Kultivierung von Saccharomyces cerevisiae

Die Kultivierung der Hefe S. cerevisiae erfolgte auf festem oder in flüssigem Vollmedium (YPD-Medium) oder in einem Minimalmedium (Synthetic Defined Media, SD-Medium) mit unterschiedlichen Kohlenstoffquellen bei 30 ˚C oder 22 ˚C. Flüssigkulturen wurden durch Schütteln (210 rpm) belüftet.

Zur Selektion plasmidhaltiger Hefen wurde das SD-Medium eingesetzt, das die er-forderlichen Kohlenstoff- und Stickstoffquellen bereitstellte. Durch Zugabe eines Gemisches essenzieller Aminosäuren, Purin- und Pyrimidinbasen (dropout base, DOB), dem jeweils die Komponente nicht zugesetzt wurde, auf deren Synthese durch den verwendeten Auxotrophie-Marker selektiert werden sollte, wurde die Zusammensetzung des Mediums entsprechend angepasst.

YPD-Medium

1 % (w/v) Hefeextrakt 2 % (w/v) Pepton

Direkt vor Gebrauch wurde als autoklavierte Lösung hinzugegeben:

2 % (w/v) Glukose

SD-Medium

0,67 % (w/v) CSM (Complete Supplement Mixture)

Direkt vor Gebrauch wurden als autoklavierte oder sterilfiltrierte Lösungen hinzugegeben:

1 % (w/v) YNB (yeast nitrogen base with ammonium sulfate) 2 % (w/v) Glukose (Festmedium) oder Raffinose (Flüssigmedium)

Expressionskulturen enthielten zusätzlich 2 % (w/v) Galaktose (sterilfiltriert).

Complete Supplement Mixture (CSM) 10 mg/l Adenin (Hemisulfat)

50 mg/l L-Arginin-HCl 80 mg/l L-Aspartat 20 mg/l L-Histidin-HCl 50 mg/l L-Isoleucin-HCl 100 mg/l L-Leucin

50 mg/l L-Lysin-HCl 20 mg/l L-Methionin 50 mg/l L-Phenylalanin 100 mg/l L-Threonin 50 mg/l L-Tryptophan 50 mg/l L-Tyrosin 20 mg/l Uracil 140 mg/l L-Valin

Tab. 12 Antibiotika zur Selektion von S. cerevisiae

Antibiotikum Stammlösung Endkonzentration

Hygromycin B 300 mg/ml 300 µg/ml

Nourseothricin (clonNat) 100 mg/ml 100 µg/ml

Die Festmedien enthielten zusätzlich 2 % (w/v) Micro Agar, das vor dem Autoklavieren (20 min bei 120 ˚C) dem Flüssigmedium hinzugegeben wurde.

2.8.4 Kultivierung von Mantoniella squamata, Ostreococcus tauri und Ostreococcus lucimarinus

Die Kultivierung von Algen erfolgte in Brackwassermedium bei 20 ˚C.

Brackwassermedium 2 mM KNO3

0,1 mM KH2PO4

0,17 mM MgSO₄·4 H₂O

5 ml Spurenelementelösung 30 ml Erdextrakt

455 ml gefiltertes Seewasser 450 ml A. dest.

Direkt vor Gebrauch wurde als autoklavierte Lösung hinzugegeben:

5 µg/l Vitamin B12

Die Spurenelementelösungen (siehe Tab. 13) wurden zunächst getrennt angesetzt und autoklaviert (20 min bei 120 ˚C). Nach dem Autoklavieren wurden 100 ml der Spurenelementelösung II zu der Spurenelementelösung I hinzugegeben.

Der Erdextrakt wurde durch dreimaliges Autoklavieren (20 min bei 120 ˚C) eines Vor-gartenerde-Wasser-Gemisches hergestellt. Feste Bestandteile wurden durch Filtration abgetrennt. Die Lagerung erfolgte bei 4 ˚C.

Tab. 13 Zusammensetzung der Spurenelementelösungen

Spurenelementelösung I Stammlösung Volumen für 1l Brackwassermedium

ZnSO4·7 H2O 1 g/l 1 ml

MnSO4·4 H2O 1 g/l 2 ml

H3BO3 2 g/l 5 ml

Co(NO3)2·6 H2O 0,2 g/l 5 ml

Na2MoO4·2 H2O 0,2 g/l 5 ml

CuSO4·5 H2O 0,005 g/l 1 ml

A. dest. 881ml

Spurenelementelösung II Stammlösung Volumen für 1l Brackwassermedium

FeSO4·7 H2O 7 g/l

100 ml

EDTA 8 g/l

2.8.5 Kultivierung von Arabidopsis thaliana

2.8.5.1 Oberflächensterilisation von A. thaliana-Saatgut

Die Anzucht von A. thaliana auf MS-Selektionsmedium erfolgte mit oberflächen-sterilisiertem Saatgut. Hierfür wurden 10 – 80 mg Saatgut mit 1 ml 70 % Ethanol (v/v) für 5 min langsam geschwenkt. Nach dem Absinken der Samen wurde das Ethanol abgenommen und die Samen in einer 1 % NaOCl-Lösung (w/v) mit 0,1 % Triton X-100 (v/v) für 20 min schwenkend inkubiert. Anschließend wurde der Samen sechsmal in sterilem A. dest. ge-waschen. Das Saatgut wurde nun in 0,1 % Agar (w/v) aufgenommen und bei 4 ˚C inkubiert (2 d). Dieses Vorgehen dient dem Brechen der Dormanz und wirkt sich positiv auf eine gleichmäßige Keimung der Samen aus.

2.8.5.2 Kultivierung auf MS-Medium

Zur sterilen Anzucht auf MS-Medium wurde stratifiziertes, oberflächensterilisiertes Saatgut (siehe 2.8.5.1) ausgelegt. Die Inkubation erfolgte bei 23 ˚C und konstanter Lichtmenge von 120 µE unter Dauerlicht. Zur Selektion transgener A. thaliana wurde dem MS-Medium Kanamycin (50 g/ml) zugefügt. 4,3 g/l (1x MS) bzw. 2,2 g/l (1/2x MS) MS-Mischung (Duchefa, Haarlem, Niederlande) und 7 g/l Mikroagar wurden mit destilliertem Wasser und 1 % Saccharose (w/v) hinzugefügt. Der pH-Wert wurde vor dem Autoklavieren mit KOH auf 5,9 eingestellt.

2.8.5.3 Kultivierung auf Erde

Für die Anzucht von A. thaliana in Phytokammern wurde entweder unsteriles Saatgut direkt auf Erde ausgelegt oder etablierte Keimlinge von MS-Platten auf Erde (Frühstorfer Erde^® Typ: EP Nr. 340, Industrie-Erdenwerk Archut, Lauterbach-Wallenrod, Deutschland) umgesetzt. Vor Gebrauch wurde die Erde bei 180 ˚C für 4 h inkubiert, was die Keimzahl reduzierte. Die Pflanzen wurden bei 60 % Feuchte und 22 ˚C in Phytokammern mit einer Lichtperiode von 16 h (120 μmol/m² s Licht) und einer Dunkelperiode von 8 h angezogen.

Das Herbizid Glufosinat (basta^®) wurde zur Selektion transgener Pflanzen eingesetzt. Dazu wurde unsteriles Saatgut auf Erde ausgebracht und für 10 – 14 Tage unter den o.a. Bedingungen angezogen. Danach wurden die Keimlinge im Abstand von sieben Tagen mit Glufosinat behandelt. Sieben Tage nach der zweiten Glufosinat-Behandlung wurden resistente Keimlinge vereinzelt und bis zur vollständigen Samenreife kultiviert.

2.9 Transformation von E. coli

2.9.1 Präparation kompetenter E. coli-Zellen zur Elektroporation

Für die Präparation von elektrokompetenten E. coli-Zellen wurde ein Ausstrich des Bakterienstamms auf einer LB-Selektionsplatte angelegt und über Nacht bei 37 ˚C inkubiert.

Von einer Einzelkolonie wurde eine 25 ml Vorkultur (LB-Medium und Antibiotika) angesetzt und über Nacht bei 37 ˚C schüttelnd (200 rpm) inkubiert. Die 250 ml enthaltende Hauptkultur wurde mit der Vorkultur beimpft und unter gleichen Bedingungen bis zur mid log-Phase (OD600 von 0,8 – 1,0) inkubiert. Die Zellen wurden in einer Sorvall^® RC-5B-Kühlzentrifuge mit GS-3-Rotor (DuPont, Bad Homburg) bei 4 ˚C 10 min bei 6000 rpm abzentrifugiert. Mit gekühlten Puffern (4 ˚C) wurden die Zellen mehrfach gewaschen und jeweils in folgenden Volumina resuspendiert: 1x 1 Vol. 10 % Glycerol in A. dest., 1x ½ Vol. 10 % Glycerol in A. dest. und 1x 1/20 Vol. 10 % Glycerol in A. dest. Das Zellsediment wurde in 1/500 bis 1/1000 des ursprünglichen Kulturvolumens aufgenommen. Die Zellen wurden aliquotiert (45 µl), in flüssigem Stickstoff schockgefroren und bei –85 ˚C bis zur Verwendung gelagert.

2.9.2 Transformation

Für die Transformation von E. coli wurden 45 µl kompetente Zellen auf Eis aufgetaut und unter sterilen Bedingungen mit bis zu 5 µl eines Ligationsansatzes (siehe 2.16.1) oder Plasmid-DNA (siehe 2.14.4) vermischt. Dieser Ansatz wurde in eine Elektroporationsküvette (Biozym Hess. Oldendorf, Deutschland) überführt, mit einem Deckel verschlossen, in das Elektrotransformationsgerät (Electroporator 2510; Eppendorf AG, Hamburg, Deutschland) gesteckt und mit einem Strompuls von 1,9 kV versetzt. Die Pulsdauer lag zwischen 3,0 und 4,5 ms. Unmittelbar nach dem Strompuls wurden die Zellen in 950 µl SOC-Medium (4 ˚C) aufgenommen, in ein Eppendorff-Reaktionsgefäß oder ein PPN-Röhrchen überführt und 60 – 90 min bei 37 ˚C schüttelnd (200 rpm) inkubiert. Zwischen 75 µl und 500 µl des Transformationsansatzes wurden auf LB-Selektionsplatten (siehe 2.8.1) ausplattiert und über Nacht bei 37 ˚C inkubiert. Einzelne Kolonien einer Transformation wurden mittels Kolonie-PCR (siehe 2.15.1) oder mittels eines analytischen Restriktionsverdaus (siehe 2.16.1) untersucht.