Aus dem Institut für Pathologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover
Retrospektive Untersuchung auf das Vorliegen von porzinen Circovirus 2-Infektionen im
Sektionsmaterial des Instituts für Pathologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover mittels der
in situ-Hybridisierung
INAUGURAL-DISSERTATION Zur Erlangung des Grades eines Doktors der Veterinärmedizin
(Dr. med. vet.)
durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
Vorgelegt von Lars Krüger
aus Hamburg
Hannover 2005
Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. Wolfgang Baumgärtner, PhD
1.Gutachter: Univ.-Prof. Dr. Wolfgang Baumgärtner, PhD 2.Gutachter: Apl.Prof. Dr. rer.nat. Irene Greiser-Wilke
Tag der mündlichen Prüfung: 14.11.2005
Meiner Familie und Nina
Inhaltsverzeichnis
1 Einleitung 1
2 Literaturübersicht 3
2.1 Geschichte 3
2.2 Taxonomie 3
2.3 Morphologie und Eigenschaften 4
2.4 Epidemiologie 8
2.5 PCV 2-assoziierte Krankheitsbilder 11
2.5.1 “Post Weaning Multisystemic Wasting Syndrome” (PMWS) 11
2.5.1.1 Klinik 11
2.5.1.2 Ätiologische Bedeutung von PCV 2 12
2.5.1.3 Pathogenese 13
2.5.1.4 Pathologie 18
2.5.2 Porzines Dermatitis und Nephropathie Syndrom (PDNS) 23
2.5.2.1 Klinik und Epidemiologie 23
2.5.2.2 Ätiologische Bedeutung von PCV 2 für das Krankheitsbild 23
2.5.2.3 Pathogenese 24
2.5.2.4 Pathologie 24
2.5.3 Proliferative nekrotisierende Pneumonie (PNP) 26
2.5.4 PCV 2 - assoziierte Reproduktionsstörungen 27
2.5.4.1 Klinik 27
2.5.4.2 Ätiologische Bedeutung von PCV 2 für das Auftreten von Reproduktionsstörungen 28
2.5.4.3 Pathogenese 29
2.5.4.4 Pathologie 30
2.5.5 PCV 2 - induzierter kongenitaler Tremor (KT) 30
2.5.5.1 Klinik 30
2.5.5.2 Ätiologische Rolle von PCV 2 30
2.5.5.3 Pathogenese 31
2.5.5.4 Pathologie 32
2.5.6 PCV2 - assoziierte zerebelläre Enzephalopathie der Absatzferkel 32
2.6 Nachweisverfahren 33
2.6.1 Virusisolierung 33
2.6.2 Elektronenmikroskopie 33
2.6.3 Genomnachweis 34
2.6.3.1 Polymerase Kettenreaktion (PCR) 34
2.6.3.2 In situ-Hybridisierung (ISH) 35
2.6.4 Antigennachweis 35
2.6.4.1 Immunhistologie (IHC) 35
2.6.5 Nachweis von Antikörpern 36
2.6.5.1 Indirekter Immunfluoreszenztest (IIFT)/ indirekter Immunperoxidasetest (IIPT) 36
2.6.5.2 „Enzyme-linked immunosorbent assay“ (ELISA) 36
3 Material und Methoden 37
3.1 Untersuchungsmaterial 37
3.2 Zellkultur und Virusstämme 38
3.2.1 Virusstämme, Zelllinien und Anzucht 38
3.2.2 Zellpelletherstellung 38
3.2.3 Einfluss der Fixationsdauer auf den Virus-DNA-Nachweis 39
3.3 Positiv- und Negativkontrollen 39
3.4 Präparation der Gewebe und Zellpellets für Histologie, Immunhistologie und in situ-Hybridisierung 39
3.5 Histologische Auswertung 40
3.6 In situ-Hybridisierung (ISH) 40
3.6.1 Sonden für die in situ-Hybridisierung 41
3.6.1.1 PCV 2 Sonden 41
3.6.1.2 PCV 1 Sonde 43
3.6.1.3 Negativ-Sonde 44
3.6.2 Kontrollgewebe 44
3.6.3 Durchführung der in situ-Hybridisierung 44
3.6.4 Auswertung der in situ-Hybridisierung 46
3.7 DNA - Isolierung aus Formalin-fixierten, Paraffin-eingebetteten Geweben 48
3.8 Polymerase Kettenreaktion (PCR) 49
3.8.1 Primer 49
3.8.2 Durchführung der PCR 52
3.8.3 Gelelektrophorese 53
3.8.4 Sequenzanalyse und Vergleich 54
3.9 TaqMan®-PCR 54
3.9.1 Primer und Sonden für die TaqMan®-PCR 54
3.9.2 Durchführung der TaqMan®-PCR 56
3.9.3 Auswertung der TaqMan®-PCR 57
3.10 Immunhistologie 57
3.10.1 Primärer Antikörper 57
3.10.2 Sekundärer und tertiärer Antikörper 57
3.10.3 Positiv- und Negativkontrollen 57
3.10.4 Durchführung der immunhistologischen Untersuchung 57
3.11 Transmissionselektronenmikroskopische Untersuchung 59
3.12 Statistik 60
4 Ergebnisse 62
4.1 Untersuchungsmaterial 62
4.2 In situ-Hybridisierung 64
4.2.1 Positiv- und Negativkontrollen 64
4.2.2 Auswirkung der Fixationsdauer auf den PCV 2 - Nachweis 65
4.2.3 Retrospektive Untersuchung zum Nachweis von PCV 2 66
4.2.3.1 Nachweis, Verteilung und Anteil positiver Tiere in den jährlichen Stichproben 66
4.2.3.2 Nachweis von PCV 2 in den Organen 68
4.2.3.3 Histologische Auswertung der in situ-Hybridisierung 70
4.2.3.4 Geschlecht, Körpergewicht, Alter, Klinik, Vorberichte und Ernährungszustand in situ-Hybridisierungs-positiver Tiere 78
4.3 Ergebnisse der PCR 81
4.4 Sequenzierung und Sequenzvergleich von in situ-Hybridisierungs PCV 2-positiven Tieren aus den 60er und 80er Jahren 87
4.4.1 Sequenzierung und Sequenzvergleich des Amplifikats des Tieres S 2765/ 85 87
4.4.2 Sequenzierung und Sequenzvergleich der Amplifikate der Tiere S 996/62 und 1519/67 89
4.5 TaqMan®-PCR 90
4.6 Immunhistologie 93
4.7 Elektronenmikroskopischer Nachweis 95
4.8 Histopathologische Befunde 97
4.8.1 Histopathologische Befunde der in der in situ-Hybridisierungs
PCV 2-positiven Tiere 98
4.8.2 Korrelation des PCV 2-Virusnachweises mit histopathologischen Läsionen 103
5 Diskussion 109
5.1 Retrospektiver Nachweis von PCV 2 109
5.2 DNA-Degradierung 112
5.3 Immunhistologie 114
5.4 Pathologie 114
5.5 Zelltropismus und Virusverteilung 117
5.6 PCV 2-assoziierte zerebelläre Enzephalopathie der Absatzferkel 118
5.7 Koinfektionen und Klassische Schweinepest 118
5.8 Erklärungsversuche für die unentdeckte Existenz von PCV 2 und das plötzliche Auftreten von PMWS 120
6 Zusammenfassung 122
7 Summary 125
8 Literaturverzeichnis 127
9 Anhang 149
9.1 Lichtmikroskopische Auswertung der in situ-Hybridisierungs Ergebnisse 149 9.2 Histologische Läsionen 169 9.3 Pathohistologische Befunde der PCV 2-positiven Tiere 181
9.4 Lösungen und Puffer 189
9.4.1 Lösungen und Puffer für die in situ-Hybridisierung 189
9.4.2 Lösungen und Puffer für die Immunhistologie 193
9.4.3 Lösungen und Puffer für die PCR 193
9.4.4 Lösungen und Puffer für die Transmissionselektronenmikroskopie 194
9.5 Bezugsquellen 196
9.6 Abkürzungsverzeichnis 201
1 Einleitung
Porzine Circoviren (PCV) sind kleine einzelsträngige DNA-Viren mit einem ringförmigen Genom (TISCHER et al., 1982). Erstmals wurden sie 1974 als Kontaminante der porzinen Nierenzelllinie PK 15 beschrieben (TISCHER et al., 1974). Serologische Feldstudien an Schlachthöfen in Nord- und Ostdeutschland Ende der 70er, Anfang der 80er Jahre zeigten eine hohe Seroprävalenz für das neuentdeckte Virus in der Schweinepopulation.
Pathologische Untersuchungen experimentell infizierter Schweine bestätigten die Vermutung, es handele sich um ein apathogenes Virus (TISCHER et al., 1986).
Mit dem Auftreten eines neuen Krankheitsbildes bei Schweinen, dem “post weaning multisystemic wasting syndrome“ (PMWS) in Kanada im Jahre 1991 (HARDING, 1996;
CLARK, 1996) und dem Nachweis von PCV im Gewebe der an PMWS erkrankten Tiere, wurde die Bedeutung des porzinen Circovirus als mögliches Pathogen neu untersucht (CLARK, 1997). Die Nukleotidsequenzanalyse des PCV aus PMWS-kranken Tieren zeigte, dass zu dem als PK 15-Zelllinien-Kontaminante bekannten PCV große Unterschiede vorhanden waren (HAMEL et al., 1998). Seither werden das apathogene PCV 1 und das pathogene PCV 2 unterschieden (ALLAN et al., 1998a). In den Folgejahren wurde weltweit über Ausbrüche von PMWS berichtet. Seit seiner Erstbeschreibung 1991 ist PMWS zu einem ernsthaften Problem in der Schweinehaltung geworden, das große wirtschaftliche Verluste nach sich zieht.
Neben dem PMWS wurden weitere Krankheitsbilder mit einer PCV 2-Infektion assoziiert:
das Porzine Dermatitis und Nephropathie Syndrom (PDNS; ROSELL et al., 2000b), die Proliferative Nekrotisierende Pneumonie (PNP; PESCH et al., 2000; ALLAN und ELLIS, 2000), PCV 2-assoziierte Reproduktionsstörungen (LADEKJAER-MIKKELSEN et al., 2001;
O´CONNOR et al., 2001; WEST et al., 1999), PCV 2-induzierter kongenitaler Tremor (STEVENSON et al., 2001) und die PCV 2-assoziierte zerebelläre Enzephalopathie der Absatzferkel (BRÜGMANN et al., 2003).
In Deutschland wurde eine PCV 2-Infektion von Schweinen zum ersten Mal 1998 nachgewiesen (HINRICHS et al., 1999). Retrospektive serologische Studien belegen, dass schon 1969 PCV 2-spezifische Antikörper in Seren von Schweinen nachzuweisen waren (RODRIGUEZ-ARRIOJA et al., 2003; SANCHEZ et al., 2001; LABARQUE et al., 2000).
Weitere Retrospektive Untersuchungen fanden mittels in situ-Hybridisierung, Immunhistologie und/oder Polymerase-Kettenreaktion PCV 2-Nukleinsäure und -Antigen 1986 in Spanien (RODRIGUEZ-ARRIOJA et al., 2003), 1986 in der Schweiz (STAEBLER et
Ziel der vorliegenden Arbeit war es mittels der in situ-Hybridisierung unter Verwendung einer Oligonukleotidsonde anhand von Formalin-fixierten und Paraffin-eingebetteten Geweben von Schweinen aus dem Archiv des Instituts für Pathologie der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover zu ermitteln, ob und vor allem wann die früheste PCV 2- Infektion in Norddeutschland aufgetreten ist. Zur Bestätigung positiver in situ- Hybridisierungs-Signale wurde die Polymerase-Kettenreaktion, Immunhistologie und Transmissionselektronenmikroskopie verwendet. Des Weiteren sollte im Falle eines positiven PCV 2-Nachweises untersucht werden, ob eine Korrelation zwischen Virusnachweis und PMWS-typischen Befunden besteht.
2 Literaturübersicht
2.1 Geschichte
Porzine Circoviren wurden erstmals 1974 als Kontaminante einer permanenten porzinen Nierenzelllinie (PK 15) entdeckt und als “picorna-like particles“ beschrieben (TISCHER et al., 1974). In den folgenden Jahren wurde das Virus genauer untersucht und aufgrund seines ringförmigen Genoms als porzines Circovirus bezeichnet (TISCHER et al., 1982).
Serologische Studien Anfang der 80er Jahre in Nord- und Ostdeutschland an Schlachthof-, Versuchs- und Wildschweinen zeigten eine hohe Prävalenz des neuentdeckten Virus (TISCHER et al., 1986). Pathologische Untersuchungen serologisch positiver Schweine sowie experimentell infizierter Göttinger Minipigs bestätigten den Verdacht, dass es sich um ein apathogenes Virus handele (TISCHER et al., 1986).
Das Krankheitsbild “post weaning multisystemic wasting syndrome“ (PMWS) wurde 1991 erstmals in einer Sauenherde in Saskatchewan, Kanada beschrieben (HARDING, 1996;
CLARK, 1996). Die erkrankten Tiere, vornehmlich Aufzucht- und Läuferschweine, zeigten klinisch Kümmern, Blässe sowie vereinzelt Ikterus. Sie wiesen alle gleichartige Läsionen, vor allem in den lymphatischen Organen auf. Sechs Jahre nach der Erstbeschreibung des PMWS konnte in erkrankten Tieren porzines Circovirus nachgewiesen werden (CLARK, 1997).
Große Unterschiede in der Nukleotidsequenz führten dazu (HAMEL et al., 1998), dass das aus der Zellkultur isolierte apathogene PCV 1 von dem in PMWS-Tieren nachgewiesenen PCV 2 unterschieden wird (ALLAN et al., 1999b). In den Folgejahren wurde weltweit über Ausbrüche von PMWS berichtet. In Deutschland wurde PCV 2 1998 erstmals mittels PCR nachgewiesen (HINRICHS et al., 1999). Neben PMWS wurden weitere Krankheitsbilder mit PCV 2-Infektionen assoziiert:
Porzines Dermatitis Nephropathie Syndrom (PDNS; ROSELL et al., 2000b), Proliferative nekrotisierende Pneumonie (PNP; PESCH et al., 2000; ALLAN und ELLIS, 2000; ROSELL et al., 2000b), PCV 2-assoziierte Reproduktionsstörungen (LADEKJAER-MIKKELSEN et al., 2001; O´CONNOR et al., 2001; WEST et al., 1999), PCV 2-induzierter kongenitaler Tremor (STEVENSON et al., 2001) und PCV 2-assoziierte zerebelläre Enzephalopathie der Absatzferkel (BRÜGMANN et al., 2003).
2.2 Taxonomie
Die porzinen Circoviren sind unbehüllte einzelsträngige DNA-Viren und gehören in die Familie der Circoviridae. Zu der Familie gehören der Genus der Circoviren und der der
Neben den porzinen Circoviren 1 und 2 befinden sich im Genus der Circoviren noch das
“psittacine beak and feather disease virus“ (PBFDV) und das “goose-“ , das “pigeon-“ oder
“columbid-“ , das “gull-“ sowie das “canary“ Circovirus. Im Genus der Gyroviren befindet sich das “chicken anemia virus“ (CAV; MAYO et al., 2005).
2.3 Morphologie und Eigenschaften
Bei den porzinen Circoviren handelt es sich um einzelsträngige, unbehüllte DNA-Viren mit einem ringförmigen Genom mit kovalenten Bindungen an seinen Enden (Abb. 1). Sie besitzen ein ikosahedrales Nukleokapsid und sind mit einem Durchmesser von 17 nm die kleinsten bekannten Säugetierviren (TISCHER et al., 1982). Ihr Genom umfaßt ca. 1,76 Kilobasen (kb).
PCV 1 hat eine Dichte zwischen 1,33 (ALLAN et al., 1994c) und 1,37 (TISCHER et al., 1974) im Cäsiumchlorid-(CsCl) Gradienten. Das Virus besitzt keine hämagglutinierenden Eigenschaften (SPILLANE et al., 1998) und hält einem pH-Wert von 3, Chloroform- sowie einer Hitzebehandlung von 56° C bzw. 70°C über 15 min stand (ALLAN et al., 1994c).
Für PCV 2 sind bislang relativ wenig Daten zu seinen biologischen und physikochemischen Eigenschaften erhoben worden. Allerdings ist die Unempfindlichkeit von PCV 2 gegenüber verschiedenen kommerziell erhältlichen Desinfektionsmitteln auf der Basis von Chlorhexidin, Formaldehyd, Jod oder Alkohol bekannt (ROYER et al., 2001). Andere Desinfektionsmittel auf der Basis von Phenol, quarternären Ammoniumsalzen, Natronlauge oder oxidierenden Agenzien führen zu einer Reduzierung des PCV 2 Titers in vitro (ROYER et al., 2001).
Abb.1: Ringförmiges PCV 2-Genom mit gegenläufigen ORF 1 und ORF 2 und den kürzeren ORF 3-6
ORF 1 ORF 2
ORF 4
ORF 3 ORF 5 ORF 6
Das Genom des PCV 1 hat 1759 kb (MANKERTZ et al., 1997; MEEHAN et al., 1997;
BUHK et al., 1985), das des PCV 2 ist mit 1768 bp um 9 Nukleotide länger. Die Identität der beiden Viren für das gesamte Genom beträgt auf Nukleotidebene ca. 80% (HAMEL et al., 1998; MEEHAN et al., 1998; MOROZOV et al., 1998); Abb.2). Sie besitzen sechs “open reading frames“ (ORF; Abb.1; MEEHAN et al., 1998; MOROZOV et al., 1998). Die wichtigsten ORF`s, der ORF 1 und ORF 2 kodieren für die für die Replikation verantwortliche Proteine: Rep-Protein und Rep’-Protein, bzw. für das Kapsidprotein. Die Identität zwischen PCV 1 und PCV 2 für den ORF 1 liegt auf Nukleotidebene bei 83% und auf Aminosäurenebene bei 86%. Die Identität des ORF 2 hingegen liegt auf der Nukleotidebene nur bei 67% und auf der Aminosäurenebene bei 65% (MEEHAN et al., 1998;
MOROZOV et al., 1998). Die Identität weltweit isolierter und sequenzierter PCV 1 und PCV 2 Stämme für das gesamte Genom liegt innerhalb der Subtypen PCV 1 und PCV 2 jeweils bei mehr als 96% (MEEHAN et al., 1998).
Abb.2: Vergleich der DNA-Sequenz des PCV 1-Genoms (GenBank NC 001792) mit der des PCV 2-Genoms (GenBank AF 027217; CLUSTAL W, Institut Pasteur)
5 15 25 35 45 55 PCV 1 5’5’5’5’ACCAGCGCAC TTCGGCAGCG GCAGCACCTC GGCAGCG--T CAGTG--AAA ATGCCAAGCA PCV 2 ACCAGCGCAC TTCGGCAGCG GCAGCACCTC GGCAGCACCT CAGCAGCAAC ATGCCCAGCA ********** ********** ********** ****** * *** ** ***** ****
65 75 85 95 105 115 PCV 1 AGAA--- ---AAGCGGC CCGCAACCCC ATAAGAGGTG GGTGTTCACC CTTAATAATC
PCV 2 AGAAGAATGG AAGAAGCGGA CCCCAACCAC ATAAAAGGTG GGTGTTCACG CTGAATAATC **** ****** ** ***** * **** ***** ********* ** *******
125 135 145 155 165 175 PCV 1 CTTCCGAGGA GGAGAAAAAC AAAATACGGG AGCTTCCAAT CTCCCTTTTT GATTATTTTG
PCV 2 CTTCCGAAGA CGAGCGCAAG AAAATACGGG AGCTCCCAAT CTCCCTATTT GATTATTTTA ******* ** *** ** ********** **** ***** ****** *** *********
185 195 205 215 225 235 PCV 1 TTTGCGGAGA GGAAGGTTTG GAAGAGGGTA GAACTCCTCA CCTCCAGGGG TTTGCGAATT
PCV 2 TTGTTGGCGA GGAGGGTAAT GAGGAAGGAC GAACACCTCA CCTCCAGGGG TTCGCTAATT ** ** ** *** *** ** ** ** **** ***** ********** ** ** ****
245 255 265 275 285 295 PCV 1 TTGCTAAGAA GCAGACTTTT AACAAGGTGA AGTGGTATTT TGGTGCCCGC TGCCACATCG
PCV 2 TTGTGAAGAA GCAAACTTTT AATAAAGTGA AGTGGTATTT GGGTGCCCGC TGCTACATCG *** ***** *** ****** ** ** **** ********** ********* *** ******
Fortsetzung (Abb.2)
305 315 325 335 345 355 PCV 1 AGAAAGCGAA AGGAACCGAC CAGCAGAATA AAGAATACTG CAGTAAAGAA GGCCACATAC
PCV 2 AGAAAGCCAA AGGAACTGAT CAGCAGAATA AAGAATATTG CAGTAAAGAA GGCAACTTAC ******* ** ****** ** ********** ******* ** ********** *** ** ***
365 375 385 395 405 415 PCV 1 TTATCGAGTG TGGAGCTCCG CGGAACCAGG GGAAGCGCAG CGACCTGTCT ACTGCTGTGA
PCV 2 TTATTGAATG TGGAGCTCCT CGATCTCAAG GACAACGGAG TGACCTGTCT ACTGCTGTGA **** ** ** ********* ** ** * * * ** ** ********* **********
425 435 445 455 465 475 PCV 1 GTACCCTTTT GGAGACGGGG TCTTTGGTGA CTGTAGCCGA GCAGTTCCCT GTAACGTATG
PCV 2 GTACCTTGTT GGAGAGCGGG AGTCTGGTGA CCGTTGCAGA GCAGCACCCT GTAACGTTTG ***** * ** ***** *** * ****** * ** ** ** **** **** ******* **
485 495 505 515 525 535 PCV 1 TGAGAAATTT CCGCGGGCTG GCTGAACTTT TGAAAGTGAG CGGGAAGATG CAGCAGCGTG
PCV 2 TCAGAAATTT CCGCGGGCTG GCTGAACTTT TGAAAGTGAG CGGGAAAATG CAGAAGCGTG * ******** ********** ********** ********** ****** *** *** ******
545 555 565 575 585 595 PCV 1 ATTGGAAGAC AGCTGTACAC GTCATAGTGG GCCCGCCCGG TTGTGGGAAG AGCCAGTGGG
PCV 2 ATTGGAAGAC CAATGTACAC GTCATTGTGG GGCCACCTGG GTGTGGTAAA AGCAAATGGG ********** ******* ***** **** * ** ** ** ***** ** *** * ****
605 615 625 635 645 655 PCV 1 CCCGTAATTT TGCTGAGCCT AGCGACACCT ACTGGAAGCC TAGTAGAAAT AAGTGGTGGG
PCV 2 CTGCTAATTT TGCAGACCCG GAAACCACAT ACTGGAAACC ACCTAGAAAC AAGTGGTGGG * ****** *** ** ** *** * ******* ** ****** **********
665 675 685 695 705 715 PCV 1 ATGGATATCA TGGAGAAGAA GTTGTTGTTT TGGATGATTT TTATGGCTGG TTACCTTGGG
PCV 2 ATGGTTACCA TGGTGAAGAA GTGGTTGTTA TTGATGACTT TTATGGCTGG CTGCCGTGGG **** ** ** *** ****** ** ****** * ***** ** ********** * ** ****
725 735 745 755 765 775 PCV 1 ATGATCTACT GAGACTGTGT GACCGGTATC CATTGACTGT AGAGACTAAA GGGGGTACTG
PCV 2 ATGATCTACT GAGACTGTGT GATCGATATC CATTGACTGT AGAGACTAAA GGTGGAACTG ********** ********** ** ** **** ********** ********** ** ** ****
785 795 805 815 825 835 PCV 1 TTCCTTTTTT GGCCCGCAGT ATTTTGATTA CCAGCAATCA GGCCCCCCAG GAATGGTACT
PCV 2 TACCTTTTTT GGCCCGCAGT ATTCTGATTA CCAGCAATCA GACCCCGTTG GAATGGTACT * ******** ********** *** ****** ********** * **** * **********
845 855 865 875 885 895 PCV 1 CCTCAACTGC TGTCCCAGCT GTAGAAGCTC TCTATCGGAG GATTACTACT TTGCAATTTT
PCV 2 CCTCAACTGC TGTCCCAGCT GTAGAAGCTC TCTATCGGAG GATTACTTCC TTGGTATTTT ********** ********** ********** ********** ******* * *** *****
Fortsetzung (Abb.2)
905 915 925 935 945 955 PCV 1 GGAAGACTGC TGGAGAACAA TCCACGGAGG TACCCGAAGG CCGATTTGAA GCAGTGGACC
PCV 2 GGAAGAATGC TACAGAACAA TCCACGGAGG AA---GGGGG CCAGTTCGTC ACCCTTTCCC ****** *** * ******* ********** * * ** ** ** * * * **
965 975 985 995 1005 1015 PCV 1 CACCCTGTGC CCTTTTCCCA TATAAAATAA ATTACTGAGT CTTTTTTGTT ATCACATCGT
PCV 2 CCCCATGCCC TGAATTTCCA TATGAAATAA ATTACTGAGT CTTTT---TT ATCACTTCGT * ** ** * ** *** *** ****** ********** ***** ** ***** ****
1025 1035 1045 1055 1065 1075 PCV 1 AATGGTTTTT ATTTTT---- ----ATTTAT TTAGAGGGTC TTTTAGGATA AATTCTCTGA
PCV 2 AATGGTTTTT ATTTTTCATT TAGGGTTTAA GTGGGGGGTC TTTAAGATTA AATTCTCTGA ********** ****** **** * * ***** *** ** ** **********
1085 1095 1105 1115 1125 1135 PCV 1 ATTGTACATA AATAGTCAGC CTTACCACAT AATTTTGGGC TGTGGCTGCA TTTTGGAGCG
PCV 2 ATTGTACATA CATGGTTACA CGGATATTGT AGTCCTGGTC GTATATACTG TTTTCGAACG ********** ** ** * * * * * * *** * **** ** **
1145 1155 1165 1175 1185 1195 PCV 1 CATAGCCGAG GCCTGTGTGC TCGACATTGG TGTGGGTATT TAAATGGAGC CACAGCTGGT
PCV 2 CAGTGCCGAG GCCTACGTGG TCCACATTTC TAGAGGTTTG TAGCCTCAGC CAAAGCTGAG ** ****** **** *** ** ***** * *** * ** *** ** *****
1205 1215 1225 1235 1245 1255 PCV 1 TTCTTTTATT ATTTGGGTGG AACCAATCAA TTGTTTGGTC CAGCTCAGGT TTGGGGGTGA
PCV 2 TCCTTTTGTT ATTTGGTTGG AAGTAATCAA TAGTGGAGTC AAGAACAGGT TTGGGTGTGA * ***** ** ****** *** ** ****** * ** *** ** ***** ***** ****
1265 1275 1285 1295 1305 1315 PCV 1 AGTACCTGGA GTGGTAGGTA AAGGGCTGCC TTATGGTGTG GCGGGAGGAG TAGTTAATAT
PCV 2 AGTAACGGGA GTGGTAGGAG AAGGGTTGGG GGATTGTATG GCGGGAGGAG TAGTTTACAT **** * *** ******** ***** ** ** ** ** ********** ***** * **
1325 1335 1345 1355 1365 1375 PCV 1 AGGGGTCATA GGCCAAGTTG GTGGAGGGGG TTACAAAGTT GGCATCCAAG ATAACAACAG
PCV 2 ATGGGTCATA GGTTAGGGCT GTGGCCTTTG TTACAAAGTT ATCATCTAGA ATAACAGCAG * ******** ** * * **** * ********** **** * ****** ***
1385 1395 1405 1415 1425 1435 PCV 1 TGGACCCAAC ACCTCTTTCC TTAGAGGTGA TGGGGTCTCT GGGGTAAAAT TCATATTTAG
PCV 2 TGGAGCCCAC TCCCCTATCA CCCTGGGTGA TGGGGGAGCA GGGCCAGAAT TCAACCTTAA **** ** ** ** ** ** ***** ***** * *** * *** *** ***
1445 1455 1465 1475 1485 1495 PCV 1 CCTTTCTAAT ACGGTAGTAT TGGAAAGGTA GGGGTAGGGG GTTGGTGCCG CCTGAGGGGG
PCV 2 CCTTTCTTAT TCTGTAGTAT TCAAAGGGTA TAGAGATTTT GTTGGTCCCC CCTCCCGGGG ******* ** * ******* * ** **** * * ****** ** *** ****
Fortsetzung (Abb.2)
1505 1515 1525 1535 1545 1555 PCV 1 GGAGGAACTG GCCGATGTTG AATCTGAGGT GGTTAACATG CCAAGATGGC --TGCGAGAA
PCV 2 GAACAAAGTC GTCAATATTA AATCTCATCA TGTCCACCGC CCAGGAGGGC GTTCTGACTG * * ** * * * ** ** ***** * ** ** *** ** *** * **
1565 1575 1585 1595 1605 1615 PCV 1 TCCTC-CTTT TATGGTGAGT ACAAATTCTG TAGAAAGGCG GCAATTGAAG ATACCCGTCT
PCV 2 TGGTAGCCTT GACAGTATAT CCGAAGGTGC GGGAGAGGCG GGTGTTGAAG ATGCCATTTT * * * ** * ** * * ** ** ***** * ****** ** ** * *
1625 1635 1645 1655 1665 1675 PCV 1 TTCGGCGCCA TCTGTAACGG TTTCTGAAGG CGGGGTGTGC CAAATATGGT CTTCTCCGGA
PCV 2 TCCTTCTCCA ACGGTAGCGG T---GGC GGGGGTGGAC GAGCCAGGGG CGGCGGCGGA * * * *** * *** *** * * ****** * * * ** * * ****
1685 1695 1705 1715 1725 1735 PCV 1 GGATGTTTCC AAGATGGCTG CGGGGGCGGG TCCTTCTTCT GCGGTAACGC CTCCTTGGCC
PCV 2 GGATCTGGCC AAGATGGCTG CGGGGGCGGT GTCTTCTTCT GCGGTAACGC CTCCTTGGAT **** * ** ********** ********* ******** ********** ********
1745 1755 1765 1775 PCV 1 ACGTCATCCT ATAAAAGTGA AAGAAGTGCG CTGCTGTAGT ATT 3’3’3’3’
PCV 2 ACGTCATAGC -TGAAAACGA AAGAAGTGCG CTGT--AAGT ATT ******* * *** ** ********** *** *** ***
* = Nukleotid-Übereinstimmung - = fehlendes Nukleotid
Leerfeld = Nukleotidabweichung zwischen PCV 1 und PCV 2
2.4 Epidemiologie
Die ersten Untersuchungen zur Verbreitung von porzinen Circoviren wurden von Tischer (1986) Ende der 70er, Anfang der 80er Jahre an nord- und ostdeutschen Schlachthöfen, sowie an erlegten Wildschweinen aus dem Grunewald durchgeführt. Es wurden eine hohe Prävalenz (77,5-95,5%) in der Haus- und Wildschweinpopulation gefunden (TISCHER et al., 1986). In nachfolgenden serologischen Studien in Kanada, Großbritannien, Nordirland und Neuseeland konnten die Ergebnisse von Tischer bestätigt werden (EDWARDS und SANDS, 1994;
ALLAN et al., 1994c; HORNER, 1991; DULAC und AFSHAR, 1989).
Untersuchungen zum Vorkommen von Antikörpern in anderen Spezies erbrachten widersprüchliche Ergebnisse. Während in ersten Studien weder in Menschen noch in Rindern, Schafen, Ziegen, Puten, Mäusen und Ratten Antikörper gegen PCV nachgewiesen werden konnten (ALLAN et al., 1994c; TISCHER et al., 1986; TISCHER et al., 1982), widerlegte Tischer (1995) in einer späteren Studie die eigenen Ergebnisse und wies niedrige
Antikörpertiter gegen porzine Circoviren in Menschen (30,2%), Mäusen (12-69%) und Rindern (35%) nach (TISCHER et al., 1995).
Vor 1995 durchgeführte serologische Studien sind mit Techniken wie “immunoperoxidase- monolayer-assay“ (IPMA) und “immuno-fluorescence-assay“ (IFA) durchgeführt worden, die nicht zwischen PCV 1 und PCV 2 unterscheiden konnten. Folglich können die Ergebnisse dieser Studien nicht einem der beiden porzinen Circoviren zugeordnet werden, sondern es kann lediglich eine Aussage zum Vorkommen des Genus porzines Circovirus getroffen werden.
Aus neueren Untersuchungen ist bekannt, dass eine gewisse Kreuzreaktivität zwischen PCV 1 und PCV 2 vorhanden ist und die Seroprävalenzen für das PCV 2 weitaus höher sind als die für PCV 1 (RODRIGUEZ-ARRIOJA et al., 2000).
Mittlerweile sind Infektionen mit den PCV 1 und 2 weltweit, auf allen Kontinenten, auf denen Schweine gehalten werden beschrieben worden, mit Ausnahme Ozeaniens (ALLAN und ELLIS, 2000). Studien, die die Prävalenz sowohl von PCV 1 als auch von PCV 2 ermittelten, zeigen, dass PCV 2 in der Population weiter verbreitet ist als PCV 1 (RODRIGUEZ- ARRIOJA et al., 2000; LABARQUE et al., 2000; MAGAR et al., 2000b). Rodriguez-Arrioja (2000) fand bei 90 mittels IPMA untersuchten Schweineseren eine Prävalenz von 97,8% für PCV 2 und von 52,2% für PCV 1. Allerdings waren die Titerhöhen von PCV 2 und PCV 1 streng korreliert, so dass zu mutmaßen ist, dass es sich bei den PCV 1-Titern um eine Kreuzreaktion der PCV 2 Antikörper handelte (RODRIGUEZ-ARRIOJA et al., 2000). Eine retrospektive serologische Studie an Schlachtsauen in Kanada mittels “indirect-immuno- fluorescence“ (IIF) zeigte ein ähnliches Verhältnis der beiden Viren zueinander (MAGAR et al., 2000b). Magar (2000b) stellte zwischen den Untersuchungsjahrgängen 1985 und 1989 einen deutlichen und unerwarteten Prävalenzanstieg für beide Viren; von 8% auf 41,4% für PCV 1 und von 13,6% auf 72,4% für PCV 2, fest.
Eine retrospektive Seroprävalenzstudie in Belgien auf Herdenbasis, bestätigte die weite Verbreitung der beiden porzinen Circoviren. Für PCV 2 betrug die Prävalenz für die drei untersuchten Jahrgänge: 1985, 1988-89 und 1996 jeweils 100%. Für PCV 1 betrug sie für 1985 75% und jeweils 100% für die Untersuchungsjahrgänge 1988-89 und 1996 (LABARQUE et al., 2000).
In einer weiteren Studie wurden Gewebe von 1693 Schweine mittels Polymerase Kettenreaktion (PCR) auf das Vorhandensein von PCV-DNA untersucht und anschließend ihre Amplifikate mittels “restriction fragment length polymorphism“ (RFLP) zwischen PCV 1 und PCV 2 unterschieden (HAMEL et al., 2000). Hierbei waren 931 (55%) der
untersuchten Schweine positiv für porzine Circoviren. Mittels RFLP konnten alle Amplifikate dem PCV 2 zugeordnet (HAMEL et al., 2000).
Eine in Spanien durchgeführte Untersuchung zum Vorkommen von PCV 1 und PCV 2 in Serumproben und Lymphknoten von 135 Schweinen mit und ohne PMWS mittels PCR und in situ-Hybridisierung (ISH) demonstriert, dass PCV 1 eine untergeordnete Rolle in der Schweinepopulation spielt. Während PCV 2 mittels PCR in 52% der Serumproben und 66%
der Lymphknoten nachgewiesen wurde, konnte PCV 1 nur in 2 von 135 Serumproben und in einem von 100 Lymphknoten nachgewiesen werden (CALSAMIGLIA et al., 2002b). Bei Untersuchungen von 335 Schweinen aus 156 Betrieben in Bayern auf PCV 2 mittels PCR waren 141 (42%) positiv (RITZMANN et al., 2002). Dabei zeigte sich, dass die Prävalenz mit steigendem Tieralter zunimmt. Während nur 13% der Feten PCV 2-positiv waren, konnte bei 68% der Masttiere PCV 2 nachgewiesen werden.
PCV 2 kommt in allen Betriebsformen vor, allerdings mit unterschiedlicher Prävalenz. Nur 35% der Ferkel erzeugenden Betriebe waren PCV 2-positiv, geschlossene Betriebe waren zu 61% und Ferkelaufzucht- sowie Mastbetriebe zu 81% bzw. 85% positiv für PCV 2 (RITZMANN et al., 2002). Andere Untersuchungen gehen sogar von einer Herdenprävalenz von 100% aus (ROSE et al., 2001; SIBILA et al., 2001). In einer Studie aus Kanada wurden Schweineherden mit und ohne PMWS im Betrieb serologisch und virologisch auf PCV 2 untersucht (LAROCHELLE et al., 2003). Die serologischen Profile von sechs der sieben untersuchten Herden, inklusive der beiden Herden ohne PMWS, zeigten große Übereinstimmungen bezüglich des Antikörpertiterverlaufs und dessen Höhe. Selbst die Virusisolierung aus Tieren mit und ohne PMWS aus den sieben Herden zeigte eine hohe Identität von 99,4% bis 100%. Der Antikörpertiterverlauf demonstrierte, dass die maternalen Antikörper von der 3. Lebenswoche an graduell bis zur 7. Lebenswoche abnahmen und ab der 15. Lebenswoche eine Serokonversion beobachtet werden konnte (LAROCHELLE et al., 2003; OPITZ, 2002). Die Prävalenz im Schlachtalter lag zwischen 97 und 100% (OPITZ, 2002; HARDING, 1999). Eine Virämie konnte ab der 7. Lebenswoche beobachtet werden, sie dauerte mindestens 8 Wochen, konnte aber auch bis zu 23 Wochen andauern (LAROCHELLE et al., 2003). Dies stimmt auch mit anderen Untersuchungen überein (RODRIGUEZ-ARRIOJA et al., 2002; OPITZ, 2002).
Die Übertragung der porzinen Circoviren kann sowohl über die Atemwege, den Kot, den Urin, Samen oder auch vertikal erfolgen (MACDONALD et al., 2003; SHIBATA et al., 2003;
CALSAMIGLIA et al., 2002c; LAROCHELLE et al., 2000).
Untersuchungen in Spanien zeigten, dass PCV nicht nur in der Hausschwein-, sondern auch in der Wildschweinpopulation weit verbreitet war. 47,9% der 656 mittels IPMA untersuchten Wildschweinseren zeigten mittlere bis hohe Titer gegen PCV 2. Die Serumproben stammten von erlegten Schweinen aus 45 unterschiedlichen Regionen Spaniens. Nur in einer Region konnten keine Tiere mit einem Titer gegen das PCV 2 gefunden werden. Zusätzlich wurden 56 Wildschweine mittels ISH auf das Vorhandensein von PCV 2-DNS untersucht. In drei der 56 Tiere konnte PCV 2 im Lymphknoten festgestellt werden, eins von ihnen zeigte typische Läsionen für PMWS (VICENTE et al., 2004).
Mehrere retrospektive Studien belegen, dass sowohl PCV 2 als auch das Krankheitsbild des PMWS schon deutlich vor dem Erstnachweis 1991 in Kanada in der Schweinepopulation vorgekommen ist. So wurde 1989 in Japan in sieben Schweinen mit PMWS-typischen Läsionen PCV 2-Antigen und Viruspartikel nachgewiesen (MORI et al., 2000). In Spanien konnte in einem Schwein mit PMWS-typischen Läsionen aus dem Jahr 1986 mittels ISH PCV 2-DNA nachgewiesen werden (RODRIGUEZ-ARRIOJA et al., 2003). Auch in der Schweiz wurde in einem Tier aus dem Jahr 1986 mittels Immunhistologie (IHC) noch PCV 2- Antigen gefunden (STAEBLER et al., 2004).
Der bisher früheste Nachweis von PCV 2-DNA stammt aus Großbritannien. Dort wurde mittels TaqMan® PCR in 8 von 25 untersuchten Proben (32%) aus den 70er Jahren PCV 2- Genom nachgewiesen. Die früheste positive Probe stammt aus dem Jahr 1970 (GRIERSON et al., 2004). Mit dem Virusnachweis korrelierende PMWS-typische Läsionen konnten in dieser Studie aber erst 1986 beobachtet werden (GRIERSON et al., 2004).
Serologisch wurden in Spanien, Kanada und Belgien 1985 PCV 2-Antikörper gefunden (RODRIGUEZ-ARRIOJA et al., 2003; LABARQUE et al., 2000; MAGAR et al., 2000b) in Nordirland 1973 (WALKER et al., 2000), sowie in Belgien 1969 (SANCHEZ et al., 2001).
2.5 PCV 2-assoziierte Krankheitsbilder
2.5.1 “Post weaning multisystemic wasting syndrome“ (PMWS) 2.5.1.1 Klinik
Das Krankheitsbild des PMWS wurde erstmals 1996 von Harding in Kanada beschrieben (HARDING, 1996). Der erste beobachtete Fall stammt aus dem Jahr 1991. Betroffen sind vor allem abgesetzte Ferkel und Läuferschweine mit einem Alter zwischen 7 und 15 Lebenswochen (HARDING et al., 1998). Die Morbidität und Mortalität liegen im Durchschnitt bei 3% bzw. 70% (SEGALES und DOMINGO, 2002), können jedoch in
Einzelfällen (Neuausbrüche) auch bedeutend höher liegen (LECANN et al., 1997; HARDING und CLARK, 1997). Die auffälligsten klinischen Symptome sind Kümmern, vergrößerte Inguinallymphknoten, Blässe, Tachypnoe und Dyspnoe (COTTRELL et al., 1999; HARDING et al., 1998; HARDING und CLARK, 1997). Seltener beobachtet werden Fieber, Husten, Durchfall, Ikterus, zentralnervöse Störungen sowie Magengeschwüre und plötzliche Todesfälle (WELLENBERG et al., 2000).
Ein Teil der Tiere stirbt innerhalb weniger Tage nach Krankheitsbeginn, ein anderer Teil entwickelt sich zu „Kümmerern“. Einige der erkrankten Ferkel erholen sich im Laufe der Zeit.
Die Schwere und der Verlauf der Krankheit scheint zum einen von Managementfehlern wie Zugluft, Überbelegung und der „Rückstallung“ kranker Schweine (HARDING und CLARK, 1997) und zum anderen von Sekundär- bzw. Koinfektionen abhängig zu sein (ELLIS et al., 2004).
2.5.1.2 Ätiologische Bedeutung von PCV 2
Sechs Jahre nachdem das Krankheitsbild des PMWS erstmals beschrieben wurde, ist in an diesem Syndrom erkrankten Tieren porzines Circovirus (PCV) gefunden worden. Nach Sequenzanalysen stellte sich heraus, dass dieses PCV sich deutlich von dem bisher aus PK 15-Zellen isolierten PCV unterschied. Das neuentdeckte Virus wurde daraufhin als PCV 2, das in den PK 15-Zellen gefundene als PCV 1 bezeichnet.
Der Erreger konnte regelmäßig in PMWS-Ferkeln nachgewiesen und isoliert werden, es fehlte noch der Beweis, dass sich das Krankheitsbild reproduzieren läßt, um die Henle-Koch- Postulate zu erfüllen. Dieser schien erbracht als die Reproduktion des Krankheitsbildes an gnotobiotischen Ferkeln gelang, allerdings war das Inokulum mit porzinem Parvovirus (PPV) kontaminiert (ELLIS et al., 1999a).
In auf diesen Ergebnissen aufbauenden Studien wurden GN-Ferkel mit PCV 1, PCV 2 und PPV jeweils allein oder gemeinsam infiziert (KRAKOWKA et al., 2000). Mit PCV 2 allein infizierte Ferkel zeigten lediglich eine geringgradige lymphoplasmazelluläre Hepatitis und Cholangitis, aber keine klinische Symptomatik, während die PCV 2 und PPV koinfizierten Tiere das Bild des PMWS mit den dazugehörigen histopathologischen Läsionen entwickelten.
Diese Ergebnisse werden durch weitere Arbeiten untermauert (ELLIS et al., 2000;
KENNEDY et al., 2000; ALLAN et al., 1999a). Die nur mit PPV infizierten Schweine zeigten weder klinische noch histopathologische Veränderungen. In weiteren experimentellen Infektionsversuchen wurden die PCV 2-infizierten Ferkel zusätzlich mit “keyhole limpet haemocyanin incomplete Freund’s adjuvant“ (KLH/ICFA) immunstimuliert. Die Ergebnisse
zeigten, dass nur zusätzlich immunstimulierte Tiere das klinische Bild des PMWS entwickelten (LADEKJAER-MIKKELSEN et al., 2002; KRAKOWKA et al., 2001). Weitere experimentelle Infektionsversuche mit PRRSV und Mycoplasma hyopneumoniae (OPRIESSNIG et al., 2004; ROVIRA et al., 2002; ALLAN et al., 2000b) sowie mit APP- und Mycoplasma hyopneumoniae-Vakzinen (OPRIESSNIG et al., 2003; KYRIAKIS et al., 2002) führten zu ähnlichen Ergebnissen.
In drei verschiedenen Versuchsansätzen ist es allerdings gelungen das vollständige Bild des PMWS auch durch eine Monoinfektion mit PCV 2 auszulösen (ALLAN et al., 2002; BOLIN et al., 2001; HARMS et al., 2001).
2.5.1.3 Pathogenese
Die Pathogenese des PMWS ist noch nicht vollständig geklärt. Nach Entdeckung des neuen Virus, führte Tischer Infektionsversuche an Göttinger Minipigs mit aus PK 15 Zellen isoliertem PCV durch (TISCHER et al., 1986).
Bei den intranasal infizierten Schweinen konnte aus Nasentupfern und aus Kotproben PCV isoliert werden. Antikörpertiter konnten schon eine Woche nach Infektion festgestellt werden.
Da auch das in der Infektionsgruppe lebende Kontrolltier serokonvertierte, ist die horizontale Übertragung des Virus wahrscheinlich (TISCHER et al., 1986). Nach kombinierter intranasaler, oraler und intravenöser Infektion von Ferkeln konnte einen Tag post infectionem (p.i.) Virus mittels IIF im Zytoplasma von Thymuszellen nachgewiesen werden (ALLAN et al., 1995). Ab dem dritten Tag p.i. konnte auch in Mesenteriallymphknoten, Lunge, Leber und Milz Virusantigen nachgewiesen werden; an Tag fünf zusätzlich im Dünndarm. Eine weitere Gruppe nur intranasal infizierter Tiere zeigte ein ähnliches Verteilungsmuster. Bei den Zielzellen in den Geweben handelt es sich vor allem um Makrophagen (ALLAN et al., 1995).
Das für das PMWS verantwortliche PCV 2 wurde sowohl im Nasensekret, Speichel, Kot, Urin, Augentupfern sowie Samen von Ebern von gesunden und an PMWS erkrankten Tieren nachgewiesen (MACDONALD et al., 2003; SHIBATA et al., 2003; CALSAMIGLIA et al., 2002c; LAROCHELLE et al., 2000). Aufgrund der makroskopischen und histologischen Befunde wurde eine oronasale Infektion vermutet (ROSELL et al., 1999). Durch den Nachweis von porzinem Circovirus in der Milz und in Serumpoolproben von zwei Würfen tot geborener Ferkel, wurde auch die vertikale Übertragbarkeit des Virus bewiesen (ALLAN et al., 1995). Dies wurde durch weitere Studien belegt, in denen PCV 2 auch in abortierten Feten und lebensschwachen Ferkeln nachgewiesen werden konnte (KIM et al., 2004;
MACDONALD et al., 2003; RITZMANN et al., 2002; WEST et al., 1999). Ob über PCV 2- positives Sperma eine vertikale Übertragung möglich ist bedarf noch der Klärung (LAROCHELLE et al., 2000).
Die meisten Fälle von PMWS treten von der 7. bis zur 15. Lebenswoche auf. Die Serokonversion dauert, wie aus experimentellen Studien bekannt ist (OPRIESSNIG et al., 2004; MAGAR et al., 2000a), ca. 2-4 Wochen, so dass die Infektion der Tiere aller Wahrscheinlichkeit nach in den ersten Wochen der Aufzucht stattfindet. Die Seroprävalenz beträgt bei Läuferschweinen bzw. in der Anfangsmast annähernd 100%, die Morbidität liegt allerdings nur zwischen 0 und 20%.
Nach der Infektion findet vermutlich eine primäre Replikation des Virus statt, deren genauer Ort noch unbekannt ist. Die sich anschließende Virämie kann eine Dauer von bis zu 28 Wochen haben; weder die Virämie noch deren Dauer sind allerdings mit dem Auftreten von PMWS assoziiert (CALSAMIGLIA et al., 2002a). In experimentellen Infektionsversuchen gnotobiotischer Ferkel mit PCV 2 mit und ohne Koerreger, zeigte sich, dass alle Tiere serokonvertierten. PMWS-typische Läsionen waren allerdings häufiger und ausgeprägter durch eine Koinfektion zu erzielen (OPRIESSNIG et al., 2004; ELLIS et al., 2000;
KENNEDY et al., 2000; KRAKOWKA et al., 2000; ALLAN et al., 1999a). Diese Ergebnisse führten zu der Annahme, dass PCV 2 eine Stimulierung des Immunsystems benötigt, um das Krankheitsbild PMWS auszulösen. Diese Hypothese konnte an mit dem Adjuvans KLH/ICFA immunstimulierten und gleichzeitig PCV 2-infizierten Ferkeln bestätigt werden (LADEKJAER-MIKKELSEN et al., 2002; KRAKOWKA et al., 2001). Diese Ergebnisse werden auch durch Felduntersuchungen, in denen Koinfektionen von PMWS-Tieren überprüft wurden, unterstützt (ELLIS et al., 2004; PALLARES et al., 2002; POGRANICHNIY et al., 2002; POGRANICHNYY et al., 2000). Nur in 1,9 % der untersuchten an PMWS erkrankten Schweine wurde ausschließlich PCV 2 gefunden (PALLARES et al., 2002). Der häufigste Koerreger war PRRSV (51.9 %) gefolgt von Mycoplasma hyopneumoniae (35.5 %;
PALLARES et al., 2002). Auch in anderen Studien wurde als häufigster PMWS assoziierter Koerreger PRRSV (42 %), gefolgt vom "porcine lymphotropic herpesvirus type 1" (PLHV-1, 23 %) nachgewiesen (POGRANICHNIY et al., 2002). Diese Erreger wurden in der Gruppe der PMWS-Tiere mit einer höheren Inzidenz nachgewiesen als in der Gruppe der nicht an PMWS erkrankten Ferkel. Alle untersuchten Schweine dieser Studie, auch die der Kontrollgruppe waren mit dem porzinen endogenen Retrovirus (PERV) infiziert. Das in experimentellen Infektionsversuchen als Koerreger benutzte PPV wurde allerdings nur in
einem sehr kleinen Teil der natürlichen PMWS-Fälle nachgewiesen (ELLIS et al., 2004;
POGRANICHNIY et al., 2002).
Mittels in situ-Hybridisierung und Immunhistologie wurde virales Antigen bzw. virale DNA in verschiedenen Zellen nachgewiesen. Am häufigsten kann PCV 2 im Zytoplasma von Makrophagen, mehrkernigen Riesenzellen sowie in Alveolarmakrophagen, Kupfferschen Sternzellen und dendritischen Zellen nachgewiesen werden (ALLAN und ELLIS, 2000;
ROSELL et al., 1999). Seltener wird das Virus im Zytoplasma von Nierentubulus- und Bronchialepithelzellen, Lymphozyten, Gefäßendothelien und Zellen der Pankreasgänge gefunden. Des Weiteren wird PCV 2 gelegentlich im Zellkern von Makrophagen/Monozyten, glatten Muskelzellen, Hepatozyten und Enterozyten nachgewiesen (ROSELL et al., 2000a;
MCNEILLY et al., 1999; ROSELL et al., 1999). Allerdings scheint der Zelltropismus sich mit dem Alter des Tieres zu verändern. So wird berichtet, dass intra-uterin infizierte Feten je nach Trächtigkeitstag ein unterschiedliches Verteilungsmuster von PCV 2 aufweisen (SANCHEZ, JR. et al., 2001). Je früher in der Trächtigkeit die Feten infiziert wurden, desto größer war der Anteil PCV 2-positiver Kardiomyozyten und Hepatozyten. Der Anteil positiver Makrophagen nahm zur Geburt kontinuierlich zu, so dass in neugeborenen Ferkeln fast ausschließlich positive Makrophagen nachzuweisen waren. Als einzelsträngige DNA-Viren kodieren die porzinen Circoviren nicht für eine eigene DNA-Polymerase. Um replizieren zu können, sind sie abhängig von der in der S-Phase des Zellzyklus aktiven zelleigenen Polymerase ihrer Zielzellen (TISCHER et al., 1987). Das bedeutet, dass die für ihre Replikation effektivsten Zellen die mit der höchsten Mitoserate sind. So sind bei infizierten Feten die virushaltigen Kardiomyozyten die Zellen mit der höchsten Mitoserate. Einige Autoren führen an, die Makrophagen seien nicht der Ort der PCV 2-Replikation, da diese sich nicht mehr teilen könnten. Ihr Virusgehalt resultiere aus den phagozytierenden Eigenschaften der Zellen (GILPIN et al., 2003).
Im Zellkern wurde PCV 2 am häufigsten in Hepatozyten und anderen epithelialen Zellen nachgewiesen (ROSELL et al., 2000a). Andere Circoviren replizieren vor allem in epithelialen Zellen (TODD, 2000), so vermutete Darwich (2004), dass epitheliale Zellen auch bei PCV den Ort der ersten Virusvermehrung darstellen (DARWICH et al., 2004). Allerdings können Makrophagen, obwohl sie sich nicht mehr teilen, trotzdem einen hohen Gehalt an DNA-Polymerase enthalten, um auftretende DNA-Schäden reparieren zu können (WILLIAMS et al., 2002), ein Umstand der von PCV 2 eventuell zur Vervollständigung der eigenen Replikation ausgenutzt wird (MEERTS et al., 2004).
Der höchste Virusgehalt wurde in den lymphatischen Organen nachgewiesen (KENNEDY et al., 2000; ROSELL et al., 1999; ALLAN et al., 1999a). Dort lagen auch die auffälligsten histologischen Veränderungen vor. Hierzu gehörten die lymphatische Depletion und histiozytäre Infiltration, sowie mehrkernige Riesenzellen und zytoplasmatische basophile Einschlusskörperchen (CLARK, 1996).
Aufgrund der Beobachtung, dass vor allem die lymphatischen Gewebe in Mitleidenschaft gezogen wurden (CLARK, 1996), es sich bei den Virus-DNA/-Antigen-positiven Zellen hauptsächlich um Makrophagen/Monozyten handelte (SEGALES et al., 1997; HARDING und CLARK, 1997) und Koinfektionen mit opportunistischen Erregern vorkamen (NUNEZ et al., 2003; CARRASCO et al., 2000; ELLIS et al., 1998; CLARK, 1997), wurde vermutet, dass die Infektion mit PCV 2, ähnlich wie die anderer Circoviren, zu einer Immunsuppression führt (GRESHAM, 1999). Ausgehend von der Pathohistologie, kann der Krankheitsverlauf des PMWS in 3 Stadien eingeteilt werden (CHIANINI et al., 2003; SARLI et al., 2001), ein initiales, ein mittleres und ein Endstadium. Dabei ist die Virusmenge streng korreliert mit dem Schweregrad der histologischen Veränderungen.
Die Ursache für die lymphatische Depletion ist bislang ungeklärt. Aufgrund der Beobachtung, dass nur ein sehr kleiner Prozentsatz der Lymphozyten virale Partikel enthielt, hingegen aber eine große Anzahl von Lymphozyten Apoptosen zeigten, stellten Shibahara et al. (2000) die Mutmaßungen an, der Wirkmechanismus der PCV 2-Infektion könne ein indirekter sein. So wird ein Zusammenspiel von erhöhter Apoptoserate, verändertem Zytokinprofil und gestörter Leukozytenwanderung diskutiert (SHIBAHARA et al., 2000). Die Theorie, eine durch PCV 2 induzierte erhöhte Apoptoserate lymphatischer Zellen sei für deren Verschwinden verantwortlich (SHIBAHARA et al., 2000), ist allerdings widerlegt worden (MANDRIOLI et al., 2004). Die Apoptoserate sowie die proliferative Aktivität im Lymphknoten von PMWS- Tieren wurde mittels Immunhistologie und der Tunel-Methode vergleichend mit gesunden Tieren untersucht (MANDRIOLI et al., 2004). Dabei wurde festgestellt, dass nicht eine gesteigerte Apoptoserate sondern vielmehr eine verringerte proliferative Aktivität für die lymphatische Depletion verantwortlich sein könnte (MANDRIOLI et al., 2004). Resendes et al. (2004) untersuchten an 21 PMWS-Ferkeln die Apotoserate mittels “cleaved caspase-3“
(cCasp-3) Immunhistologie. Je höher die Virusmenge im Gewebe war, desto niedriger war dort die Apoptoserate. Die Apoptoserate der erkrankten Tiere war in allen Fällen niedriger als in der gesunden Kontrollgruppe (RESENDES et al., 2004). Die Ergebnisse dieser Studie zeigten, dass eine gesteigerte Apoptoserate keine bedeutende Rolle in der Entwicklung des PMWS einnimmt. Da aber Apoptoserate und Proliferationsaktivität der
Lymphozytenpopulation eng miteinander korreliert sind (JANEWAY et al., 2002), ist die im Vergleich zu den gesunden Ferkeln erniedrigte Apoptoserate ein Hinweis auf eine ebenfalls verminderte Proliferationsaktivität. Diese Vermutung wird durch die Untersuchungen der Zytokinprofile PMWS kranker Tiere unterstützt (DARWICH et al., 2003a; DARWICH et al., 2003b). Darwich et al. (2003b) zeigte, dass PMWS erkrankte Tiere eine deutlich veränderte Expression der Zytokin mRNA aufweisen. Eine Überexpression von IL-10 mRNA wurde im Thymus und von IFN-γ mRNA in der Tonsille nachgewiesen. Die Überexpression von IL-10 mRNA im Thymus war mit einer Thymusdepletion und -atrophie assoziiert (DARWICH et al., 2003b). In der Milz war die Expression von IL-2 mRNA, in Tonsille und Lymphknoten die von IL-4 mRNA, in Milz und Lymphknoten die von IL-12p40 mRNA sowie die von IFN- γ und IL-10 mRNA im Lymphknoten erniedrigt (DARWICH et al., 2003b). Die Expression von proinflammatorischer IL-8 mRNA war erhöht in Geweben mit gering- bis mittelgradigen Läsionen und geringer Virusmenge. In stark affektierten Geweben war die IL-8 mRNA Expression hingegen sehr niedrig (DARWICH et al., 2003b). Andere Autoren haben überhaupt keine IL-8 mRNA Expression, dafür aber das “monocyte chemoattractant protein - 1“ nachweisen können (KIM et al., 2003). Die Schweine dieser Studie hatten jedoch alle einen sehr hohen Virusgehalt, während in der Untersuchung von Darwich et al. die untersuchten Tiere gerade die ersten Symptome von PMWS zeigten (DARWICH et al., 2004).
Darüber hinaus wurde demonstriert, dass PCV 2 auch direkten Einfluss auf das Expressionsverhalten von mononukleären Zellen aus dem Blut nehmen kann (DARWICH et al., 2003a). Die mononukleären Zellen aus dem Blut PMWS-erkrankter Schweine konnten nach Stimulierung durch ein T-Zell-Mitogen oder ein Superantigen keine physiologischen Mengen von Il-2, IL-4, IL-8, IFNγ oder IL-1β produzieren (DARWICH et al., 2003a). In der gleichen Studie wurde auch gezeigt, dass das PCV 2 direkt das Zytokinproduktionsverhalten von Blutzellen gesunder Schweine negativ beeinträchtigen kann (DARWICH et al., 2003a).
Durch den starken Rückgang der Anzahl der “high endothelial venules“ im Endstadium der Erkrankung (SARLI et al., 2001) kann die Zufuhr neuer Lymphozyten in den Lymphknoten unterbunden werden (DARWICH et al., 2004; SHIBAHARA et al., 2000).
Die Depletion lymphatischer Zellen im Lymphknoten spiegelt sich auch im Blutbild von PMWS-kranken Tieren wieder. Der Vergleich 13 PMWS-kranker Ferkel mit 11 gesunden zeigte signifikant höhere Werte für die Gesamtleukozytenzahl der erkrankten Tiere.
Allerdings war das Verhältnis mononukleärer Zellen zu polymorphkernigen Zellen in beiden Gruppen umgekehrt. Die kranken Tiere hatten bedeutend weniger mononukleäre Zellen (SEGALES et al., 2001). Werden nur die Lymphozyten betrachtet, fällt auf, dass vor allem
die Anzahl der CD3-positiven und die der CD4-positiven Zellen stark erniedrigt war, die der CD8-positiven aber annähernd den Werten der Kontrollgruppe entsprach (SEGALES et al., 2001). Diese Verschiebung innerhalb des weißen Blutbilds entsprach der bei immundefizienten Menschen und Katzen, die an HIV bzw. FIV erkrankt sind (COTRAN et al., 1999). In einer vergleichenden Untersuchung PCV 2-positiver und PCV 2-negativer Kümmererferkel wurde gezeigt, dass der Abfall der CD4-positiven Zellen nicht mit dem Auftreten von PCV 2 assoziiert ist, sondern mit der Kondition des Kümmererstatus assoziiert ist (DARWICH et al., 2002). Der Vergleich der PCV 2-negativen Kümmerergruppe mit der gesunden Kontrollgruppe zeigte einen deutlichen Rückgang der Anzahl CD8-positiver Zellen bei den PCV 2-positiven Kümmererferkeln (DARWICH et al., 2002). Im Gegensatz zu den T- Zellen waren die B-Zellen im Vergleich zu der Kontrollgruppe nur wenig erniedrigt. Tiere mit einer großen Anzahl IgM-positiver Zellen (B-Zellen) zeigten im Lymphknoten nur eine geringgradige Depletion und Tiere mit einer niedrigen Anzahl IgM-positiver Zellen eine starke Depletion, so dass anhand der Auszählung der B-Zellen eine Einteilung in die verschiedenen Stadien erfolgen konnte (DARWICH et al., 2002; SEGALES et al., 2001).
Ein weiterer Faktor, der in der Pathogenese des PMWS eine Rolle spielen kann, ist eine Veränderung in der Genetik der Schweine. Es gibt allerdings keine Hinweise, dass bestimmte Rassen eine Prädisposition für PMWS aufweisen. Es ist bekannt, dass der Polymorphismus der MHC I-, II- Moleküle die Empfänglichkeit von Menschen und Tieren für bestimmte Viren beeinflusst (KONNAI et al., 2003; MOORE et al., 2002; GARCIA-BRIONES et al., 2000), inwieweit dies auch für Schweine zutrifft ist noch nicht bekannt.
2.5.1.4 Pathologie
PMWS erkrankte Tiere zeigten bei der Sektion einen Kümmererhabitus mit Kachexie, Muskelatrophie und seröser Atrophie des Fetts (SEGALES et al., 2004; CLARK, 1996). Die Haut war blass, in einigen wenigen Fällen auch ikterisch und das Haarkleid war lang.
Veränderungen wurden in einer Vielzahl von Organen beobachtet (Tab.1). Auffallend war die Vergrößerung der inguinalen Lymphknoten, in vielen Fällen lag eine generalisierte Lymphknotenhyperplasie vor (ROSELL et al., 1999). Die Lymphknoten waren im Anschnitt weißlich, einige zeigten aber auch makroskopisch erkennbare nekrotische Areale (SEGALES et al., 2000). Die Milz war häufig vergrößert (CLARK und HARDING, 1998). Die Lungen waren in der Regel nicht kollabiert und verfestigt. Sie hatten eine fleckige Oberfläche und zeigten ein lobuläres Muster in verschiedenen Farbabstufungen von grau-bräunlich über rosa bis gelb (CLARK und HARDING, 1998; LECANN et al., 1997) mit zum Teil stark
ausgeprägtem interstitiellem Ödem (SEGALES und DOMINGO, 2002). Ein Großteil der erkrankten Tiere zeigte eine Verfestigung der Spitzenlappen durch bakterielle Sekundärerreger.
Die Größe der Nieren variierte von normal bis hochgradig vergrößert. In Mark und Rinde der Niere war häufig eine interstitielle Nephritis zu beobachten. Das Bindegewebe des Nierenbeckens war oft ödematös (CLARK, 1996).
Leberveränderungen waren nur bei einem Teil der erkrankten Tiere vorhanden. Die Größe der Lebern variierte von normal bis atrophisch, die Farbe war oft blass. Die Oberfläche war marmoriert, und die Leberläppchen waren deutlich zu erkennen (CLARK, 1996).
Tab.1: Pathomorphologische Befunde von 396 Schweinen mit PMWS
Pathomorphologische Befunde
Anzahl
(n=396) Prozente (%)
Kümmern/ Kachexie 318 80,3
nicht kollabierte, fleckig marmorierte Lunge 255 64,4
Bronchopneumonie 235 59,3
Vergrößerung mindestens eines Lymphknotens
(Lymphadenopathie) 209 52,8
Magenulkus der Pars oesophagea 113 28,5
Serositis (mono/poly-) 99 25
Seröse Atrophie 90 22,7
interstitielle Nephritis 73 18,4
dünnflüssige Ingesta 44 11,1
Leberatrophie 13 3,3
fibrinös-nekrotisierende Kolitis 13 3,3
Ikterus 12 3
Lymphknotennekrose 9 2,3
nekrotisierende Pneumonie 8 2
Hepatomegalie 2 0,5
(SEGALES et al., 2004)
Im Magen wurden oft Magenulzera in der Pars oesophagea beobachtet (ROSELL et al., 1999;
CLARK und HARDING, 1998). Als Folge der Magenulzera wurden gelegentlich Blutungen in den Magen gefunden. Der Darminhalt war oft wässrig (CLARK und HARDING, 1998).
Die auffälligsten histologischen Befunde wurden in den lymphatischen Organen erhoben (SEGALES et al., 2004; Tab.2). In allen lymphatischen Organen war eine lymphatische Depletion unterschiedlichen Ausmaßes zu beobachten (CLARK, 1996). Diese betraf Lymphozyten sowohl in den B-Zell- als auch in den T-Zell-Arealen (CLARK, 1996) und Antigen-präsentierende Zellen (APC; CHIANINI et al., 2003). Neben der lymphatischen Depletion waren in Lymphknoten, Milz, Tonsille und Peyerschen Platten histiozytäre Infiltrationen unterschiedlichen Ausmaßes, vor allem in den Mark- und Randsinus zu sehen.
In hochgradigen Fällen waren zusätzlich zytoplasmatische runde basophile Einschlusskörperchen unterschiedlicher Größe im Zytoplasma von Makrophagen und mehrkernigen Riesenzellen zu erkennen (CLARK, 1996). In einigen Lymphknoten fanden sich fokal Koagulationsnekrosen mit ausgeprägter Karyorrhexis (Tab.2). Perikapsulär zeigte sich vereinzelt eine lymphozytäre und/oder eosinophile Arteriitis (CLARK, 1996).
Ausgehend von der Pathohistologie, kann der Krankheitsverlauf des PMWS in 3 Stadien eingeteilt werden (CHIANINI et al., 2003; SARLI et al., 2001), ein initiales, ein mittleres und ein Endstadium. Das initiale Stadium der Erkrankung ist histopathologisch vor allem durch eine geringgradige Depletion der B-Zell-Areale, sowie dem Vorkommen einiger mehrkerniger Riesenzellen gekennzeichnet. Betroffen sind vor allem die Keimzentren der Follikel in Lymphknoten, Tonsille, Milz und Peyerschen Platten. Zugleich ist eine geringgradige Infiltration histiozytärer Zellen zu erkennen. Der immunhistochemische Nachweis belegt, dass im initialen Stadium vor allem die Anzahl der B-Zellen (CD79α- positiv) abnimmt, während die der Makrophagen (Lysozym-positiv) geringgradig zunimmt.
Die T-Lymphozyten (CD3-positiv) sind initial kaum vermindert (CHIANINI et al., 2003).
Das mittlere Stadium ist durch eine mittelgradige Depletion der B-Zell-Areale sowie eine geringgradige Depletion der Parakortikalzone gekennzeichnet. Einhergehend mit dem Verschwinden der Lymphozyten ist eine zunehmende Anzahl infiltrierender Histiozyten zu beobachten. B-Zellen sind in diesem Stadium nur noch in den Randbereichen der Follikel und mitunter gar nicht mehr im Lymphknoten nachzuweisen. Die Depletion der T-Zellen in der Parakortikalzone betrifft vorwiegend CD4-positive und nur in geringerem Ausmaß CD8- positive Zellen (SARLI et al., 2001). Zudem nimmt auch die Anzahl der dendritischen und interdigitierenden Retikulumzellen ab. Das dritte Stadium ist charakterisiert durch einen vollständigen Verlust der Lymphozyten im Lymphknoten (CHIANINI et al., 2003; SARLI et al., 2001). Während Sarli et al. (2001) in seiner Untersuchung einen Rückgang der Anzahl der Makrophagen ausmacht und im Lymphknoten vor allem Fibroblasten nachzuweisen sind, bleibt in einer anderen Untersuchung die Anzahl der infiltrierenden histiozytären Zellen
weitgehend gleich (CHIANINI et al., 2003). Die Anzahl der “high endothelial venules“
(“anti-human-F-VIII-related antigen“) nimmt erst im letzten Stadium sehr stark ab, im initialen und mittleren Stadium sind hier keine Veränderungen zu beobachten (SARLI et al., 2001).
In den Lungen lag eine interstitielle Pneumonie unterschiedlicher Ausprägung vor (Tab. 2). In initialen Stadien ist diese lympho-histiozytär, später granulomatös mit großen Makrophagen, vereinzelten Lymphoblasten und einigen mehrkernigen Riesenzellen. Weitere zu beobachtende Lungenläsionen waren der Verlust der Schleimhautepithelien, die lymphohistiozytäre Infiltration und Fibrose der Mukosa und Submukosa der Bronchen und Bronchioli (SEGALES et al., 2000; CLARK, 1997; HARDING und CLARK, 1997).
Bei vielen Tieren lag eine katarrhalisch-eitrige Bronchopneumonie vornehmlich der Spitzenlappen vor, die allerdings häufig durch bakterielle Sekundärerreger verursacht wurde (Tab. 2). In einigen Fällen wurde auch eine nekrotisierende Pneumonie beschrieben (SEGALES et al., 2004; SEGALES und DOMINGO, 2002; Tab.2). Zudem wurde bei einigen Tieren eine lymphatische Depletion und histiozytäre Infiltration im BALT beobachtet.
Als Veränderungen fanden sich in der Leber vor allem periportale lymphohistiozytäre Infiltrationen, Einzelzellnekrosen von Hepatozyten sowie Schwellung und Vakuolisierung des Zytoplasmas einzelner Hepatozyten (CLARK, 1996). In besonders schweren Fällen trat eine generalisierte perilobuläre Fibrose auf, die mit einer Dissoziation der Leberzellbalken und Verlust zahlreicher Hepatozyten einhergeht. Diese Läsionen waren häufig mit einem Ikterus assoziiert. Je nach Ausprägung der Läsionen werden die Leberschäden in 4 Kategorien eingeteilt (ROSELL et al., 2000a; Tab.2).
In einigen Nieren betroffener Schweine war eine multifokale lymphohistiozytäre interstitielle Nephritis zu sehen (WELLENBERG et al., 2000; HARDING und CLARK, 1997; Tab.2). Im Kortex war oft eine Atrophie der Tubuli, eine regenerative Hyperplasie sowie ein Ödem des intertubulären Bindegewebes zu beobachten. In den renalen und perirenalen Gefäßen war häufig eine nicht-eitrige Vaskulitis vorhanden. Neben den Veränderungen der Peyerschen Platten kam es im Verdauungsapparat zu einer unterschiedlich stark ausgeprägten lymphohistiozytären Infiltration in die Mukosa und Submukosa der einzelnen Darmabschnitte (WELLENBERG et al., 2000; HARDING und CLARK, 1997; Tab.2). Vereinzelt wurde auch eine fibrinös-nekrotisierende Kolitis beobachtet (SEGALES et al., 2004; SEGALES und DOMINGO, 2002; Tab.2). Die Submukosa war oft stark ödematisiert (CLARK, 1997). In den Drüsen und Krypten des Darms kam es zum Verlust von und/oder zur Regeneration des Epithels (CLARK, 1997).
Tab.2: Pathohistologische Befunde von 396 Schweinen mit PMWS
Pathohistologische Befunde Anzahl (n=396) Prozente (%) lymphatische Gewebe:
Depletion der Lymphozyten 353 89,1
Infiltration histiozytärer Zellen 305 77
zytoplasmatische basophile Einschlusskörperchen 137 34,6
mehrkernige Riesenzellen 113 28,5
Koagulationsnekrose 39 9,9
Lunge:
interstitielle Pneumonie 304 76,8
katarrhalisch-eitrige Bronchopneumonie 218 55,1
nekrotisierende Pneumonie 26 4
Leber*:
Grad1 131 33,1
Grad2 34 8,6
Grad3 8 2
Grad4 5 1,3
Niere:
multifokale interstitielle Nephritis 149 37,6
Kolon:
lymphoplasmazelluläre Kolitis 68 15
fibrinös-nekrotisierende Kolitis 17 3,8
*Basiert auf der Einteilung von Rosell et al. 2000 (SEGALES et al., 2004) Im Pankreas war eine Epithelzellatrophie sowie eine histiozytäre interstitielle Infiltration zu
beobachten. Die Pankreasgänge zeigten oft einen Verlust ihres Epithels, mitunter waren aber auch regenerative Prozesse nachzuweisen (CLARK, 1997).
Bei einigen Ferkeln lag eine perivaskuläre lymphohistiozytäre Infiltration in der Leptomeninx vor (ROSELL et al., 1999; CLARK, 1997).
Clark (1997) und Rosell et al. (1999) beschreiben, dass in fast allen Organen PMWS kranker Tiere lymphohistiozytäre Infiltrationen vorkommen können (WELLENBERG et al., 2000;
ROSELL et al., 1999; CLARK, 1997). So berichtet Rosell (1999) von einer lymphoplasmazytären Myokarditis und einer lymphoplasmazytären Adrenalitis (ROSELL et al., 1999).
2.5.2 Porzines Dermatitis und Nephropathie Syndrom (PDNS)
2.5.2.1 Klinik und Epidemiologie
Dieses Krankheitsbild tritt vor allem in der Anfangs- und Mittelmast auf, bei einem Tiergewicht zwischen 20-70 kg (HELIE et al., 1995; HIGGINS, 1993; SMITH et al., 1993).
Die Morbidität liegt in den meisten Beständen unter 1% (SMITH et al., 1993), es wird aber auch von Verlusten von mehr als 20% berichtet. Die Mortalität liegt einigen Autoren zufolge bei annähernd 100%, die Tiere verenden meist innerhalb weniger Tage nach Auftreten erster Krankheitssymptome. Nur wenige Tiere erholen sich spontan. Das klinische Leitsymptom dieses Krankheitsbildes sind Hautveränderungen der Hintergliedmaßen und im Perianal- und Flankenbereich. Anfangs sind kleine rote Papeln zu sehen, die sich rasant zu erythematösen Plaques entwickeln (ROSELL et al., 2000b; THIBAULT et al., 1998; DURAN et al., 1997;
SMITH et al., 1993; WHITE und HIGGINS, 1993). Diese können konfluieren und sich auf den gesamten Körper ausdehnen (DURAN et al., 1997). Die erythematösen Plaques können sich zu schwarz-roten Krusten, einer nekrotisierenden Dermatitis entwickeln. Bei geringgradig betroffenen Tieren können die Läsionen spontan abheilen, schwerer betroffene Tiere entwickeln narbige Veränderungen oder verenden vorher.
Viele der erkrankten Tiere zeigten deutliche Blässe, Fieber, Anorexie und hatten einen schwankenden Gang und Paresen (SEGALES et al., 1998), andere Tiere behielten ihren Appetit und zeigten keine oder nur geringe Temperaturerhöhung (ROSELL et al., 2000b).
Rosell et al. (2000b) berichtet von subkutanen Ödemen im Bereich des Unterbauchs und der Hintergliedmaßen. Erhöhte Werte für Harnstoff und Kreatinin in der blutchemischen Untersuchung begleitet von einer erhöhten Proteinurie gaben Hinweise auf ein Nierenversagen (SEGALES et al., 1998; DURAN et al., 1997; WHITE und HIGGINS, 1993).
Die Fraktion der Gammaglobuline war stark erhöht.
2.5.2.2 Ätiologische Bedeutung von PCV 2 für das Krankheitsbild
PDNS ist eine Immunkomplex-Krankheit, deren Ätiologie bislang ungeklärt ist. Das Krankheitsbild konnte bisher nicht in experimentellen Infektionsversuchen hervorgerufen werden. Seit seiner Erstbeschreibung sind schon viele Krankheitserreger in PDNS-Tieren nachgewiesen und mit dessen Entstehung assoziiert worden. So wurden PRRSV-Antikörper und Antigen (CHOI und CHAE, 2001; SEGALES et al., 1998; THIBAULT et al., 1998), Pasteurella multocida (THOMSON et al., 1998); Actinobacillus pleuropneumoniae (WHITE und HIGGINS 1993); Streptokokken-Spezies (SIERRA et al., 1997) und Lipopolysaccharide
