Effekte unterschiedlicher Stärketräger und deren Bearbeitung auf die postprandiale Glucose- und Insulinreaktion beim Pferd

Effekte unterschiedlicher Stärketräger und deren Bearbeitung auf die postprandiale Glucose- und

Insulinreaktion beim Pferd

I N A U G U R A L - D I S S E R T A T I O N zur Erlangung des Grades einer

DO K T O R I N D E R TI E R M E D I Z I N

durch die Tierärztliche Hochschule Hannover

Vorgelegt von

Cindy Bothe

aus Bad Harzburg

Hannover 2001

1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. M. Coenen

2. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. Rehage

Tag der mündlichen Prüfung: 03.12.2001

I

NHALTSVERZEICHNIS

I E

^INLEITUNG

... 11

II S

^CHRIFTTUM

... 12

1 M

ORPHOLOGIE UND CHEMISCHE

S

TRUKTUR DER

S

TÄRKE

12

1.1 Struktureller Aufbau von Stärke 12

1.2 Struktur der Stärke verschiedener Getreide und die Folgen von

mechanischer oder thermischer Einwirkung 13

2 S

TÄRKEVERDAUUNG BEIM

P

FERD

17

2.1 Stärkeabbau im Verdauungstrakt des Pferdes 17

2.1.1 Enzymatischer Abbau 17

2.1.1.1 α-Amylase/β-Amylase 2.1.1.2 Oligo-/ Disaccharasen

2.1.2 Mikrobieller Abbau von Stärke 19

2.1.2.1 Magen 2.1.2.2 Dünndarm 2.1.2.3 Dickdarm

2.2 Scheinbare Verdaulichkeit unterschiedlicher Stärkearten und

-zubereitungen 22

3 R

EGULATION DER

G

LUCOSEHOMÖOSTASE

26

3.1 Insulin 26

3.2 Toleranztests 29

3.2.1 Glucosetolerantest 29

3.2.1.1 Oraler Glucosetoleranztest 3.2.1.2 Intravenöser Glucosetoleranztest

3.2.2 Stärketoleranztest 34

3.3 Reaktion von Blutglucose- und -insulinspiegel auf unterschiedliche

Futtermittel 36

4 Z

USAMMENFASSUNG

40

III E

^IGENE

U

NTERSUCHUNGEN

... 41

1 Z

IEL DER

U

NTERSUCHUNGEN

41

2 M

ATERIAL UND

M

ETHODEN

41

2.1 Versuchsplan 41

2.2 Probanden 43

2.3 Versuchsfutter und Rationsgestaltung 43

2.3.1 Aufstellung der Versuchsvarianten 43

2.3.2 Verwendete Techniken der mechanischen Futtermittelbehandlung 44 2.3.3 Verwendete Techniken der thermischen Futtermittelbehandlung 45 2.3.4 Gelatinisierungsgrad der verschiedenen Futtermittel 47

2.4 Versuchsablauf/ Methoden 48

2.4.1 Adaptation und Fütterungstechnik 48

2.4.2 Versuchstag/ Probennahme 49

2.5 Untersuchungsmethoden 50

2.5.1 Futtermittel 50

2.5.2 Plasmaproben 53

2.5.3 Kotproben 54

2.6 Statistische Methoden 56

3 E

RGEBNISSE

57

3.1 Futterakzeptanz, allgemeine Beobachtungen 57

3.1.1 Futteraufnahmeverhalten/ Futterakzeptanz 57

3.1.2 Gesundheit 58

3.1.3 Gewichtsentwicklung 59

3.2 Überprüfung der Methodik 61

3.2.1 Wiederholungsversuche 61

3.2.2 Individuelle Unterschiede in den postprandialen Glucosekurven und der

Insulinreaktion 67

3.3 Postprandiale Veränderungen der Plasmaparameter 69 3.3.1 Vergleich der Glucose- und Insulinkurven bei den ganzen Getreiden

sowie bei Grünmehl als Kontrollvariante 69

3.3.2 Hafer 73

3.3.2.1 Glucosekonzentrationen im Plasma 3.3.2.2 Insulinkonzentrationen im Plasma

3.3.2.3 Korrelation zwischen Plasmaglucose und -insulin

3.3.3 Gerste 79

3.3.3.1 Glucosekonzentrationen im Plasma 3.3.3.2 Insulinkonzentrationen im Plasma

3.3.3.3 Korrelation zwischen Plasmaglucose und -insulin

3.3.4 Mais 85

3.3.4.1 Glucosekonzentrationen im Plasma 3.3.4.2 Insulinkonzentrationen im Plasma

3.3.4.3 Korrelation zwischen Plasmaglucose und -insulin

3.3.5 Hirse 91

3.3.5.1 Glucosekonzentrationen im Plasma 3.3.5.2 Insulinkonzentrationen im Plasma

3.3.5.3 Korrelation zwischen Plasmaglucose und -insulin

3.3.6 Konzentration des Gesamteiweißgehaltes im Plasma 95

3.4 Analyse der Kotparameter 97

3.4.1 Stärkehalte im Kot 97

3.4.2 pH-Werte im Kot 97

3.4.3 Konzentration der kurzkettigen Fettsäuren im Kot 98

3.5 Zusammenfassung der Ergebnisse 99

IV D

^ISKUSSION

... 100

1 K

RITIK DER

M

ETHODEN

100

1.1 Auswahl der Versuchstiere 100 1.2 Auswahl der Untersuchungsparameter 100 1.3 Randomisierung der Futtermittel 101 1.4 Stärkegehalt in der Ration 102

2 G

LYCÄMISCHE

E

FFEKTE UND

I

NSULINREAKTION AUF DIE

F

ÜTTERUNG VON

G

RÜNMEHL

/ H

EU UND UNBEHANDELTEM

G

ETREIDE

104 3 E

INFLUSS VON MECHANISCHER UND THERMISCHER

B

EHANDLUNG AUF DIE UNTERSUCHTEN

P

ARAMETER

109 4 S

CHLUSSFOLGERUNG

128 V Z

USAMMENFASSUNG

... 129

VI S

^UMMARY

... 132

VII L

ITERATURVERZEICHNIS

... 135

VIII A

^NHANG

... 146

A

BKÜRZUNGSVERZEICHNIS

In dieser Arbeit wurden neben allgemein üblichen Abkürzungen folgende spezielle Kurzformen verwendet:

ad lib. ad libitum

AUC Area under the curve BCS Body Condition Score Buttersre Buttersäure

CCM Corn Cob Mix

DE digestible energy, verdauliche Energie et al. et alii

e.U. eigene Untersuchungen

ext. externa

EZ Ernährungszustand

F Funny

Fa. Firma

FID Flammenionisations- detektor

FM Futtermittel

Fo Fohlen

G Gelatinisierungsgrad

GIT Gastrointestinaltrakt

Glu Glucose

glycäm. glycämisch

I.E. Internationale Einheiten

Ins Insulin

IVGTT intravenöser

Glucosetoleranztest

K Katalora

KBE Koloniebildende Einheiten

KH Kohlenhydrate

KM Körpermasse

konz. konzentriert

M Miss Monrovia

MJ Megajoule

mikr. mikronisiert

MW Mittelwert

µU/ mikroU mikro Unit

n Anzahl

N. Nervus

NfE Stickstofffreie Extraktstoffe

NSS Nasenschlundsonde

OGTT oraler Glucosetoleranztest

O Olga

oS organische Substanz

p.inj. post injectionem

Pfd Pferd

Pn Pony

ppr. postprandial, definiert als Zeitraum nach

Beendigung der Mahlzeit r Korrelationskoeffizient

Ra Rohasche

Rfa Rohfaser

Rfe Rohfett

Rp Rohprotein

Sacch. Saccharose

SCFA short chained fatty acids (kurzkettige Fettsäuren)

SD Standardabweichung

signif. signifikant

Stä Stärke

STT Stärketoleranztest

sV scheinbare Verdaulichkeit

Tab. Tabelle

term. terminal

TS Trockensubstanz

U Umbela

uS ursprüngliche Substanz Valeriansre Valeriansäure

V. Vena

VDLUFA Verband Deutscher Land- wirtschaftlicher

Untersuchungs- und Forschungsanstalten vRp verdauliches Rohprotein

W Wepper

Zu Zucker

Zeitpkt Zeitpunkt

Die für die einzelnen Futtermittelvarianten verwendeten Abkürzungen sind auf der nächsten Seite gesondert zusammengestellt.

Die verschiedenen verwendeten Futtermittelvarianten wurden wie folgt abgekürzt:

Hafer:

Hf g ganzer Hafer Hf Sf Haferschrot fein

QHf l leicht gequetschter Hafer Hf D gedämpfter Hafer QHf s stark gequetschter Hafer Hf F geflockter Hafer

Hf Sg Haferschrot grob Hf P gepuffter Hafer

Gerste:

Ge g ganze Gerste Ge D gedämpfte Gerste

Ge B gebrochene Gerste Ge F geflockte Gerste

Ge Sg grob geschrotete Gerste Ge P gepuffte Gerste

Ge Sf fein geschrotete Gerste Mais:

Ma g ganzer Mais Ma D gedämpfter Mais

Ma B gebrochener Mais Ma M mikronisierter Mais

Ma Sg grob geschroteter Mais Ma F geflockter Mais

Ma Sf fein geschroteter Mais Ma P gepuffter Mais

Hirse:

Hi g ganze Hirse Hi D gedämpfte Hirse

Hi Sg grob geschrotete Hirse Hi F geflockte Hirse

Hi Sf fein geschrotete Hirse Hi P gepuffte Hirse

Grünmehl:

Grm pelletiertes Grünmehl

I Einleitung

Das Pferd hat als herbivore Species einen Verdauungstrakt, der von Natur aus auf die Verwertung von faserreichen Pflanzenteilen eingestellt ist. Die alleinige Versorgung mit Gräsern oder den Graskonserven Heu und Silagen ist allerdings bei hohen Leistungen mit dem entsprechenden Energiebedarf schwierig bzw. nicht möglich. Daher ist Getreide traditionell in der Ration von Arbeitspferden, laktierenden Stuten und wachsenden Pferden vertreten. Mit der Fütterung von Getreide werden dem Pferd große Mengen an Kohlenhydraten – in Form von Stärke – zugeführt, die je nach Quantität und Art des Getreides unterschiedlich gut im Dünndarm abgebaut werden. Ein Eintrag von erheblichen Mengen unverdauter Stärke in den Bereich des Dickdarms kann die Folge sein (HINTZ et al. 1971), was eventuell zu gesundheitlichen Störungen (Caecumacidose u.ä.) führt.

Eine mechanische oder thermische Behandlung der Getreide kann die Stärke aufschließen und damit die Dünndarmverdaulichkeit verbessern.

Zur Verdaulichkeit verschiedener Stärketräger wurden bislang zahlreiche Untersuchungen an fistulierten Tieren durchgeführt (RADICKE 1990, POTTER et al. 1992, WILKE1992, KLEFFKEN 1993 u.a.). Diese Methode ist sehr aufwendig, und nicht zuletzt ist die hierdurch bedingte niedrige Tierzahl bei den publizierten Untersuchungen von Nachteil. Beim Vergleich der Versuchsergebnisse zeigen sich zum Teil starke Differenzen durch unterschiedliches Versuchsdesign (Rationszusammensetzung, Lage der Fistel, Entnahmetechnik).

Eine mögliche Alternative ist die Bestimmung des Substrats Glucose und des entsprechend regulativ wirkenden Hormons Insulin im Blut. Dazu gibt es bislang Untersuchungen zu einzelnen Futtermitteln, wobei die Resultate ebenfalls wegen sehr uneinheitlicher Versuchsbedingungen (Stärkegehalte der Ration, Blutentnahmeintervalle etc.) divergieren.

Das Ziel dieser Arbeit ist die Auswertung der glycämischen Reaktion auf vier in der Pferdefütterung wichtige Getreidesorten (Hafer, Gerste, Hirse, Mais) in jeweils bis zu acht verschiedenen mechanischen oder thermischen Zubereitungen. Diese Zusammenstellung unter identischen Versuchsbedingungen erlaubt einen direkten Vergleich der Wirkung unterschiedlicher Futtermittel auf die Plasmaparameter Glucose und Insulin.

II Schrifttum

1 Morphologie und chemische Struktur der Stärke

1.1 Struktureller Aufbau von Stärke

Getreide ist der üblicherweise eingesetzte Energieträger beim Pferd. Seinen Energiegehalt verdankt es der Stärke, die 40 – 65 % des Getreidekorns ausmacht (DLG 1995). Die Stärke als pflanzlicher Reservestoff besteht aus zahlreichen Glucose-Resten, die unterschiedlich miteinander verknüpft sind. Durch Extraktion und Fraktionierung läßt sich Stärke in zwei verschiedene Stoffe zerlegen:

1. Amylose kommt zu 20-30 % in Getreidestärke vor und besteht aus 1,4-α-glycosidisch verbundenen Glucose-Molekülen. Durch diese Bindung entstehen schraubenförmig gewundene, lange Ketten (ROONEYet al. 1986).

2. Amylopektin ist ein verzweigtes Polysaccharid, das 70-80 % der Stärke im Getreide darstellt. 2.000-200.000 Glucose-Einheiten sind darin 1,4- und 1,6-α-glycosidisch verbunden. Die 1,6-Bindung erzeugt Seitenketten und damit eine komplexe Verzweigung des Moleküls. Der Aufbau ähnelt damit dem Glykogen (ROONEYet al. 1986).

Das Getreidekorn kann in drei strukturellen Ebenen gesehen werden, die jede für sich eine Barriere der Stärkeverdauung im Dünndarm darstellen kann. KLEFFKEN (1993) und KIENZLE

(1994) unterscheiden:

1. die Makro- oder botanische Struktur des Getreides

Sie umfasst zum einen die Frucht- und Samenschale des Korns und zum anderen den Zusammenhalt des Mehlkörpers. Die Stärke im Mehlkörper liegt in Form einzelner zwischen 2 und 200 µm großer Granula vor, deren Morphologie stark von der Art des Getreides abhängt (KIENZLEet al. 1997).

2. die Mikrostruktur

Die Mikrostruktur bezieht sich auf die Ebene der Stärkegranula. Diese werden durch Wasserstoffbrücken relativ stabil zusammengehalten. Sie haben eine Dichte von 1,4 bis

1,6 g/cm³ (ROONEY et al. 1986). Dabei sind gut strukturierte Anteile (semikristallin) von lockeren Bereichen (amorph) zu unterscheiden, die sich konzentrisch wie Wachstumsringe um ein Hilum herum anordnen (LARSSON1991, RUBENSund HEREMANS

2000). Die strukturierten Regionen bestehen überwiegend aus Amylopektin, das durch seine großen, symmetrisch verzweigten Moleküle semikristalline Cluster bildet. Diese fest organisierte Struktur ist wasserunlöslich und resistent gegenüber enzymatischem Abbau (ROONEY et al. 1986). Die amorphen, amylosereichen Bereiche bilden dazwischen eine Gelphase, die reich an freiem Wasser ist. Hier beginnt ein enzymatischer Angriff auf die Stärkemoleküle zuerst (ROONEYet al. 1986).

3. die biochemische Struktur

Die biochemische Struktur bezieht sich auf die molekulare Ebene des Getreides, speziell der Stärke im Mehlkörper. Das Verhältnis von Amylose zu Amylopektin sowie Kettenlänge und Verzweigungsgrad der Glucoseketten beeinflussen die Eigenschaften des Getreides. Kompakte, stark verzweigte Moleküle werden durch eine Vielzahl von Wasserstoffbrücken fest zusammengehalten und sind nur schwer wasserlöslich und schlecht enzymatisch angreifbar (ROONEYet al. 1986).

1.2 Struktur der Stärke verschiedener Getreide und die Folgen von mechanischer oder thermischer Einwirkung

Nicht nur das Korn ist bei den unterschiedlichen Arten verschieden aufgebaut, sondern auch die Mikrostruktur, d.h. die Stärkegranula, unterscheidet sich bei unterschiedlichen Getreidearten (Tab. 1).

Haferstärkegranula sind auf elektronenmikroskopischen Bildern von KIENZLE et al. (1997) rauh in ihrer Oberfläche und neigen stark zum Zerfall in kleinere Untereinheiten. Die Granula von Maisstärke haben glatte Oberflächen. Die einzelnen runden Maisgranula liegen in fest verbundenen Haufen zusammen. Bei der Gerste sind elektronenmikroskopisch Partikel von 6 µm Größe auf der Oberfläche der glatten Granula zu erkennen (KIENZLE et al. 1997). Auch die Hirsegranula haben eine glatte Oberfläche, an denen Strukturen von etwa 5 µm Größe anhaften (ROONEYet al. 1986).

Auch die biochemische Struktur der einzelnen Getreide untereinander, aber auch bei verschiedenen Züchtungen einer Getreideart kann Unterschiede aufweisen. So variiert der Amylosegehalt bei verschiedenen Gerstearten zwischen 7 und 44 % (GRANFELDTet al. 1995).

Die postprandiale Glucoseantwort im Blut wird davon nach Granfeldt et al. (1995) jedoch nur marginal beeinflusst. Typischerweise enthalten Granula von unbehandeltem Getreide etwa 20

% Amylose und 80 % Amylopektin (JENKINSund DONALD1995).

Behandlung von Getreide modifiziert seine Strukturen mit dem Ziel die Stärke aufzuschließen und damit höhere Verdaulichkeiten zu erreichen. Dabei finden die meisten Veränderungen auf der Ebene von Makro- und Mikrostruktur statt; einige Verfahren beeinflussen das Getreide jedoch auch bis in seine biochemische Struktur. Die Haupteffekte für die Verdaulichkeit kommen dabei durch die Vergrößerung der Oberflächen, eine Modifikation von kristallinen Bereichen und die Depolymerisation von Amylose und Amylopektin zustande (COLONNA et al. 1992).

Mechanische Behandlung wie Quetschen, Brechen oder Mahlen zerstört die Makrostruktur als physikalische Barriere eines Getreides. Die Schalen des Korns werden geöffnet und der Mehlkörper freigelegt. Während grobe Zerkleinerung wie Quetschen, Brechen oder Kauen keinen erkennbaren Effekt auf die Stärkegranula hat, wirkt sich das feine Mahlen (< 2 mm Korngröße) vor allem auf den Mais bis in den Bereich der Mikrostruktur aus. Die Haufen fest miteinander verbundener Maisstärkegranula werden gelockert und lösen sich voneinander (KIENZLEet al. 1997). Die freie Oberfläche der Stärkegranula erhöht sich, und damit steigt die Angreifbarkeit der Glucoseketten durch Enzyme (COLONNA et al. 1992). Durch einen Mahlvorgang werden die Granula selbst teilweise zerstört. STARKund YIN(1986) stellten auf elektronenmikroskopischen Aufnahmen nach dem Vermahlen von Gerste Rauhigkeiten der bei unbehandeltem Getreide glatten Granula fest. KIENZLE et al. (1997) konnten dagegen keinen Unterschied zwischen gemahlener und unbehandelter Gerste beobachten. Allerdings liefern Mühlen, die sich beispielsweise im technischen Niveau unterscheiden, teilweise sehr verschiedenartige Produkte (MEYER et al. 1993a, KIENZLE et al. 1997), wodurch diese Differenzen erklärt werden könnten.

Der Einsatz von erhöhten Temperaturen und Feuchtigkeit wirkt vor allem durch eine

molekulare Ebene an. Eine Erhitzung über 50°C („gelatinization temperature“) bei Zugabe eines Überschusses an Wasser verändert die Struktur der Granula irreversibel (COLONNAet al.

1992). Die Behandlung mit Feuchtigkeit und Hitze führt im Getreide zu einer Hydratisierung.

Die Stärke quillt auf und geliert, wobei es zu einer Schwellung der Granula kommt (ROONEY

et al. 1986). Dieser Vorgang des Stärkeaufschlusses (Gelatinisation) geht einher mit dem Verlust der inneren Ordnung. Die kristallinen Regionen schmelzen und verlieren irreversibel ihre Struktur und damit die für die Stärkegranula typische Doppellichtbrechung im Phasenkontrast-Mikroskop (COLONNAet al. 1992, DOUZALSet al. 2001). Aus der Menge des gebundenen Wassers kann ein Index bestimmt werden, über den auf den Anteil unlöslicher Kohlenhydrate im Getreide rückgeschlossen werden kann (DOUBLIER1981).

Geringer Wassergehalt erhöht die Stabilität der Stärke gegen Temperatureinwirkung (RUBENS

und HEREMANS 2000). Es werden hohe Temperaturen (>180°C) nötig, um ohne zusätzliche Feuchtigkeit Kettenlänge und Verzweigungsgrad der Stärke im Getreide anzugreifen. Dabei werden Wasserstoffbrücken in und zwischen den komplexen Molekülen gelöst. Zunächst sind davon die amorphen Areale und schließlich auch die Bereiche der fester strukturierten Granula betroffen (ROONEY et al. 1986). Trockene Hitze kann Dextrine, also kleinere Bruchstücke, von den Amylose- oder Amylopektinketten abspalten. Diese sind wasserlöslich und machen die Stärke leichter enzymatisch angreifbar (ROONEYet al. 1986).

Die Einwirkung von hohem Druck bewirkt ebenfalls eine Zerstörung der Strukturen bis auf die molekulare Ebene, die dem Stärkeaufschluss nach thermischer Einwirkung ähnelt. Ein Druck-Temperatur-Diagramm zeigt, dass Drücke über 400 MPa nötig sind, um die Gelatinisation unterhalb einer kritischen Temperatur zu erreichen. Wird dieser Temperaturbereich überschritten, ist zum weiteren Stärkeaufschluss keine Einwirkung von Druck mehr nötig (RUBENSund HEREMANS2000).

Der Stärkeaufschluss wird mit den verschiedenen Prozesstechniken je nach Art und Intensität der Behandlung in unterschiedlichem Maße erreicht.

Beim Flockieren (Dämpfen und Walzen) von Getreide beispielsweise rupturieren die Stärkegranula in unterschiedlichem Ausmaß u.a. abhängig von der Art des Getreides, der Dämpfzeit, Temperatur und Feuchtigkeitsgehalt im Getreide nach dem Dämpfen (BLEZINGER

1998). Nach G et al. (2000) erzeugt eine Flockierung von Getreide einen nur

unvollständigen Stärkeaufschluss von 22-65 % (gemessen mit Differential Scanning Calorimetry, DSC). Dabei wird die Verdaulichkeit von verschiedenen Faktoren mitbestimmt.

Beispielsweise verändert die Flockendicke den glycämischen Index beim Menschen.

Endosperm und Zellwände sind bei Haferflocken mit 1 mm Dicke noch erhalten (GRANFELDT

et al. 2000). Dünner gewalzte Flocken (0,5 mm) bewirken beim Menschen eine stärkere Glucose- und Insulinantwort als dickere (1 mm). Für Gerstenflocken gilt dieser Umstand vermutlich aufgrund der größeren Körner nicht (GRANFELDTet al. 2000).

Das Puffen von Mais dagegen bewirkt ein Auseinanderreißen der Granula von innen heraus durch plötzliches Verdampfen des korneigenen Wassers (Temperatur bis 400°C, BLEZINGER

1998). Der von KIENZLE et al. (1997) untersuchte gepuffte Mais zeigte elektronenmikroskopisch ein amorphes Bild. Die Granula waren zu Arealen zusammen- geschmolzen, deren Oberfläche an in Hitze zerlaufenen Kunststoff erinnert (Tab. 1).

Tab. 1: Vergleichende elektronenmikroskopische Betrachtung der Stärkegranula unterschied- licher Getreidearten

Getreideart Größe der

Granula [µm] Oberflächen- struktur

Besonderheiten

Hafer unbehandelt¹ 10-50 rauhe Struktur zerfallen in kleine Bruchstücke Hafer gemahlen¹ kein erkennbarer Effekt gegenüber ganzem Hafer

Gerste unbehandelt¹

20-30 glatt kugelförmig, 6µm große Partikel fest angelagert

Gerste gemahlen¹ kein erkennbarer Effekt gegenüber ganzer Gerste

Gerste gemahlen² rauh

Mais unbehandelt¹ 10-80 rauh liegen mosaikartig in Haufen zusammen

Mais gemahlen¹ 10-80 rauh Haufengröße unregelmäßiger, z.T.

amorphe Regionen

Mais siliert¹ 10-80 rauh weniger polygonal geformt, einzeln und in Haufen, kleine Partikel auf der Oberfläche

Mais gepufft¹ glatt große, amorphe Bereiche von

„verschmolzenen“ Granula Hirse unbehandelt³ 10-30 glatt angelagerte Partikel < 5µm Größe

1nach KIENZLEet al. (1997)

2nach STARKund YIN(1986)

3nach ROONEYet al. (1986)

2 Stärkeverdauung beim Pferd

2.1 Stärkeabbau im Verdauungstrakt des Pferdes 2.1.1 Enzymatischer Abbau von Stärke

2.1.1.1 αααα-Amylase/ ββββ-Amylase

Das wichtigste Enzym der Kohlenhydratverdauung ist die α-Amylase. Sie spaltet 1,4- glycosidische Bindungen innerhalb der Glucosekette, wobei Stücke von 6-7 Glucose- Einheiten entstehen. Bei längerer Einwirkung zerkleinert sie diese weiter zu α-Dextrinen, Maltose, Maltotriosen und auch freier Glucose, wobei die Amylase nicht in der Lage ist 1,6- glycosidische Bindungen zu spalten, so dass bestehende Verzweigungen erhalten bleiben (KARLSON1994).

Auch die β-Amylase ist nur in der Lage, 1,4-glycosidische Bindungen zu spalten. Im Gegensatz zur α-Amylase greift sie von den terminalen Enden der Moleküle an.

Beim Pferd enthält der Speichel eine nur geringe Aktivität von Verdauungsenzymen, stärkespaltende Kapazitäten sind nicht vorhanden (ROBERTS 1975). Auch im Sekret des exokrinen Pankreas ist die Aktivität trotz des großen Volumens im Vergleich zu anderen Tierarten gering (Tab. 2). Die Freisetzung von α-Amylase pro Gramm Pankreasgewebe liegt beim Pferd nur bei 5-6 % dessen, was beim Schwein nach Stimulation des N. vagus erreicht wurde (ROBERTS 1975). Die Bauchspeicheldrüse des Pferdes produziert kontinuierlich über den Tag verteilt eine Sekretmenge von etwa 5-10 % der Körpermasse (MEYER1996).

Tab. 2: Amylaseaktivität [I.E./g uS] im Dünndarmchymus verschiedener Haustierarten Amylase [I.E./g uS] Autor

Katze 20 – 40 KIENZLE(1988)

Hund 50 – 600 KIENZLE(1987)

Schwein 400 – 600 KAMPHUES(1988)

Pferd 0 – 100 RADICKE(1992)

ROBERTS (1974) untersuchte verschiedene Dünndarmabschnitte von Pferden unterschiedlichen Alters und ermittelte, dass die Enzymaktivität erst langsam bis etwa zum Alter von einem Jahr auf Werte eines adulten Pferdes ansteigt. Dabei fand er die höchste

Konzentration an Pankreasamylase im Bereich des Duodenums. Auch RADICKE et al. (1992) beobachteten eine höhere Amylaseaktivität im Dünndarm als im Blinddarm. Der Chymus des Caecums enthält im Gegensatz zum Jejunum einen hohen Anteil von mikrobiellen stärkespaltenden Enzymen. Die Gesamtaktivität ist im Dickdarm jedoch geringer (1 – 48 U/g Chymus), da die Enzyme im Laufe der Darmpassage selbst durch die Verdauungsprozesse angegriffen werden (RADICKE1992, KIENZLEet al. 1994).

Nach der Fütterung gibt es einen signifikanten Anstieg der Amylaseaktivität mit maximalen Werten zwischen drei und sieben Stunden postprandial. In dem Versuch von RADICKE et al.

(1992) wurden Heu, Hafer und Mais im Vergleich eingesetzt. Die höchste Aktivität des Enzyms wurde nach der Fütterung von Hafer (37,2 ± 20,6 U/g uS), die geringste nach der Heufütterung (14,0 ±4,3 U/g uS) ermittelt. Maisrationen riefen moderate Werte hervor (25,8

± 15,6 U/g uS). Ein signifikanter Einfluss durch mechanische Zubereitung der Getreide (Quetschen, Schroten) ließ sich nicht nachweisen. Das bestätigen auch KIENZLE et al. (1994) für die Getreide Hafer, Gerste und Mais (ganz, gepufft). Im Gegensatz dazu ließen sich weder bei der Fütterung von CCM oder Maissilage noch bei Kartoffeln oder Maniok eine erhöhte Amylaseaktivität feststellen.

Sowohl RADICKE et al. (1992) als auch KIENZLE et al. (1994) bemerkten individuelle Unterschiede in der Amylaseaktivität bei den einzelnen Pferden, wobei signifikante Unterschiede bei Pferden mit hoher und geringer Aktivität postprandial reproduzierbar waren.

2.1.1.2 Oligo-/ Disaccharidasen

Die weitere Spaltung der Stärkebruchstücke im Dünndarm geschieht durch membranständige Enzyme am Bürstensaum der Mukosa. Die Disaccharidasen sitzen der Glykokalyx der Darmepithelzellen an, so dass die abgespaltenen Monosaccharide direkt absorbiert werden können (ROBERTS 1975). ROBERTS (1974) isolierte aus Mukosahomogenisaten des Dünndarms von Pferden drei Enzyme, die Glucoseverbindungen hydrolysieren können. Dabei handelte es sich um α-Dextrinase (Maltase Ia) und Saccharase (Maltase Ib) sowie eine hitzestabile Glucoamylase (Klassifizierung nach DAHLQVIST 1962). Die Glucoamylase und Saccharase sind lediglich in der Lage, 1,4-α-glykosidische Bindungen hydrolytisch zu

spalten, während die α-Dextrinase zusätzlich 1,6-gebundene Glucose aus verzweigten Bruchstücken, denα-Dextrinen, abtrennen kann (ROBERTS1974).

2.1.2 Mikrobieller Abbau von Stärke

Der Darmtrakt der Tiere stellt ein eigenes mikrobielles Ökosystem dar. Er beherbergt eine komplexe Bakterienpopulation. Die für eine Tierart charakteristische Darmflora entwickelt sich in den ersten Lebensmonaten (SMITH 1961). Die Unterschiede in der Flora der verschiedenen Darmabschnitte beruhen auf der Einwirkung von allogenen (von Tier und Nahrung ausgehende) und autogenen (von Mikroorganismen ausgehende) Faktoren (KROPP

1991). Die Vielfältigkeit der Faktoren spiegelt sich in den Keimzahlen, die unterschiedliche Autoren ermittelten (Tab. 3).

Tab. 3: Gesamtkeimzahlen in den verschiedenen Darmabschnitten beim Pferd [Mio. KBE/ g Chymus]

Magen (Fundus)

Dünndarm Caecum Colon Rektum Autor

3 - 40 2500 600 MACKIEund

WILKINS(1988) 2,5 - 6,3 12 - 14 12 - 20 1 KROPP(1991)

1.400 - 32.000 KOLLARCZIKet

al. (1992) 200 3 - 38 6 - 2.500 10 - 600 10-600 MEYER(1995) 100 -1.000 100 - 1.000 500 - 5.000 500 - 5.000 FRAPE(1998) 100 -1.000 100 - 1.000 500 - 5.000 500 - 5.000 PILLINER(1999)

22 - 330 22 - 330 DEFOMBELLEet al. (1999)

2.1.2.1 Magen

Im Magen des Pferdes finden bereits mikrobielle Abbauvorgänge statt. Indikatoren dafür sind relativ hohe Gehalte an Laktat (9-20 mmol/l) und flüchtigen Fettsäuren (6-12 mmol/l) im Mageninhalt (LANDES 1992). Die Konzentration dieser Fermentationsprodukte hängt stark von der Art des Futters ab: Kraftfuttergaben haben erhöhte Laktatwerte zur Folge, während der Anteil an kurzkettigen Fettsäuren bei reiner Rauhfuttergabe steigt (MEYER 1995). Die Mikroorganismen befinden sich im mit cutaner Schleimhaut ausgekleideten Anfangsteil des

Werten (Pylorus: pH 5-6, bis <3 bei Rauhfuttergaben) sinkt die mikrobiologische Aktivität (MEYER1995).

2.1.2.2 Dünndarm

Im Dünndarm dominiert die Stärkeverdauung durch die Pankreasamylase und die Oligo- und Disaccharidasen. Daneben gibt es eine spezifische Flora an Mikroorganismen, deren Zahl fortschreitend zunimmt und nach MEYER(1995) im Ileum – je nach Futterart – bis zu 38 Mio.

KBE/ g Chymus erreicht.

KOLLARCZIK et al. (1992) unterteilten die Keime des Dünndarms in die Hauptflora, die alle Laktobakterien, obligat anaerobe gram-positive (Eubakterien u.ä.) und gram-negative Keime (Bacteroidaceae) umfasst, und die Begleitflora, bestehend aus den Gruppen der Enterobacteriaceae und Enterokokken. Die Autoren ermittelten insgesamt Keimgehalte im Bereich von 1,4 − 32,0 × 10⁸/g Chymus. Die Restflora bestehend aus Clostridien, Proteus, Staphylokokken, Pseudomonas, Hefen der Gattung Candida u.a. lag dabei stets unter 1000 KBE/g Chymus (Tab. 4). Diese Werte beziehen sich auf den Chymus, der am terminalen Jejunum aus einer Fistel entnommen wurde.

Tab. 4: Durchschnittliche Keimzahlen im Jejunumchymus von Pferden

Keimart KBE/g Chymus

Hauptflora

- Laktobakterien

- anaerobe gram-positive Keime

- anaerobe gram-negative Keime

10⁷- 10⁹ 10⁸- 10⁹ 10⁷- 10⁹ Begleitflora

- Enterobacteriaceae

- Enterokokken

10⁷- 10⁸ 10⁷- 10⁸

Restflora < 10³

Gesamt 1,4 - 32,0 x 10⁸

nach KOLLARCZIKet al. (1992)

Die Keimzahlen veränderten sich nach der Untersuchung von KOLLARCZIKet al. (1992) direkt nach der Fütterung. So stieg die Zahl aller Keime innerhalb von vier Stunden nach Heufütterung deutlich an, während die durchschnittliche Anzahl der Mikroorganismen ppr.

nach Gerste-, Maismehl- oder Maissilagefütterung gleich blieb oder absank.

KROPP (1991) wies im Dünndarm regelmäßig an- und α-hämolysierende Streptokokken, Lactobacillus spp., Escherichia coli, Micrococcus spp. sowie coryneforme Bakterien, Staphylococcus und Actinobacillus spp. in steigenden Keimgehalten im caudalen Jejunum und Ileum nach.

Die pH-Werte im Jejunumchymus gehen durch Fermentationsprozesse nach Kraftfuttergabe zurück (LANDES1992). Die Ausgangswerte (7,8 − 8,2) sanken vier bis sechs Stunden nach Fütterung von Mais oder Hafer um pH 1,0. Dabei bestand eine signifikante Beziehung zum Laktatgehalt im Chymus, der im gleichen Zeitraum anstieg (20-35 mmol/l). Nach zwölf Stunden waren wieder Ausgangswerte in pH und Laktatkonzentration erreicht (LANDES

1992).

2.1.2.3 Dickdarm

Der Dickdarm ist mit den großen, gekammerten Abschnitten Caecum und Colon der eigentliche Ort der mikrobiellen Fermentation beim Pferd. Für das Pferd als nicht- ruminierenden Pflanzenfresser spielen die Mikroorganismen in Blind- und Grimmdarm vor allem für die Verdauung von Rohfasermaterial eine entscheidende Rolle. Die Zahl der im Dickdarminhalt vorkommenden Keime erreicht einen ähnlichen Umfang wie in den Vormägen der Wiederkäuer (HINTZ et al. 1978, JULLIAND 1992, MEYER 1995). Die mikrobielle Stoffwechselaktivität ist ebenfalls mit dem Pansen vergleichbar, allerdings liegt sie wegen der praecaecalen Verdauungsabläufe etwa 30 % niedriger als im Vormagen (HINTZ

et al. 1978, JULLIAND1992).

KERN et al. (1973) ermittelten Gesamtkeimzahlen von 3,5 − 18,1 × 10⁸ KBE/g Chymus im Caecum. Kleinere Gesamtkeimzahlen traten nach der Fütterung von Heu auf, während Kraftfutter die Anzahl erhöhte. 40-45 % der Mikroorganismen im Blinddarm sind strikte Anaerobier (KERNet al. 1973).

MACKIEund WILKINS(1988) wiesen Keimzahlen von 25,8×10⁸ KBE/g Chymus im Caecum und 6,0 × 10⁸ KBE/g im Colon nach, wobei 15,7 × 10⁸ bzw. 3,0 × 10⁸ KBE/g als proteolytische Bakterien identifiziert wurden.

KROPP(1991) zählte eine aerobe mikrobielle Flora von 10 −20 × 10⁶ KBE pro g Chymus in Caecum und Colon von Ponies. Vor allem Streptokokken (1 −8× 10⁶KBE/g), Lactobacillus

spp. (0,2 − 1,0× 10⁶KBE/g), Escherichia coli und Micrococcus spp. traten bei allen Tieren nach einer zuckerreichen Ration in größeren Zahlen im Darminhalt auf.

Durch die Fermentationsprodukte der Mikroorganismen kommt es im Dickdarm nach Kraftfuttergabe zu einem pH-Abfall. LANDES (1992) zeigte einen postprandialen Rückgang des pH-Wertes um pH 0,5-1,0 im Caecumchymus. Der pH-Wert korreliert mit der Konzentration an flüchtigen Fettsäuren im Chymus. Zum Laktatgehalt war keine Abhängigkeit nachzuweisen.

Erhöhte Stärkeanflutung in den Dickdarm durch große Kraftfuttermengen oder im Dünndarm schwer abbaubare Stärkearten können Auslöser für eine massive Vermehrung von Säurebildnern und einer daraus resultierenden Caecumacidose sein (DEFOMBELLE et al. 1999, LONGLAND 2001). Der niedrige pH-Wert läßt die Zahl anderer Bakterienpopulationen wie anaerober Streptokokken und Keimen aus der Familie der Enterobacteriaceae abnehmen, wobei gram-negative Keime beim Absterben Endotoxine freisetzen. Es ist eine generelle Beobachtung, dass bei ausschließlicher Fütterung kraftfutterreicher Rationen die Konzentration von Lipopolysacchariden im Chymus höher liegt als bei reiner Heufütterung (KAMPHUES1992).

2.2 Scheinbare Verdaulichkeit unterschiedlicher Stärkearten und -zubereitungen Die Stärkearten unterschiedlicher Getreide sowie deren mechanische oder thermische Zubereitung haben Auswirkungen auf die scheinbare Verdaulichkeit der Stärke.

Haferstärke weist im Vergleich zu anderen Getreidearten eine hohe praecaecale Verdaulichkeit auf (Tab. 6). HOUSEHOLDERet al. (1977) ermittelten zwar nur eine scheinbare Dünndarmverdaulichkeit von 48,0 % für Quetschhafer, aber in neueren Untersuchungen liegen die Werte für praecaecale Verdaulichkeit von Haferstärke zwischen 74,0 und 99,7 % (RADICKE 1990, KIENZLE et al. 1992, WILKE 1992, ILLENSEER 1994, MEYER et al. 1995).

KIENZLE et al. (1992) konnten beim Hafer keinen signifikanten Effekt einer mechanischen Zerkleinerung nachweisen. Thermische Behandlung in Form des Mikronisierens erhöht nach HOUSEHOLDER(1978) die praecaecale sV des Hafers von 48,0 auf 62,4 %.

Die scheinbare Dünndarmverdaulichkeit von ganzem Mais liegt in den meisten Arbeiten signifikant niedriger. Es wurden Werte zwischen 3,9 und 53,9 % ermittelt (RADICKE 1990, WILKE 1992, KIENZLE et al. 1992, MEYER et al. 1995). Die mechanische Zerkleinerung hat beim Mais einen positiven Einfluss auf die praeileale Verdaulichkeit der Stärke. Signifikante Unterschiede sind vor allem beim feinen Vermahlen des Getreides zu beobachten. MEYER et al. (1995) ermittelten eine 18-26 % höhere Dünndarmverdaulichkeit des Maisschrotes gegenüber dem ganzen oder gebrochenen Getreide. Thermische Behandlung erhöht die sV von Mais weiter. In den Versuchen von KLEFFKEN (1993) stieg die praecaecale Verdaulichkeit von Petcorn (Mais gepufft) auf 90 % gegenüber einer sV von 47 % bei Maisschrot. MEYER et al. (1995) ermittelten mit 29 % für ganzen Mais, 47-55 % für Maisschrot und 88-90 % für gepufften Mais sehr ähnliche Werte.

Über die scheinbare Verdaulichkeit von Gerste oder Hirse gibt es in der Literatur kaum Angaben. Die Dünndarmverdaulichkeit für Gerste (gebrochen bzw. gequetscht) wird mit 9,8- 75,0 % sehr unterschiedlich bewertet (HEINTZSCH1995, MEYER et al. 1995). HOUSEHOLDER

et al. (1977) haben auch bei der thermisch behandelten Hirse eine höhere praecaecale Verdaulichkeit festgestellt (56 % bei mikronisierter Hirse gegenüber 36 % sV bei gequetschter Hirse).

Die mikroskopischen Unterschiede der Stärkegranula unterschiedlicher Getreidearten und deren Bearbeitung wirken sich auf ihre Abbaubarkeit im Gastrointestinaltrakt aus. Versuche von KIENZLEet al. (1997) beschreiben die Veränderung der Granula nach der Verdauung im Dünndarm (Tab. 5). Dazu wurden Chymusproben am Ende des Jejunums entnommen und licht- und elektronenmikroskopisch untersucht.

Es stellte sich heraus, dass Granula von Maisstärke lichtmikroskopisch in Größe und Form unverändert aussahen, jedoch im elektronenmikroskopischen Bild zahlreiche „Bohrgänge“

aufwiesen. Diese pin holes hatten einen Durchmesser von 1-5 µm. Die durch die Hitzeeinwirkung „verschmolzen“ wirkenden Granula des mikronisierten Mais ließen sich auch im Chymus wiederfinden (KIENZLE et al. 1997). Auch die Granula gequetschter Gerste zeigten einige pin holes. Die mikroskopischen Untersuchungen von KIENZLE et al. (1997) ließen weiterhin erkennen, dass die Stärkegranula nach Gabe von ganzem, gequetschtem oder geschrotetem Hafer im Chymus in kleine Einheiten zerfallen waren. Ihre rauhe Oberflächenstruktur deutete auf eine Korrosion der Außenseite hin. Haferstärkegranula waren

jedoch nur noch in vergleichsweise geringen Anteilen im Chymus zu finden. RADICKE (1990) ermittelte nach Haferfütterung einen Stärkegehalt von nur 0,12 g/kg Ileumchymus gegenüber 1,05-1,76 g/kg nach der Fütterung von Mais.

Im Chymus ließen sich mikroskopisch - außer einigen heilen Körnern bei Fütterung des ganzen Getreides - keine Unterschiede zwischen dem unbehandelten, gequetschten oder gemahlenem Getreide erkennen (KIENZLEet al. 1997).

Einige Untersuchungen beschäftigten sich mit dem Zusammenhang zwischen praecaecaler scheinbarer Verdaulichkeit und der aufgenommenen Stärkemenge. Nach POTTER et al.

(1992) wird die Kapazität der praecaecalen Stärkeverdaulichkeit bis etwa 2,5 g Stärke/kg KM und Mahlzeit noch nicht überschritten. MEYER et al. (1995) ermittelten bei Haferfütterung einen Rückgang der scheinbaren Verdaulichkeit von 84 auf 78 % nach Verdoppelung der Stärkezufuhr auf 3,9 g/kg KM. Das Ergebnis war nicht statistisch abzusichern. HINKLE et al.

(1983) stellten verschiedene Mais-Heu-Rationen mit einem Maisanteil zwischen 20 und 80 % zusammen. Die Rationen enthielten einen Stärkegehalt zwischen 1,8 und 7,3 g/ kg KM. Es wurde kein signifikanter Unterschied in der Stärkeverdaulichkeit (54,3-65,8 % praecaecal) festgestellt.

Tab. 5: Vergleichende elektronenmikroskopische Betrachtung der Stärkegranula der unterschiedlichen Stärkearten im Dünndarmchymus (Ende Jejunum) des Pferdes

Getreideart Granulagröße

[µm]

Oberflächenstruktur Besonderheiten Hafer unbehandelt,

gebrochen

10-19 stark korrodiert nur vereinzelt im Chymus, anhaftend kleine, rauhe Partikel

Gerste gequetscht 10-25 glatt mehrere pin holes (4µm),

Granula auf Oberfläche (1µm) Mais unbehandelt, gebrochen 10-80 rauh, in Haufen zahlreiche pin holes (1-5µm)

Mais siliert rauh, in Haufen Zahl und Größe der Haufen

geringer, lockerer in Struktur, zahlreiche pin holes (3.5µm)

Mais gepufft glatt verschmolzene Stücke wie in

Futter, sehr geringe Anzahl nach KIENZLEet al. (1997)

Tab 6: Übersicht zur praeilealen scheinbaren Verdaulichkeit von Stärke [%] unterschiedlicher Herkunft und Zubereitung bei ileum- oder jejunumfistulierten Pferden (1,3-2,0 g Stärke/kg KM)

Futtermittel

(Stärkegehalt, wenn >2g/kg)

sV [%] Autoren

Hafer ganz 74,0−93,0 ILLENSEER1994, KIENZLEet al. 1992 (tJ), MEYERet al.

1995 (tJ), MEYER ET AL. 1993 (tJ), RADICKE1990 (tI), WILKE1992 (tJ)

Hafer ganz (4 g/kg) 79,7 MEYERet al. 1995

Quetschhafer 71,0−99,0 ARNOLDet al. 1981 (tJ), KIENZLEet al. 1992 (tJ), MEYER

et al 1995 (tJ), MEYERet al. 1993a (tJ) Quetschhafer 48,0 HOUSEHOLDERet al. 1977 (tI)

Haferschrot 96,5−99,7 KIENZLEet al. 1992 (tJ), RADICKEet al. 1992 (tJ) Hafer mikronisiert 62,4 HOUSEHOLDERet al. 1977 (tI)

Mais ganz 28,9−53,9 KIENZLEet al. 1992 (tJ), KLEFFKEN1993 (tJ), MEYERet al. 1995 (tJ), MEYERet al. 1993a (tJ), WILKE1992

Bruchmais 28,9−29,9 KIENZLEet al. 1992 (tJ), MEYERet al. 1995 (tJ), MEYER ET AL. 1993a (tJ), Wilke 1992 (tJ)

Maisschrot 45,0−78,2 ARNOLDet al. 1981 (tI), HINKLEet al. 1983¹(tI), KIENZLE

et al. 1992 (tJ), KLEFFKEN1993 (tJ), MEYERet al. 1993a (tJ), RADICKEet al 1992 (tJ), MEYERet al. 1995 (tJ) Mais gepufft 90,1−95,0 KLEFFKEN1993 (tJ), MEYERet al. 1995 (tJ), MEYERet al.

1993a (tJ)

Gerste gebrochen/ gequetscht 21,4−75,0 KLEFFKEN1993 (tJ), MEYERet al. 1995 (tJ), HEINTZSCH

1995 (tJ)

Hirse gequetscht 36,0 HOUSEHOLDERet al. 1977 (tI)

Hirseschrot 94,3 ARNOLDet al. 1981 (tI)

Hirse mikronisiert 56,4 HOUSEHOLDERet al. 1977 (tI)

1 Versuche mit untersch. Maisschrot-Heu-Verhältnissen ergaben keine signifikanten Unterschiede in der sV

2 sV von Maisschrot mit Amylase liegt in dieser Studie 12,1 % höher als ohne Zusatz

3 sV von gemahlenem Mais mit Amylase liegt hier 9,3 % höher als ohne Zusatz tJ Fistel im terminalen Jejunum

tI Fistel im terminalen Ileum

3 Regulation der Glucosehomöostase

3.1 Insulin

Insulin ist der Schlüsselmodulator der Glucosehomöostase. Es ist aus zwei Polypeptidketten (21 bzw. 30 Aminosäuren) aufgebaut, die durch drei Disulfidbrücken in ihrer räumlichen Struktur stabilisiert werden (STEINER 1978). Das Peptidhormon wird von den β-Zellen des endokrinen Gewebes des Pankreas (Langerhans-Inseln) gebildet und sezerniert. Die Biosynthese des Insulins geht vom Prä-/Pro-Insulin aus, das selbst keine blutzuckerregulierende Wirkung hat. Erst nach enzymatischer Abspaltung von Peptidresten entsteht das aktive Insulin (STEINER1978).

Insulinbasalwerte im Plasma werden beim Pferd von verschiedenen Autoren zwischen 2 und 18µU/ml angegeben. Sie sind in Tabelle 7 aufgeführt.

Ein Anstieg des Blutzuckerspiegels über seinen Referenzbereich (Tabellen 7 und 8) ist beim Monogastrier der wichtigste Stimulus für die Sekretion des Hormons (RASMUSSEN et al.

1990). Allerdings wird ein Anstieg des Insulinspiegels häufig schon durch psychische und sensorische Reize über cholinerge Nervenbahnen (N. vagus) ausgelöst und durch nervale (cholinerg) oder humorale (gastrointestinale Hormone) Reize verstärkt. Auch Aminosäuren (Arginin, Leucin u.a.) sowie Fettsäuren und Ketonkörper wirken – vor allem beim Wiederkäuer – stimulierend für eine Insulinfreisetzung (RASMUSSENet al. 1990). Beim Pferd vermögen vor allem Glucose und kurzkettige Fettsäuren, nicht aber Acetat, dosisabhängig die Insulinsekretion zu stimulieren (ARGENZIOund HINTZ1971).

Für eine sofortige Reaktion wird das Hormon in Vesikeln in den β-Zellen der Bauchspeicheldrüse gespeichert (STEINER 1978). Innerhalb der ersten Minuten nach einem Stimulus kann so ein akute Insulinantwort folgen (GIRAUDETet al. 1994).

Tab. 7: Konzentrationen von Glucose [mmol/l] und Insulin [µU/ml] im Plasma nach 12- stündigem Fasten beim Pferd (Basalwerte)

Glucose [mmol/l]

Insulin

[µU/ml] Tiere (n) Autor

5,0 Pferd LOEBet al. (1971)

4,2 ± 0,3 Pferd ROBERTS(1975)

3,1 – 5,0 Pferd EIKMEIER(1982)

4,9±0,1¹ 4,2±0,1²

Pferd (7) Pferd (7)

JACOBSet al. (1982)

6,1 1,6 Pferd, 6-8 Monate GLADEet al. (1984)

4,0±0,5 5,0±0,3

Pferd (3) Pony

JEFFCOTTet al. (1986)

5,4±0,3 4,7 bis 11,0 Pferd (4) STULL(1987)

5,7 8,0 Pferd (4) BONVICINet al. (1989)

4,8 ± 0,3 2,6 bis 12,1 Pony (23) FREESTONEet al. (1992) 5,0

4,7

9,9 Pferd (7)

Pony (7)

JUNEet al. (1992)

3,5 3,7 Pferd RALSTON(1992)

3,3 Kleinpferd (8) MEYER ET AL. (1993b)

6,0±0,7 5,9±0,9 4,9±1,7 4,4±4,5

Warmblutfohlen (8) von 1 Tag

1 Woche 1 Monat 3 Monate Alter

SMYTHet al. (1993)

4,7 Pferd (6) DEPEWet al. (1994)

4,9 10,8 Pferd (9) GIRAUDETet al. (1994)

4,2 Kleinfperd (9) RADICKE et al. (1994)

4,0±0,3 Pferd ARAIet al. (1995)

4,9 Pferd (6) HOEKSTRAet al. (1999)

5,2 Pferd (4) GROFFet al. (2001)

1 bei Weidegras-Fütterung (ad lib.)

2 bei Stallration aus Hafer und Heu

Beim gesunden Tier folgt jeder Hyperglycämie eine Insulinfreisetzung aus dem Pankreas. Die Insulinkurven entsprechen dabei weitgehend den Kurven des Plasmaglucosespiegels (STULL

et al. 1987).

Insulin wirkt bei allen Spezies senkend auf den Blutzuckerspiegel und spielt dabei eine Rolle bei der Energiespeicherung (FISCHER1994).

Es tritt mit einem spezifischen Membranrezeptorprotein beispielsweise auf Muskel- oder Fettgewebszellen in Interaktion, dessen anschließende Autophosphorylierung ein Glucosetransportmolekül aktiviert. Die Insulinbindung an der Zelle stimuliert über eine

Phosphorylierung cytosolischer Enzyme und die Auslösung des Second-messenger-Effekts den Glucosemembrantransport und damit den Glucoseeinstrom in die Zelle (FISCHER1994).

Tab. 8: Referenzbereiche für Glucose im Plasma bei den verschiedenen Tierarten [mmol/l]

Pferd Rind Schaf Schwein Hund Katze AUTOR

2,7 – 5,2 2,1 – 3,3 2,3 – 5,2 4,0 – 6,4 3,0 – 5,5 3,0 – 5,5 BICKHARDT(1992) 4,0 ± 0,3 3,3 ± 0,4 3,0 ± 0,2 4,8 ± 0,6 5,6 ± 0,4 4,7 ± 0,6 ARAIet al. (1995)

3,1 – 5,0 EIKMEYER(1982)

3,9 – 6,1¹ FREESTONEet al.

(1992)

1 Pony

3.2 Toleranztests

3.2.1 Glucosetoleranztests

Der größte Teil der mit der Nahrung aufgenommenen Kohlenhydrate wird im Dünndarm verdaut und in Form von Monosacchariden resorbiert. Glucosetoleranztests erlauben eine Kontrolle des Transports vom Darmlumen in die Blutbahn und der dadurch induzierten Regulierung der Glucosekonzentration. Somit finden sie eine praktische Anwendung in Wissenschaft und Diagnostik von Dünndarm- und Pankreasfunktionsstörungen.

3.2.1.1 Oraler Glucosetoleranztest (OGTT)

Der orale Glucosetoleranztest beim Pferd wurde erstmals durch ROBERTS und HILL (1973) beschrieben. Sie verabreichten nach zwölfstündigem Fasten 1 g Glucose/kg KM als 20 %ige Lösung per Nasenschlundsonde. ROBERTS und HILL (1973) beschrieben ein Ansteigen der Glucosewerte auf das Doppelte der basalen Konzentration (4,6 ± 0,6 mmol/l) innerhalb von 120 Minuten als physiologische Reaktion. Das entspräche etwa einem Anstieg von 1,25 mmol/l pro 30 Minuten. Nach dem Peak sank der Spiegel gleichmäßig ab (ca. 0,8 mmol/l pro 30 min) bis er nach 360 Minuten wieder Basisniveau erreichte. In manchen Fällen wurde im Anschluss an die Peakwerte ein kurzfristiges Absinken der Glucosekurve unter den Nullwert beschrieben (ROBERTS1975).

Abb. 1: Plasmaglucoseverlauf [mmol/l] im oralen Glucosetoleranztest bzw. bei einer Kontrollgruppe nach ROBERTSund HILL(1973)

3 4 5 6 7 8 9 10 11

0 30 60 90 120 180 240 300 360

Zeit [min]

GlucoseimPlasma[mmol/l]

OGTT (1 g Glu/kg KM,

20 %ig)

Kontrollgruppe (Wasser per NSS)

In Tabelle 9 sind Basalwerte der Plasmaglucose sowie die maximalen Konzentrationen im Toleranztest nach verschiedenen Autoren aufgeführt.

Nicht in allen Arbeiten zum oralen Glucosetoleranztest wurden wie bei ROBERTS und HILL

(1973) sowie ROBERTS(1975) Maximalspiegel von über 200 % des Ausgangswertes erreicht.

VENNER und OHNESORGE (2001) untersuchten den OGGT als Test zur Diagnostik der Malabsorption beim Pferd. Nach ihren Analysen hatten nach 90 min die Hälfte der gesunden Tiere nicht die doppelten Glucosekonzentrationen im Vergleich zum Ausgangswert im Blut erreicht, so dass der Test falsch positiv gedeutet würde.

Auch JACOBund BOLTON(1982) sowie JEFFCOTTet al. (1986) beobachteten keine Steigerung auf die doppelte Glucosekonzentrationen, sondern ermittelten einen Anstieg der Plasmaglucose von etwa 80 %, JUNEet al. (1992) und MURPHYet al. (1997) beobachteten bei Ponies zum Teil noch geringere Anstiege.

MURPHY et al. (1997a) definierten einen Glucoseanstieg von weniger als 15 Prozent vom Ausgangswert als Anzeichen für eine totale Malabsorption. In 90 % dieser Fälle wiesen diese Pferde in der Sektion pathologische Merkmale im Dünndarmbereich auf (chronische Entzündungsprozesse, alimentäres Lymphom). Auch in den Versuchen von MAIR et al.

(1991) bestätigte sich der Hinweis auf eine totale Malabsorption im OGTT (Anstieg ppr.

<15%) durch pathologische Befunde wie Granulomatöse bzw. Eosinophile Enteritis im Dünndarmbereich bei 12 Pferden. Auch Lymphosarkome, Darminfarkte, Mikrovilliatrophie oder Mukosaödeme in Duodenum, Jejunum oder Ileum waren bei verminderter Glucosereaktion durch die Pathologie festgestellt worden (MAIRet al. 1991).

Nach JEFFCOTT et al. (1986) reagierten vor allem adipöse und reheanfällige Ponies, die im Verdacht einer Insulin-Intoleranz stehen, mit stark erhöhten Glucose-Peaks (bis über 12,5 mmol/l). Die Konzentrationen im Plasma waren 360 Minuten nach Applikation der Glucoselösung mit etwa 7,5 mmol/l noch nicht wieder auf das Niveau vor dem Test (4,0 mmol/l) zurückgegangen. FREESTONE et al. (1992) legten einen Grenzwert von 11,1 ± 0,11 mmol/l als normalen Maximalwert im oralen Glucosetoleranztest für Ponies fest.

Tab. 9: Testbedingungen und Veränderungen im Plasmaglucosespiegel [mmol/l] in verschiedenen Toleranztests bei gesunden Pferden und Ponies

n Glucose [mmol/l]

Test Dosis per NSS (Glu/ Stärke)

Zeitraum [min]

Rasse

basal max. Wert

Zeitpunkt max. Wert [min ppr.]

Autor

OGTT 1 g/kg KM, 20 %ig 360 11 Pferd 4,6 ± 0,6 9,9 ± 1,3 120 ROBERTSund HILL

(1973)

OGTT 1 g/kg KM, 20 %ig 360 k.A. Pferd 2,8-5,0 9,4 120 ROBERTS(1975) OGTT 1 g/kg KM, 20 %ig 360 7

7

Pferd¹ Pferd²

4,3 ± 0,1 5,0 ± 0,1

8,0 ± 0,2 9,3 ± 0,3

120 JACOBund BOLTON

(1982) OGTT 1 g/kg KM, 20 %ig 300 3

9

Pferd Pony

4,0 5,0

7,5 9,0

120 120

JEFFCOTTet al.

(1986) OGTT 1 g/kg KM, 20 %ig 300 8

6

Pferd³ Pferd⁴

5,4 ± 0,8 4,4 ± 0,3

7,8 ± 1,5 7,9 ± 1,5

90 90

RALSTONet al.

(1988) OGTT 1 g/kg KM, 20 %ig 210 7

8

Pony⁵ Pony⁶

4,3±0,5 5,1±0,5

9,3±1,4 11,7±0,8

FREESTONEet al.

(1992) OGTT 1 g/kg KM, 20 %ig 360 7

7

Pferd Pony

5,0 4,7

9,07 7,91

120 120

JUNEet al. (1992) OGTT 1 g/kg KM, 20 %ig 360 7

7 7

Pony⁷ Pony⁸ Pony⁹

4,6±0,4 4,3±0,2 4,6±0,4

11,5±1,3 6,8±1,3 9,6±2,1

90 90 150

MURPHYet al.

(1997b) OGTT 1 g/kg KM, 10 %ig 180 12 Pferd 5,8±0,9 10,3± 1,8 120 VENNERund

OHNESORGE(2001) STT 907 g Maisstärke/Pfd

>23 %ig 240 k.A. Pferd 5,3 7,2 60 LOEBet al. (1971)

STT 2 g/kg KM, ~20 %ig 900 g/ Pfd, 22,5 %ig

180 180

4 4

Pferd Pferd

4,8 4,8

EZ↑: 9,0 EZ↓: 6,9 alle 8,0

90 90 90

VANAMSTELet al.

(1984) IVGGT 0,5 g/kg KM, 50 %ig

i.v.

360 20 Pferd¹¹ 4,6±0,1 13,5±1,06 3,7±0,4 4,6±0,1

15 180 360

GARCIAet al. (1986)

IVGGT 0,33 g/kg KM, 50%ig i.v.

30 9 Pferd¹⁰ 5,3 36,9 ± 3,0 19,4 ± 0,5 11,9 ± 0,3

1 2,5

30

GIRAUDETet al.

(1994)

1 Fütterung auf Hafer-Heu-Basis (Stall)

2 Weidehaltung mit Gras ad lib.

3 unter 5 Jahre

4 über 20 Jahre

5 Ponies mit BCS 6,4

6 Ponies mit BCS 8,4

7 Ponies (6-9 Monate)

8 adulte Ponies (6-13 Jahre), strukturierte Pellets

9 adulte Ponies (6-13 Jahre), nur Heu

10Messung halb- bzw. zweiminütig

11Messung 15- bzw. 60-minütig

Nach den Untersuchungen von JEFFCOTT und FIELD (1986), JUNE et al. (1992) und FREESTONE et al. (1992) stieg auch die Konzentration von Insulin im Plasma innerhalb der ersten halben Stunde nach Testbeginn deutlich an. Die Maximalwerte beim Warmblüter stiegen im oralen Glucosetoleranztest nicht wesentlich über 50µU/l (Tab. 10). Bei Ponies und insbesondere bei adipösen und reheanfälligen Tieren können Insulinwerte im Plasma bis über 500 µU/ml gemessen werden (JEFFCOTTund FIELD1986, FREESTONEet al. 1992). JUNEet al.

der ersten Stunde, so dass nach 60 Minuten bereits maximale Insulinspiegel erreicht waren, während bei Warmblütern erst nach 120 Minuten ein Insulinpeak beobachtet wurde (Anstieg ca. 0,3 µU/ml pro min bis Zeitpunkt 120). Nach Untersuchungen von J^EFFCOTT et al. (1986) ist dieser Effekt nicht zu ersehen. Hier wurden für Ponies regelmäßig höhere Insulin- Peakwerte ermittelt als für Warmblüter (Tab. 10), die jedoch jeweils nach 120 Minuten erreicht wurden.

Die durchschnittlichen Insulinanstiege variieren verglichen mit den Anstiegen der Glucose bis zum Peak sehr stark. Zum Teil waren bei gleichen Glucose-Maximalwerten erhebliche Unterschiede in der Insulinkonzentration im Plasma festzustellen (FREESTONE et al. 1992).

Aber auch die Ergebnisse der verschiedenen Autoren divergieren. Die Differenzen zwischen den Ausgangswerten vor dem Test und den Peaks in den einzelnen Untersuchungen sind vergleichend in Tabelle 11 dargestellt

Tab. 10: Testbedingungen und Veränderungen im Plasmainsulinspiegel [µU/ml] in verschiedenen Toleranztests bei gesunden Pferden und Ponies

n Insulin [µU/ml] Autor

Test Dosis per NSS (Glu/ Stärke)

Zeitraum [min]

Rasse

basal max. Wert

Zeitpunkt max. Werts [min ppr]

OGTT 1 g/kg KM, 20 %ig 300 3 9

Pferd Pony

<10,0

<20,0

<50,0 150,0 (bis >500)

120 120

JEFFCOTTet al.

(1986) OGTT 1 g/kg KM, 20 %ig 300 8

6

Pferd¹ Pferd²

8,0 ± 6,0 9,0 ± 5,0

33,0 ± 14,0 89,0 ± 79,0

120 240

RALSTONet al.

(1988) OGTT 1 g/kg KM, 20 %ig 360 7

7

Pferd Pony

9,9 7,6

47,8 51,9

120 60

JUNEet al.

(1992) OGTT 1 g/kg KM, 20 %ig 210 7

8

Pony³ Pony⁴

7,5± 2,4 27,9±14,1

60,4± 24,2 452,3±308,8

120 FREESTONEet al.

(1992) IVGGT 0,5 g/kg KM, 50 %ig

i.v.

360 20 Pferd 11,9±2,0 55,8± 9,9 52,7±11,6 10,3± 2,0 11,1 ± 1,3

15 30 180 360

GARCIAet al.

(1986)

IVGGT 0,33 g/kg KM, 50%ig i.v.

30 9 Pferd 10,8±1,7 47,7± 6,7 Plateau

2 bis 30

GIRAUDETet al.

(1994)

1Pferd unter 5 Jahren ³Ponies mit BCS 6,4

2Pferd über 20 Jahren ⁴Ponies mit BCS 8,4

Tab. 11: Anstieg von Glucose [mmol/l] und Insulin [µU/ml] vom Ausgangswert bis zur maximalen Konzentration im Plasma im OGTT und durchschnittlicher Anstieg des Insulins pro Anstieg von 1 mmol/l Glucose bis zum Peak

Rasse maximaler

Glucoseanstieg [mmol/l]

maximaler Insulinanstieg

[µU/ml]

Insulinanstieg pro mmol/l Glucose-

anstieg

Autor

Pferd 3,5 45 12,9

Pony 4,0 130 32,5

JEFFCOTTet al. (1986)

Pferd¹ 2,4 25 10,4

Pferd² 3,5 80 22,9

RALSTONet al. (1988)

Pferd 4,1 38 9,2

Pony 3,2 43 13,4

JUNEet al. (1992) Pony³

Pony⁴

5,0 5,0

52 425

10,4 85,0

FREESTONEet al. (1992)

1Pferd unter 5 Jahren ³Ponies mit BCS 6,4

2Pferd über 20 Jahren ⁴Ponies mit BCS 8,4

JACOBS et al. (1982) beschreiben einen Effekt, den die Ernährung der Pferde trotz zwölfstündigen Fastens vor dem oralen Glucosetoleranztest auf die Glucosereaktion im Test hat. Sie verglichen die Ergebnisse von aufgestallten Pferden, die eine Ration aus Kraftfutter und Heu bekamen, mit denen von weidenden Tieren. Die im Stall gefütterten Pferde hatten einen signifikant niedrigeren Glucose-Peak (Tab. 9). MURPHY et al. (1997b) stellten bei Ponies einen ähnlichen Effekt fest: Die Plasmaglucose-Konzentrationen von Tieren, die nur mit Heu gefüttert wurden, stiegen im OGTT signifikant höher an als die von auf Basis von strukturierten Pellets („high fibre pellets“) ernährten Ponies (Tab. 9).

Auch das Alter der Tiere scheint eine Rolle im OGTT zu spielen. MURPHY et al. (1997b) verglichen die Testergebnisse von Fohlen (6-9 Monate) mit denen von adulten Ponies. Die Fohlen hatten einen durchschnittlichen Glucosemaximalwert von 11,5 mmol/l, während die erwachsenen Tiere bei gleichem Basisniveau nur einen Anstieg auf 6,8 mmol/l zeigten.

RALSTON et al. (1988) untersuchten Stuten im Alter über 20 Jahre im Vergleich zu unter 5- Jährigen. Die alten Pferden hatten mit 4,4 ± 0,3 mmol/l signifikant niedrigere Glucose- Ausgangswerte als die jungen Tiere (5,4 ± 0,8), die Maximalkonzentrationen unterschieden sich jedoch nicht signifikant voneinander (Tab. 9). Im Gegensatz dazu war die Insulinreaktion der über 20-jährigen Stuten mit 89 ± 79 µU/ml wesentlich höher (Jungtiere: 33 ± 14 µU/ml) (Tab. 10).

3.2.1.2 Intravenöser Glucosetoleranztest (IVGGT)

GIRAUDET et al. (1994) applizierten 0,33 g Glucose/kg KM i.v. als Bolus. Die Plasmaglucosewerte stiegen nach der Injektion sofort bis auf das Siebenfache der basalen Konzentration an (Tab. 9). Die Insulinkonzentration im Plasma reagierte innerhalb der ersten Minuten mit einem starken Anstieg (47,7 µU/ml, Tab. 10). Die Glucosekonzentration ging nach dem ersten Peak von 38,9 mmol/l in den ersten zweieinhalb Minuten wieder zurück auf Werte von 19,4 mmol/l. In den folgenden 30 Minuten pendelte sich das Insulin auf einem Niveau von etwa 45µU/ml ein, während die Glucosekonzentration langsam weiter absank. Es wurden nur bis eine halbe Stunde post injectionem Werte erhoben.

GARCIA et al. (1986) untersuchten einen Zeitraum von sechs Stunden post injectionem. Sie stellten fest, dass die Plasmaglucosekurve nach einem anfänglichen Anstieg von 4,6 auf 13,5 mmol/l zum Zeitpunkt 60 die Glucosekonzentration nach 90 Minuten unter Basiswerte absank und erst nach 240-300 Minuten wieder das anfängliche Niveau erreichte (Tab. 9). Die Insulinwerte erreichten 15 Minuten nach der Injektion Plasmakonzentrationen von 55,8 µU/ml, die etwa nach 60 Minuten p. inj. zu sinken begannen und nach 180 Minuten wieder Werte wie vor der Applikation der Glucoselösung aufwiesen.

3.2.2 Stärketoleranztest (STT)

LOEB et al. (1971) ermittelten einen Anstieg um 1,9 mmol/l (36 %) über die basalen Glucosewerte innerhalb einer Stunde nach einer Stärkegabe von 907 g pro Pferd (entspr. 2 g/

kg bei 450 kg KM) als 23 %ige Lösung per Nasenschlundsonde. Danach fiel die Konzentration wieder ab zum Teil bis unter die Ausgangswerte.

VANAMSTELet al. (1984) untersuchten verschiedene Dosierungsschemata der Stärke im STT.

Sie verglichen die Tests, bei denen die Stärke mit 2 g/kg auf die Körpermasse der Pferde bezogen wurde, mit Ergebnissen von Stärketoleranztests nach einer Standarddosierung von 900 g pro Pferd (jeweils 20-25 %ige Lösung per Nasenschlundsonde). Es war festzustellen, dass der Ernährungszustand der Tiere bei der Dosierung pro Kilogramm deutliche Auswirkung hatte. Magere Pferde hatten signifikant niedrigere Kurven als gut genährte Tiere.

identischen Menge von Stärke unabhängig vom Körpergewicht (395-465 kg KM, n = 4) verschwanden die Unterschiede (Tab. 9).

LOEB et al. (1971) untersuchten die Glucoseantwort von Pferden, die nicht wie üblich mindestens zwölf Stunden vor dem STT gefastet hatten. Diese Tiere reagierten mit sehr flachen Glucosekurven ohne Peak.

Eine gesteigerte Darmperistaltik scheint die Ergebnisse des Stärketoleranztests nicht signifikant zu beeinflussen. LOEB et al. (1971) behandelten 20 Minuten vor dem Test einige Pferde mit Neostigmin (6 mg s.c.). Die Glucosekurven entsprachen denen von unbehandelten Tieren weitgehend. Hier kam es allerdings nie zu einer überschießenden Insulinreaktion, bei der die Glucosewerte unter die Ausgangswerte sanken.