Kif18A localizes to the plus ends of mitotic spindle microtubules

In  vivo,  kinesin‐8s  only  localize  to  stabilized  microtubules  e.g.  kinetochore  microtubules. These k‐fibers are bundles of 15‐20 MTs which are connected to a  kinetochore  on  a  mitotic  chromosome.  These  stabilized  microtubules  (still  undergoing  cycles  of  polymerization  and  depolymerization)  and  may  other  factors/signals could allow kinesin‐8 to accumulate and to form a gradient or a  comet‐like structure as observed for kinesin‐8 member Kif18A^24‐25; 32 and finally to act  cooperatively to mediate microtubule disassembly.

However,  some  open  questions  remain:  What  properties  do  plus  ends  of  kinetochore microtubules have for kinesin‐8 to remain bound? Or in turn which   intrinsic properties share the kineisn‐8 to reside for a long time at the plus tips? Do  the  plus  ends  or  the  kinesin‐8  molecules  have  molecular  signals  (specific  posttranslational modification of tubulin or Kif18A) or has Kif18A a consensus  motif to both target and stay attached at the plus tips like the EB proteins which  target growing microtubules plus tips via the SKIP motif? 

3.1.6 Kif18A localizes to the plus ends of mitotic spindle microtubules   

Consistent with our report, Stumpff et al. found that endogeous Kif18A exhibits a  dynamic  localization  to  the  plus‐ends  of  kinetochore  microtubules.  In  prometaphase cells, the motor is found along spindle MTs and localizes near the  outer‐kinetochore marker Hec1 at only a subset of kinetochores (Fig 2.1.2). In  metaphase  cells  with  aligned  chromosomes,  Kif18A  localizes  as  a  comet‐like  gradient along most if not all kMTs, and this localization requires Kif18A’s motor  activity²⁴. During anaphase, Kif18A is still seen at kinetochores and, additionally,  begins to accumulate in the spindle midzone. Kif18A concentrates at the midbody  during telophase and cytokinesis. In addition, co‐immunostaining of metaphase  sister kinetochore pairs with Hec1 and Kif18A antibodies revealed that the peak of  Kif18A fluorescence is distal to the peak of Hec1 fluorescence in respect to the  chromatin consistent with localization of Kif18A at kMT plus‐ends.  

However, unlike Hec1 fluorescence, which is equal on both sister kinetochores, the  peak intensity of Kif18A is significantly greater on one sister kinetochore relative to  the  other.  Moreover,  analysis  of  optical  sections  through  metaphase  spindles  revealed that the concentration of Kif18A is greater on kMTs at the periphery of the  spindle compared to those at the spindle interior closer to the pole‐to‐pole axis²⁴.  Thus, the accumulation of Kif18A on kMT plus‐ends varies within the spindle. 

Moreover, previous studies found that the localization of Kif18A to kinetochores  was also dependent on MTs, as Kif18A was not detected at kinetochores after  depolymerization of MTs with nocodazole²⁴.  

Taken together, these data suggest that Kif18A utilizes its plus‐end directed motility  to form a gradient along kMTs during metaphase and that the accumulation is  greater at the outer periphery of the spindle. 

Studies from other organism including yeast and drosophila revealed that, like the  human  homolog,  Kip3p  and  Klp67A,  respectively,    localize  to  the  tips  of  kinetochore microtubules^25; 28. Fluorescent speckle microscopy (FSM) demonstrated  that Kip3 moved to the microtubule plus end by directional motility in vivo²⁵. In  addition, Kip3p was observed to be strongly concentrated at the tips of growing  microtubules²⁵. Thus, the plus‐end localization observed from different kinesin‐8  organsim may reflect a common, intrinsic biomechanical property: to translocate  towards the plus tips of microtubules. 

These in vivo observations are entirely consistent with the biochemical properties of  kinesin‐8: highly processive plus‐end directed motors. These features allow kinesin‐

8 toefficiently target the plus ends in vivo as observed. 

3.1.6.1 How do kinesin‐8s manage to accumulate at the plus tips of dynamic  microtubules?   

The mechanism of kinesin‐8 accumulation at microtubule tips in vivo may be due to  either an intrinsic affinity for the plus end or be mediated through other plus end‐

binding factors. kMTs are characterized by their stability and attachment to the  kinetochore, the multiprotein complex that attaches MTs to the centromere region.  

Therfore it is likely that kinesin‐8 interact with proteins that stably link the plus  ends of k‐MTs with the kinetochore. In line with this idea are reports demonstrating  that  Kif18A  interacts  with  CENP‐E¹¹².  CENP‐E  was  shown  to  stabilize  the  connection between kMT plus‐ends and the kinetochore¹¹³. Interestingly, a most  recent report demonstrates that CENP‐E, as part of its microtubule–kinetochore  function, steps to the microtubule plus end, where it stabilizes a straight‐end  conformation that favors α,β‐tubulin addition¹¹⁴.  

Interestingly, previous localization studies in fixed spindles have shown unequal  concentrations of Kif18A between sister kinetochore pairs²⁴. This may suggests that  Kif18A accumulates more at the longer k‐fiber. However, this is a speculative  model and thus some open questions emerge: Does Kif18A has a variable affinity  for different states of the kinetochore ‐ as a leading or lagging sister ‐ ? How is this  affinity of the motor for either state regulated? Does this asymmetric localization  depend on an interacting protein which localizes preferred to one of the both  sisters? Or is this asymmetric distribution of Kif18A based on intrinsic properties of  the motor itself ‐ to enrich length dependent at the plus tips of microtubules, as a  consequence Kif18A should localize to the lagging sister. At which time or phase  during mitotic progession does Kif18A localize asymmetrically?