2. LITERATURÜBERSICHT
2.3 Morphologie
2.3.1 Feinstrukturelle Morphologie
Die feinstrukturellen Eigenschaften von H. muris wurden 1965 von TANAKA et al. zum ersten Mal beschrieben und mit denen von E. coccoides und Mycoplasma pulmonis verglichen. Seitdem wurde die Morphologie von H. felis (SMALL u. RISTIC 1967; DEMAREE u. NESSMITH 1972; JAIN u. KEETON 1973; SIMPSON et al. 1978), H. canis (VENABLE u. EWING 1968;
McKEE et al. 1973), E. ovis (McKEE et al. 1973; ICHIJO et al. 1982; GULLAND et al. 1987 a), E. wenyonii (KEETON u. JAIN 1973) und E. suis (POSPISCHIL u. HOFFMANN 1982;
ZACHARY u. BASGALL 1985; LIEBICH u. HEINRITZI 1992) mittels licht- und elektronenmikroskopischer Studien dokumentiert. Auch von nicht näher identifizierten hämotrophen Mykoplasmen bei Affen (PETERS et al. 1974; DILLBERGER et al. 1994), Waschbären (FRERICHS u. HOLBROOK 1971), Lamas (REAGAN et al. 1990), Menschen (DUARTE et al. 1992), Beutelratten (MESSICK et al. 2000 a), Alpakas (MESSICK et al. 2002) und Rentieren (STOFFREGEN et al. 2006) wurden die feinstrukturellen Eigenschaften
dokumentiert.
Es wurde ein großes Maß an Übereinstimmung der morphologischen Eigenschaften zwischen den verschiedenen hämotrophen Mykoplasmen festgestellt. Sie kommen in vielen
Erscheinungsformen vor, meistens rund bis lang gestreckt, und haben einen Durchmesser von 0,3 bis 3 μm. Je nach Vermehrungsstadium unterscheidet man bei E. suis kokkoide unreife, diskusförmige jugendliche und ringförmige reife Organismen (ZACHARY u. BASGALL 1985).
Während akuten eperythrozoonotischen Anfällen bei Schweinen wurden diese
Erscheinungsformen auf der Erythrozyten-Membran nebeneinander beobachtet, wobei bei chronisch infizierten Schweinen kreisrunde bis elliptische, abgerundete Ruheformen zu erkennen waren (LIEBICH u. HEINRITZI 1992). Beim Schaf wurden Hinweise gefunden, dass die
Erscheinungsform mit dem Grad der Bakteriämie zusammen hängt (GULLAND et al. 1987 a).
sind kleine Granulen und filamentöse Strukturen zu finden. Die meisten Autoren beschreiben nur eine einzelne Zellmembran, von der das Zytoplasma umgeben wird. SMALL und RISTIC (1967) beobachteten bei H. felis eine doppelte Membran. Die hämotrophen Mykoplasmen befinden sich in Eindellungen oder Falten der Erythrozyten-Membran, aber es wurden auch freie Formen beobachtet.
Abbildung 2.2 zeigt ein elektronenmikroskopisches Bild von einem von M.suis befallenen porcinen Erythrozyten. Eine intrazelluläre Invasion der Erythrozyten wurde nicht nachgewiesen.
Ein 15 bis 25 nm breiter Spalt trennt die Bakterien von der Erythrozyten-Membran. Die Bindung scheint von Mikrofilamenten versorgt zu werden. Durch gemeinsamen Kontakt mit den
Organismen können mehrere Erythrozyten miteinander verbunden werden (VENABLE u.
EWING 1968; SIMPSON et al. 1978). Die Vermehrung findet durch Spaltung oder Knospung statt (DEMAREE u. NESSMITH 1972; KEETON u. JAIN 1973).
Die Eindellungen der Erythrozyten-Membran, sowie die hämotrophen Mykoplasmen (1) sind deutlich erkennbar.
17.000 x (Foto: Dr. L. Hoelzle)
Abbildung 2.2: Elektronenmikroskopisches Bild eines von M. suis befallenen Erythrozyten des Schweines
Im peripheren Blutausstrich sind die hämotrophen Mykoplasmen vereinzelt, in Ketten, als Aggregate oder als Ringe lichtmikroskopisch zu beobachten und werden marginal, mittig oder verteilt über der gesamten Oberfläche der Erythrozyten angetroffen. Im Plasma werden auch freie Formen gefunden. Die pleomorphen Strukturen sind meistens als Ring- oder Stäbchenform erkennbar (VENABLE u. EWING 1968; OVERAS 1969; ICHIJO et al. 1982; MESSICK et al.
2000 a). Die Ketten können sich aufteilen und eine Y-Form oder streichholz-ähnliche Form annehmen (KIKUTH 1928; MESSICK 2003). Die Erscheinungsform von E. ovis änderte sich unter Einfluss der Außentemperatur und Lagerungszeit im Blutröhrchen. Auch innerhalb eines Blutausstrichs und zwischen Blutausstrichen von demselben Tier wurden Unterschiede im Aussehen beobachtet (OVERAS 1969). Abbildung 2.3 zeigt das mikroskopische Bild der hämotrophen Mykoplasmen in einem Ausstrich infizierten Schweineblutes nach Anfärbung mit Akridin-Orange.
Sowohl auf den Erythrozyten, als auch in freier Form sind die hämotrophen Mykoplasmen (M. suis) als orange Punkte deutlich erkennbar. Die Erythrozyten stellen sich grün dar. Akridinorange Färbung, 1000 x (Foto: Dr. L. Hoelzle)
Abbildung 2.3: Fluoreszenz-Mikroskopisches Bild
2.4.1 Übertragung
Die natürlichen Übertragungsmechanismen der hämotrophen Mykoplasmen sind noch teilweise ungeklärt (WILLI et al. 2007 b). Experimentelle Übertragungen infizierten Blutes durch orale, intravenöse, subkutane und intraperitoneale Inokulation waren erfolgreich (THURSTON 1955;
FLINT et al. 1958; OVERAS 1969). Iatrogene Übertragung durch zootechnische Eingriffe (HENRY 1979; WEIKEL und GRAUNKE 1995; HASHEMI-FESHARKI 1997) und
Bluttransfusionen (LESTER et al. 1995; SYKES et al. 2004; GARY et al. 2006; WILLI et al.
2006 c; PAUL et al. 2008) sind wahrscheinlich.
Es wird vermutet, dass blutsaugende Arthropoden eine wichtige Rolle in der Transmission spielen. Hämotrophe Mykoplasmen-DNA wurde bei unterschiedlichen Arthropoden
nachgewiesen. Diese wurden zum einen auf Tieren gesammelt (SHAW et al. 2004; LAPPIN et al. 2006), aber auch in freier Form auf Vegetation aufgefunden (TAROURA et al. 2005).
Übertragungsexperimente mittels verschiedener Arthropoden verliefen aber nicht eindeutig (OVERAS 1969; SENEVIRATNA et al. 1973; BERKENKAMP u. WESCOTT 1988;
PRULLAGE et al. 1993; WOODS et al. 2005, 2006). In der Studie von GRINDEM et al. (1990) war die Anwesenheit von Flöhen bei Katzen kein erhöhtes Risiko für Haemobartonellose.
Klimatische Umstände beeinflussen das Vorkommen unterschiedlicher Arthropoden und können so indirekt die Infektionsfrequenz beeinträchtigen (SHERIFF et al. 1966; WILLI et al. 2007 a;
WENGI et al. 2008). Rodentia scheinen kein Reservoir für feline hämotrophe Mykoplasmen zu sein (WILLI et al. 2007 a).
Eine direkte Übertragung über Speichel und Fezes könnte bei Katzen eine wichtige Rolle
spielen. Hämotrophe Mykoplasmen-DNA wurde in diesen Exkretionen nachgewiesen (WILLI et al. 2007 a). Zudem wurde eine signifikante Assoziation von hämotrophen
Mykoplasmen-Infektionen mit dem männlichen Geschlecht, Freigang, und Beiß-Abszessen beschrieben (GRINDEM et al. 1990; TASKER et al. 2003 a; LURIA et al. 2004; WILLI et al. 2006 b).
Bei Schweinen wurde die vertikale Übertragung beschrieben (BERRIER u. GOUGE 1954;
HENDERSON et al. 1997). Bei Lamas wurden Infektionen bei Neugeborenen festgestellt und eine in utero Übertragung für wahrscheinlich gehalten (FISHER u. ZINKL 1996; ALMY et al.
2006). YANG et al. (2000) wiesen beim Menschen Eperythrozoon in der Nabelschnur nach, sowie im peripheren Blutausstrich von neugeborenen Babys. Beim Schaf wurden keine kongenitalen Infektionen beobachtet. Die infizierten Lämmer waren älter als 5 Monate (OVERAS 1969).
Hämotrophe Mykoplasmen werden als wirtspezifisch betrachtet. Eperythrozoon wenyonii konnte nicht erfolgreich auf Ziegen, Hirsche oder splenektomierte Schafe übertragen werden (NEITZ 1940; KREIER u. RISTIC 1963). Im Rahmen von Kreuzexperimenten mit mit
hämotrophen Mykoplasmen infizierten Hunden und Katzen konnte keine eindeutige Übertragung zwischen diesen Spezies festgestellt werden (LUMB 2001). Auch nicht näher identifizierte hämotrophe Mykoplasmen von Lamas konnten bei Schweinen, Schafen und Katzen keinen Bakteriämie oder Anämie auslösen. Auch die Serologie verlief in diesen Experimenten negativ (McLAUGHLIN et al. 1991). Demgegenüber zeigten Übertragungsexperimente bei Schafen und
STATHAM 1991 a). Beim Waschbär isolierte Haemobartonella Spezies wurden bei 6 anderen Tierarten, darunter ein Hund, inokuliert. Diese Tierarten wurden als nicht empfindlich befunden (FRERICHS u. HOLBROOK 1971).
2.4.2 Stadien der Infektion
Der Krankheitsverlauf einer hämotrophen Mykoplasmen-Infektion kann in eine präparasitäre, eine akute, eine Herstell- und eine Träger-Phase eingeteilt werden (ALLEMAN et al. 1999). Die präparasitäre Phase oder Inkubationszeit beträgt bei der Katze zwei bis drei Wochen (FOLEY et al. 1998; WESTFALL et al. 2001; TASKER et al. 2006 b). Bei splenektomierten Schweinen wurden experimentell nach drei Tagen die ersten Erreger im Blut festgestellt (BUGNOWSKI et al. 1990). In der Praxis treten klinische Erscheinungen meist 3 bis 4 Tage nach Stressbelastungen auf (HEINRITZI 1983). Beim Schaf lag die Inkubationszeit bei intravenös inokulierten, intakten Schafen durchschnittlich bei 4,5 Tage (OVERAS 1969). Die Bakteriämie erreicht meist
zwischen zwei bis vier Wochen post-Infektion seinen Gipfel (OVERAS 1969; WILLI et al.
2005), ist aber variabel und kann sogar mehrere Monate anhalten (OVERAS 1969). Experimente an splenektomierten Schweinen zeigten schon nach fünf Tage einen 100% Befall der
Erythrozyten (BUGNOWSKI et al. 1990). Der Einfluss der Infektion auf den Hämatokrit ist abhängig von dem Grad und der Länge der Bakteriämie (OVERAS 1969). Bei Tieren, die die akute Phase überlebt haben, steigt der Hämatokrit in der Herstellphase langsam wieder an (SYKES 2003). Chronisch infizierte Tiere bleiben häufig Träger, auch wenn Antibiotika verabreicht werden (HEINRITZI 1983; BRÖMEL u. ZETTL 1985; MESSICK 2003, 2004;
HOELZLE 2007). Diese Träger können andere Tiere anstecken oder selbst wieder durch Reaktivierung erkranken (FOLEY et al. 1998; FOLEY u. PEDERSEN 2001). Chronisch erkrankte Schweine sind sehr empfänglich für faktorenabhängige Mischinfektionen (BUGNOWSKI 1988).
2.4.3 Erythrozyten-Beschädigung
Bei an Infektiöser Anämie erkrankten Katzen wurden ultrastrukturelle Untersuchungen durchgeführt. Dabei zeigten sich deutliche Veränderungen an der Zelloberfläche der
Wirterythrozyten durch die Anheftung der Parasiten, so dass von einer direkten Beschädigung ausgegangen wird (SMALL u. RISTIC 1967; JAIN u. KEETON 1973). Bei Schwein und Rind wurden diese Zellmembran-Veränderungen vorerst nicht beobachtet (KEETON u. JAIN 1973;
POSPISCHIL u. HOFFMANN 1982). Abhängig vom Stadium der Infektion wurden aber auch bei E. suis-infizierten roten Blutzellen gravierende Membran-Veränderungen festgestellt
(ZACHARY u. BASGALL 1985). Sowohl bei Schweinen, Schafen, Mäusen als auch bei Katzen führt eine akute Infektion zu einer Erniedrigung der osmotischen Resistenz der rote Blutzellen (THURSTON 1954; OVERAS 1969; MAEDE u. HATA 1975; HEINRITZI u. PLANK 1992).
Auch Kälteagglutininen könnten über immunologische Mechanismen zu einer indirekten Beschädigung der Erythrozyten-Membran führen (COX u. CALAF-ITURRI 1976; BELLAMY et al. 1978; IRALU u. GANONG 1983; ZACHARY u. SMITH 1985; JÜNGLING et al. 1994;
ZULTY u. KOCIBA 1990; SCHMIDT et al. 1992). Bei verschiedenen Tierarten wurde während der Infektion ein positiver Coomb’s Test festgestellt (SHERIFF 1967; SHERIFF u. GEERING 1969; MAEDE u. HATA 1975; BUNDZA et al. 1976; ZULTY u. KOCIBA 1990). Bei
kristalloide Strukturen aufwiesen (SIMPSON et al. 1978). Die Einschränkung der Flexibilität zur Formveränderung der Zellen könnte so zur schnelleren Entfernung durch das
Retikuloendotheliale System aus dem Blut führen (SYKES 2003).
Die resultierende Anämie beruht bei Katzen hauptsächlich auf einer extravaskulären Hämolyse (SYKES 2003; WILLI et al. 2007 b). Intravaskuläre Hämolyse wurde bei einer Candidatus M.
turicensis-Infektion beschrieben (WILLI et al. 2005). Bei Schafen scheint intravaskuläre Hämolyse Hauptmechanismus der Erythrozyten-Entfernung zu sein (OVERAS 1969, 1987;
SUTTON 1978).
2.4.4 Einfluss auf den Säure-Basen-Haushalt und den Kohlenhydratstoffwechsel Sowohl bei Schweinen als auch bei Schafen wurden massive metabolische Störungen im Zusammenhang mit der akuten Phase der Eperythrozoonose festgestellt. Die
Blutkonzentrationen von Lactat und Pyruvat, sowie der pCO2 sind stark erhöht, Bicarbonat ist herabgesetzt, und die Basenabweichung ist negativ (SUTTON 1976; ILEMOBADE u.
BLOTKAMP 1978 c; HEINRITZI et al. 1990 a, b). Die vorliegende Blutazidose setzt sich aus einer metabolischen und respiratorischen Komponente zusammen (HEINRITZI 1989;
HEINRITZI et al. 1990 b). Ein sehr starker Abfall des Blutzuckerspiegels tritt auf und kann zu einer möglicherweise lebensbedrohlichen Situation führen. Dieser Glucoseabbau ist
nachweislich mit dem Stoffwechsel des Parasiten assoziiert (SUTTON 1976; ILEMOBADE u.
BLOTKAMP 1978 c; HEINRITZI et al. 1990 a, b; SMITH et al. 1990 b; NONAKA et al. 1996;
BURKHARD u. GARRY 2004). Auch eine latente Infektion führt beim Schwein zu einer kontinuierlichen Abnahme des Blutzuckerspiegels (HEINRITZI 1989; HEINRITZI et al. 1990 a).
2.5 Immunologie
Immunologische Reaktionen scheinen eine wichtige Rolle in der Entwicklung der Anämie zu spielen. Die akute Phase der Krankheit geht mit der Bildung von Kälteagglutininen einher und wurde bei den meisten Tieren nachgewiesen (COX u. CALAF-ITURRI 1976; BELLAMY et al.
1978; IRALU u. GANONG 1983; ZACHARY u. SMITH 1985; ZULTY u. KOCIBA 1990;
SCHMIDT et al. 1992; JÜNGLING et al. 1994). Es handelt sich um Antikörper der Klasse IgM, welche nicht gegen den Erreger, sondern gegen Antigene der Erythrozytenmembran gerichtet sind. Auch Auto-Antikörper der Klasse IgG wurden beschrieben (HOELZLE et al. 2006).
Immunkomplexe könnten in der Haut zu Überempfindlichkeitsreaktionen mit Ödem-Bildung führen, wie es schon beim Rind vermutet wird (MONTES et al. 1994). Auch beim Schwein sind allergische Hauterscheinungen beschrieben (HEINRITZI 1983).
Tiere, die die Krankheit überstanden haben, bleiben empfindlich und können wieder erkranken (FLINT et al. 1959; BUGNOWSKI 1988). Es scheint nur eine kurzzeitige Immunität
aufzutreten, wobei keine richtigen protektiven Antikörper gebildet werden (BUGNOWSKI 1988). Der Verlauf der Antikörperbildung nach klinischer Erkrankung ist beim Schwein wellenförmig und persistiert nur zwei bis drei Monate. Eine Boosterreaktion wurde nicht beobachtet (BALJER et al. 1989). In der latenten Phase stellt sich wahrscheinlich ein Gleichgewicht zwischen Wirt, Erreger und Umwelt ein, wobei bei Zerstörung dieses
Splenektomierte Schweine scheinen mehr IgM zu produzieren, wobei bei intakten Tieren der Titer länger anhält (HEINRITZI 1989). Eine erregerspezifische Immunantwort mittels Immunglobulinen der Klasse G wurde kürzlich bei dieser Tierart veröffentlicht, wobei die protektiven Eigenschaften noch untersucht werden müssen (HOELZLE 2007). Studien am Schaf zeigten teilweise eine Protektion, ausgehend von Antikörpern in hyperimmunen Sera (HUNG u.
LLOYD 1985). Zudem waren Lämmer, die von latent infizierten Schafen gesäugt wurden, gegen klinische Erkrankungen bis zum Absetzten geschützt (DADDOW 1982). Hauptantigene von M.
haemofelis (ALLEMAN et al. 1999) und M. suis (HOELZLE et al. 2006, 2007a, c, d) sind beschrieben worden. Die Rolle solcher Antigene in der Entwicklung von Schutzimpfungen erfordert weitere Untersuchungen (SYKES 2003; HOELZLE 2007). Kreuzimmunität zwischen M. haemofelis und Candidatus M. haemominitum wurde beschrieben (FOLEY et al. 1998;
FOLEY u. PEDERSEN 2001).
Während der akuten Phase scheint der zelluläre Immunrespons reduziert zu sein (ZACHARY u.
SMITH 1985).
2.6 Diagnostik 2.6.1 Einleitung
1928 beschrieb SCHILLING die lichtmikroskopische Diagnose der Eperythrozoonose bei weißen Mäusen. Latente Infektionen ließen sich durch Splenektomie hervorrufen und konnten auch durch Blutimpfung auf vorher negative und entmilzte Mäuse übertragen werden. Dabei erkrankten die inokulierten Tiere schnell und die Erreger konnten lichtmikroskopisch im
peripheren Blutausstrich nachgewiesen werden. Die Diagnose an Hand der klinischen Symptome kann nur während eines akut verlaufenden Krankheitsprozesses mit Sicherheit gestellt werden, obwohl die Symptomatik sicher nicht pathognomonisch ist. Außerhalb der akuten klinischen Phase ist die Diagnose schwierig zu stellen, wobei ein direkter Erregernachweis durch PCR oder ein indirekter Erregernachweis durch Serologie Anwendung finden. Der Goldstandard zur Diagnose chronisch latenter Infektionen bleibt auch heute noch der mikroskopische Nachweis einer Bakteriämie nach Splenektomie verdächtiger Tiere oder nach Übertragung einer
verdächtigen Blutprobe auf bereits splenektomierte Versuchstiere (BUGNOWSKI et al. 1989;
HOELZLE 2007). Hämotrophe Mykoplasmen wurden bisher nicht in vitro kultiviert (OVERAS 1969; MESSICK 2004; HOELZLE 2007; WILLI et al. 2007 b).
2.6.2 Direkter Erregernachweis
Während der akuten Phase der Eperythrozoonose können die Erreger in hoher Zahl
lichtmikroskopisch im peripheren Blutausstrich nachgewiesen werden (SCHILLING 1928;
OVERAS 1969; PURNELL et al. 1976; HEINRITZI 1990; MESSICK 2003). Der Zeitraum dieser Bakteriämie ist aber sehr kurz und variabel, wodurch mit falsch negativen Ergebnissen gerechnet werden muss (OVERAS 1969; HEINRITZI 1990; ALLEMAN et al. 1999; MESSICK 2003). Sogar innerhalb weniger Stunden könnte ein Zustand mit deutlicher Bakteriämie in einen Zustand übergehen, in dem kaum Organismen nachzuweisen sind (ALLEMAN et al. 1999;
MESSICK 2003). Im Übrigen wurden auch sehr starke Schwankungen in der nachweisbaren
höhere Wahrscheinlichkeit zu erreichen, die Bakterien im Blut anzutreffen, könnte man mehrere Ausstriche über einen bestimmten Zeitraum anfertigen (TASKER u. LAPPIN 2002). OVERAS (1969) beschrieb einen starken Einfluss der Außentemperatur, bei der die Blutentnahme und die Anfertigung des Ausstrichs stattfanden, auf die Nachweishäufigkeit von E. ovis. Auch zwischen Ausstrichen derselben Blutproben und innerhalb eines Ausstrichs wurde einige Variabilität im Nachweis festgestellt. Eine längere Aufbewahrungszeit der Blutproben bis zur Anfertigung der Ausstriche könnte zur Lösung der Mikroorganismen von der Erythrozytenmembran und auch zur Änderung der Morphologie führen. Auch EDTA könnte zur Lösung der Bakterien von der Zellmembran führen und so die Identifizierung erschweren (HALL et al. 1988; ALLEMAN et al.
1999). Das Bewerten von Artefakten, Heinz-Körpern oder Howell-Jolly-Körpern als
Mikroorganismen führt schnell zur falsch positiven Ergebnisse (OVERAS 1969; HENRY 1979;
HEINRITZI 1990; TASKER u. LAPIN 2002; SYKES 2003). Farbartefakte werden häufig oberhalb der Fokusfläche der Erythrozyten gefunden (TASKER u. LAPPIN 2002).
Routinemäßig werden die Blutausstriche mit einer Romanowsky-Typen Färbung gefärbt (SYKES 2003; WILLI et al. 2007 b). Um Artefakte zu vermeiden, sollten neue gefilterte Farblösungen verwendet werden (TASKER u. LAPPIN 2002). Die Anwendung einer Färbung mittels Akridinorange zum Nachweis von Kernmaterial könnte die Sensitivität und Spezifität erhöhen, setzt aber die Verfügbarkeit eines Fluoreszenz-Mikroskops voraus (BOBADE u. NASH 1987).
Um den Infektionsgrad der Erythrozyten zu erfassen, wurden verschiedene Schlüssel beschrieben (NEITZ 1937; THURSTON 1953; LITTLEJOHNS 1960; OVERAS 1969;
MCLAUGHLIN et al. 1990). Beispielhaft zeigt Tabelle 2.4 die Schlüssel nach HEINRITZI et al.
(1984). TASKER et al. (2003 a) beurteilen 10 Blickfelder. Identifikation von drei oder mehr Mikroorganismen ergibt ein positives Ergebnis, weniger als drei oder nicht eindeutige Strukturen ein fragliches, und das Nicht-Vorhandensein von Mikroorganismen ein negatives Ergebnis.
Grad Befallstärke
0 keine Eperythrozoon im Ausstrich 1 vereinzelt E.suis im Ausstrich
2 max. 10% der Erythrozyten mit E. suis behaftet 3 max. 25% der Erythrozyten mit E. suis behaftet 4 max. 50% der Erythrozyten mit E. suis behaftet 5 max. 75% der Erythrozyten mit E. suis behaftet 6 alle Erythrozyten mit mindestens 1 E. suis behaftet
(HEINRITZI et al. 1984)
Tabelle 2.4: Infektionsgrad der Erythrozyten mit E. suis
1990 wurde von OBERST et al. (1990 a, b) E. suis- DNA im Blut von Schweinen mittels Hybridisierung detektiert. Drei Jahre später wurden von GWALTNEY et al. (1993 a) und OBERST et al. (1993) die ersten PCR-Assays zum Nachweis von E. suis beschrieben.
Heutzutage ist die PCR-Untersuchung die beste Methode zur Diagnose von hämotrophen
Mykoplasmen-Infektionen (WILLI et al. 2007 b). Die PCR-Untersuchung ist ein hoch sensitiver
detektiert werden kann (TASKER u. LAPPIN 2002).
Beim Nachweis von Bakterien mittels PCR ist das ribosomale RNA Gen das wichtigste
Angriffsziel in vielen Tests. Strukturell ist dieses Gen aus drei Gensequenzen (16S, 23S und 5S) und zwei Spacer Regionen aufgebaut (SACHSE 2003). Viele der PCR-Assays zum Nachweis von hämotrophen Mykoplasmen beruhen auf der Amplifikation von 16S rRNA DNA-Sequenzen (TASKER u. LAPPIN 2002; HOELZLE 2007). HOELZLE et al. (2003, 2007 b) beschrieben PCR-Assays basierend auf EcoRI-Genomfragment und MSG1 Gen als M. suis Ziel-DNA. Die Entwicklung von Real-time PCR-Assays (COOPER et al. 1999; TASKER et al. 2003 b, 2004 a;
BRADDOCK et al. 2004; LOBETTI u. TASKER 2004; SYKES et al. 2007 a, b; HOELZLE et al. 2007 b; GATTINGER et al. 2008; PETERS et al. 2008; WENGI et al. 2008) ermöglicht den quantitativen Nachweis von hämotropher Mykoplasmen-DNA. Dies ist hilfreich bei der
Beurteilung des Infektionsgrades und dem Erfolg einer Antibiotikatherapie. Zudem bleiben bei diesem Verfahren die Reaktionsbehälter geschlossen, wodurch Kontamination vermieden wird und die Tests zuverlässiger sind (WILLI et al. 2007 b).
2.6.3 Indirekter Erregernachweis
Die serologischen Methoden werden bei den einzelnen Tierarten besprochen.
2.7.1 Symptome
2.7.1.1 Klinisches Erscheinungsbild
Das klinische Bild einer hämotrophen Mykoplasmen-Infektion kann von asymptomatisch bis zu einer lebensbedrohlichen akuten hämolytischen Krise variieren. In wie weit sich die Krankheit präsentiert, hängt von viele Faktoren ab, wie z.B. der involvierten hämotrophen Mykoplasmen-Spezies, der Tierart, dem Stadium der Infektion, der Empfindlichkeit des Wirtes, den
Haltungsbedingungen, sowie den immunsuppressiven Umständen und Begleitkrankheiten (OVERAS 1969; HARBUTT 1969 a; UILENBERG 1981; GULLAND et al. 1987 b;
NICHOLLS et al. 1989; WILLI et al. 2007 b). Chronische Infektionen werden typischerweise bei nicht splenektomierten, immunkompetenten Tieren beobachtet (MESSICK 2004).
Beim Schwein ist der akute Anfall durch hohes Fieber, Anorexie, Dyspnoe, Anämie, milden Ikterus und Zyanosen an den Akren gekennzeichnet und wird vor allem bei Absetzern und Mastschweinen beobachtet. Die Diagnose an Hand dieser Symptome wäre in der akuten Phase möglich (HENRY 1979; BRÖMEL u. ZETTL 1985; BUGNOWSKI 1988; HOELZLE 2007).
Nach der akuten Phase werden Produktionsverluste durch Abfall der zootechnischen Leistungen evident. Es handelt sich hier um Störungen der Fertilität und des Wachstums. Auch werden verschiedene Mischinfektionen beobachtet. Am individuellen Tier sind Folgeerscheinungen der überstandenen Anfälle sichtbar wie Ohrrandnekrose und Kachexie. Zudem wurden Vulva- und Mamma-ödem beobachtet (BROWNBACK 1981; ZINN et al. 1983; BRÖMEL u. ZETTL 1985;
BUGNOWSKI 1988; HENDERSON et al. 1997; MESSICK 2004).
2.7.1.2 Hämatologische Veränderungen
Die Veränderungen im Blutbild bei hämotrophen Mykoplasmen-Infektionen sind der Hämolyse zuzuschreiben. Meistens betrifft es hier eine regenerative Anämie, häufig gekennzeichnet durch eine Normozytose, Makrozytose oder Anisozytose, Retikulozytose und Normo- oder
Polychromasie (HARBUTT 1969 a; SUTTON et al. 1977; HENDERSON et al. 1997;
MESSICK 2003, 2004; LOBETTI u. TASKER 2004; WILLI et al. 2007 b). Beim Schwein wurden neben Erythroblasten als Ausdruck einer verstärkten Erythropoese auch gelegentlich Heinzsche und Howell-Jolly Körperchen beobachtet (BUGNOWSKI et al. 1989). Beim Schwein zeigt die akute Phase bei splenektomierten Tieren einen klassischen Verlauf, wobei die
hämatologischen Werte -zusammen mit der Körpertemperatur- eng verbunden mit der
Bakteriämie sind (Abbildung 2.4). Es kommt zu einem massiven Abfall der Erythrozyten, des Hämatokrits und des Hämoglobins, mit einem Tiefpunkt ungefähr 4 Tage nach Beginn des Anfalls (HEINRITZI et al. 1984; BUGNOWSKI et al. 1989; HEINRITZI 1989). Der Höhepunkt der Fieberphase wird von einer deutlichen Leukozytose begleitet (BUGNOWSKI et al. 1989).
Geändert nach HEINRITZI (1989)
Abbildung 2.4: Klassischer Verlauf der Bakteriämie, Erythrozytenzahl und Körpertemperatur beim infizierten, klinisch unauffälligen Schwein nach Splenektomie am Tag 1
2.7.2 Pathologie 2.7.2.1 Sektionsbild
Ausführliche Beschreibungen der pathologisch-anatomischen Veränderungen liegen
hauptsächlich bei Schweinen und Schafen vor. Abweichungen werden abhängig von der Phase der Infektion angetroffen (NEITZ 1937; HENDERSON et al. 1997). Als deutlicher Hinweis auf das Vorliegen von Eperythrozoonose wird die sofortige Agglutination des Blutes bei
Gefäßaustritt angesehen (HEINRITZI 1983; HEINRITZI et al. 1984). Sehr auffällig ist eine starke Vergrößerung der Milz (BRÖMEL u. ZETTL 1985). Neben unspezifischen Merkmalen wie Abmagerung wird das Sektionsbild weiter von einer allgemeinen Blässe und/oder
0
Körperhöhlenflüssigkeiten und Ödeme sind häufig anzutreffen (BRÖMEL u. ZETTL 1985).
Durchblutungsstörungen werden vor allem beim Schwein deutlich sichtbar durch
Hautveränderungen wie Petechien, Zyanosen und Nekrosen, zum Beispiel an der Ohrspitze (HEINRITZI 1983; BRÖMEL u. ZETTL 1985; HENDERSON et al. 1997). Häufig leiden die Tiere unter Ekto- und Endoparasitenbefall (BRÖMEL u. ZETTL 1985).
2.7.2.2 Histologie
Das histologische Bild zeigt ein Hämosiderose, wobei Milzhämosiderose zusammen mit einem aktivierten Knochenmark Hinweise auf die hämolytische Anämie sind. Zellbeschädigungen in Leber und Nieren sind häufig zu sehen (BRÖMEL u. ZETTL 1985). Thrombosierung der Gefäße wurde in der Leber, Lunge und Myokard nachgewiesen (BELLAMY et al. 1978; BUGNOWSKI et al. 1990). PLANK und HEINRITZI (1990) zeigten eine die akute Phase der Eperythrozoonose begleitende erhöhte Blutungsneigung. Als Ursache kommt eine intravasale
Gerinnungsaktivierung mit anschließender Verbrauchskoagulopathie in Frage.
2.7.3 Epidemiologie, Risikofaktoren und Ko-Infektionen
Antikörper gegen E. suis wurden in 16 Beständen in Süd-Deutschland bei insgesamt 138 Schweinen bestimmt. Zehn Bestände waren klinisch unauffällig und serologisch negativ.
Schweine aus 4 von 6 klinisch auffälligen Beständen wiesen einen positiven Antikörper-Titer auf. Zwanzig von insgesamt 78 Tieren dieser klinisch auffälligen Bestände hatten einen positiven
Schweine aus 4 von 6 klinisch auffälligen Beständen wiesen einen positiven Antikörper-Titer auf. Zwanzig von insgesamt 78 Tieren dieser klinisch auffälligen Bestände hatten einen positiven