Ovarzysten beim Pferd

Schon im Jahre 1919 stellt HINRICHS im Rahmen von pathologisch–anatomischen Untersuchungen an Ovarien die Behauptung auf, dass er bei 100 untersuchten Stu-ten in 65 Fällen ZysStu-ten in den Ovarien entdeckt hat. Er definiert ZysStu-ten als Blasen oder Bläschen mit einer derben Wand, die einen anders gearteten Inhalt von mehr oder weniger flüssiger Konsistenz aufweisen. Im Jahre 1925 teilt HARMS die dege-nerativen Veränderungen, die mit Zystenbildung einhergehen in drei Arten ein: die kleinzystische Degeneration ( Hydrops folliculorum ), Zysten, die aus dem Drüsen-epithel entstehen ( Kystome ), und zystischen Neubildungen, die aus der Entwicklung von Resten foetaler Anlagen entstehen ( Dermoidzysten oder zystische Teratome ).

PFANNENSTIEL (1925) korrigiert diese Aussage insofern, als dass er nur epithellose Zysten für Follikelzysten hält, alle anderen bis dahin so bezeichneten Zysten seien Neoplasien des Eierstocks.

Im Gegensatz zum Pferd sind Follikelzysten beim Rind schon seit dem letzten Jahr-hundert bekannt und definiert. Es gibt beim Rind ein recht häufiges Vorkommen von Ovarialzysten, in Milchkuhherden werden bei 6–40 Prozent der Tiere einmal oder wiederholt Ovarialzysten diagnostiziert (ZERBE et al. 1999). Bei der Kuh werden Ovarialzysten als persistierende ehemalige GRAAFsche Follikel eines anovulatori-schen Zyklus mit abgestorbener Eizelle definiert. Nach ROCHE et al. (1996) entste-hen Ovarialzysten, wenn LH nur ungenügend oder gar nicht aus der Hypophyse in das Blut abgegeben wird. Bei nur ungenügender Abgabe von LH kommt es zur Ent-stehung einer Follikel-Lutein-Zyste, deren Durchmesser mehr als 2,5 cm beträgt und deren mindestens 3 mm dicke Wand luteinisiert ist. Ihre Bedeutung für die Beeinflus-sung der Fertilität wird unterschiedlich diskutiert, nach GRUNERT und ZERBE (1997) bilden sich derartige Zysten zyklusgerecht zurück. Bei fehlender Freisetzung von LH aus der Hypophyse kommt es zur Bildung von Follikel-Theka-Zysten, die nach LEIDL et al. (1979) 70-93 % der Ovarialzysten beim Rind ausmachen. Der Durchmesser der Follikel-Theka-Zysten beträgt meist ebenfalls mindestens 2,5 cm, die Wandstärke ist

aber sehr viel geringerer als die der Follikel-Lutein-Zysten und produziert im Gegen-satz zu diesen nur sehr wenig Progesteron. Die Follikel-Theka-Zysten können zu ei-ner Blockade des Sexualzyklus über eine längere Zeit führen. (ZERBE et al. 1999).

BRAUN et al. (1988a) diskutieren, ob das auf eine GnRH-Applikation bei Kühen mit Ovarialzystensyndrom unterschiedlich reagierende Ansprechverhalten von LH und FSH auf einen unterschiedlichen Feedbackmechanismus zurückzuführen ist. Sie stellen sich die Frage, ob die FSH-Ausschüttung selektiv durch hohe Plasmainhibin-gehalte gehemmt wird. Tatsächlich können in diesen Untersuchungen signifikant er-höhte Inhibingehalte in der Zystenflüssigkeit bei gleichzeitig erniedrigten FSH-Werten gefunden werden. Die Follikel-Lutein- Zysten sollen nach Meinung von ZERBE et al.

(1999) nur bei gleichzeitigem Vorliegen einer Pyometra oder aus ökonomischen Be-weggründen therapiert werden, da sie sich in der Regel zyklusgerecht zurückbilden.

Eine Therapie ist mit einer Verabreichung von Prostaglandin-F_2α möglich. Die Folli-kel-Theka-Zyste kann durch Verabreichung von GnRH oder seiner Analoga sowie durch hCG therapiert werden, aber auch Progesteron abgebende Spiralen sind hier therapeutisch einsetzbar. Nach Untersuchungen von LOPEZ-GATIUS et al. (2001) führt die Therapie von Ovarialzysten mit einer PRID – Spirale in Kombination mit ei-ner einmaligen Gabe von GnRH zum Zeitpunkt des Einsetzens und eiei-ner einmaligen Gabe von PGF2α zum Zeitpunkt der Herausnahme der Spirale zu den besten Frucht-barkeitsergebnissen von Milchkühen im Vergleich zu der Therapie mit GnRH und PGF2α in Kombination.

Versuche zur Schaffung von Definitionen bezüglich solcher pathologischen Verände-rungen an Pferdeovarien finden statt als DAY (1939) den Begriff des zystischen O-vars beim Pferd formt. CORDES (1969) spricht von einem zystischen ovariellen Syn-drom und HUGHES et al. (1980) von anovulatorischen Follikeln bei der Stute. Nach Ansicht von GINTHER (1979) und ENGLAND (1996) gibt es keine zystischen Follikel im Ovar der Stute, die den bei Rindern vorkommenden Follikelzysten entsprechen, wohingegen BOSU et al. (1982) nach einer Fünf–Jahres-Studie über equine ovarielle Probleme berichten, dass in 6 von insgesamt 30 untersuchten Stuten eine Ovarve-ränderung in Form eines anovulatorischen, persistierenden Follikels vorgelegen ha-be. Doch auch zu diesem Zeitpunkt gibt es noch keine einheitliche Definition über diese Art der Ovarveränderung beim Pferd.

Nach Untersuchungen von NEELY (1983) treten persistierende Follikel äußerst sel-ten, wenn dann aber vor allem in der Übergangsphase im Frühjahr auf. Er definiert persistierende Follikel als bis zu 15 cm große, flüssigkeitsgefüllte Strukturen, die bis zu 60 Tage bestehen können. Diese Definition von persistierenden Follikeln wird von MEYERS (1995) und McCUE (1998) bestätigt und KESLER (1982) postuliert darü-berhinaus, dass persistierende anovulatorische Follikel bei der Stute dem zystischen ovariellen Syndrom des Rindes ähnlich seien. Die Ursache für nicht stattfindende Ovulationen sieht McKINNON (1997) in einer ungenügenden GnRH–Stimulation der Hypophyse, wohingegen Pierson (1993) postuliert, dass der Follikel selbst nicht ge-nügend Östrogene produziert, um eine Ovulationsinduktion herbeizuführen.

GINTHER (1992) erklärt die Entstehung hämorrhagischer anovulatorischer Follikel, die mit dem Begriff persistierenden anovulatorischen Follikeln gleichzusetzen seien, mit Blutungen in das Lumen eines präovulatorischen Follikels. SEAMAN und SHARP (1982) beschreiben das Auftreten persistierender anovulatorischer Follikel (PAF) ausschließlich in der Übergangszeit, welche durch einen fehlenden positiven Feed-back des Östradiols auf die LH Abgabe entstehen. Die Untersuchungen von KAISER et al. (1998) beschäftigen sich mit der Punktion von persistierenden Follikeln. Dabei werden 76% aller persistierenden Follikel in den Monaten März und April diagnosti-ziert. Das durchschnittliche Alter der Stuten mit persistierenden Follikeln beträgt in diesen Untersuchungen 8,94 Jahre. KAISER et al. (1998) beobachten keine echoge-nen Partikel im Follikellumen der persistierenden Follikel. 70% der Stuten zeigen eine zunächst normale Rosse, die dann deutlich verlängert ist und mit einem dominanten Follikel einhergeht, der keinerlei Bereitschaft zur Ovulation zeigt. McCUE (2002) be-richtet, dass in einer über 5 Jahre dauernden Studie 8,2 % aller untersuchten Stuten einen persistierenden anovulatorischen Follikel aufzeigen. Der durchschnittliche per-sistierende anovulatorische Follikel in dieser Studie ist 5,9 cm groß und die Häufig-keit des Auftretens solcher Follikel steigt mit dem Alter der Stuten. Das durchschnitt-liche Alter der Stuten mit persistierenden anovulatorischen Follikeln beträgt 15,4 Jah-re. Das Intervall zwischen zwei Ovulationen beträgt bei den betroffenen Stuten durchschnittlich 38,5 Tage, die durchgeführten Besamungen während dieser Zyklen führen in keinem Fall zur Trächtigkeit. 14,3 % der untersuchten persistierenden ano-vulatorischen Follikel zeigen keinerlei echogene Partikel im Lumen des Follikels und haben Progesteronwerte unter 1 ng/ml. 85,7 % der Follikel zeigen echogenes

Gewe-be im Ultraschallbild mit entsprechend hohen Progesteronwerten üGewe-ber 1 ng/ml. Nach Analyse der Progesteronkonzentrationen dieser Stuten errechnet er eine signifikante Korrelation zwischen der Echogenität der Follikel im Ultraschallbild und der Höhe der Progesteronkonzentration im Plasma. McCUE postuliert nach dieser Untersuchung, dass die anechogenen persistierenden anovulatorischen Follikel im Prinzip den Folli-kel-Theka-Zysten des Rindes entsprechen und die echogenen persistierenden ano-vulatorischen Follikel den Follikel-Lutein-Zysten des Rindes ähneln. Er fordert ein Überdenken der These, dass es keine Zysten auf Pferdeovarien gibt. Die von McCUE angesprochene Therapiemöglichkeit PGF_2α zu verabreichen, ist nur in be-schränktem Maße bei echogenisierten persistierenden anovulatorischen Follikeln erfolgreich, die luteales Gewebe enthalten, welches auf dieses Hormon reagiert.

KAISER et al. (1998) beschreiben die transabdominale Punktion des Follikels als praxisrelevante Therapiemöglichkeit.

3 Eigene Untersuchungen 3.1 Material und Methoden

Der experimentelle Teil der vorliegenden Dissertation wurde jeweils in der Zeit von Februar bis August der Jahre 2001 und 2002 durchgeführt. Aufgrund der saisonalen Zyklustätigkeit der Stuten waren die Untersuchungen nur in diesen Monaten möglich.

Sie fanden hauptsächlich auf Besamungsstationen des Verbandes der Züchter des Holsteiner Pferdes in Schleswig-Holstein, teilweise aber auch an verschiedenen Or-ten in Niedersachsen und Mecklenburg-Vorpommern statt.

3.1.1 Versuchstiere

Stuten mit anovulatorischen Follikeln, die im Rahmen dieser Dissertation zur Unter-suchung ausgewählt wurden, sind sämtlich Warmblutstuten zwischen fünf und zwan-zig Jahren, die größtenteils aus dem Zuchtgebiet Schleswig-Holstein, vereinzelt aber auch aus Hannover, Oldenburg und Mecklenburg-Vorpommern stammen. In der Be-samungssaison 2001 wurden sieben Stuten in diese Untersuchungen einbezogen, im Jahre 2002 waren es 13 Stuten. Insgesamt wurden also 20 Stuten untersucht.

Einige Stuten wurden mehrmals vorgestellt. Die Pferde entstammten diversen Zucht-betrieben und wurden individuell verschieden in Boxen oder auf der Weide gehalten.

Die Stuten waren klinisch gesund und wiesen einen guten bis sehr guten Ernäh-rungszustand auf. Die Punktion der persistierenden Follikel fand in den Monaten Februar bis Juli der Jahre 2001 und 2002 statt, hauptsächlich wurden diese aber in den Monaten März und April, wie in Abbildung 11 dargestellt, durchgeführt (72,2%

der Punktionen).

3.1.2 Kontrolltiere

Am 28.April 2001 wurde eine Kontrollstute, die als Abprobierstute beim Holsteiner Verband diente, in die Untersuchungen mit einbezogen, im Juni und Juli 2002 wurde die Kontrollgruppe aus 10 Stuten des Forschungsinstituts für die Biologie landwirt-schaftlicher Nutztiere in Rostock-Dummersdorf gebildet. Diese Warmblutstuten im Alter von 8 bis 16 Jahren zeigten in der Vergangenheit einen regelmäßigen Sexual-zyklus. Drei von diesen Stuten hatten schon Fohlen zur Welt

gebracht, die anderen acht sind Maidenstuten. Das Durchschnittsalter der Kontroll-stuten betrug 11,6 Jahre. Die Stuten erhielten der Witterung entsprechend tagsüber Weidegang und wurden nachts in Boxen auf Stroh gehalten und mit Heu und Hafer gefüttert. Wasser erhielten sie per Selbsttränke ad libitum. Die Kontrollstute im Jahr 2001 war eine 4-jährige Holsteiner Stute, die noch keinem Hengst zugeführt wurde.

Sie wurde täglich abprobiert und nach Eintreten einer deutlichen äußeren Rosse und rektaler palpatorischer und sonographischer Untersuchung transabdominal punktiert, als der Follikel 4,5 cm im Durchschnitt groß war und eine weiche Konsistenz aufwies aufgrund derer eine baldige Ovulation zu erwarten war. Die Kontrollstuten des For-schungszentrums zeigten vor der Punktion sämtlich gute äußere Rossen und wurden einen Tag vor der Punktion im Falle eines vorliegenden dominanten Follikels, der mindestens 4 cm groß war, mit 3000 I.E. hCG (Ovogest ) i.v. vorbehandelt, um ei-nen möglichst über-einstimmenden Zyklusstand zu gewährleisten. Diese Stuten stammen aus einem Bestand der Forschungsgruppe um Prof. W. Kanitz, die sich mit der Gewinnung und anschließenden Reifung unreifer Eizellen in vitro beschäftigt. Am Forschungszentrum wurden die Stuten transvaginal punktiert.

3.1.3 Gynäkologische Untersuchungsmethoden

Die vorgestellten Stuten wurden an einem Probierhengst auf ihre äußeren Rossean-zeichen hin kontrolliert. Dabei wird auf die Duldung des Hengstes, das Heben des Schweifes und das sogenannte ″ Blitzen ″ der Klitoris geachtet. Bei Vorhandensein aller drei äußeren Rossesymptome wird die Stute als rossig mit einem ″ + ″ , im ne-gativen Fall mit einem ″ – ″ und im unklaren Fall mit einem ″ ? ″ bezeichnet. Die Be-zeichnung der Stute als rossig differenzierte man genauer, indem ein ″+ ″, ″ ++ ″ o-der ″ +++ ″ notiert wurde. Wenn die Stute rossig war, wurde sie einer rektalen palpa-torischen und sonographischen (7,5 MHz Linear Array Scanner, 100 Falco Vet, Pie Medical, Pie Data) Untersuchung unterzogen. Hierbei wurden alle Befunde am Ute-rus und den Ovarien der Stuten protokolliert. Dies erfolgte dann alle 24 Stunden bis zur Feststellung einer erfolgten Ovulation. Die Untersuchungsergebnisse wurden nach dem gynäkologischen Untersuchungsschema von Prof. Klug festgehalten. Ne-ben den Follikelbefunden erfolgte eine Aufzeichnung über die Verabreichung luteoly-tischer oder ovulationsinduzierender Substanzen.

3.1.4 Diagnosekriterien

Um die Diagnose ″Vorhandensein eines persistierenden anovulatorischen Follikels″

zu stellen, mussten folgende Kriterien erfüllt sein:

1.) Die Stute hatte einen oder zwei dominante Follikel, die mindestens 40 mm Durchmesser aufwiesen.

2.) Die Follikel deuteten mit keinem Merkmal ( Erweichung der Follikelwand oder Formveränderung des Follikels) auf eine bevorstehende Ovulation hin.

3.) Im Ultraschallbild konnte kein Corpus luteum sichtbar gemacht werden.

4.) Das endometriale Rosseödem war reduziert oder fehlte vollkommen.

Zur Erstellung dieser Diagnose wurden die Stuten 2 bis 3 mal im Abstand von 24 Stunden untersucht, nach sicherer Diagnosestellung wurde eine Punktion des betref-fenden Follikels vorgenommen.

3.1.5 Die Blutentnahme

Die Plasmaproben wurden direkt vor der Punktion entnommen. Dazu wurde der ent-sprechende Hautabschnitt am Übergang vom mittleren zum oberen Halsdrittel desin-fiziert und unter manueller Stauung wurde dann mit Hilfe einer üblichen Venenkanüle die Vena jugularis externa punktiert. Das Blut wurde direkt in ein EDTA-Röhrchen gefüllt und durch vorsichtiges Schwenken mit dem Antikoagulanz vermischt. An-schließend wurden die Plasmaproben bei 2400 Umdrehungen/Minute für fünf Minu-ten zentrifugiert, um die zellulären Bestandteile vom Blutplasma zu trennen. Das Plasma wurde abpipettiert und in beschrifteten 10 ml Sarstedt- Röhrchen aus Kunststoff bis zum Zeitpunkt der Hormonanalyse bei -22°C tiefgefroren. Bei acht Stu-ten wurde außerdem zum Zeitpunkt der nächsStu-ten Rosse, bei Vorhandensein eines mindestens 4 cm im Durchschnitt messenden Follikels, eine weitere Plasmaprobe entnommen, um diese Werte mit denen zum Zeitpunkt der Punktion vergleichen zu können.

3.1.6 Technik der transabdominalen Follikelpunktion

Zur Durchführung der transabdominalen Follikelpunktion wurden die Stuten in einen Untersuchungsstand verbracht und nach sonographischer Darstellung des zu

punktierenden Follikels auf die Punktion vorbereitet. Sie wurden mit 0,5 ml / 100 kg KGW Romifidin (Sedivet ) intravenös sediert und erhielten 5 ml Buscopan, um eine Relaxation des Darmes zu bewirken. Das Rektum wurde dann möglichst voll-ständig ausgeräumt, um eine genaue Palpation des Ovars zu gewährleisten. Das Ovar wurde dann von rektal gegen die ipsilaterale Bauchwand im Bereich der Hun-gergrube gedrückt, wo der Untersucher mit seiner freien Hand die Punktionsstelle markierte. Im Folgenden wurde die Punktionsstelle großflächig rasiert, gewaschen und desinfiziert. Der Besitzer der Stute wurde nach einem aktuellen Tetanusschutz befragt und dieser gegebenenfalls aufgefrischt. Die Stute erhielt prophylaktisch 4.000.000 I.E. Dihydrostreptomycinsulfat, 1.600.000 I.E. Benzathin-Benzylpenicillin und 2.400.000 I.E. Procain-Penicillin G (Veracin comp. , Albrecht) intramuskulär injiziert. Das Punktionsbesteck bestand aus dem Stahlmandrin einer Venenverweil-kanüle (Braunüle MT Luer Lock, Braun) mit der Größe G 12 und einer Stichlänge von 8 cm. Als Verlängerung wurde ein Verbindungsschlauch ( Heidelberger Verlän-gerung, Polypropylen,150 cm, Dispomed) genutzt, der mit einer 60 ml-Polypropylenspritze (Becton-Dickinson) verbunden wurde. Nach erneuter Desinfekti-on der Einstichstelle ging der Operateur rektal ein, fixierte das betreffende Ovar an der Bauchwand und drehte dieses so, dass der zu punktierende Follikel direkt im Be-reich der desinfizierten Bauchwand lag. Mit der anderen Hand, im Falle eines Punkti-onsfollikels auf dem linken Ovar also die linke, ergriff er die Punktionskanüle und stach diese durch die Bauchwand in den Follikel. In Abbildung 9 ist diese Punktion im Querschnitt schematisch dargestellt. Im Falle von sehr großen zu punktierenden Stu-ten, konnte die Punktion auch durch zwei Tierärzte durchgeführt werden. Dabei wur-de das Ovar von einem Tierarzt an wur-der wur-desinfizierten Punktionsstelle durch rektales Eingehen fixiert, während der andere Tierarzt unter Anleitung des ersten die Punkti-on vornahm. Durch das Drücken des Ovars gegen die Bauchwand kPunkti-onnte der punk-tierende Tierarzt die korrekte Stelle zur Punktion lokalisieren und sich die genaue Stichrichtung beschreiben lassen. Ein Assistent erzeugte durch Aspirationsversuche der von ihm gehaltenen Spritze einen Unterdruck, so dass bei erfolgreichem Abschluß die bernsteinfarbene Follikelflüssigkeit im System sichtbar wurde. War die erste Fraktion mit Blut verunreinigt, wurde der Verbindungsschlauch ausgewechselt und dessen Inhalt verworfen. In den meisten Fällen musste die Spritze mehrmals

ausgewechselt werden, um die gesamte Follikelflüssigkeit zu gewinnen. Die Punktion wurde beendet, wenn keine Follikelflüssigkeit mehr zu aspirieren und der Follikel wei-testgehend entleert war. Dies konnte der Untersucher palpatorisch feststellen. Die Punktionskanüle wurde dann zurückgezogen und die Einstichstelle mit Puderspray (Orospray, Selectavet) abgedeckt. Anschließend wurden die Stuten erneut so-nographisch untersucht, wobei der Grad der Entleerung des Follikels festgestellt werden konnte. Die sonografischen Befunde wurden auf einer Diskette gespeichert und später per Computer sichtbar gemacht. Die Follikelflüssigkeit wurde unmittelbar nach ihrer Gewinnung bei -22°C eingefroren und bis zur Hormonanalyse gelagert.

Fünfzehn Stuten wurden direkt nach der Punktion mit verdünntem Frischsperma künstlich besamt. Eine Stute wurde im Anschluß an die Punktion mit Tiefgefriersper-ma besamt.

Abbildung 9: Transabdominale Follikelpunktion nach REIMANN und FÖRST (2002) im Querschnitt schematisiert

3.1.7 Technik der transvaginalen Punktion

Um die ultraschall-geleitete, transvaginale Punktion der Follikel vorzunehmen, wurde ein Follikelaspirationssystem der Firma VETEC GmbH, Rostock verwendet. Dieses

System beinhaltet einen 6,5 MHZ-Sektorschallkopf (Picker, Germany) und eine Aspi-rationsnadel. Die Nadel ist 8 cm lang und hat einen äußeren Durchmesser von 1,1 mm und einen inneren Durchmesser von 0,8 mm. Die Nadel besteht aus einem Zweikanal-System, mit dem es möglich ist, einen Follikel gleichzeitig zu spülen und Follikelflüssigkeit zu aspirieren. Diese Nadel ist auf dem Ultraschallbild sichtbar (CS 9000; Picker, Hannover), wodurch eine kontrollierte Punktion möglich gemacht wird.

Zur Punktion geht der Operateur rektal ein und fixiert das Ovar mit dem zu punktie-renden Follikel seitlich von der Zervix kranial der Vagina. Von vaginal wird nun das Follikelaspirationssystem, wie in Abbildung 10 schematisch illustriert, eingeführt und direkt vor dem Ovar fixiert. Auf dem Ultraschallbildschirm ist nun der zu punktierende Follikel sichtbar zu machen. Wenn der Follikel direkt vor dem Sektorschallkopf liegt, wird die Aspirationsnadel vorgeschoben, wobei der Follikel punktiert wird. Durch eine Unterdruck erzeugende Pumpe oder eine größere Spritze wird die Follikelflüssigkeit durch einen Verbindungsschlauch dann abgesaugt und aufgefangen.

Abbildung 10: Transvaginale, ultraschallgeleitete Follikelpunktion modifiziert nach BRÜCK et al. (1992) im Medianschnitt

3.1.8 Hormonanalysen

Im Rahmen der Hormonanalysen wurden Östradiol-, Progesteron-, Testosteron- und Inhibinkonzentrationen in der Follikelflüssigkeit sowie im Plasma bestimmt. Die Be-

stimmung der Konzentration von Östradiol und Progesteron in der Follikelflüssigkeit und im Plasma geschah in Radioimmunoassays, die von BEHRENS et al. (1993) beschrieben werden. Die kleinste nachweisbare Östradiolkonzentration lag bei 2 pg/ml. Der Intraassay-Variationskoeffizient betrug 9,5%, der Interassay-Variationskoeffizient 11,8%. Die kleinste nachweisbare Progesteronkonzentration betrug 0,01 ng/ml. Der Intraassay-Variationskoeffizient lag bei 4,5%, der Interassay-Variationskoeffizient bei 9,7%. Der Testosterongehalt in der Follikelflüssigkeit sowie im Plasma wurde durch eine von GÜNZEL-APEL et al. (1990) beschriebene Metho-dik bestimmt. Die kleinste im Assay nachweisbare Testosteronkonzentration betrug 0,01 ng/ml. Der Intraassay-Variationskoeffizient lag bei 5,4%, der Interassay-Variationskoeffizient bei 12,8%. Die Messung der Inhibinkonzentration bzw. der Kon-zentration des dimerischen Inhibin-B erfolgte nach der von GROOME und O’BRIEN (1993) beschriebenen Methodik. Dieses Inhibinassay wurde nicht speziell für das Pferd validiert. Die Parallelität der Proben bei Verdünnung wurde mit den vom Her-steller des Assays zur Verfügung gestellten Eichwerten verifiziert. Die Untersuchun-gen wurden sämtlich von der Zentrumsabteilung für Chemische Analytik und Endo-krinologie im Zentrum für Lebensmittelwissenschaften der Tierärztlichen Hochschule Hannover durchgeführt.

3.1.9 Hilfsmittel zur statistischen Auswertung

Nach der Auswertung der Hormonassays wurden die ermittelten Werte im Institut für Biometrie und Epidemiologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover auf Normalver-teilung getestet. Dies geschah mit Hilfe des „SAS“-Programmes. Da die Werte keine Normalverteilung aufwiesen, wurden im Wilcoxon-Test die Mittelwerte, der Median und die Standardabweichungen errechnet. Um Korrelationen zwischen den Hormon-werten in der Follikelflüssigkeit und im Plasma zu errechnen, wurden die Korrelati-onskoeffizienten nach Spearman für nicht normalverteilte Daten herangezogen.

3.2 Ergebnisse

3.2.1 Probenuntersuchung bei Versuchs-und Kontrollstuten

Zur Untersuchung wurden sowohl Plasmaproben kurz vor der Punktion als auch Fol-likelflüssigkeit gewonnen. Zur Punktion kamen Stuten, welche die Diagnosekriterien erfüllten. Bei acht von zwanzig Stuten wurden weiterhin Plasmaproben während der nächsten regulären Rosse entnommen, die dem Vergleich der Hormonkonzentratio-nen dieHormonkonzentratio-nen sollten. Eine Punktion und damit eine erneute Gewinnung von Follikel-flüssigkeit war in der darauffolgenden regulären Rosse nicht möglich. Die Versuchs-stuten und KontrollVersuchs-stuten sind mit den von ihnen gewonnenen Proben in Tabelle 1 und 2 aufgeführt.

Tabelle1: Stuten der Versuchsgruppe und die entnommenen Proben

NR. DER

Tabelle 2: Stuten der Kontrollgruppe und die entnommenen Proben

3.2.2 Klinische Befunde vor und nach der Punktion an Versuchsstuten und Kontroll-stuten

3.2.2.1 Statuserhebung bei Stuten der Versuchsgruppe vor der Punktion

Anzahl der Punktionen (in %) von März bis Juli

Abbildung 11: Anzahl der Punktionen in verschiedenen Monaten

Der überwiegende Anteil der Stuten (72,2%) wurde, wie in Abbildung 11 dargestellt,

Der überwiegende Anteil der Stuten (72,2%) wurde, wie in Abbildung 11 dargestellt,