Primäre Hämostase bei Hunden mit malignem Lymphom und Leukämie

Primäre Hämostase bei Hunden mit malignem Lymphom und Leukämie-

Einfluss der Induktionsbehandlung mit Zytostatika

INAUGURAL-DISSERTATION zur Erlangung des Grades einer DOKTORIN DER VETERINÄRMEDIZIN

(Dr. med. vet.)

durch die Tierärztliche Hochschule Hannover

Vorgelegt von

Nina Eberle

aus Mainz-Mombach

Hannover 2005

Wissenschaftliche Betreuung: Prof. Dr. R. Mischke

1. Gutachter: Prof. Dr. R. Mischke

2. Gutachter: PD. Dr. M. Gernert

Tag der mündlichen Prüfung: 27. Mai 2005

Meinen Eltern und Großeltern

ohne die alles nicht möglich gewesen wäre

2 Literaturübersicht ...11

2.1 Physiologie der primären Hämostase...11

2.2 Labormethoden zur Überprüfung der Thrombozytenfunktion ...12

2.2.1 Kapilläre Blutungszeit...13

2.2.2 Thrombozytenaggregation ...14

2.2.3 Plättchenfunktionsanalysengerät PFA-100 ...16

2.3 Störung der primären Hämostase bei hämatopoetischen Tumoren ...17

2.3.1 Thrombozytopenie und -pathie bei malignem Lymphom...17

2.3.2 Thrombozytopenie und -pathie bei Leukämie ...20

2.3.3 Einfluss von Zytostatika auf die Thrombozytenzahl ...22

2.3.4 Einfluss von Zytostatika auf die Thrombozytenfunktion ...26

3 Untersuchungsgut, Material und Methodik ...29

3.1 Material ...29

3.1.1 Geräte und Bezugsquellen ...29

3.1.2 Reagenzien, Abkürzungen und Bezugsquellen...30

3.1.3 Verbrauchsmaterial und Bezugsquellen...31

3.2 Versuchsaufbau...33

3.3 Patienten...35

3.3.1 Patientengruppen...35

3.3.1.1 Malignes multizentrisches Lymphom...35

3.3.1.2 Andere maligne Lymphome...37

3.3.1.3 Akute lymphatische Leukämie...37

3.3.1.4 Chronische lymphatische Leukämie ...38

3.3.2 Klinisch gesunde Hunde ...38

3.4 Probengewinnung und -bearbeitung ...40

3.4.1 Blutentnahme ...40

3.4.2 Probenverarbeitung und Gewinnung von plättchenreichem und plättchenfreiem Zitratplasma ...41

3.5.2 Plättchenfunktionsanalysengerät PFA-100 ...42

3.5.3 Thrombozytenzahl und andere Messgrößen des Blutbildes ...42

3.5.4 Thrombozytenaggregation nach der BORN-Methode...43

3.6 Statistische Auswertung...44

4 Ergebnisse ...45

4.1 Untersuchung der Hämostase...45

4.1.1 Kapilläre Blutungszeit...45

4.1.2 Plättchenfunktionsanalyse...48

4.1.2.1 Verschlusszeit der Kollagen/ADP-Messzelle ...48

4.1.2.2 Gesamtvolumen der Kollagen/ADP-Messzelle ...52

4.1.2.3 Verschlusszeit der Kollagen/Epinephrin-Messzelle ...56

4.1.2.4 Gesamtvolumen der Kollagen/Epinephrin-Messzellen ...58

4.1.3 Thrombozytenzahl ...63

4.1.4 Thrombozytenaggregation nach der BORN-Methode...65

4.2 Untersuchung des Blutbildes ...71

4.2.1 Hämatokrit ...71

4.2.2 Hämoglobingehalt...74

4.2.3 Erythrozytenzahl ...77

4.2.4 Leukozytenzahl ...80

5 Diskussion...84

6 Zusammenfassung...92

7 Summary ...95

8 Literaturverzeichnis ...97

9 Tabellarischer Anhang ...125

Abb. = Abbildung

Abk. = Abkürzung

ADP = Adenosindiphosphat

ALL = akute lymphatische Leukämie

bzw. = beziehungsweise

CLL = chronische lymphatische Leukämie

cm = Zentimeter

dl = Deziliter

EDTA = Ethylendiamintetraessigsäure

et al. = et alii

g = gravitas, Erdbeschleunigung

HE = Hämatoxilin-Eosin

I.E. = Internationale Einheiten

i.v. = intravenös

kg = Kilogramm

KM = Körpermasse

KOF = Körperoberfläche

l = Liter

ml = Mililiter

mol = Mol

mg = Milligramm

mm = Millimeter

mmol = Millimol

n = Anzahl

p = p-Wert

PAP = plättchenarmes Plasma

PRP = plättchenreiches Plasma

p.o. = per os

s.c. = subkutan

sec = Sekunden

Tab. = Tabelle

U/min = Umdrehung/Minute

µg = Mikrogramm

µl = Mikroliter

µmol/l = Mikromolar

µmol = Mikromol

z. B. = zum Beispiel

1 Einleitung

Hämatopoetische Tumoren gehören zu den häufigsten Neoplasien beim Hund. Zu den wichtigsten zählen das maligne Lymphom und die lymphatische Leukämie. Das maligne Lymphom umfasst 83 % aller hämatopoetischer Tumoren (VAIL et al. 2001). Akute und chronische lymphatische Leukämien umfassen insgesamt weniger als 10 % der lymphoproliferativen Erkrankungen beim Hund (THRALL 1981). Die besondere klinische Bedeutung, die v. a. das maligne Lymphom und die chronische lymphatische Leukämie beim Hund besitzen, ergibt sich auch aus der Tatsache, dass sich beide Neoplasien durch Zytostatika zufrieden stellend behandeln lassen (LEIFER et al. 1986, GARRETT et. al 2002).

Eine häufige Komplikation bei Menschen und Tieren mit malignen Lymphomen und Leukämien wie auch anderen Tumoren sind Hämostasestörungen (MADEWELL et al. 1980, NAGY u.

LOSONCZY 1987). Während für den Hund hierzu keine Daten vorliegen, sehen Literaturzitate vom Menschen Thrombosen und Blutungen hinter Infektionen an zweiter Stelle in der Häufigkeit der Todesursachen bei Tumorpatienten (BERGER u. FREUDENBERG 1983, ZURBORN u.

BRUHN 1990). Zum Beispiel liegt die Inzidenz von Blutungen bei erwachsenen Menschen mit akuter lymphatischer Leukämie bei 33 % (HOELZER u. GÖKBUGET 2003).

Als wesentlicher Faktor für die gestörte Hämostase beim malignen Lymphom und anderen hämatopoetischen Tumoren werden u. a. Veränderungen der Thrombozytenfunktion angeführt (YAHARA et al. 1983, NAGY u. LOSONCZY 1987). Verschiedene Untersuchungen zeigen bei Menschen mit verschiedenen Leukämien basierend auf der Plättchenaggregation und - freisetzungsreaktion eine verminderte Plättchenfunktion an (GRALNICK et al. 1972, FRENCH u.

LILLEYMAN 1979, SPEISER et al. 1990, TALLMANN et al. 1993). Für den Hund können hierzu der zugänglichen Literatur keine Angaben entnommen werden.

Im Hinblick auf das maligne Lymphom differenzieren größere, systematische Studien vom Menschen in der Regel nicht zwischen verschiedenen Arten von hämatopoetischen Tumoren (DAVIS et al. 1969, SCHAFER 1984) bzw. beziehen sich auf das Hodgkin-Lymphom (KAPTAN et al. 2002), das beim Hund nur sehr selten auftritt (MAEDA et al. 1993). Für den Hund liegt eine größere Studie zur Plättchenaggregation beim malignen Lymphom vor, die bei 15 untersuchten Tieren eine gesteigerte Aggregationsbereitschaft nachweist (THOMAS u. ROGERS 1999). Hierbei wurde allerdings die störanfällige Vollblutaggregometrie verwandt. Ein Fall mit einem Menschen

mit Non-Hodgkin-Lymphom zeigt hingegen eine verminderte Aggregabilität auf (BERTOLINO et al. 1991).

Insgesamt finden sich in der zugänglichen Literatur keine systematischen Untersuchungsergebnisse zu Veränderungen von globalen Funktionstests der primären Hämostase bei Hunden aber auch Menschen mit lymphatischen Neoplasien. Diese sind wesentlich zur Beurteilung der klinischen Relevanz, da die In-vitro-Testung von Teilreaktionen wie der Thrombozytenaggregation nur eingeschränkt im Hinblick auf die klinische Relevanz interpretiert werden kann.

Untersuchungen zum Einfluss von Zytostatika auf die Thrombozytenfunktion bei Hund und Mensch zeigen überwiegend einen zusätzlichen negativen Einfluss (SARRIS et al. 1996, MACKIN et al. 1995, GRAU-BASSAS et al. 2000). Diese Studien beschränken sich jedoch auf einzelne Zytostatika ggf. in Kombination mit Prednisolon, während moderne Therapieprotokolle für das maligne Lymphom beim Hund verschiedenen Wirkstoffe einbeziehen (GARRETT et al. 2002).

Arbeitshypothese und Zielsetzung

Der vorliegenden Studie lag die Arbeitshypothese zugrunde, dass bei Hunden mit malignem Lymphom und besonders Leukämie gehäuft Thrombozytenfunktionsstörungen auftreten und diese durch Behandlung mit einem Kombinationschemotherapieprotokoll noch verstärkt werden.

Hierzu sollten bei Hunden mit malignem Lymphom sowie mit akuter und chronischer lymphatischer Leukämie mögliche Veränderungen der kapillären Blutungszeit als wesentlichem In- vivo-Test untersucht werden. Weiterhin sollten Untersuchungen mit dem Plättchenfunktionsanalysengerät durchgeführt werden, das in einem standardisierten Verfahren eine Aussage über die globale Funktion der primären Hämostase zulässt. Das Verfahren wurde für den Hund evaluiert (KEIDEL 2001). Im Hinblick auf den zweiten Teil der Arbeitshypothese wurden diese Messungen auch wiederholt bei Hunden mit malignem Lymphom durchgeführt,die mit einem gebräuchlichen Kombinationschemotherapieprotokoll behandelt wurden.

2 Literaturübersicht

2.1 Physiologie der primären Hämostase

Der Begriff Hämostase subsumiert alle Reaktionen, die zu einer effektiven Blutstillung beitragen.

Dies umfasst ein Dreikomponentensystem, welches sich aus den zellulären und humoralen Bestandteilen des zirkulierenden Blutes, den Komponenten der Gefäßwand und der Vasomotorik zusammensetzt (MÜLLER-BERGHAUS 1997). Thrombozyten erfüllen als bedeutender Bestandteil des Hämostasesystems wichtige Funktionen. Sie tragen zur Aufrechterhaltung der Gefäßwandintegrität bei, führen bei einer Verletzung zur Bildung eines hämostatisch wirksamen Pfropfes für die primäre Blutstillung und unterstützen die Aktivierung des Gerinnungssystems (SCHARF 1997).

Die primäre Hämostase kommt vornehmlich durch Vasokonstriktion und den mechanischen Verschluss kleiner Gefäße durch einen Thrombozytenpfropf zustande. Die Vasokonstriktion setzt direkt nach der Verletzung ein und damit sinkt der Blutdruck im verletzten Bereich (MÜLLER- BERGHAUS 1997). Die Adhäsion und Aggregation der Thrombozyten werden über membranständige Rezeptoren der Thrombozyten vermittelt (DE GROOT u. SIXMA 1990, WHITE 1996). Zuerst kommt es zur Adhäsion der ruhenden Thrombozyten an die verletzte Gefäßwand. Bei hohen Scherraten wird der initiale Kontakt durch den Glykoprotein-Ib-V-IX-Rezeptor der Plättchenoberfläche und den an die Gefäßwandmatrix gebundenen von Willebrandfaktor vermittelt (DE GROOT u. SIXA 1990, RUGGERI 1994, SCHARF 1996, WHITE 1996). Durch Bindung eines Agonisten am jeweiligen Rezeptor, welcher mit intrazellulären Messengersystemen gekoppelt ist, kommt es zu einem Anstieg der intrazellulären Botenstoffe und dadurch zu einer Stimulation der Thrombozyten, die sich in Formwandlung, Sekretion oder Aggregation ausdrückt (SCHARF 1996, ROSENFELD u. GRALNICK 1997). Die aktivierten intravasalen Botenstoffe sind Phospholipase A₂ sowie Phospholipase C, die zur Bildung und Freisetzung der intrazellulären Botenstoffen Arachidonsäure, Inositol-1,4,5-Triphosphat und Diazylglyzerol aus Membranphospholipiden führen. Über den Zyklooxygenaseweg entsteht aus Arachidonsäure Prostaglandinendoperoxid und Thromboxan A₂, welche wiederum an ihre Rezeptoren binden und darüber die Plättchensekretion anregen. Diazylglyzerol aktiviert die Proteinkinase C, welche zur Phosphorylierung eines „47kD-Proteins“ und damit zur Induzierung der Plättchensekretion und -aggregation führt. Des Weiteren kommt es durch transmembranösen Einstrom von Kalzium und

durch Inositol-Triphosphat-induzierte Freisetzung von Kalzium aus intrazellulären Speichern zu einer Erhöhung der zytosolischen Kalziumkonzentration. Dies führt unter anderem zu einer Aktivierung der Myosin-light-chain-Kinase, welche durch Phosphorylierung der leichten Ketten des Myosins neben einer Verstärkung der Thrombozytensekretion vor allem den Formwandel der Thrombozyten beschleunigt (SCHRÖR 1991). Bei Aktivierung der Thrombozyten erfolgt eine Konformationsänderung des Glykoprotein-IIb-IIIa-Rezeptors, wodurch die Bindungsstellen von Fibrinogen und anderer adhäsiver Plasmaproteine, wie Willebrandfaktor und Fibronektin, freigelegt werden (DE GROOT u. SIXMA 1990, RUGGERI 1994, SCHARF 1996). Bei der Aggregation der Thrombozyten unterscheidet man zwei Phasen: die primäre und die sekundäre Aggregation.

Während der primären reversiblen Phase werden die Thrombozyten über Fibrinogenbrücken miteinander verbunden. Im weiteren Verlauf kommt es zu einer Degranulation der Plättchen und einer Verfestigung der Fibrinogenbindung an der Thrombozytenoberfläche (sekundäre, irreversible Aggregation) (GAWAZ 1999). Zu einer gesteigerten Thrombinbildung in der Umgebung des Thrombozytenaggregates kommt es durch eine zusätzliche Änderung der Phospholipidorientierung im Bereich der Plasmamembran und einer damit verbundenen Anlagerung von Gerinnungsfaktoren und Bildung eines katalytischen Prothrombinase-komplexes an der aktivierten Oberfläche (Plättchenfaktor 3). Dies führt durch Fibrinvernetzung zur Konsolidierung des hämostatischen Pfropfes (GAWAZ 1999).

2.2 Labormethoden zur Überprüfung der Thrombozytenfunktion

In der Diagnostik der Hämostase ist die Beurteilung der thrombozytären und plasmatischen Komponenten von großer Bedeutung. Zur Analyse der Thrombozytenfunktion stehen verschiedene Methoden zur Verfügung, die beim Menschen etabliert sind und in verschiedenen Studien beim Hund eingesetzt wurden. Es werden Testverfahren zur Untersuchung der gesamten Hämostase (sog.

Globaltests) von den spezifischen, die Thrombozytenfunktion überprüfenden Tests unterschieden (STEPANIAN-BIRON-ANDREANI 2001). Die Globaltests wie Vollblutgerinnungszeit, Rekalzifizierungszeit, Thrombelasto- und Resonanzthrombographie (HARTERT 1981) sind Untersuchungsverfahren, die eine Aussage über das Wechselspiel der thrombozytären und plasmatischen Komponenten der Hämostase zulassen (WUILLEMIN u. HEIZMANN 2003).

Zur Untersuchung spezifischer Thrombozytenfunktionsstörungen stehen sowohl In-vivo- als auch In-vitro-Untersuchungsmethoden zur Verfügung. Als In-vivo-Test besitzt die kapilläre Blutungszeit

eine umfassende aber unspezifische Aussagekraft in der Beurteilung von Thrombozytopathien.

Daneben stehen mit den In-vitro-Testverfahren, wie Thrombozytenaggregation, Messung der Adhäsion (WILLIAMS et al. 1985), Ausbreitungstest, Messung der thrombozytären Faktoren und Funktionsprüfung mittels Plättchenfunktionsanalysgerät PFA-100 (MÜLLER et al. 1997, KEIDEL u. MISCHKE 1998), weitere Methoden zur Überprüfung spezifischer Teilfunktionen der Thrombozyten zur Verfügung (PATSCHKE u. RUF 1998). Auch die Durchflusszytometrie kann für Funktionsprüfungen eingesetzt werden (MATZDORFF et al. 1998, MORITZ et al. 2003). Im Folgenden werden die wesentlichen Verfahren kapilläre Blutungszeit, Thrombozytenaggregation und die Messung mit dem Plättchenfunktionsanalaysengerätes PFA-100 für die Anwendung beim Hund näher besprochen.

2.2.1 Kapilläre Blutungszeit

Mit der kapillären (In vivo) Blutungszeit besteht die Möglichkeit, sowohl einen Thrombozytenmangel als auch eine bei normaler Thrombozytenzahl vorliegende Thrombozytenfunktionsstörung zu diagnostizieren (NOLTE et al. 1994, DAVENPORT et al.

1982b). Die kapilläre Blutungszeit wird als wichtige Funktionsprüfung der Thrombozyten angesehen (BORCHGREVNIK 1971, KOCIBA 1976). Für den Hund ist das für den Menschen beschriebene Messverfahren der kapillären Blutungszeit mit der Methode nach IVY modifiziert nach MIELKE et al. (1969) ungeeignet (NOLTE et al. 1997). Die für den Hund dokumentierten Techniken unterscheiden sich in der Tiefe und Lokalisation der Inzision (BROOKS u.

CATALFAMO 1993). Die am meisten verwandte Methode basiert auf der Bestimmung der Blutungszeit an der Mundhöhlenschleimhaut (JERGENS et al. 1987, BROOKS u. CATALFAMO 1993, SCHERMERHORN et al. 1994). Im Bereich der Oberlippenschleimhaut wird eine Stichinzision gesetzt und die Blutungszeit bis zum vollständigen Stoppen der Blutung gemessen.

Dabei wird die Oberlippe des Hundes mittels einer Gaze nach außen gebunden, was zu Abwehrmaßnahmen des Hundes führen kann. Daher ist die Bestimmung der Blutungszeit im Bereich Mundhöhlenschleimhaut meist nur in Narkose durchzuführen. Vorteil dieser Messmethode ist, dass eine Stichinzision von 1 mm Tiefe in der Regel ausreicht und die Stichtiefe nicht wie bei anderen Methoden von der Dicke der Haut abhängig ist. Im Median dauert die Blutung beim gesunden Hund 2,2 Minuten (JERGENS et al. 1987). Die Aussagefähigkeit der bukkalen Blutungszeit wurde anhand von Untersuchungen an Hunden mit unterschiedlichen

Vorraussetzungen (von Willebrand Erkrankung, Thrombozytopenie, Urämie) überprüft (JERGENS et al. 1987).

Eine weitere Methode ist die von NOLTE et al. (1994, 1997) beschriebene. Hierbei wird der unsedierte Hund in Seitenlage verbracht. Nach der Rasur des Punktionsgebietes, am Übergange von behaarter Haut zu Ballhorn der seitlichen Zehe an der Vordergliedmaße, wird eine Blutdruckmanschette über Radius und Ulna dieser Gliedmaße angelegt. Auf das geschorene Hautareal wird anschließend eine hyperämisierende Salbe aufgetragen und eine Stoppuhr gestartet.

Nach Ablauf von einer Minute wird die Salbe mit einem Mulltupfer entfernt und die Blutdruckmanschette mit einem Druck von 70 mmHg aufgeblasen. Nach Ablauf von einer weiteren Minute erfolgt 1 – 3 mm oberhalb der Ballengrenze zweimalig im Abstand von 0,5 cm eine Punktion mit einer automatischen Blutlanzette. Bei Aufrechterhaltung der Druckverhältnisse werden die frei fließenden Blutperlen alle 15 Sekunden vorsichtig mit einem Mulltupfer abgesaugt.

Die Zeit von der Punktion bis zum vollständigen Stoppen der Blutung wird als kapilläre In-vivo- Blutungszeit gemessen und aus den beiden sich ergebenden Zeitwerten der Mittelwert gebildet. Der Referenzbereich liegt nach ADAMIK und MISCHKE (1998) zwischen 0,75 und 2,25 Minuten.

Dieses Verfahren ist im Vergleich zum zuvorgenannten Verfahren besser zu standardisieren, somit besser zu reproduzieren, und unterliegt einer geringen Abhängigkeit von der Fügsamkeit des Hundes. Dieses Verfahren kann ohne Probleme ohne Sedation des Hundes durchgeführt werden (NOLTE et al. 1997). Die ungleiche Hautdicke im Bereich des Ballens unterschiedlicher Hunderassen und die unterschiedliche Blutperfusion werden durch ein standardisiertes Vorgehen (hyperämisierende Salbe und Blutdruck von 70 mm Hg) ausgeglichen (NOLTE et al. 1997). Die Sensitivität dieses Verfahrens der kapillären Blutungszeit wurde in einer experimentellen Studie beim Hund mit einer Acetylsalicylsäure-induzierten Thrombozytenfunktionsstörung überprüft (NOLTE et al. 1997).

2.2.2 Thrombozytenaggregation

Die Thrombozytenaggregation beschreibt die Zusammenballung der Thrombozyten im Rahmen der primären Hämostase. Die wesentlichen Messprinzipien zur Untersuchung der Thrombozytenaggregation in vitro sind der Aggregationstest nach der BORN (1962) und die Vollblutaggregometrie (CARDINAL u. FLOWER 1980, GAWAZ 1999). Das erstgenannte Verfahren beruht auf der photometrischen Erfassung der Trübungsabnahme im plättchenreichen

Plasma nach dem Zusatz von aggregationsauslösenden Substanzen wie ADP, Kollagen, Thrombin und Arachidonsäure. Die Änderung der optischen Dichte wird als Kurve aufgezeichnet (BORN 1962). Das aggregometrische Verfahren der Thrombozytenaggregation nach BORN (1962) hat die größere klinische Relevanz und ist besser zu standardisieren, insbesondere im Hinblick auf die Thrombozytenzahl im plättchenreichen Plasma (FORSYTHE et al. 1989). Die Methode kam beim Hund in klinischen (NOLTE et al. 1994b, SCHULZE 1998) und experimentellen Studien (NOLTE u. MISCHKE 1995, KEIDEL u. MISCHKE 1998, KLEIN et al. 1999, MISCHKE u.

NIMMERFALL 2000, KEIDEL 2001) zum Einsatz.

Das Prinzip der Untersuchung der Thrombozytenaggregation mittels der Vollblut- oder Impedanzmethode beruht auf der Messung von Änderungen des elektrischen Widerstandes zwischen zwei Platinelektroden infolge der Anlagerung von Thrombozyten bei Stromfluss. Wenn eine aggregationsauslösenden Substanz zugesetzt wird, kommt es zur Thrombozytenaggregation an den Elektroden und damit zu einer Widerstandsänderung, die registriert werden kann (CARDINAL u. FLOWER 1980, GAWAZ 1999). Ein Vorteil der Vollblutaggregometrie liegt in der schnelleren Verfügbarkeit der Ergebnisse (JUTTNER et al. 2000). CARDINAL u. FLOWER (1980) sehen einen weiteren Vorteil darin, dass die Thrombozyten in ihrem physiologischen Milieu bleiben. Des Weiteren ist ein geringeres Probenvolumen erforderlich und das zeitintensive Herstellen des plättchenreichen Plasmas entfällt. Die Vollblutaggregometrie wurde ebenfalls in verschiedenen Studien beim Hund eingesetzt (FORSYTHE et al. 1989, BARR et al. 1992, GRAUER et al. 1992, SCHERMERHORN et al. 1994). Die Gefahr der spontanen Thrombozytenaggregation ist bei der Bestimmung mit Vollblut deutlicher stärker ausgeprägt als bei der Messung mit plättchenreichem Plasma (SANIABADI et al. 1984, BALDUINI et al. 1991).

Als potente Agonisten der Thrombozytenaggregation zeigen sich beim Hund ADP, Kollagen und Thrombin (FEINGOLD et al. 1986, SCHULZE 1998). In der Methode nach BORN (1962) werden als Endkonzentration für ADP 25 µmol/L, für Kollagen 10 µg/ml und für Thrombin 1 IE/ml empfohlen (MISCHKE u. SCHULZE 2004). Hiermit lassen sich bei der überwiegenden Mehrzahl der gesunden Hunde Aggregationsmaxima >80 % erzielen. Weniger potente Aggregationsinduktoren sind beim Hund Arachidonsäure, Ristocetin und Epinephrin (CLEMMONS u. MEYERS 1984, MISCHKE u. SCHULZE 2004).

In einer weiteren Studie zeigten SOLOVIEV et al. (1999), dass Hundethrombozyten bei der Vollblutaggregometrie auf eine Vielzahl von Agonisten ansprechen (Kollagen, Epinephrin,

Arachidonsäure, Thrombin, ADP und Ristocetin), wobei die konstantesten Ergebnisse mit ADP (10 µmol) und Kollagen (1 µg/ml) erzielt wurden. Des Weiteren kam in experimentellen und klinischen Studien der plättchenaktivierende Faktor (PAF) als Agonist der Thrombozytenaggregation zum Einsatz (MACKIN et al. 1995, THOMAS u. ROGERS 1999)

2.2.3 Plättchenfunktionsanalysengerät PFA-100

Das Plättchenfunktionsanalysengerät (PFA-100) wurde zur globalen Überprüfung der primären Hämostase in Zitratblutproben entwickelt (KUNDU et al. 1994, MAMMEN et al. 1995). Die Messzelle des Plättchenfunktionsanalysengerätes (PFA-100) besteht aus einem Probenreservoir und einer Kapillare, an deren Ende sich eine biologisch aktive Membran mit einer zentralen Öffnung befindet (KUNDU et al. 1994, 1995, COMP et al. 1997, KEIDEL u. MISCHKE 1998, CATTANEO et al. 1999). Durch die Kapillare wird das Vollblut unter einem konstanten Vakuum aus dem Probenreservoir zur Membran gesaugt. Die Kapillare stellt dabei die Durchflussbedingungen im Blutgefäß nach. Die Membran ist mit Kollagen und ADP bzw. mit Kollagen und Epinephrin beschichtet (KUNDU et al 1994, 1995; CARCAO et al. 1997, HEILMANN et al. 1997). Wie in einem verletzten Blutgefäß werden die Thrombozyten durch den Kontakt mit dem Kollagen aktiviert und beginnen, sich am Rand der Öffnung anzulagern und aggregieren auf der Kollagenoberfläche ( KUNDU et al. 1994, 1995, 1996). Durch das in der Membranbeschichtung zusätzlich enthaltene ADP bzw. Epinephrin werden die Thrombozyten zur Expression von Rezeptoren und zur Aggregatbildung angeregt (KEIDEL u. MISCHKE 1998, KEIDEL 2001). Der entstehende Plättchenthrombus verengt die Öffnung immer mehr, bis sie vollständig verschlossen ist (HEILMANN et al. 1997, WILMER et al.1997, KEIDEL u. MISCHKE 1998). Das Analysengerät überwacht den Blutfluss kontinuierlich. Sobald dieser zum Stillstand kommt, ist der Test beendet. Das Testergebnis gibt in Form der Verschlusszeit die Zeit vom ersten Membrankontakt der Probe bis zum vollständigen Membranverschluss an (KUNDU et al. 1994, 1995, HEILMANN et al. 1997, WILMER et al. 1997, KEIDEL u, MISCHKE 1998). Neben dieser Messgröße wird noch das Gesamtvolumen des Blutes, das während der Messung durch die Kapillare fließt, gemessen (KUNDU et al. 1995, DE HAAN u. KOLDE 1996, KEIDEL u.

MISCHKE 1998, KEIDEL 2001).

Für den Menschen wurde ein Referenzbereich der Verschlusszeit mit der Kollagen/ADP-Messzelle von 62–100 sec und für die Kollagen/Epinephrin-Messzelle von 82–150 sec ermittelt (KARGER et

al. 1997). Eine Studie mit 136 klinisch gesunden Hunden von KEIDEL (2001) ergab für den Hund einen Referenzbereich von 53–98 sec mit der Kollagen/ADP-Messzelle für die Verschlusszeit und von 227–318 µl für das Gesamtvolumen. Mit der Kollagen/Epinephrin-Messzelle wurden deutlich längere Referenzwerte für die Verschlusszeiten ermittelt (92 bis >300 sec) und 196–720 µl für das Gesamtvolumen (KEIDEL 2001). Die Blutproben sollten, bei der Verwendung der Kollagen/ADP- Messzelle nach der Probenentnahme innerhalb eines Zeitraumes von 0,5 bis 2 Stunden gemessen werden, da Untersuchungen, sowohl beim Menschen als auch beim Hund, jeweils eine Verlängerung der Verschlusszeit und des Gesamtvolumens bei längeren Lagerungszeiten gezeigt haben (KRETSCHMER et al. 1990, MISCHKE u. KEIDEL 2002). Bei der Bestimmung der Verschlusszeit und des Gesamtvolumens mittels Kollagen/Epinephrin-Messzelle steht die Empfehlung die Messung innerhalb von dreißig Minuten nach Probenentnahme vorzunehmen (KEIDEL 2001). Der Einsatz des Plättchenfunktionsanalysengerätes PFA-100 zur Bestimmung der In-vitro-Blutungszeit wurde in klinischen Studien beim Hund überprüft. Es zeigte sich, dass die klinische Anwendung der Kollagen/Epinephrin-Messzelle durch die große Streuung der Referenzwerte und somit geringe Sensitivität eingeschränkt wird (MISCHKE u. KEIDEL 2003).

Weitere Untersuchungen bestätigten für den Hund die Screeningmöglichkeiten hinsichtlich des Vorliegend der von Willebrand Erkrankung SCHWARZ et al. 1997, MISCHKE u. KEIDEL 2003).

Sowohl beim Menschen als auch beim Hund zeigte sich eine negative Beeinflussung der Verschlusszeit durch einen niedrigen Hämatokrit (KUNDU et al. 1996, KEIDEL u. MISCHKE 1998). Bei einem Hämatokrit von <25 % traten beim Hund deutlich längere Verschlusszeiten auf, was die klinische Verwendbarkeit bzw. Aussagekraft des Plättchenfunktionsanalysengerätes deutlich einschränkt, da Patienten bei denen die Überprüfung der Hämostase angezeigt ist, oft eine Anämie aufweisen (KEIDEL u. MISCHKE 1998) .

2.3 Störung der primären Hämostase bei hämatopoetischen Tumoren 2.3.1 Thrombozytopenie und -pathie bei malignem Lymphom

In verschiedenen Studien beim malignen Lymphom sind neben der Abweichung der Thrombozytenzahl (Mensch: UESUGI et al. 1997; Hund: HELFAND 1988; GRINDEM et al. 1994) auch Störungen der Plättchenfunktion beschrieben worden (Mensch: BERTOLINO et al. 1991;

MALIK et al. 1998; Hund: MCNIEL et al. 1997; THOMAS u. ROGERS 1999).

Thrombozytopenien kommen bei bis zu der Hälfte der Hunde mit malignem Lymphom vor (MADEWELL 1986: 49 %, GRINDEM et al. 1994: 36 %). Überwiegend liegt eine leichte bis moderate Thrombozytenzahlverminderung vor. Im arithmetischen Mittel liegt bei diesen Hunden die Thrombozytenzahl bei 120.000/µl (GRINDEM et al. 1994). Eine epidemiologische Studie über 987 thrombozytopenische Hunde zeigte, dass bei 13 % der Patienten eine Tumor-Assoziierte Thrombozytopenie vorlag. Unter den 13 % der Tumoren waren 60 % Sarkome, 27 % Karzinome und 6 % Leukämien vertreten. Die andere Patienten mit Thrombozytopenie verteilten sich auf 5 % mit immunbedingter, 23 % mit inflammatorischer oder infektiös bedingter Thrombozytopenie und 59 % der untersuchten Hunde zeigten eine Mischform (GRINDEM et al 1991).

Zu einer Tumor-Assoziierten Thrombozytopenie können verschiedene Mechanismen, wie gesteigerte Thrombozytenzerstörung, gesteigerter Thrombozytenverbrauch und -sequestrierung sowie eine reduzierte Thrombozytenproduktion führen (HELFAND 1988). Die beim Menschen beschriebene verkürzte Lebensspanne der Thrombozyten bei Tumorpatienten (SLICHTER et al.

1974) ist auch beim Hund in ähnlicher Weise festgestellt worden. In der Studie von O`DONNELL et al. (1981) hatten Hunde mit malignem Lymphom mit durchschnittlich 1,2 Tagen deutlich kürzere Lebenszeiten der Thrombozyten als Zeichen einer deutlichen Umsatzsteigerung. Der häufigste Grund eines gesteigerten Thrombozytenverbrauchs beim Tumorpatienten stellt die disseminierte intravasale Gerinnung dar (SUN et al. 1979, MADEWELL et al. 1980). Des Weiteren kann eine immunvermittelte Thrombozytopenie (gesteigerte Thrombozytenzerstörung) vorliegen, welche man zu den paraneoplastischen Syndromen bei hämatopoetischen Tumoren wie dem malignen Lymphom rechnen kann (FINK et al. 1976, JAIN et al. 1981, HELFAND et al. 1985). Schließlich kann beim malignen Lymphom eine verstärkte Thrombozytensequestration im Rahmen der Splenomegalie vorliegen. Etwa 30 % der Thrombozyten sind normalerweise in der Milz gespeichert (SCHALM et al. 1975) und eine Vergrößerung der Milz kann eine vermehrte Speicherung zur Folge haben. Die Vergrößerung der parenchymatösen Organe wie Milz und Leber und eine Infiltration mit Tumorzellen treten beim malignen Lymphom häufig auf und sind oft mit einer Thrombozytopenie vergesellschaftet (O`DONNELL et al. 1981, DAVENPORT et al. 1982a, HELFAND 1988).

Eine Ursache für eine reduzierte Thrombozytenproduktion ist die Myelophtises. Beim malignen Lymphom kann eine begrenzte Verdrängung der normalen hämatopoetischen Funktion durch Tumorzellen im Knochenmark zum Krankheitsbild gehören (SEARCY 1980; MADEWELL 1986).

Zur Thrombozytenfunktion bei Hunden mit malignem Lymphom liegt eine Studie mit 15 Hunden mit unbehandeltem multizentrischem Lymphom vor, in der die Thrombozytenaggregation mittels Vollblutaggregometrie gemessen wurde (THOMAS u. ROGERS 1999). Die Patienten wiesen weder Veränderungen der Thrombozytenzahl noch klinische Anzeichen einer Blutstillungsstörung auf. In dieser Studie zeigten sich unter Verwendung verschiedener Agonisten (plättchenaktivierender Faktor, ADP, Kollagen) deutlich höhere Aggregationsmaxima der Hunde mit Lymphom (15,9 Ohm) im Vergleich zu einer gesunden Kontrollgruppe (12,7 Ohm). Zu einem analogen Ergebnis kamen MCNIEL et al. (1997) an einem unselektierten Patientengut von 59 Hunden mit verschiedenen Neoplasien, unter denen sich auch 17 maligne Lymphome befanden.

Auch in dieser Studie war die maximale Thrombozytenaggregation der Hunde mit Tumoren (105,5 Ohm) im Vergleich zu einer gesunden Kontrollgruppe (87,7 Ohm) erhöht.

Beim Menschen liegen unterschiedliche Ergebnisse zur Untersuchung der Plättchenfunktion bei Patienten mit Lymphomen vor (YAHARA et al. 1983, BERTOLINO et al. 1991, ELBERN 1996, KAPTAN et al. 2002). Bei einer Untersuchung von 75 Patienten mit unterschiedlichen Tumorerkrankungen, worunter sich auch Patienten mit Lymphom befanden, zeigte sich mit der Vollblutaggregometrie analog zum Hund eine gesteigerte Aggregationsbereitschaft (YAHARA et al. 1983). In einer Studie von ELBERN (1996) wurde bei 11 Menschen mit Hodgkin-Lymphom, und 12 mit Non-Hodgkin-Lymphom, das dem malignen Lymphom des Hundes entspricht, neben den Parametern der plasmatischen Gerinnung auch die Thrombozytenfunktion mittels Thrombozytenaggregation untersucht. Es zeigten sich auch hier, wenn auch nur geringfügig gesteigerte Maximalamplituden der ADP-induzierten Aggregationen bei den Patienten mit Non- Hodgkin-Lymphom (Mittelwert: 8,7 cm) im Vergleich zu den Kontrollwerten (3,8–7,2 cm Maximalamplitude). Die Aggregation der Patienten mit Hodgkin-Lymphom wies mit einer mittleren Maximalamplitude von 5,6 cm keine Abweichungen auf.

KAPTAN et al. (2002) untersuchten in einer größeren Studie an 31 Menschen mit dem beim Hund seltenen Hodgkin-Lymphom die Plättchenfunktion mit Hilfe der Aggregometrie. Sie stellten im Vergleich zur gesunden Kontrollgruppe keine Veränderung der Thrombozytenaggregation mit der Born-Methode unter Verwendung der Agonisten ADP, Kollagen, Epinephrin und Ristocetin fest.

In der zugänglichen Literatur ist eine deutlich gestörte Plättchenfunktion bei einem Menschen mit Non-Hodgkin-Lymphom ausschließlich in einer Falldarstellung von BERTOLINO et al. (1991)

dokumentiert. Bei diesem Patienten mit Blutungssymptomatik bestand neben einer milden Thrombozytopenie eine stark beeinträchtigte Plättchenaggregation und Freisetzungsreaktionen.

Beim Mensch stellt eine mögliche Ursache für eine Plättchenfunktionsstörung beim Non-Hodgkin- Lymphom das Vorliegen einer erworbenen Willebrand-Erkrankung dar, welche bei 10 % der Patienten mit Non-Hodgkin-Lymphom auftreten soll (RINDER et al. 1997). FABRIS et al. (1986) beschrieben einen erworbenen von Willebrand-Defekt, welcher neben Menschen mit malignem Lymphom auch beim multiplem Myelom und myeloproliferativen Erkrankungen vorkommt. Dieser Defekt der Thrombozytenaggregation steht im Zusammenhang mit der Abnahme des Faktors VIII.

Für ein vergleichbares Auftreten dieses Effektes beim Hund gibt es in der Literatur bislang keine Hinweise.

Der Mechanismus für die in verschiedenen Studien nachgewiesene gesteigerte Aggregationsneigung der Thrombozyten bei Tumorpatienten ist unbekannt. Studien haben eine gegenseitige Beziehung zwischen Thrombozyten und Tumorzellen belegt. Der In-vitro-Zusatz von Tumorzellen zum plättchenreichem Plasma geht mit einer gesteigerten Aggregation einher.

Tumorzellen können in vitro zu einer gesteigerten Thrombozytenaggregation führen, indem es zu einem Anstieg der Konzentration von Agonisten der Thrombozytenaggregation (z. B. Thrombin und ADP) kommt oder auch durch direkte Interaktion zwischen den Thrombozyten und der Oberflächenstruktur der Tumorzelle (HONN et al. 1992, HEINMOLLER et al. 1996).

2.3.2 Thrombozytopenie und -pathie bei Leukämie

Es liegen zahlreiche Publikationen, sowohl beim Menschen als auch beim Hund, zur Thrombozytopenie bei Leukämie vor (Mensch: GRALNICK et al. 1972, FRENCH u.

LILLEYMAN 1979; Hund: MADEWELL et al. 1980, MATUS et al. 1983, COUTO 1985, CAIN et al. 1986, LEIFER u. MATUS 1986, HENRY et al. 1996, VERNAU u. MOORE 1999, WORKMAN u. VERNAU 2003).

Beim Hund bestehen Unterschiede in der Ausprägung der Thrombozytopenien zwischen den Patienten mit akuter und chronischer lymphatischer Leukämie. Bei den Hunden mit akuter lymphatischer Leukämie ist die Thrombozytopenie mit einer Thrombozytenzahl von im Median 50.000/µl deutlicher ausgeprägt. MISCHKE et al. (1998) wies in seiner Untersuchung an 12 Hunden mit akuter Lymphoblastenleukämie bei allen untersuchten Patienten eine verminderte Thrombozytenzahl nach. Auch beim Menschen mit akuter lymphatischer Leukämie ist die Inzidenz

der Thrombozytopenie hoch. In einer Übersichtsarbeit zeigt sich, dass nur bei 15 % die Thrombozytenzahlen über 150.000/µl, bei 55% zwischen 25.000–150.000/µl und bei 30 % der Patienten unter 25.000/µl liegen (HOELZER u. GÖKBUGET 2003).

Dagegen zeigten sich in zwei Studien bei Hunden mit chronischer lymphatischer Leukämie nur moderate Veränderungen der Thrombozytenzahlen. In der Studie von VERNAU u. MOORE (1999) lag eine Thrombozytopenie bei 27 % der Hunde mit chronischer lymphatischer Leukämie vor, wovon der größte Teil der Patienten (72 %) nur leichte Veränderungen (> 100.000/µl) aufzeigte. In einer weiteren Untersuchung an 22 Hunden zeigte sich bei 45 % eine Thrombozytopenie, wobei der niedrigste Wert bei 110.000/µl lag (LEIFER u. MATUS 1986). Die Reduktion der Thrombozytenzahl wird unter anderem durch die Verdrängung der Megakaryozyten im Knochenmark und die Splenomegalie verursacht (Mensch: ROSENTHAL et al. 1963, SPEISER et al. 1990; Hund: MISCHKE et al. 1998).

Beim Hund liegen bislang keine ausführlichen Untersuchungen zur Thrombozytopathie bei Leukämien vor. Thrombozytenfunktionsstörungen wurden in einer Falldarstellung bei einem Hund mit einer experimentell, durch Bestrahlung induzierten Megakaryoblastenleukämie (CAIN et al.

1986) beschrieben. In der Arbeit von KEIDEL (2001) deutete sich anhand der Untersuchungsergebnisse des Plättchenfunktionsanalysegerätes PFA-100 eine Thrombozyten- funktionsstörung bei Hunden mit Leukämie an. Bei den untersuchten Hunden mit akuter und chronischer lymphatischer Leukämie wurden deutlich höhere Verschlusszeiten und Gesamtvolumina, sowohl mit der Kollagen/ADP-Messzelle als auch mit der Kollagen/Epinephrin- Messzelle, als in der gesunden Kontrollgruppe gemessen. Die gleichzeitig parallel vorliegende Thrombozytopenie und/oder Anämie schränkt diese Untersuchungsergebnisse jedoch ein. Die bei KEIDEL (2001) ebenfalls bestimmte kapilläre Blutungszeit war bei den untersuchten vier Hunden mit chronischer lymphatischer Leukämie deutlich verlängert. Auch die Patienten mit akuter

lymphatischer Leukämie wiesen deutliche Abweichungen zur gesunden Kontrollgruppe (60–150 sec) auf. Vier der sieben Hunde hatten kapilläre Blutungszeiten von über 240 sec.

Studien belegen beim Menschen mit akuter bzw. chronischer myeloischer Leukämie sowie akuter lymphoblastischer Leukämie eine reduzierte Thrombozytenaggregation und Plättchen- freisetzungsreaktion bzw. eine verlängerte In-vivo-Blutungszeit (PUI et al. 1982, WOODCOCK et al. 1984, MOHRI 1986, NARESH et al. 1993). In einer klinischen Studie an 66 Kindern mit akuter lymphoblastischer Leukämie zeigte sich eine Verlängerung der kapillären Blutungszeit in 89 % der

Fälle und Veränderungen der plasmatischen Gerinnungsfaktoren (SUTOR et al. 1984). Eine aktuelle Studie weist bei 50 Menschen mit akuter myeloischen Leukämie beeinträchtigte Mikro- Aggregatbildung der Thrombozyten mittels Durchflusszytometrie auf. (LEINOE et al. 2004). Dies steht in Übereinstimmung mit vorhergehenden Studien mit eingeschränkter Thrombozytenaggregation bei Patienten mit akuter myeloischer Leukämie (VAN DER WEYDEN et al. 1972, WOODCOCK et al. 1984).

Auch bei Patienten mit chronischen lymphatischen Leukämien ließen sich verlängerte Blutungszeiten und eine verminderte Thrombozytenaggregation nachweisen (NARESH et al. 1992).

Von den untersuchten zwölf Patienten mit chronisch lymphatischer Leukämie wiesen alle eine herabgesetzte Thrombozytenaggregation auf. Zwei zeigten zusätzlich eine verlängerte Blutungszeit.

Der häufigste Befund bei In-vitro-Thrombozytenfunktionstests bei Patienten mit chronischer lymphatischer Leukämie ist die fehlende Aggregation mit Epinephrin in etwa 60 % der Fälle, mit Kollagen bei um die 25 % und mit ADP bei 40 % der Patienten (ZURBORN et al. 1990). Eine verminderte ADP-induzierte Thrombozytenaggregation zeigte sich bei 10 Patienten mit chronischer lymphatischer Leukämie. Hier lag der Mittelwert der Maximalamplitude der Thrombozyten- aggregation mit 2,1 cm deutlich unterhalb des Normbereiches (3,8 – 7,2 cm). Neben der erniedrigten Thrombozytenaggregation lag eine Erniedrigung der Thrombozytenzahl vor (Mittelwert: 146.000/µl) (ELBERN 1996). Der kausale Hintergrund der Plättchenfunktionsstörung ist noch nicht ausreichend geklärt. Anscheinend liegen hier verschiedene Ursachen zugrunde. In einer Untersuchung von COWAN et al. (1975) bei Menschen mit akuter bzw. chronischer myeloischer Leukämie zeigte sich neben verschiedenen ultrastrukturellen Thrombozyten- veränderungen eine verminderte intrazelluläre Adeninnukleotid-Konzentration sowie eine Beeinträchtigung der Kollagen-Induzierten Freisetzungsreaktion von Adeninnukleotiden. Auch ZURBORN et al. (1990) beschrieben bei myeloproliferativen Erkrankungen spezifische thrombozytäre Störungen mit abnormer Morphologie, erhöhtem mittleren Volumen und Zunahme der Thrombozytenverteilungsbreite, erworbener „storage pool disease“, Membranabnormalitäten und einem abnormen Arachidonsäuremetabolismus.

2.3.3 Einfluss von Zytostatika auf die Thrombozytenzahl

Die zytostatikainduzierte Thrombozytopenie ist beim Menschen die mit Abstand häufigste Abweichung der primären Hämostase bei Tumorpatienten. Nach der Studie von BELT et al. (1978)

ist sie verantwortlich für 49 % der Blutungskomplikationen beim Menschen. Die zytostatikainduzierte Thrombozytopenie beruht auf der antiproliferativen Wirkung der Zytostatika auf normales Gewebe mit hoher Proliferationsrate wie den blutbildenden Zellen des Knochenmarks (BRÜNING et al. 1983; FELLIN et al. 1988). Da die Wirkung der Knochenmarksuppression dosisabhängig ist, sind bei einer Applikation von hohen Dosen fast alle Zytostatika knochenmarktoxisch. Durch die ungleiche Kinetik der verschiedenen Knochenmarkzell- populationen zeigen sich die toxischen Effekte zu unterschiedlichen Zeitpunkten. Aufgrund der kurzen Halbwertszeit der Thrombozyten beim Menschen von sieben Tagen manifestiert sich die Thrombozytopenie sehr früh, während die Anämie erst verzögert auftritt (Halbwertszeit der menschlichen Erythrozyten von 120 Tagen) (FELLIN et al. 1988). Der Wirkmechanismus der Zytostatika spielt ebenfalls eine bedeutende Rolle für den Beginn und die Dauer der Zytopenie.

Zytostatika, die phasenspezifische Effekte im Zellzyklus sich aktiv teilender Zellen besitzen, haben eine sehr rasche, aber kurz andauernde Wirkung. Substanzen, die nicht phasenspezifisch ihren Effekt auf die Knochenmarkzellen ausüben (z. B. Cyclophosphamid, Doxorubicin), zeigen einen späteren Beginn dieser Effekte (FELLIN et al. 1988). Beim Menschen sind die Zytostatika mit der größten toxischen Wirkung auf die Megakaryozyten Cytosin-Arabinosid, gefolgt von Cyclophosphamid und Methrotrexat (KARNOFSKY 1969, FELLIN et al. 1988). Sie scheinen eine direkte Toxizität für die Megakaryoblasten oder die megakaryozytären Stammzellen zu besitzen, haben aber keine direkte Wirkung auf die reifen Megakaryozyten (PETURSSON et al. 1982). Im Tierversuch konnte gezeigt werden, dass mit Cyclophosphamid behandelte Mäuse einen späteren Beginn der Thrombozytopenie zeigten, als es der normalen Lebenszeit der Thrombozyten entspricht (FELLIN et al. 1988). Die Kombination unterschiedlicher Zytostatika in Form eines Kombinationsprotokolls führt beim Menschen nicht zu einer weiteren Reduktion der Thrombozyten als es durch Monotherapie der Fall ist (LEVIN 1978). Dies zeigte sich auch in Verlaufsuntersuchungen bei Hunden mit malignem Lymphom im Rahmen einer Kombinationschemotherapie (MORRISON-COLLISTER et al. 2003). Im Anschluss an eine Thrombozytopenie kann eine Rebound-Thrombozytose auftreten (OGSTON u. DAWSON 1969), welche wahrscheinlich durch einen Feedback-Mechanismus der Thrombozytenproduktion mittels Thrombopoetin gesteuert wird (LICHTMANN u. BRENNAN 1987).

Als besonders relevant im Hinblick auf die zytostatikainduzierte Thrombozytopenie stellt sich beim Hund zum einen die Langzeitbehandlung der chronischen lymphatischen Leukämie mit dem Alkylanz Chlorambucil dar (HELFAND 1988). Das besonders in der Behandlung des malignen Lymphoms eingesetzte Lomustin hat ein hohes myeolotoxisches Potential. Neben der Neutropenie stellt die Thrombozytopenie ein erhebliches Risiko dar. Der Nadir der Thrombozytopenie ist zwischen dem siebten und 14. Tag nach der oralen Gabe. In der Regel steigen die Thrombozyten im weiteren Verlauf wieder an. Bei Fortführung der Behandlung mit Lomustin bei erniedrigter Thrombozytenzahl kann die Thrombozytopenie noch Monate nach Beendigung der Therapie bestehen bleiben. Dies beruht auf der kumulativen Neigung von Lomustin (MOORE u. KITCHELL 2003, FRIMBERGER 2000).

In der Regel zeigt sich beim Hund die Thrombozytopenie neun bis zehn Tage nach der Applikation von Chemotherapeutika, der Überlebenszeit der Thrombozyten beim Hund entsprechend (SCHALM et al. 1975). Die zytostatikainduzierte Thrombozytopenie beim Hund ist in der Regel transient und sieben bis zehn Tage nach dem Erreichen des niedrigsten Wertes befinden sich die Thrombozyten wieder im Referenzbereich bzw. es kommt zu einer Thrombozytose (HELFAND 1988). Dies zeigt sich in einer Verlaufsuntersuchung im Anschluss an die Kombination von Doxorubicin (30 mg/m² Körperoberfläche am Tag 0) und Cyclophosphamid (200 mg/m² Körperoberfläche an den Tagen 0) (KISSEBERTH u. MCEWEN 2001). Die Thrombozytenzahl sank vom Ausgangswert (270.000/µl) im Mittel auf 100.000/µl am achten Tag nach der Chemotherapie. 14 Tage nach der Chemotherapie befanden sich die Thrombozyten wieder bei Werten über 300.000/µl. Ungeachtet der reduzierten Thrombozytenzahl zeigten sich in der zitierten Studie keine klinischen Symptome einer Blutung. Durch eine zweite Cyclophosphamidgabe am 14.

Tag zeigte sich am 24. Untersuchungstag eine erneut reduzierte Zahl von Thrombozyten (50.000/µl), wobei keine weiteren Nachuntersuchungen erfolgten (KISSEBERTH u. MCEWEN 2001).

Zytostatika, die nur selten zu einer Thrombozytopenie führen, sind Vincristin (HOAGLAND 1984, MACKIN et al. 1995) und L-Asparaginase (WHITECAR et al. 1970, ROGERS et al. 1992). Zu dem Vinca-Alkaloid Vincristin und der L-Asparaginase, die bei der Behandlung des malignem Lymphoms des Hundes (LINK u. HIRSCHBERGER 1999) von großer Bedeutung sind, liegen Originalarbeiten für den Hund vor. Die größte Untersuchung von MACKIN et al. (1995) an 16 gesunden Hunden zeigte einen deutlichen Anstieg der Thrombozytenzahl im Anschluss an die

Applikation von Vincristin in einer Dosis von 0,02 mg/kg. Nach der Applikation von Vincristin sank die mittlere Thrombozytenzahl zunächst leicht innerhalb des Referenzbereiches ab (zweiter Tag nach Vincristin), um dann allmählich über den Ausgangswert anzusteigen. Am achten Untersuchungstag lagen die Thrombozytenzahlen der mit Vincristin behandelten Hunde 40 % über den Werten der Kontrollgruppe, die physiologische Kochsalzlösung injiziert bekamen. Zum 10. Tag sanken die Werte auf das Niveau zu Beginn der Studie. In einer weiteren Studie zur Wirkung von Vincristin auf die Thrombozytenzahl zeigte sich bei 12 Hunden mit Immunvermittelter Thrombozytopenie ein positiver Effekt von Vincristin. Die Patienten die neben Prednisolon auch Vincristin (0,02 mg/kg) injiziert bekamen, wiesen einen signifikant schnelleren Anstieg der Thrombozyten auf (ROZANSKI et al. 2002).

Im Hinblick auf den Mechanismus für den Thrombozytenanstieg in Folge von Vincristin wurde zum einen eine direkte Thrombopoeseaktivierung nachgewiesen (Mensch: LICHTMANN u.

BRENNAN 1987; Ratte: ROBERTSON et al. 1970; Hund: GOLDEN et al. 1988, MACKIN et al.

1995), zum anderen die Hemmung der Freisetzung eines Plättchenfaktors, der die Thrombopoese supprimiert (JACKSON u. EDWARDS 1977). Experimentelle Studien haben gezeigt, dass die Stimulation der Thrombozytenproduktion durch Vincristin direkt nach der Applikation einsetzt (ROBERTSON et al. 1970, KLENER et al. 1972, ROBERTSON et al. 1972, CHOI et al.1974). Es kommt zu einer Steigerung der Megakaryozytenvorläuferzellen im Knochenmark und einer verkürzten Reifungszeit. Als weiteren Gesichtspunkt schreiben RATZAN et al. (1972) Vincristin zu, dass es zu einer vermehrten Anzahl von Thrombozyten pro Megakaryozyten kommt. Die durch Vincristin verursachte Thrombozytose bildet sich in der Regel ohne vorausgegangene Thrombozytopenie aus (ROBERTSON et al. 1970, KLENER et al. 1972, CHOI et al. 1974).

Die Wirkung von L-Asparaginase auf die Thrombozytenzahl wurde von ROGERS et al. (1992) bei jeweils zehn gesunden als auch an malignem Lymphom erkrankten Hunden untersucht. Die Thrombozytenzahl wurde sowohl vor der Applikation von L-Asparaginase als auch im weiteren Verlauf über sieben Tage verfolgt. Es zeigte sich sowohl im Untersuchungszeitraum als auch zwischen den untersuchten Gruppen kein statistisch signifikanter Unterschied. Die Thrombozytenzahl lag im Mittel zu jedem Untersuchungszeitpunkt über 300.000/µl. Die Ergebnisse der Studie von ROGERS et al. (1992) bestätigt damit Untersuchungsergebnisse beim Menschen.

Eine Studie an 1547 Kindern mit akuter lymphoblasten Leukämie zeigte keine Reduktion der Thrombozytenzahl im Verlauf der Therapie mit L-Asparaginase, Vincristin und Prednisolon. Die

Anzahl der Thrombozyten war zu Beginn der Therapie geringfügig erniedrigt und stieg innerhalb von vier Wochen langsam an (PRIEST et al. 1982).

In den Behandlungsprotokollen für das maligne Lymphom und die chronische lymphatische Leukämie beim Hund spielt Prednisolon eine bedeutende Rolle (TESKE 1994). Verschiedene Untersuchungen der Wirkung von Glukokortikoiden auf die Thrombozytenzahl beziehen sich auf immunbedingte Thrombozytopenien. Wie und ob es überhaupt zu einer direkten Beeinflussung der Thrombozyten durch Prednisolon kommt, ist umstritten. In einigen Studien konnte bei gesunden Menschen bzw. Hunden kein Einfluss von Glukokortikoiden auf die Thrombozytenzahl nachgewiesen werden (Mensch: LICHTENFELD u. SCHIFFER 1979, Hund: MACKIN et al.

1995). Eine andere Studie mit klinisch gesunden Hunden konnte einen moderaten Anstieg der Thrombozytenzahl nachweisen (MOORE et al. 1992). In einer Untersuchung von AMMELOUNX u. NOLTE (1987) bei Hunden mit thrombozytopenischen Krankheitsbildern zeigte sich ein Anstieg der Thrombozytenzahl nach der Applikation von Glukokortikoiden bei 66 % der Patienten.

Innerhalb der Patientengruppe erhöhte sich die Thrombozytenzahl bei 39 % der Hunde über 100 %, bei 21 % zwischen 20 bis 99 %, bei sieben Patienten blieb die Thrombozytenzahl konstant. Bei 18

% fiel die Thrombozytenzahl unter den Ausgangswert. Generell werden dem Prednisolon im Hinblick auf die Beeinflussung der Thrombozytenzahl folgende Eigenschaften beigemessen:

Reduktion von Antikörpern und Unterdrückung des Thrombozytenabbaus durch das mononukleäre Phagozyten-System (KARPATKIN 1980).

2.3.4 Einfluss von Zytostatika auf die Thrombozytenfunktion

Der Einfluss von Zytostatika auf die Thrombozytenfunktion ist in zahlreichen Studien sowohl beim Menschen (WHITE 1969, LEMANCZYK et al. 1976, HICSONMEZ et al. 1977, STEINHERZ et al. 1976, KLENER et al. 1977, SHAPIRO et al. 1980, PUI et al. 1983, FELLIN et al. 1988, MATERA et al. 1994) als auch beim Hund (TAKANO 1981, MACKIN et al. 1995, GRAU- BASSAS et al. 2000) untersucht worden. Verschiedene der chemotherapeutisch eingesetzten Substanzen wie z. B. Vincristin führen zu Veränderungen der Thrombozytenstruktur und damit zu einer funktionellen Thrombozytenschädigung (FELLIN et al. 1988). Die Vinca-Alkaloide Vincristin und Vinblastin können schon in geringen Konzentrationen sowohl in vivo als auch in vitro zu einer Beeinträchtigung der Thrombozytenfunktion führen (WHITE 1969, STEINHERZ et al. 1976, HICSONMEZ et al. 1977, GRAU-BASSAS et al. 2000). Dies geschieht durch Zerlegung

und durch eine unzureichende Formation der Mikrotubuli (WHITE 1969, STEINHERZ et al. 1976).

Der Haupteffekt von Vincristin auf die Thrombozytenfunktion ist die Löschung der normalen zweiten Phase der Thrombozytenaggregation. Dies wurde beim Menschen nicht nur in vitro bei Thrombozyten, die Vincristin ausgesetzt waren beobachtet, sondern auch bei Thrombozyten von mit Vincristin behandelten humanen Tumorpatienten (HICSONMEZ et al. 1977). Des Weiteren zeigte sich, dass Agonisten der Thrombozytenaggregation, mit Ausnahme des Kollagens, im Auslösen der Aggregation von Thrombozyten von mit Vincristin behandelten Menschen fehlschlagen (WHITE 1969, STEINHERZ et al. 1976, HICSONMEZ et al. 1977). Die klinische Relevanz der beeinträchtigten Thrombozytenaggregation scheint bei den Patienten nicht von großer Bedeutung zu sein, da die kapillären Blutungszeiten der entsprechenden Patienten keine Auffälligkeiten zeigten (HICSONMEZ et al. 1977, STEINHERZ et al. 1976).

Beim Hund liegen drei systematische Arbeiten über die Wirkung von Vincristin auf die Thrombozytenfunktion sowohl bei gesunden als auch bei Hunden mit malignem Lymphom vor (TAKANO 1981, MACKIN et al. 1995, GRAU-BASSAS et al. 2000). Untersuchungen zum Effekt anderer Zytostatika auf die Thrombozytenfunktion können der zugänglichen Literatur für den Hund nicht entnommen werden. In der größten Untersuchung von MACKIN et al. (1995) wurden 16 klinisch gesunde Hunde mit Vincristin in einer Dosis von 0,02 mg/kg behandelt und die Wirkung auf die Thrombozytenfunktion mittels der bukkalen Blutungszeit und Thrombozytenaggregometrie ermittelt. Als Agonisten kamen ADP, Kollagen und plättchenaktivierender Faktor zum Einsatz. Die Hunde wurden über einen Zeitraum von 10 Tagen untersucht. Es zeigte sich innerhalb des Untersuchungszeitraumes und zwischen der Vincristin behandelten Gruppe und der Vergleichsgruppe, welche physiologische Kochsalzlösung injiziert bekam, kein Unterschied. Einzig die Thrombozytenaggregation mit einer niedrigen Konzentration von ADP (10 ng) war am siebten Tag deutlich vermindert (15 % unterhalb des Ausgangswertes) im Vergleich zur Kontrollgruppe (21 % oberhalb des Ausgangswertes). Zu einem vergleichbaren Ergebnis kam TAKANO (1981) ebenfalls bei gesunden Hunden. Es zeigte sich, dass nur Vinblastin, aber nicht Vincristin die Thrombozytenaggregation negativ beeinflusst. Beide Substanzen verändern die Thrombozyten morphologisch merklich.

In einer weiteren Studie untersuchten GRAU-BASSAS et al. (2000) den Effekt von Vincristin auf die Funktion der Thrombozyten bei sieben Hunden mit malignem Lymphom in kompletter Remission. Es wurde vor der Injektion und eine Stunde danach eine Thrombozytenaggregation mit

den Agonisten ADP, Kollagen und Arachidonsäure durchgeführt. Sowohl bei der Bestimmung des Aggregationsgradienten als auch bei der maximalen Aggregation zeigten sich Unterschiede zwischen den Zeitpunkten. Nach der Vincristininjektion reduzierte sich der Mittelwert der maximalen Aggregation im Mittel auf 32 % im Vergleich zum Ausgangswert von 60 %.

In einer Studie von MATERA et al. (1994) wurde durch In-vitro-Zusatz zum Blut gesunder Menschen der Einfluss der Zytostatika Vincristin, Doxorubicin und Epirubicin untersucht. Es zeigte sich bei allen Substanzen eine deutliche negative Beeinflussung der Thrombozytenaggregation sowohl mit ADP als auch mit Kollagen als Aggregationsstimulans. Die Hemmung der Aggregation durch Vincristin war deutlicher als durch Doxorubicin und Epirubicin.

In einer weiteren Untersuchung von SHAPIRO et al. (1980) zeigte sich bei zehn Kindern mit akuter Lymphoblastenleukämie unter L-Asparaginase-Therapie eine unzureichende Kollagen-induzierte Aggregation. Die mit den Agonisten ADP, Arachidonsäure und Epinephrin durchgeführte Aggregation wies keine Abweichungen von der Norm auf. Die reduzierte Aggregation mit Kollagen als Stimulans normalisierte sich nach Beendigung der Therapie mit L-Asparaginase. Die Patienten erhielten weiterhin Vincristin und Prednisolon, so dass ein negativer Einfluss der L-Asparaginase vermutet werden kann. Hiervon abweichend zeigte PUI et al. (1983) in einer weiteren Untersuchung beim Menschen, dass bei Patienten unter L-Asparaginase-Therapie eine gesteigerte In-vitro-Reaktion der Thrombozyten auf ADP vorlag. Die gesteigerte Aggregation normalisierte sich nach Beendigung der Therapie. Die gesteigerte Stimulation der Thrombozyten auf ADP war noch nachweisbar, wenn die Thrombozyten in Normalplasma resuspendiert wurden. So erscheinen die Thrombozyten für die abnorme Thrombozytenenreaktion verantwortlich zu sein und nicht eine Veränderung plasmatischer Faktoren. PUI et al. (1985) stellten in einer weiteren Arbeit die Hypothese auf, dass unter Asparaginase-Therapie möglicherweise eine abnorme Form eines von Willebrand Faktors synthetisiert wird und dieser Faktor die Ausbildung einer Thrombose begünstigen kann. Veränderungen der von Willebrand-Multimere zeigten sich in Studien bei Patienten mit Zytostatika-induzierter Thrombose (PUI et al. 1987, CHARBA et al. 1993).

3 Untersuchungsgut, Material und Methodik

3.1 Material

3.1.1 Geräte und Bezugsquellen Beckmann Instruments GmbH, München

• GPKR Zentrifuge, Kühlzentrifuge

Dade Behring Vertriebs-GmbH, Schwalbach

• PFA-100, Analysengerät für Thrombozytenfunktionstests

Erka GmbH, Bad Tölz

• Erkameter, Blutdruckmessgerät (Nr. 218087) mit Kindermanschette

Andreas Hettich GmbH, Tuttlingen

• HETTICH Zentrifuge EBA 12

Labor, Laborgeräte + Analysesysteme Vertriebsgesellschaft mbH, Ahrensburg

• Automated Platelet Aggregation and Coagulation Tracer APACT mit Printer Plotter, Plättchenaggregationsmessgerät

Laboratoy Centrifuges GmbH, Osterode

• Sigma 113, Laborzentrifuge

Roche Diagnostics GmbH, Mannheim

• SoftclixII, Semiautomatischer Blutlanzettenschnapper

Bayer Diagnostics, Fernwald

• Advia®120, Blutzellzähl- und -differenzierungsautomat, automatisches Hämatologiesystem

Brand PlastibrandGmbH & Co, Wertheim

• Transferpipette 5–50 µl, Kolbenhubpipette

• Transferpipette 100–1000 µl, Kolbenhubpipette

3.1.2 Reagenzien, Abkürzungen und Bezugsquellen Dade Behring Vertriebs-GmbH, Schwalbach

• Dade PFA Messzellen Kollagen/ADP, B-4170-21

• Dade PFA Messzellen Kollagen/Epinephrin, B-4170-20

• Dade PFA Startlösung, B-4170-50

Fresenius AG, Bad Homburg

• Ampuwa, destilliertes Wasser

Roche Diagnostics GmbH, Mannheim

• Natriumzitratlösung 0,11 mol/l

Bayer Diagnostics, Fernwald

• Diff Timepac mit Perox Sheat

• ADVIA®120 PEROX 1 Reagenz, Lyse der Erythrozyten und Fixierung der Leukozyten

• ADVIA®120 PEROX 2 Reagenz, Färbung der Leukozyten

• ADVIA®120 PEROX 3 Reagenz, Färbung der Leukozyten

• Perox Sheat (zur Ergänzung des Diff Timepac), Mantelstromflüssigkeit

• 3 in 1 TEST point ™ Hämatologie-Kontrolle, hämatologisches Referenzmaterial zur Überwachung der Präzision und Genauigkeit

• CBC Timepac mit Defoamer, Reagenz zu Messung der Thrombozyten und des Hämoglobingehaltes

• Sheat Rinse, Mantelstromflüssigkeit

• EZ Kleen, Reinigungsflüssigkeit

• Sodium Hydrochlorid 5 %, Reinigungsflüssigkeit

Sigma Diagnostics GmbH, Deisenhofen

• ADP-Reagenz (Katalog Nr. 885-3), Plättchenaggregationsstimulator

3.1.3 Verbrauchsmaterial und Bezugsquellen Brand PlastibrandGmbH & Co, Wertheim

• Pipettenspitze, variabel

Braun Melsungen AG, Melsungen

• Einmal-Injektions-Kanülen; 1,1 x 30 mm

• VasofixBraunüle, 18G/1 ¼ `` 1,3 x 33 mm, Venenverweilkanüle

Dade Behring Vertriebs-GmbH, Schwalbach

Zubehör für das Plättchenfunktionsanalysengerät PFA-100:

• Dade PFA Druckerpapier, B-4170-71

• Dade PFA Farbband, B-4170-72

• Dade PFA O-Ring-Reinigungspads, B-4170-73

• Dade PFA Initialisierungszelle, B-4170-74

• Dade PFA Vakuum-Messzelleinsatz, B-4170-75

Eppendorf-Netheler-Hinz-GmbH, Hamburg

• Eppendorf-Reaktionsgefäße 3810, Kunstoff-Reaktionsgefäß 1,3ml

Labor, Laborgeräte + Analysensysteme Vertriebsgesellschaft mbH, Ahrensburg

• Mikroküvette und Mikromixer für APACT-Aggregometer

• Thermopapier für APACT-Printer Plotter

Roche Diagnostics GmbH, Mannheim

• SoftclixII lancet 21 G, 0,8 mm, 200 sterile Lanzetten Art. Nr. 1623460, Lanzetten zur Kapillarblutgewinnung als Zubehör zum semiautomatischen Blutlanzettenschnapper

Sarstedt AG + Co, Nümbrecht

• 1,3 ml Mikroprobengefäße mit Kalium-EDTA, Blutprobengefäß zur Bestimmung des Blutbildes

• S-Monovette, 2,9 ml, Probengefäße mit Zitronensäure-Natriumzitrat-Puffer (pH 5,5; 0,129 mol/l Zitrat) für die automatische Plättchenfunktionsanalyse

• Graduierte Polyethylenzentrifugenröhrchen 10 ml

• Plastikstopfen, farblos

Thomae GmbH, Biberach an der Riss

Finalgon, extra stark, Reg.Nr. F 772, hyperämisierende Salbe

3.2 Versuchsaufbau

In der vorliegenden Studie wurden Hunde mit malignem Lymphom (multizentrisches Lymphom:

n=35, intestinales Lymphom: n=2, nasales Lymphom: n=1), akuter lymphatischer Leukämie (n=9) und chronischer lymphatischer Leukämie (n=6) zum Zeitpunkt der Diagnosestellung sowohl hinsichtlich ihres Status der primären Hämostase (kapilläre In-vivo Blutungszeit, Plättchenfunktionsanalyse mittels PFA-100, Thrombozytenzahl und Thrombozytenaggregation) als auch ergänzend bezüglich verschiedener Parameter des Blutbildes (Hämatokrit, Erythrozytenzahl, Hämoglobingehalt und Leukozytenzahl) untersucht. Die untersuchten Hunde erhielten in den 10 Tagen vor Beginn der Zytostatikatherapie keine Medikamente, welche die Thrombozytenfunktion beeinträchtigen könnten und waren zum Zeitpunkt der Blutentnahme 24 Stunden nüchtern.

Bei einer Auswahl dieser Patienten, die eine Zytostatikabehandlung erhielten, wurden zudem die Veränderungen der o. a. Messgrößen der primären Hämostase und des Blutbildes zu verschiedenen Zeitpunkten der Zytostatikatherapie untersucht. Bei den Hunden mit malignem Lymphom erfolgte die Zytostatikabehandlung mit dem Standardprotokoll der Fachgruppe Onkologie der Deutschen Veterinärmedizinischen Gesellschaft (Therapiemodell 3 malignes Lymphom, Tabelle 1). Die Induktionsbehandlung erfolgte mit Vincristin, Asparaginase, Cyclophosphamid, Doxorubicin und Prednisolon (Tab. 2). Blutentnahmen und Messungen der kapillären Blutungszeit erfolgten beim 1.

und 3. Behandlungszyklus jeweils vor sowie 15 Minuten, eine und vier Stunden nach der Applikation von Vincristin und Asparaginase in der ersten Behandlungswoche und der Doxorubicinapplikation in der dritten Behandlungswoche. In den Wochen 2 und 4 wurde jeweils vor der Chemotherapie Blut abgenommen (Tab. 1).

Bei einem Patienten mit chronisch lymphatischer Leukämie wurden Verlaufsuntersuchungen während der Zytostatikatherapie durchgeführt (siehe Tab. A1, tabell. Anhang). Letztere erfolgte mittels Vincristin (0,025mg/kg i.v. einmal wöchentlich in den ersten drei Behandlungswochen) und oraler Gabe von Chlorambucil (0,2 mg/kg Körpermasse [KM] per os täglich in den ersten drei Behandlungswochen; Leukeran 2 mg Filmtabletten, Glaxo-Wellcome GmbH & Co, Bad Oldesloe) und Prednisolon (30mg/m² Körperoberfläche [KOF]) per os in der ersten Behandlungswoche und 10 mg/m² KOF per os in der zweiten und dritten Behandlungswoche). Die drei Blutentnahmen und Messungen der kapillären Blutungszeit erfolgten jeweils eine Stunde vor der intravenösen Verabreichung von Vincristin. Als Referenz diente eine Kontrollgruppe von 40 gesunden Hunden, bei denen die oben angegebenen Tests einschließlich der kapillären Blutungszeit gemessen wurden.

Tabelle 1: Kombinationschemotherapieprotokoll „Therapiemodell 3 malignes Lymphom“ der Deutschen Veterinärmedizinischen Gesellschaft Fachgruppe Onkologie zur Behandlung des malignen Lymphoms beim Hund und die in der vorliegenden Arbeit verwendeten Blutentnahmezeitpunkte

Woche Medikamente Dosierung Zeitpunkte der Messungen

Dexamethason 1 mg/kg i.v. W1.0 (vor der Applikation)

1 Asparaginase 400 IE/kg s.c. W1.1 (15 Minuten nach der Applikation) Vincristin 0,7 mg/m² i.v. W1.2 (1 Stunde nach der Applikation) Prednisolon 50 mg/m² p.o., 3 Tage lang W1.3 (4 Stunden nach der Applikation) 2 Cyclophosphamid 200 mg/m² i.v. W2.0 (vor der Applikation)

Prednisolon 50 mg/m² p.o., 3 Tage lang

Dexamethason 1 mg/kg i.v. W3.0 (vor der Applikation)

3 Doxorubicin 30 mg/m² i.v. W3.1 (15 Minuten nach der Applikation) Prednisolon 50 mg/m² i.v.,3 Tage lang W3.2 (1 Stunde nach der Applikation)

W3.3 (4 Stunden nach der Applikation)

4 Vincristin 0,7 mg/m² i.v. W4.0 (vor der Applikation) Prednisolon 50 mg/m² p.o., 3 Tage lang

5 Cyclophosphamid 200 mg/m² i.v.

Prednisolon 50 mg/m² p.o., 3 Tage lang

Dexamethason 1 mg/kg i.v.

6 Doxorubicin 30 mg/m² i.v.

Prednisolon 50 mg/m² p.o., 3 Tage lang

7 Vincristin 0,7 mg/m² i.v.

Prednisolon 50 mg/m² p.o., 3 Tage lang 8 Cyclophosphamid 200 mg/m² i.v.

Prednisolon 50 mg/m² p.o., 3 Tage lang

Dexamethason 1 mg/kg i.v.

9 Doxorubicin 30 mg/m² i.v.

Prednisolon 50 mg/m² p.o., 3 Tage lang

10 Vincristin 0,7 mg/m² i.v.

Prednisolon 50 mg/m² p.o., 3 Tage lang 11 Cyclophosphamid 200 mg/m² i.v.

Prednisolon 50 mg/m² p.o., 3 Tage lang

Dexamethason 1 mg/kg i.v.

12 Doxorubicin 30 mg/m² i.v

Prednisolon 50 mg/m² p.o., 3 Tage lang

Abkürzungen: mg–Miligramm, kg–Kilogramm (Körpermasse), IE–Internationale Einheiten, m²–Quadratmeter (Körperoberfläche), i.v.–intravenöse Applikation, s.c.–subkutane Applikation, p.o.–per orale Applikation, W–Woche

Tab. 2: Zytostatika, die im Rahmen des Therapiemodells 3 der Fachgruppe Onkologie der Deutschen Veterinärmedizinischen Gesellschaft zur Behandlung des malignen Lymphoms beim Hund verwendet werden

Handelsname Inhaltsstoff Hersteller

Adrimedac Injektionslösung Doxorubicinhydrochlorid Medac Gesellschaft für klinische

Spezialpräparate mbH, Hamburg

Vincristin 1 mg/ml Injektionslösung Vincristinsulfat Medac Gesellschaft für klinische

Spezialpräparate mbH, Hamburg

Endoxan 500 mg Injektionsflasche Cyclophosphamid Asta Medica AG,

Frankfurt

Asparaginase 5000 medac Asparaginase Medac Schering Onkologie GmbH,

Durchstechflasche ^a München

Asparaginase 10000 medac

Durchstechflasche ^b

Prednisolon ratiopharm 5 mg Prednisolon Ratiopharm GmbH, Ulm

Prednisolon ratiopharm 50 mg

Abk.: ^a = bis zu 25 kg Körpermasse, ^b = über 25 kg Körpermasse

3.3 Patienten

3.3.1 Patientengruppen

3.3.1.1 Malignes multizentrisches Lymphom

Die 35 Patienten mit malignem multizentrischen Lymphom umfassten Hunde beiderlei Geschlechts und verschiedener Rassen (Tab. 3). Das mediane Alter lag bei 8 Jahren (4–14 Jahren, Minimum- Maximum), die mediane Körpermasse (KM) bei 32 kg (11–44 kg). Die 17 Patienten der Gruppe mit multizentrischem Lymphom, die im Verlauf einer Zytostatikatherapie mehrfach untersucht wurden, wiesen ein medianes Alter von 8 Jahren (4–12 Jahre, Minimum–Maximum) und medianes Gewicht von 35 kg (12–43kg) auf. Die Rasseverteilung dieser Hunde kann Tabelle 3 entnommen werden.

Alle untersuchten Hunde zeigten eine generalisierte Lymphknotenschwellung. Die Diagnosestellung basierte überwiegend auf der zytologischen Untersuchung der vergrößerten Lymphknoten. Es zeigte sich ein hoher Anteil blastärer, lymphoider Zellen. Bei den Patienten die eine Zytostatikatherapie erhielten, wurde zum Staging gemäß WHO-Klassifikation eine sonographische Untersuchung des Abdomens und bei vergrößerter Milz und/oder Leber eine