für Chemische Analytik und Endokrinologie im Zentrum für Lebensmittelwissenschaften
der Tierärztlichen Hochschule Hannover
Beitrag zur Diagnostik und Therapie
persistierender anovulatorischer Ovar - Follikel beim Pferd
INAUGURAL - DISSERTATION zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin
(Dr. med. vet.)
durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
Vorgelegt von Simone Först
aus Lübeck
Hannover 2003
Wissenschaftliche Betreuung: Univ. Prof. Dr. H. O. Hoppen
1. Gutachter: Univ. Prof. Dr. H. O. Hoppen 2. Gutachter: Univ. Prof. Dr. E. Klug
Tag der mündlichen Prüfung: 03.06.2003
Meinen lieben Eltern und Großeltern
1 EINLEITUNG... 1
2 LITERATURÜBERSICHT ... 3
2.1 Anatomie der Ovarien bei der Stute... 3
2.2 Allgemeines zur Fortpflanzungsphysiologie der Stute ... 4
2.2.1 Saisonalität des Zyklusgeschehens bei der Stute ... 4
2.2.2 Rosseverhalten und Verlauf eines Zyklus bei der Stute... 5
2.2.2.1 Anöstrus ... 5
2.2.2.2 Östrus ... 6
2.2.2.3 Diöstrus ... 7
2.2.3 Follikelentwicklung und Morphologie des Follikels ... 7
2.2.4 Die Selektion des ovulatorischen Follikels und seine präovulatorischen Veränderungen ... 9
2.2.5 Die Ovulation ... 11
2.2.6 Die Weiterentwicklung des ovulierten Follikels... 12
2.3 Endokrinologie der Fortpflanzung bei der Stute ... 13
2.3.1 GNRH (Gonadotropin-Releasing-Hormon)... 14
2.3.2 FSH (Follitropin)... 15
2.3.3 LH (Lutropin)... 15
2.3.4 Östradiol ... 16
2.3.5 Progesteron... 17
2.3.6 Androgene ... 18
2.3.7 Inhibin ... 18
2.3.8 Activin... 22
2.3.9 Follistatin... 24
2.3.10 Prostaglandine ... 24
2.3.11 Östradiol– und Progesteronkonzentrationen im peripheren Blut... 25
2.4 Die Follikelflüssigkeit... 26
2.4.1 Zusammensetzung der Follikelflüssigkeit... 26
2.4.1.1 Steroide: ... 26
2.4.1.2 Glykoproteine:... 28
2.4.1.3 Arachidonsäurederivate:... 28
2.4.1.4 Lipoproteine: ... 28
2.4.1.5 Gerinnungsfaktoren:... 29
2.4.1.6 Biochemische Zusammensetzung: ... 29
2.4.2 Funktion der Follikelflüssigkeit ... 29
2.4.3 Gewinnung der Follikelflüssigkeit am lebenden Pferd ... 30
2.5 Ovarzysten beim Pferd ... 31
3.1 Material und Methoden ... 35
3.1.1 Versuchstiere... 35
3.1.2 Kontrolltiere ... 35
3.1.3 Gynäkologische Untersuchungsmethoden ... 36
3.1.4 Diagnosekriterien ... 37
3.1.5 Die Blutentnahme... 37
3.1.6 Technik der transabdominalen Follikelpunktion... 37
3.1.7 Technik der transvaginalen Punktion... 39
3.1.8 Hormonanalysen... 40
3.1.9 Hilfsmittel zur statistischen Auswertung ... 41
3.2 Ergebnisse ... 42
3.2.1 Probenuntersuchung bei Versuchs-und Kontrollstuten... 42
3.2.2 Klinische Befunde vor und nach der Punktion an Versuchsstuten und Kontrollstuten... 43
3.2.2.1 Statuserhebung bei Stuten der Versuchsgruppe vor der Punktion ... 43
3.2.2.2 Statuserhebung bei Stuten der Kontrollgruppe vor der Punktion ... 45
3.2.2.3 Die Gewinnung und Untersuchung der Follikelflüssigkeit der persistierenden anovulatorischen Follikel ... 46
3.2.2.4 Die Gewinnung und Untersuchung der Follikelflüssigkeit der präovulatorischen Follikel der Kontrollgruppe ... 47
3.2.2.5 Zyklusverlauf der Versuchstuten nach der Punktion ... 48
3.2.2.6 Zyklusverlauf der Kontrollstuten nach der Punktion ... 50
3.2.3 Hormonkonzentrationen in der Follikelflüssigkeit und im Plasma der Versuchsstuten und der Kontrollstuten ... 51
3.2.3.1 Hormonkonzentrationen in der Follikelflüssigkeit und im Plasma der Versuchsgruppe... 51
3.2.3.2 Hormonanalyse im Blut bei Versuchsstuten in der folgenden regulären Rosse ... 53
3.2.3.3 Hormonkonzentrationen in der Follikelflüssigkeit und im Plasma der Kontrollgruppe ... 53
4 DISKUSSION ...58
4.1 Zielsetzung der Arbeit ... 58
4.2 Die transabdominale und die transvaginale Follikelpunktion... 58
4.3 Diagnostik und Morphologie der persistierenden anovulatorischen Follikel... 59
4.4 Follikel der Kontrollgruppe ... 61
4.5 Endokrinologische Parameter der Versuchsgruppe und Ansätze zur Ätiologie. 62 4.6 Funktionsstatus der persistierenden anovulatorischen Follikel ... 66
5 ZUSAMMENFASSUNG ...70 6 SUMMARY...73 LITERATURVERZEICHNIS ...75
Bzw. Beziehungsweise C Celsius
cAMP Cyclisches Adenosinmonophosphat cm Centimeter (10-2 Meter)
EDTA Ethylen Diamin Tetra Acetat F. Follikel
FF Follikelflüssigkeit
FSH Follikel–Stimulierendes Hormon GnRH Gonadotropin-Releasing Hormon hCG Humanes Choriogonadotropin HDL High density Lipoprotein
I.E. Internationale Einheiten i.m. intramuskulär
i.v. intravenös
KB Künstliche Besamung
kg Kilogramm KGW Körpergewicht
LH Luteinisierendes Hormon
MHz Megahertz ml Milliliter (10-3 Liter) mm Millimeter (10-3 Meter) n Anzahl
ng Nanogramm (10-9 Gramm) Nr. Nummer
P. Punktion
p Irrtumswahrscheinlichkeit PAF Persistierender anovulatorischer Follikel pg Pikogramm (10-12 Gramm)
PGF2α Prostaglandin F2α
PGG2 Prostaglandin G2
PGH2 Prostaglandin H2
PGHS Prostaglandin G/H-Synthase Pl. Plasma
VHDL Very high density Lipoprotein
1 Einleitung
Persistierende anovulatorische Follikel bei Stuten wurden in der Vergangenheit im- mer wieder als selten vorkommende Einzelfälle beschrieben. Da Pferde saisonal- polyöstrische Tiere sind und die Besamungssaison aus diesem Grunde nur von Feb- ruar bis August andauert, stellt eine Zyklusstörung durch Ovulationsstörungen des dominanten Follikels, die unter Umständen mehrere Wochen bis Monate bestehen bleiben kann, für den Züchter ein ernstzunehmendes Problem dar. Dabei ist neben der wirtschaftlichen Bedeutung, dass die Stute in der betreffenden Saison nicht kon- zipiert, auch eine zukünftige Beeinträchtigung des Ovars durch Druckatrophien oder mögliche Entartungen nicht auszuschließen.
In der Literatur gibt es bisher keine einheitliche Terminologie und Differenzen in der Diagnosestellung und Therapie. Nach jüngeren Untersuchungen von KAISER et al.
(1998) und McCUE (2002) stellen persistierende anovulatorische Follikel in der Pfer- dereproduktion jedoch ein ernstzunehmendes ökonomisches Problem dar. Eine ein- heitliche Definition wie für die Ovarzysten der Nutztierarten Rind und Schwein gibt es für persistierende anovulatorische Follikel bei der Stute noch nicht. Dies hat sicher- lich mit dem bei Rind und Schwein ungleich höherem Interesse an der Erforschung von Zyklusstörungen aller Art zu tun, da diese im Nutztierbereich direkt umgekehrt proportional zur Produktivität eines Tierbestandes sind. Aufgrund dieser Tatsache erklärt sich, dass die Forschung im Bereich der Zyklusstörungen bezüglich persistie- render anovulatorischer Follikel im Nutztierbereich schon sehr viel weiter fortgeschrit- ten ist. Mit der zunehmenden Professionalisierung der Pferdezucht-betriebe in Deutschland besteht mittlerweile auch ein hohes Interesse an der Erforschung von Zyklusstörungen bei der Stute.
Im Rahmen dieser Studie werden persistierende anovulatorische Follikel der Ver- suchsgruppe transabdominal und präovulatorische Follikel der Kontrollgruppe trans- vaginal punktiert. Beide Punktionsarten sollen als Möglichkeiten der Therapie anovu- latorischer Follikel hinsichtlich ihrer Praktikabilität vergleichend dargestellt werden.
Zusätzlich zur so gewonnenen Follikelflüssigkeit werden von allen Stuten Plas- maproben entnommen. In den Proben sollen die Konzentrationen von Östradiol, Progesteron, Testosteron und Inhibin bestimmt werden. Sie werden auf Überein- stimmungen und signifikante Unterschiede zur Kontrollgruppe hin überprüft, um eine
einheitlichere Definition als bisher zu erlangen und mögliche endokrinologische Dys- funktionen, die zur Entstehung des Symptomes persisitierender anovulatorischer Fol- likel beitragen, aufzudecken.
2 Literaturübersicht
2.1 Anatomie der Ovarien bei der Stute
Die nieren- bis bohnenförmigen Ovarien sind im Mittel etwa hühnereigroß (Übermuth et al. 1998), können in ihrer Größe aber auch von Rasse, Körpergröße und Zyklus- phase abhängig sehr unterschiedlich sein (ARTUR 1969). Sie liegen, im Mesovarium aufgehängt, etwa handbreit kaudal der Nieren (SCHUMMER und VOLLMERHAUS 1987). Während der zyklischen Aktivität der Stuten, vor allem im Laufe der Entwick- lung und Reifung des Follikels, ändern sie sich in Größe und Form (GINTHER 1995).
Topographisch befinden sich die Ovarien der Stute im Bereich des fünften Lenden- wirbels, wobei das linke Ovar etwas weiter kranial liegt als das rechte. Als ein Teil des breiten Mutterbandes zieht das Ligamentum ovarii proprium vom kaudalen Pol des Ovars zur Uterushornspitze (GINTHER 1992 ; KAINER 1993). Das Ovar ist, au- ßer im Bereich der Ovulationsgrube, vom Peritoneum überzogen (ÜBERMUTH et al.
1998). Aus diesem Grunde kann die Ovulation nur an dieser Stelle, der Fossa ovari- ca, erfolgen. (GINTHER 1992 ;BUSCH u. KLUG 1999). Das Ovargewebe der Stute besteht aus einer innen liegenden Markschicht (Zona parenchymatosa) und der das Ovar versorgenden peripher liegenden Rindenschicht (Zona vasculosa), die reich an Blutgefäßen, Nerven und kollagenen Fasern ist. Die Markzone enthält das Stratum germinativum, bringt die Keimzellen hervor und ist an der ovariellen Hormonprodukti- on beteiligt. Sie wird von der Rindenschicht umschlossen und erreicht die Ovar- oberfläche nur im Bereich der Fossa ovarica (GINTHER 1992,1995 ; KAINER 1993 ; ÜBERMUTH et al. 1998). Eine schematische Darstellung der weiblichen Ge- schlechtsorgane ist in Abbildung 1 illustriert.
Abbildung 1: Schematische Darstellung der weiblichen Geschlechtsorgane beim Pferd nach Najbrt und Kamon (1982)
2.2 Allgemeines zur Fortpflanzungsphysiologie der Stute
2.2.1 Saisonalität des Zyklusgeschehens bei der Stute
Stuten werden rasseabhängig unterschiedlich zwischen zwei und vier Lebensjahren geschlechtsreif. In der Warmblutzucht spricht man im Alter von drei Jahren von der Zuchtreife (BUSCH u. Klug 1999). Stuten sind in der Regel, in Abhängigkeit von der Tageslichtlänge, saisonal-polyöstrische Tiere (GINTHER 1992). Nur in Ausnahme- fällen zeigen sie auch im Winter sexuelle Aktivität, wenn auch nur in wenigen, unre- gelmäßigen Zyklen, deren Rosse länger gegenüber denen im Sommer und Herbst auftretenden andauert. Die Länge des Diöstrus ist saisonal unabhängig. Die ge- schlechtliche Ruhephase im Winter ist durch eine verringerte ovarielle Aktivität und
eine herabgesetzte Follikelentwicklung gekennzeichnet (HUGHES et al.1975) und beginnt im Herbst und endet im Frühjahr. Die Übergangsphase mit zunehmend ge- steigerter follikulärer Aktivität bis hin zur Entwicklung mehrerer Follikel mit einer Grö- ße über 30 mm im Durchschnitt und eines dominanten präovulatorischen Follikels ist etwa zwei Monate lang. Die erste Ovulation des Jahres als zeitlicher Abschluß der Übergangsphase findet bei Warmblutstuten in der nördlichen Hemisphäre physiolo- gischerweise im Zeitraum März oder April eines Jahres statt. Die Heranreifung ovula- torischer Follikel und damit die reproduktive Phase wird in der nördlichen Hemisphä- re von März bis September beobachtet, wobei dieser Zeitraum sehr variabel ist (GINTHER 1992). In der Übergangszeit im Frühjahr nimmt die durchschnittliche An- zahl und der Durchmesser der Follikel über eine Dauer von etwa zwei bis drei Mona- ten zu, bis dann eine erste Ovulation des Jahres stattfindet (GINTHER 1990). Die beiden Phasen unterschiedlicher geschlechtlicher Aktivität gehen durch Übergangs- phasen fließend ineinander über (ADAMS u. BOSU 1988).
2.2.2 Rosseverhalten und Verlauf eines Zyklus bei der Stute
Der Zyklus einer Stute in ihrer reproduktiven Phase unterteilt sich in die Phase des Östrus und des Diöstrus. Der physiologisch verlaufende Zyklus einer Stute ist 21 ± 2 Tage lang. Hierbei dauert der Diöstrus 14-15 Tage und der Östrus 5-7 Tage (HUGHES et al. 1980 ), allerdings ist die Dauer der Rosse, sowohl individuell als auch von der Jahreszeit abhängig, sehr unterschiedlich. So dauert eine durchschnitt- liche Rosse im März z.B. 6,0 ± 2,6 Tage und im Juli nur 4,2 ± 1,9 Tage. Zu Beginn der jährlichen Zuchtsaison sind die Östren also länger und schwächer und in der Hauptsaison (Mai und Juni) sind sie kürzer und sehr viel deutlicher ausgeprägt (ABEL 1984).
2.2.2.1 Anöstrus
Mit abnehmender Tageslichtlänge im Herbst beginnt die Zeit der geringsten Häufig- keit an Östren bei Stuten auf der nördlichen Erdhalbkugel (BUSCH und KLUG 1999).
In den Herbst- und Wintermonaten sind viele Stuten teilweise oder vollständig an- östrisch. Im Verlauf dieser anöstrischen Zeit kommt es zu einer verminderten Aktivität
der Ovarien. Die Ovarien sind kleiner und derber als im Sommer (ÜBERMUTH et al.
1998). Auch die Follikel sind deutlich kleiner (5-10 mm) und in ihrer Anzahl reduziert (SHARP 1980). Der Uterus erschlafft und verliert seinen Muskeltonus (HUGHES et al. 1975). Die Vulva ist trocken und faltig (BUSCH 1999) und bei der Überprüfung der Stute auf äußere Rosseanzeichen zeigen die Stuten generell keine Paarungsbereit- schaft.
2.2.2.2 Östrus
Der Östrus (= Follikelphase) lässt sich in die Phasen Proöstrus und Östrus untertei- len. Im Proöstrus beginnt die Stute äußere Rosseanzeichen zu zeigen, die Stute hält sich in der Herde vermehrt in der Nähe von Hengsten auf, und mit zunehmender Ma- nifestierung der Rosse zeigen sich typische Rossesymptome wie das „Blitzen“ mit Sichtbarwerdung der Klitoris durch Kontraktion der Klitorismuskulatur, das Anheben und seitliche Halten des Schweifes, das Drängen zum Hengst und das häufige Ab- setzen von Harn und Schleim, verbunden mit der deutlichen Duldung des Deckaktes (BUSCH und KLUG 1999). Die Rosse dauert durchschnittlich 5 – 7 Tage (HUGHES et al. 1975). Nach der Ovulation klingen die äußeren Rosseanzeichen innerhalb von 1-2 Tagen ab (EVANS u. IRVINE 1976). Äußerlich sichtbar ist außerdem die Ödema- tisierung der Vulva. Bei der vaginoskopischen Untersuchung fällt eine Hyperämisie- rung der Schleimhaut und eine deutliche Öffnung des nun schlaffen äußeren Mutter- mundes auf. Bei der rektalen palpatorischen und sonographischen Untersuchung findet man ein Ödem der Uteruswand mit einem nur geringgradig kontraktilen Uterus und Ovarien, die deutlich einen, manchmal auch zwei, dominante Follikel hervorbrin- gen (HUGHES et al.1975). Im sonographischen Querschnitt lässt sich die Ödemati- sierung des Uterus in einer typischen Radspeichenstruktur sichtbar machen (BUSCH u. KLUG 1999, HAYES et al.1985). Der dominante präovulatorische Follikel ist bei 96% aller Stuten mindestens 3,6 cm, bei Warmblutstuten sogar 4 cm groß (PIERSON u. GINTHER 1987).
2.2.2.3 Diöstrus
Als Diöstrus (= luteale Phase) bezeichnet man den Zeitraum von etwa 14-15 Tagen zwischen dem Auftreten zweier Rossen (HUGHES et al. 1980). Diese Phase wird gekennzeichnet durch das Vorhandensein eines Corpus luteum, welches seine größ- te Ausdehnung am 9. Tage nach der Ovulation erfährt (LEVINE et al.1979). Etwa 14 Tage post ovulationem kommt es zur Luteolyse des Corpus luteum. (ASDELL 1965).
Trotz Ausbildung vieler kleiner und größerer Follikel zeigt die Stute während dieser Phase keine äußeren Rosseanzeichen (ALLEN 1987). Bei der vaginoskopischen Untersuchung sieht man eine zunehmend rosetten- bis zapfenförmige Portio vagina- lis und eine deutlich blassere und trockenere Schleimhaut. Bei der rektalen Untersu- chung ist eine erhöhte Kontraktilität des Uterus feststellbar (GINTHER 1992, KLUG 1991, HUGHES et al. 1980).
2.2.3 Follikelentwicklung und Morphologie des Follikels
Die Geschlechtsorgane des weiblichen Tieres entstehen aus einem früh- embryonalen, paarig angelegten Gangsystem, dem Ductus paramesonephricus, auch Müller’scher Gang genannt. Die Entwicklung eines Follikels beginnt mit der Entstehung von Primordial- oder Urfollikeln in den Ovarien zur Zeit der Embryonal- entwicklung des Lebewesens. Durch eine mitotische Vermehrung der Urkeimzellen in den Ovarien entstehen Oogonien, die durch eine meiotische Teilung zur Oozyte wer- den (DEANSLEY 1975). Jeder Urfollikel besteht aus einer Oozyte, die sich in der ruhenden Prophase I der Meiose befindet, und ist umgeben von einer Schicht aus undifferenzierten und flachen Granulosazellen (ERICKSON 1986). Der Prozeß der ersten meiotischen Teilung findet beim Pferd zwischen dem 70. und 160. Tag der Trächtigkeit statt (DEANSLEY 1975). Zum Zeitpunkt der Geburt des Stutfohlens ist der Pool an Primordialfollikeln bereits vollständig ausgebildet. Dieser Pool bleibt bis zum Eintritt der Pubertät des Individuums inaktiv. (SCHNORR 1989). Aus dem Pri- mordialfollikel wird durch Umwandlung der Membrana granulosa ein Primärfollikel, welcher durch ein einschichtig-kubisches Follikelepithel gekennzeichnet ist. Diese Umwandlung geschieht durch nicht näher bekannte Faktoren, wahrscheinlich aber unabhängig von Gonadotropinen (FERIN 1998). Ein Primärfollikel präsentiert auch
schon FSH-Rezeptoren an den Granulosazellen (AMSTERDAM und ROTTMENSCH 1987). Aufgrund mitotischer Teilungen wird unter Einfluß von Gonadotropinen das Follikelepithel mehrschichtig und es bildet sich der Sekundärfollikel. Die innerste Schicht, das Stratum granulosum, besitzt eine hochprismatische Form, während die sie umgebende Corona radiata ein strahlenförmiges Aussehen hat (MOSIMANN u.
KOHLER 1990). Zwischen Granulosazellen und Oozyte entsteht, durch von der Oo- zyte sezernierte Proteine, die Zona pellucida (BLEIL u. WASSARMAN 1980). Aus Zellen der Zona parenchymatosa, die die Basalmembran umgeben, enstehen die Thekazellen, die sich nach der Bildung des Tertiärfollikels in Theka interna und The- ka externa differenzieren. Zwischen Theka interna und der Basalmembran befindet sich ein Kapillarnetz, das die Blutversorgung des heranreifenden Follikels sichert (GORE-LANGTON u. ARMSTRONG 1994). Die Granulosazellen der Theka differen- zieren sich zum wandständigen Stratum granulosum und den Kumuluszellen, die die Oozyte mehrschichtig umgeben. Zwischen diesen gibt es sogenannte gap junctions, die für die Zellkommunikation wichtig sind (EPPIG 1991). Zwischen den Stadien des Sekundär- und des Tertiärfollikels lassen sich an den Thekazellen erstmals LH- Rezeptoren nachweisen (AMSTERDAM u. ROTTMENSCH 1987). Der Tertiärfollikel ist gekennzeichnet durch die Ausbildung eines Innenraumes, des sogenannten Antrum, der mit Follikelflüssigkeit gefüllt ist (KENNEY et al. 1979, ERICKSON et al.
1985). Je mehr Flüssigkeit in das Antrum sezerniert wird, desto größer wird der Follikel, hierbei differenziert sich ein Graafscher Follikel. Die Follikelentwicklung ist in Abbildung 2 schematisch dargestellt. Nach PIERSON u. GINTHER (1987) wächst der dominante Follikel bei Warmblutstuten in 96% aller Fälle auf eine Mindestgröße von 4 cm heran. Die Follikelwand wird von den wandständigen Granulosazellen ausgekleidet und die Granulosazellen des Cumulus oophorus umgeben die Oozyte (EPPIG 1991; HSUEH et al. 1984). Am Ende des Wachstums des dominanten Follikels kommt es zur Ovulation, wobei die gereifte Eizelle durch das Infundibulum in die Salpinx gelangt, um dort von der männlichen Samenzelle befruchtet zu werden.
Abbildung 2: Schematische Abbildung der Follikelentwicklung und eines Tertiärfolli- kels modifiziert nach HAFEZ (1993)
2.2.4 Die Selektion des ovulatorischen Follikels und seine präovulatorischen Verän- derungen
Bis heute steht nicht fest, ob die Selektion des ovulatorischen Follikels zufällig oder gezielt getroffen wird. Der Mechanismus dieser Selektion ist ebenfalls nicht bekannt.
Auch über den genauen Zeitraum dieser Selektion besteht noch keine Klarheit, wenngleich die Deviation, dass heißt der Zeitpunkt, ab dem die Größenzunahme der beiden größten Follikel nicht mehr parallel erfolgt, als Folge der zuvor stattgefunde- nen Selektion anzusehen ist (PIERSON u. GINTHER 1987). Eine Rolle in der Aus- wahl könnte das FSH zu spielen. Durch eine erhöhte FSH-Produktion kommt es zur Heranbildung einer Follikelwelle, die im Folgenden zu einer Abnahme der FSH- Kon- zentration führen. Ab einer Follikelgröße von 19 – 22 mm der beiden größten Follikel vollzieht sich die Deviation, indem der später dominante Follikel die FSH- Ausschüttung hemmt und seine eigene Fähigkeit das reduzierte Angebot an FSH zu
nutzen, verbessert (GINTHER 2000). LH beeinflusst das Follikelwachstum anschei- nend erst nach Ablauf der Deviation und beeinflusst somit die Auswahl des ovulatori- schen Follikels nicht (GASTAL et al. 2000). Nach Untersuchungen von GASTAL et al. (1999 a) ist die Östrogenkonzentration im später dominanten Follikel vor der De- viation höher als im später subordinanten Follikel, welches Grund zur Annahme gibt, dass Östrogen eine Rolle in der Selektion des dominanten Follikels spielen könnte.
Nach CARSON et al. (1986) könnte auch die Nähe eines Follikels zum intraovariellen Gefäßsystem eine Rolle spielen, womit dem Follikel eine bessere Versorgung mit Nährstoffen und Hormonen gesichert wäre. Die präovulatorischen Follikelverände- rungen stellen für den gynäkologisch tätigen Tierarzt eine wichtige Wissensquelle in Bezug auf die Diagnostik des zu erwartenden Ovulationstermins dar. Eine rossende Warmblutstute kann ovulatorische Follikel mit einem Durchmesser von 35-60 mm entwickeln. Der Follikel wächst im Östrus etwa 3 mm pro Tag. Das Wachstum wird weniger, je näher der Ovulationszeitpunkt rückt und kommt einen bis zwei Tage vor der Ovulation zum Stillstand (WEITKAMP 1990). Der maximale Durchmesser von meist 41 - 45 mm liegt 24 - 48 Stunden vor der Ovulation vor (BUSCH u. KLUG 1999). Laut einer Untersuchung von WILL (1988), sowie WEITKAMP (1990) kann der Follikeldurchmesser in den letzten 12 Stunden prä ovulationem sogar um durch- schnittlich 0,8 mm abnehmen. Die Veränderung der Follikelform von rund zu polygo- nal oder sonstigen irregulären Verformungen kann bei 84 % aller präovulatorischen Follikel in den Tagen vor der Ovulation festgestellt werden (PIERSON u. GINTHER 1985 b, SIEME et al. 1997, GASTAL et al 1998). Der überwiegende Anteil der domi- nanten Follikel bei der Stute hat 3 Tage vor der Ovulation eine prall-fluktuierende bis geringgradig weiche Konsistenz. In den darauffolgenden Tagen wird die Konsistenz zunehmend weicher bis etwa 12 Stunden vor der Ovulation eine sehr weiche Konsis- tenz des Follikels durch eine rektale, palpatorische Untersuchung festzustellen ist (ÜBERMUTH et al. 1998). Nach Angaben von HUGHES et al. (1975) werden einige Follikel nach Erreichen der weichen Konsistenz vor der Ovulation wieder fester, eini- ge Follikel behalten auch durchgehend bis zur Ovulation eine eher feste Konsistenz.
Außerdem reagieren viele Stuten in direkter Nähe zum Ovulationszeitpunkt sehr sen- sibel auf die Palpation der Ovarien (Mc KINNON et al. 1987, WEITKAMP 1990). Ne- ben der Veränderung von Größe, Form und Konsistenz der Follikel kommt es außer- dem zu einer Verdickung der Follikelwand (PIERSON u. GINTHER 1985 b), die sich
bei der rektalen, sonographischen Untersuchung darstellen lässt.
2.2.5 Die Ovulation
Am Ende der Ovulation eines Follikels steht die Freisetzung der Eizelle, die gemein- sam mit einem Teil der Follikelflüssigkeit in den Eileiter gelangt, um dort vom Sper- mium befruchtet zu werden. Da die Follikelwand einen mehrschichtigen Aufbau auf- weist und der Austritt der Eizelle samt Follikelflüssigkeit nur im Bereich der Fossa ovarica möglich ist, besteht bei einer Ovulation die Notwendigkeit, die Gewebe- schichten derart zu verändern, dass Eizelle und Follikelflüssigkeit passieren können.
Diese Veränderungen finden enzymatisch statt und führen zu strukturellen und bio- chemischen Veränderungen der Follikelwand (BAIRD 1987, GINTHER 1992, ESPEY 1999), die in Abbildung 3 schematisch dargestellt sind. Nach Anstieg des LH- Spie- gels kommt es zu einem Plasmaaustritt aus den Kapillaren, die den präovulatori- schen Follikel umgeben. Folge ist eine Ödematisierung der Theka interna. Nach WANG und LEUNG (1986) löst FSH die präovulatorisch zunehmende Produktion der Plasminogenaktivatoren in den Granulosazellen aus, welche das in der Follikelflüs- sigkeit befindliche Plasminogen in das proteolytisch wirkende Plasmin umwandelt.
Hingegen sind ROKA (1971), LIPNER (1988) und GINTHER (1992) der Auffassung, dass LH den Initiator der steigenden Plasminogenaktivatorensynthese darstellt. Es kommt zur Auflockerung der kollagenreichen Theka externa (STRICKLAND u.
BEERS ,1976, GINTHER 1992). LH induziert weiterhin eine Synthese von Prostaglandinen (BAIRD 1987) und HUNTER und POYSER stellen (1985) fest, dass es mit zunehmender Reifung des Follikels zu einer Steigerung der intrafollikulären Konzentration von Prostaglandinen im Ovar des Schweines kommt. LH aktiviert die Adenylatzyklase und löst gemeinsam mit Prostaglandinen eine intrafollikuläre Pro- gesteronsynthese aus (KOLENA u. CHANNING 1972), welches für die Bereitstellung wichtiger Enzyme zur Auslösung der Ovulation bedeutsam ist. ESPEY (1980) kann einen Anstieg der Konzentration von proteolytischen Enzymen und Plasminogenakti- vatoren paralell zu diesen Vorgängen feststellen. Die hieraus resultierende Ruptur der Follikelwand findet nur am Apex statt, der größere Teil der Follikelwand wird nicht zerstört, sondern für die Umwandlung in ein Corpus luteum vorbereitet (LIPNER 1988). Im Folgenden kollabiert der Follikel und die Follikelflüssigkeit läuft aus, was
individuell unterschiedlich einige Minuten dauert (TOWNSON u. GINTHER 1987).
Die Ovulationsgrube füllt sich dann mit einem Blutgerinnsel (ALLEN et al. 1987, GINTHER 1992) und innerhalb von 12 Stunden füllt sich der gesamte kollabierte Fol- likel mit Blut (ALLEN et al. 1987). Dieses sogenannte Corpus hämorrhagicum ist rek- tal palpierbar und fühlt sich ähnlich wie ein praller Follikel an. Im Follikel beginnt dann nach etwa 10 Stunden eine Granulosazellhypertrophie und deren anschließende Lu- teinisierung (MERKT u. KLUG 1979).
Abbildung 3: Teilweise noch hypothetisches Schema der intrafollikulär ablaufenden Prozesse, die zur Ovulation führen (nach LIPNER, 1988)
2.2.6 Die Weiterentwicklung des ovulierten Follikels
Etwa 4 – 10 Stunden nach der Ovulation ist die Follikelgrube wieder gefüllt. Nach 80 Stunden unterscheidet man im anatomischen Präperat die äußere, rot-gelbliche und die innere, weiche, aus Koagula bestehende Schicht. Nach 3 – 5 Tagen ist die äuße- re Schicht gelblich gefärbt und von fester Konsistenz. Das Corpus luteum ist nach 9 Tagen post ovulationem voll entwickelt und besitzt eine birnenförmige Gestalt, die nicht über die Oberfläche des Ovars ragt und somit palpatorisch nicht zu ermitteln ist (BUSCH u. KLUG 1999). Der Gelbkörper des Pferdes bildet sich ausschließlich aus
den Granulosazellen, die Thekazellen sind schon vor seiner Bildung degeneriert (NIEKERK VAN et al. 1975). Wenn keine Befruchtung der Eizelle stattgefunden hat, kommt es am 14. – 16. Tag post ovulationem durch das vom Endometrium gebildete PGF2α zur Luteolyse des Corpus luteum. Die Rückbildung erfolgt über 7 – 15 Tage, die endgültige morphologische Rückbildung ist allerdings erst nach 2 – 3 Zyklen ab- geschlossen (ASDELL 1965).
2.3 Endokrinologie der Fortpflanzung bei der Stute
Die Regulation der sexuellen Aktivität eines Lebewesens und die Ausbildung von inneren und äußeren Geschlechtsmerkmalen ist hormonabhängig. Diese werden an unterschiedlichen Orten im Körper produziert und ihre Sekretion erfolgt endokrin, pa- rakrin oder autokrin. Die an der Regulation des weiblichen Sexualzyklus beteiligten Hormone und ihre Wirkungsweisen sind in Abbildung 4 dargestellt. Das Hormon GNRH regelt die Sekretion von FSH und LH, welche hauptsächlich für das Follikel- wachstum verantwortlich sind. Unter FSH-Einfluß kommt es im präantralen Follikel zur Ausbildung von LH-Rezeptoren an der Granulosazellmembran und von FSH- Rezeptoren an der Thekazellmembran (HINES 1987). Voraussetzung hierfür sind Östrogene, die vorwiegend in den Theka- und Granulosazellen gebildet werden (MUNRO et al. 1979, GINTHER 1992). Die Thekazellen bilden dann unter LH-Einfluß Androgene, die über die Basalmembran in das Innere des Follikels gelangen, wo sie unter FSH-Einfluß in den Granulosazellen zu Östrogenen umgewandelt werden (MOON et al. 1975). Aufgrund des erhöhten Östrogenspiegels kommt es zur weite- ren Ausbildung von LH-Rezeptoren, die nötig sind, um den Übergang in einen präo- vulatorischen Follikel zu ermöglichen (RICHARDS 1979).
Abbildung 4: Regulation des Sexualzyklus beim weiblichen Pferd ( nach AURICH und KLUG 1993)
2.3.1 GNRH (Gonadotropin-Releasing-Hormon)
Das hypophyseotrope Hormon GNRH ist ein Dekapeptid und wird in neurosekretori- schen Zellen des Hypothalamus gebildet und pulsatil in das Portalsystem der Hypo- physe freigesetzt. Wie der Name dieses Hormons schon ausdrückt, handelt es sich um eine Substanz, die für die Steuerung der Synthese und Freisetzung der gona- dotropen Hormone FSH und LH bedeutend ist (VOIGT 1994). Die Pulsfrequenz von GNRH hat einen deutlichen Einfluß auf die Stimulation der Gonadotropin - Freiset- zung. Eine niedrige GNRH-Pulsfrequenz fördert die Sekretion von FSH, eine hohe fördert die von LH und hemmt gleichzeitig die von FSH (HINES 1987). So entlädt sich der GNRH – Pulsgenerator in der Lutealphase täglich nur bis zu dreimal und bei einer rossenden Stute stündlich ( IRVINE u. ALEXANDER 1987). Der im Diöstrus nur schwach aktive GNRH-Pulsgenerator lässt sich durch das vom Corpus luteum in großen Mengen gebildete Progesteron erklären, welches zu einer Hemmung der GNRH-Pulsfrequenz führt (MERKT u. JÖCHLE 1990), wohingegen das Östradiol die GNRH-Pulsamplitude verringert. Während des saisonalen Anöstrus ist die GNRH-
Sekretion am niedrigsten. Nach SAFIR et al. (1987) bewirkt die Zunahme der Tages- lichtlänge eine Steigerung der Frequenz und der Amplitude der GNRH-Pulse.
2.3.2 FSH (Follitropin)
Dieses Hormon ist ein Glykoprotein, das aus einer α- und einer β - Untereinheit auf- gebaut ist. Die α- Untereinheit ist mit der von LH identisch, während die β- Unterein- heit die Hormonspezifität bedingt (GINTHER 1979). Die FSH-Konzentration verläuft biphasisch mit einem Sekretionsgipfel kurz nach der Ovulation und einem zweiten Peak im Diöstrus (HYLAND 1990). Vor Eintritt der Ovulation kommt es zu einem FSH-Abfall durch eine negative Rückkopplung vom Ovar, die durch Östradiol (GASTAL et al. 1999 a,b) und Inhibin vermittelt wird. (HINES et al. 1986). Die stei- gende FSH-Konzentration im Diöstrus hat einen bedeutenden Einfluß auf die Folli- kelentwicklung bei der Stute (EVANS u. IRVINE 1975, MILLER et al. 1980) und ist in ihrem Konzentrationsverlauf in Abbildung 5 dargestellt. FSH ist verantwortlich für die Heranbildung, Reifung und Vaskularisierung der Follikel und stimuliert die gonadale Steroidhormonsynthese (IRVINE 1983b). FSH wird von der Hypophyse sezerniert und kann als bioaktive (B-FSH) und als immunoreaktive Form (R-FSH) vorliegen (IRVINE 1983b, ENGEL 1989). Das Verhältnis von bioaktivem zu immunoreaktivem FSH ist am höchsten im mittleren Diöstrus beim Einsetzen der Follikelentwicklung und am niedrigsten im Östrus (ENGEL 1989). MILLER et al. (1980) und McNEILL- WIEST et al. (1988) nehmen an, dass die Freisetzung von FSH mit hoher Bioaktivität durch Progesteron stimuliert wird. Die Regulation der FSH- Sekretion aus der Hypo- physe erfolgt über die pusatile Ausschüttung von GNRH aus dem Hypothalamus.
2.3.3 LH (Lutropin)
LH besteht ebenfalls aus einer α- und einer β - Untereinheit, wobei sich nur die ß- Untereinheit von der des FSH unterscheidet. Von der Hypophyse gebildet, liegt das LH in einer immunoreaktiven (R-LH) und einer biologisch aktiven Form (B-LH) vor. Im Diöstrus hält sich das Verhältnis B-LH : R-LH die Waage und im Gegensatz zum FSH nehmen sowohl Frequenz als auch Amplitude der LH-Sekretion im Diöstrus ab (IRVINE et al. 1998). Dieses ist durch die hohe in dieser Zeit vorhandene
Progesteronkonzentration, welche die Freisetzung von LH unterdrückt, zu erklären (GARCIA et al. 1979). Im Östrus kommt es zu einem frühzeitigeren und stärkeren Anstieg von B-LH gegenüber R-LH (ALEXANDER u. IRVINE 1987, MICHEL 1989, PANTKE 1990). Vor der Ovulation kommt es laut PANTKE (1990) zu einem stetigen Anstieg der relativen Bioaktivität des Plasma-LH, bevor bereits präovulatorisch das Maximum der B-LH Konzentration erreicht wird (MICHEL et al. 1987). Dabei wird der für andere Spezies so typische LH-Peak bei der Stute nicht beobachtet (ALEXANDER u. IRVINE 1982). LH ist für die endgültige Reifung der Follikel und die Auslösung der Ovulation erforderlich (EVANS et al. 1982). Nach LIPNER (1988) ist LH weiterhin verantwortlich für die Stimulierung der Prostaglandin- und Steroid- Bio- synthese in den Granulosazellen. Außerdem fördert LH die Induktion proteolytischer Enzyme, um die Follikelwand zur Ruption zu bringen und ist im Folgenden für den Beginn der Gelbkörperanbildung verantwortlich (MERKT u. KLUG 1979).
2.3.4 Östradiol
Das Östradiol ist das dominierende Östrogen im Sexualzyklus der Stute. Östrogene sind für die Ausbildung der äußeren und inneren Rossesymptome verantwortlich (ALLEN 1987). Genau wie das Progesteron gehören die Östrogene zu den Steroid- hormonen. Steroidhormone werden aus Cholesterol synthetisiert. Unter LH – Einfluß werden Androgene in der Theca interna produziert und diffundieren durch die Ba- salmembran in die Granulosazellen, wo sie dann unter Einfluß von FSH zu Östradiol aromatisiert werden (HSUEH et al. 1989). Das beginnende Follikelwachstum im Di- östrus und der daraus resultierende Anstieg der Östrogenproduktion ist notwendig für die endometriale PGF2α-Produktion und somit für die Luteolyse (KING u. EVANS 1988). Östrogene wirken regulierend auf die hypophysäre Gonadotropinfreisetzung.
Sie fördern die LH–Sekretion (BURNS u. DOUGLAS 1981) und die Bildung von LH – Rezeptoren in den follikulären Granulosa– und Theka externa–Zellen (HINES 1987) und hemmen die FSH–Sekretion (ADAMS u. BOSU 1988). Der heranreifende Follikel produziert etwa ab dem achten Tag vor der Ovulation in zunehmender Menge Östro- gene, welche, wie in Abbildung 5 dargestellt, ein bis zwei Tage prä ovulationem ihren Maximalwert erreichen (PATTISON et al. 1974, Sieme 1989). Bis zwei Tage nach der Ovulation sinken sie dann wieder auf diöstrische Basalwerte ab. Die Östradiolwerte
im Plasma von Stuten schwanken über den gesamten Zyklus zwischen 10 und 20 pg/ml (HOPPEN 1995).
2.3.5 Progesteron
Progesteron ist ebenfalls ein Steroidhormonen, wird hauptsächlich in den Theka–
und Granulosazellen des Corpus luteum hergestellt und von dort ausgeschüttet (EVANS u. IRVINE 1975). Progesteron hat eine wichtige Bedeutung für die Zyklus- steuerung und die Erhaltung der Trächtigkeit (NETT et al. 1979). Die Progesteron- synthese ist abhängig von LH und Prostaglandinen (GINTHER 1992). Nach WATSON u. HINRICHS (1988) kommt es bei Stuten bereits vor der Ovulation zu ei- nem Anstieg der Progesteronkonzentration im peripheren Blut, wohingegen MICHEL et al. (1989) in ihren Untersuchungen einen ersten signifikanten Anstieg der Pro- gesteronkonzentration zwischen 4 Stunden vor und 16 Stunden nach der Ovulation feststellen. Etwa 10 Stunden post ovulationem beginnt die Hypertrophie der Granulo- sazellen, auf die eine Luteinisierung folgt. Einen Tag nach der Ovulation lässt sich eine deutlich erhöhte Progesteronsekretion an den Granulosazellen nachweisen (HUGHES et al. 1975), die ihre maximalen Werte etwa 5 Tage post ovulationem er- reicht. Diese Konzentration wird bis zum 13. oder 14. Tag aufrecht erhalten. An- schließend sinkt sie infolge spontaner Luteolyse innerhalb von zwei bis drei Tagen auf den Östruswert ab (HYLAND 1990), was in Abbildung 5 illustriert ist. Die Plasma- konzentrationen von Progesteron betragen nach Einfachovulationen während des Diöstrus etwa 10 ng/ml und nach Doppelovulationen etwa 15,1 ng/ml (URWIN u.
ALLEN 1983). Nach der Luteolyse des Corpus luteum messen MICHEL et al. (1987) eine Progesteronkonzentration unter 0,6 ng/ml. Über einen negativen Feedback–
Mechanismus verursacht Progesteron eine Unterdrückung der GNRH–Freisetzung, eine Reduktion von GNRH–Rezeptoren in der Adenohypophyse und eine Hemmung der LH–Freisetzung. Außerdem scheint Progesteron die FSH–Sekretion zu stimulie- ren (IRVINE 1983b). Im Gegensatz zu ALLEN (1987) beschreibt GINTHER (1992), dass eher ein niedriger Progesteronspiegel als ein hoher Östrogenspiegel rosseaus- lösende Wirkung zeige.
Abbildung 5: Konzentrationen von Gonadotropinen und Steroidhormonen im Plasma im Verlauf eines Zyklus bei der Stute, modifiziert nach ADAMS und BOSU (1988)
2.3.6 Androgene
Zu den Androgenen des weiblichen Sexualzyklus gehören das Testosteron, das Androstendion und das Dehydroepiandrosteron. Testosteron wird unter LH – Kontrol- le in den Theka interna – Zellen des Follikels synthetisiert (WATSON u. HINRICHS 1988). Die Androgene spielen eine ovulationsauslösende Rolle, indem sie mit zu- nehmender Follikelreifung in den Granulosazellen unter FSH – Einfluß zu Östroge- nen aromatisiert werden (FAY u. DOUGLAS 1987).
2.3.7 Inhibin
Neben den Steroidhormonen gibt es auch einen nichtsteroidalen Bestandteil in der Follikelflüssigkeit von Stuten, der laut BERGFELDT und GINTHER (1985) die FSH–
Konzentration im Serum vermindert und das Follikelwachstum hemmt. Bereits 1932 wird der Begriff Inhibin durch McCULLAGH geprägt. Es dauert jedoch über 50 Jahre, bis 1989 von HAMADA et al. das erste Radioimmunoassay vorgestellt wird, das in der Lage ist Inhibin α - Konzentrationen im Plasma zu messen. Im Jahre 1991 entwi- ckeln KNIGHT et al. einen Two Site Immunoradiometric Assay (IRMA), der ein dime- res Inhibin durch Anlagerung je eines Antikörpers an die α - Kette und die ß – Kette erkennt.Im gleichen Jahr entwickeln BETTERIDGE und CRAVEN (1991) den ersten
Two Site Enzyme Linked Immunosorbent Assay (ELISA) und 1993 beschreiben BALY et al. einen Two Site ELISA, der rekombinantes humanes Inhibin A im Serum messen kann. BERGFELDT et al. (1991) weisen immunoreaktives Inhibin im Blut- plasma der Stute nach und stellen eine negative Korrelation zwischen der durch- schnittlichen peripheren Konzentration von Inhibin und FSH fest. DONADEU und GINTHER (2001) schränken den Wirkungsbereich des Inhibin auf die FSH-Sekretion nach ihren Untersuchungen zeitlich ein. Sie stellen fest, dass die Hemmung der FSH- Sekretion durch Inhibin beginnt, wenn der größte Follikel eine Größe von 13 mm er- reicht hat, und endet mit dem erwarteten Zeitpunkt der Deviation. BRIANT et al.
(2000) stellen in ihren Untersuchungen fest, dass eine passive Immunisierung von Stuten gegen Inhibin einen Anstieg der Plasma-FSH-Konzentration zur Folge hat.
Inhibine sind Glykoproteine, die aus zwei durch Disulfidbrücken verbundene α - und ß - Polypeptidketten zusammengesetzt sind (ENGELHARDT et al. 1993). Das voll- ständig synthetisierte Inhibinmolekül besteht aus einer α - (M 18-20 kDa) und einer ß – (M 14 kDa) Untereinheit, die durch Disulfidbrücken miteinander verbunden sind, und aus wesentlich größeren Polypeptidmolekülen entstanden ist. Abbildung 6 ver- deutlicht den Aufbau des Inhibinmoleküls. Jedes Vorläufermolekül verfügt über spezi- fische potentielle proteolytische Spaltungslokalisationen, die das Auffinden verschie- dener Generationen von Inhibinmolekülen und – untereinheiten in Flüssigkeiten go- nadalen Ursprungs (MIYAMATO et al. 1986, KNIGHT et al. 1989) und Granulosazell- kulturen (BICSAK et al. 1988) erklären. Anhand der unterschiedlichen Aminosäure- sequenzen ihrer ß – Untereinheiten differenziert man zwei Formen von Inhibin, das ßA - und das ßB – Inhibin (BURGER u. IGARASHI 1988).
Abbildung 6: Aufbau des Inhibinmoleküls modifiziert nach MEINECKE (2000)
Bei Untersuchungen an Schafen können ENGELHARDT et al. (1993) feststellen, dass die Inhibinproduktion in den Granulosazellen und Thekazellen der Follikel und zwar vor allem in großen Östrogen – sezernierenden Follikeln lokalisiert ist, nur in geringerem Maße wird Inhibin auch in kleinen präantralen Follikeln während der Lu- teal– und Follikelphase gefunden. Die Konzentration des zirkulierenden Inhibins steigt während der Follikelwachstumsphase, fällt ab wenn der Anstieg der LH- Konzentration beginnt und steigt erneut für eine kurze Dauer während der Ovulation an ( NAGAMINE et al. 1998). Die Inhibin ß-mRNA Expression bei Schafen endet bei allen untersuchten dominanten Follikeln mit dem Östradiolabfall nach dem präovula- torischen LH – Gipfel, während die α - mRNA bei 40 % der dominanten Follikel auch nach dem LH – Gipfel noch nachweisbar ist (ENGELHARDT et al.1993). TANAKA et al. (2000) messen in Follikeln > 30 mm einen durchschnittlichen Inhibingehalt von 10±2,14 ng/ml der Follikelflüssigkeit. Das Verhältnis von bioaktivem zu immunoreak- tivem Inhibin bleibt über die Zeit des Zyklus konstant, eine Ausnahme hierzu bildet nur die Zeit nach dem LH – Gipfel, wenn die Inhibin – Bioaktivität abnimmt, während die Inhibin – Immunoreaktivität erhalten bleibt (McNEILLY et al. 1989).
Die Regulation der Inhibinsynthese erfolgt endokrin, parakrin und autokrin (FINDLAY 1993). Zur endokrinen Regulation zählen die Gonadotropine FSH und LH, parakrin wirken EGF (=Epithel-Growth-Factor), TGF-α (Tissue Growth Factor), Interferon-γ und Androstendion und zur autokrinen Regulation gehören IGF-1, TGF-ß, Aktivin und Follistatin. Die Anwesenheit von FSH führt zur Freisetzung von Inhibin. Niedrige Do- sen von LH und hCG wirken im Zusammenhang mit FSH ebenfalls stimulierend auf die Inhibinproduktion, wohingegen hohe Dosen dieser Substanzen hemmend auf die Inhibinproduktion wirken. Weiterhin wirkt IGF-1 synergistisch zu FSH (ZHIWEN et al.
1987a). Nach FSH–Stimulation sind auch Androstendione und Östradiol in der Lage, die Inhibinproduktion von kultivierten Granulosazellen zu steigern (YING et al. 1987), was möglicherweise ein Hinweis darauf sein könnte, dass Androgene aromatisiert werden müssen, um die Inhibinsynthese anregen zu können. Unabhängig von der vorhergehenden Gonadotropinstimulierung der Granulosazellen wirken Aktivin, TGF- ß und Interferon-γ steigernd auf die Inhibinsynthese (SUGINO et al. 1988, FINDLAY et al. 1992). Die Hemmung der Inhibinsynthese durch Follistatin, EGF, TGF-α, Inter- feron-γ und hochdosiertes LH erfolgt in Gegenwart von FSH oder anderen Substan-
zen, die den intrazellulären cAMP – Spiegel erhöhen (FINDLAY et al. 1992).
Die Funktion von Inhibin liegt, wie in Abbildung 7 dargestellt, in der Hemmung der FSH–Synthese. Um Einfluß auf diesen Ablauf zu haben, muß Inhibin vom Ort seiner Synthese über die Blutbahn zur Hypophyse gelangen. Hier angekommen unterbindet Inhibin die Transkription des FSH ß–Gens (ATTARDI et al. 1989) und vermindert die basale FSH–Sekretion (LEE et al. 1982), vermutlich durch eine teilweise Verminde- rung der Expression von GNRH–Rezeptoren an der Zelloberfläche und eine Hem- mung der Proteinkinase C, die eine Rolle bei der Gonadotropinfreisetzung spielt (WANG 1988). Nach Untersuchungen von WEISS et al. (1993), bei denen festgestellt wird, dass Activine und Inhibine um die Activin – Rezeptoren konkurrieren, diskutie- ren die Autoren über die Möglichkeit, dass die Wirkung von Inhibinen, den FSH–
Spiegel zu senken, auf einer Blockade von Activinen und damit nur einer indirekten Beeinflussung beruht. Erwartungsgemäß führt die Anwendung eines Inhibin–
Antiserums bei diöstrischen Stuten zu einem FSH–Anstieg und vermehrter Bildung von Follikeln > 20 mm. Inhibine sind somit wichtig für die Regulation der FSH–
Sekretion und damit auch für die Beendigung der Übergangsphase im Frühjahr (NAMBO et al. 1998). WATSON et al. (2002) stellen in ihren Untersuchungen eine signifikante negative Korrelation zwischen der Plasmainhibin- und der FSH- Konzentration im Zyklus von Stuten fest. Über die autokrine Wirkung von Inhibinen auf die Granulosazellen des Follikels liegen nur wenige, sehr widersprüchliche Un- tersuchungen vor. WOODRUFF et al. (1990) erbringen den Nachweis von Inhibinre- zeptoren an Rattengranulosazellen und folgern aus ihren Untersuchungen, dass In- hibine als lokales Follikelwachstumssignal und Activine hingegen als atresieauslö- sender Faktor anzusehen sei. Hingegen vertritt FINDLAY (1993) die Meinung, dass Activine die Entwicklung präantraler und antraler Follikel fördert und deren frühzeitige Luteinisierung verhindern. In Ratten-granulosazellen können YING et al. (1986,1987) in vitro eine Verminderung der Östrogenproduktion nach Zugabe von porcinem Inhi- bin beobachten, mit bovinem Inhibin ist dieses Ergebnis nicht reproduzierbar (SUGINO et al. 1988), jedoch können GUILBAULT et al (1993) bei ihren Untersu- chungen in der Follikelflüssigkeit dominanter Follikel eine negative Korrelation zwi- schen Inhibinen und dem Östradiol-Androgenverhältnis feststellen. SUGINO et al.
(1988) können nach Zugabe von hohen Dosen bovinem Inhibin einen Abfall der Pro- gesteronproduktion der Rattengranulosazellen feststellen. In Thekazellkulturen von
Ratten zeigt Inhibin parakrine Wirkungen, indem es die LH–induzierte Androgenpro- duktion steigert (HSUEH et al. 1987). Spezielle Angaben zu equinem Inhibin sind bisher in der Literatur noch nicht beschrieben.
Abbildung 7: Mögliche Interaktionen der Inhibine und Activine mit den „klassischen“
Sexualhormonen im System Hypothalamus – Hypophyse – Gonaden nach VALE et al. (1988)
2.3.8 Activin
Ein weiteres Glykoprotein in der Follikelflüssigkeit ist das Activin, das aus jeweils zwei ß – Untereinheiten des Inhibins A und / oder B besteht. Daraus entstehen drei in Abbildung 8 illustrierte verschiedene Formen, die Activine AA, AB und BB. Die Ac- tivine wurden entdeckt, als zwei voneinander unabhängige Gruppen bei dem Ver- such Inhibine aus porciner Follikelflüssigkeit zu isolieren auf Proteinfraktionen trafen, die die FSH-Sekretionen in vitro nicht verminderten, sondern erhöhten (LING et al.
1986, VALE et al. 1986). Mit Hilfe eines Radioimmunoassay, der von SHINTANI et al.
(1991) entwickelt wird, kann Activin A in der Follikelflüssigkeit, nicht jedoch im Plas- ma, gemessen werden.
Abbildung 8: Aufbau der Activine nach MEINECKE (2000)
Activine werden ebenfalls in den Granulosazellen des Ovarfollikels produziert, wei- terhin können Activine jedoch auch von den gonadotropinproduzierenden Zellen der Hypophyse hergestellt werden (MEINECKE 2000). Bei Zusatz von Activinen in eine Thekazellkultur kommt es dosisabhängig zu einer Verminderung der LH – induzierten Androstendionproduktion (HSUEH et al. 1987, HILLIER et al. 1991). Dies führt se- kundär auch zu einer Hemmung der Östrogensynthese, da diese auf die Zufuhr von Androgenen angewiesen sind. Auf die nicht gonadotropininduzierte thecale Androstendionproduktion haben Activine jedoch keinen Einfluß. Laut GINTHER et al.
(2002) stimuliert das Activin A die Aromataseaktivität und die Östradiolsekretion in den Granulosazellen und wirkt demnach dem Inhibin entgegen. Activine fördern laut FINDLAY (1993) die Granulosazelldifferenzierung in präantralen und in frühen antra- len Follikelstadien in autokriner Weise und verhindern die frühzeitige Luteinisierung des Follikels. Mit ihren Wirkungsweisen verlängern die Activine die antralen Stadien der Follikel während ihrer Entwicklung. Diese Hypothese steht im Widerspruch zu den in vivo Studien von WOODRUFF et al. (1990), nach der sie postulieren, dass Activine nach intrabursaler Injektion bei der Ratte zu einer Follikelrückbildung führen.
Um den hier postulierten positiven Feedback – Mechanismus zu beweisen, werden weitere Untersuchungen durch MIYAMOTO et al. (1988) durchgeführt, die das Ge- genteil feststellen, nämlich, dass reine Activine bei weiblichen Ratten zu einer Erhö- hung des FSH – Spiegels im Blut führt. Diese Wirkung relativiert sich jedoch, wenn man bedenkt, dass der Anteil von Activinen an den Glykoproteinen in boviner Folli- kelflüssigkeit lediglich 5 % beträgt und sich damit erklärt, dass die Gesamtheit der
ovariellen Proteine eine vornehmlich inhibitorische Wirkung auf die FSH – Sekretion haben (MILLER et al. 1979). Weiterhin zu berücksichtigen bleibt die Tatsache, dass Activine im Blut an Follistatin gekoppelt und neutralisiert vorliegen.
2.3.9 Follistatin
Follistatin ist ein weiteres dem Inhibin ähnelndes Protein , dass ROBERTSON et al.
(1987) in porciner Follikelflüssigkeit entdecken. Die Bildung des Hormons findet vor allem in den Granulosazellen antraler, präovulatorischer Follikel und in den Corpora lutea statt (SHUKOVSKI et al. 1992). Auch in der Hypophyse, in den Nebennieren, im Knochenmark und in der Niere sind hohe Konzentrationen an Follistatin nach- weisbar (VALE et al. 1994). Follistatin hemmt die Aromataseaktivität und die FSH–
induzierte Inhibinproduktion durch die Verhinderung der Stimulation von FSH–
Rezeptoren durch Activine (XIAO u. FINDLAY 1991), indem es diese an sich bindet und neutralisiert. Damit hemmt es in seiner Wirkung die Förderung der FSH–
Synthese. Durch diese Wirkungsweisen wird Follistatin von FINDLAY et al. (1992) eine Bedeutung für die Follikelatresie und die Follikelluteinisierung zugesprochen. Es wird von VALE et al. (1994) vermutet, dass je zwei Moleküle Follistatin an die zwei β- Untereinheiten eines Activinmoleküls binden. Die Regulation der Synthese erfolgt dosisabhängig durch FSH. In niedriger Dosis wirken außerdem Activine hemmend auf die Follistatin - mRNA Expression, während sie in hohen Dosen stimulierend wir- ken (FINDLAY 1993).
2.3.10 Prostaglandine
Die Prostaglandine haben Gewebshormoncharakter und werden über die Arachidon- säurekaskade synthetisiert. Die Prostaglandin G/H - Synthase (PGHS), welche in zwei Formen als PGHS-1 und PGHS-2 vorliegt, ist das erste für die Biosynthese der Prostaglandine aus der Arachidonsäure notwendige und limitierte Enzym (SMITH 1992, WILLIAMS u. DuBOIS 1996). SIROIS u. DORE (1997) stellen in ihren Unter- suchungen fest, dass der präovulatorische Anstieg der Prostaglandine mit einer granulosazellspezifischen und gonadotropinabhängigen Induktion der PGHS-2 Synthase zusammenhängt. PGHS kann mit Hilfe seiner Cyclooxygenaseaktivität die Arachidonsäure zu PGG2 und dieses mit Hilfe seiner Peroxidaseaktivität zu PGH2
umbilden ( SMITH 1992). PGH2 ist das Ausgangssubstrat für die Synthese aller Prostaglandine, Prostacycline und Thromboxane (WILLIAMS u. DuBOIS 1996). Das Prostaglandin – F2α ist das wichtigste Prostaglandin für die Reproduktionsphysiologie (HORTON u. POYSER 1976). Bildungsstätte der PGF2α- Biosynthese ist das Endo- metrium der Stute (GINTHER u. FIRST 1971). Die Synthese der Prostaglandine be- ginnt unter Progesteron – Einfluß in der zweiten Hälfte des Zyklus. Das Hormon wird dann mit Beginn der Luteolyse unter zunehmendem Östrogeneinfluß pulsatil ausge- schüttet (HYLAND 1990). Die Östrogene führen weiterhin zu einer Zunahme der Oxytocinrezeptoren im Endometrium, beenden die Prostaglandin Synthese und sti- mulieren deren Ausschüttung. (McCRACKEN et al. 1999, STOUT et al. 1998). Die Luteolyse des Gelbkörpers wird eingeleitet durch die Reduzierung der Durchblutung des Gelbkörpers, der Abnahme der LH – Rezeptoren und dem kompetitiven Antago- nismus von LH und PGF2α, sowie einer Hemmung der Cholesterol – und Steroid- synthese aus Lipoproteinen (ROSER et al. 1982). Nach Untersuchungen von KORDIAN (1978) und SIROIS u. DORE (1997) kommt es präovulatorisch in der Fol- likelflüssigkeit zu einem Anstieg von PGE2 und PGF. In den Granulosazellen und den Thekazellen der Follikel entstehen die Prostaglandine PGF2α und PGE2, die im Rah- men der Ovulation eine bedeutende Rolle spielen. Unter ihrem Einfluß kommt es zur Aktivierung von Kollagenasen (REICH et al. 1991) und vor allem das PGF2α bewirkt eine Kontraktion der Muskelfasern in der Theka externa. Beide Vorgänge unterstüt- zen die Ruptur der Follikelwand und die Freisetzung der Eizelle.
2.3.11 Östradiol– und Progesteronkonzentrationen im peripheren Blut
Die im Blut gemessenen Konzentrationen dieser Steroide verhalten sich je nach ver- wendetem Assay und der Individualität der Stuten nach sehr unterschiedlich (GINTHER 1992). Im späten Diöstrus liegt die Plasmaöstrogenkonzentration bei etwa 4 pg/ml. Mit Beginn des Östrus fangen sie unter FSH-Einfluß kontinuierlich auf Werte über 12 pg/ml an zu steigen (GINTHER 1992), bevor sie ein bis zwei Tage prä ovula- tionem Werte bis zu 20 pg/ml erreichen und am Tage der Ovulation bereits wieder zu sinken anfangen (KOSKINEN et al. 1989). Nach HOPPEN (1995) schwanken die Östradiolwerte im Plasma von Stuten normalerweise während des gesamten Östrus zwischen 10 und 20 pg/ml. Im Diöstrus erreichen die peripheren Plasmaprogeste-
ronwerte der Stute 5-10 Tage nach der Ovulation ihren Höchstwert von 6-10 ng/ml (STABENFELDT et al. 1972, NETT et al. 1976, PALMER 1978 u. GINTHER 1992).
Während der Rosse sinkt die Progesteronkonzentration. In der Literatur werden un- terschiedliche Werte zwischen 0,02-0,04 ng/ml (HOPPEN 1995) und 1 ng/ml (PALMER 1978 u. GINTHER 1992) angegeben, wobei eine Plasmaprogesteronkon- zentration von 1 ng/ml als Schwellenwert für den Beginn einer Rosse gilt. (NEELY 1983, ADAMS und BOSU 1988, MICHEL 1989 u. SIEME 1989). Nach GINTHER (1992) und MEINECKE et al. (1987) fallen die Progesteronkonzentrationen im Plas- ma fünf bis sechs Tage vor der Ovulation auf unter 0,05 ng/ml.
2.4 Die Follikelflüssigkeit
2.4.1 Zusammensetzung der Follikelflüssigkeit 2.4.1.1 Steroide:
Östradiol ist das dominierende Steroid der präovulatorischen Follikelflüssigkeit. Es wird im heranreifenden Follikel unter Einfluß von LH und FSH gebildet und nach MEINECKE et al. (1987) ist seine Konzentration proportional zum Follikeldurchmes- ser. LH stimuliert in den Thekazellen die Androgensynthese, die Androgene passie- ren die Basalmembran und gelangen in die Granulosazellen, wo sie unter FSH Einfluß zu Östrogenen aromatisiert werden. Östrogene wirken mitosestimulierend, wodurch sie in der Lage sind, die Granulosazellen und seine FSH–Rezeptoren zu vermehren, womit die weitere Synthese des FSH abhängigen Östrogens sicherge- stellt wird. Nur wenn das Mikromilieu des Follikels zu diesem kritischen Zeitpunkt durch Östrogene geprägt bleibt und nicht zunehmend androgenisiert wird, kann er dominant gegenüber den anderen Follikeln werden. Am Follikel induzieren die Östro- gene das Einsprossen von Blutgefäßen in die Theka interna, womit die negative, hy- pophysäre Feedback – Wirkung der Östrogene auf die FSH – Synthese teilweise wieder aufgehoben wird, da durch die erhöhte Blutzufuhr mehr FSH – Moleküle den Follikel erreichen und an die zuvor synthetisierten FSH – Rezeptoren binden können.
Im präovulatorischen, dominanten Follikel induzieren die Östrogene die Ausbildung von LH – Rezeptoren an den Granulosazellen. (MEINECKE 2000). Nach Untersu- chungen von COLLINS et al. (1997) variieren die Östrogenkonzentrationen in der
Follikelflüssigkeit während des Östrus zwischen 248 und 3102 ng/ml. In der Wachs- tumsphase des dominanten Follikels findet er Konzentrationen von 1083±489 ng/ml, mit einem Peak von 3102±510 ng/ml im präovulatorischen Follikel, einer Konzentrati- on von 2039±234 ng/ml im Ovulationsfollikel und einem signifikanten Abfall der Kon- zentration von 248±131 ng/ml im präovulatorisch luteinisierten Follikel. Auch OKOLSKI et al. (1994) berichten von einer hohen Variabilität gemessener Hormon- konzentrationen. Diesen Angaben stehen die Ergebnisse der Untersuchungen von RÖDIGER et al. (2000) entgegen, die 40 bis 50 mal geringere mittlere Östradiolkon- zentrationen in der Follikelflüssigkeit gemessen haben. Nach Untersuchungen von BOGH et al. (2000) liegen die mittleren Östradiolkonzentrationen in den Tagen zwi- schen 14 und 18 nach der Ovulation zwischen 125,6 und 261,2 ng /ml.
Das Progesteron hat seine Hauptfunktion in der Zyklussteuerung und in der Erhal- tung der Trächtigkeit (NETT et al. 1979). Im Diöstrus wirkt es hemmend auf die Puls- frequenz der GNRH – Sekretion. Es wird hauptsächlich in den Luteinzellen des Cor- pus luteum synthetisiert. Große Luteinzellen entstehen unter LH – Einfluß aus den Granulosazellen des ehemaligen Follikels, kleine Luteinzellen aus den Thekazellen der Follikel. Die mittlere Progesteronkonzentration während der Follikelwachstums- phase beträgt nach COLLINS et al. (1997) 13±2 ng/ml, im präovulatorischen Follikel 43±10 ng/ml, im Ovulationsfollikel 819±53 ng/ml und im präovulatorisch luteinisierten Follikel 6964±1262 ng/ml. Die Untersuchungen von RÖDIGER et al. (2000) decken sich mit diesen Ergebnissen.
Testosteron ist das bedeutendste Androgen und als Substrat für die Östrogensyn- these im Follikel wichtig (FAY u. DOUGLAS 1987). Vor der Ovulation kann ein deutli- cher Abfall der Östrogenkonzentration in der Follikelflüssigkeit beobachtet werden.
Dieser wird auf eine Reduzierung der Aromataseaktivität zurückgeführt. Durch feh- lenden Verbrauch der Androgene für die Östrogenproduktion und die erhöhte Andro- genproduktion der Thekazellen durch Beeinflussung des präovulatorisch ansteigen- den LH-Spiegels kommt es zur Anreicherung dieser Substanzen in der Follikelflüs- sigkeit. GUILBAULT et al (1993) können bei ihren Untersuchungen in der Follikelflüs- sigkeit dominanter Follikel eine negative Korrelation zwischen Inhibinen und dem Östradiol-Androgenverhältnis feststellen. Das sonst sehr weite Östradiol-Androgen- Verhältnis wird enger. In einigen subordinanten Follikeln kommt es zu einer
Umkehrung des Verhältnisses zu Gunsten der Androgene. Wenn die Testosteron- konzentration in der Follikelflüssigkeit höher ist als die Östradiolkonzentration, befin- det sich der Follikel im Prozeß der Atresie.
2.4.1.2 Glykoproteine:
FSH und LH aus der Hypophyse sind in der Follikelflüssigkeit deutlich niedriger kon- zentriert als im Blutplasma (FAY u. DOUGLAS 1987) und sind wichtig für die Steu- erung der Östrogensynthese und der Luteinisierung und damit zunehmenden Pro- gesteronsynthese im Follikel und späteren Corpus luteum. Die Glykoproteine Inhibin und Activin, die in den Granulosazellen antraler Follikel synthetisiert werden, sind in der Follikelflüssigkeit etwa tausendfach höher konzentriert als im peripheren Blut.
(BERGFELDT et al. 1991).
2.4.1.3 Arachidonsäurederivate:
Zur Gruppe der Arachidonsäurederivate gehören die Prostaglandine PGF2α und PGE2 und weiterhin Thromboxan B2 und Prostacyclin. Vor der Ovulation kommt es in der Follikelflüssigkeit zu einem deutlichen Anstieg, vor allem der PGF2α-Fraktion (SIROIS u. DORE 1997). Nach Untersuchungen von ARMSTRONG et al. (1974) führt eine Hemmung der Prostaglandin – Synthese zu einer Ovulationsverhinderung.
2.4.1.4 Lipoproteine:
Das für den Sexualzyklus wichtige Lipoprotein in der Follikelflüssigkeit ist das Cho- lesterol. Es dient als Ausgangssubstanz für die Steroidsynthese. Die Cholesterolkon- zentration korreliert nicht signifikant mit der Größenzunahme der Follikel und wird nur in einer Konzentration von 0,5±0,1 ng/ml in der Follikelflüssigkeit nachgewiesen (BELIN et al. 2000). HDL (high density lipoproteins) und VHDL (very high density li- poproteins) sind dagegen in größeren Mengen nachweisbar (LE GOFF, 1994).
2.4.1.5 Gerinnungsfaktoren:
In der Follikelflüssigkeit sind einige, jedoch nicht alle Gerinnungsfaktoren des Blutes nachweisbar. Prä ovulationem darf es nicht zur Gerinnung der Follikelflüssigkeit kommen, post ovulationem muß jedoch ein Thrombus gebildet werden, um die ent- standene Blutung zu stoppen, und das entstandene Corpus hämorrhagicum in einen Gelbkörper umbauen zu können. HAAK konnte 1987 einen Anstieg der Thrombozy- tenzahl zur Ovulation gefolgt von einem postovulatorischen Abfall feststellen, was SIEME (1989) bestätigte und weiterhin feststellte, dass die Thromozytenkonzentrati- onskurve in der Tendenz einen ähnlichen Verlauf aufweist wie die Östradiolkurve.
Diese Erkenntnis lässt sich jedoch für eine praxisrelevante Prädiktion des Ovulati- onszeitpunktes nicht verwenden.
2.4.1.6 Biochemische Zusammensetzung:
Nach Untersuchungen von COLLINS et al. (1997) enthält die Follikelflüssigkeit im Prinzip die Substanzen des Blutes, unterscheidet sich aber in der Konzentration eini- ger biochemischer Parameter. Sämtliche Lipide sind in der Follikelflüssigkeit höher dosiert als im Blut, Harnstoff und Kreatinin sind ebenfalls höher konzentriert, hinge- gen liegt beipielsweise Bilirubin in niedrigerer Konzentration als im Blut vor. Auch Glukose sowie sämtliche Proteine liegen in der Follikelflüssigkeit in niedrigerer Kon- zentration vor. Die Elektrolyte und Spurenelemente wie Calcium, Chloride und anor- ganische Phosphate liegen in der Follikelflüssigkeit teilweise erhöht vor, während beispielsweise Magnesium und Natrium in niedrigerer Konzentration als im Blut vor- liegen.
2.4.2 Funktion der Follikelflüssigkeit
Durch den von COLLINS et al. (1997) nachgewiesenen Glukosemetabolismus in der Follikelflüssigkeit lässt sich schlussfolgern, dass eine wichtige Funktion der Follikel- flüssigkeit in der Ernährung der Zellen des Follikels und vor allem der Eizelle liegt.
HINRICHS et al. (1995) vermuten, dass die Follikelflüssigkeit Substanzen enthält, die die zu frühzeitige Reifung der Eizelle verhindern und sie nach der Ovulations-
induktion wiederum vorantreiben können (HINRICHS et al. 1990). Nach TOWNSON und GINTHER (1989) gelangt nur ein geringer Anteil der Follikelflüssigkeit mit der Eizelle in den Eileiter, der größere Anteil gelangt wahrscheinlich in die Bauchhöhle.
2.4.3 Gewinnung der Follikelflüssigkeit am lebenden Pferd
Das wohl aufwendigste Verfahren zur Gewinnung von Follikelflüssigkeit ist die Lapa- ratomie. VOGELSANG et al. (1986, 1988) eröffnen an 17 stehenden Shetlandpony- stuten die Bauchhöhle in der paralumbalen Flankengegend, um nach Durchtrennung der Gewebeschichten das ipsilateral liegende Ovar freizulegen, um die zu ihm gehö- renden Follikel punktieren zu können. Die laparoskopische Follikelpunktion ist nur beim Rind beschrieben, LAMBERT et al. (1983) wählen als Zugang für das Endo- skop die rechte Flanke, während REICHENBACH et al. (1994) eine transvaginale Endoskopie zur Follikelpunktion bevorzugen. Mit dieser weniger invasiven Methode ist es ihnen möglich, den Eingriff problemlos mehrmals durchzuführen. VOGELSANG et al. (1986, 1988) beschreiben erstmals die Möglichkeit einer transabdominalen, direkten Follikelpunktion, indem sie nach chirurgischer Vorbereitung die Bauchdecke mit einer 15 cm langen Nadel mit Mandrin durchstechen und das Ovar von rektal erst dann an die sich abdominal befindliche Nadel heranführen, um die Follikel zu punk- tieren. KAISER et al. (1998) modifizieren diese Methode dahingehend, dass sie das Ovar bereits bei Durchstechung der Bauchwand an entsprechender Stelle fixieren, um die Nadel direkt aus der Bauchwand in den Follikel zu stechen, um diesen zu punktieren und die Follikelflüssigkeit zu aspirieren. Sie beschreiben diese Methode als praxisrelevant und vollkommen komplikationsfrei. Eine weitere Möglichkeit der Gewinnung von Follikelflüssigkeit ist die von BRÜCK et al. (1992) beschriebene ultraschallgeleitete transvaginale Follikelpunktion, bei der ein Ultraschallgerät mit ei- nem 6 MHz Sektorschallkopf mit einem Führungsrohr für die 50 cm lange Punktions- kanüle verwendet wird. Das Führungsrohr mit Ultraschallkopf und Punktionsnadel wird im kranialen Scheidengewölbe platziert, und der Operateur drückt den rektal erfassten Eierstock gegen den in der Vagina befindlichen Schallkopf. Am Bildschirm ist die Nadel als Linie zu erkennen. Wenn diese Linie direkt vor dem zu punktieren- den Follikel liegt, wird die Nadel vorgeführt und der Follikel punktiert. Über einen an die Nadel angeschlossenen Schlauch wird mit einer 50 ml Spritze ein Vakuum
erzeugt und die Follikelflüssigkeit abgesaugt. BOGH et al. (2000) berichten, dass einige Tage nach der Punktion großer Follikel (> 30mm) im Ultraschallbild echogene Strukturen, wie Corpora lutea aussehend, aufgefunden werden.
2.5 Ovarzysten beim Pferd
Schon im Jahre 1919 stellt HINRICHS im Rahmen von pathologisch–anatomischen Untersuchungen an Ovarien die Behauptung auf, dass er bei 100 untersuchten Stu- ten in 65 Fällen Zysten in den Ovarien entdeckt hat. Er definiert Zysten als Blasen oder Bläschen mit einer derben Wand, die einen anders gearteten Inhalt von mehr oder weniger flüssiger Konsistenz aufweisen. Im Jahre 1925 teilt HARMS die dege- nerativen Veränderungen, die mit Zystenbildung einhergehen in drei Arten ein: die kleinzystische Degeneration ( Hydrops folliculorum ), Zysten, die aus dem Drüsen- epithel entstehen ( Kystome ), und zystischen Neubildungen, die aus der Entwicklung von Resten foetaler Anlagen entstehen ( Dermoidzysten oder zystische Teratome ).
PFANNENSTIEL (1925) korrigiert diese Aussage insofern, als dass er nur epithellose Zysten für Follikelzysten hält, alle anderen bis dahin so bezeichneten Zysten seien Neoplasien des Eierstocks.
Im Gegensatz zum Pferd sind Follikelzysten beim Rind schon seit dem letzten Jahr- hundert bekannt und definiert. Es gibt beim Rind ein recht häufiges Vorkommen von Ovarialzysten, in Milchkuhherden werden bei 6–40 Prozent der Tiere einmal oder wiederholt Ovarialzysten diagnostiziert (ZERBE et al. 1999). Bei der Kuh werden Ovarialzysten als persistierende ehemalige GRAAFsche Follikel eines anovulatori- schen Zyklus mit abgestorbener Eizelle definiert. Nach ROCHE et al. (1996) entste- hen Ovarialzysten, wenn LH nur ungenügend oder gar nicht aus der Hypophyse in das Blut abgegeben wird. Bei nur ungenügender Abgabe von LH kommt es zur Ent- stehung einer Follikel-Lutein-Zyste, deren Durchmesser mehr als 2,5 cm beträgt und deren mindestens 3 mm dicke Wand luteinisiert ist. Ihre Bedeutung für die Beeinflus- sung der Fertilität wird unterschiedlich diskutiert, nach GRUNERT und ZERBE (1997) bilden sich derartige Zysten zyklusgerecht zurück. Bei fehlender Freisetzung von LH aus der Hypophyse kommt es zur Bildung von Follikel-Theka-Zysten, die nach LEIDL et al. (1979) 70-93 % der Ovarialzysten beim Rind ausmachen. Der Durchmesser der Follikel-Theka-Zysten beträgt meist ebenfalls mindestens 2,5 cm, die Wandstärke ist
aber sehr viel geringerer als die der Follikel-Lutein-Zysten und produziert im Gegen- satz zu diesen nur sehr wenig Progesteron. Die Follikel-Theka-Zysten können zu ei- ner Blockade des Sexualzyklus über eine längere Zeit führen. (ZERBE et al. 1999).
BRAUN et al. (1988a) diskutieren, ob das auf eine GnRH-Applikation bei Kühen mit Ovarialzystensyndrom unterschiedlich reagierende Ansprechverhalten von LH und FSH auf einen unterschiedlichen Feedbackmechanismus zurückzuführen ist. Sie stellen sich die Frage, ob die FSH-Ausschüttung selektiv durch hohe Plasmainhibin- gehalte gehemmt wird. Tatsächlich können in diesen Untersuchungen signifikant er- höhte Inhibingehalte in der Zystenflüssigkeit bei gleichzeitig erniedrigten FSH-Werten gefunden werden. Die Follikel-Lutein- Zysten sollen nach Meinung von ZERBE et al.
(1999) nur bei gleichzeitigem Vorliegen einer Pyometra oder aus ökonomischen Be- weggründen therapiert werden, da sie sich in der Regel zyklusgerecht zurückbilden.
Eine Therapie ist mit einer Verabreichung von Prostaglandin-F2α möglich. Die Folli- kel-Theka-Zyste kann durch Verabreichung von GnRH oder seiner Analoga sowie durch hCG therapiert werden, aber auch Progesteron abgebende Spiralen sind hier therapeutisch einsetzbar. Nach Untersuchungen von LOPEZ-GATIUS et al. (2001) führt die Therapie von Ovarialzysten mit einer PRID – Spirale in Kombination mit ei- ner einmaligen Gabe von GnRH zum Zeitpunkt des Einsetzens und einer einmaligen Gabe von PGF2α zum Zeitpunkt der Herausnahme der Spirale zu den besten Frucht- barkeitsergebnissen von Milchkühen im Vergleich zu der Therapie mit GnRH und PGF2α in Kombination.
Versuche zur Schaffung von Definitionen bezüglich solcher pathologischen Verände- rungen an Pferdeovarien finden statt als DAY (1939) den Begriff des zystischen O- vars beim Pferd formt. CORDES (1969) spricht von einem zystischen ovariellen Syn- drom und HUGHES et al. (1980) von anovulatorischen Follikeln bei der Stute. Nach Ansicht von GINTHER (1979) und ENGLAND (1996) gibt es keine zystischen Follikel im Ovar der Stute, die den bei Rindern vorkommenden Follikelzysten entsprechen, wohingegen BOSU et al. (1982) nach einer Fünf–Jahres-Studie über equine ovarielle Probleme berichten, dass in 6 von insgesamt 30 untersuchten Stuten eine Ovarve- ränderung in Form eines anovulatorischen, persistierenden Follikels vorgelegen ha- be. Doch auch zu diesem Zeitpunkt gibt es noch keine einheitliche Definition über diese Art der Ovarveränderung beim Pferd.
