Magen-Darm-Traktes ermittelt. Als Indikatorkeime dienten neben der aeroben und anaeroben Gesamtkeimzahl, die Keimzahl der Laktobazillen und Streptokokken, Mikrokokken, Bifidobakterien, E. coli, Hefen, Proteus und Bacteroides.

Die quantitative Zusammensetzung des caudalen Dünndarms und des Colon ascendens wurde in den letzten Jahren in den Dissertationen von WINKENWERDER (1999), GÖßLING (2001) und KULLA (2001) unter den gleichen Bedingungen untersucht. Die ausgewählten Indikatorkeime und Untersuchungsabläufe entsprechen den in den eigenen Untersuchungen

Schrifttum

beschriebenen Methoden, daher sind die von diesen Autoren erhaltenen Zahlen als Vergleichswerte zur Diskussion der eigenen Ergebnisse besonders gut geeignet. Die im Dünndarm ermittelten Keimzahlen sind in Tabelle 1-3 dargestellt.

Tab. 1: Zusammenstellung der im Dünndarm von 16 Absetzferkeln ermittelten Keimzahlen (lg/g Darminhalt) (WINKENWERDER 1999)

Tier- Nr

Aerobe GKZ

E. coli Sc./

Enterokokken

Laktobazillen Anaerobe GKZ

Gramnegative Anaerobier

Cl.

perfringens

1 9,6 4,7 8,7 9,2 n.u. n.n. <3

4 8,3 6,0 7,8 8,7 n.u. n.n. <3

5 9,0 7,0 9,0 9,9 n.u. n.n. <3

8 8,5 6,5 7,7 8,2 n.u. n.n. <3

9 7,1 6,4 6,6 7,8 n.u. n.n. <3

11 8,0 5,8 7,1 8,2 n.u. n.n. <3

13 8,4 4,3 7,2 8,1 n.u. n.n. <3

15 8,0 7,4 7,8 7,6 n.u. n.n. <3

1b 9,2 6,3 8,8 7,7 n.u. 4,7 <3

3b 9,6 4,0 9,1 7,9 n.u. 6,5 <3

5b 9,4 3,0 8,2 8,0 n.u. 6,0 <3

7b 9,2 5,0 8,7 8,4 n.u. 5,3 <3

9b 8,3 4,0 8,1 7,6 n.u. 4,9 <3

11b 9,3 6,5 8,7 7,5 n.u. 6,1 <3

13b 7,6 3,9 6,8 6,4 n.u. 6,1 <3

15b 9,3 7,9 8,8 8,0 n.u. 4,5 <3

GKZ=Gesamtkeimzahl; n.n.=nicht nachweisbar; n.u.=nicht untersucht

Die von WINKENWERDER (1999) ermittelte aerobe Gesamtkeimzahl liegt zwischen lg 7,1/g und lg 9,6/g, die anaerobe Gesamtkeimzahl wurde nicht bestimmt. Die Spannweite der E. coli-Keimzahlen im Dünndarm ist mit 3,9 Logarithmusstufen erheblich (lg 3,0- 7,9/g).

Clostridium perfringens kann von WINKENWERDER (1999) in keiner der untersuchten Verdünnungsstufen nachgewiesen werden. Dies entspricht den Angaben von AMTSBERG et al. (1976), dass Clostridien in Abhängigkeit von der Art des Futters mit zunehmendem Alter der Ferkel nur noch unregelmäßig und in geringer Anzahl (lg 3-5/g) in Darminhaltsproben und im Kot nachweisbar sind.

Tabelle 2 zeigt die von GÖßLING (2001) ermittelte Zusammensetzung der Dünndarmflora von 6 Absetzferkeln.

Schrifttum

Tab. 2: Zusammenstellung der im Dünndarm von 6 Absetzferkeln ermittelten Keimzahlen (lg/g Darminhalt) (GÖßLING 2001)

Tier- Nr.

Aerobe GKZ

E.coli Sc./

Enterokokken

Laktobazillen Anaerobe GKZ

Gramnegative Anaerobier

Cl.

perfringens

km1 8,6 6,7 8,6 8,7 n.u. n.n. <3

km2 8,6 8,1 7,1 9,3 n.u. n.n. <3

km3 8,0 7,4 7,7 6,6 n.u. n.n. <3

km4 9,7 9,2 8,8 8,2 9,1 n.n. <3

km5 9,3 8,7 8,5 9,5 9,5 6,2 <3

km6 8,8 8,2 7,9 9,2 9,3 n.n. <3

k=Kontrolltier; m=Fütterungsversuch ohne experimentelle Infektion; GKZ=Gesamtkeimzahl;

n.n.=nicht nachweisbar; n.u.=nicht untersucht

Die von GÖßLING (2001) im Dünndarm ermittelte aerobe Gesamtkeimzahl (lg 8,0-9,7/g) liegt höher als die von SCHULZE und BATHKE (1977) im Ileum von Läuferschweinen festgestellte Zahl von lg 7,9/g. Gramnegative Anaerobier konnten nur bei einem der sechs Ferkel im Dünndarm nachgewiesen werden (lg 6,2/g). In diesem Darmabschnitt ließen sich auch von WINKENWERDER (1999) bei acht vom sechzehn Absetzferkeln keine gramnegativen Anaerobier feststellen. Ein Nachweis von Clostridium perfringens gelang in keiner Darminhaltsprobe. Die E. coli-Keimzahl zeigte bei den von GÖßLING (2001) (lg 6,7- 9,2/g) untersuchten Chymusproben eine geringere Spannweite als bei WINKENWERDER (1999) (lg 3,0-7,9/g). Die Lakobazillen-Keimzahl zeigt in den Darstellungen von WINKENWERDER (1999) (lg 6,4-9,9/g) und GÖßLING (2001) (lg 6,6-9,5/g) Werte in gleicher Höhe.

Eine Darstellung der von KULLA (2001) im Dünndarm von 11 Absetzferkeln festgestellten Keimzahlen zeigt Tabelle 3.

Schrifttum

Tab. 3: Zusammenstellung der im Dünndarm von 11 Absetzferkeln ermittelten Keimzahlen (lg/g Darminhalt; KULLA 2001)

Tier- Nr.

Aerobe GKZ

E.coli Sc./

Enterokokken

Laktobazillen Anaerobe GKZ

Gramnegative Anaerobier

Cl.

perfringens

3k 8,0 7,1 5,8 8,5 8,2 7,0 <3

5k 8,3 7,7 7,8 8,2 8,8 8,1 <3

7k 8,0 6,9 7,2 8,7 8,3 6,5 <3

9k 8,2 5,7 8,3 7,7 8,6 8,1 <3

13k 8,1 7,9 6,5 8,0 8,5 7,0 <3

15k 8,4 7,3 7,1 8,7 8,5 7,7 <3

17k 8,8 8,2 8,9 8,4 9,0 8,0 <3

19k 7,7 4,7 7,6 7,3 8,1 7,2 <3

23k 9,1 8,6 6,0 9,7 9,2 7,0 <3

25k 8,5 8,0 6,6 8,4 8,9 7,0 <3

29k 9,0 8,7 8,4 9,2 9,5 8,1 <3

k=Kontrolltier

Die von KULLA (2001) im Dünndarm ermittelte aerobe Gesamtkeimzahl liegt in der gleichen Größenordnung wie die von WINKENWERDER (1999) und GÖßLING (2001) beobachteten Werte (WINKENWERDER: lg 7,1-9,6/g, GÖßLING: lg 8,0-9,7/g). Die Keimzahl der gramnegativen Anaerobier zeigt bei KULLA (2001) erheblich höhere Werte (lg 6,5-8,1/g) als bei WINKENWERDER (1999) und GÖßLING (2001) festgestellt wurden (n.n.-6,1/g). Auch von SCHULZE und BATHKE (1977) konnte nur bei 21,1% der untersuchten Ileuminhaltsproben die Keimgruppe Bacteroides festgestellt werden. In Darminhaltsproben sind von KULLA (2001) Laktobazillen-Keimzahlen (lg 7,7-9,2/g) in gleicher Höhe ermittelt worden, wie von WINKENWERDER (1999; lg 6,4-9,9/g) und GÖßLING (2001; lg 6,6- 9,5/g). Eine Zusammenfassung der im Dünndarm errechneten Mittelwerte von allen 33 untersuchten Tieren zeigt Tabelle 4. Da bei keinem der untersuchten Tiere Clostridium perfringens im Dünndarm nachgewiesen wurde, erfolgte für diese Keime keine Feststellung des Mittelwertes. Für alle Proben in denen keine gramnegativen Anaerobier nachzuweisen waren, wurde ein Wert von lg=2 für die Berechnung des Mittelwertes angenommen.

Schrifttum

Tab. 4: Zusammenfassende Darstellung der Keimzahlen des Dünndarms anhand der von WINKENWERDER (1999), GÖßLING (2001) und KULLA (2002) ermittelten Werte

caudales Dünndarmdrittel

Indikatorkeime und GKZ n MW s

Aerobe

Gesamtkeimzahl 33 8,6 0,6

E. coli 33 6,6 1,6

Enterokokken/

Streptokokken 33 7,8 0,9

Anaerobe

Gesamtkeimzahl 13 8,8 0,5

Gramnegative

Anaerobier 33 4,8 2,4

Laktobazillen 33 8,3 0,8

n=Anzahl; MW=arithmetischer Mittelwert; s=Standardabweichung

Die durchschnittlich von WINKENWERDER (1999), GÖßLING (2001) und KULLA (2002) ermittelte aerobe (lg 8,6/g) und anaerobe (lg 8,8/g) Gesamtkeimzahl liegt 0,7 und 0,6 Zehnerpotenzen über den von SCHULZE und BATHKE (1977) publizierten Werten (lg 7,9 und lg 8,3/g). Ebenso zeigen die Streptokokken- und Enterokokken-Keimzahl (lg 7,8/g) und Laktobazillen-Keimzahl (lg 8,3/g) höhere Werte als von SCHULZE und BATHKE (1977) für die Keimgruppe der Laktobazillen und Streptokokken (lg 7,2/g) festgestellt wurden. Die E.

coli-Keimzahlen erreichen durchschnittlich Werte in ähnlicher Höhe (lg 6,6/g) wie von SCHULZE und BATHKE (1977; lg 6,8/g) beobachtet. SCHULZE und BATHKE (1977) ermittelten durchschnittlich ein Bacteroides-Keimzahl von lg 5,9/g, während die Anzahl der gramnegativen Anaerobier bei WINKENWERDER (1999), GÖßLING (2001) und KULLA (2002) im Mittel bei lg 4,8/g liegt.

Von den Autoren GÖßLING (2001) und KULLA (2002) wurde auch die Zusammensetzung der Dickdarmflora untersucht. Die im Colon ascendens ermittelten Keimzahlen sind in den Tabellen 5 und 6 dargestellt.

Schrifttum

Tab. 5: Zusammenstellung der im Colon ascendens von 6 Absetzferkeln ermittelten Keimzahlen (lg/g Darminhalt) (GÖßLING 2001) Tier-

Nr.

Aerobe GKZ

E.coli Sc./

Enterokokken

Laktobazillen Anaerobe GKZ

Gramnegative Anaerobier

Cl.

perfringens

km1 9,0 6,3 8,9 9,3 n.u. 8,2 <3

km2 11,0 8,0 8,0 11,1 n.u. 8,9 <3

km3 8,6 7,1 7,6 8,5 n.u. 9,7 <3

km4 9,7 9,8 8,7 9,1 10,0 8,7 <3

km5 9,6 9,6 8,8 9,8 10,1 8,4 <3

km6 9,1 8,2 8,2 9,8 10,1 8,5 <3

K=Kontrolltier; m=Fütterungsversuch ohne experimentelle Infektion; GKZ=Gesamtkeimzahl;

n.n.=nicht nachweisbar; n.u.=nicht untersucht

Die von GÖßLING (2001) im Colon ascendens ermittelte aerobe (lg 8,6-11,0/g) und anaerobe (lg 10,0-10,1) Gesamtkeimzahl liegt durchschnittlich geringgradig über dem Wert im caudalen Dünndarmdrittel (lg 8,0-9,7/g; lg 9,1-9,5/g). Die E. coli-Keimzahl (lg 6,3-9,8/g) zeigt Werte in der gleichen Größenordnung, wie von SCHULZE und BATHKE (1977) beobachtet (lg 7,6/g). Clostridium perfringens konnte bei keinem der Tiere im Colon ascendens festgestellt werden.

Tab. 6: Zusammenstellung der im Colon ascendens von 11 Absetzferkeln ermittelten Keimzahlen (lg/g Darminhalt) (KULLA 2001)

Tier- Nr.

Aerobe GKZ

E.coli Sc./Enterokok ken

Laktobazillen Anaerobe GKZ

Gramnegative Anaerobier

Cl.

perfringens

3k 9,0 8,0 7,7 9,1 9,7 9,6 <3

5k 8,7 7,7 8,3 9,0 9,7 9,0 <3

7k 9,2 8,3 7,7 9,6 9,6 8,8 <3

9k 9,1 6,5 8,0 9,0 9,9 9,2 <3

13k 9,1 8,7 7,0 9,1 9,4 8,1 <3

15k 9,1 7,9 7,6 9,5 9,9 9,4 <3

17k 9,1 9,1 8,8 9,2 9,7 8,7 <3

19k 8,8 6,0 8,5 8,9 9,8 9,1 <3

23k 9,5 9,1 8,8 9,9 10,0 8,9 <3

25k 9,1 8,7 7,3 8,6 9,9 9,7 <3

29k 9,9 9,8 8,2 9,8 10,1 8,8 <3

K=Kontrolltier

Schrifttum

GÖßLING (2001) und KULLA (2001) stellten im Colon ascendens von Absetzferkeln aerobe und anaerobe Gesamtkeimzahlen in gleicher Größenordnung fest (aerobe GKZ: lg 8,6-11,0 bzw. lg 8,7-9,9/g; anaerobe GKZ: lg 10,0-10,1 bzw. lg 9,4-10,1). Auch die E. coli-Keimzahl zeigt bei GÖßLING (2001; lg 6,3-9,8/g) und KULLA (2001; lg 6,0-9,8/g) vergleichbar hohe Werte. Ebenso wurde bei der Laktobazillen-Keimzahl zwischen den Werten von KULLA (2001; lg 8,6-9,9/g) und GÖßLING (2001; lg 8,5-11,1/g) kein erheblicher Unterschied beobachtet. Dies gilt auch für die Keimzahlen der anderen Indikatorkeime.

Eine Zusammenfassung der für das Colon ascendens errechneten Mittelwerte von allen 17 untersuchten Tieren zeigt Tabelle 7. Da bei keinem der untersuchten Tiere Clostridium perfringens im Dünndarm nachgewiesen wurde, erfolgte für diese Keime keine Feststellung des Mittelwertes.

Tab. 7: Zusammenfassende Darstellung der Keimzahlen des Dickdarms GÖßLING (2001) und KULLA (2001) ermittelten Werte

Colon ascendens

Indikatorkeime und GKZ n MW s

Aerobe

Gesamtkeimzahl 17 9,3 0,6

E. coli 17 8,2 1,2

Enterokokken/

Streptokokken 17 8,1 0,6

Anaerobe

Gesamtkeimzahl 14 9,9 0,2

Gramnegative

Anaerobier 17 8,9 0,5

Laktobazillen 17 9,4 0,6

n=Anzahl; MW=arithmetischer Mittelwert; s=Standardabweichung

Die durchschnittlich ermittelte aerobe (lg 9,3/g) und anaerobe (lg 9,9/g) Gesamtkeimzahl zeigte bei von GÖßLING (2001) und KULLA (2001) höhere Werte als von SCHULZE und BATHKE (1977) im Colonkegel (lg 9,1/g und lg 9,5/g) festgestellt. Die von SCHULZE und BATHKE (1977) beobachtete E. coli-Keimzahl liegt 0,6 Logarithmusstufen unterhalb des im Mittel bei GÖßLING (2001) und KULLA (2001) festgestellten Wertes von lg 8,2/g. Die Keimzahlen der Laktobazillen (lg 9,4/g) und Streptokokken/Enterokokken (lg 8,1/g) zeigen

Schrifttum

Werte in der gleichen Höhe wie die von SCHULZE und BATHKE (1977) beobachtete Keimzahl für Laktobazillen und Streptokokken (lg 9,0/g).

Die von WINKENWERDER (1999), GÖßLING (2001) und KULLA (2001) ermittelte quantitative Zusammensetzung der Darmflora von Absetzferkeln soll für die Diskussion der im Rahmen der eigenen Untersuchung festgestellten Keimzahlen herangezogen werden.

2 Einfluss verschiedener Futterzusätze auf die Darmflora

2.1 Leistungsförderer

Leistungsförderer (früher als Wachstumsförderer bezeichnet) sind Futterzusatzstoffe, bei denen es sich um antibakteriell wirksame Substanzen (Antibiotika/Chemotherapeutika) handelt. Leistungsförderer werden mit dem Ziel eingesetzt, eine Steigerung der Wachstumsrate und der Futterverwertung zu erreichen. Im Gegensatz zur Verwendung von Antibiotika, die als zugelassene Arzneimittel zu prophylaktischen/ therapeutischen Zwecken angewendet werden, ist für Leistungsförderer eine Verfütterung in subtherapeutischen (nutritiven) Dosierungen vorgesehen (RICHTER et al. 1996). Leistungsförderer sind als Futterzusatzstoffe ausschließlich futtermittelrechtlich geregelt und in Anlage 3 der Futtermittelverordnung näher beschrieben (SÜLFLOHN 1999, 2000), sie können vom Landwirt ohne tierärztliche Verschreibung mit dem Mischfutter bezogen werden (RICHTER et al. 1996). Die Ursache der wachstumsfördernden Wirkung ist vor allem in der Beeinflussung der Mikroorganismen im Verdauungstrakt zu suchen. Eine wesentliche Rolle spielt die verminderte Ausscheidung mikrobiell gebildeter Enzyme und die dadurch reduzierte Ammoniakbildung im Verdauungstrakt. Das führt zu einer erhöhten Absorption der Nährstoffe im Dünndarm und zu einem verminderten Nährstoffbedarf zur Erneuerung von Körperzellen (BICKEL 1983). Die in den letzten Jahren zu beobachtende Ausbreitung multiresistenter human- und tierpathogener Bakterien hat die Diskussion über die Risiken jeglichen Einsatzes antibiotischer Wirkstoffe neu belebt (KAMPHUES 1999). Vorbehalte gegenüber der Anwendung von antibakteriellen Leistungsförderern besteht aus mikrobiologischer und pharmakologischer Sicht vor allem aufgrund einer möglichen resistenzfördernden Wirkung (LEBEK u. GUBELMANN 1979, HELMUTH 1989, HUMMEL et al. 1986). WEGENER et al. (1998) sehen eine Gefahr darin, Präparate der

Schrifttum

gleichen Antibiotikaklasse sowohl als Leistungsförderer bei landwirtschaftlichen Nutztieren, als auch als Therapeutikum in der Humanmedizin einzusetzen, denn sie gehen davon aus, dass über die Nahrungskette Resistenzen auf den Menschen übertragen werden können. Wenn hieraus eine Unwirksamkeit beim therapeutischen Einsatz resultiert, könnte dieses insbesondere beim Einsatz von Reserveantibiotika fatale Folgen haben. Wegen einiger ernstzunehmender Hinweise auf eine Beteiligung an der Resistenzentwicklung (Avoparcin:

Glycopeptid-Resistenz), ihrer parallelen Verwendung als Therapeutika (Spiramycin, Tylosin und Zinkbacitracin) bzw. zur Sicherung einer Wirksamkeit verwandter Produkte, die zukünftig als Therapeutika eingesetzt werden sollen (Avilamycin: evtl. Kreuzresistenz gegenüber Ziracin) erfolgte ein Verbot bzw. ein Widderruf der Zulassung. Die antibakterielle Wirkung der verbliebenen Leistungsförderer ist ausschließlich gegen grampositive Keime gerichtet (KAMPHUES 1998, 1999). Für Schweine sind zur Zeit in der EU folgende Substanzen zugelassen: Salinomycin, Avilamycin und Flavophospholipol. Bei vergleichenden Untersuchungen von Enterococcus-Isolaten in der Schweiz, die aus Kotproben von Schweinen stammten, konnte 5 bis 6 Monate nach dem Verbot von Leistungsförderern ein Rückgang der Resistenz gegenüber Macroliden, Lincosamiden und Tetracyclinen im Vergleich zu Proben, die während des Einsatzes von Tylosin gewonnen wurden, verzeichnet werden (BOERLIN et al. 2001). In Schweden beobachteten ROBERTSSON und LUNDEHEIM (1994) nach dem Verbot von Leistungsförderern signifikant höhere Ferkelverluste nach dem Absetzen und eine höhere Frequenz von Durchfallerkrankungen, deshalb richtet sich an die Tiermedizin die Frage nach einer möglichen Alternative (KAMPHUES 1999).

2.2 Organische Säuren unter besonderer Berücksichtigung von Ameisensäure

Unter der Bezeichnung "organische Säuren" werden im allgemeinen alle Säuren zusammengefasst, deren Struktur auf einem Kohlenstoffgerüst basiert. Organische Säuren, insbesondere Propion- und Ameisensäure, werden dem Futter schon seit Jahrzehnten zugesetzt, um es vor mikrobiellen Verderb zu schützen bzw. um den Konservierungseffekt bei der Gärfutterbereitung zu erhöhen (FREITAG et al. 1998). Mitte der 70er Jahre wurden erste Fütterungsversuche mit Absetzferkeln durchgeführt, die belegten, dass verschiedene organische Säuren bei ausreichender Dosierung in der Lage sind, die tierische Leistung in positiver Weise zu beeinflussen. Dabei wurden in den letzen Jahren die nutritiven

Schrifttum

Eigenschaften von Ameisensäure eingehend erforscht (ECKEL et al. 1992a,b, EIDELSBURGER et al. 1992b,c, GEDEK et al. 1992, KIRCHGEßNER et al. 1991, ROTH et al. 1992a,b). Unter den Monocarboxylsäuren zeigten Ameisensäure, Milchsäure und Sorbinsäure einen eindeutig positiven Effekt auf die täglichen Zunahmen (8-27%) und die Futterverwertung (2-8%), während Essigsäure und Propionsäure eine wesentlich geringere oder überhaupt keine Wirkung zeigten (ECKEL et al. 1992b, EIDELSBURGER et al. 1992b, KIRCHGEßNER u. ROTH 1988a,b,1989 u. 1990). In einem Dosierungsbereich von 1,2% hat die Ameisensäure das Maximum der leistungsfördernden Wirksamkeit und kann darüber hinaus die Durchfallhäufigkeit reduzieren (ROTH et al. 1998, ROTH u. WINDISCH 2000).

Neben den Monocarboxylsäuren zeigten auch einige Di- und Tricarbonsäuren, wie die Zitronensäure, die als natürliche Verbindung im zellulären Zitratzyklus vorkommt, leistungssteigernde Effekte beim Einsatz in der Ferkelfütterung. Die optimale Dosierung beträgt 4,5% Zitronensäure (KIRCHGEßNER u. ROTH-MAIER 1975, ROTH u. WINDISCH 2000).

Wirkungsmechanismen

Aufgrund des eindeutig positiven Effektes, speziell der organischen Säuren auf die tierische Leistung, stellt sich die Frage nach dem physiologischen Wirkungsmechanismus. Hierbei sind im wesentlichen drei Aspekte zu betrachten, nämlich das Futter, der Verdauungstrakt und der intermediäre Stoffwechsel ( ROTH u. WINDISCH 2000). Jedes Mischfutter weist selbst unter günstigen Bedingungen eine gewisse Kontamination mit Schimmelpilzen, Bakterien und Hefen auf. Der Zusatz organischer Säuren hemmt die gegen sie empfindlichen Mikroorganismen und/oder vermindert ihre Stoffwechselaktivität (SINGH-VERMA 1973, ROTH u. WINDISCH 2000). Der Säurezusatz erniedrigt sowohl den pH-Wert, als auch die Säurebindungskapazität des Futters, was einen positiven Einfluss auf die Verdauungsabläufe hat (EIDELSBURGER 1997). Bei Ferkeln bis zum Alter von acht Wochen ist häufig die HCl- Produktion im Magen nicht ausreichend. Daraus folgt nicht nur eine unzureichende Aktivierung von Pepsinogen, sondern auch eine starke Bakterienvermehrung (u. a. von E.

coli) bis in den Dünndarmbereich, da ein hoher Magen-pH die Barrierefunktion gegenüber oral aufgenommenen Bakterien nicht mehr ausüben kann (KIRCHGEßNER u. ROTH 1988a, EASTER 1988, BOLDUAN et al. 1987, JOST u. BRACHER-JAKOB 1991). Der Einfluss des Säureanions organischer Säuren ist vor allem im Dünndarm nachweisbar. Einerseits fungieren die Säureanionen als Komplexbildner für kationische Mengen- und Spurenelemente, andererseits wurden vor allem im Duodenum von Ferkeln signifikant

Schrifttum

niedrigere Keimzahlen insbesondere in der Begleitflora nachgewiesen (KIRCHGEßNER u.

ROTH 1988a, 1991). Nach Untersuchungen von ECKEL et al. (1992b) wurden durch Zusatz von Ameisensäure signifikant verminderte Ammoniak- und Milchsäuregehalte im Verdauungsbrei von Magen und Dünndarm erzielt, welches auf einen verminderten bakteriellen Abbau von Nährstoffen hindeutet. Auch KIRCHGEßNER et al. (1992) und GEDEK et al. (1992a) beobachteten besonders im Duodenum und Jejunum beträchtlich verminderte Keimzahlen von E. coli, Bacteroidaceae und Enterokokken beim Zusatz von Ameisensäure zum Ferkelfutter. Der antimikrobielle Effekt beruht hauptsächlich auf der Diffusion der undissozierten Säuremoleküle in die Bakterienzelle und dem anschließenden Zerfall in Protonen und Formiat-Anionen. Dies stört speziell den Proteinstoffwechsel des Bakteriums, setzt es unter Stress und hemmt dadurch seine Vermehrung (LÜCK u. JAGER 1986). Die Effekte organischer Säuren auf den Intermediärstoffwechsel liegen vor allem in einer positiven Beeinflussung des Proteinstoffwechsels und der energetischen Nutzung über den Citratzyklus (KIRCHGESSNER u. ROTH 1988). Von ROTH et al. (1998) ist der Einfluss von Kalium-Diformiat (Formi™ LHS) auf den N-Stoffwechsel und die Nährstoffverdaulichkeit von Ferkeln bei abgestufter Lysinversorgung. Formi™ LHS verminderte die mittlere N-Ausscheidung über Kot und Harn um jeweils 10%. Dieser Effekt scheint hauptsächlich auf einer verbesserten intestinalen Absorbtion von Nährstoffen, insbesondere von Aminosäuren, zu beruhen. Weiterhin waren in Untersuchungen von KULLA (2001) unter Zulage von Formi™ LHS die Keimzahlen aller untersuchten Arten/Gruppen (aerobe und anaerobe Gesamtkeimzahl, E. coli, Streptokokken/Enterokokken, Laktobazillen) im letzten Drittel des Dünndarms deutlich verringert.

Probleme im Umgang

Für die Handhabung ist vor allem der Aggregatzustand organischer Säuren von Bedeutung.

Bei der Ameisensäure handelt es sich um eine ätzende Flüssigkeit, die eine stark korrosive Wirkung hat und auf alle Gewebe, insbesondere auf die Schleimhäute, einen starken Reiz ausübt (FREITAG et al. 1998). Durch die Verpackung der Ameisensäure mit einer Kapsel, die sich erst im Verdauungstrakt auflöst, wurde versucht diese negativen Eigenschaften der Ameisensäure zu kompensieren (FONTAINE 1994, HEBELER et al. 2000a,b).

Wirkung von gekapselter Säure auf die Inzidenz der Ödemkrankheit bei Absetzferkeln

Feldversuche von Kercher (2001) an 5391 Ferkeln zeigten in der Versuchsgruppe 0,3%

Formyl® (gekapselte Säuremischung, bestehend aus Ameisensäure und Citronensäure) eine

Schrifttum

um 35,5% verringerte Gesamtmortalität und eine um 84,3% verringerte Mortalität infolge der Ödemkrankheit gegenüber der Kontrollgruppe (Einstallprophylaxe mit Colistin/Tiamutin).

2.3 Probiotika

Probiotika sind Mikroorganismen, die als lebensfähige Kulturen im Tierfutter, in Lebensmitteln und in pharmazeutischen Präparaten eingesetzt werden.(REUTER 2001) Der Begriff „Probiotikum“ wurde zuerst von LILLY und STILLWELL (1965) gebraucht, um eine Substanz zu beschreiben, die von einem Protozoon produziert wird und einen anderen stimuliert. Später wurde der Begriff für Tierfutterzusätze benutzt, die durch Beeinflussung der Darmflora einen positiven Effekt für das Wirtstier haben (PARKER 1974, FULLER 1989).

Bereits Anfang des zwanzigsten Jahrhundert hatte MESCHNIKOFF (1907) die These vertreten, dass die im Joghurt enthaltenen Bakterien einen positiven Einfluss auf die menschliche Gesundheit haben. FULLER (1989) definierte, ein Probiotikum sei ein Futterzusatzstoff mit lebenden Mikroorganismen, die sich günstig auf das Gedeihen eines Wirtes auswirken. Diese Formulierung lässt erkennen, dass über die Mechanismen der Probiotikawirkung wenig bekannt war (SIMON u. BREVES 2000, REUTER 2001). Die Definition wurde noch weiter gefasst, um auch Präparate zu erfassen, die auf abgestorbenen Kulturen und deren Stoffwechselprodukten basierten. Dazu gehören alle Präparate, die sich auf die mikrobiell besiedelten Schleimhaut- und Hautbereiche des Makroorganismus auswirken und dabei das mikrobiologische und enzymatische Gleichgewicht verbessern oder Immunmechanismen stimulieren (JANSEN u. VAN DER WAAIJ 1995, REUTER 2001). Im Gegensatz zu Antibiotika sind Probiotika keine mikrobiellen Stoffwechselprodukte mit selektiver Wirkung, sondern Mikroorganismen, die aufgrund antagonistischer Eigenschaften in der Lage sind bioregulativ in die Besiedlung des Verdauungstraktes einzugreifen (GEDEK 1993,1994). Im Bereich der Tierernährung unterliegt die Zulassung von Futtermittelzusatzstoffen der EU-Richtlinie über Zusatzstoffe in der Tierernährung 70/524/EEC. Die als Futterzusatzstoffe zugelassenen Mikroorganismen wurden im Amtsblatt der Europäischen Gemeinschaft: DE-L317/47-57 veröffentlicht. Danach sind 18 mikrobiologische Produkte vorläufig zugelassen (Stand 16.12.2000): für Schweine Bacillus cereus (Zucht- u. Mastschweine), Saccharomyces cerevisiae (Ferkel, Zucht- u.

Mastschweine), Pediococcus acidilactici (Ferkel, Zucht- u. Mastschweine), Lactobacillus farciminis (Ferkel), Enterococcus faecium (Ferkel, Zucht- u. Mastschweine) in Monokultur und Enterococcus faecium mit Lactobacillus rhamnosus in Mischkultur (REUTER 2001).

Schrifttum

Generell ist bei der oralen Anwendung mikrobiologischer Präparationen zu berücksichtigen, dass eine Mindestmenge von Mikroorganismen verabreicht wird, die bei 10⁷-10⁹ KBE liegt.

Bei in hoher Menge oral applizierten, vermehrungsfähigen Mikroorganismen kann davon ausgegangen werden, dass diese im Darmkanal einige Vermehrungszyklen durchlaufen und sich sogar zeitweise, jedoch nicht dauerhaft, an der Darmschleimhaut ansiedeln können. Im Rahmen ihrer Stoffwechsel- und Vermehrungstätigkeit entstehen Metaboliten, die das Mikromilieu beeinflussen. Nur bei nicht kolonisierten Neugeborenen, vollständig Darm- dekontaminierten und bei Gnotobioten kann eine dauerhafte Besiedlung gelingen (BECKMANN u. RÜFFER, 1999).

Grundsätzlich muss davon ausgegangen werden, dass Keime, deren Habitat der Darm ist und die in diesem Habitat ihre volle Stoffwechselaktivität entfalten können (z.B. Enterococcus faecium), in ganz anderer Weise wirken, als Sporen von Bodenbakterien (Bacillus spp.), die zunächst durch Keimung in stoffwechselaktive, vegetative Zellen überführt werden und sich zudem in einem Habitat befinden, dass sie natürlicher Weise nicht besiedeln (z.B.

Saccharomyces cerevisiae). Die nachfolgend genannten Mechanismen werden daher nicht für alle Probiotikakeime im gleichen Maße Gültigkeit haben (SIMON u. BREVES 2000).

Aggregation von Probiotika und pathogenen Keimen

Die Probiotika vereinigen sich mit den Erregern, was zur Entfernung aus dem Darm führt (STEWART et al. 1995).

Direkter Antagonismus

Sowohl durch die Abgabe antibakterieller Stoffe von probiotischen Organismen als auch durch die Bildung von Bacteriocinen und Säuren kann ein antagonistischer Effekt auf andere Mikroorganismen im Darm ausgeübt werden (FULLER u. GIBSON 1997). Die Milchsäurebakterien sind fähig ein breites Band von Bakteriozinen oder bakteriozinähnlichen Verbindungen zu erzeugen, z.B. antimikrobiell wirksame Stoffe wie Acidophilin, Acidolin, Lactobacillin bzw. Lactocidin (SANDINE 1979, STEWART et al. 1995). Bei diesen Substanzen handelt es sich jedoch meist um Peptide, deren Aktivität im Darm unklar ist, da in diesem Milieu Proteasen aktiv sind, die sowohl vom Wirt als auch mikrobiell gebildet werden (FULLER u. GIBSON 1997).

Schrifttum

Kompetitive Exklusion

Ein Mechanismus die Kolonisation von pathogenen Keimen zu verhindern ist die Besetzung der Adhäsionstelle an der Darmepitheloberfläche (FULLER 1989, 1996). Viele Organismen werden durch den Ingestafluss und die Darmperistaltik weggespült, wenn sie nicht am Darmepithel haften können. Laktobazillen und Bifidobakterien können die Nischen besetzen, die in der Regel auch von pathogenen Mikroorganismen zur Kolonisation benötigt werden (GEDEK 1993, FULLER u. GIBSON 1997).

Nährstoffkonkurrenz

Bakterien benötigen für ihr Wachstum Energiequellen und Nährstoffe, die entweder exogen aus der Wirtsnahrung oder endogen aus abgelösten Epithelzellen, Zellabsonderungen oder aus der Schleimschicht, die große Teile der inneren Darmoberfläche bedeckt, stammen. Die entsprechende Mitwirkung der endogenen und exogenen Nährstoffe konnte noch nicht geklärt werden, obwohl die Ansicht, dass der Wettstreit um die Substrate größtenteils die Zusammensetzung der Darmbesiedlung bestimmt, weitgehend akzeptiert wird (OZAWA u.

FRETER 1964, STEWART et al. 1995). FULLER und GIBSON (1997) bezweifeln jedoch, dass im Darm, der reich an Nährstoffen ist, ein Substratmangel für die residente Flora herrschen könne. Sie gehen allerdings davon aus, dass die Limitierung eines essentiellen Nährstoffes zur Wachstumshemmung führen könne, wie es z.B. für Clostridium difficile demonstriert wurde (WILSON u. PERINI 1988).

pH- Wert- Senkung durch Säurebildung

Die Verabreichung von Probiotika führt in den meisten Fällen fäkal zu einer quantitativen Zunahme von Laktobazillen und Bifidobakterien und zu einem Abfall des pH-Wertes, dies zeigten verschiedene Studien an Erwachsenen und Säuglingen (BEZKOROVAINY 2001).

Die als Probiotika eingesetzten Keime bilden Milchsäure und andere zumeist niedere flüchtige Fettsäuren. Weiterhin wird bei der Auskeimung von Bacillus-Arten die sporenspezifische Dipicolinsäure ausgeschieden, der ebenfalls ein stabilisierender Effekt auf den pH-Wert des Intestinaltraktes zugesprochen wird (GEDEK 1992).

Immunantwort und Inhibition

Antigene von Probiotika potenzieren eine Immunantwort auf bakterielle Infektionserreger.

Von Probiotika gebildete Hemmstoffe steigern die Wirksamkeit von Wirtsantikörpern (STEWART et al. 1995). Die Möglichkeit von Bifidobakterien und Laktobazillen

Schrifttum

phagozytische Aktivität von Leukozyten und Makrophagen im peripheren Blut zu erhöhen wurde in verschiedenen Studien gezeigt (SHU u. GILL 2001).

Weitere mögliche Wirkungsmechanismen sind die Beeinflussung des Gallensäureabbaus bzw.

der Dekonjugierung von Gallensäuren und die Förderung der für den Wirt „positiven“ Keime (SIMON u. BREVES 2000).

Wirkung von Probiotika auf den Makroorganismus

Bei einer Literaturauswertung (FREITAG et al. 1998) von 23 an Aufzuchtferkeln durchgeführten Versuchen konnte durch Zusatz von Probiotika (Bacillus-Arten, Milchsäurebakterien, Hefen) nur in 5 Versuchen ein negativer Einfluss auf die Lebendmassezunahme beobachtet werden, während es in 14 Versuchen zu einer Verbesserung um >1% kam. Dabei lagen die Veränderungen gegenüber den Kontrolltieren im Bereich von –8,1 bis +23%. Dennoch waren die Unterschiede nur in zwei Versuchen signifikant, ähnliches galt für die Senkung des Futteraufwandes (FREITAG et al. 1998). Die Substitution von probiotischen Substanzen, wie Saccharomyces cerevisiae zeigte im Vergleich zu antibiotischen Wachstumsförderern, wie Avilamycin und Tylosin ähnliche Effekte auf die Lebendgewichtzunahme und den Futteraufwand (JOUGLAR et al. 2000, COLLINDER et al. 2000, MARTINEZ et al.2000). Neben der Verbesserung der zootechnischen Leistungen sind für den Praktiker Maßnahmen zur Senkung der Durchfallinzidenz von größter Bedeutung. Die Ergebnisse verschiedener Studien zur Wirksamkeit von Probiotika zur Durchfallprophylaxe bei Ferkeln ergaben kein einheitliches Bild, tendenziell zeigte sich jedoch eine Reduzierung der Durchfallhäufigkeit (SIMON u.

BREVES 2001). Nach REUTER (2001) wirken die Enterokokkenkulturen, die hierfür zugelassen sind , nachhaltig protektiv.

Studien zum Einsatz von Probiotika gegen E. coli und Salmonellen

In einer Studie wurde Bifidobacterium lactis HN019- dem Futter von Mäusen zugesetzt, die mit E.coli O157:H7 infiziert wurden. Diese zeigten einen weniger schweren Krankheitsverlauf, insbesondere eine höhere immunologische Antwort (phagozytisch aktive Zellen in Blut und Peritoneum und Ig A anti-E.coli AK) und geringere Pathogentranslokation, sowie eine geringere bakterielle Bürde. Die Autoren führten dies auf einen gesteigerten immunologischen Schutz durch HN019 zurück (SHU u. GILL 2001). Weiterhin wurde die protektive Wirkung gegenüber Salmonellen evaluiert. Es erfolgte eine orale Infektion mit Salmonella Typhimurium. Die Mäuse, die Bifidobacterium lactis HN019- erhielten, zeigten

Schrifttum

eine zehnfach höhere Überlebensrate und eine geringere Translokationsrate der Keime in viscerale Gewebe ( Milz und Leber). Auch in dieser Studie wurde eine Korrelation zwischen dem Infektionsverlauf und gesteigerten immunologischen Parametern festgestellt (SHU et al.

2000)

DE CUPERE et al. (1992) überprüften die Wirkung von 3 verschiedenen Probiotika (Bacillus cereus toyoi, Lactobacillus spp. und Streptococcus faecium) bei Absetzferkeln, die oral mit enterotoxämieauslösender E. coli O141:K85ab infiziert wurden. Sie beoachteten keine Verringerung der Mortalität, der klinischen Symptome oder fäkalen Ausscheidung der Infektionskeime im Vergleich zu einer Kontrollgruppe. NEMCOVÁ et al. (1999) konnten durch die Inokulation von Lactobacillus paracasei erniedrigte Zahlen an Clostridium spp. und Enterobactericeae im Kot von Absetzferkeln feststellen. Bei der Auswertung verschiedener Studien zur competitiven Exclusion von Salmonellen durch die Applikation von Bakterienkulturen (Streptokokken, Laktobazillen, Clostridien, Bacteroides und Bifidobakterien) bei Geflügel kam SPRING (1995) zu dem Ergebnis, dass erst die Kombination mit Oligoosacchariden (Lactose) zu einer befriedigenden Schutzwirkung führt.

2.4 Prebiotika

Ein Prebiotikum ist ein unverdaulicher Nahrungsbestandteil, der durch selektive Stimulation des Wachstums bzw. der Aktivität einer eingeschränkten Zahl von Bakterien im Colon einen positiven Einfluss auf die Wirtsgesundheit ausübt ( GIBSON u. ROBERFROID 1994).Wie die Probiotika sind auch diese Präparate hauptsächlich auf die Milchsäurebakterienflora gerichtet (FULLER 1996). Als Prebiotika werden heute verschiedene Poly- bzw.

Oligosaccharide mit spezifischer Wirkung im Verdauungstrakt bezeichnet. Aufgrund ihrer spezifischen Bindungsform können diese wasserlöslichen Kohlenhydrate nicht durch körpereigene Enzyme gespalten werden. Abhängig von der Kettenlänge und der Mikrobenzusammensetzung werden Prebiotika erst im hinteren Dünndarm oder nachgelagerten Verdauungsabschnitten durch die bakterielle Flora energetisch verwertet. Nur bestimmte Mikroorganismen bilden die dafür notwendigen Enzyme. Geeignete Poly- oder Oligosaccharide können deshalb erwünschte Keime (z.B. Laktobazillen, Bifidobakterien und Streptokokkus-Arten) fördern, weil sie selektiv eine Nahrungsgrundlage für diese darstellen (KÜHN et al. 2000). Um als Prebiotikum klassifiziert zu werden muss ein

Schrifttum

Nahrungsbestandteil folgende Kriterien erfüllen: 1) er darf in den oberen Teilen des Intestinaltraktes weder hydrolisiert noch absorbiert werden 2) es muss sich um ein selektives Substrat für ein oder für eine limitierte Zahl von nützlichen Kommensalen des Colons handeln, deren Wachstum oder metabolische Aktivität gesteigert wird; 3) mit der Konsequenz, die Colonflora zu Gunsten einer „gesünderen“ Zusammensetzung zu verändern und muss 4) im Darm oder systemisch Effekte induzieren, die sich vorteilhaft auf die Wirtsgesundheit auswirken (GIBSON u. ROBERFROID 1994). Unter den Nahrungsbestandteilen können die unverdaulichen Kohlenhydrate diese Anforderungen am ehesten erfüllen. Als kritisches Kriterium hat sich die Forderung herausgestellt, es solle sich um ein selektives Substrat für „günstige“ Bakterien, wie Laktobazillen und Bifidobakterien handeln, als am besten geeignet gelten daher für GIBSON u. ROBERFROID (1994) Fructooligosaccharide.

Definition Oligosaccharide (OS)

Oligosaccharide bestehen aus 2 bis etwa 10 Hexoseeinheiten, die α- oder ß-glykosidisch verbunden sind. Einzelne Glucose-Moleküle bilden mit mehreren Fructose- oder Galactoseeinheiten usw. Ketten, wobei die Bezeichnung der Oligosacchride nach letzteren erfolgt. (BOLDUAN et al. 1993).

Chemisch handelt es sich bei Fructooligosacchariden um kurze oder mittellange Ketten von ß- D Fructose, an die Fructosyleinheiten durch ß-l-glykosidischer Bindung gebunden sind. Je nach Kettenlänge unterscheidet man Oligofructose (Grad der Polymerisation <9) und Inulin (Grad der Polymerisation bis zu 60, im Schnitt 12; GIBSON u. ROBERFROID 1994).

Fermentation von OS

Fructooligosaccharide (FOS) und andere unverdauliche Oligosaccharide wurden häufig als selektives Substrat für Bifidobakterien dargestellt, aber auch anderen Bakterien ist es möglich diese zu fermentieren (BUDDINGTON 2001, HARTEMINK et al. 1997). Es wurde viel über die Fermentation von FOS durch Bifidobakterien und Laktobazillen geforscht (KAPLAN u.

HUTKINS 2000). Bifidobakterien produzieren zumeist Laktat und Acetat, jedoch aufgrund ihres spezifischen Metabolismus kein Hydrogen oder andere Gase. Bei der Fermentation von FOS konnte sowohl in vitro, als auch in vivo Hydrogen gemessen werden, deshalb ist davon auszugehen, dass auch andere Spezies an der Fermentation beteiligt sind. Ob es sich dabei um direkte Fermentation von FOS, oder indirekte Fermentation der Produkte der Bifidobakterien handelt blieb unklar (HARTEMINK et al. 1997).

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Oligosaccharide können von Bifidobakterien, Peptostreptokokken spp. und Klebsiella pneumoniae verwertet werden, nicht aber von E. coli, Clostridium perfringens, Streptococcus faecalis, verschiedenen Salmonella-Serotypen und Lactobacillus acidophilus (BOLDUAN et al. 1993). HARTEMINK et al (1997) hingegen konnten bei in vitro Wachstumsexperimenten feststellen, dass die meisten Enterobakterien-Spezies (Enterobacter sp., E.coli, Klebsiella pneumoniae, Proteus vulgaris, Salmonella sp., Serratia sp.,Shigella sp, Yersinia sp.) FOS in bestimmtem Umfang fermentieren können. Denn durch Zugabe von FOS zum Medium erhöhten sich die Wachstumsraten. Der Anteil der Enterobakterien an der Fermentation in vivo ist schwer abzuschätzen, da FOS schnell von Bifidobakterien, Bacteroides und verschiedenen anderen Bakteriengruppen umgesetzt werden (HARTEMINK et al 1997).

RYCROFT et al. (2001) haben die Fermentation von verschiedenen prebiotischen Oligosacchariden (Fructooligosaccharide (FOS), Xylo-Oligosaccharide (XOS), Lactulose, Isomalto-Oligosaccharide (IMO), Galactooligosaccharide (GOS) und Sojabohnen- Oligosaccharide (SOS) verglichen. Anhand ihrer Daten lässt sich das beste Prebiotikum für den erwünschten Effekt auf die Mikroflora identifizieren. Für einen möglichst hohen Anstieg der Bifidobakterien schlagen sie XOS oder Lactulose vor, während sie für die Förderung der Laktobazillenzahlen FOS empfehlen können. Die stärkste Reduzierung der Clostridien- Keimzahl wurde beim Einsatz von GOS festgestellt, die Veränderung war jedoch nicht signifikant. Generell waren die Oligosaccharide, die Galactose enthielten, wie Lactulose, GOS und SOS scheinbar auch effektiver bei der Produktion von Laktat als die Fructose- enthaltenden Oligosaccharide. Ebenso war eine niedrigere Gasproduktion zu verzeichnen, was angestrebt wird, da Gasproduktion als Indikator für eine Fermentation durch gasproduzierende Organismen wie Clostridien gilt (GIBSON u. ROBERFROID 1994).

Die Effekte von nichtabsorbierbaren Kohlenhydraten sind lokal neben der selektiven Förderung von Bakterienspezies eine erhöhte Produktion kurzkettiger Fettsäuren, die bei Fermentation durch diese Bakterienspezies anfallen (JENKINS et al.1999). Die Produktion kurzkettiger Fettsäuren senkt den pH-Wert und ändert so das chemische Milieu, wodurch das Wachstum anderer Bakterien gehemmt wird (BUDDINGTON 2001). Es kommt weiterhin zu einem selektiven Anstieg bestimmter kurzkettiger Fettsäuren, zu einer erhöhten Mineralabsorbtion und einer gesteigerten Synthese von Vitamin B. Systemisch sinken die Konzentrationen von Triglyceriden (Insulin-Abfall, Glucose-Abfall), sowie der Gehalt an Ammoniak und Harnstoff. Eine Steigerung ist systemisch bei der Immunfunktion und der Konzentration von B-Vitaminen zu erreichen (JENKINS et al. 1999). Neben der

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beschriebenen Wirkung gibt es Hinweise für ein zweites Wirkungsprinzip. Es ist bekannt, dass für einige Bakterien die Anheftung an Kohlenhydratstrukturen des Darmepithels eine Vorraussetzung für die krankmachende Wirkung ist (enterotoxische E. coli beim Ferkel). Mit geeigneten Oligosacchariden scheint es möglich zu sein, diese Anheftung zu verhindern. Man geht davon aus, dass einige dieser Kohlenhydrate in der Lage sind, die entsprechenden Bindungsstellen der Darmschleimhaut zu besetzen, andere vermögen direkt die Keime zu blockieren. Hierdurch können Schädigungen der Darmwand durch pathogene Keime und damit verbundene Durchfallerscheinungen bei Jungtieren entgegengewirkt werden (KÜHN et al. 2000).

Die Aktivierung des Metabolismus der Bakterien ist von besonderer Bedeutung, da die gesundheitsfördernde Wirkung von metabolisch aktiven Bakterien ausgeht (TANAKA et al.

1983, GIBSON u. ROBERFROID 1994). Viele Darminfektionen sind mit bakterieller Tanslokation verbunden, die Folge einer geschädigten intestinalen Barriere ist (GIBSON u.

ROBERFROID 1994).

In Untersuchungen über die Wirkung von Oligosacchariden beim Ferkel von BOLDUAN et al. (1993) wurde festgestellt, dass diese zu erhöhten Tageszunahmen bei geringerem Futteraufwand führen. Im Colon ergaben sich durch die Zusätze erhöhte Volumina und Inhalte bei höheren Laktatanteilen, besonders im vorderen Teil. Bei der Berechnung der in den Colonabschnitten insgesamt vorgefundenen Gärprodukte (flüchtige Fettsäuren, Laktat) zeigt sich daher deutlich, dass in den Versuchsgruppen die mikrobiellen Aktivitäten erhöht waren (BOLDUAN et al. 1993). Die Supplementierung eines Milchaustauschers mit FOS führt zu einem erhöhten Besatz des GIT mit Bifidobakterien und die mucosale Atrophie, die durch das ursprüngliche Futter verursacht wurde, konnte verhindert werden. Bei Absetzferkeln wurde durch Zusatz von FOS ein geringerer lumenaler pH-Wert und eine höhere Futteraufnahme, sowie gesteigertes Wachstum erreicht ( BUDDINGTON 2001).

2.4.1 Therapeutischer Einsatz des Prebiotikums Lactulose

Lactulose ist ein synthetisches Disaccharid, zusammengesetzt aus den Monosacchariden Galactose und Fructose (4-O-ß-D-Galactopyranosyl-D-Fructose). Sie erfüllt die für Prebiotika definierten Anforderungen, da sie weder im Magen noch im Dünndarm durch körpereigene Enzyme metabolisiert werden kann, folglich also der säurebildenden Flora, vor allem des

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Dickdarmes, als Nährsubstrat zur Verfügung steht (SALMINEN u. SALMINEN 1996, BECKMANN u. RÜFFER 1999, CLAUSEN u. MORTENSEN 1997). Lactulose wird im Colon durch bakterielle Disaccharidase verdaut und zu organischen Säuren, vor allem Acetat und Laktat, H2 und CO2 metabolisiert. Studien über die Veränderung des pH-Wertes im Dickdarm bei Lactulose-Gabe ergaben eine Erniedrigung im Colon ascendens von 6,0 auf 4,85. Im weiteren Verlauf des Colons und des Rektums stieg der pH-Wert wieder an, was die Autoren auf die Absorption der kurzkettigen Fettsäuren und Bicarbonatsekretion zurückführten. Der pH-Wert in den Faeces unterlag dosisabhängigen Veränderungen und war bei sehr großen Mengen Lactulose in der Nahrung erniedrigt (BALLONGUE et al. 1997, CLAUSEN u. MORTENSEN 1997).

In der Humanmedizin wird Lactulose üblicherweise mit folgenden Indikationen eingesetzt:

• Vorbeugung und Behandlung der portokavalen Enzephalopathie

• Sanierungsversuch bei Dauerausscheidern von Salmonellen

• Behandlung von Obstipationen

Der laxative Effekt von Lactulose beim Menschen resultiert aus der Wasserretention im Dünndarm durch die osmotische Aktivität von nichtabsorbierten Disacchariden, in Kombination mit osmotischen Effekten im Colon durch Malabsorption und intakte Zucker, wenn die bakterielle Fermentationskapazität erreicht ist. Beim Menschen kann Lactulose Diarrhoe auslösen, ab welcher Dosis dies geschieht unterliegt individuellen Schwankungen.

Versuche an Schweinen ergaben, dass sich durch die Infektion mit Corona-Virus eine Kohlenhydrat-Malabsorption bei drei Tage alten Ferkeln induzieren ließ, nicht jedoch bei drei Wochen alten Schweinen (ARGENZIO et al. 1984, CLAUSEN u. MORTENSEN 1997).

Die möglichen Mechanismen der Lactulosewirkung bei der Behandlung hepatischer Enzephalopathie sind: (a) eine gesteigerte faekale Stickstoff Exkretion, (b) eine Ansäuerung des Colons, (c) eine geringere Transitzeit im Colon und (d) eine geringere Produktion von potentiell toxischen kurzkettigen Fettsäuren C4-6, durch eine Erhöhung der Produktion von Acetat (CLAUSEN u. MORTENSEN 1997). Im Colon kommt es zu einer gesteigerten Produktion von Biomasse und damit zur Fixation von Stickstoff durch die Bakterien des Colons. Weiterhin wird durch die Ansäuerung leicht diffundierendes NH3 in weniger leicht diffundierende NH4-Ionen umgebildet (JENKINS et al. 1999).

Da Lactulose die bakterielle Translokation reduzieren soll, könnte sie die unerwünschte

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Lactulose- Fütterung bei abgesetzten Ratten erniedrigt den luminalen pH-Wert und erhöht den Gehalt an laktatbildenden Bakterien (BUDDINGTON 2001, NAGENDRA u. RAO 1992).

KLEIN GEBBINK et al. (2001) konnten durch Zusatz von FOS bei Absetzferkeln reduzierte E. coli-Keimzahlen und erhöhte Bifidobakterien- Konzentrationen im distalen Colon gegenüber einer Kontrollgruppe feststellen.

SUTTON und PATTERSON (1996) evaluierten die Wirkung verschiedener Kohlenhydrate auf die Darmflora von Absetzferkeln, die mit E. coli K88+ infiziert wurden und denen über eine Fistel im terminalen Ileum Darminhalt entnommen werden konnte. Die Gabe von 1%

Lactulose im Futter senkte die Konzentration von E. coli K88+ und erhöhte die Laktobazillen- Population im terminalen Ileum. Ebenso wurde berichtet, dass Lactulose- Konzentrationen von 0,5-1% bei Schweinen die Durchfallsymptome reduzierte. Weiterhin konnten sie einen signifikanten Rückgang der Konzentration an flüchtigen Fettsäuren nach dem Absetzen der Ferkel von der Sau feststellen, welches wahrscheinlich mit der geringeren Resistenz des Gastrointestinaltraktes gegenüber der Kolonisation mit E. coli in Verbindung zu bringen ist.

Sie nehmen an, dass der Rückgang der Konzentration an flüchtigen Fettsäuren zu einem Rückgang von Bakterienspezies führt, die mit E. coli konkurrieren, wie z B. Laktobazillen.

Des weiteren könnte die fehlende Ansäuerung des Darminhaltes durch flüchtige Fettsäuren zu der im Ileum verzeichneten pH-Wert- Erhöhung geführt haben, was wiederum die Kolonisation durch E. coli begünstigt.

BOVEE-OUDENHOUVEN et al. (1997) stellten bei der experimentellen Infektion von Ratten mit S. Enteritidis anhand der reduzierten Salmonellenausscheidung fest, dass Lactulose die Überlebensfähigkeit von Salmonellen im Dickdarm verringert. Durch Calciumphosphat- Zusatz (180 mmol/kg) zur Lactulose konnte weiterhin die Translokation von Salmonellen in den systemischen Blutkreislauf gehemmt werden. Diesen Effekt führten die Autoren auf die gesteigerte Lactulosefermentation durch Calciumphosphat- Zusatz zurück.

OZASLAN et al. (1997) konnten durch Lactulosesubstitution eine verringerte bakterielle Translokation von Escherichia coli in mesenteriale Lymphknoten bei Ratten mit Gallengangsligation feststellen.

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2.5 Enzyme

Das Ziel des Enzymeinsatzes in der Tierernährung kann eine Verbesserung der Verdaulichkeit bisher genutzter Futtermittel (antinutritive Faktoren wie Glucane und Xylane) oder eine neue Nutzung von Futtermitteln in der Tierernährung sein (z.B. durch Zellulaseeinsatz bei Monogastriern).

Die ökonomische Nutzung der Futtermittel schont Ressourcen und vermindert die Umweltbelastung.

Der Enzymeinsatz in der Tierernährung kann einen absoluten (z.B. Pankreasinsuffizienz des Hundes) oder einen relativen Enzymmangel beheben und damit einen Beitrag zur Gesunderhaltung der Tiere leisten (TABELING 1998).

Patienten mit exokriner Pankreasinsuffizienz haben ein erhöhtes Risiko für bakterielle Imbalancen im Dünndarm, dieses kann durch Substitution der entsprechenden Enzyme kompensiert werden.

CHESSON und STEWART (2001) zeigten zusammenfassend, dass durch Enzymgaben die Diarrhoe-Inzidens bei Schweinen abnahm. Auch die Glykosidase soll eine gesundheitsfördernde Wirkung zeigen. Aus der Humanmedizin ist bekannt, dass eine exokrine Pankreasinsuffizienz zu starken Befindlichkeitsstörungen und massiven Veränderungen der Mikroflora führt. Proteolytische Keime nehmen zu, biogene Amine mit unerwünschter Wirkung entstehen und die saccharolytische Flora wird zurückgedrängt (BECKMANN u. RÜFFER 1999). GREGORY et al. (1999) zeigten, dass bei Schweinen, die durch Ligation des Pankreasganges eine exokrine Pankreasinsuffizienz aufweisen, eine erhöhte bakterielle Besiedlung des Dünndarmes entsteht. Dies ist das Resultat eines massiv erhöhten Levels von nicht absorbierten Nährstoffen im Darm. Es kommt zu einer 45fachen Erhöhung von E. coli (8,8*10⁷ auf 9,8*10⁸), einer 15fachen Erhöhung der gramnegativen Anaerobier (9,0*10⁷ auf 3,5*10⁸) und einer 40fachen Erhöhung der LPS- Konzentration gegenüber einer Kontrollgruppe. Durch die Substitution von Pankreasenzymen (Creon®) konnte dieser Entwicklung entgegengewirkt werden. Ein weiterer Versuch mit pankreasgangligierten Göttinger Minipigs mit iliocaecaler Fistel diente zur Messung der Darmflora in Ileum und Rektum 4,5h nach der Fütterung. Bei fettreicher Fütterung wurden die Keimzahlen von E. coli (Kontrollgruppe: lg 7,95/g; Pankreasgangligierte: lg 8,33/g;

Pankreasgangligierte mit Creon®: lg 8,18/g), gramnegativen Anaerobier (Kontrollgruppe: lg 7,91/g; Pankreasgangligierte: lg 9,16/g; Pankreasgangligierte mit Creon®: lg 8,54/g),

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Clostridium perfringens gemessen, während bei proteinreicher Fütterung Konzentrationen von E. coli (Kontrollgruppe: lg 7,53/g; Pankreasgangligierte: lg 8,15/g; Pankreasgangligierte mit Creon®: lg 7,96/g), gramnegative Anaerobier (Kontrollgruppe: lg 8,39/g;

Pankreasgangligierte: lg 8,59/g; Pankreasgangligierte mit Creon®: lg 7,73/g), Clostridium perfringens, Laktobazillen und Streptokokken/Enterokokken bestimmt wurde.

MANDISCHER (2002) kam zu dem Ergebnis, dass pankreasgangligierte Schweine bei fettreicher Fütterung erhöht Clostridium perfringens (lg 6,23/g) im Ileum aufweisen. Durch Zugabe von Pankreasenzymen normalisieren sich die Keimzahlen auf lg 2,93. Ein Einfluss von Pankreasenzymen auf die Regulation der Mikroflora im Dünndarm ist demnach gegeben, die Frage, ob dieser Effekt auf einer antimikrobiellen Wirkung der Enzyme oder auf einer verbesserten Verdauung der Nährstoffe (Nahrungsentzug für Bakterien) beruht, konnte noch nicht geklärt werden. Weiteren Einfluss auf die Darmflorazusammensetzung hatte die Futterzusammensetzung, eiweißreiche Nahrung führt zu höheren Cl. perfringens- Konzentrationen als fettreiche Nahrung ( MANDISCHER 2002).

3 Escherichia coli

3.1 Escherichia coli- Infektionen beim Schwein

Infektionen mit Escherichia coli beim Schwein sind weltweit verbreitet und führen zu großen wirtschaftlichen Verlusten. Das Krankheitsspektrum der durch unterschiedliche Serovaren diese Bakteriums ausgelösten Organveränderungen erstreckt sich von der Septikämie über die gastrointestinale Infektion bis zur Ödemkrankheit und dehnt sich auf Infektionen im Urogenitaltrakt und der Mamma aus. Es werden unterschiedliche Altersgruppen in unterschiedlicher Weise durch verschiedene Varianten dieses Erregers infiziert (POHLENZ 1997). Im Gegensatz zu der Mehrzahl der E. coli- Keime, die als Kommensalen im Darmtrakt von Mensch und Tier leben, findet man im Darm auch E. coli- Keime mit krankmachenden Eigenschaften. Diese pathogenen E. coli- Keime werden anhand ihrer Pathogenitätsmerkmale in verschiedene Kategorien eingeteilt, und zwar in

1. Enterotoxische E. coli =ETEC 2. Enteropathogene E. coli =EPEC

3. Enterotoxämische E.coli =EDEC (ED= Edema Disease)