Tauglichkeit verschiedener UV-Leuchtmittel zur Rachitisprävention bei tagaktiven, UVB-bedürftigen Reptilien am Beispiel von Pogona vitticeps

Tierärztliche Hochschule Hannover

Tauglichkeit verschiedener UV-Leuchtmittel zur Rachitisprävention bei tagaktiven, UVB-bedürftigen

Reptilien am Beispiel von Pogona vitticeps

INAUGURAL-DISSERTATION zur Erlangung des Grades einer

Doktorin der Veterinärmedizin - Doctor medicinae veterinariae -

(Dr. med. vet.)

vorgelegt von Ilona Duda

Berlin

Hannover 2011

Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. H. Hackbarth

Institut für Tierschutz und Verhalten

1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. H. Hackbarth

2. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. M. Fehr

Tag der mündlichen Prüfung: 28.10.2011

Meinem Ehemann Mike Duda

Inhaltsverzeichnis

1. Einleitung ... 7

2. Literaturübersicht ... 9

2.1 Vitamin D ... 9

2.1.1 Biosynthese ... 9

2.1.2 Speicherung ... 10

2.1.3 biologisch wichtige Funktionen des Calcitriol ... 11

2.2 Rachitis ... 11

2.2.1 Ätiologie ... 12

2.2.2 Pathogenese ... 12

2.2.3 Klinik ... 13

2.2.4 Diagnose ... 14

2.2.5 Therapie, Prognose und Prophylaxe ... 14

2.3 Ultraviolettes Licht ... 15

2.3.1 Bedeutung von UV-Licht für Reptilien ... 15

2.3.2 Messung und Bewertung von UV-Licht ... 16

2.3.3 UV-Leuchtmittel... 18

2.4 Haltung von Pogona vitticeps ... 19

2.4.1 Terrarien ... 20

2.4.2 Temperatur und Beleuchtung ... 20

2.4.3 Bodengrund ... 22

2.4.4 Ernährung ... 22

2.4.5 Inkubation und Aufzucht ... 23

2.4.6 Geschlechtsbestimmung ... 23

2.4.7 Sozialverhalten... 24

3. Material und Methoden ... 26

3.1 Versuchsaufbau ... 26

3.1.1 UVB-Leuchtmittel ... 26

3.1.2 Terrarien und sonstiges Material ... 27

3.1.3 Tiere ... 30

3.2 Methoden ... 31

3.2.1 Haltung der Tiere und Gruppenzuteilung ... 31

3.2.2 Erhebung von Daten ... 33

3.2.3 Untersuchungen ... 34

3.2.4 Statistische Tests ... 36

3.3 Besonderheiten ... 37

4. Ergebnisse ... 39

5. Diskussion ... 61

6. Zusammenfassung ... 67

7. Summary ... 68

Literaturverzeichnis ... 69

Anhang ... 73

Anhang 1: Tabellen ... 73

Anhang 2: Statistik ... 85

Anhang 3: Röntgenbilder ... 99

Danksagung ... 118

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1. Einleitung

Rachitis ist in der Reptilienhaltung ein recht häufiges Problem. Diese Erkrankung kann durch verschiedene Ursachen hervorgerufen werden, unter anderem durch eine mangelhafte Versorgung der Tiere mit UVB-Strahlung.

In der Praxis kommen solche Fälle recht häufig in verschiedener Ausprägung und bei unterschiedlichen Tierarten vor, z. B. ein Chameleo calyptratus (Jemenchameleon) mit insgesamt zehn Frakturen auf allen vier Gliedmaßen, lebenslang verkrüppelte Land- und Wasserschildkröten oder diverse Pogona vitticeps (Bartagamen) mit Wirbelfrakturen. Vorberichtlich werden die oftmals schwer erkrankten Tiere häufig unter UV-Energiesparlampen, -Röhren oder HQI-Strahlern mit relativ geringer Leistung gehalten, die restlichen Haltungsparameter, wie z. B. das Vorhandensein einer geeigneten Calciumquelle, geeignetes Futter, das den Herstellerangaben entsprechende termingerechte Wechseln der Leuchtmittel etc., sei aber immer korrekt eingehalten worden. Daher ergab sich der Eindruck, dass diese Leuchtmittel nicht für die Haltung UVB-bedürftiger Reptilien geeignet seien.

Die einzige UV-Lampe, die sich in der Reptilienhaltung bislang eindeutig bewährt hat, ist die Osram UltraVitalux® mit 300 Watt (persönliche Mitteilung von Dr. Renate Keil, Hannover, 30.05.2009; Grießhammer et al., 2004). Doch diese Lampe stammt aus der Solarientechnik und muss unter einigen Vorsichtsmaßnahmen (ein Meter Abstand zum Tier, 30 Minuten tägliche Bestrahlung) betrieben werden, so dass sie nicht für jede Tierart geeignet ist.

Aus diesen Gründen stellte sich die Frage, welche Beleuchtungstechnik, außer der UltraVitalux®, den Haltern zur Rachitisprävention empfohlen werden kann, da die oben genannten Bedingungen nicht in jedem Terrarium umzusetzen sind und viele Reptilien auch nicht problemfrei aus ihren Terrarien genommen werden können, um sie an einem separaten Ort unter die UV-Lampe zu setzen.

Auf dem Markt ist eine Vielzahl der unterschiedlichsten UV-Leuchtmittel vorhanden.

Da in dieser Untersuchung nicht alle auf ihre Tauglichkeit zur Rachitisprävention

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überprüft werden konnten, wurden fünf verschiedenen Lampentypen exemplarisch ausgewählt.

Das Ziel dieser Arbeit soll sein, Aussagen über die Tauglichkeit verschiedener UV- Lampen zur Rachitisprävention bei tagaktiven Reptilien treffen zu können, um so die Haltungsberatung in der Praxis verbessern zu können.

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2. Literaturübersicht

2.1 Vitamin D

Die Bezeichnung „Vitamin D“ für Cholecalciferol ist streng genommen nicht korrekt, da es unter UV-Bestrahlung endogen synthetisiert werden kann (Erben, 2005). Wenn jedoch eine UV-Bestrahlung ausbleibt, ist der Organismus nicht in der Lage, es autogen zu synthetisieren, wodurch es wieder zum „Vitamin“ wird (Erben, 2005).

2.1.1 Biosynthese

Bei tagaktiven, freilebenden Tieren wird die Vitamin-D-Biosynthese zu 80% durch die kutane Synthese induziert, nur ca. 10-20% stammen aus diätetischen Quellen (Erben, 2005). Die Synthese des biologisch aktiven 1,25(OH)2-Cholecalciferols (Calcitriol) findet bei Reptilien, wie auch bei den Säugetieren, in mehreren Schritten statt (Carman et al., 2000).

Trifft Strahlung mit einer Wellenlänge von 290-315nm auf die Haut, so wird die Umwandlung von 7-Dehydrocholesterol (Provitamin D3) zu Präcalciferol (Prävitamin D3) induziert (Bernard und Ullrey, 1999). Die Wellenlänge, bei der die maximale Synthese von Prävitamin D3 erreicht wird, ist allerdings je nach Autor und untersuchter Tierart abweichend (Bernard und Ullrey, 1999), diese liegt z.B. nach Ferguson et al. (2008) bei 298nm (zwischen 290nm und 300nm sollen es laut diesen Autoren nur noch 60% des maximal erreichbaren Wertes sein), laut Burger et al.

(2007) zwischen 290nm und 300nm, nach Gehrmann und Ferguson (2003) bei 295nm bis 298nm und laut Erben (2005) liegt sie zwischen 290nm und 310nm.

Durch Wärme wird anschließend das Prävitamin D3 zu Cholecalciferol (Vitamin D3) synthetisiert (Erben, 2005).

Das so in der Haut entstandene Vitamin D3 wird an das Vitamin-D-Bindungsprotein (DBP) gebunden und gelangt daraufhin in den Blutkreislauf, über welchen es zur Leber transportiert wird (Bernard und Ullrey, 1999). Nach Schweigert (2005) findet die Bindung an das DBP allerdings erst in der Blutbahn statt.

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In der Leber wird das Vitamin D3 am C25-Atom hydroxyliert, wodurch 25- Hydroxycholecalciferol (Calcidiol) entsteht (Burger et al., 2007; Schweigert, 2005).

Gesteuert durch das Parathormon und die Calcium/Phosphatkonzentration im Blut findet im proximalen Tubulus der Niere eine zweite Hydroxylierung des Calcidiols am C1-Atom statt, so dass das biologisch aktive 1α,25-Dihydroxycholecalciferol (Calcitriol) entsteht (Burger et al., 2007; Schweigert, 2005). Das Parathormon wirkt, ebenso wie eine abnehmende Konzentration von Calcium und Phosphat im Blut, stimulierend auf diesen Prozess, während er durch Calcitriol selbst gehemmt wird (Schweigert, 2005).

Der Metabolismus der diätetischen Formen des Vitamin D3 in Reptilien ist noch nicht völlig bekannt, auch wenn er oft im Falle des Unvermögens, den Tieren natürliches Sonnenlicht oder ausreichende künstliche UV-Bestrahlung zukommen zu lassen, die einzige Alternative darstellt (Hibma, 2004). Allerdings existieren bislang keine wissenschaftlich fundierten Arbeiten zur minimal notwendigen Dosierung des Vitamin D (McWilliams, 2005).

2.1.2 Speicherung

Die orale Aufnahme von Vitamin D3 kann bei Überdosierung zur Intoxikation führen (Ferguson et al., 2010; Schweigert, 2005). Bei der kutanen Synthese kann dies nicht geschehen, da, sobald eine Maximalkonzentration von Vitamin D3 erreicht wird, weitere UV-Bestrahlung zur Photokonversion von Prävitamin D3 in die biologisch inaktiven Substanzen 24,25-Dihydroxycholecalciferol (Lumisterol) und Tachysterol führt (Ferguson et al., 2010; Erben, 2005). Insbesondere Lumisterol hat hierbei eine ausgeprägte Reservoir-Wirkung, da es bei fallenden Prävitamin-D3-Konzentrationen nach Beendigung der UV-Exposition wieder zu Prävitamin D3 umgewandelt wird, was eine möglichst effektive Nutzung der verfügbaren UV-Strahlung und einen Schutzmechanismus gegen übermäßige kutane Vitamin-D-Produktion darstellt (Erben, 2005).

Gespeichert wird Vitamin D vor allem im Fettgewebe, aber auch in Form des im Plasma vorliegenden Komplexes aus DBP und Vitamin D3 (Erben, 2005).

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2.1.3 biologisch wichtige Funktionen des Calcitriol

Calcitriol wirkt wie alle Steroidhormone über eine Interaktion mit einem intrazellulären Rezeptorprotein, dem Vitamin-D-Rezeptor (VDR), der eine hohe Affinität für Calcitriol aufweist. Der so entstandene Calcitriol-Rezeptor-Komplex bindet an spezifische DNA-Sequenzen in der Promotor-Region von Zielgenen, wodurch eine Veränderung der Gentranskription im Zellkern induziert wird (Erben, 2005).

Auf diese Weise kommt es zur Stimulation der intestinalen Calcium- und Phosphorresorption durch die Induktion der Bildung eines Calcium-bindenden- Proteins (Calbindin); daneben fördert es die renal-tubuläre Reabsorption von Calcium (Scharrer und Wolffram, 2005). Des Weiteren ist Calcitriol für ein physiologisches Wachstum und die physiologische Mineralisation von neugebildetem, unmineralisiertem Knochengewebe notwendig, da es wahrscheinlich die Bildung eines Ca-bindenden-Proteins am Knochen induziert, was zur Mineralisation des Osteoids durch Ausfällung von Calciumphosphat in Form des Apatits führt (Reinacher, 2007).

Calcitriol spielt also eine wichtige Rolle bei der homöostatischen Kontrolle des Blutcalciumspiegels und bei der Aufrechterhaltung der Knochendichte (Schweigert, 2005).

2.2 Rachitis

Bei Rachitis handelt es sich um eine Knochenstoffwechselerkrankung der Jungtiere, welche der Osteomalazie der adulten Tiere entspricht (Göbel, 2005). Sie bezeichnet die klassische Definition für das Fehlen von Vitamin D3, was zu dem Krankheitskomplex des ernährungsbedingten sekundären Hyperparathyreoidismus (NSHP, nutritional secondary hyperparathyreoidism; fibröse Osteodystrophie) gezählt wird und die am häufigsten zu beobachtende metabolische Knochenerkrankung bei Reptilien darstellt (Göbel, 2005). Da die Rachitis den jugendlichen, wachsenden Knochen betrifft, beziehen sich die Veränderungen vorrangig auf die enchondralen Verknöcherungsvorgänge im Epiphysenbereich (Reinacher, 2007).

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2.2.1 Ätiologie

Die NSHP der Reptilien ist eine multifaktorielle Erkrankung, welche durch einzelne Faktoren oder durch eine Kombination aus fehlerhaften Haltungs- und Ernährungsbedingungen entstehen kann (Göbel, 2005). Ursächlich kommen mangelhafte Calcium- oder Vitamin-D3-Versorgung, eine Imbalance des Calcium:Phosphor-Verhältnisses in der Ernährung (dieses sollte nach Göbel (2005) 1:1 bis 2:1 sein, Scott (1997) schlägt ein Verhältnis von 1,5-2,0:1 vor) sowie der Mangel oder das völlige Fehlen ungefilterten, natürlichen Sonnenlichtes oder eine Kombination dieser Faktoren in Frage (Göbel, 2005). Sie verursachen eine Hypocalcämie, was wiederum die Parathyreoidea (Nebenschilddrüse) zu einer exzessiven Produktion von Parathormon anregt (Göbel, 2005). Das Parathormon hemmt die Osteoblastenaktivität und stimuliert die Osteoklasten, wodurch es zu Knochenabbau und Freisetzung von Calcium kommt; außerdem hemmt es die Calcium- und Phosphatrückresorption in der Niere (Reinacher, 2007).

Es ist allerdings zu beachten, dass Oxalate (zum Beispiel aus der Nahrung) die Calciumresorption inhibieren, in dem sie Calcium binden (McWilliams, 2005) und so unresorbierbare Komplexe entstehen, welche mit dem Kot ausgeschieden werden (Kempf, 2010). Außerdem kann eine Hypoproteinämie, verursacht durch ein Defizit an diätetischem Protein, einen Mangel an verfügbarem Calcium verursachen, da dieses, wie oben erwähnt, proteingebunden transportiert wird (McWilliams, 2005).

Somit können also auch diese Umstände zu dem Bild einer Rachitis bzw.

Osteomalazie führen (Kempf, 2010; McWilliams, 2005).

2.2.2 Pathogenese

Durch eine mangelhafte Mineralisation des neugebildeten Knochengewebes infolge der Hypocalcämie verknöchert das Osteoid nur unzureichend (Reinacher, 2007). Die Knorpelzellen proliferieren und es kommt zu weichen Knochen (Göbel, 2005).

Die Knorpelmatrix ordnet sich zwar zum Säulenknorpel um, aber eine primäre Mineralisation am Knorpelmodell bleibt unvollständig oder sogar ganz aus, woraus eine mangelhafte Degeneration des Säulenknorpels resultiert (Reinacher, 2007).

Dieses äußert sich in einer deutlichen Verbreiterung der Epiphysenknorpelzone, in

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unzureichender Kapillarsprossung und damit einhergehender unzureichender Knorpelresorption, das neu gebildete Osteoid wird nur unvollständig mineralisiert (Reinacher, 2007).

Da die Veränderungen vorrangig den Epiphysenbereich betreffen, kommt es besonders an verschiedenen Extremitätengelenken und am Rippenknorpel (so genannter „rachitischer Rosenkranz“, vor allem am Übergang der knöchernen zu knorpeligen Rippe) zu Knochenauftreibungen (Reinacher, 2007).

2.2.3 Klinik

Ein Mangel an Vitamin D3 oder Calcium führt zu metabolischen Knochenerkrankungen, der Produktion nicht lebensfähiger Eier und Problemen der Jungtiere beim Schlupf (Burger et al., 2007).

Außerdem können verschiedene Symptome auftreten, wie zum Beispiel ein verzögertes Wachstum, Bewegungsunlust, steifer oder lahmer Gang, gummiartig verbiegbare Gliedmaßen oder Kiefer, Deformierung der Wirbelsäule oder bei Schildkröten ein weicher, eindrückbarer Panzer (Göbel, 2005).

Bei Jungtieren kann man unter anderem beobachten, dass der Dottersackrest nicht in die Bauchhöhle aufgenommen wird, der Unterkiefer verkürzt ist, der Scheitel sich aufwölbt oder die Wirbelsäule in Form einer Lordose deformiert ist. Im späteren Verlauf kommt es dann zur Verkrümmung der distalen Extremitätenenden und es sind pathologische Frakturen möglich (Zwart, 1987).

Nach Wochen stellt sich eine zunehmende Schwäche der Kiefer ein und es kann an verschiedenen Knochen zu Grünholzfrakturen kommen. Sollten die Ursachen der Rachitis auch längerfristig nicht beseitigt werden, können Spontanfrakturen der Lendenwirbel auftreten, bei völlig entkalktem Skelett kommt es zum Exitus (Zwart, 1987).

Aufgrund des zunehmenden Stabilitätsverlustes im Verlauf der Erkrankung wird die Knorpelbildung angeregt, wodurch es, besonders bei Echsen, zu einer Umfangsvermehrung im Kiefer- und Gliedmaßenknochen kommt (Göbel, 2005).

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Bei Schildkröten kommt es durch Zug der innen am Carapax ansetzenden Gliedmaßenmuskeln oftmals zur starken Deformation des Panzers (Lordose, sog.

„Kamelsattelform“), welche nach Aushärten des Panzers eine irreversible Beeinträchtigung für das Tier darstellt, wie zum Beispiel Dyspnoe aufgrund des eingeengten Lungenfeldes oder Legenot (Scott, 1997).

2.2.4 Diagnose

In der Praxis kann die Diagnose anhand des klinischen Bildes, der Futter- und Haltungsanamnese, der Röntgenuntersuchung und der Bestimmung der Blutwerte für Calcium, Phosphor und der alkalischen Phosphatase, welche erhöht sein müsste, erfolgen (Göbel, 2005; Driggers, 2003; Gyimesi, 2003).

Differentialdiagnostisch kommen eine renale Osteodystrophie, Osteomalazie und Osteomyelitis in Frage (Göbel, 2005). Außerdem kann eine übermäßige Exposition mit UV-Strahlung ähnliche Symptome wie ein UV-Mangel hervorrufen, sofern dieser durch einen renalen sekundären Hyperparathyreoidismus verursacht wird (Driggers, 2003).

2.2.5 Therapie, Prognose und Prophylaxe

Zunächst muss eine Korrektur der abweichenden Haltungsparameter, wie Fütterung, UV-Bestrahlung und Mineralstoffgaben, vorgenommen werden, im akuten Stadium können Vitamin D3 (100-500 IE/kg KGW) und Calcium-Glukonat verabreicht werden (Göbel, 2005; Driggers, 2003; Gyimesi, 2003).

Die Prognose ist abhängig vom Grad der Erkrankung und hat somit eine sehr große Schwankungsbreite von gut bis infaust (Göbel, 2005).

Neben einer artgerechten Haltung kann eine Substitution von Vitamin D3

prophylaktisch in einer Dosierung von 50 bis 100 IE/kg KGW wöchentlich eingesetzt werden (Köhler, 1996). Außerdem besteht die Notwendigkeit der Supplementierung von Calcium (ohne Phosphor), welches durch pulverisierte Sepiaschale, Eierschalen oder speziell zusammengemischte Zusätze gewährleistet werden kann (Scott, 1997).

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2.3 Ultraviolettes Licht

Ultraviolettes Licht ist eine Form der elektromagnetischen Strahlung, welche einseitig an das so genannte sichtbare Spektrum angrenzt, das vom Menschen wahrgenommen werden kann. Es kann als Welle oder Partikel (Photon) bezeichnet werden. Wellen können durch die Parameter Strahlungsintensität bzw. Energiedichte (Watt pro Fläche) oder Energie pro Zeiteinheit (Dosis, z.B. Joule pro Sekunde und Fläche) quantifiziert werden, während Photonen durch Photonenfluß oder Photonenstrahlung quantifiziert werden. Die verschiedenen Wellen sind durch unterschiedliche Wellenlängen oder Frequenzen charakterisiert. Die Photonen unterscheiden sich je nach Höhe ihrer Energie, was wiederum abhängig von der Wellenlänge ist (Gehrmann und Ferguson, 2003).

Das Spektrum der UV-Strahlung liegt zwischen 100nm und 400nm, es liegt also unterhalb des sichtbaren Lichtes (400-700nm) und der Infrarotstrahlung (700- 3200nm) (Gyimesi, 2003).

Das ultraviolette Licht wird in drei Bandbreiten unterteilt, das UVA (320-400nm), UVB (290-320nm) (Ferguson et al., 2010) und UVC (100-290nm) (Driggers, 2003). Nach der International Commission on Illumination (CIE) wird UVA allerdings von 400nm bis 315nm, UVB von 280nm bis 315nm und das kurzwellige UVC von 280nm bis 100nm eingestuft (Gehrmann und Ferguson, 2003). Bei Burger et al. (2007) wird der Bereich des UVB-Lichtes wiederum von 285-320nm angegeben.

2.3.1 Bedeutung von UV-Licht für Reptilien

Das Vorhandensein von UV-Licht führt bei Reptilien zu Wohlbefinden, manche Spezies werden aktiver und energischer nach UV-Exposition (Gyimesi, 2003).

Strahlende Farben, Appetit und Reproduktionsverhalten nehmen bei vielen Reptilien durch UV-Exposition zu, die Tiere sind generell gesünder (Ogle, 2003).

UVC ist in der Natur für Reptilien nicht verfügbar, da es bereits in der Stratosphere durch die Ozonschicht absorbiert wird (Gehrmann und Ferguson, 2003).

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UVB ist in der Natur verfügbar und hat sowohl nützliche (Photobiosynthese des Vitamin D3) als auch schädliche Effekte, wie zum Beispiel Gewebeschäden (Gehrmann und Ferguson, 2003). Besonders junge, sich noch im Wachstum befindende Tiere neigen zu einer D-Hypovitaminose und sekundären muskuloskeletalen Störungen bei einem Mangel an Vitamin D (Gyimesi, 2003). Eine Überexposition mit UVB-Strahlung kann Augen- und Hautschäden, Hautkrebs und eine verminderte Reproduktion verursachen, wovor sich Reptilien und einige andere Spezies durch morphologische Adaptionen wie dunkle, UVB absorbierende Pigmente in der Haut und andere Mechanismen schützen (Ferguson et al., 2010).

Eine dunklere Färbung der Haut deutet also auf eine übermäßige Exposition mit UV- Strahlung hin, wie Hibma 2004 am Beispiel von Iguana iguana nachgewiesen hat.

Auf der anderen Seite führt UVB-Strahlung aber auch zur endogenen Synthese von Vitamin D3 (Ferguson et al., 2010), weshalb es für einige metabolische Prozesse und das Reproduktionsverhalten von Bedeutung ist (Burger et al., 2007).

UVA kann von einigen Eidechsenarten optisch wahrgenommen werden und spielt eine Rolle in der sozialen Kommunikation der Tiere, kann jedoch auch, wenn es von der Haut der Reptilien reflektiert wird, von Raubvögeln wahrgenommen werden und außerdem den Vitamin A-Gehalt in der Haut erniedrigen (Gehrmann und Ferguson, 2003).

2.3.2 Messung und Bewertung von UV-Licht

Nach Driggers (2003) kann die UV-Intensität mit einem entsprechenden UV-Meter gemessen werden, die Anwesenheit von UV-Licht kann aber auch durch ein Stück Zeitungspapier nachgewiesen werden, welches sich nach zwei bis drei Tagen gelblich verfärbt, wenn es an dem Ort platziert wird, auf den die UV-Lampe ausgerichtet ist, sofern hier ausreichend ungefilterte UV-Strahlung erreicht wird.

Es kann ebenso ein Spektroradiometer zur Messung eingesetzt werden, welches eine spektrale Kraftverteilung für das vollständige Lichtspektrum mit einer Genauigkeit von 1-2nm darstellt. Diese Geräte sind allerdings sehr teuer (ca.

$30.000) und nicht transportabel (Gehrmann und Ferguson, 2003).

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Eine Alternative hierzu sind Breitband-Radiometer, welche für die Messung eines Teils des gesamten Lichtspektrums geeignet sind (Gehrmann und Ferguson, 2003).

Die Anschaffungskosten hierfür lagen nach Gehrmann/Ferguson 2003 bei $500-

$3.000, außerdem sind die Geräte deutlich kleiner als die Spektroradiometer und tragbar. Der Nachteil dieser Geräte ist, dass ihre spektrale Auflösung (angenommen etwa 30nm für UVB-Radiometer) deutlich breiter ist als die der Spektroradiometer, so dass das Ergebnis der Messung nicht gezielt den UVB-Bereich angeben kann, bei dem die Vitamin D-Synthese erfolgt, da es ein zu breites Spektrum in einem Wert ausgibt und somit das biosynthetische Potential der UVB-Lichtquelle möglicherweise nicht genau widerspiegelt (Gehrmann und Ferguson, 2003). Das von Solartech, Inc., hergestellte Solarmeter® 6.2 UVB soll sich aber laut Ferguson et al. (2008) ausschließlich auf den UVB-Bereich beschränken und keinen unerwünschten Input außerhalb dieser Bandbreite zulassen. Das später entwickelte Solarmeter® 6.4 soll sich vorrangig auf den Bereich der maximalen Vitamin D3-Synthese beschränken, ist aber für die menschliche Typ 2-Haut ausgerichtet und eine Übertragbarkeit auf Reptilien und andere Spezies ist bislang noch unklar (Ferguson et al., 2008).

Außerdem ist zu beachten, dass manche dieser Breitband-Radiometer für spezielle Lichtquellen hergestellt wurden (wie z.B. monochromatische UVB-Lampen, welche vergleichsweise wenig UVA und sichtbares Licht erzeugen) und somit nicht für komplexere Lichtquellen (z.B. natürliches Licht oder künstliches Licht einer Leuchtstoffröhre) geeignet sind. Lichtenergie verschiedener Wellenlängen, insbesondere Infrarotstrahlung, kann vom Detektor ebenfalls wahrgenommen werden und so den ausgegebenen Wert erhöhen, was je nach Gerätehersteller in unterschiedlichem Umfang geschieht und so die gemessenen Werte bei ein und der selben Lampe Abweichungen aufweisen können (Gehrmann und Ferguson, 2003).

UVB-Strahlung kann auch indirekt mittels „vitamin D conversion ampules“ erfasst werden, welche 7-Dehydroxycholesterol enthalten und in vitro-Marker für die biologische Aktivität des UVB-Lichtes darstellen (Gyimesi, 2003). Diese können entweder als Methode zur Standardisierung der Breitband-Radiometer (Gehrmann und Ferguson, 2003) oder direkt im Terrarium eingesetzt werden, indem sie in den

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Sonnenplatz der Reptilien gestellt werden, wo dann das 7-Dehydrocholesterol durch die UVB-Strahlung in Prävitamin D3 konvertiert wird, was dann durch ein Labor nachgewiesen werden kann und die Effektivität der UVB-Quelle an dem Ort der Messung widerspiegelt (Gyimesi, 2003).

UV-Strahlung wird in der Einheit Microwatt pro Quadratzentimeter (µW/cm²) angegeben (Ferguson et a., 2008; Gyimesi, 2003).

2.3.3 UV-Leuchtmittel

Die beste Quelle für UVA- und UVB-Strahlung ist das natürliche Sonnenlicht (Gehrmann und Ferguson, 2003; Gyimesi, 2003). Eine Exposition mit diesem ist allerdings bei in Gefangenschaft gehaltenen Reptilien meist nicht möglich, da sie in der Regel im Haus gehalten werden müssen (Gehrmann und Ferguson, 2003).

Driggers (2003) empfiehlt, basierend auf den Gesichtspunkten Sicherheit und Effektivität, ReptiSun®-Produkte der Firma ZooMed® in verschieden Stärken je nach Nähe des natürlichen Habitats der Tiere zum Äquator.

Die stärksten künstlichen UVB-Quellen, die kommerziell zu erwerben sind, sind Leuchtstoffquarzlampen (Höhensonne), welche ein höheres photobiosynthetisches Potential aufweisen als das natürliche Sonnenlicht. Leider können durch das starke UVB und das ebenfalls messbare UVC dieser Lampen starke Schäden sowohl bei dem Reptil als auch beim Halter auftreten, so dass sie für den generellen Einsatz in der Herpetologie nicht geeignet sind (Gehrmann und Ferguson, 2003).

Diverse schwächere UVA- und UVB-emittierende Leuchtstoffröhren, wie z.B. die ReptiSun® 5.0, sind ebenfalls kommerziell erhältlich, welche signifikant aber nicht gefährlich viel UVB produzieren (Gehrmann und Ferguson, 2003).

Des Weiteren sind Quecksilber-Dampflampen (z.B. Westron® Active UVHeat und ZooMed PowerSun®) erhältlich, welche simultan Infrarotwärme und UV-Licht produzieren, deren photobiosynthetisches Potential noch nachgewiesen werden muss (Gehrmann und Ferguson, 2003). Diese Lampen sollen die beste Wahl für Reptilien aus warmen, tropischen und Wüstenhabitaten sein (Ogle, 2003).

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Es ist in jedem Fall zu bedenken, dass UV-Licht von normalem Glas oder Plexiglas®

heraus gefiltert wird und ebenfalls durch feinmaschige Netze partiell gefiltert wird, weshalb es keinen Nutzen hat, das gehaltene Reptil in einem Aquarium an ein sonniges Fenster zu stellen, was außerdem die Gefahr der Überhitzung birgt (Girling und Raiti, 2004; Gyimesi, 2003; Ogle, 2003). Typisches Fensterglas lässt nachweislich keine Wellenlängen unter 334nm durch, es gibt aber auch UV- durchlässiges Acrylglas, welches in einigen zoologischen Gärten eingesetzt wird, aber sehr teuer ist und seine Fähigkeit zur UV-Transmission nimmt mit der Zeit ab (Gyimesi, 2003).

Der UV-Ausstoß der UV-Leuchtmittel nimmt ebenfalls mit der Zeit ab, was bei deren Einsatz berücksichtigt werden muss, da sie dennoch weiterhin sichtbares Licht produzieren (Gyimesi, 2003).

Bezüglich des Abstands zwischen dem Leuchtmittel und den Tieren ist zu bedenken, dass die UV-Intensität dem Inversen-Quadratischen-Abstands-Gesetz folgt, was bedeutet, dass bei einer Verdopplung des Abstandes die UV-Intensität auf ¼ reduziert wird (Girling und Raiti, 2004; Driggers, 2003).

Welcher Level an UVB oder Vitamin D3 optimal ist, ist für Pogona vitticeps bislang noch unbekannt (Ferguson et al., 2010).

2.4 Haltung von Pogona vitticeps

Die ausführlichen Haltungsbedingungen sind der einschlägigen Literatur zu entnehmen, im Folgenden werden nur die Eckdaten, wie zum Beispiel Beleuchtungsdauer, Temperatur etc., aufgeführt.

Pogona vitticeps kommen ursprünglich aus dem Osten Australiens, wo sie terrestrisch in den Wüstenregionen leben (Girling und Raiti, 2004; Grießhammer et al., 2004) und ist die wohl am häufigsten gehaltene Bartagame (Grießhammer et al., 2004). Die Schlüpflinge dieser Art haben eine Kopf-Rupf-Länge von 39-42mm,

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ausgewachsen erreichen sie eine Kopf-Rupf-Länge von etwa 250mm (Grießhammer et al., 2004).

2.4.1 Terrarien

Die Mindestgröße für Terrarien ist gesetzlich vorgeschrieben durch das „Gutachten des BML über die Mindestanforderungen an die Haltung von Reptilien“ vom 10.

Januar 1997. Dieses bezieht sich auf die Kopf-Rumpf-Länge (KRL) des größten gehaltenen Tieres ohne Schwanz, gemessen von der Kopfspitze bis zur Kloakenöffnung. Bei Pogona vitticeps (Bartagame) beträgt die Mindestgröße laut diesem Gutachten L x T x H = 5 x 4 x 3 multipliziert mit der KRL für ein gehaltenes Paar, die Maßeinheit entspricht der Einheit, in der die KRL gemessen wurde.

Terrarien können aus verschiedenen Baustoffen gefertigt werden, wie zum Beispiel Glas, Plexiglas, versiegeltes oder beschichtetes Holz oder Plastik, welche verschiedene Kriterien erfüllen müssen (Girling und Raiti, 2004):

1. Stabil genug, so dass die Tiere nicht ausbrechen können 2. Gute Haltbarkeit

3. Nicht toxisch

4. Einfach zu reinigen 5. Nicht porös

6. Möglichst günstig und einfach zu bekommen

Die Punkte 2-6 haben ebenso für alle weiteren Einrichtungsgegenstände Gültigkeit (Girling und Raiti, 2004).

2.4.2 Temperatur und Beleuchtung

Alle Reptilien, also auch Pogona vitticeps, sind exotherme Tiere, sie können also ihre Körpertemperatur und ihren Stoffwechsel nicht selbständig aufrechterhalten und sind somit auf eine adäquate Umgebungstemperatur angewiesen. Temperatur, Luftfeuchtigkeit und Belüftung sind von einander abhängig und beeinflussen sich gegenseitig (Girling und Raiti, 2004).

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Im Terrarium sollte ein Temperaturgradient durch entsprechende punktuelle Erwärmung erreicht werden, außerdem sollte die Temperatur im Becken nachts, und bei manchen Arten auch saisonal, abgesenkt werden (Girling und Raiti, 2004).

Der Temperaturbereich für Pogona vitticeps liegt bei 25-35°C bei einer relativen Luftfeuchtigkeit von 30-40%, unter der Wärmelampe sollen 38-42°C erreicht werden (Girling und Raiti, 2004).

Die Beleuchtung muss in Qualität (Wellenlänge und Intensität) sowie in Quantität (Beleuchtungsdauer) den Bedürfnissen der Tiere entsprechen, da davon (neben anderen Faktoren) ihr Mineralstoffhaushalt, das Wohlbefinden und die Reproduktion abhängig sind (Girling und Raiti, 2004). Die Infrarotstrahlung (Wellenlänge 3.000nm- 1.000.000nm) soll dabei vorrangig für die Erwärmung verantwortlich sein, das sichtbare Licht (Wellenlänge 380-780nm) initiiert das Reproduktionsverhalten, das Spektrum des ultravioletten Lichtes im UVA-Bereich fördert das Wohlbefinden und typische Verhaltensweisen und der UVB-Bereich hat Einfluss auf die Produktion von Vitamin D und den Calciummetabolismus (Girling und Raiti, 2004). Die Wellenlänge von UVA liegt zwischen 320nm und 400nm, die von UVB bei 290-320nm (Adkins et al., 2003).

Bei freilebenden Pogona vitticeps und einigen anderen Spezies (zum Beispiel baumbewohnende Chameleons), welche in Gegenden vorkommen, in denen sie intensiver Sonnenstrahlung ausgesetzt sind, wurde Melanin in der Haut und im Coelom nachgewiesen, wodurch die Penetration der UV-Strahlung limitiert wird (Girling und Raiti, 2004).

Die Beleuchtungsdauer soll sich im Idealfall am Tag-Nacht-Rhythmus des natürlichen Habitats der Tiere orientieren, äquatornah also 12 Stunden Beleuchtung (und entsprechend 12 Stunden Dunkelheit), weiter nördlich oder südlich schwankt die Beleuchtungsdauer saisonal zwischen 9 und 14 Stunden (Girling und Raiti, 2004). Grießhammer et al. (2004) sehen für die Haltung von Bartagamen eine Beleuchtungsdauer von 12 bis 14 Stunden vor.

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Da die Tiere in der Natur zwischen Licht, Wärme und UV-Strahlung nicht unterscheiden, sollten sich die Beleuchtungs- und UV-Quellen dicht bei einander befinden oder aus einer Quelle stammen, so dass ein dem natürlichen Verhalten entsprechendes „Sonnenbad“ auch eine UV-Exposition mit sich bringt (Gehrmann und Ferguson, 2003). Außerdem ist die kutane Konversion von Prävitamin D3 in Vitamin D3 ein temperaturabhängiger Prozess, was ebenfalls für eine Kombination aus Wärme und UVB-Strahlung spricht (McWilliams, 2005; Gyimesi, 2003). In dem Versuch von Dickinson und Fa (1997) stellte sich heraus, dass die hier eingesetzten Tiere Glühlampen als Wärmequellen bevorzugten.

2.4.3 Bodengrund

Unter klinischen Bedingungen muss das Substrat leicht zu reinigen bzw. zu entfernen sein, wie zum Beispiel flach ausgelegtes Zeitungspapier. In privater Haltung sollte das Substrat, das im natürlichen Habitat der gehaltenen Tiere vorkommt, verwendet werden oder so gut wie möglich nachgeahmt werden (Girling und Raiti, 2004).

2.4.4 Ernährung

Bartagamen sind omnivor und nehmen sowohl Insekten, Gliedertiere, Spinnen, Kleinsäuger und andere Reptilien, wie auch Kräuter, Blätter, Gräser, Samen, Blüten und Früchte als Nahrung in der Natur auf (Grießhammer, 2004).

An tierischer Nahrung kann man Bartagamen Wanderheuschrecken, Grillen, Heimchen, Schaben und Zophobas-Larven anbieten. Grillen und Heimchen eignen sich insbesondere für die Aufzucht von Jungtieren. Zu beachten ist aber, dass die Futtertiere ein paar Tage lang hochwertig ernährt werden müssen, da deren letzte Fütterung oftmals Tage zurückliegt. Hierzu eignen sich Hundefutterflocken, Fischfutter, Hefeflocken und feuchte Bestandteile wie Obststücke, Gemüse oder Blätter und alle Futterpflanzen, die auch zur Fütterung der Bartagamen geeignet sind (Grießhammer, 2004).

An pflanzlicher Nahrung, welche besonders Jungtieren immer zur Verfügung stehen sollte, steht ein breites Spektrum ungiftiger Kräuter, wie Löwenzahn, Wegerich, Klee

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etc. zur Verfügung, außerdem Salate (z. B. Feld-, Rucola- und Endiviensalat) und verschiedene Gemüse- und Obstsorten (z. B. Karotten). Obst sollte aber aufgrund des ungünstigen Calcium:Phosphor-Verhältnisses nur ab und zu in kleinen Mengen verfüttert werden (Grießhammer, 2004).

Zu bedenken ist hierbei, dass nicht jedes Gemüse geeignet ist, da z.B. Tomaten einen hohen Anteil an Oxalsäure enthalten und somit, wie in Kapitel 3.2.1 beschrieben, bei ad libitum Versorgung zu einer Hypokalzämie führen können (Kempf, 2010).

Als Calcium-Quelle eignen sich nach Grießhammer et al. (2004) zerbröselte Sepiaschale, Taubengritt oder kleine Muschel- und Schneckenhäuser, die ständig im Terrarium angeboten werden sollen. Nach Scott (1997) eignen sich aber ebenso gut die zerkleinerten Schalen von Eiern.

Ein Napf mit frischem Wasser muss den Tieren im Terrarium zur Verfügung gestellt werden (Grießhammer, 2004).

2.4.5 Inkubation und Aufzucht

Bartagamen sind ovipar, ihre Gelegegröße variiert zwischen fünf und 35 Eiern. Die Inkubationsdauer liegt zwischen 63 und 96 Tagen und ist temperaturabhängig. Ein Brutpflegeverhalten existiert nicht. Es sollte eine Bruttemperatur von 26-29°C eingehalten werden. Als Brutsubstrat hat sich feuchtes Vermiculite® bewährt (Grießhammer et al., 2004).

Die Jungtiere werden mit dem gleichen Futter versorgt, das auch adulten Bartagamen angeboten werden kann. Allerdings ist zu bedenken, dass das Futter nicht massiger sein sollte, als der Kopf der Tiere breit ist (Grießhammer et al., 2004).

2.4.6 Geschlechtsbestimmung

Die Geschlechtsbestimmung gelingt in der Regel am besten, wenn mehrere gleichgroße Tiere miteinander verglichen werden können. Wenn man den Schwanz vorsichtig nach oben biegt, werden beim Männchen die Wölbungen der Hemipenistaschen an dessen Unterseite sichtbar, welche beim weiblichen Tier nicht

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vorhanden sind. Außerdem besitzen die Böcke in der Regel größere Femoralporen als die Weibchen. Dass die Kloakenöffnung sich bei männlichen Tieren größer darstellt als bei den weiblichen, ist erst bei ausgewachsenen Tieren deutlich. Unter Berücksichtigung all dieser Merkmale, besonders dem Vorhandensein oder Fehlen der Hemipenistaschen, lassen sich Männchen und Weibchen gut voneinander unterscheiden. Bei Jungtieren ist die Geschlechtsbestimmung allerdings meist sehr schwierig. Eine Endoskopie ist aber nicht ratsam, da die Verletzungsgefahr für die Tiere sehr hoch ist und die oben genannten herkömmlichen Methoden in der Regel ausreichen (Grießhammer et al., 2004).

Neuere Untersuchungen haben ergeben, dass eine Geschlechtsbestimmung auch sonographisch möglich ist. Unter Verwendung eines Linearschallkopfes mit 14 Herzt und der Betrachtung von Bartagamen mit mindestens 100 Gramm Körpergewicht misst der rechte Hoden 1,2cm (0,67 – 1,89cm) in der Länge und 0,67cm (0,33 – 1,06cm) in der Breite und der linke Hoden hat einen Durchmesser von längs 1,36cm (0,87 – 1,95cm) und quer 0,73cm (0,41 – 1,05cm), während der Follikeldurchmesser rechts 0,21 – 1,17cm und links 0,17 – 1,29cm beträgt (Wachsmann, 2010).

2.4.7 Sozialverhalten

Bartagamen werden in Gruppen von einem Männchen mit ein bis zwei Weibchen gehalten, sofern das Terrarium groß genug ist (Girling und Raiti, 2004). Nach Grießhammer et al. (2004) handelt es sich bei diesen Tieren allerdings um Einzelgänger, die sich in der Natur ausschließlich zur Paarungszeit treffen.

Männliche Tiere sind untereinander in der Regel aggressiv, was sich in Drohgebärden wie Aufstellen der Kehlwamme, Schwanzpeitschen, sowie Angreifen und Beißen äußert (Girling und Raiti, 2004; Grießhammer et al., 2004). Eine Haltung im selben Terrarium, aber auch bereits in Sichtweite in einem separaten Terrarium verursacht bei dem weniger dominanten Tier signifikanten Stress (Girling und Raiti, 2004). Bei Grießhammer et al. (2004) ist sogar zu lesen, dass sich bei Haltung mehrerer Tiergruppen diese untereinander nicht sehen können dürfen, da es sonst allein aufgrund des visuellen Stresses zu Todesfällen kommen kann.

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Bei Jungtieren zeichnen sich die dominanten Tiere dadurch aus, dass sie am gierigsten und aggressivsten bei der Futteraufnahme vorgehen, so dass der Größenunterschied zwischen gleichalten, in Gruppen gehaltenen Tieren immer größer wird (Grießhammer et al., 2004).

Aggressionen äußern Bartagamen durch Kopfnicken, welches zum Teil durch Aufstampfen mit den Vorderfüßen, dem Schwarzfärben der Kehle und der Schwanzspitze unterstützt wird. Reagiert das Gegenüber nicht ausreichend devot (zum Beispiel durch das Drehen und Winken mit den Vorderbeinen), wird angegriffen und schließlich gebissen. In Gefangenschaft gehaltene Tiere müssen in diesem Fall getrennt werden (Grießhammer et al., 2004).

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3. Material und Methoden

3.1 Versuchsaufbau

3.1.1 UVB-Leuchtmittel

Verwendet wurden fünf verschiedene Leuchtmittel: die UltraVitalux® von Osram mit 300 Watt (Osram), die PowerSun® 160 Watt von ZooMed (PowerSun®), die BrightSun® UV Desert 70 Watt von Lucky Reptile (mit dem Vorschaltgerät Bright Control Pro® der selben Firma) (UV Desert), die Reptisun® 10.0 von ZooMed als Röhre mit 610 mm Länge und 18 Watt (mit entsprechender Betriebseinheit und Reflektor der Firma Arcadia) (Röhre) und als Compact Lampe mit 26 Watt (Compact). Die Osram UltraVitalux® wurde in diesen Test aufgenommen, da sie nach den Erfahrungen der Praxis für Reptilien von Frau Dr. Renate Keil, Hannover, sowie einiger anderer Kollegen, die Lampe ist, bei der es unter guten Haltungs- und Ernährungsbedingungen nicht zu einer Rachitis kommen soll. Dieses Leuchtmittel wird auch von Grießhammer et al. (2004) als dasjenige empfohlen, mit welchem seit Jahrzehnten die besten Ergebnisse in der Haltung von Bartagamen erzielt werden konnten. Allerdings wird ein Mindestabstand von einem Meter angeraten, da es sonst zu Haut- und Augenschäden kommt, und eine Beleuchtungsdauer von 30 bis 60 Minuten vorgeschlagen. Bezüglich der PowerSun® von ZooMed sagen Girling und Raiti (2004), dass diese einen besonders hohen Ausstoß an UVB-Strahlung haben soll und eine mögliche Einsatzdauer von 18 bis 24 Monaten. Die BrightSun® UV Desert von Lucky Reptile soll laut Diegel (2011) und Kempf (2010) ein Leuchtmittel sein, dass den Haltern von Reptilien empfohlen werden kann. Leuchtstoffröhren hingegen sollen meist nur über kurze Zeit eine geringe Menge UVB-Strahlung abgeben, weshalb angenommen wird, dass diese evtl. für schattige Amphibienterrarien, nicht aber für tagaktive, UV-bedürftige Reptilien einzusetzen sind (Kempf, 2010).

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Von jeder Leuchtmittelart wurden jeweils 6 Exemplare eingesetzt um Vergleichswerte zu erhalten. Jedes Leuchtmittel erhielt mit einem wasser- und hitzebeständigen Stift eine Nummer, die der des mit diesem beleuchteten Tier entsprach.

3.1.2 Terrarien und sonstiges Material

In Anlehnung an den von Girling und Raiti (2004) vorgeschlagenen Aufbau von Terrarien für die Unterbringung in einer Klinik und die Unterbringung der Tiere im Versuch von Hibma (2004) wurden für diesen Versuch die Terrarien mit einigen Modifikationen wie folgt aufgebaut:

 Pro Leuchtmittelart je ein 2m x 60cm (BxT) Holzterrarium (16mm Sperrholz furniert), dessen Höhe an die jeweiligen Erfordernisse der Leuchtmittel angepasst wurde (2 x 1,30m hoch und 3 x 80cm hoch).

 Jedes Terrarium wurde durch 4 Rückwandholzplatten (5mm dick) in 5 Abteile unterteilt, jedem Tier standen also 40cm x 60cm (BxT) Fläche zur Verfügung.

 Pro Holzterrarium wurden je 5 Frontscheiben aus Plexiglas (6mm dick) mit jeweils einem 2cm großen Loch (zum Hineingreifen, damit die Terrarien geöffnet werden können) eingesetzt.

 Die Plexiglasscheiben wurden von 2 Führungsschienen gehalten, die oben und unten jeweils eine Aussparung von 1,5cm aufwiesen.

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Außerdem kamen folgende weitere Materialien zum Einsatz:

 Bodengrund: 1cm handelsübliche Blumenerde, Firma HAWITA FLOR

 Grundbeleuchtung aus 2 Leuchtstoffröhren (jeweils 90cm, 21 Watt T5 cool White) pro 2m Terrarium und je 1 Wärmelampe (60Watt Reflektorlampe R80) pro Tier; unter der Wärmelampe wurde bei jedem Tier eine Temperatur von 38°C erreicht.

 Waage (Firma OHAUS, Typ Explorer, Einstellung Animal)

 Handelsüblicher Zollstock

 Solarmeter® Model 6.2 UVB, Firma ZooMed

 Futternäpfe: 25 Petrischalen mit 9,1cm Durchmesser und 0,7cm Tiefe

Abbildung 1: Beispiel eines Terrariums ohne Einrichtung während der Aufbauphase

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 Wassernäpfe: 25 Petrischalen mit 8,5cm Durchmesser und 1,4cm Tiefe

 Näpfe für gemörserte, ca. 2mm große Stückchen Eierschale (Calciumquelle):

25 Mikroskopiernäpfe aus Schwarzglas mit 4cm Kantenlänge, deren Vertiefungen je 3cm Durchmesser und 1cm Tiefe haben.

 Halbrunde Unterschlupfmöglichkeit aus Pappe, die bei Verschmutzung ersetzt wurde.

 “Leerlaufkasten”: hier fanden sich von jeder UV-Leuchtmittelart jeweils ein Exemplar zur Reserve, damit im Falle eines Defektes einer UV-Lampe aus den Tierbecken diese durch eine ebenso lange in Betrieb gewesene ersetzt werden konnten; dieser Leerlaufkasten stand mittig auf 2 der 80cm hohen Terrarien; Maße: 2m x 0,60m x 1,30m (BxTxH), Seitenwände und Deckelplatte aus 16mm Sperrholz furniert, Rückwand sowie die die 4 Trennwände aus Rückwandholzplatten (5mm dick), die unten auf 2 Holzbalken standen

 2 weitere Holzbalken, damit eines der 80cm hohen Terrarien nicht direkt auf den beiden 1,30m hohen Terrarien aufsteht (ist mittig auf ihnen platziert)

 3 Rückwandholzplatten 2m x 1,30m → Sichtschutz zwischen den sich gegenüber stehenden Terrarien

 Diverse Lampenfassungen, Kabel, Zeitschaltuhren und Mehrfachsteckdosen

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3.1.3 Tiere

Als Versuchstiere sind 25 Tiere der Art Pogona vitticeps herangezogen worden, welche in fünf Gruppen zu je fünf Tieren eingeteilt wurden, die jeweils einer Leuchtmittelart zugeordnet waren. Die Tiere stammen aus zwei Gelegen, welche bei Frau Dr. R. Keil, Hannover, bei 28°C inkubiert wurden und deren Schlupftermine zwischen dem 10.-13.05.2009 und 14.-18.05.2009 lagen. Nach dem Schlupf erhielten alle Tiere die gleiche Menge und Zusammensetzung an Futter und wurden mit derselben UV-Quelle bestrahlt. Die meisten der hier eingesetzten Tiere stammten aus demselben Gelege. Um zu vermeiden, dass evtl. eine Gruppe schneller oder

Abbildung 2: „Leerlaufkasten“ auf 2 Terrarien, Lampen Nr. 27 und 29 eingeschaltet

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langsamer wächst, weil sie ausschließlich aus derselben Zucht stammen, wurden die Tiere ihrer Herkunft nach wie folgt eingeteilt:

 Herkunft 1: Tier Nummer 2, 3, 4, 7, 8, 9, 12, 13, 14, 16, 17, 18, 19, 21, 22, 23, 24

 Herkunft 2: Tier Nummer 1, 5, 6, 10, 11, 15, 20, 25

Da zu dem Zeitpunkt, als der Versuch begann, die Geschlechter der Tiere noch nicht bestimmt werden konnten, wurden diese zufällig eingeteilt.

Aufgrund der möglichen, unter Sozialverhalten in Kapitel 3 beschriebenen innerartlichen Aggressionen, besonders unter männlichen Tieren der Art Pogona vitticeps, wurden die Tiere in diesem Versuch einzeln und mit Sichtschutz gehalten, so dass es nicht zu einem Kümmern aufgrund sozialen Stresses kommen konnte.

3.2 Methoden

3.2.1 Haltung der Tiere und Gruppenzuteilung

Die Tiere wurden in fünf Gruppen eingeteilt, die jeweils mit einer Lampenart nach Herstellerangaben (Leuchtdauer und Abstand zum Tier) bestrahlt wurden:

 Die Osram UltraVitalux® wurde mit 1m Abstand zum Tier betrieben und lief täglich eine halbe Stunde. Da diese Lampen sehr heiß werden, wurden nicht alle gleichzeitig angeschaltet. Lampe Nummer 5 lief von 11.00 bis 11.30 Uhr, Nummer 4 von 11.45 bis 12.15 Uhr, Nummer 3 von 12.30 bis 13.00 Uhr, Nummer 2 von 13.15 bis 13.45 Uhr, Nummer 1 von 14.00 bis 14.30 Uhr und die Ersatzlampe Nummer 30 von 15.00 bis 15.30 Uhr. Wie an der Nummerierung dieser Lampen zu erkennen handelt es sich hierbei um die Becken mit den Tieren der Nummer 1-5.

 Die PowerSun® wurde mit 80cm Abstand zum Tier betrieben und hatte eine Laufzeit von 8 Stunden täglich. Daher lief dieser Lampentyp, ebenso wie die restlichen UV-Leuchtmittel jeweils von 11.00 bis 19.00 Uhr. Die Lampen und

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Tiere dieser Gruppe erhielten die Nummern 6-10, die Ersatzlampe war Nummer 28.

 Die BrightSun® UV Desert wurde mit einem Abstand von 50cm zum Tier betrieben und wurde den Tieren mit den Nummern 11-15 zugeordnet. Die Ersatzlampe dieser Gruppe trug die Nummer 26.

 Die ReptiSun® 10.0 Compact Lampe wurde zunächst mit 60cm Abstand zum Tier betrieben, was aber nach 150 Stunden Laufzeit am 21.06.2009 um 17.00 Uhr auf 50cm reduziert wurde (den Angaben des Herstellers folgend). Unter diesem Leuchtmittel befanden sich die Tiere mit den Nummern 16-20 und die Ersatzlampe war Nummer 27.

 Die ReptiSun® 10.0 UVB 18 Watt Röhre wurde mit 51 cm Abstand betrieben und den Tieren der Nummern 21-25 zugewiesen. Die Ersatzlampe hatte die Nummer 29.

Jedes Tier erhielt seine eigene, nummerierte Box, UV- sowie Wärmelampe.

Die Wärmelampen wurden so aufgehängt, dass sich darunter am Boden eine Temperatur von etwa 38°C einstellte. Sie stellten zusammen mit den T5- Leuchtstoffröhren die Grundbeleuchtung da, welche von 09.00 bis 20.00 Uhr in Betrieb war. Eine Ausnahme waren hierbei die PowerSun® und die BrightSun® UV Desert, da diese selbst eine ausreichende Temperatur aufbrachten. Das führte dazu, dass in diesen Becken die Grundbeleuchtung nur von 09.00 bis 11.10 Uhr und von 18.55 bis 19.00 Uhr eingeschaltet wurde. Eine Reduzierung der Beleuchtung zur Einleitung eines Winterschlafes wurde unterlassen, um durchgehende, ständig vergleichbare Ergebnisse zu erhalten.

Die Raumtemperatur wurde auf 22°C eingestellt bei einer relativen Luftfeucht von 50 bis 60%.

Die Tiere wurden unter standardisierten Bedingungen gehalten, erhielten also alle die gleiche Mineralstoff-, Futter- und Wasserversorgung, den gleichen Bodengrund und gleiche Temperaturen.

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Als Futter dienten abgezählte Mengen an Heimchen und Grillen der entsprechenden Größe, die vor der Verfütterung einige Tage mit Zierfischflockenfutter und dem jeweils den Bartagamen angebotenen Frischfutter versorgt wurden (wie von Grießhammer et al., 2004, empfohlen). Außerdem stand jedem Tier täglich frisches Wasser sowie Frischfutter ad. lib. zur Verfügung. Es wurde täglich immer nur eine Sorte an Frischfutter angeboten. Hierbei kamen zum Einsatz: geraspelte Möhre, Löwenzahn, Breiter und Spitzer Wegerich, Weißer Klee, Kahles Bruchkraut, Schaf- Garbe, Eisbergsalat (selten), Feldsalat, geraspelte Schlangengurke, Lollo rosso und bionda, Rucola und Endivien-Salat. Diese Futtermittel wurden so geschnitten bzw.

geraspelt, dass sie der Größe der Tiere angepasst waren.

3.2.2 Erhebung von Daten

Einmal pro Woche wurden die Tiere gewogen und ihre Kopf-Rumpf-Länge (KRL) notiert, sowie der UVB-Ausstoß der Leuchtmittel gemessen. Diese Messung fand immer in 10cm weniger Abstand zur Lampe statt, als er vom Hersteller für das entsprechende Leuchtmittel angegeben worden ist, da das Messgerät senkrecht stehend benutzt werden musste und eine Höhe von 10cm aufwies. Diese Differenz wurde im Anschluss wieder ausgeglichen, indem mit dem eigentlichen Abstand des Leuchtmittels zum Tier die bei diesem ankommende UVB-Strahlung durch das Inverse-Quadratische-Abstands-Gesetz (I2=I1*(r1/r2)^2 mit I1=gemessener UVB- Wert, I2=berechneter UV-V-Wert, r1=Abstand, in dem gemessen wurde und r2=tatsächlicher Abstand zum Tier) berechnet wurde.

Die Methoden zur Erfassung des Körpergewichtes (KGW) und der Kopf-Rumpf- Länge (KRL) der Tiere richteten sich nach denen des Versuchs von Hibma (2004). In seinem Versuchsaufbau wurden auch noch drei weitere Parameter zum Größenwachstum bestimmt, doch stellte sich heraus, dass KGW und KRL den besten Hinweis auf das gesamte Wachstum geben (Hibma, 2004).

Die Tiere wurden für die Bestimmung des KGW einzeln in eine Box gesetzt und dann auf einer Waage (Firma OHAUS, Typ Explorer, Einstellung Animal) gewogen, die zuvor mit dem Gewicht der Box tariert wurde. Am Tag zuvor wurde eine Futterpause eingelegt.

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Die KRL wurde bestimmt, indem jedes einzelne Tier auf ein Zentimetermaß gesetzt wurde und der Abstand zwischen Nasenspitze und Kloake abgelesen wurde. Zur Sicherheit wurde diese Messung zweimal wiederholt und bei einer Abweichung von 1mm oder mehr auch noch ein drittes Mal, um genaue Werte zu erhalten.

Zur Messung des UVB-Ausstoßes wurden zwei digitale UVB-Radiometer Model Solarmeter® 6.2 UVB der Firma ZooMed eingesetzt, deren Messbereich zwischen 280nm und 320nm liegen soll mit einem Peak bei etwa 290nm. Mit diesen Geräten wurde nacheinander der jeweils maximal erreichte UVB-Wert der einzelnen Leuchtmittel ermittelt (bei jeder Lampe wurde also zweimal gemessen) und anschließend die so erhaltenen Messwerte der beiden Radiometer miteinander verglichen, um Ungenauigkeiten zwischen diesen erkennen zu können. Auf ihre Messgenauigkeit wurden die Radiometer in der Leibnitz-Universität Hannover, Bereich UV-Dosimetrie, geprüft.

Außerdem war zu berücksichtigen, dass die Leuchtmittel eine gewisse Einlaufphase haben, in denen die maximalen Werte der UVB-Produktion noch nicht erreicht wurden. Dieser Tatsache wurde Rechnung getragen, indem bei der Osram UltraVitalux nach 15 Minuten Einlaufzeit und bei allen anderen Leuchtmitteln nach frühestens 1 Stunde und 30 Minuten mit der Messung begonnen wurde. Es wurden die jeweils maximal erreichten Werte von jedem einzelnen Leuchtmittel notiert.

Außerdem wurde am 04.10.2009 der Radius bestimmt, in welchem die maximalen UVB-Werte gemessen werden konnten.

3.2.3 Untersuchungen

Ein adspektorischer und wenn erforderlich auch palpatorischer Gesundheitscheck wurde täglich durchgeführt.

Zusätzlich zu den oben genannten Messungen wurden die Tiere vierteljährlich geröntgt, um eine Abweichung in der Knochendichte darstellen zu können. Die Röntgenuntersuchung fand in der Klinik für Zier- und Wildvögel der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover statt. Für die ersten Aufnahmen vom 04.06.2009, 31.08.2009 (nur Tier Nummer 9), 02.09.2009 und 07.12.2009 wurde ein

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konventionelles Röntgengerät benutzt (Veterinär Diagnost 40®, Firma Philips;

Automatischer Entwickler: Optimax X-Ray Film Processor®, Firma PROTEC Medizintechnik GmbH & Co. KG, Modell 1170-1-000, 220-240V~, 8.8 A, 50 Hz, 32°C Betriebstemperatur; Entwickler- und Fixierflüssigkeit: Uniroll-F®, Firma Calbe Chemie GmbH; Röntgenfolienkassetten: Trimax-System 3M®, Folientyp feinzeichnend T2, relative Empfindlichkeit von 100, mit Blei; Röntgenfilme: Euromed Plus®, Medical X-Ray Screen Film Green Sensitive). Da die Klinik, in der diese Aufnahme erstellt wurden, im Dezember 2009 an einen anderen Standort umzog und dort ein neues, digitales Röntgengerät erhielt, wurde am 20.01.2010 noch einmal auf dem konventionellen Gerät geröntgt und am selben Tag sowie an den folgenden Röntgenterminen am 14.03.2010 und am 06.06.2010 das digitale Gerät verwendet (GIERTH HF400 A High Frequency Diagnostic X-Ray Unit; Entwickler: AGFA CR 35- X). Das Röntgen am 20.01.2010 wurde durchgeführt, um eine vergleichbare Einstellung des digitalen Gerätes zum konventionellen zu finden. Dies wurde zunächst mit einer toten Maus getestet, welche erst mit denselben Werten wie die Versuchstiere mit dem konventionellen und anschließend mit dem digitalen Röntgengerät geröntgt wurde, um die Versuchstiere nicht übermäßig zu belasten.

Diese wurden ebenfalls erst mit den bereits vorher verwendeten Einstellung konventionell, und dann mit der durch die Maus ermittelte Einstellung digital geröntgt und kontrolliert, ob sich die Knochenstruktur bei beiden verwendeten Geräten gleichermaßen darstellte.

An den jeweiligen Geräten wurden folgende Einstellungen gewählt:

 04.06.2009, 31.08.2009 und 02.09.2009: KV 50 und 0,20s, FFA 73cm

 02.09.2009, 07.12.2009 und 20.01.2010 (konventionelles Röntgen): KV 60 und 0,12s, FFA 73cm

 20.01.2010 (digitales Röntgen), 14.03.2010 und 06.06.2010: KV 30 und mAS 5,89, FFA 50cm

Die so erhaltenen Bilder wurden von Frau Dr. R. Keil, Hannover und mir unabhängig voneinander und ohne zu wissen, welche Aufnahme zu welchem Tier und

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Leuchtmittel gehört, beurteilt. Entsprechend der aus der Literaturübersicht bekannten Rachitisbefunde wurden folgende Merkmale zur Beurteilung herangezogen:

Deformierung der Wirbelsäule, Verkrümmung der Extremitätenenden, pathologische Frakturen, Grünholzfrakturen, Spontanfrakturen der Wirbelsäule, Umfangsvermehrung der Kiefer- und Gliedmaßenknochen.

Da in diesem Versuch lediglich herausgefunden werden sollte, ob die verwendeten Leuchtmittel zur Rachitisprävention geeignet sind oder nicht, wurde im Vorfeld bestimmt, dass, sollte ein Tier während des Tests klinische oder röntgenologische Veränderungen wie zum Beispiel Rachitis aufweisen, für dieses Tier der Test umgehend beendet sein sollte, da davon auszugehen wäre, dass eine solche Erscheinung Folge von unzureichender UVB-Versorgung sei. Zu den oben genannten röntgenologischen Befunden kamen hierbei noch die adspektorischen und palpatorischen Untersuchungsmerkmale, wie sie in der Literaturübersicht beschrieben wurden, hinzu. Dazu zählen also verzögertes Wachstum, Bewegungsunlust und ein steifer, lahmer Gang, sowie gummiartig verbiegbare Gliedmaßen oder Kiefer, eine Verkürzung des Unterkiefers, die Aufwölbung des Scheitels und eine Lordose der Wirbelsäule.

Die Dauer des Tests richtete sich nach den jeweiligen Herstellerangaben und benötigte ein Jahr. Dabei ist allerdings für die Auswertung zu berücksichtigen, dass für die Leuchtmittel PowerSun®, BrightSun® UV Desert sowie ReptiSun® 10.0 Compact Lampe von den jeweiligen Herstellern lediglich eine Laufzeit von sechs Monaten angegeben wurde, bevor diese hätten ausgewechselt werden sollen.

Sofort nach Ablauf der Studie wurde das Geschlecht der Tiere anhand der von Grießhammer et al. (2004) beschriebenen adspektorischen Methode bestimmt.

3.2.4 Statistische Tests

Die statistische Auswertung der Messergebnisse erfolgte, nach einer Kontrolle auf Normalverteilung, mit dem Tukey-Kramer Test und wurde von Herrn Dr. Rohn, Institut für Biometrie, Epidemiologie und Informationsverarbeitung der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover vorgenommen. Herr Dr. Rohn überprüfte

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ebenfalls anhand einer zwei-faktorielle Varianzanalyse den Einfluss von Geschlecht und Herkunft der Tiere auf ihre KRL und ihr KGW.

Außerdem wurden die Mittelwerte der Messergebnisse von KRL in Millimetern (mm), KGW in Gramm (g) und UVB-Ausstoß der Leuchtmittel in Mikrowatt pro Quadratzentimetern (µW/cm²) berechnet, sowie eine graphische Auswertung dieser Ergebnisse erstellt. Zusätzlich wurde die Standardabweichung (SD) und die mittlere- SD dieser Werte ermittelt. Zu bedenken ist hier, dass die Ersatzlampe der ReptiSun®-Röhre ohne Reflektor betrieben wurde, was den gemessenen UVB- Ausstoss dieser um etwa 50% im Vergleich zu den anderen Leuchtmitteln dieser Art reduzierte. Daher wurde sie bei der Ermittlung des Mittelwertes nicht berücksichtigt.

3.3 Besonderheiten

Es ist an dieser Stelle zu bemerken, dass es am 29.12.2009 um 18.45 Uhr zu einem Ausfall einer der Hauptsteckdosen gekommen ist, da die Sicherung rausgeflogen war. Dadurch hatten die Becken 1-5 (Osram-Gruppe) sowie 16-20 (ReptiSun®

Compact-Gruppe) kurzfristig gar keine Beleuchtung und die Becken 21-25 (ReptiSun® Röhren-Gruppe) keine Grundbeleuchtung. Außerdem waren die Ersatzlampen mit den Nummern 27 (ReptiSun® Compact), 29 (ReptiSun® Röhre) und 30 (Osram) vorrübergehend ohne Strom. Dieses Problem wurde sofort notdürftig behoben, indem die Becken 1-5 zunächst über eine andere Stromleitung die Grundbeleuchtung wieder bekamen, die UV-Lampen hatten ihre tägliche Laufzeit bereits vollständig gehabt. Ebenso wurde für die Becken 16-20 verfahren, die UV- Lampen dieser Becken hatten also an diesem Datum 15 Minuten weniger Laufzeit als eigentlich vorgesehen. Da in den Becken der Nummern 21-25 die UV- Beleuchtung unbeeinträchtigt war, konnte hier für diesen Abend auf eine Grundbeleuchtung verzichtet werden, da die Anzahl der freien Steckdosen leider begrenzt war. Die Leuchtmittel 27 und 29 blieben aus diesem Grund ebenfalls ausgeschaltet und hatten somit auch 15 Minuten weniger Laufzeit als vorgesehen, für Nummer 30 war dies kein Problem, da diese auch bereits ihre volle Laufzeit für diesen Tag hatte.

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Am nächsten Tag, dem 30.12.2009, wurde um 10.00 Uhr durch den Elektriker der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover die Sicherung wieder eingeschaltet und es konnte alles wieder auf Normalbetrieb umgestellt werden.

Des Weiteren ist zu bemerken, dass es bereits vor Ende des Versuchs zu einigen Ausfällen der UV-Leuchtmittel kam:

 Ausfall von Lampe Nr. 15 (UV Desert) am 27.06.2009 → ersetzt durch Lampe Nr. 26

 Ausfall von Lampe Nr. 10 (PowerSun) am 13.08.2009 → ersetzt durch Lampe Nr. 28

 Ausfall von Lampe Nr. 9 (PowerSun) am 29.08.2009 → Tier Nr. 9 wurde aus dem Versuch genommen

 Ausfall von Lampe Nr. 8 (PowerSun) am 19.01.2010 → Tier Nr. 8 wurde aus dem Versuch genommen

Die Tiere der Nummern 8 und 9 wurden in diesem Fall aus dem Versuch ausgeschlossen, da davon auszugehen ist, dass es ohne UVB-Beleuchtung bei diesen zu rachitischen Erscheinungen kommen wird. Außerdem war es das Ziel dieser Arbeit, die Fähigkeit der Leuchtmittel zur Rachitisprävention zu testen und eine Lampe, die nicht funktioniert, wird eine solche Leistung nicht erbringen können.

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4. Ergebnisse

Eine vermehrte Dunkelfärbung der Tiere, wie dies Hibma (2004) bei Iguana iguana nachweisen konnte, wurde in diesem Versuch nicht beobachtet. Außerdem sind weder Augenschäden noch sonstige Anzeichen einer Überexposition aufgetreten, was darauf hindeutet, dass es in keinem Fall zu einer übermäßigen UV- Strahlendosis gekommen ist.

Die klinische Untersuchung der Tiere war zu jedem Zeitpunkt ohne besonderen Befund.

Die Bewertung der Röntgenbilder ergab für alle Termine keine offensichtlichen Auffälligkeiten im Sinne einer Rachitis. Im Anhang dieser Arbeit findet sich von jedem vierteljährlichen Röntgentermin und jeder Gruppe jeweils ein repräsentatives Bild.

Die Entwicklung des wöchentlich gemessenen UVB-Ausstosses der Leuchtmittel ist in den Abbildungen 3 und 4 dargestellt. Es ist in beiden Darstellungen sichtbar, dass sich die Osram UltraVitalux® deutlich von den anderen absetzt. Bei der Bewertung dieser Tatsache ist aber zu berücksichtigen, dass dieses Leuchtmittel auch nur 30 Minuten täglich eingeschaltet wurde. Des Weiteren ist zu erkennen, dass die PowerSun®, die BrightSun® UV Desert sowie die ReptiSun®-Röhre in etwa dem gleichen Bereich starten, jedoch die Röhre das einzige Leuchtmittel ist, welches diese Leistung auch über die Zeit noch halten kann. Die anderen beiden erreichen nach zwei bis drei Monaten den Bereich der ReptiSun®-Compact Lampe, welche ihren Wert sehr konstant über die Zeit halten konnte. Bei dieser ist nach 3 Wochen ein geringer Anstieg des UVB-Ausstosses erkennbar, welcher aus der vom Hersteller vorgeschriebenen Reduzierung des Abstandes um 10cm resultiert.

40

In Tabelle 1 sind die Durchschnittswerte des UVB-Ausstosses der Leuchtmittel vom 06.12.2009, sowie die Standardabweichung und die Anzahl der ausgemessenen Lampen (n) dargestellt.

0 20 40 60 80 100 120

µW/cm²

Durchschnittswerte Lampen

vergleichend - 6 Monate

1-5, 30 (Osram);

mittlerer SD=16 Lampen Nr.

6-10, 28 (PowerSun);

mittlerer SD=2 Lampen Nr.

11-15, 26 (UV Desert);

mittlerer SD=6 Lampen Nr.

16-20, 27 (Compact);

mittlerer SD=1 Lampen Nr.

21-25 (Röhre);

mittlerer SD=2

Abbildung 3: Durchschnittswerte des UV-B-Ausstosses der Leuchtmittel vergleichend nach 6 Monaten (wöchentlich gemessen)

Osram n=6; PowerSun 03.06.-10.08.09 n=6, 17.08.-24.08.09 n=5, 31.08.- 06.12.09 n=4; UV Desert 03.06.-22.06.09 n=6, 29.06.09-06.12.09 n=5; Compact n=6; Röhre n=5

41 Leuchtmittel

gruppe

Durchschnittswert in

µW/cm² Standardabweichung n

Lampe 1-5,

30 (Osram) 78 12 6

Lampe 6-10, 28 (PowerSun®)

3 1 4

Lampe 11-15, 26 (UV Desert)

5 2 5

Lampe 16-20,

27 (Compact) 5 1 6

Lampe 21-25

(Röhre) 15 1 5

Tabelle 2 zeigt die statistische Auswertung der in Tabelle 1 ermittelten Werte in Bezug auf die Leuchtmittelgruppe. Aus dieser geht hervor, dass lediglich die Osram UltraVitalux® signifikant höhere Werte aufwies im Verhältnis zu allen restlichen Leuchtmitteln, da nur bei dieser der adjustierte P-Wert (Adj P) <0,05 war.

Tabelle 1: Durchschnittswerte des UV-B-Ausstosses der Leuchtmittel am 06.12.2009

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Differences of Least Squares Means

Leuchtmittelgruppe 1 Leuchtmittelgruppe 2 Adj P

Compact Osram <0,0001

Compact PowerSun 0,9999

Compact Röhre 0,1977

Compact UV Desert 1,0000

Osram PowerSun <0,0001

Osram Röhre <0,0001

Osram UV Desert <0,0001

PowerSun Röhre 0,1250

PowerSun UV Desert 1,0000

Röhre UV Desert 0,1792

Betrachtet man die Werte der Leuchtmittel nach einem Jahr (Abbildung 4, Tabellen 3 und 4), so konnte die Compact Lampe sogar höhere Werte als die UV Desert und die PowerSun® erreichen. Jedoch ist hier wieder zu berücksichtigen, dass für diese drei Leuchtmittel eigentlich nur sechs Monate Laufzeit vorgesehen sind.

Tabelle 2: Statistische Auswertung des UVB-Ausstosses der Leuchtmittel am 06.12.2009 mittels Tukey-Kramer Test

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In Tabelle 3 sind die Durchschnittswerte der Leuchtmittel in µW/cm² vom letzten Versuchstag, dem 06.06.2010, aufgeführt, sowie deren Standardabweichung und n.

0 20 40 60 80 100 120

µW/cm²

Durchschnittswerte Lampen

vergleichend - 12 Monate

1-5, 30 (Osram);

mittlerer SD=13 Lampen Nr.

6-10, 28 (PowerSun);

mittlerer SD=1 Lampen Nr.

11-15, 26 (UV Desert);

mittlerer SD=4 Lampen Nr.

16-20, 27 (Compact);

mittlerer SD=1 Lampen Nr.

21-25 (Röhre);

mittlerer SD=1

Abbildung 4: Durchschnittswerte des berechneten UV-B-Ausstosses der Leuchtmittel vergleichend nach 12 Monaten (wöchentlich gemessen)

Osram n=6; PowerSun 03.06.-10.08.09 n=6, 17.08.-24.08.09 n=5, 31.08.09- 17.01.10 n=4, 24.01.-06.06.10 n=3; UV Desert 03.06.-22.06.09 n=6, 29.06.09- 06.06.10 n=5; Compact n=6; Röhre n=5