den SMN knock-down nicht und durch pharmakologische Intervention nur wenig beeinflusst
5.4 ROCK-Inhibition als therapeutische Option
Bislang gibt es keine etablierte Therapie, die die Pathologie der Spinalen Muskelatrophie beeinflussen kann, sondern es wird nur eine symptomatische Therapie eingesetzt, die auf die Prophylaxe und die Behandlung von Komplikationen ausgerichtet ist. Mit Hilfe von Zellkultur- und Tiermodellen sind in den letzten Jahren verschiedene Substanzen und Therapieansätze entwickelt worden, die z.T. schon in klinischen Studien erprobt werden. Dabei werden unterschiedliche Strategien verfolgt. Zum Einen wird versucht, den SMN-Proteinspiegel zu steigern. Die ersten dafür verwendeten Substanzen sind die Histon-Deacetylase (HDAC)-Inhibitoren Sodiumbutyrat und Valproat gewesen, die unspezifisch die Transkription einiger Gene, darunter das SMN-Gen, durch die Hemmung der HDACs erhöhen und das Spleißen der SMN2-mRNA positiv beeinflussen können (Brichta et al., 2003; Chang et al., 2001).
Beide zeigten in SMA-Mausmodellen einen Anstieg der SMN-Proteinkonzentrationen sowie ein verbessertes klinisches Outcome (Chang et al., 2001; Tsai et al., 2008). In klinischen Phase II-Studien
59 tolerierten SMA-Patienten die Gabe von Sodiumbutyrat oder Valproat gut, jedoch blieben erwünschte Effekte wie axonale Reinnervation und Verbesserung der Klinik aus (Mercuri et al., 2007; Swoboda et al., 2009). Neuere Untersuchungen mit weiteren HDAC-Inhibitoren wie SAHA oder LBH589 scheinen erfolgsversprechender, da LBH589 in SMA-Fibroblasten die bislang höchsten SMN-Proteinspiegel erzielen und SAHA in zwei SMA-Mausmodellen lebensverlängernd und positiv auf das Überleben der Motoneurone sowie der NMJs wirken konnten (Garbes et al., 2009; Riessland et al., 2010). Eine andere Möglichkeit, die Menge des SMN-Proteins zu steigern, ist die Korrektur des Spleißens der SMN2-mRNA, um anstelle des SMNΔ7- das vollständige SMN-Protein inklusive Exon7 zu erhalten. Umgesetzt wird dies durch Antisense-Oligonukleotide (ASO), die komplementär zu verschiedenen Abschnitten der SMN2-mRNA sind und entweder Splicing-Silencer hemmen oder Splicing-Enhancer fördern sollen, Exon 7 als solches zu erkennen. Nach Erfolgen in Zellkulturmodellen konnten Hua et al. mit den von ihnen entwickelten ASOs die SMN-Proteinmenge, die Exon7 enthält, in Leber und Niere von SMA- Mäusen steigern (Hua et al., 2008). Eine jüngere Studie mit anderen ASOs erzielte in einem SMA Typ I-Mausmodell eine signifikante Verbesserung der Symptome und eine Lebensverlängerung (Meyer et al., 2009). Auch die Gentherapie, also das Einschleusen des SMN1-Gens mit Hilfe eines Vektors, ist eine Strategie, die SMN-Proteinmenge zu erhöhen. Die Arbeitsgruppe um Kaspar bediente sich des self complementary adeno-associated virus, kurz scAAV9, um die Blut-Hirnschranke nach systemischer Gabe zu überwinden und konnte damit in SMA-Mäusen und in zur Primatengattung gehörenden Makaken das SMN-Transgen in Motoneurone einbringen (Bevan et al., 2011; Foust et al., 2010). In den SMA-Mäusen, die scAAV9 erhalten hatten, zeigte sich eine deutliche Milderung der Symptomatik und eine starke Lebensverlängerung, allerdings nur bei Gabe kurz nach der Geburt (Foust et al., 2010). Dagegen war das Einschleusen des SMN-Transgens in Makaken auch noch 90 Tage postnatal ohne Probleme möglich. Außerdem wurde das SMN-Transgen nicht nur in Motoneuronen sondern auch in der Skelettmuskulatur und in peripheren Organen gefunden, was für einen systemischen Therapieansatz von Bedeutung wäre (Bevan et al., 2011).
Eine andere Behandlungsstrategie befasst sich mit der symptomatischen Therapie der Motoneurone, ohne primär die SMN-Proteinmenge verändern zu wollen. Im Rahmen der Stammzelltherapie werden induzierte pluripotente Zellen (iPSC) generiert, aus denen Motoneurone hergestellt werden, die wiederum ins Rückenmark transplantiert werden können. Der Einsatz in SMA-Mäusen führte zu längerem Überleben, weniger Gewichtsverlust und einer deutlichen Zunahme der motorischen Fähigkeiten im Vergleich zu unbehandelten Tieren. Da die transplantierten Motoneurone zwar überlebten, jedoch keine funktionsfähigen Verbindungen zu Muskelzellen aufbauten, wird der positive Effekt der signifikanten Zunahme neurotropher Faktoren, die von den Transplantaten ausgeschüttet werden, zugesprochen (Corti et al., 2010).
Diskussion
60 Eine weitere Möglichkeit, Motoneurone zu stabilisieren und zu fördern, ist der Eingriff in die durch SMN-Defizienz beeinträchtigten Signalkaskaden, insbesondere der RhoA-ROCK-Signalkaskade.
Nachdem die Gruppe um Kothary - wie wir - ebenfalls Veränderungen im Profilin 2-Haushalt beobachtete (Bowerman et al., 2009; Bowerman et al., 2007), setzte sie den ROCK-Inhibitor Y-27632 in einem intermediären SMA-Mausmodell mit signifikanten Erfolgen ein (Bowerman et al., 2010).
Die behandelten Mäuse wiesen eine Lebensspanne von 14 - 33 Wochen anstelle von einem Monat bei unbehandelten Tieren auf, neurologische Auffälligkeiten waren deutlich reduziert und sie scheuten sich im Gegensatz zu nicht therapierten Mäusen nicht, sich zu bewegen. Bei der Untersuchung der neuromuskulären Endplatten ist eine deutlich verbesserte Reifung festgestellt worden, die jedoch nicht der von Wildtyp-Mäusen entsprach. Auch konnte die Gabe von Y-27632 nicht den Untergang von Motoneuronen verhindern, vielmehr wurde anscheinend nur das Überleben derjenigen Motoneurone gefördert, die ohnehin überlebt hätten (Bowerman et al., 2010). Auch unsere Arbeitsgruppe hat den Einsatz von Y-27632 untersucht, allerdings im Rahmen des SMA-PC12-Zellkulturmodells. Dabei zeigte sich in Abwesenheit neurotropher Faktoren ein leicht stimulierender Effekt durch Y-27632, eine Kompensation des reduzierten SMN-Proteinspiegels und der damit verbundenen Hemmung des Neuritenwachstums blieb jedoch aus (van Bergeijk, 2007). Da hingegen die in dieser Arbeit verwendeten RhoA-/ROCK-Inhibitoren C3bot und Fasudil unter gleichen Versuchsbedingungen im gleichen SMA-PC12-Zellkulturmodell eine funktionelle Wiederherstellung der Neuritenlänge erzielen konnten, ist somit eine Verstärkung des positiven Effekts beim Einsatz in SMA-Mäusen im Vergleich zu Y-27632 vorstellbar. Dessen ungeachtet ist mit der Verwendung von Y-27632 in SMA-Mäusen prinzipiell in vivo gezeigt worden, dass die RhoA-ROCK-Signalkaskade einen möglichen Angriffspunkt für eine therapeutische Intervention der SMA darstellt, jedoch nicht als alleinige Therapie ins Auge gefasst werden sollte.
5.5 Ausblick
Ziel dieser Arbeit war es, den ROCK-Weg als mögliches Target für die Therapie der SMA zu untersuchen. Es konnte gezeigt werden, dass Fasudil, C3bot und fMLP die unter SMN-Reduktion aufgetretene Neuritenverkürzung vollständig kompensieren konnten, aber ein direkter Zusammenhang zum Aktivitäts- bzw. Phosphorylierungsmuster von Cofilin konnte nicht hergestellt, jedoch - wie in 5.3 diskutiert – auch nicht gänzlich ausgeschlossen werden. Um zu überprüfen, ob Cofilin eventuell doch die Wirkung von Fasudil, C3bot und fMLP vermittelt, könnten weiterführende Experimente das Phosphorylierungsmuster Cofilins zu früheren Zeitpunkten bei sonst gleichem Versuchsaufbau wie in 4.4 messen, beispielsweise bereits zwei Stunden nach Zugabe der Substanzen. Eine andere Möglichkeit, die außerdem die Schwierigkeiten der Transfektion der PC12-Zellen mittels
61 Elektroporationsverfahren umgehen würde, wäre eine Wiederholung des Versuchsaufbaus aus 4.2 mit zusätzlicher Co-Transfektion einer shRNA gegen Cofilin, um dessen Proteinspiegel zu reduzieren.
Führt die Zugabe von Fasudil, C3bot und fMLP trotz Cofilin knock-downs zu einer ebenso deutlichen Wiederherstellung der Neuritenlänge unter SMN-Reduktion, ist die Vermittlung dieses Effekts durch Cofilin unwahrscheinlich. Wie in 5.3 aufgezeigt, könnte aber auch Profilin der entscheidende Faktor sein, der durch Modulation der ROCK-Signalkaskade das physiologische Neuritenwachstum bei SMN-Defizienz generiert, so dass auch das Phosphorylierungsmuster von Profilin untersucht werden sollte.
Unabhängig vom molekularen Wirkmechanismus sollten die verwendeten Substanzen nach erfolgreichem Einsatz im SMA-PC12-Zellkulturmodell nun als potenzielle SMA-Therapie im Tiermodell erforscht werden. Hierbei sollte Fasudil im Vordergrund stehen, da es bereits für andere Indikationen in Phase II und III-Studien in den USA getestet und somit am ehesten als Medikament zugelassen sein wird. Die Versuche in SMA-Mäusen werden bereits von unserer Arbeitsgruppe geplant.
Betrachtet man die Entwicklung der SMA-Forschung, so sind in den letzten Jahren viele neue Foki hinzugekommen und viele neue molekulare Zielstrukturen entdeckt worden, besonders im Bereich der Therapieforschung. Nichtsdestotrotz ist die molekulare Pathogenese unklar geblieben und ein wirksames Medikament fehlt weiterhin. Auch die elementaren Fragen, z.B. ob die Erkrankung primär eine neuronale oder eine muskuläre oder gar eine systemische Erkrankung ist, oder aber welcher Funktionsverlust des SMN-Proteins entscheidend für die Entstehung und Ausprägung des Krankheitsbildes ist, sind noch nicht abschließend geklärt worden. Auf dem Weg zu den Antworten auf diese Fragen liefert die Forschung an der ROCK-Signalkaskade und den downstream Effektoren einen weiteren, wichtigen Beitrag und errichtet möglicherweise die Basis für einen neuen klinischen Therapieansatz.
Zusammenfassung
62
6 Zusammenfassung
Die proximale Spinale Muskelatrophie (SMA) ist eine neurodegenerative Erkrankung, die autosomal-rezessiv vererbt wird. Charakteristisch für die SMA ist die progrediente Degeneration der Motoneurone im Rückenmark und im Hirnstamm, die sich klinisch in einer typisch symmetrischen Muskelschwäche äußert und bei der schwersten Verlaufsform durch eine zunehmende respiratorische Insuffizienz frühzeitig in den Tod mündet. Eine effektive Therapie existiert bislang nicht. Ursache der Erkrankung ist der Mangel an survival of motoneuron (SMN)-Protein bedingt durch Deletion oder Mutation des SMN1-Gens. Das ubiquitär exprimierte SMN-Protein ist neben vielen weiteren Funktionen mit der Regulation des Aktin-Zytoskeletts assoziiert. Unsere Arbeitsgruppe konnte zeigen, dass eine Reduktion des SMN-Proteinspiegels in differenzierten PC12-Zellen hemmend auf deren neuronales Wachstums wirkt und zu veränderten Phosphorylierungsmustern von Proteinen führt, die am dynamischen Auf- und Abbau von Aktinfilamenten beteiligt sind. So ließ sich eine Hypophosphorylierung von Cofilin und eine Hyperphosphorylierung von Profilin 2 beobachten. Beide sind Effektoren der RhoA-bindenden Kinase (ROCK), die wiederum durch die GTPase RhoA reguliert wird.
In dieser Arbeit wurde die Bedeutung der Modulation einer Aktin-regulierenden Signalkaskade auf die morphologischen und biochemischen Veränderungen, die durch einen Mangel an SMN-Protein bedingt sind, in dem SMA-Zellkulturmodell unserer Arbeitsgruppe untersucht. Als Angriffsorte dienten ROCK und RhoA, sowie die p21-aktivierte Kinase (PAK). Diese gehört zur Rac1/Cdc42-PAK-Signalkaskade, einem weiteren Aktin-regulierenden Signalweg, der sich bezüglich neuronalem Wachstum und neuronaler Regeneration gegensätzlich zum RhoA-ROCK-Weg verhält. Hierfür verwendet wurden Fasudil als ROCK-Inhibitor, C3bot als RhoA-Inhibitor und fMLP als PAK-Aktivator, wobei das bereits in Japan für andere Indikationen zugelassene Fasudil das größte Potential in der Therapieforschung hat. Es konnte gezeigt werden, dass die SMN-Reduktion in differenzierten PC12-Zellen eine signifikante Verkürzung der neuronalen Ausläufer bewirkt, die sowohl durch Fasudil und C3bot als auch durch fMLP vollständig kompensiert werden konnte. Neben der Länge der Neuriten wurde auch die Anzahl der neuronalen Ausläufer unter SMN knock-down Bedingungen untersucht. Diese blieb jedoch in Ab- als auch in Anwesenheit der Modulatoren unverändert. Da Cofilin sowohl von der RhoA-ROCK- als auch von der Rac1/Cdc42-PAK-Signalkaskade ein Effektorprotein ist, sollte in weiteren Experimenten geklärt werden, ob Cofilin den stimulierenden Einfluss auf das Neuritenwachstum von Fasudil, C3bot und fMLP bei SMN-Reduktion vermittelt. Es konnten jedoch keine Veränderungen des Phosphorylierungsmusters von Cofilin unter Zugabe der Modulatoren beobachtet werden.
Die Ergebnisse dieser Arbeit legen nahe, dass die Modulation der ROCK-Signalkaskade als Aktin-regulierendem Weg eine neue vielversprechende Option in der Therapieforschung der SMA darstellt.
Literatur
64
7 Literatur
Abo, A., J. Qu, M.S. Cammarano, C. Dan, A. Fritsch, V. Baud, B. Belisle, and A. Minden. 1998.
PAK4, a novel effector for Cdc42Hs, is implicated in the reorganization of the actin cytoskeleton and in the formation of filopodia. Embo J. 17:6527-6540.
Agnew, B.J., L.S. Minamide, and J.R. Bamburg. 1995. Reactivation of Phosphorylated Actin Depolymerizing Factor and Identification of the Regulatory Site. J Biol Chem. 270:17582-17587.
Ahmed, I., Y. Calle, S. Iwashita, and A. Nur-E-Kamal. 2006. Role of Cdc42 in neurite outgrowth of PC12 cells and cerebellar granule neurons. Mol Cell Biochem. 281:17-25.
Ahnert-Hilger, G., M. Höltje, G. Große, G. Pickert, C. Mucke, B. Nixdorf-Bergweiler, P. Boquet, F.
Hofmann, and I. Just. 2004. Differential effects of Rho GTPases on axonal and dendritic development in hippocampal neurones. J Neurochem. 90:9-18.
Aizawa, H., S. Wakatsuki, A. Ishii, K. Moriyama, Y. Sasaki, K. Ohashi, Y. Sekine-Aizawa, A.
Sehara-Fujisawa, K. Mizuno, Y. Goshima, and I. Yahara. 2001. Phosphorylation of cofilin by LIM-kinase is necessary for semaphorin 3A-induced growth cone collapse. Nat Neurosci.
4:367-73.
Aktories, K., U. Weller, and G.S. Chhatwal. 1987. Clostridium botulinum type C produces a novel ADP-ribosyltransferase distinct from botulinum C2 toxin. FEBS Letters. 212:109-113.
Amann, K.J., and T.D. Pollard. 2001. Direct real-time observation of actin filament branching mediated by Arp2/3 complex using total internal reflection fluorescence microscopy. Proc Natl Acad Sci USA. 98:15009-15013.
Ambach, A., J. Saunus, M. Konstandin, S. Wesselborg, S.C. Meuer, and Y. Samstag. 2000. The serine phosphatases PP1 and PP2A associate with and activate the actin-binding protein cofilin in human T lymphocytes. European Journal of Immunology. 30:3422-3431.
Andrianantoandro, E., and T.D. Pollard. 2006. Mechanism of actin filament turnover by severing and nucleation at different concentrations of ADF/cofilin. Mol Cell. 24:13-23.
Arber, S., F.A. Barbayannis, H. Hanser, C. Schneider, C.A. Stanyon, O. Bernard, and P. Caroni. 1998.
Regulation of actin dynamics through phosphorylation of cofilin by LIM-kinase. Nature.
393:805-809.
Bach, J.R., K. Saltstein, D. Sinquee, B. Weaver, and E. Komaroff. 2007. Long-term survival in Werdnig-Hoffmann disease. Am J Phys Med Rehabil. 86:339-45 quiz 346-8, 379.
Bamburg, J.R., H.E. Harris, and A.G. Weeds. 1980. Partial purification and characterization of an actin depolymerizing factor from brain. FEBS Letters. 121:178-182.
Batten, F.E., and G. Holmes. 1912. Progressive spinal muscular atrophy of infants (Werdnig-Hoffmann Type). Brain. 35:38-49.
Belmont, L.D., A. Orlova, D.G. Drubin, and E.H. Egelman. 1999. A change in actin conformation associated with filament instability after Pi release. Proc Natl Acad Sci USA. 96:29-34.
Bernards, A. 2003. GAPs galore! A survey of putative Ras superfamily GTPase activating proteins in man and Drosophila. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Reviews on Cancer. 1603:47-82.
Bernards, A., and J. Settleman. 2004. GAP control: regulating the regulators of small GTPases. Trends in Cell Biology. 14:377-385.
Bertini, E., A. Burghes, K. Bushby, B. Estournet-Mathiaud, R.S. Finkel, R.A.C. Hughes, S.T.
Iannaccone, J. Melki, E. Mercuri, F. Muntoni, T. Voit, B. Reitter, K.J. Swoboda, D. Tiziano, E. Tizzano, H. Topaloglu, B. Wirth, and K. Zerres. 2005. 134th ENMC International Workshop: Outcome Measures and Treatment of Spinal Muscular Atrophy11-13 February 2005 Naarden, The Netherlands. Neuromuscul Disord. 15:802-816.
Bevan, A.K., S. Duque, K.D. Foust, P.R. Morales, L. Braun, L. Schmelzer, C.M. Chan, M. McCrate, L.G. Chicoine, B.D. Coley, P.N. Porensky, S.J. Kolb, J.R. Mendell, A.H. Burghes, and B.K.
Kaspar. 2011. Systemic Gene Delivery in Large Species for Targeting Spinal Cord, Brain, and Peripheral Tissues for Pediatric Disorders. Mol Ther. Epub doi: 10.1038.
Birnboim, H. C., and J. Doly. 1979. A rapid alkaline extraction procedure for screening recombinant plasmid DNA. Nucl Acids Res. 7:1513-1523.
65 Blanchoin, L., and T.D. Pollard. 1998. Interaction of Actin Monomers with AcanthamoebaActophorin
(ADF/Cofilin) and Profilin. J Biol Chem. 273:25106-25111.
Blanchoin, L., R.C. Robinson, S. Choe, and T.D. Pollard. 2000. Phosphorylation of Acanthamoeba actophorin (ADF/cofilin) blocks interaction with actin without a change in atomic structure. J Mol Biol. 295:203-211.
Bowerman, M., A. Beauvais, C.L. Anderson, and R. Kothary. 2010. Rho-kinase inactivation prolongs survival of an intermediate SMA mouse model. Hum Mol Genet. 19:1468-78.
Bowerman, M., D. Shafey, and R. Kothary. 2007. Smn depletion alters profilin II expression and leads to upregulation of the RhoA/ROCK pathway and defects in neuronal integrity. J Mol Neurosci. 32:120-31.
Brahms, H., L. Meheus, V. de Brabandere, U. Fischer, and R. Luhrmann. 2001. Symmetrical dimethylation of arginine residues in spliceosomal Sm protein B/B' and the Sm-like protein LSm4, and their interaction with the SMN protein. Rna. 7:1531-42.
Braun, U., B. Habermann, I. Just, K. Aktories, and J. Vandekerckhove. 1989. Purification of the 22 kDa protein substrate of botulinum ADP-ribosyltransferase C3 from porcine brain cytosol and its characterization as a GTP-binding protein highly homologous to the rho gene product.
FEBS Letters. 243:70-76.
Brichta, L., Y. Hofmann, E. Hahnen, F.A. Siebzehnrubl, H. Raschke, I. Blumcke, I.Y. Eyupoglu, and B. Wirth. 2003. Valproic acid increases the SMN2 protein level: a well-known drug as a potential therapy for spinal muscular atrophy. Hum Mol Genet. 12:2481-9.
Bromberg, M.B., K.J. Swoboda, and V.H. Lawson. 2003. Counting motor units in chronic motor neuropathies. Exp Neurol. 184:53-57.
Bruns, A.-F., C. Grothe, and P. Claus. 2008. Fibroblast growth factor 2 (FGF-2) is a novel substrate for arginine methylation by PRMT5. Biological Chemistry. 390:59-65.
Bruns, A.-F., J. van Bergeijk, C. Lorbeer, A. Nölle, J. Jungnickel, C. Grothe, and P. Claus. 2009.
Fibroblast growth factor-2 regulates the stability of nuclear bodies. Proc Natl Acad Sci USA.
106:12747-12752.
Brzustowicz, L.M., T. Lehner, L.H. Castilla, G.K. Penchaszadeh, K.C. Wilhelmsen, R. Daniels, K.E.
Davies, M. Leppert, F. Ziter, D. Wood, V. Dubowitz, K. Zerres, I. Hausmanowa-Petrusewicz, J. Ott, T.L. Munsat, and T.C. Gilliam. 1990. Genetic mapping of chronic childhood-onset spinal muscular atrophy to chromosome 5q11.2–13.3. Nature. 344:540-541.
Burghes, A.H. 1997. When is a deletion not a deletion? When it is converted. Am J Hum Genet. 61:9-15.
Burglen, L., S. Lefebvre, O. Clermont, P. Burlet, L. Viollet, C. Cruaud, A. Munnich, and J. Melki.
1996. Structure and organization of the human survival motor neurone (SMN) gene.
Genomics. 32:479-82.
Burglen, L., R. Spiegel, J. Ignatius, J.M. Cobben, P. Landrieu, S. Lefebvre, A. Munnich, and J. Melki.
1995. SMN gene deletion in variant of infantile spinal muscular atrophy. Lancet. 346:316-7.
Campbell, L., A. Potter, J. Ignatius, V. Dubowitz, and K. Davies. 1997. Genomic variation and gene conversion in spinal muscular atrophy: implications for disease process and clinical phenotype. Am J Hum Genet. 61:40-50.
Carlier, M.-F., H. Gutfreund, and P.M. Bayley. 1992. Nucleotide Hydrolysis Regulates the Dynamics of Actin Filaments and Microtubules. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 336:93-97.
Carlier, M.F., V. Laurent, J. Santolini, R. Melki, D. Didry, G.X. Xia, Y. Hong, N.H. Chua, and D.
Pantaloni. 1997. Actin Depolymerizing Factor (ADF/Cofilin) Enhances the Rate of Filament Turnover: Implication in Actin-based Motility. J Cell Biol. 136:1307-1322.
Carrel, T.L., M.L. McWhorter, E. Workman, H. Zhang, E.C. Wolstencroft, C. Lorson, G.J. Bassell, A.H. Burghes, and C.E. Beattie. 2006. Survival motor neuron function in motor axons is
Literatur
66 independent of functions required for small nuclear ribonucleoprotein biogenesis. J Neurosci.
26:11014-22.
Chan, A.Y., M. Bailly, N. Zebda, J.E. Segall, and J.S. Condeelis. 2000. Role of Cofilin in Epidermal Growth Factor-Stimulated Actin Polymerization and Lamellipod Protrusion. J. Cell Biol.
148:531-542.
Chang, T., and M. Gieron-Korthals. 2011. Spinal Muscular Atrophy: An Update. Fetal Pediatr Pathol.
30:130-136.
Chardin, P., P. Boquet, P. Madaule, M.R. Popoff, E.J. Rubin, and D.M. Gill. 1989. The mammalian G protein rhoC is ADP-ribosylated by Clostridium botulinum exoenzyme C3 and affects actin microfilaments in Vero cells. Embo J. 8:1087-1092.
Claus, P., A.F. Bruns, and C. Grothe. 2004. Fibroblast growth factor-2(23) binds directly to the survival of motoneuron protein and is associated with small nuclear RNAs. Biochem J.
384:559-65.
Claus, P., F. Doring, S. Gringel, F. Muller-Ostermeyer, J. Fuhlrott, T. Kraft, and C. Grothe. 2003.
Differential intranuclear localization of fibroblast growth factor-2 isoforms and specific interaction with the survival of motoneuron protein. J Biol Chem. 278:479-85.
Cook, A.L., C.L. Curzon, and A.S. Milazzo. 2006. An infant with hypoplastic left heart syndrome and spinal muscular atrophy. Cardiol Young. 16:78-80.
Corti, S., M. Nizzardo, M. Nardini, C. Donadoni, S. Salani, D. Ronchi, C. Simone, M. Falcone, D.
Papadimitriou, F. Locatelli, N. Mezzina, F. Gianni, N. Bresolin, and G.P. Comi. 2010.
Embryonic stem cell-derived neural stem cells improve spinal muscular atrophy phenotype in mice. Brain. 133:465-481.
Crawford, T.O., and C.A. Pardo. 1996. The neurobiology of childhood spinal muscular atrophy.
Neurobiol Dis. 3:97-110.
Cusin, V., O. Clermont, B. Gerard, D. Chantereau, and J. Elion. 2003. Prevalence of SMN1 deletion and duplication in carrier and normal populations: implication for genetic counselling. J Med Genet. 40:e39.
Da Silva, J.S., and C.G. Dotti. 2002. Breaking the neuronal sphere: regulation of the actin cytoskeleton in neuritogenesis. Nat Rev Neurosci. 3:694-704.
Da Silva, J.S., M. Medina, C. Zuliani, A. Di Nardo, W. Witke, and C.G. Dotti. 2003. RhoA/ROCK regulation of neuritogenesis via profilin IIa-mediated control of actin stability. J Cell Biol.
162:1267-79.
Dan, C., A. Kelly, O. Bernard, and A. Minden. 2001. Cytoskeletal Changes Regulated by the PAK4 Serine/Threonine Kinase Are Mediated by LIM Kinase 1 and Cofilin. J Biol Chem.
276:32115-32121.
Daniels, R.H., P.S. Hall, and G.M. Bokoch. 1998. Membrane targeting of p21-activated kinase 1 (PAK1) induces neurite outgrowth from PC12 cells. Embo J. 17:754-764.
Davies, S.P., H. Reddy, M. Caivano, and P. Cohen. 2000. Specificity and mechanism of action of some commonly used protein kinase inhibitors. Biochem. J. 351:95-105.
Delanote, V., J. Vandekerckhove, and J. Gettemans. 2005. Plastins: versatile modulators of actin organization in (patho)physiological cellular processes. Acta Pharmacol Sin. 26:769-779.
Dergham, P., B. Ellezam, C. Essagian, H. Avedissian, W.D. Lubell, and L. McKerracher. 2002. Rho Signaling Pathway Targeted to Promote Spinal Cord Repair. J Neurosci. 22:6570-6577.
DesMarais, V., M. Ghosh, R. Eddy, and J. Condeelis. 2005. Cofilin takes the lead. J Cell Sci. 118:19-26.
Dillon, C., and Y. Goda. 2005. The actin cytoskeleton: Integrating Form and Function at the Synapse.
Annu Rev Neurosci. 28:25-55.
Ding, J., U.G. Knaus, J.P. Lian, G.M. Bokoch, and J.A. Badwey. 1996. The Renaturable 69- and 63-kDa Protein Kinases That Undergo Rapid Activation in Chemoattractant-stimulated Guinea Pig Neutrophils Are p21-Activated Kinases. J Biol Chem. 271:24869-24873.
Djinovic-Carugo, K., P. Young, M. Gautel, and M. Saraste. 1999. Structure of the alpha-actinin rod:
molecular basis for cross-linking of actin filaments. Cell. 98:537-546.
Dubowitz, V. 1999. Very severe spinal muscular atrophy (SMA type 0): an expanding clinical phenotype. Eur J Paediatr Neurol. 3:49-51.
67 Dubreuil, C.I., M.J. Winton, and L. McKerracher. 2003. Rho activation patterns after spinal cord
injury and the role of activated Rho in apoptosis in the central nervous system. J Cell Biol.
162:233-243.
Edwards, D.C., L.C. Sanders, G.M. Bokoch, and G.N. Gill. 1999. Activation of LIM-kinase by Pak1 couples Rac/Cdc42 GTPase signalling to actin cytoskeletal dynamics. Nat Cell Biol. 1:253-259.
El-Matary, W., S. Kotagiri, D. Cameron, and I. Peart. 2004. Spinal muscle atrophy type 1 (Werdnig-Hoffman disease) with complex cardiac malformation. Eur J Pediatr. 163:331-332.
Emery, A.E. 1991. Population frequencies of inherited neuromuscular diseases -- a world survey.
Neuromuscul Disord. 1:19-29.
Endo, M., K. Ohashi, and K. Mizuno. 2007. LIM Kinase and Slingshot Are Critical for Neurite Extension. J Biol Chem. 282:13692-13702.
Endo, M., K. Ohashi, Y. Sasaki, Y. Goshima, R. Niwa, T. Uemura, and K. Mizuno. 2003. Control of Growth Cone Motility and Morphology by LIM Kinase and Slingshot via Phosphorylation and
Endo, M., K. Ohashi, Y. Sasaki, Y. Goshima, R. Niwa, T. Uemura, and K. Mizuno. 2003. Control of Growth Cone Motility and Morphology by LIM Kinase and Slingshot via Phosphorylation and