Charakterisierung des Dimerisierungsverhaltens

Wie bereits in Abb. 3.18 zu sehen ist, lagen die Cystein-haltigen Proteine nach Reinigung teilweise als Disulfid-verbrückte Dimere vor. Zur genaueren Analyse wurden die Proteine entweder ohne weitere Zusätze sowie nach Reduktion mit TCEP mittels Größenausschluss-Chromatographie (SEC) aufgetrennt (Abb. 3.20). Als Referenz wurde eADF4(C16) aufgetragen, welches zum direkten Vergleich ebenfalls mit dem Reduktionsmittel versetzt worden war. Die Detektion erfolgte neben UV-Absorptionsmessung mittels statischer sowie dynamischer Lichtstreuung. Statische Lichtstreuung ermöglicht eine Bestimmung der absoluten molaren Masse ohne Verwendung von Größenstandards sowie des Trägheitsradius, während mit dynamischer Lichtstreuung der hydrodynamische Radius der Probe ermittelt wird.

Abb. 3.20: Analyse von eADF4(C16) sowie seiner Cys-Varianten mittels Größenausschlusschromatographie.

Die Proben wurden ohne bzw. nach Reduktion mit TCEP auf eine Superdex S-200 10/300 HR aufgetragen. Als Laufpuffer wurde 10 mM Tris-HCl pH 8, 100 mM NaCl verwendet, die Laufgeschwindigkeit betrug 0,9 ml/min.

Dünne Linien repräsentieren das UV-Absorptionssignal, dicke Linien das aus statischer Lichtstreuung ermittelte Molekulargewicht. Aus den Messungen bestimmte Werte sind in Tabelle 3.8 zusammengefasst.

In allen Proben wurde nach einer Retentionszeit von 13 min ein Peak detektiert. Die ermittelten zugehörigen molaren Massen und der Vergleich mit eADF4(C16) zeigen, dass es sich dabei um monomeres Protein handelt (Tabelle 3.8). In den nicht-reduzierten Proben der Cystein-haltigen Proteine zeigt sich zusätzlich ein Peak nach 11,5 min, welcher dem jeweiligen Dimer entspricht und in den reduzierten Proben vollständig fehlt. Teilweise ist eine weitere minimale Absorption nach einer Retentionszeit von 7 min zu erkennen. Das berechnete Molekulargewicht von 0,7-2 x 10⁷ Da deutet darauf hin, dass es sich hier um höhere oligomere Proteinspezies handelt. Da diese Signale jedoch auch bei eADF4(C16) auftraten, scheint es sich dabei nicht um Cystein-abhängige Spezies zu handeln. Zusätzlich trat bei eADF4(C16) ein Tailing des Signals auf, was vermutlich auf verkürzte oder proteolytisch bedingte Proteinfragmente zurückzuführen ist.

Aus dem Verhältnis der Flächen der jeweiligen Absorptionspeaks wurde der Anteil an Monomer bzw. Dimer für die einzelnen Proteine bestimmt (Tabelle 3.8). Ntag^CysC16 besitzt in nativem Zustand mit ca. 31 % den höchsten Monomer-Anteil, während er bei C*C16 und C16C* etwas niedriger (17-20 %) liegt. Durch Zugabe von TCEP konnten alle drei Proteine vollständig monomerisiert werden.

Die Bestimmung des Trägheitsradius Rg aus statischer Lichtstreuung ist erst ab einer gewissen Partikelgröße möglich, wobei die Grenze (des hier verwendeten Systems) bei etwa 10 nm

liegt. Für die Monomere konnte daher kein verlässlicher Wert erhalten werden. Im Fall der Proteindimere ergaben sich Werte zwischen 12 und 13 nm (Tabelle 3.8). Der hydro-dynamische Radius Rh von eADF4(C16) beträgt 3-5 nm, wobei der Fehler von ca. 20 % vermutlich auf die niedrige Proteinkonzentration zurückzuführen ist. Dimere Proteine ergaben einen Rh von etwa 6 nm. Aus dem Verhältnis von Rg zu Rh („Formfaktor“) können Informationen über die Molekülform erhalten werden. So weisen gefüllte Kugeln typischerweise einen Formfaktor von 0,77, Hohlkugeln von ~1, und stabförmige Moleküle von 1,7 auf (Rizos et al., 2003; Adolphi & Kulicke, 1997). Für die Dimere der Cys-Varianten von eADF4(C16) ergibt sich ein Formfaktor von ca. 2. Obwohl die jeweiligen Werte eine gewisse Fehlerbreite aufweisen, kann daraus auf eine elongierte, stäbchenartige Molekülgeometrie geschlossen werden.

Tabelle 3.8: Übersicht über das theoretische Molekulargewicht, Monomer-Dimer-Verteilung und Dimergröße der Cys-Varianten von eADF4(C16). Die jeweiligen Werte wurden aus Analyse mittels SEC kombiniert mit statischer und dynamischer Lichtstreuung ermittelt (Abb. 3.20). In Klammern ist der jeweilige Fehler angegeben.

Protein

Da das Cystein in den drei verschiedenen Proteinen jeweils in anderer Umgebung platziert ist, wurde zusätzlich das Redoxpotential der jeweiligen Disulfid-Bindungen/Cystine bestimmt.

Im Zuge der initialen Charakterisierung von rekombinant hergestellten Spinnenseiden-proteinen wurde bereits eine Methode zur semi-quantitativen Bestimmung des Redoxpotentials – hier von den Disulfid-verbrückten nicht-repetitiven Regionen NR3 und NR4 – entwickelt (Huemmerich, 2004). Analog dazu wurden die Proteine ntag^CysC16, C*C16 und C16C* in einem auf DTT basierenden Puffersystem bei verschiedenen Redox-potentialen E‘ (Potential bei pH 7) inkubiert (s. Kapitel 2.4.4). Aus der Nernst-Gleichung abgeleitet entspricht das Potential derjenigen Lösung, in der die Proteine zu gleichen Teilen als Monomer und Dimer vorlagen, dem Standard-Redoxpotential ihres Cystins. Der Einfluss

der Cystine der eADF4(C16)-Varianten auf das Redoxpotential wurde aufgrund der geringen Konzentration (ca. 10 μM) vernachlässigt.

Abb. 3.21: Redoxtitration von Cys-Varianten von eADF4(C16). Die Proteine (c = 0,5 mg/ml) wurden 1 h in Lösungen mit verschiedenen Redoxpotentialen (eingestellt über das Mischungsverhältnis von DTTox zu DTTred in 100 mM MOPS pH 7, 1 mM EDTA) inkubiert. Nach Carboxymethylierung wurden die Proben mittels SDS-PAGE aufgetrennt und silber-gefärbt. Das Potential der Lösung, in der die Proteine zu gleichen Teilen als Monomer und Dimer vorliegen, entspricht dem Redoxpotential ihres Cystins.

(nach Spiess et al., 2010b, mit freundlicher Geneh-migung des Verlags Royal Society of Chemistry)

Das so ermittelte Potential liegt bei ntag^CysC16 bei -250 bis -260 mV, während es bei C16C*

und C*C16 bei negativeren Werten zwischen -270 und -280 mV liegt (Abb. 3.21). Dieser Unterschied ist vermutlich die Ursache für den beobachteten höheren Monomeranteil in ntag^CysC16.

3.2.2 Kopplung in Lösung

Die Modifikation der eADF4(C16)-Varianten sollte über Kopplung an die Thiolgruppe des eingebauten Cysteins erfolgen. Hierzu wurde die spezifische Reaktion mit Maleimid-Gruppen eingesetzt, die bei neutralem pH abläuft. Da für diese Reaktion freie Thiole notwendig sind, mussten die zum Großteil in Disulfid-verbrücktem Zustand vorliegenden Cys-Proteine zunächst reduziert werden. Um eine möglichst quantitative Reaktion zu gewährleisten, wurden die optimalen Bedingungen der Reduktion empirisch ermittelt. Einstündige Inkubation der Proteine mit 10-fachem Überschuss an Reduktionsmittel erwies sich als ausreichend. In einer (unter nicht-reduzierenden Bedingungen durchgeführten) SDS-PAGE wurde nur Monomer detektiert. Zudem ergab die Reaktion des vom Reduktionsmittel abgetrennten Proteins mit Ellmans Reagens durchschnittlich 0,95 mol freies Thiol pro mol Protein. Als Reduktionsmittel wurde TCEP gewählt, da es nicht die folgende Kopplungs-reaktion beeinträchtigt und somit nicht entfernt werden muss, was aufgrund der beobachteten schnellen Wiederausbildung von Disulfidbrücken bei Entfernung des Reduktionsmittels die Kopplungseffizienz erhöht.