Aus dem Institut für Tierernährung der Tierärztlichen Hochschule Hannover
Effekte der L-Carnitinsupplementierung auf die Herzfrequenz - und Lactatentwicklung im Verlaufe eines standardisierten Trainings beim
Pferd
INAUGURAL-DISSERTATION zur Erlangung des Grades einer DOKTORIN DER VETERINÄRMEDIZIN
(Dr. med. vet.)
durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
Vorgelegt von Anja Niemeyer
aus Münster
Hannover 2005
Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. Manfred Coenen
1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. Manfred Coenen 2. Gutachter: PD Dr. Corinna Huber
Tag der mündlichen Prüfung: 21.11.2005
Für meine Eltern
Inhaltsverzeichnis
1 Einleitung ... 1
2 Schrifttum... 2
2.1 L-Carnitin - ein historischer Überblick ... 2
2.2 Chemische Struktur und biochemische Eigenschaften ... 3
2.3 Biosynthese ... 4
2.4 Vorkommen in Futter- und Lebensmitteln ... 7
2.5 Carnitinstoffwechsel... 10
2.5.1 Absorption und Elimination ... 10
2.5.2 Verteilung im Organismus... 12
2.6 Funktionen von L-Carnitin... 16
2.7 Carnitinmangel... 21
2.8 Belastungs- und trainingsbedingte Einflüsse auf den Carnitinstatus... 22
2.9 Supplementierung von L-Carnitin... 25
3 Material und Methoden ... 44
3.1 Versuchsziel und Fragestellung ... 44
3.2 Versuchsaufbau ... 44
3.3 Versuchstiere ... 45
3.4 Fütterung ... 47
3.5 Versuchsdurchführung... 51
3.5.1 Supplementierung von L- Carnitin... 51
3.5.2 Stufentest... 52
3.5.3 Trainingsperioden ... 54
3.5.4 Ruheherzfrequenz ... 58
3.5.5 Probennahmen ... 58
3.6 Messungen ... 60
3.6.1 Herzfrequenz ... 60
3.6.2 Körpermasse... 61
3.6.3 Schweißverluste... 61
3.6.4 Körperinnentemperatur ... 62
3.6.5 Aussentemperatur und Luftfeuchte ... 62
3.7 Analyse biochemischer Parameter ... 62
3.7.1 L-Carnitin im Plasma... 62
3.7.2 Lactat im Vollblut... 63
3.8 Statistik ... 64
3.9 Anmerkung ... 65
4 Ergebnisse ... 66
4.1 Körpermasse... 66
4.2 Schweißverluste... 67
4.2.1 Stufentest... 67
4.2.2 Intervall- und Ausdauerbelastung ... 67
4.3 Carnitin im Plasma... 69
4.4 Herzfrequenzen ... 75
4.4.1 Ruheherzfrequenzen ... 75
4.4.2 Stufentest... 79
4.4.3 Ausdauerbelastungen ... 91
4.4.4 Intervallbelastung... 95
4.5 Lactat ... 99
4.5.1 Stufenbelastungstest ... 99
4.5.2 Erholungsphase ... 102
4.6 Zusammenfassung der Ergebnisse ... 105
5 Diskussion ... 106
5.1 Kritik der Methode... 106
5.1.1 Pferde ... 106
5.1.2 Versuchsdurchführung... 107
5.1.3 Auswahl der Untersuchungsparameter... 109
5.2 Diskussion der Ergebnisse... 111
5.3 Schlußfolgerungen... 125
6 Zusammenfassung... 126
7 Summary ... 128
8 Literaturverzeichnis ... 130
9 Tabellenanhang ... 152
Verzeichnis der Abkürzungen
AB Ausdauerbelastung AC Acylcarnitin
α -HBDH Alphahydroxybutyrat-Dehydrogenase
a.p. ante partum
ASAT Aspartataminotransferase ATP Adenosintriphosphat C+ Carnitingruppe C- Kontrolle Ca Calcium Carnitin L-Carnitin
CAT Carnitinacyltransferase CK Creatinkinase
Cl Chlorid
CoA Coenzym A
CPT Carnitinpalmitoyltransferase CU Kupfer
DE digestible energy, verdauliche Energie E Erholungsphase EDTA Ethylendiamintetraacetat EP Erholungsphase FAD Flavinadenindinukleotid
FC Freies Carnitin
FFS Freie Fettsäuren
G Galopp GC Gesamtcarnitin
GEH Gesellschaft für Ernährunsphysiologie der Haustiere HDL high density lipoproteins, Lipoproteine hoher Dichte HF Herzfrequenz
HTK Hämatokrit
IB Intervallbelastung
IE Internationale Einheiten
K Kalium KGW Körpergewicht KM Körpermasse
LDH Laktatdehydogenase Mg Magnesium
Mw arithmetischer Mittelwert
n Probandenzahl Na Natrium
NAD Nicotinamid-Adenosin-Dinukleotid NYHA New York Heart Association
P Phosphor
PAS-Reaktion zytochemische Reaktion mit Periodsäure-Schiff-Reagens
p.p. post partum
PDH Pyruvat-Dehydrogenase
R Ruhe
R² Bestimmtheitsmaß
RDS respiratory distress syndrome, Atemnotsyndrom des Neugeborenen
Rp Rohprotein
S Stufenbelastung SD Standardabweichung Se Selen
s. VQ scheinbare Verdaulichkeit ST Stufentest T Trab
TM Trockenmasse TP Trainingsperiode TPP Gesamtprotein TS Trockensubstanz
uS ursprüngliche Substanz
v velocity, Geschwindigkeit
vRp verdauliches Rohprotein
Zn Zink
Einleitung 1
1 Einleitung
L-Carnitin ist ein essentielles körpereigenes Amino-Buttersäure-Derivat, dessen Bedarf entweder aus der exogenen Zufuhr oder aus der endogenen Biosynthese gedeckt wird.
Insbesondere Fleisch-, Fisch- und Milchprodukte sind meist reich an L-Carnitin, pflanzliche Bestandteile hingegen enthalten wenig bis gar kein L-Carnitin. Als Pflanzenfresser sind Pferde somit auf die endogene Biosynthese aus Lysin und Methionin angewiesen.
L-Carnitin übt in den Zellen von Mensch und Tier eine Schlüsselfunktion in der Energiebereitstellung aus. Eine wichtige Funktion besitzt Carnitin dabei als Carrier von langkettigen Fettsäuren durch die innere Mitochondrienmembran und als Puffer des Coenzym A-Pools. Diese Funktionen kommen besonders in Geweben wie der Herz- und Skelettmuskulatur zum Tragen, die ihre Energie vorwiegend durch β-Oxidation der Fette gewinnen.
Diese Zusammenhänge legen nahe, dass durch eine Supplementierung von L-Carnitin direkte leistungssteigernde Effekte, aber auch indirekte positive Wirkungen, wie die Verbesserung der Regenerationsfähigkeit, erzielt werden können. In der Literatur liegen Berichte über positive Einflüsse von Carnitin auf die körperliche Leistungsfähigkeit bei Tauben, Ratten, Hunden und Menschen vor (DUBELAAR et al. 1991 und 1994;
BORGHIJS u. DE WILDE 1992; SWART et al. 1997; BACURAU et al. 2003; KIM et al.
2004). Für das Pferd lassen bisherige Untersuchungen noch keinen eindeutigen Schluss zu. Über eine mögliche positive Beeinflussung einer Carnitinzulage auf die körperliche Leistung beim Pferd berichteten IBEN et al. (1992); FALASCHINI u. TROMBETTA (1994);
CHROBOK (2000). In diesen Studien wurde neben einem Anstieg der Carnitingehalte im Plasma und in der Muskulatur eine Veränderung in der Muskelfasertypisierung mit einer Zunahme der Typ-II-Fasern beobachtet. Des Weiteren dokumentierten die Autoren eine Abnahme der Herzfrequenz und der Blutlactatwerte während der Belastung.
Ziel dieser Arbeit ist es festzustellen, ob eine orale Carnitinsupplementierung bei zweijährigen Trabern im Verlauf eines mehrmonatigen Trainings einen Effekt auf die Herzfrequenz- und Lactatentwicklung unter Ruhe- und Belastungsbedingungen sowie in der Regenerationsphase ausübt.
Schrifttum 2
2 Schrifttum
2.1 L-Carnitin - ein historischer Überblick
Carnitin wurde 1905 erstmals als Bestandteil von Rindermuskelgewebe entdeckt (GULEWITSCH und KRIMBERG, 1905; KUTSCHER, 1905), in dem es in hoher Konzentration vorkommt und daher seinen Namen verdankt. TOMITA und SENDJU klärten 1927 die chemische Struktur auf und erkannten, dass es sich bei Carnitin um ein Aminosäurederivat handelt. Auf die erste biologische Funktion von Carnitin war man in den fünfziger Jahren aufmerksam geworden. Bei der Zucht von Mehlkäferlarven (Tenebrio molitor), die durch einen intensiven Fettstoffwechsel auffallen, stellt Carnitin einen essentiellen Nahrungsfaktor dar (CARTER et al., 1952). Ein Jahr nach seiner Entdeckung erhielt diese Substanz nach der lateinischen Bezeichnung für Mehlkäfer, Tenebrio molitor, den Namen Vitamin BT (FRAENKEL und FRIEDMAN, 1957; FRAENKEL et al., 1948). Die Autoren zeigten, dass unter Carnitinmangel wachsende Mehlwurmlarven im Zustand der
„Verfettung“ verstarben, und offensichtlich zur Deckung ihres Energiebedarfes ohne exogen zugeführtes Carnitin ihre Fettspeicher nicht verwenden konnten. Kurze Zeit später wurde Vitamin BT als Carnitin identifiziert. In den frühen sechziger Jahren konnte die stereospezifische Problematik, welche der beiden enantiomeren Formen von Carnitin (D- oder L-Form) im Körper vorkommt, oder ob beide Formen vorkommen, geklärt werden.
Von beiden Formen stellt nur L-Carnitin eine biologisch wirksame Form dar. Eine biologische Funktion von L-Carnitin bei Säugetieren war lange Zeit unbekannt und wurde erst 1955 von FRITZ entdeckt. Er stellte fest, dass bei einem Zusatz von Carnitin zu Muskelextrakten die Oxidation von Palmitat stimuliert wurde. Diese Beobachtung bildete die Grundlage für die Entdeckung der Carrierfunktion von L-Carnitin für die Verbrennung freier Fettsäuren in den Mitochondrien (BREMER, 1962). FRIEDMAN und FRAENKEL (1955) entdeckten zur gleichen Zeit die Coenzym-A-abhängige reversible Acetylierung von L-Carnitin, die für den Transport aktivierter Fettsäuren vom Zytosol in das Mitochondrium, den Ort der β-Oxidation, essentiell ist.
Schrifttum 3
Inzwischen sind zahlreiche weitere Funktionen von L-Carnitin bekannt geworden, aus denen sich neben leistungssteigernden Effekten bei körperlicher Belastung und Training auch zahlreche positive Effekte auf Organsysteme wie die Schilddrüse, das Herz, die Niere oder die Haut ableiten lassen. Des Weiteren konnten durch den Einsatz von L-Carnitin Verbesserungen auf dem Gebiet der tierischen Produktion beobachtet werden.
Das steigende Interesse an L-Carnitin ist auch in der Tierernährung zum Gegenstand verschiedenster Untersuchungen geworden.
2.2 Chemische Struktur und biochemische Eigenschaften
Die chemische Bezeichnung von L-Carnitin ist β-Hydroxy-γ-Trimethyl-Aminobuttersäure (Abb. 1), es handelt sich um eine quaternäre Ammoniumverbindung mit einer Zwitter- ionenstruktur.
CH3
ı
CH3 - N+ - CH2 - CH - CH2 - COO–
ı ı
CH3 OH
Abb. 2.1: Chemische Strukturformel von L-Carnitin
Schrifttum 4
In reiner Form bildet es ein weißes, stark hygroskopisches Pulver mit einer guten Thermostabilität (bis 200°C). Aufgrund der pK-Werte der ionisierbaren Gruppen (COO- und N+(CH3)3), liegen bei einem neutralen pH-Wert die Carboxylgruppe und die quartäre Ammoniumgruppe zu über 90 % in dissoziierter Form vor. Die große Polarität seiner dissoziierten Gruppen und das relativ geringe Molekulargewicht von 161 verleihen L-Carnitin eine gute Wasserlöslichkeit.
Die alkoholische Hydroxylgruppe am C2 -Atom des Moleküls ist praktisch undissoziiert. An dieser Position reagiert L-Carnitin mit aktivierten Fettsäuren (Acyl-CoA-Verbindungen) unter der Bildung von energiereichen Acylcarnitinen. Diese Reaktion wird durch verschiedene Carnitinacyl-Transferasen (CAT) katalysiert. Die Reaktionspartner bei dieser Reaktion sind vorwiegend aktivierte Fettsäuren mit einer Kettenlänge von C2 bis C22. Aber auch verzweigte C-Ketten, z.B. aus dem Abbau verzweigtkettiger Aminosäuren, werden am C2-Hydroxyl mit L-Carnitin verknüpft (DI LISA et al., 1995).
Bei Carnitin handelt es sich aufgrund der vier verschiedenen Liganden am C-Atom der β-Hydroxylgruppe um eine optisch aktive Substanz; es kommen die Isomere D- und L-Carnitin vor. Von beiden Formen stellt nur die L-Form eine körpereigene, biologisch wirksame Form dar. Die D-Form kann im Körper jedoch einige Wirkungen entfalten, beispielsweise interagiert sie mit verschiedenen Transportproteinen, die L-Carnitin aus dem Plasma in die Zelle transportieren, und hemmt Carnitinacyltransferasen kompetitiv (CERETELLI u. MARCONI, 1990; MEIER, 1987). Daher muss D-Carnitin als eine sehr viel toxischere Substanz als seine L-Form angesehen werden. Die Toxizität von L-Carnitin entspricht der der freien Aminosäuren ist somit sehr gering. WOLFF et al. (1971) bestimmten in einer Studie bei Mäusen die halbletale Dosis von L-Carnitin mit 9,1 mg pro g Körpergewicht. Die halbletale Dosis von Kochsalz betrug unter den gleichen Versuchsbedingungen 5,0 mg pro g Körpergewicht.
2.3 Biosynthese
Körpereigenes L-Carnitin stammt entweder aus exogen zugeführten Fleisch- und Milchprodukten oder aus der endogenen Biosynthese (BRASS, 2000).
Schrifttum 5
(modifiziert nach HARMEYER u. SCHLUMBOHM 1997) Abb. 2.2: Biosynthese von L-Carnitin, schematisch
Schrifttum 6
Die Synthese von L-Carnitin (Abb.2) erfolgt aus den beiden essentiellen Aminosäuren Lysin und Methionin, wobei Lysin das Kohlenstoffgerüst liefert und Methionin als Methylgruppendonator fungiert (BREMER, 1961; LINDSTEDT u. LINDSTEDT, 1961;
STRENGTH u. YU, 1962; WOLF u. BERGER, 1961). Als Cofaktoren werden bei der Synthese Ascorbinsäure (Vitamin C), Niacin und Pyridoxin sowie zweiwertiges Eisen (Fe2+) benötigt.
Im ersten Reaktionsschritt überträgt S-Adenosyl-L-Methionin seine Methylgruppe auf Lysin, es entsteht 6-N-Trimethyllysin als Ausgangssubstanz der L-Carnitinsynthese.
Dieses ist zunächst noch proteingebunden und wird in Lysosomen durch proteolytische Spaltung freigesetzt. Unter Mitwirkung von Vitamin C und zweiwertigem Eisen ensteht im Cytosol durch Hydroxylierung des C3 von 6-N-Trimethyllysin das zweite Reaktionsprodukt, 3-Hydroxy-6-N-Trimethyllysin. Im dritten Reaktionsschritt erfolgt die Abspaltung eines C2-Körpers (Glycin) unter der Bildung von γ-Trimethyl-aminobutyraldehyd, das als Deoxycarnitinaldehyd bezeichnet wird. Zur Bildung dieses Zwischenproduktes ist die Anwesenheit von Vitamin B6 erforderlich. Durch Oxidation des Aldehyds ensteht als viertes Reaktionsprodukt Deoxycarnitin (γ-Butyrobetain). Dabei wird die Aldehydgruppe mittels NAD zur Carboxylgruppe oxidiert. Im letzten Reaktionsschritt entsteht schließlich L-Carnitin durch die Oxidation von Deoxycarnitin unter Mitwirkung von Vitamin C und zweiwertigem Eisen (Fe2+). Diese Reaktion wird von dem Enzym γ-Butyrobetain-α- Oxoglutarat-Dioxygenase vermittelt. Die Organverteilung dieses Enzyms ist spezies- abhängig. Bei Haustieren verfügt hauptsächlich die Leber über dieses Enzym. Während die ersten vier Reaktionsschritte der Carnitinsynthese in allen Körperzellen und somit auch im Muskel stattfinden können, findet der letzte Reaktionsschritt fast nur in der Leber statt.
Die von der Muskulatur und anderen Geweben bereitgestellten Vorstufen und Zwischenprodukte, besonders γ-Butyrobetain, werden für die hepatische Synthese von Carnitin mit dem Blut in die Leber transportiert. Besonders bei Katzen, Hamstern, Kaninchen und Rhesus-Affen finden sich in geringem Umfang auch γ-Butyrobetain- α-Oxoglutarat-Dioxygenaseaktivitäten in den Nieren (ENGLARD u. CARNICERO, 1978).
Beim Menschen ist dieses Enzym neben der Leber auch in den Nieren und im Gehirn zu finden, wodurch diese Organe im gewissen Umfang zusätzlich zur Synthese von Carnitin befähigt sind (ENGLARD u. CARNICERO, 1978; REBOUCHE u. ENGEL, 1980a,b).
Schrifttum 7
Auch beim Pferd stellt die Leber den Hauptsyntheseort von L-Carnitin dar, wodurch die Skelettmuskulatur neben den anderen Organen und Geweben auf die hepatische L-Carnitinsynthese angewiesen ist. Die Versorgung dieser Organe und Gewebe erfolgt auf dem Blutweg (HAIGLER u. BROQUIST, 1974; BROOKS u. MCINTOSH, 1975;
CEDERBLAD u. LINDSTEDT, 1976; ZASPEL et al., 1980).
2.4 Vorkommen in Futter- und Lebensmitteln
In der Natur ist Carnitin eine weit verbreitete Substanz, die außer in Tieren auch in Bakterien, Pilzen und einigen Pflanzen vorzufinden ist (PANTER & MUDD, 1969;
KLEBER, 1996). In pflanzlichen Nahrungsbestandteilen und tierischen Fetten ist im Vergleich zu Proteinen tierischer Herkunft nur wenig Carnitin enthalten. Tabelle 2.1 gibt eine Übersicht über die L-Carnitingehalte in verschiedenen pflanzlichen und tierischen Futtermitteln. Aus der Tabelle wird ersichtlich, dass eine nahrungsbedingte Zufuhr von Carnitin bei Pferden eine untergeordnete Rolle spielt, da der Gehalt an L-Carnitin in pflanzlichen Futtermitteln für Pferde gering ist.
Schrifttum 8
Tab. 2.1: L-Carnitingehalte in verschiedenen pflanzlichen und tierischen Futtermitteln (LONZA, 1994; ZEYNER u. HARMEYER, 1999)
Futtermttel pflanzlicher Herkunft L-Carnitingehalt (mg / kg) Weizen 3 - 12
Mais 5 - 10
Gerste 10 - 28
Baumwollsaat 20 - 25
Extraktionsschrote 0 - 10 (Soja, Raps, Sonnenblumen)
Futtermittel tierischer Herhunft L-Carnitingehalt (mg / kg) Kuhmilch 6 - 50 Magermilchpulver 120 - 150
Ziegenmilch 15 - 20
Sauenmilch 25 - 60
Stutenmilch 10 - 50
Fischmehl 80 - 160
Fischknochenmehl 80 - 100
Blutmehl 155
Federmehl 125
Fleisch- und Knochenmehl 150
Rindfleisch 485
Lammfleisch 915
In der folgenden Tabelle (Tab. 2.2) sind einige veterinärmedizinische Handelspräparate mit L-Carnitin sowie Nahrungsergänzungsmittel mit Carnitinzusätzen für den Veterinärbereich aufgelistet.
Schrifttum 9
Tab. 2:2: L-Carnitingehalte in veterinärmedizinischen Handelspräparaten sowie in Ergänzungsfuttermitteln
Veterinärmedizinische Präparate
Produktname Hersteller Handelsform Dosierung CARNIKING® LONZA GmbH Weißes Pulver – als CARNIKING® und
Wuppertal Futterzusatz ca. 50 % CARNIFEED®:
reines L-Carnitin Sportpferde: 2x5 g/d - CARNIFEED® LONZA GmbH Hygroskop. Kristalle - 3x5 g/d bei starker Be-
Wuppertal für flüssige Darreichun- lastung
Gen; ca. 100 % reines Junge Pferde:
L-Carnitin 6-12 Monate: 2 g/d 1-2 Jahre: 5 g/d Reinsubstanz
Produktname Hersteller Handelsform Dosierung L-CARNITIN ICN Biomedi- Pulver, Einsatz nur in der CHLORIDE cals GmbH Reinsubstant Forschung
Meckenheim
Nahrungsergänzungen im Veterinärbereich
Produktname Hersteller Handelsform Dosierung Ergänzungsfutter für Pferde
NicoVit nicovet D - 50.000 mg L-Carnitin Für 1 Woche: 5 ml pro GmbH, pro kg 100 kg, danach auf
Wuppertal 15-30 ml erhöhen
NicoVit Elite nicovet D - 120.000 mg L-Carnitin Hochleistungspferde:
GmbH, pro kg 10 ml/100 kg/d
Wuppertal Sportpferde:
6 ml/100 kg/d
Egänzungsfuttermittel für Hunde
CANIVITON® Vetoquinol, 5.000 mg L-Carnitin Anfangs 1x täglich Forte 30 (4 %) CHASSOT pro kg 16 g/30 kg, nach 14
GmbH, Tagen 8 g/30 kg
Ravensburg
CHASSOTON Vetoquinol, 1.250 mg L-Carnitin Pro 40 kg 14 g täglich
CHASSOT pro kg
GmbH,
Ravensburg
Schrifttum 10
Fortsetzung Tab. 2.2
Nahrungsergänzungen im Veterinärbereich
Produktname Hersteller Handelsform Dosierung Ergänzungsfuttermittel für Hunde und Katzen
GERI-PET® Vetoquinol, 100.000 mg L-Carnitin Katze: 1x täglich 1 cm CHASSOT pro kg Pastenstrang
GmbH, Hund: täglich 1-2 cm
Ravensburg Pastenstrang/7,5 kg
Multivitaminemulsion für Koi-Karpfen
KOI SOLU- Koi Dream 2-3x pro Woche
TION VITA Shop, 550 mg L-Carnitin auf Tagesration FIT 300 ml Limburg pro 0,7 kg Pellets verteilen
2.5 Carnitinstoffwechsel
2.5.1 Absorption und Elimination
Aus den Untersuchungen von HARRIS et al. (1995a,b), in denen Carnitinzulagen zu einem Anstieg der Konzentration von Carnitin im Blutplasma führten, wurde geschlossen, dass Carnitin beim Pferd vorwiegend im Dünndarm absorbiert wird. Studien über den Mechanismus der intestinalen Absorption von Carnitin bei anderen Tierarten zeigten, dass Carnitin hauptsächlich im proximalen Jejunum durch zwei unterschiedliche Mechanismen absorbiert wird, zum einen durch einen sättigbaren, Natrium-abhängigen aktiven Transport und zum anderen durch eine nicht-sättigbare, passive Diffusion. Die Kapazität des aktiven Transportmechanismus ist Im vergleich zur Kapazität von Aminosäuren und Glukose gering (REBOUCHE & CHENARD, 1991). Ein Natrium-abhängiger aktiver Transport wurde bei Ratten und Kaninchen in isolierten Segmenten des Duodenums und Jejunums gefunden (SHAW et al., 1983; LI et al., 1983; GUDJONSSON et al., 1985a).
Möglicherweise findet im proximalen Jejunum bei höheren Konzentrationen von oral zugeführtem Carnitin neben dem aktiven Transport auch eine passive Diffusion statt (LI et al., 1992). Im Ileum wird Carnitin nur durch passive Diffusion aufgenommen. (SHAW et al., 1983). Die Absorption von L-Carnitin kann durch die Anwesenheit hoher Konzentrationen
Schrifttum 11
von D-Carnitin, L-Acetylcarnitin und γ-Butyrobetain kompetitiv gehemmt werden (LI et al., 1983; SHAW et al., 1983).
In Untersuchungen von FOSTER u. HARRIS (1989) wurden Pferden steigende orale Dosen von L-Carnitin gegeben (0, 10, 20, 40 und 60 g/d). Innerhalb der ersten 24 Stunden wurden 3,5 bis 7,5 % der supplementierten Dosis mit dem Harn wieder ausgeschieden, woraus die Autoren schlossen, dass die Absorptionsfähigkeit von oral verabreichtem Carnitin beim Pferd gering ist. Weitere Untersuchungen von HARRIS et al. (1995a) zeigten, dass über das Futter oder mit Hilfe der Nasenschlundsonde zugeführte Carnitindosen von 10 g/d nur zu einem geringen Anstieg der renalen Elimination innerhalb von 24 Stunden führten. Bei der intravenösen Applikation der gleichen Dosis von Carnitin (10 g) wurden ca. 80-90 % mit dem Urin ausgeschieden. In diesem Fall wurde die Nierenschwelle überschritten. In einer Studie von LAMBERTZ (1999) wurde Pferden in einer einmaligen intravenösen Injektion 5 mg L-Carnitin pro kg Körpergewicht verabreicht.
Bereits 5 Stunden nach der intravenösen L-Carnitin-Applikation wurden die Basalkonzentrationen wieder erreicht, was für eine schnelle Elimination des Carnitins aus dem Plasma spricht. Des Weiteren wurde in dieser Studie beobachtet, dass eine orale Carnitinzulage von 15 g gegenüber einer Zulage von 5 g einen schnelleren signifikanten Plasmakonzentrationsanstieg erreichte.
Nach BRASS (2000) überschreitet beim Menschen eine Konzentration von ungefähr 60-100 µmol Carnitin/L Plasma das renale Reabsorptionsmaximum. Bei schneller Gabe von hohen Mengen an Carnitin findet sich daher ein Großteil der zugeführten Menge nach kurzer Zeit im Urin wieder (REBOUCHE et al., 1993; BRASS et al., 1994). Zur Zeit ist noch unbekannt, ab welcher Plasmakonzentration es bei Pferden zu einer erhöhten renalen Ausscheidung kommt.
Nach der intestinalen Absorption von Carnitin gelangt dieses über die Blutbahn in die verschiedenen Organe und Gewebe. Daher ist das Blut ein sensibler Indikator des Carnitinstatus. Effekte von Carnitinzulagen können durch Veränderung der Konzen- trationen an Plasmacarnitin leicht beobachtet werden (HARMEYER 1998). Die Leber, der Synthese- und Speicherort von Carnitin, nimmt dieses aus dem Portalblut auf und gibt es mit zeitlicher Verzögerung wieder an das Portalblut ab (HARMEYER u. SCHLUMBOHM, 1997). Auch mit der Gallenflüssigkeit kann ein geringer Teil von Carnitin abgegeben
Schrifttum 12
werden, über die es dann wieder in den Dünndarm gelangt. Dadurch ist Carnitin Bestandteil eines enterohepatischen Kreislaufes (GUDJONSSON et al., 1985b).
L-Carnitin wird nur zu einem geringen Teil im Körper abgebaut, die Ausscheidung erfolgt vorwiegend renal (RUDMAN et al., 1977; MITCHEL, 1978; BREMER, 1983). Des Weiteren wird L-Carnitin über tierische Produkte wie Milch und Eier abgegeben. In den Glomeruli der Niere ist L-Carnitin sowie seine Ester frei filtrierbar, das filtrierte Carnitin wird in den Tubuli fast vollständig (98 %) resorbiert (ENGEL et al., 1981; LI et al., 1992). Die tubuläre Resorption kann dabei abhängig vom Bedarf, dem Gehalt an exogen zugeführtem Carnitin und dem endogenen Carnitinstatus verändert werden kann (REBOUCHE et al., 1991; LI et al., 1992).
2.5.2 Verteilung im Organismus
Die Verteilung von körpereigenem Carnitin im Organismus ist sehr unterschiedlich und spiegelt sich im Energiestoffwechsel der Gewebe wieder, die ihre Energie vorwiegend durch β-Oxidation der Fette gewinnen. Die höchsten L-Carnitinkonzentrationen finden sich daher - mit Ausnahme des epididymalen Gewebes (BROOKS, 1980; CARTER et al., 1980) - in der Herz- und Skelettmuskulatur. Beim Menschen befinden sich beispielsweise ca. 95 % des körpereigenen Carnitinpools in der Herz- und Skelettmuskulatur (ENGEL u.
REBOUCHE, 1984; SCHOLTE u. DE JONGE, 1987). Die L-Carnitingehalte in den übrigen Geweben (Niere, Leber u.a.) einschließlich der extrazellulären Flüssigkeiten beträgt nur etwa 5 %. Besonders niedrig ist der Carnitingehalt im Plasma, in den Blutzellen und im Urin. Der Gehalt in der Muskulatur ist 100 bis 500mal höher als der im Plasma. Milch zählt zu den carnitinreichsten Flüssigkeiten, in ihr ist ein 10fach höherer Gehalt als im Plasma vorzufinden. Die Milchdrüse reichert, wie auch die meisten anderen Körperzellen, Carnitin aus dem Blut an. Säugende Nachkommen, deren Carnitineigensynthese den Bedarf noch nicht decken kann, werden auf diese Weise ausreichend mit Carnitin versorgt.
Die metabolisch aktive Form von Carnitin im Blut und in den Geweben ist freies L-Carnitin. Mit Hilfe des Enzyms Carnitinacyltransferase (CAT) kann L-Carnitin mit Acyl- CoA-Estern zu Acylcarnitinen acetyliert werden (Abbildung 2.3). Das Gesamtcarnitin ist somit die Summe aus freiem L-Carnitin und verestertem Carnitin (Acylcarnitin).
Schrifttum 13
Carnitin:
(CH3)3N+ - CH2 – CH - CH2 - C00-
O – R
R H L-Carnitin R Acyl (Cn) Acylcarnitin R Acethyl (C2) Acetylcarnitin R Palmitoyl (C16) Palmitoylcarnitin Abb. 2.3: L-Carnitin und seine Ester
Tabelle 2.3 gibt einen Überblick über die Carnitin-Organverteilung und die Konzentration von Carnitin in einigen Geweben beim Hund.
Schrifttum 14
Tab. 2.3: Übersicht der Carnitin-Organverteilung und der Konzentrationen von Carnitin in verschiedenen Geweben beim Hund
L-Carnitin-Organverteilung % Quelle
Muskulatur (Herz u. Skelett) 95 - 98 REBOUCHE
Sonstige Organe < 5 u. ENGEL, 1983
(Leber, Nieren u. a.)
extrazellulärer Pool 0,3
Konzentration in Geweben:
Plasma: µmol/L
Gesamt-Carnitin 24,9 ± 6,6 KEENE et al., 1991a
freies Carnitin 21,9 ± 7
verestertes Carnitin 3,1 ± 2,3
Herzmuskel: µmol/g
Gesamt-Carnitin 0,74 – 2,29 REBOUCHE
u. ENGEL, 1983
Gesamt-Carnitin 8,9 ± 2,3 KEENE et al., 1991a
freies Carnitin 7,4 ± 1,9
verestertes Carnitin 1,5 ±1,7
Skelettmuskulatur:
(Gesamtcarnitin) µmol/g
M. quadriceps 1,62 - 7,38 REBOUCHE
M. biceps 1,67 - 6,43 u. ENGEL, 1983
Zwerchfellmuskulatur 1,05 - 2,22
Leber: 0,12 - 0,36
Nieren: 0,16 - 0,58
Carnitinstatus beim Pferd:
Die Konzentration von Gesamtcarnitin im Plasma von Pferden variiert zwischen 15 und 55 µmol/L (FOSTER et al., 1988; FOSTER und HARRIS, 1989a; FOSTER et al., 1989;
FOSTER und HARRIS, 1992; LAMBERTZ, 1999; CHROBOK, 2000).
70-80 % des Gesamtcarnitins fallen dabei auf freies Carnitin (FOSTER et al.,1988;
HARRIS et al., 1995a). Bei vielen Pferden steigt die Konzentration des Gesamtcarnitins im Laufe des Tages an, die höchste Konzentration kann am späten Nachmittag gemessen werden (FOSTER et al., 1988; LAMBERTZ, 1999). Eine circadiane Rhythmik konnte bei Jährlingen nicht beobachtet werden (FOSTER et al., 1989).
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FOSTER und HARRIS (1987) führten Untersuchungen zur Bestimmung des Gesamtcarnitingehaltes in der Muskulatur durch. Bei adulten Pferden betrugen die Konzentration des Gesamtcarnitins im M. triceps und im M. gluteus medius 28-30 mmol/kg TM. Unter Ruhebedingungen lagen 80-88 % des Gesamtcarnitins als freies Carnitin und 5-15 % als Acetylcarnitin vor. Carnitinester mit einer Kettenlänge >C2 hatten nur einen kleinen Anteil an der Gesamtcarnitinkonzentration im Muskel. In einer Studie von CHROBOK (2000) wurden bei zweijährigen Trabern Konzentrationen an Gesamtcarnitin im M. glutaeus medius von 15,4-19,7 mmol/kg TM beobachtet. Dabei lagen unter Ruhebedingungen 71 % des Gesamtcarnitins als freies Carnitin und 29 % als Carnitinester vor. Bei den Carnitinestern nahmen die kurzkettigen Carnitinester einen Anteil von 83 % und die langkettigen Carnitinester einen Anteil von 17 % ein.
Altersabhängigkeit:
Durch zahlreiche Studien bei verschiedenen Spezies einschließlich des Menschen konnte gezeigt werden, dass der Gehalt an Carnitin im Plasma eine Altersabhängigkeit aufweist (Tab. 2.4). FOSTER und HARRIS (1989a) führten Messungen der Plasmacarnitingehalte von Fohlen und Jährlingen im Vergleich zu älteren Pferden durch. Es konnte in dieser Studie eine hohe signifikante Altersabhängigkeit dokumentiert werden. Die Konzentration von Carnitin im Plasma von Fohlen und Jährlingen betrug nur ca. 50 % der Konzentrationen des adulten Pferdes.
Die Limitierung der endogene Synthese von L-Carnitin bei Neugeborenen, die auch in anderen Spezies beobachtet wird (BATTISTELLA et al., 1980), scheint beim Pferd besonders ausgeprägt zu sein. Dies lässt sich aus den besondes geringen Plasmaspiegeln von Carnitin beim Fohlen ableiten. Zudem ist beim Pferd eine bedarfsdeckende Eigensynthese erst ab einem Alter von 3 Jahren gegeben. Neben den Plasmakonzentrationen steigen auch die Carnitingehalte in der Muskulatur bis zum dritten Lebensjahr an (ZEYNER und HARMEYER, 1999), (Tab. 2.5).
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Tab. 2.4: Mittlere Konzentrationen an freiem Carnitin im Plasma bei Pferden Freies Carnitin im Plasma (µmol/L)
Alter
FOSTER et al. CHROBOK
Vollblüter: 1989a 2000
Fohlen 8
Jährlinge 7,8
2 - Jährige 15 13,4 – 18,3
3 - Jährige 26,3
4 - 6 - Jährige 27
> 7 Jahre (grasende Stuten) 21 > 7 Jahre (Stute mit Fohlen) 24,6
Freies Carnitin im Plasma (µmol/L) Alter
WITTEK u. SOBIRAJ 2004 Warmblutstute (5-13 Jahre) 23,3 – 28,3
Freies Carnitin im Plasma (µmol/L) Ohne Altersangabe
MEISINGER et al. 2004 Haflingerstute adult 11,2 – 19,65
MEISINGER et al. 2004 Haflingerstute adult 14,05 – 17,7 Warmblutstute adult 21,1 – 26,8
Tab. 2.5: Mittlere Konzentrationen an Gesamtcarnitin im M. gluteaus bei Vollblütern Gesamtcarnitin im M. gluteaus medius
(mmol / kg TM)
FOSTER u. Harris CHROBOK Alter
1992 2000 Jährlinge 10,5 – 18,8
2 - Jährige 14,1 – 34,7 15,4 – 19,7 > 3 Jahre 21,3 – 35,5
2.6 Funktionen von L-Carnitin
L-Carnitin ist in einer Reihe von biologischen Prozessen im Körper involviert. Zu den bedeutensten biologischen Funktion von L-Carnitin zählt zum einen die katalytische Funktion bei der mitochondrialen Verbrennung von langkettigen Fettsäuren und zum anderen die metabolische Funktion als Acetylpuffer. Im Gegensatz zur erstgenannten
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katalytischen Funktion, bei der Carnitin nur in verhältnismäßig geringen Mengen benötigt und quasi nicht verbraucht wird, sind bei der metabolischen Funktion als Acetylpuffer größere Mengen an L-Carnitin notwendig. Freies Carnitin wird hierbei zu Carnitinestern umgesetzt und verbraucht. Die Muskelzelle gewinnt ihre Energie durch Verstoffwechse- lung von Kohlenhydraten und Fetten. Fette stellen dabei den Energielieferanten für Dauerleistungen dar, während der Energiebedarf für kurzandauernde Aktivitäten durch die Verbrennung von Kohlenhydraten (Glukose) gedeckt wird. Im Herzen werden bis zu 80 % des Energiebedarfs aus Fetten gewonnen (LOHNINGER et al., 1987; LIEDTKE, 1987), die Skelettmuskulatur hingegen deckt nur ca 50 % des Energiebedarfs durch die Oxidation von freien Fettsäuren. Der restliche Bedarf wird aus Kohlenhydraten und in geringerem Umfang aus Eiweißen bereitgestellt (OHLENSCHLÄGER u. BERGER, 1990).
Katalytische Funktion von L-Carnitin bei der mitochondrialen Verbrennung der Fettsäuren:
In der Muskulatur müssen Fettsäuren zur Verbrennung und Energiegewinnung (β-Oxidation und Citratzyklus) vom Cytosol in die Mitochondrien transportiert werden.
An dieser Stelle kommt L-Carnitin eine „Carrierfunktion“ zu, da nur an L-Carnitin gebundene langkettige Fettsäuren die innere Mitochondrienmembran passieren können.
Nach Eintritt in die Zelle werden die freien Fettsäuren zunächst durch die Bindung von Coenzym A aktiviert. Diese Reaktion wird von der an der äußeren Mitochon- drienmembran, aber auch im endoplasmatischen Retikulum lokalisierten Acyl-CoA- Synthetase katalysiert (KORNBERG u. PRICER, 1953; AAS u. BREMER, 1968;
SCHOLTE u. GROOT, 1975). Die auf diese Weise gebildeten Acyl-CoA-Verbindungen werden dann an der äußeren Seite der inneren Mitochondrienmembran mit Hilfe einer Carnitin-Acyltransferase (I) von Coenzym A auf Carnitin übertragen. Das Enzym Carnitin- Acylcarnitin-Translokase transportiert den Carnitin-Fettsäureester im Austausch gegen freies intramitochondriales L-Carnitin aus dem Cytosol in die Mitochondrien (PANDE, 1975). In der Mitochondrienmatrix läuft die Reaktion dann in umgekehrter Richtung, der Acylrest wird dort durch die Carnitin-Acyltransferase (II) wieder auf CoA transferiert. Das frei werdende Carnitin dient der Carnitin-Acylcarnitin-Translokase als Austauschpartner, die es durch die innere Mitochondrienmembran wieder nach aussen ins Cytosol befördert (PANDE, 1975; RAMSAY u. TUBBS, 1975; PARVIN u. PANDE, 1979).
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Die über das „L-Carnitin-Carrier-System“ eingeschleusten Acyl-CoA-Verbindungen können anschließend durch die β-Oxidation zu Acetyl-Gruppen (Acetyl-CoA) und im abschließenden Citratzyklus in Gegenwart von Sauerstoff weiter zu Kohlendioxid und Wasser abgebaut werden. Bei diesem Prozess wird metabolische Energie in Form von energiereichen Phosphaten (ATP) bereitgestellt (BÖHLES, 1985; KOBAYASHI u.
FUJISAWA, 1994).
Metabolische Funktion von L-Carnitin als Acetylpuffer:
Ein Vergleich der Konzentrationen von freiem L-Carnitin und der von anderen am Energieumsatz beteiligten Intermediärprodukten im Muskel zeigt, dass freies L-Carnitin 10- bis 100fach höher konzentriert ist. Nach HARMEYER (1997) liegen im ruhenden Muskel von Schwein, Pferd und Hund 98 % des Carnitins als freies Carnitin und der Rest als Acylcarnitin vor. Diese hohe Konzentration verleiht L-Carnitin die Fähigkeit, als Acetylpuffer bzw. Acetylspeicher zu fungieren. Diese Funktion ist besonders im Muskel- und Leberstoffwechsel wichtig.
Zu den Stoffwechselbedingungen, bei denen L-Carnitin als Acetylpuffer fungiert, zählen supermaximale, also anaerobe Muskelbelastungen und/oder extrem hohe Lipolyseraten, wie sie z.B. bei hochleistenden Milchkühen und hochtragenden Schafen vorkommen, aber auch Diabetis und Hunger.
Funktion von L-Carnitin im arbeitenden Muskel:
1. Funktion als Acetylspeicher
Reicht im arbeitenden Muskel die oxidative Energiebereitstellung nicht aus, wird der fehlende Teil des ATP-Bedarfs anaerob, d.h. durch Glykolyse, bereitgestellt. Am Ende dieses Prozesses steht Pyruvat, welches, um eine Endprodukthemmung zu vermeiden, entweder zu Laktat reduziert wird oder mit Hilfe des Pyruvat-Dehydrogenase-Komplexes (PDH) oxidativ zu Acetyl-CoA decarboxyliert wird. Da die Kapazität des Citratzyklusses für den Abbau des auf diesem Wege entstandenen Acetyl-CoAs aufgrund des zunehmenden Sauerstoffmangels nicht ausreicht, kommt es zu einer Akkumulation von Acetyl-CoA in den Mitochondrien (CARTER et al., 1981). An dieser Stelle reagiert es mit dem in großen Mengen vorliegendem freien Carnitin weiter zu Acetylcarnitin. Carnitin übernimmt hier
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somit die Funktion als Acetylpuffer. Diese Funktion von Carnitin konnte in Experimenten von FOSTER u. HARRIS (1987a), HARRIS et al. (1987) und CERRETELLI u. MARCONI (1990) belegt werden. In vor und nach intensiver Laufbandbelastung gewonnenen Muskelbioptaten von Pferden war der Gehalt an freiem Carnitin von 98 % auf ca. 10 % ab- gefallen. Der Gehalt an Acetylcarnitin war entsprechend angestiegen. In Untersuchungen von CHROBOK (2000) konnte nach einer Belastung auf dem Laufband in der Muskulatur ein Abfall des freien Carnitins von 83 % auf 57 % bei gleichzeitigem Anstieg der Carnitinester beobachtet werden.
Durch die Übertragung des Acetylrestes von Acetyl-CoA auf Carnitin wird zum einen CoA wieder für weitere katabole Stoffwechselvorgänge frei, andererseits beugt die Speicherung der Acetylreste in Form von Acetylcarnitin einer Hemmung der Pyruvatdehydrogenase vor, so dass Pyruvat weiter zu Acetyl-CoA umgesetzt werden kann (FERRANNINI et al., 1988).
Bei zunehmender Anoxie des Muskels ist jedoch auch der PDH-Weg limitiert. Bei der Umwandlung von Pyruvat zu Acetyl-CoA fallen zwei Reduktionsequivalente in Form von NADH + H+ an, die unter anaeroben Bedingungen nur begrenzt beseitigt werden können.
2. Funktion als Stabilisator eines niedrigen Acyl-CoA / CoA Konzentrationsverhältnisses Eine weitere Funktion von L-Carnitin besteht in der Aufrechterhaltung eines niedrigen Acetyl-CoA / CoA Konzentrationsverhältnisses. Durch die Übertragung des Acylrestes von Acetyl-CoA auf Carnitin wird die Acetyl-CoA-Konzentration gesenkt und die Konzentration von freiem CoA erhöht. Nach BROCKHUYSEN et al. (1965) treibt ein hohes CoA/Acetyl- CoA Verhältnis den Citratzyklus wieder an, da freies Coenzym für die Bildung von Succinyl-CoA erforderlich ist.
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(modifiziert nach CALVANI et al. 2000) Abb. 2.4: Funktion von L-Carnitin
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2.7 Carnitinmangel
Aus klinischer Sicht lassen sich primäre von sekundären Mangelzuständen unterscheiden.
Beim Menschen ist ein primärer Carnitinmangel bekannt geworden. Es wird ein angeborener Defekt im Carnitinmetabolismus vermutet (MCGARRY u. FOSTER, 1980).
Diese Erkrankung ist sehr selten und wird sowohl bei Säuglingen, als auch bei Kindern und Erwachsenen beobachtet (BÖHLES, 1987; JERUSALEM et al., 1987). Abhängig von der Lokalisation werden drei Formen des primären Carnitinmangels unterschieden:
1. Systemischer L-Carnitinmangel:
Beim systemischen L-Carnitinmangel sind die Serum- und Gewebekonzentrationen, vor allem in der Herz- und Skelettmuskulatur (und ggf. in der Leber), erniedrigt. Diese Form führt unbehandelt zum Tod durch Herzinsuffizienz. Eine exzessive Lipidakkumulation im Herzen ist hierbei nachweisbar (BREMER u. HOKLAND, 1987).
2. Muskulärer L-Carnitinmangel:
Beim muskulären L-Carnitinmangel sind die Serum-L-Carnitinspiegel meist normal. Nach JERUSALEM (1980) können bei dieser Form episodisch Nausea, Erbrechen, Anorexie, Hyperhidrose, Belastungsdyspnoe und Bewusstseinsstörungen bis zum Koma sowie eine metabolische Azidose, Hypoglykämie und Hepatomegalie auftreten. In der Muskulatur tritt eine Lipidspeicherung auf, die vorwiegend oder ausschließlich die Typ-I-Fasern betrifft. Als Ursache wird eine Störung des aktiven Transportmechanismus in die Muskelzelle angenommen.
3. Gemischte Form:
Sowohl erniedrigte Spiegel von L-Carnitin im Serum, als auch ein lokaler muskulärer Mangel sind bei dieser Form typisch.
Ein sekundärer L-Carnitinmangel entwickelt sich bei nicht ausreichender exogener Zufuhr, unzureichender Eigensynthese, abnormalen Verlusten oder bei einem überdurch- schnittlichen endogenen L-Carnitinbedarf.
Im Folgenden sind einige Beispiele für die Entstehung eines sekundären L-Carnitin- mangels bei den Haussäugetieren aufgezählt.
Physiologischerweise ist die Versorgung mit L-Carnitin bei ausgewachsenen Tieren durch die endogene Synthese und die exogene Zufuhr mit der Nahrung sichergestellt. Bei
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Neugeborenen hingegen ist die Eigensynthese noch nicht ausreichend, der Bedarf wird in dieser Phase in der Regel durch die Milch gedeckt (SCHIFF et al., 1979).
Bei Erkrankungen der Leber ist neben anderen lebenswichtigen Funktionen auch die hepatische Carnitinbiosynthese stark eingeschränkt. Während Hochleistungsphasen der landwirtschaftlichen Nutztiere, insbesondere bei denen mit einer hohen Beanspruchung des Leberstoffwechsels, ist der Bedarf an L-Carnitin erhöht. In diesen Phasen ist die hepatische Synthese von L-Carnitin möglicherweise nicht ausreichend.
Fleischfresser können ihren Carnitinbedarf langfristig nicht durch Eigensynthese decken.
Durch die Anpassung dieser Spezies an eine Aufnahme carnitinreicher Nahrung in Form von Fleisch hat die Leber vermutlich die Fähigkeit zu bedarfsdeckenden Eigensynthese verloren.
Am häufigsten wird ein sekundärer Carnitinmangel bei ischämischen Zuständen am Herzen beobachtet. Dieser myokardiale L-Carnitinmangel wird auch als „L-Carnitin- insuffizienz“ bezeichnet.
2.8 Belastungs- und trainingsbedingte Einflüsse auf den Carnitinstatus
Einflüsse einer akuten Belastung auf den Carnitinstatus
In einigen Studien ist neben dem Einfluss einer kurzfristigen Belastung auf die Gesamtcarnitinkonzentration im Muskel die belastungsinduzierte Aufteilung des Carnitins in freies und verestertes Carnitin untersucht worden.
Akute Belastungen hoher Intensität wirken sich nicht signifikant auf den Gesamtcarnitingehalt im Muskel oder Plasma aus (FOSTER u. HARRIS, 1987b; HARRIS u. FOSTER, 1990; FOSTER u. HARRIS, 1992; CHROBOK, 2000). Der Gehalt an Acetylcarnitin jedoch steigt, bei gleichzeitgem Abfall des Gehaltes an freiem Carnitin drastisch an (FOSTER u. HARRIS 1987a,b; CARLIN et al., 1990; HARRIS u. FOSTER, 1990; CHROBOK, 2000). Diese Ergebnisse spiegeln die Rolle von Carnitin in der Regulation der intramitochondrialen Acetyl-CoA / CoA-Pools wieder.
In einer Untersuchung von FOSTER und HARRIS (1987b) fiel der Gehalt von freiem Carnitin im M. gluteus medius nach einer Sprintbelastung von 24,3 auf 9,6 mmol/kg TM,
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das entspricht einem Abfall von 60 % im Vergleich zu den Ruhewerten. Gleichzeitig wurde eine Anhäufung von Acetylcarnitin beobachtet. Sowohl freies Carnitin als auch Acetylcarnitin erreichten wieder ihre Ausgangswerte nach einer 30-minütigen Erholungsphase.
In einer weiteren Studie untersuchten HARRIS und FOSTER (1990) die Effekte einer zunehmenden Belastungsintensität auf die Veränderungen der Konzentration und Fraktionen von L-Carnitin im M. gluteus medius. Die Konzentration von Acetylcarnitin stieg während einer hoher Belastungsintensität von durchschnittlich 4 auf 20 mmol/kg TM an, bis sie ein Plateau mit einem Anteil von 70 % am Gesamtcarnitin erreichte. Die Laufbandgeschwindigkeit hatte zwischen 8 und 12 m/s keinen signifikanten Einfluss auf die Akkumulation von Acetylcarnitin. Auch die Konzentration an freiem Carnitin blieb bei hoher Belastungsintensität nach einem Abfall von 27 auf 8 mmol/kg TM annähernd stabil.
Im Gegensatz zu Lactat und Glycerol-3-Phosphat fand eine Anhäufung von Acetylcarnitin im Muskel bereits bei geringer bis mäßiger Belastungsintensität statt. Dies verdeutlicht die wichtige Rolle von Carnitin bei der Bereitstellung von langkettigen Fettsäuren bei vorwiegend aeroben Belastungen. Bei anaeroben Sprintbelastungen wurde die höchste Konzentration an Acetylcarnitin kurz vor dem rapiden Anstieg des Plasmalactats erreicht.
Dies könnte bedeuten, dass das überschüssige Acetylcarnitin zunächst von Carnitin abgepuffert und dann als Pyruvat zu Lactat umgewandelt wird. Zu keinem Zeitpunkt der Messung konnte im Muskel ein vollständiger Umsatz von freiem Carnitin zu Acetylcarnitin beobachtet werden.
In einer Studie von CHROBOK (2000) wurden die Konzentrationen an freiem Carnitin, Gesamtcarnitin, an kurzkettigen und langkettigen Carnitinestern, sowie an Carnitinestern insgesamt im Musculus gluteus medius (mg/kg TM) in Ruhe und nach einer standardisierten Stufenbelastung mit maximalen Laufbandgeschwindigkeiten von 10 m/s ermittelt. In Ruhe bestand 83 % des Gesamtcarnitins aus freiem Carnitin. Im Verlauf der Belastung fiel die Konzentration an freiem Carnitin auf 57 % ab. In Ruhe bestanden ca. 75
% und nach dem Belastungstest ca. 83 % der Carnitinester aus kurzkettigen Estern. Der Anteil der kurzkettigen Carnitinester stieg durch die Belastung von 83 auf 92 % (Carnitinester insgesamt = 100 %) an.
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Trainingsbedingte Einflüsse auf den Carnitinstatus:
In Untersuchungen beim Menschen und bei Ratten (CIMAN, RIZZOLI und SILIPRANDI, 1980; LENNON et al., 1983; SANGUQ et al., 1984; COOPER et al., 1986; NEGRAO et al., 1987; CONSTANTIN-TEODOSIN et al., 1996) konnte gezeigt werden, dass der Spiegel an L-Carnitin im Plasma und in der Herz- und Skelettmuskulatur durch Training ansteigt.
Auch bei Pferden wurden einige Studien zum Einfluss von Training auf den Carnitinstatus durchgeführt. FOSTER und HARRIS (1989a) dokumentierten einen signifikant höheren (+ 30 %) Plasmacarnitinspiegel bei trainierten drei- bis sechsjährigen Vollblütern als bei untrainierten Vollblütern des gleichen Alters. Diese Beobachtungen könnten das Ergebnis einer gesteigerten Biosynthesekapazität oder einer verminderten renalen Ausscheidung als Reaktion auf den gesteigerten Bedarf der Gewebe unter Belastungsbedingungen sein.
In einer weiteren sechsmonatigen Studie von FOSTER und HARRIS (1992) wurden die Carnitinkonzentrationen im M. gluteus medius bei zweijährigen trainierten und untrainierten Vollblütern gemessen (Tab. 2.6). Es konnte kein trainingsbedingter Anstieg des Gesamtcarnitins festgestellt werden, die Gesamtcarnitinkonzentration im M. gluteus medius zeigte jedoch bei den trainierten Pferden eine geringere Variationsbreite als bei den untrainierten. Zudem stellten die Autoren eine positive Korrelation zwischen dem Carinitingehalt im Muskel und der Aktivität des Enzyms Citratsynthase fest. Sie interpretierten dies als einen möglichen Zusammenhang zwischen dem Carnitingehalt im Muskel und einem trainingsbedingten Anstieg der Mitochondriendichte in den Muskelzellen.
CHROBOK (2000) untersuchte bei zweijährigen Trabern die Gehalte an Gesamtcarnitin im M. glutaeus medius vor und nach einem 5-wöchigen Training. In dieser Studie konnte kein signifikanter Anstieg des Gehaltes an Gesamtcarnitin festgestellt werden, der Anstieg betrug 12 %. Auch im Plasma konnte kein trainingsbedingter Anstieg der Konzentration an Gesamtcarnitin dokumentiert werden.
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Tab. 2.6: Konzentration von Gesamtcarnitin im M. gluteaus medius bei zweijährigen Vollblütern und zweijährigen Trabern mit unterschiedlichen Trainingszuständen
Trainingszustand Gesamtcarnitin im M. gluteaus medius (mmol/kg TM)
FOSTER u. HARRIS Chrobok
1992 2000
untrainiert 18,5 - 34,7
mäßig trainiert 14,1 - 24,2 14,7 voll trainiert 22,9 - 26,9 16,5
2.9 Supplementierung von L-Carnitin
In der Literatur wird über zahlreiche Effekte von Carnitinzulagen beim Menschen und beim Tier berichtet. Der Frage, ob Supplementierungen von Carnitin überhaupt zu einem Anstieg der Konzentration von Carnitin im Plasma oder in der Muskulatur führen, aus denen die beschriebenen Effekte resultieren, wurde in einigen Studien nachgegangen.
Tabelle 2.7 gibt einen Überblick über die Effekte einer oralen Carnitinzulage auf die Gehalte an Gesamtcarnitin im Plasma und in der Muskulatur bei verschiedenen Spezies.
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Tabelle 2.7: Effekte einer oralen Carnitinsupplementierung auf den Gehalt an Gesamtcarnitin im Plasma bei verschiedenen Spezies
Spezies Tagesdosis und Gesamtcarnitin im Plasma (µmol/L) Quelle Dauer der Zulage Vor Zulage Nach Zulage
Mensch Einmalig 30 mg/kg oral: RIZZA et al.
oder 100 mg/kg 1995
oral / intravenös
60,42 30 mg 60,62 100 mg 64,51 24 h vor Messung intravenös
37,2 30 mg 41,1 100 mg 147,3
Mensch 2 g 46 60 HARPER
nach 3–9 h et al. 1988
Mensch 6 g 51 75 HARPER
nach 2-7 h et al. 1988
Mensch 2 g/d über 2–4 41,3 46 GREIG et
Wo al. 1987
Hund 1 g, 3 h vor 19,3 86 IBEN 1999
Messung
Maus 221 mg/kg KGW Nach 1-wöchiger Zulage COSTELL
pro Tag für 1 Wo Kontrolle nach Zulage u. GRISOLA od. 6 Monate 2 Monate alt: 38,1 55,2 1992
7 Monate alt: 35,3 52,3 Nach 5-monatiger Zulage
Kontrolle nach Zulage 7 Monate alt: 35,3 49,9 12 Monate alt: 36,4 58,8
Bei Pferden wurden sowohl die Effekte von einmaligen, als auch von längerfristigen oralen Zulagen von Carnitin auf den Gehalt an Gesamtcarnitin im Plasma untersucht.
FOSTER et al. (1989b) untersuchten den Gehalt an Gesamtcarnitin und freiem Carnitin im Plasma vor und vier bis fünf Stunden nach einmaliger Gabe von 10 g Carnitin. Dabei stieg der Gehalt an Gesamtcarnitin im Plasma von 18,8 auf 33,9 µmol/L und der Gehalt an freiem Carnitin im Plasma von 12,5 auf 26 µmol/L an.
Einen höheren Anstieg des Gehaltes an Gesamtcarnitin im Plasma verzeichneten HARRIS et al. (1995a), die Konzentration stieg bei dieser Untersuchung von anfänglich 28,5 auf 49,1 µmol/L vier Stunden nach einer Zulage von 10 g Carnitin.
BENAMOU und HARRIS (1993) untersuchten bei Stuten und ihren Fohlen die Veränderungen der Konzentration von Carnitin im Plasma und in der Milch während der ersten drei Monate der Laktation. Die tägliche Supplementierung von 10 g Carnitin begann 14 Tage vor der Geburt und wurde über drei Monate nach der Geburt fortgesetzt. Zum Zeitpunkt der Geburt wies die supplementierte Gruppe der Stuten einen 2-fach höheren Gehalt an Carnitin im Plasma auf. In beiden Gruppen (supplementierte Stuten und nicht
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supplementierte Stuten) fiel die Konzentration von Carnitin im Plasma in den ersten Tagen nach der Geburt ab, lediglich in der supplementierten Gruppe konnte ein nachfolgender Anstieg beobachtet werden. Die Konzentration von Carnitin in der Milch sank kontinuierlich über den gesamten Versuchszeitraum in beiden Gruppen, die supplementierte Gruppe wies jedoch einen tendenziell höheren Gehalt auf. Direkt nach der Geburt fiel sowohl bei den Fohlen der supplementierten als auch bei den Fohlen der nicht supplementierten Stuten der Gehalt an Carnitin im Plasma ab, allerdings konnte in der Gruppe der Fohlen der supplementierten Gruppe ein nachfolgender Anstieg beobachtet werden.
FOSTER et al. (1988) führten bei Vollblütern eine orale Supplementierung von 1x10 bis 3x20 g Carnitin täglich durch. Sieben Stunden nach der einmaligen Zulage von 10 g Carnitin stieg die Plasmacarnitinkonzentration auf 31,8 µmol/L, bei 2x30 g Carnitin stellten die Autoren einen Anstieg auf 36,5 µmol/L fest, wodurch der Anstieg der Konzentration im Plasma nicht proportional zur Supplementierungshöhe war. Der Frage, welche Dosierung bei der Supplementierung zu empfehlen ist, gingen 1989 FOSTER u. HARRIS nach, indem sie über einen Zeitraum von 50 Tagen orale tägliche Mengen von 15, 30 und 60 g Carnitin verabreichten. Die beschriebenen Mengen wurden dabei auf drei Dosen pro Tag verteilt. Im Vergleich zu der Zulage von 15 g Carnitin konnten bei der Gabe von 30 und 60 g Carnitin nur geringfügig höhere Plasmacarnitinspiegel festgestellt werden, so dass die Autoren eine niedrige, jedoch häufige Supplementierung von Carnitin empfahlen. Ein Effekt der Carnitinzulagen auf die Körpermassenentwicklung der Versuchstiere konnte nicht bestätigt werden.
Tägliche orale Zulagen von 5 g Carnitin über sechs Monate führten in Untersuchungen von IBEN et al. (1992) beim Pferd zu einem Anstieg des Gesamtcarnitins im Plasma von 34,4 µmol/L (vor der Supplementierung) auf 37,9 µmol/L.
In einer über 16,5 Wochen dauernden Studie von CHROBOK (2000) wurden zweijährigen Trabern täglich 10 g L-Carnitin supplementiert. Vor Beginn der Zulage betrug die mittlere Konzentration an Gesamtcarnitin im Plasma 25,3 µmol/L, nach viermonatiger Zulage von Carnitin 63,7 µmol/L. Am Endes des Versuchszeitraumes wurden zudem die Gehalte an freiem Carnitin vor und nach einer Laufbandbelastung bestimmt. Während zu Beginn der Belastung Gehalte von 44,2 µmol/L beobachtet werden konnten, lagen sie nach der
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Belastung bei 40 µmol/L. Tabelle 2.8 gibt eine Übersicht über die Effekte einer oralen Zulage von Carnitin auf die Konzentration von Gesamtcarnitin im Plasma beim Pferd.
Tab. 2.8: Effekte einer oralen Carnitinsupplementierung auf den Gehalt an Gesamtcarnitin im Plasma beim Pferd
Spezies Tagesdosis und Carnitin im Plasma (µmol/L) Quelle Dauer der Zulage Vor Zulage Nach Zulage
Pferd 10 g/d über Gesamtcarnitin CHROBOK
4 Monate 25,3 63,7 2000
Freies Carnitin
Beginn Belastung: 44,2
Ende Belastung: 40
Pferd 10 g 4 h vor Gesamtcarnitin HARRIS et
Messung 28,5 49,1 al. 1995a
Pferd 10 g/d Stute: BENAMOU
Beginn: 14 d a.p. Plasma: u. HARRIS
fortdauernd über Verdopplung zur Zeit der Geburt in supple- 1993 3 Monate mentierter Gruppe
Milch:
Tendentiell höher als in Kontrollgruppe
Fohlen:
Tendentiell höhere Plasmakonzentrationen als in Kontrollgruppe, Abfall zum Zeitpunkt der Ge- burt in beiden Gruppen, danach Anstieg nur in
supplementierter Gruppe
Pferd 5 g/d über Gesamtcarnitin: IBEN et al.
6 Monate 34,4 37,9 1992
Pferd 15, 30 und 60 g/d Gesamtcarnitin: 35,4 (15 g) FOSTER u.
über 21 Tage 33,9 34,6 (30 g) HARRIS
43,7 (60 g) 1989
Pferd 10 g 4-5 h vor Gesamtcarnitin: FOSTER et
Messung 18,3 33,9 al. 1989b
Freies Carnitin:
12,5 26
Pferd 10 und 60 g/d Freies Carnitin: FOSTER et al.
über 58 Tage 21,2 31,8 (10 g) 1988
36,5 (60 g)
Acetylcarnitin:
~ 1 5,5 (60 g)
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Neben dem Einfluss oraler Carnitinzulagen auf die Plasmacarnitinkonzentration war in einigen Studien der Effekt einer oralen Carnitinsupplementierung auf den Gehalt von Carnitin in der Muskulatur Gegenstand der Untersuchung.
Beim Pferd fallen im Vergleich zu den Konzentrationszunahmen im Plasma die Konzentrationanstiege in der Muskulatur geringer aus oder können nicht nachgewiesen werden.
FOSTER et al. (1988) supplementierten Pferden über zwei Wochen orale Dosen von 10, 20 oder 40 g Carnitin täglich und über eine Woche täglich 60 g Carnitin, wobei keine signifikanten Anstiege der Gesamtcarnitinkonzentration in der Muskulatur beobachtet werden konnten.
Selbst bei einer täglichen intravenösen Verabreichung von 10 g Carnitin über einen Zeitraum von 25 Tagen konnten keine signifikanten Konzentrationsunterschiede von Carnitin in der Muskulatur erzielt werden (HARRIS et al., 1995b).
Im Unterschied dazu zeigten Untersuchungen von CHROBOK (2000) nach einer fünf- wöchigen oralen Supplementierung von Carnitin einen Anstieg des Gehaltes an Gesamtcarnitin in der Muskulatur von 19,7 auf 28,7 mmol/kg TM.
Tab. 2.9: Effekte einer Carnitinsupplementierung auf die Konzentration von Gesamtcarnitin in der Muskulatur bei verschiedenen Spezies
Spezies Tagesdosis und Gesamtcarnitin in der Muskulatur Quelle Dauer der Zulage (mmol/kg TM)
Vor Zulage Nach Zulage
Mensch 4 g/d über 3 mmol/g Frischmasse WACHTER
Monate 4,1 Direkt nach Belastung: et al. 2002
Radfahren sub- 4,79
maximal bis 2 Monate später:
maximal 4,19
Mensch 50 mg/d über 17 16 DECOMBAZ
2 Wo et al. 1992
Mensch 1 g/d über Langstreckenläufer ARENAS et
6 Monate 26,3 20 al.1991
Sprinter
19,4 21
Pferd 10 g/d über 5 Wo 19,7 28,7 CHRO-
BOCK 2000
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Fortsetzung Tab. 2.9
Spezies Tagesdosis und Gesamtcarnitin in der Muskulatur Quelle Dauer der Zulage (mmol/kg TM)
Vor Zulage Nach Zulage
Pferd 10 g/d über 26 Tage 28,9 Tag 1 nach Zulage: 22 Tag 10 nach Zulage:
28,3
HARRIS et al. 1995a
Pferd Über 14 Tage: FOSTER
10, 20 oder 40 g/d 31,2 34,5; 33,5; 32,5 et al. 1988 Über 7 Tage:
2x30 g oder 31,2 36,1
3x20 g 31,2 37,1
Ratte 500 mg /kg/d 3,8 6,6 HEINONEN
über 6 Wo et al. 1992
Ratte 100 mg/kg/d 4,2 7,56 DECOMBAZ
über 3 Wo et al. 1990
Als wichtigste Funktion übernimmt Carnitin bei Mensch und Tier eine Schlüsselrolle bei der Bereitstellung von Energie. Aus diesem Grunde wurde in zahlreichen Studien ein möglicher leistungssteigender Effekt von Carnitin bei verschieden Spezies untersucht.
Aufgrund unterschiedlicher Studiendesigns, Belastungsarten und Intensitäten sowie verschiedenen Dosierungen und Supplementierungszeiträumen wird eine vergleichende Betrachung der Studienergebnisse erschwert. L-Carnitin konnte in einigen Studien Stoffwechselparameter, wie zum Beispiel die Lactatwerte im Blut, den O2-Verbrauch oder die Herzfrequenz, verbessern (SILIPRANDI et al., 1990; VECCHIET et al., 1990;
BORGHIJS und DE WILDE, 1992; SWART et al., 1997) oder die messbare sportliche Leistung steigern (VECCHIET et al., 1990; DUBELAAR et al., 1991; BRASS et al., 1993;
SWART et al., 1997; BACURAN et al., 2003; KIM et al., 2004). In Studien von GIAMBERARDINO et al. (1996) und VOCEK (2002) konnten positive Effekte einer Carnitinsupplementierung auf den belastungsinduzierten Muskelschmerz und auf die Muskelfaserzerstörung beobachtet werden. Andere Studien hingegen (BARNETT et al., 1994; COLAMBANI et al., 1996 und WACHTER et al., 2002) fanden keine Effekte auf die Leistungsparameter, des Weiteren konnte eine Gewichtsreduktion oder eine Abnahme des Anteils an Fettgewebe durch eine Zulage von Carnitin in Kombination mit Training nicht beobachtet werden (VILLANI et al., 2000 und SALDANHA AOKI, 2004).
Schrifttum 31
In der nachfolgenden Tabelle 2.10 sind die Effekte von Carnitinzulagen auf verschiedene Leistungsparameter und biochemische Merkmale bei verschiedenen Spezies zusammen gestellt.
Tab. 2.10: Effekte von Carnitinzulagen auf verschiedene Leistungsparameter und biochemische Merkmale bei verschiedenen Spezies im Vergleich zur Kontrollgruppe,
↓ = niedriger; ↑ = höher; ↔ = kein Unterschied zur Kontrolle
Spezies Belastung L-Carnitin- Dosis/d und Dauer der Zulage
Effekte von L- Carnitin in Ruhe und unter Belastung im Vergleich zur Kontrolle
Quelle
Mensch Radfahren submaximal bis maximal
4 g/d über
3 Monate Aktivität der mitochondrialen Enzyme Citrat- Synthase und Cytochrom-Oxidase ↔
Muskelfaserzusammensetzung ↔ ; Leistung ↔
Gesamtcarnitin im Muskel (µmol/g Frischmasse):
in Ruhe: 4,1 µmol/g direkt nach Belastung: 4,8 2 Monate später: 4,19
WACHTER et al. 2002
Mensch Radfahren trainiert
2 g/d über 3 Wo
Geringerer trainingsinduzierter Anstieg der Plasmamarker des Purinabbaus und der cytosolischen Proteine.
Plasma-Malondialdehyd erreichte im Ver- gleich zur Kontrolle schneller seine Ruhewerte;
Muskelfaserzerstörung erreichte nur 41-45%
der Kontrolle.
VOLEK 2002
Mensch 30 min Gehen
4 g, 4 d/Wo über 8 Wo
Einfluss von Carnitin in Kombination mit aerobern Training auf Gewichtsverlust moderat übergewichtiger Frauen:
Kein signifikanter Einfluss auf
durchschnittlichen Body Mass Index, Anteil des Fettgewebes, Fettverbrennung in Ruhe oder Energieverbrauch in Ruhe.
VILLANI et al. 2002
Mensch 10 min Lauf- band, maximal trainiert
1 g vor Be-
lastung Freies Carnitin im Plasma:
in Ruhe: 71,3 µmol{
nach Belastung: 71,8 µmol/L
NUESCH et al. 1999
Mensch Laufband Marathonläu- fer
2 g/d über
6 Wo Während Belastung:
Renngeschwindigkeit: ↑; O2-Verbrauch ↓ Herzfrequenz ↓
SWART et al. 1997 Mensch 20 min
starke Belastung des M.
quadriceps über 7 Wo untrainiert
3 g/d in den letzten 3 Wo
Nach Belastung:
Muskelschmerz ↓
Schmerzempfindlichkeit ↓ Creatinkinase ↓
GIAMBER- ADRINO et al. 1996
Schrifttum 32
Fortsetzung Tab. 2.10
Spezies Belastung L-Carnitin- Dosis/d und Dauer der Zulage
Effekte von L- Carnitin in Ruhe und unter Belastung im Vergleich zur Kontrolle
Quelle
Mensch Marathonlauf 2 g 2 h vor Marathon und erneut nach 20 km
Nach Belastung:
Gehalt an Plasmacarnitin (alle Fraktionen) ↔ Leistung ↔
Plasmakanzentrationen von:
Glukose, Lactat, Pyruvat ↔
FFS, Glycercol, beta-Hydroxybutyrat ↔ Insulin, Glykagon, Cortisol ↔
Creatinkinase, Lactatdehydrogenase ↔
COLOM- BANI et al. 1996
Mensch Radfahren Sprintbela- stung
4 g/d über 14 Tage
Nach Belastung:
Gesamt und freies Carnitin im Plasma ↑ Muskelcarnitin ↔
Lactatakkumulation ↔
BARNETT et al. 1994
Mensch Radfahren submaximal
6 g/d über 7 und 14 Tage
Ruhe:
Herzfrequenz: ↔
Gesamt- und freies Carnitin im Serum↑
Gesamtcarnitin und Glykogen im Muskel ↔ Nach Belastung:
Freies u. Gesamtcarnitin (Serum) ↔ kurzkettiges Aclycarnitin (Serum) ↔
Gesamtcarnitin- Glykogengehalt (Muskel) ↔ freies Carnitin (Muskel) ↓
VUKOVICH et al. 1994
Mensch Marathon-
läufer 2 g über
4 Wo Aktivität der Enzyme der Atmungskette in der Muskulatur:
NADH-Cytochrom-C-Reduktase, Succinat- Cytochrom-C-Reduktase u. Cytochrom- Oxidase ↑
Succinat-Dehydrogenase u. Citrat- Synthase ↔
freies u. Gesamtcarnitin ↑
HUERTAS el al. 1992
Mensch Radfahren unter Maxi- malbelastung moderat trainiert
2 g 1 h vor
Beginn In Ruhe:
freies Carnitin (Plasma) ↑ Carnitinester (Plasma) ↔ Nach Belastung:
Lactat (Plasma) ↓ ; Pyruvat (Plasma) ↓ Acetylcarnitin (Plasma) ↓
SILIPRANDI et al. 1990
Mensch Radfahren unter Maxi- malbelastung moderat trainiert
2 g 1 h vor
Beginn VO2 max ↑ Lactat (Plasma) ↓ Leistung um 30% ↑
VECCHIET et al. 1990
Ratte Schwimmen 60 min/d für 6 Wo (trainiert)
28 mg/kg in den letzten 14 Tagen des Trainings
Verlust an Fettgewebe ↔
Gehalt an Carnitin in Mitochondrien: 2fach ↑ SALDANHA AOKI et al. 2004
