Diagnostische Bedeutung klinisch-gynäkologischer, vaginalzytologischer und endokrinologischer Befunde zur Bestimmung des Reproduktionsstatus beim Kaninchen
INAUGURAL-DISSERTATION
zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin - Doctor medicinae veterinariae -
( Dr. med. vet.)
vorgelegt von Tessa Brockhaus
Hattingen
Hannover 2014
Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. A.-R. Günzel-Apel
Reproduktionsmedizinische Einheit der Kliniken Klinik für Kleintiere
1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. A.-R. Günzel-Apel 2. Gutachter: PD Dr. K. Herzog
Tag der mündlichen Prüfung: 12.05.2014
Beitrag aus dem Virtuellen Zentrum für Reproduktionsmedizin Niedersachsen
Meiner Familie
Physiologie der Fortpflanzung 2014; Gießen, 27. – 28. Februar vorgestellt.
INHALTSVERZEICHNIS
1 EINLEITUNG ... 11
2 LITERATURÜBERSICHT ... 12
2.1 SEXUALPHYSIOLOGIE DES WEIBLICHEN KANINCHENS ... 12
2.1.1 SEXUALZYKLUS ... 12
2.1.1.1 HORMONELLE STEUERUNG IN VERSCHIEDENEN REPRODUKTIONSSTADIEN ... 15
2.1.2 ANATOMIE UND FORTPFLANZUNGSASSOZIIERTE MERKMALE DER OVARIEN,VAGINA UND VULVA ... 20
3 EIGENE UNTERSUCHUNGEN ... 26
3.1 MATERIAL UND METHODEN ... 26
3.1.1 ZIELSETZUNG ... 26
3.1.2 VERSUCHSDURCHFÜHRUNG ... 26
3.1.2.1 TEILSTUDIE I ... 26
3.1.2.1.1 TIERE UND GRUPPENEINTEILUNG ... 26
3.1.2.1.2 UNTERSUCHUNGSZEITRAUM UND -MAßNAHMEN ... 27
3.1.2.2 TEILSTUDIE II ... 33
3.2 STATISTISCHE AUSWERTUNG ... 34
4 ERGEBNISSE ... 36
4.1 TEILSTUDIE I ... 36
4.1.1 CHARAKTERISIERUNG DES REPRODUKTIONSSTATUS ANHAND DER ÖSTROGEN- UND PROGESTERONVERLAUFSMUSTER ... 36
4.1.2 ZUSAMMENHÄNGE ZWISCHEN SPEZIFISCHEN VERHALTENSWEISEN UND DEM OVARFUNKTIONSSTATUS ... 70
4.1.3 MAKROSKOPISCHE BEFUNDE DER VULVA ... 72
4.1.4 BRUNSTSYMPTOME ... 77
4.1.5 VAGINALZYTOLOGISCHE BEFUNDE ... 78
4.2 TEILSTUDIE II ... 80
4.2.1 DEFINITION DER OVARFUNKTIONSSTADIEN „FOLLIKELPHASE“ UND „LUTEALPHASE/PSEUDOGRAVIDITÄT“ ... 80
4.2.2 VAGINALZYTOLOGISCHE BEFUNDE ... 82
5 DISKUSSION ... 84
5.1 ZIELE DER ARBEIT ... 84
5.2 TEILSTUDIE I ... 85
5.2.1 TIERE UND VERSUCHSDURCHFÜHRUNG ... 85
5.2.2 BEDEUTUNG DER OVARSTEROIDKONZENTRATIONEN, DER BRUNSTSYMPTOME UND DER GYNÄKOLOGISCHEN BEFUNDE FÜR DIE BESTIMMUNG DES REPRODUKTIONSSTATUS ... 86
5.3 TEILSTUDIE II ... 96
5.3.1 TIERE UND VERSUCHSDURCHFÜHRUNG ... 96
5.3.2 BEDEUTUNG DER OVARSTEROIDKONZENTRATIONEN UND DER VAGINALZYTOLGISCHEN BEFUNDE FÜR DIE BESTIMMUNG DES OVARIALEN FUNKTIONSSTATUS ... 96
5.5 SCHLUSSBETRACHTUNG ... 99
6 ZUSAMMENFASSUNG ... 101
7 SUMMARY ... 103
8 LITERATURVERZEICHNIS ... 106
9 ANHANG ... 115
9.1 TABELLENVERZEICHNIS ... 115
9.2 ABBILDUNGSVERZEICHNIS ... 123
ABKÜRZUNGSVERZEICHNIS
Abb. Abbildung al. et alteri a.p. ante partum Bsp. Beispiel
BZ Basalzellen
bzw. beziehungsweise
ca. circa
cm Zentimeter
EIA Enzymimmunoassay exkl. exklusiv
Fa. Firma
FSH Follikelstimulierendes Hormon ggf. gegebenenfalls
ggr. geringgradig
GnRH Gonadotropin Realising Hormon H/E Hämotoxylin-Eosin-Färbung hgr. hochgradig
hIMZ hohe Intermediärzellen HSR High sexual receptivity
HZ hohe Zellen
i.d.R. in der Regel i.m. intramuskulär inkl. inklusiv
kg Kilogramm
LH Luteinisierendes Hormon LSR Low sexual receptivity
M. musculus
mg Milligramm
mgr. mittelgradig
m.o.w. mehr oder weniger
µg Mikrogramm
µl Mikroliter
µm Mikrometer
min. Minute ml Milliliter mm Millimeter
N. Nervus
n Anzahl
NaCl Natriumchlorid
ng Nanogramm
Nr. Nummer
PBZ Parabasalzellen p. coit. post coitum
pg Pikogramm
p.p. post partum
s. siehe
SB sexual behaviour Sch Scholle
SFZ Superfizialzelle sog. sogenannt Std. Stunde Tab. Tabelle tgl. täglich
tIMZ tiefe Intermediärzellen TZ tiefe Zellen
u. und
U/min. Umdrehungen/Minute vergl. vergleiche
vs. versus
z.B. zum Beispiel z.T. zum Teil
1 Einleitung
Kaninchen unterschiedlichster Rassen stammen vom europäischen Wildkaninchen (Oryctolagus cuniculus) ab und gehören zur Ordnung der Hasenartigen (Lago- morpha).
Seit dem 19. Jahrhundert wird das Kaninchen als Haustier gehalten. Heute zählt das Zwergkaninchen zu den beliebtesten Heimtieren in deutschen Haushalten, weshalb es immer häufiger in der Kleintierpraxis vorgestellt wird.
Die Bereitschaft der Kaninchenhalter, mehr Geld für Diagnostik und Therapie auszu- geben, ist in den letzten Jahren stark gestiegen. Dies ist einer der Gründe, warum die Kaninchen deutlich älter werden als noch vor einigen Jahren.
Die mit fortschreitendem Alter einhergehenden Erkrankungen manifestieren sich bei vielen weiblichen Kaninchen im Bereich des Genitaltraktes und hier vor allem am Uterus.
Im Rahmen der klinischen Diagnostik von Genitalerkrankungen sollte, auch im Hin- blick auf die durchzuführende Therapie, stets der Ovarstatus bzw. die Repro- duktionsphase (anovulatorischer Zyklus, Lutealphase/Pseudogravidität) einbezogen werden. Dieser Vorgehensweise wird beim Kaninchen bisher wenig Beachtung ge- schenkt.
Ziele der vorliegenden Arbeit bestanden daher darin, durch Verlaufsuntersuchungen physiologische Befunde am äußeren Genitale und am Vaginalepithel zu erheben und sie in direktem Kontext mit dem ovarialen Funktionsstatus sowie bei bestehender Gravidität hinsichtlich ihrer diagnostischen Aussagekraft zu bewerten. Ferner wurde der diagnostische Wert der gewonnenen Erkenntnisse an Einzelbefunden geprüft.
2 Literaturübersicht
2.1 Sexualphysiologie des weiblichen Kaninchens
2.1.1 Sexualzyklus
Kaninchen sind in ihrem Zyklusgeschehen polyöstrisch und weisen einen anovulato- rischen Sexualzyklus auf. Die Ovulation wird durch einen neuro-humoralen Stimulus ausgelöst (HAMILTON 1951; BAUMGARTNER u. ISENBÜGEL 1995; NORRIS u.
LOPEZ 2011).
Die Follikelbildung tritt in Wellen auf, bei der jeweils 5 – 10 Follikel pro Ovar gebildet werden. Die Follikel produzieren im Verlauf ihrer Reifung steigende Mengen an Östrogenen. Das Kaninchen ist in dieser Phase für eine Dauer von 2 – 14 Tagen (HARCOURT-BROWN 2002; LÖHLE 2003), bzw. 7 – 10 Tage paarungsbereit (EASSON 2001; BROWER 2006; NORRIS u. LOPEZ 2011).
Paarungsverhalten
Im Östrus (Phase der Paarungsbereitschaft) nehmen Kaninchen eine Lordosehal- tung ein, um die Bedeckung zu erleichtern. Die Lordose wird durch Druck auf das Hinterteil des Kaninchens herbeigeführt. In der darauffolgenden Suchphase wird die perineale Stimulation durch den Penis herbeigeführt (CONTRERAS et al. 2001).
HOFFMANN et al. (2010) und NORRIS und LOPEZ (2011) sehen die Ursache des Verhaltens im zirkulierenden Östradiol und im Fehlen von Progesteron.
Das Lordoseverhalten kann unvollständig oder vollständig sein. Bei der unvoll- ständigen Lordosehaltung (hervorgerufen durch unzureichenden Druck auf das Hin- terteil) liegt das Kaninchen entspannt und flach auf dem Boden und unternimmt einen schwachen Versuch, die Hinterläufe anzuheben. Das Gewicht bleibt dabei hauptsächlich auf den Metatarsalknochen, der Schwanz ist angehoben, die Vulva nach unten orientiert und damit nicht erreichbar. Bei vollständiger Lordose wird das Hinterteil durch Strecken der Hinterläufe angehoben, der Schwanz seitlich gehalten
und dadurch die perianale Region freigelegt (HILLYER u. QUESENBERRY 1997;
CONTRERAS et al. 2001).
Als weitere Verhaltensmuster im Östrus beschreiben HOFFMANN et al. (2010), NORRIS und LOPEZ (2011) das „Kinnmarkieren“. Dabei reiben Kaninchen ihr Kinn an Gegenständen, um diese mit dem Sekret der Drüsen an der Kinnunterseite zu markieren, das ein Hinweis auf erhöhte Paarungsbereitschaft darstellt. BEYER und McDONALD (1973) und HILLYER und QUESENBERRY (1997) beschreiben das sog. „mounting“ der weiblichen Tiere. Dabei besteigen sie andere Weibchen oder Männchen als Ausdruck der Paarungsbereitschaft. SCHLEY (1985) beschreibt unruhiges Verhalten der weiblichen Kaninchen und weniger Futteraufnahme wäh- rend des Östrus.
Führen die Kopulationen zur Ovulation, klingt die Paarungsbereitschaft unter dem Einfluss der ansteigenden Progesteronkonzentrationen rasch ab.
Präcoitales Verhalten
Das präcoitale Verhalten wird geprägt durch eine vollständige Lordosehaltung, um dem Rammler das Aufspringen und den Coitus zu ermöglichen.
Coitus
Durch das Aufspringen des Rammlers auf das Hinterteil des paarungsbereiten Weib- chens wird die Lordosehaltung eingenommen. Die Penetration kann durch das Frei- liegen der Perinealgegend erfolgen (CONTRERAS et al. 2001). Unmittelbar nach dem Coitus fällt der Rammler krampfend mit knurrendem Laut vom Weibchen ab (DORN 1981; RICHARDSON 2000).
Postcoitales Verhalten
Kurz nach dem Deckakt ist die Aktivität des Kaninchens und das Kinnmarkieren re- duziert (HOFFMANN et al. 2010). Da auch ovariohysterektomierte Tiere dieses Ver- halten zeigen, werden als Ursache nicht die Ovarsteroide, sondern neuroendokrine Reflexe vermutet. Die Verhaltensmuster vom Zeitpunkt des Östrus bis zur Trächtig- keit werden in drei Phasen eingeteilt (HOFFMANN u. GONZALEZ-MARISCAL 2007;
HOFFMANN et al. 2010). 1. die „akute“ Phase, sie ist unabhängig von Progesteron- rezeptoren und ovarialen Signalen. 2. die „early“ Phase (1 – 4 Tage post coitum), sie ist angewiesen auf ovariale Signale und unabhängig von Progesteronrezeptor- Aktivität, 3. die „luteal-“ Phase (> 4 Tage post coitum), gekennzeichnet durch unter- drücktes Östrusverhalten (kein Kinnmarkieren, keine sexuelle Akzeptanz) und äuße- re Symptome einer Trächtigkeit (Nestbau, Graben, erhöhte Aggressivität). Hierfür sind sowohl das ovarial gebildete Progesteron als auch die Expression von Progeste- ronrezeptoren verantwortlich.
Verhalten während der Gravidität
Das Verhalten tragender Kaninchen wird wie folgt beschrieben: Ab dem 21. Tag wird Graben mit dem Höhepunkt zwischen dem 25. – 27. Tag beobachtet. Während dieser Zeit liegt der Progesteronwert bei 9 ng/ml und der Östradiolwert bei 60 pg/ml.
Ab dem 30. Tag zeigen Kaninchen Strohsammeln bei sinkenden Progesteronwerten und steigenden Östradiolkonzentrationen (75 pg/ml). Ca. einen Tag ante partum wird Fellrupfen beobachtet. Die Östradiolkonzentration sinkt kurz vor der Geburt. Die Pro- gesteronkonzentration ist basal. Währenddessen steigen die Konzentrationen von Prolaktin und Oxytocin (GONZALEZ-MARISCAL 2001). KRAUS (1984) beschreibt reduzierte Futteraufnahme 2 bis 3 Tage ante partum.
Progesteron ist der hormonelle Faktor, der die Paarungbereitschaft während der Trächtigkeit verhindert. Eine sporadische Paarungsbereitschaft der weiblichen Tiere während der Trächtigkeit findet man hauptsächlich zu Beginn und Ende der Gravi- dität (BEYER u. McDONALD 1973). Gleiches beschreibt KRAUS (1984), der nur zwischen der 2. und 3. Trächtigkeitswoche eine Verweigerung der Paarungsbereit- schaft beim weiblichen Kaninchen beobachtet. Ursache ist die leichte Fluktuation im Bereich des Progesteronlevels bei gleichzeitig kontinuierlicher Östrogenkonzen- tration (BEYER u. McDONALD 1973).
Verhalten während der Laktation
In der Laktationsperiode zeigen Kaninchen trotz hoher Östrogenwerte eine geringe sexuelle Bereitschaft (UBILLA u. REBOLLAR 1994). Hier kommt der antagonistische Effekt von Prolaktin zum Tragen.
2.1.1.1 Hormonelle Steuerung in verschiedenen Reproduktionsstadien
Hypothalamus-Hypophyse-Gonaden-Achse
Die endokrine Steuerung des Zyklus unterliegt bei allen Haussäugetieren der Kon- trolle eines hierarchischen Systems. An der Spitze steht der Hypothalamus, in der Mitte die Hypophyse, die Basis bilden die Ovarien. Alle drei Ebenen funktionieren über Rückkopplungsprozesse, bei denen der sezernierte Botenstoff über seine Blut- serumkonzentration seine Produktion hemmt oder fördert (SCHLEY 1985;
MÖSTL 2000; NORRIS u. LOPEZ 2011).
Die gonadotropen Hypophysenhormone FSH (Follikel-stimulierendes Hormon) und LH (Luteinisierendes Hormon) kontrollieren die Synthese und die Sekretion der ovarialen Sexualsteroide (Östrogen, Progesteron). Die Hypophysenhormone werden ihrerseits durch das hypothalamische Gonadotropin Releasing Hormon (GnRH) reguliert. Die Produktion von GnRH wird saisonal durch Melatonin beeinflusst.
FSH wird mit Erreichen der Geschlechtsreife ständig in kleinen Mengen ausge- schüttet und stimuliert die Anbildung und Reifung der Eierstocksfollikel und somit die Synthese von Östradiol 17-β in den follikulären Granulosazellen. LH induziert die Ovulation, so dass im Anschluss von den transformierten Eierstocksfollikeln Proges- teron produziert wird (PRÉLAUD et al. 2005).
Saisonale Unterschiede
Im jahreszeitlichen Vergleich ist im Sommer das basale Sekretionsniveau von FSH um ca. die Hälfte höher, das von LH nur ca. halb so hoch wie im Herbst (MUELAS et al. 2008). SCHLEY (1985) sowie HILLYER und QUESENBERRY (1997) beschreiben höhere Deckbereitschaft sowie bessere Deck- und Befruchtungsergebnisse im Frühjahr im Vergleich zum Herbst. Ursächlich dafür sind die höheren Temperaturen und die zunehmende Tageslichtlänge im Frühjahr.
Ovulationsinduktion
Beim Kaninchen wird die Ovulation durch den Coitus induziert und findet 10 – 13 Stunden nach dem Deckakt statt (HAMILTON 1951; BAUMGARTNER u.
ISENBÜGEL 1995; NORRIS u. LOPEZ 2011).
LH wird kontinuierlich in kleinen Mengen sezerniert und stimuliert durch intraovariale Mechanismen die Progesteronsynthese in den Corpora lutea, was zur Induktion der Ovulation aber nicht ausreicht. Die Paarung und die damit einhergehende Stimula- tion führt auf nervalem Weg zur erhöhten GnRH Freisetzung aus dem Hypothalamus und in der Folge zur Freisetzung ausreichender LH-Mengen, um die Ovulation aus- zulösen (LODE et al. 2003; NORRIS u. LOPEZ 2011). Der LH-Peak, mit ca. 6-fachen Konzentrationen der Werte 48 Stunden vor und 48 Stunden nach dem Deckakt, wird 1,5 – 2 Stunden post coitum erreicht und löst 9 – 10 (12) Stunden später die Ovula- tion aus (BOITI 2004; MUELAS et al. 2008; NORRIS u. LOPEZ 2011). Nach weiteren 6 Stunden hat die LH-Konzentration wieder den Basalwert erreicht (EASSON 2001).
HOFFMANN und GONZALEZ-MARISCAL (2007) beschreiben folgende Stimulationskaskade:
Mit der Kopulation assoziierte Stimuli Freisetzung von Noradrenalin
Hypothalamus – Stimulation der GnRH-Sekretion Pfortader System
Hypophysenvorderlappen – LH-Sekretion Blutzirkulation
Ovarien – 20-α-Hydroxyprogesteron, Östradiol 17-β, Progesteron, Testosteron
4 – 6 Stunden post coitum ist die ovariale Östrogenproduktion bereits verringert und bleibt für die nächsten 4 – 5 Tage auf niedrigem Niveau. Sie beträgt in dieser Zeit nur ca. 1/20 von der Menge, die während des Östrus zu finden ist. BEYER und McDONALD (1973) sowie NORRIS und LOPEZ (2011) beobachten einen mit dem Coitus einhergehenden Anstieg der 20-α-Hydroxyprogesteron-Sekretion (10 – 60 min. post coitum steigende Konzentrationen, 4 – 6 Stunden post coitum höchste Sekretionskonzentration) und ein Wiedererreichen basaler Werte 9 – 12 Stunden post coitum zum Zeitpunkt der Ovulation. Die periphere Progesteronkonzentration ist ebenfalls basal.
Pseudogravidität
Kommt es zur Ovulation, ist an Tag 4 – 8 nach dem Coitus ein initialer Anstieg von Progesteron zu verzeichnen als Indiz für die Anbildung von Corpora lutea (LODE et al. 2003; HOFFMANN u. GONZALEZ-MARISCAL 2007). NORRIS und LOPEZ (2011) beschreiben einen Progesteronanstieg von basalen 1 ng/ml auf ca. 2 ng/ml an Tag 2 und auf 12 – 20 ng/ml an Tag 6 – 8 post ovulationem. Bleibt die Befruchtung
aus, entwickelt sich eine ca. 16-tägige Pseudogravidität mit Progesteron- produzierenden Gelbkörpern (LODE et al. 2003; HOFFMANN u. GONZALEZ- MARISCAL 2007; NORRIS u. LOPEZ 2011). Die Luteolyse beginnt bei pseudo- graviden Kaninchen am 14. Tag post ovulationem und ist um den 18. Tag post ovulationem abgeschlossen (MARONGIU u. GULINATI 2008). Die Blutprogesteron- konzentration hat dann ihr Basalniveau wieder erreicht. KRAUS (1984) beobachten Fellrupfen und Nestbau am Ende der Pseudogravdität.
Erst mit dem Absinken der Progesteronkonzentration kann eine neue Phase der Follikelreifung einsetzen, da der Einfluss hoher Progesteronwerte hemmend auf die Follikelreifung wirkt (NICOSIA et al. 1975).
Gravidität
Kommt es post ovulationem zur Befruchtung, kann sich eine Gravidität etablieren.
Während der Gestation bleibt die Progesteronkonzentration bis Tag 24 post coitum auf hohem Niveau. An Tag 25 bis 27 post coitum wird eine Progesteronkonzentration von 9 ng/ml und eine Östradiolkonzentration von 60 pg/ml beschrieben. An Tag 31 – 32 post coitum ist Progesteron stark abgesunken und Östradiol auf 75 pg/ml ange- stiegen (HOFFMANN u. GONZALEZ-MARISCAL 2007). Nach KUMAGAI und WILSON (1973) steigt die Progesteronkonzentration bei tragenden Kaninchen im Zeitraum von Tag 3 bis Tag 12 – 15 post coitum von 5,3 ng/ml auf 17 – 19 ng/ml.
Von da an sinkt sie langsam auf ca. 6,1 ng/ml und erreicht an Tag 30 1,9 ng/ml. Bei den Beobachtungen von NORRIS und LOPEZ (2011) ist der Konzentrationsanstieg von Progesteron bis zum Tag 6 – 8 post ovulationem, unabhängig davon, ob sich eine Pseudogravidität oder Gravidität ausbildet, identisch (12 – 20 ng/ml). Etabliert sich eine Gravidität, bleibt die Progesteronkonzentration bis 3 – 4 Tage vor der Ge- burt anhaltend hoch. Der Progesteronabfall ist Vorraussetzung für das Ingangkom- men der Geburt 24 Std. später. Östradiol 17-β zeigt einen Konzentrationsanstieg um den Implantationszeitpunkt an Tag 6 (83 pg/ml), an Tag 15 (59 pg/ml) und an Tag 30 (48 pg/ml) der Trächtigkeit (KUMAGAI u. WILSON 1973). Die Trächtigkeitsdauer wird von verschiedenen Autoren unterschiedlich angegeben, liegt aber immer zwischen 29 – 35 Tagen (RICHARDSON 2000).
Nestbauverhalten
Die drei im Nestbauverhalten enthaltenen Phasen Graben, Sammeln von Stroh und Futter und Ausrupfen von Fell sind an hormonelle Veränderungen geknüpft. „Graben“
ist 8 – 6 Tage ante partum zu beobachten, wenn hohe Östradiol- und Progesteron- konzentrationen vorliegen. „Stroh- und Futtersammeln“ zeigen Kaninchen 3 – 1 Tage ante partum, wenn die Progesteronkonzentrationen sinken und Prolaktin an- steigt. Einen Tag ante partum bis zu 4 Tagen post partum rupfen sich die Kaninchen Fell aus, um das Nest damit auszukleiden. Zu dieser Zeit ist die Progesteronkonzen- tration basal, Prolaktin weiter ansteigend und Testosteron im Vergleich zur Trächtig- keit sinkend (GONZALEZ-MARISCAL et al. 1996).
Hormonelle Einflüsse auf die Wurfgröße
Die Wurfgröße wird wesentlich von der Anzahl ovulationsreifer Follikel und der Ovu- lationsrate beeinflusst. MUELAS et al. (2008) fanden einen Zusammenhang zwischen hohen FSH- und LH-Plasmakonzentration zum Zeitpunkt der Verpaarung und der Ovulationsrate sowie der Wurfgröße. Die LH-Konzentration beeinflusst zu- sätzlich die Anzahl implantierter Embryonen.
THEAU-CLÉMENT et al. (2008) zeigen, dass die Paarungsbereitschaft von Kanin- chen bei einer Progesteronkonzentration zwischen 1 und 6 ng/ml sowie < 1 ng/ml am höchsten (79% bzw. 74%) und bei einer Konzentration von > 6 ng/ml deutlich gerin- ger (56%) ist. Die höchste Befruchtungsrate (79%) findet sich nach Besamung bei Progesteronkonzentrationen < 1 ng/ml, gefolgt von 1 bis 6 ng/ml (68%) und > 6 ng/ml (37%). Die Wurfgröße korreliert mit der Progesteronkonzentration (12,6 Welpen < 1 ng/ml, 13 Welpen bei 1 bis 6 ng/ml, 13,2 Welpen > 6 ng/ml).
MAZOUZI-HADID et al. (2012) beschreiben einen positiven (p < 0,001) Zusammen- hang zwischen Paarungsbereitschaft und steigenden Östradiolkonzentrationen. Ein Zusammenhang zwischen der Östradiolkonzentration bei der Bedeckung und der Wurfgröße wurde nicht nachgewiesen.
2.1.2 Anatomie und fortpflanzungsassoziierte Merkmale der Ovarien, Vagina und Vulva
Der gesamte Genitaltrakt des weiblichen Kaninchens setzt sich zusammen aus paa- rig angelegten Ovarien mit jeweils einem Eileiter, einem Uterus duplex mit paarig angelegter Zervix, welche in die Vagina mündet und an die sich die Vulva anschließt (Abb. 1) (WINKELMANN u. LAMMERS 1996).
Abb. 1: Schematische Darstellung des weiblichen Genitaltraktes vom Kaninchen mit jeweils zwei Ovarien, Eileitern und Uterushörnern, paarig angelegter Zervix und einer Vagina (WINKELMANN u. LAMMERS 1996).
Die Ovarien liegen caudal der Nieren und sind über die Ovarialbänder im Abdomen fixiert (EWRINGMANN 2004).
Sie erreichen bei geschlechtsreifen Kaninchen eine Länge von bis zu 1,5 cm und eine Breite von ca. 0,5 cm, haben eine flach ovale Form und sind von blass gelb- licher Farbe. Ähnlich beschreibt CAJANDER (1976) die Ovarien nicht gedeckter Kaninchen als klein und blass mit einer faltigen Oberfläche.
Je nach Zyklusstand befinden sich auf der Oberfläche der Eierstöcke Follikel unter- schiedlicher Reifestadien und Gelbkörper. Sie heben sich von der ebenmäßigen Oberfläche der Ovarien ab und sind von blassrötlicher bis schwarzroter Farbe (LÖLIGER 1986). Wie bei allen geschlechtsreifen Haussäugetieren erfüllen die Ovarien folgende Funktionen: die Bildung und Reifung weiblicher Gameten (Oozy- ten) und die Synthese der Geschlechtshormone.
Das Ovar besteht aus zwei Bereichen: der zentral gelegenen, Gefäße und Nerven führenden Zona vasculosa und der der Markzone als Bindegewebsschicht anliegen- den Zona parenchymatosa. In dieser befinden sich histologisch sichtbare Ovarfollikel verschiedener Reifestadien (Primordial-, Primär-, Sekundär- und Tertiärfollikel, Graaf´sche Follikel) sowie ggf. makroskopisch sichtbare Gelbkörper. Die histo- logischen und funktionellen Merkmale heranreifender, ovulierender und atretischer Follikel werden von NICOSIA (1975), CAJANDER (1976) und BODENSTEINER et al. (2004) eingehend beschrieben. Da sie nicht Bestandteil der vorliegenden Studie sind, wird an dieser Stelle nicht näher darauf eingegangen.
Bleibt die Ovulation aus, unterliegen die Follikel zyklischen Auf- und Abbauvor- gängen. Post coitum kommt es zu einer gesteigerten Durchblutung der Ovarien (CAJANDER 1976). Die Gefäße ziehen in Richtung der großen Follikel. Zum Zeit- punkt der Ovulation sehen die Ovarien geschwollen aus und die zuvor runzelige Ovaroberfläche glättet sich.
Die Gelbkörperentwicklung beim Kaninchen wird von KRUSCHE et al. (2002) in vier Stadien unterteilt: 1. die Formation des Gelbkörpers, gekennzeichnet durch Hyper- throphie der Granulosazellen und Beginn der Progesteronsynthese, 2. das Stadium der funktionellen lutealen Phase mit maximaler Progesteronsynthese und -sekretion, 3. die Phase der funktionalen Luteolyse mit Unterbindung der Progesteronsynthese,
und 4. das Stadium der strukturellen Luteolyse, charakterisiert durch eine deutliche morphologische Veränderung, einhergehend mit der Atrophie der Granulosazellen.
Die Vagina geschlechtsreifer Kaninchen misst ca. 8 cm und steht über die paarige Zervix mit dem Uterus in Verbindung. Sie ist ein schlauchförmiges Organ und ein wesentlicher Bestandteil des Geburtsweges (LIEBICH 1999).
CRUZ et al. (2010) unterteilen den nach ihren Untersuchungen ca. 18 cm langen Vaginaltrakt des Kaninchens in 3 Bereiche (Abb. 2): 1. den abdominalen Bereich, in den die paarig angelegte Zervix mündet, 2. den Beckenbereich, in den die Urethra mündet und 3. den perinealen Bereich. Er enthält die Muskelfasern des M. bulbo- cavernosus und des M. ischiocavernosus mit Ursprung am Arcus ischiadicus. Die Muskelfasern laufen an der Mittellinie der Vagina zusammen. Die medial liegenden Muskelfasern formen den M. bulbocavernosus, die dorsolateralen den M. ischio- cavernosus.
Der Vaginocavernose-Reflex wird folgendermaßen beschrieben: Mechanische Stimuli der Clitorisspitze und des perinealen Vaginalbereiches induzieren eine elektromyographische Antwort in beiden Muskeln. Die afferente Reizleitung erfolgt über den Clitorisnerv. Dieser aktiviert ipsilaterale und contralaterale Motoneurone im lumbosacralen Segment. Die Axone der efferenten Fasern ziehen durch den N.
clitoridis und N. ischiocavernosus und enden am perinealen M. bulbocavernosus und M. ischiocavernosus (CRUZ et al. 2010).
Abb. 2: Schematische Darstellung des Vaginaltraktes, unterteilt in Perineal-, Becken- und Abdominalbereich (CRUZ et al. 2010).
Die Tunica mucosa der Vagina liegt in kleinen Längsfalten vor und ist wie bei den meisten Haussäugetieren drüsenlos. Das Epithel ist mehrschichtig und kann in Ab- hängigkeit vom Zyklusstand bei manchen Tieren verhornt sein. HAMILTON (1951) unterscheidet das einschichtige hochprismatische zilienlose Epithel der in breiten, verzweigten Falten vorliegenden Vaginalmukosa von dem mehrschichtigen verhorn- ten Epithel der mit subepithelialen Drüsen ausgestatteten Schleimhautauskleidung des Scheidenvorhofes. Nach KANGAWA et al. (1972) wird die lumenwärtige Schicht der Tunica mucosa der Vagina des Kaninchens von einem zilienlosen Plattenepithel gebildet, welches sich deutlich von dem hochprismatischen Epithel des übrigen Genitaltraktes unterscheidet.
HAMILTON (1951) differenziert am Vaginalepithel des Kaninchens unterschiedliche Zellformen, die das Zellbild zyklisch im 4 – 6-Tagesrhythmus verändern. Dabei han- delt es sich um große verhornte, kernlose Zellen und große kernhaltige Epithelzellen sowie vier weitere Unterkategorien.
Nach MÜLLER (1967) sind beim Kaninchen vier morphologisch unterschiedliche Zellarten zu unterscheiden: 1. Basalzellen mit kleinem runden bis ovalen Kern, um- geben von einem schmalen Zytoplasmasaum, 2. Parabasalzellen, bei denen die Kern-Plasma-Relation zugunsten des Plasmas verschoben ist, 3. formenreiche, viel- gestaltige Intermediärzellen mit bläschenförmigem, feingranulierten Kern und vari- abler Größe, 4. Superfizialzellen mit einem Durchmesser von ca. 25 µm und kleinem pyknotischen oder schattenhaften Kern. Fehlt der Kern, bezeichnet man sie als Schollen. Ihr Zytoplasma ist häufig an den Rändern aufgefaltet.
Die Vulva grenzt kaudal an die Vagina und bildet die äußere Geschlechtsöffnung, die ventral des Anus liegt (LÖLIGER 1986). Die Labien sind z.T. von drüsenloser Schleimhaut, z.T. von äußerer Haut überzogen. Das Schleimhautepithel der Vulva ist mehrschichtig und unverhornt und liegt dem locker-elastischen Bindegewebe der
Lamina propria an (LIEBICH 1999).
Die Vulva der Kaninchen kann von blasser, violetter, rosafarbener oder roter Farbe sein und in geschwollener oder nicht geschwollener Form vorliegen (McNITT u.
MOODY 1989; ABDEL-GHAFFAR u. AGAG 1994; UBILLA u. REBOLLAR 1995).
Verschiedene Autoren beschreiben Zusammenhänge zwischen der Vulvafarbe und
der Paarungsbereitschaft.
McNITT und MOODY (1989) teilen die Vulvafarben anhand einer 6-Punkte-Skala ein:
hellrosa, fast weiß (1), rosa, tief rosa, rot (2, 3, 4), dunkelrot bis lila (5) und lila-grau (6). Die Tiere mit einer Vulvafarbe zwischen 2 und 5 zeigen eine ausgeprägtere Paarungsbereitschaft als Tiere mit der Vulvafarbe 1 oder 6.
Nach ABDEL-GHAFFAR und AGAG (1994) sind 54% der Tiere mit einer roten Vulva und 40% der Tiere mit einer rosa gefärbten Vulva paarungsbereit. Sie unterscheiden:
Tiere mit hoher Paarungsbereitschaft (HSR-„high sexual receptivity“) – diese weisen eine rote, rosafarbene oder violette, geschwollene Vulva auf – und Tiere mit geringer
Paarungsbereitschaft (LSR-„low sexual receptivity“) mit einer blassen oder violetten,
nicht geschwollenen Vulva.
Ähnlich ordnen UBILLA und REBOLLAR (1995) Kaninchen mit einer roten oder rosafarbenen, geschwollenen Vulva der Gruppe „high sexual behaviour“ zu, da sich von diesen 92% paarungsbereit zeigen. Bei 55% der Tiere der Gruppe “medium sexual behaviour“ ist eine rosafarbene, nicht geschwollene Vulva oder eine lilafarbe- ne, geschwollene Vulva zu beobachten. Von den Tieren mit einer nicht geschwolle- nen, lilafarbenen oder blassen Vulva (Gruppe “low sexual behaviour“) sind lediglich 24% paarungsbereit.
Weiterhin wird ein Zusammenhang zwischen Vulvafarbe einerseits und Ovulations- und Trächtigkeitsrate andererseits dargestellt. So beobachten McNITT und MOODY (1989) die höchsten Trächtigkeitsraten und größten Würfe bei Kaninchen, die zum Zeitpunkt der Paarung eine tief rosafarbene, rote oder dunkelrote Vulva (Farbskala 3 – 5) aufweisen.
Übereinstimmend beschreiben ABDEL-GHAFFAR und AGAG (1994) eine höhere Ovulationsrate bei den Tieren, deren Vulva bei der Verpaarung eine rote Farbe zei- gen im Vergleich mit den Tieren mit rosafarbener Vulva (85% vs. 68%). Der Anteil gravider Tiere beträgt entsprechend 81% (rote Vulva) bzw. 53% (rosafarbene Vulva).
Auch für die Wurfgröße wird ein Zusammenhang mit der Farbintensität der Vulva festgestellt. Im Durchschnitt gebären Tiere mit roter Vulva zum Zeitpunkt des Coitus acht, Tiere mit rosafarbener Vulva fünf und Tiere mit lilafarbener Vulva drei Junge.
Nach GOMEZ et al. (2004) ist die Farbe der Vulva abhängig von den Östrogenkon- zentrationen im peripheren Blut. Hohe Östrogenwerte führen zu einer Hyperämie der Schamlippen. Sie sehen als ursächlichen Hintergrund für eine vermehrte Farbinten- sität der Vulva und eine steigende Ovulationsrate eine ausreichende Energie- und Proteinzufuhr, wodurch es zu einer Steigerung der metabolischen Aktivität der für die Reproduktion verantwortlichen Hormone kommt.
Nach ABDEL-GHAFFAR und AGAG (1994) besteht außerdem ein Zusammenhang zwischen Vulvafarbe und Trächtigkeitsdauer, da letztere bei Kaninchen mit einer
roten Vulva durchschnittlich 31 Tage, bei Tieren mit einer rosafarbenen Vulva 32 Tage und bei Tieren mit einer lila verfärbten Vulva 33 Tage beträgt.
3 Eigene Untersuchungen
3.1 Material und Methoden
3.1.1 Zielsetzung
Im Rahmen der vorliegenden Studie wurden 1. an Kaninchen mit physiologischer Ovarfunktion endokrinologische sowie klinisch-gynäkologische Parameter im Verlauf unterschiedlicher Reproduktionsstadien untersucht (Teilstudie I) und 2. die diag- nostische Anwendbarkeit der erworbenen Erkenntnisse an Einzelbefunden geprüft (Teilstudie II).
3.1.2 Versuchsdurchführung
3.1.2.1 Teilstudie I
3.1.2.1.1 Tiere und Gruppeneinteilung
Für die Teilstudie I standen 18 klinisch gesunde, weibliche Kaninchen der Rassen Schwarzgrannen (n=9) und Thüringer (n=9) im Alter von 8 Monaten bis 2 Jahren, sowie je ein klinisch gesunder, unkastrierter, deckerfahrener Bock pro Rasse (beide ca. 1,5 Jahre alt) aus dem Bestand eines Hobbyzüchters zur Verfügung. Das durch- schnittliche Gewicht der Schwarzgrannen betrug 3,3 kg (3,1 – 3,6 kg ± 0,2 kg), der Thüringer 4,0 kg (3,1 – 6,1 kg ± 1,2 kg). Der Studie ging eine 6-wöchige Phase zur
Eingewöhnung an die neue Umgebung mit Einzelstallunterbringung und an das zu erwartende tägliche Handling voraus.
Die Kaninchen wurden zunächst folgenden drei Gruppen zugeordnet:
Gruppe 1: Anovulatorischer Zyklus Gruppe 2: Pseudogravidität
Gruppe 3: Gravidität
3.1.2.1.2 Untersuchungszeitraum und -maßnahmen
Der Untersuchungszeitraum der Teilstudie I erstreckte sich von Mitte Juli bis Mitte September 2011. Für die Einzeltiere erstreckte sich die Dauer der Untersuchung über mindestens 36 bis maximal 86 Tage.
Bei allen 18 Tieren wurden täglich einmal die Adspektion des äußeren Genitals, die Entnahme eines Vaginalabstriches zur Anfertigung eines Ausstrichpräparates für die zytologische Untersuchung und die Überprüfung des Verhaltens gegenüber einem männlichen Tier durchgeführt.
In 3- bis 4-tägigen Abständen (2x pro Woche) wurden Blutproben (ca. 1,5 – 2 ml) für hormonanalytische Zwecke aus der V. saphena entnommen. Im Zusammenhang mit ovulationsinduzierenden Maßnahmen wurde die Blutentnahmefrequenz auf täglich oder 2-tägig erhöht. Die Gewinnung von Blutproben wurde bei den graviden Tieren in den letzten Tagen ante partum eingestellt, um das Einsetzen und den Verlauf der Geburt nicht zu stören.
Der Graviditätsnachweis erfolgte für jedes Tier einmalig 12 Tage post coitum durch sonographische Untersuchung mit dem Ultraschallgerät Adara Sonoline der Firma Siemens, unter der Verwendung eines 7,5 MHz Konvex-Schallkopfes. Für die Unter- suchung wurden die im Nacken fixierten Tiere von einer Hilfsperson in Rückenlage
gebracht. Nach der Rasur einer ca. 8 x 8 cm großen Fläche am mittleren Abdomen und der Verwendung von Ultraschallgel erfolgte die sonographische Untersuchung.
Handling der Tiere
Alle Tiere wurden an jedem Vormittag zweimal (1. zur Erfassung gynäkologischer Befunde, 2. zur Prüfung des Paarungsverhaltens) aus ihren Stallungen durch Unter- fassen im Bereich der Hinterläufe und gleichzeitiges Greifen der Nackenfalte heraus- gehoben. Durch leichtes Anlehnen der Tiere an den Oberkörper der haltenden Hilfs- person wurde der Rücken der Kaninchen unterstützt.
Adspektion der äußeren Genitale
Zur Adspektion der Vulva wurden die Oberschenkel der Kaninchen leicht gespreizt.
Es wurden Ödematisierungsgrad (gering-, mittel-, hochgradig), Öffnungsgrad (gering-, mittel-, hochgradig) und die Farbe (blass, rosa, rot) beurteilt. Weiterhin wur- den die Länge und Breite der Vulva mithilfe eines Lineals gemessen.
Entnahme einer Vaginalsekretprobe, Anfertigung und Auswertung der vaginal- zytologischen Ausstrichpräparate
Zur Entnahme einer Vaginalsekretprobe wurden die Labien der Vulva leicht ge- spreizt. Ein steriler Wattestieltupfer (Transportsystem Bacteriette®mini, Fa. EM-TE Vertrieb Hamburg) wurde mit steriler NaCL angefeuchtet und nur in der Länge des Wattekopfes (1 cm) in die Vagina eingeführt. Durch diese Vorgehensweise sollte zum einen, soweit möglich, die Auslösung der Ovulation vermieden und zum an- deren sichergestellt werden, dass Zellmaterial aus dem mit Vaginalmukosa ausge- kleideten kaudalen Teil des kaudozervikalen Genitaltraktes gewonnen wurde.
Das Zellmaterial wurde unmittelbar nach der Gewinnung in 3 – 4 Bahnen auf einem Objektträger (76 x 26 mm, Menzel GmbH, Braunschweig) ausgerollt. Mittels Fixa- tionsspray (Cyto-Spray medesign I.C.GmbH, Dietramszell-Linden) wurde der Aus- strich fixiert und nach Lufttrocknung mit Haema-Schnellfärbung Diff Quick® gemäß den Herstellerangaben angefärbt. Nach erneuter Lufttrocknung wurde der Objekträ- ger mit einem 24 x 60 mm großen Deckglas unter Verwendung von ASSISTANT-
Histokitt (Glaswarenfabricht Karl Hecht GmBH und Co KG, Sondheim/Rhön) einge- deckelt.
Die lichtmikroskopische Untersuchung erfolgte mit einem Lichtmikroskop Eduval 4 Karl Zeiss Jena (Okular P10x Karl Zeiss Jena, Objektive x4/0,1, x10/0,25, x20/0,40 und x40/0,65).
Pro Ausstrich wurden jeweils 100 Zellen gezählt und nach tiefen Zellen (TZ) [Basal- (BZ), Parabasalzellen (PBZ), tiefe Intermediärzellen (tIMZ)] und hohen Zellen (HZ) [hohe Intermediärzellen (hIMZ), Superfizialzellen (SFZ), Schollen (SCH)] differenziert (Abb. 3 – 7).
Abb. 3: Tiefe (grüner Pfeil) und hohe (blauer Pfeil) Intermediärzellen sowie Superfizialzellen (roter Pfeil) (Objektiv x20/0,4; Okular P10x).
Abb. 4: Parabasalzellen (schwarzer Pfeil), tiefe (grüne) und vereinzelt hohe (blaue) Intermediärzellen (Objektiv x20/0,4; Okular P10x).
Abb. 5: Basalzellen (rot), tiefe (grün) und hohe (blau) Intermediärzellen (Objektiv x20/0,4; Okular P10x).
Abb. 6: Hohe Intermediärzelle (grü- ner Pfeil) mit Anzeichen beginnender Kernpyknose (Übergang zur Superfi- zialzelle), Superfizialzelle mit begin- nender Karyolyse (schwarzer Pfeil) (Objektiv x40/0,65; Okular P10x).
Abb. 7: Kernlose Scholle
(Objektiv x40/0,65, Okular P10x).
Blutentnahme und -aufbereitung
Für die Blutentnahme wurde der Kopf der Tiere zwischen Ellbogen und Körper der Hilfsperson fixiert, wobei das Becken der Kaninchen auf dem Unterarm und Hand- gelenk der anderen Hand positioniert wurde. Die V. saphena wurde durch Umfassen des Oberschenkels gestaut. Das Fell wurde im Bereich der Vene gescheitelt und die Haut mit Alkohol desinfiziert. Die Blutprobenentnahmen (1,5 – 2 ml) erfolgten mit sterilen, einmal verwendbaren Kanülen (Sterican®, 0,9 mm x 40 mm, G 20 x ½, Braun, Melsungen) und Vacutainer®-EDTA-Röhrchen.
Die Blutproben wurden innerhalb von 3 Stunden nach der Gewinnung zentrifugiert (10 min. bei 3030 x g). Anschließend wurde das Plasma in beschriftete, 1,5 ml fassende Eppendorfgefäße (Fa. Sarstedt, Nümbrecht) überführt. Alle im Studienver- lauf gesammelten Plasmaproben wurden bis zur Hormonanalyse bei -20° C gelagert.
Prüfung des Paarungsverhaltens
Um möglichst aussagekräftige Ergebnisse zu erhalten, konnten sich die Tiere vor der Prüfung des Paarungsverhaltens ca. 1 bis 2 Stunden von dem nicht vermeidbaren Stress der Befunderhebung am äußeren Genitaltrakt und der Blutprobenentnahme erholen. Zur Prüfung des Paarungsverhalten wurde jedes Kaninchen einzeln in eine große, durch ein Gitter unterteilte Auslaufbox gesetzt. Auf der anderen Seite des Gitters befand sich der in der Rasse entsprechende Bock. Über einen Zeitraum von 5 Minuten wurden die Reaktionen der weiblichen Tiere auf die von dem männlichen Partner ausgehenden visuellen, olfaktorischen und akustischen Reize beobachtet.
Hormonbehandlung zur Ovulationsinduktion
Die Kaninchen der Gruppe 1 (Anovulatorischer Zyklus) blieben unbehandelt. Zur Auslösung der Ovulation wurde den Kaninchen der Gruppe 2 (Pseudogravidität) einmalig das GnRH-Analog Buserelin (Receptal®, 0,2 ml entspr. 0,8 μg Buserelin / Tier, Intervet Deutschland GmBH) intramuskulär in den Oberschenkel (M. semitendi- nosus) injiziert. Der Zeitpunkt der GnRH-Gabe wurde anhand der täglich erhobenen adspektorischen Befunde der Vulva und der mikroskopischen Auswertung der
vaginalzytologischen Ausstrichpräparate festgelegt (ausschlaggebend war das Vorherrschen hoher Zellen in der Vaginalzytologie). Die Tiere der Gruppe 3 (Gravidi- tät) wurden nach der Feststellung der Paarungsbereitschaft einmalig durch den Bock mit identischer Rassezugehörigkeit gedeckt. Zur Unterstützung der Ovulationsin- duktion wurde ihnen unmittelbar nach der Bedeckung Receptal® in gleicher Dosie- rung intramuskulär verabreicht.
Beobachtungen besonderer Verhaltensweisen im Untersuchungszeitraum Bei der zweimal täglich durchgeführten Adspektion der Stallungen wurde bei man- chen Tieren sowohl das aktive Strohsammeln wie auch Nestbau und Fellrupfen be- obachtet. Einige Tiere neigten in diesem Zeitraum zu einer erhöhten Aggressivität, die sich durch „fauchende“ Laute und Angreifen des Untersuchers äußerte. Auch Tage verminderter Futteraufnahme wurden im Untersuchungszeitraum beobachtet.
Überwachung des Geburtszeitraumes und Ermittlung der Wurfgröße
Eine gesonderte Adspektion der graviden Tiere und ihrer Stallungen wurde ab Tag 30 post coitum viermal täglich durchgeführt. Überprüft wurde sowohl der augen- scheinliche Allgemeinzustand der Tiere als auch eine bereits stattgefundene Geburt.
Die Wurfgröße wurde, nach Separieren des Muttertieres, durch behandschuhtes Zählen der im Nest befindlichen Welpen ermittelt.
Hormonanalysen
Die Analysen der Gesamtöstrogen- und Progesteronkonzentrationen im Blutplasma dienten der Bestimmung des Ovarstatus. Sie erfolgten im Endokrinologischen Labor (Klinik für Rinder) der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover.
Zur Messung der Gesamtöstrogenkonzentration wurden die Proben nach der Spal- tung von glucoronidiertem und sulphatiertem Östrogen mittels 0,2%
β-Glucoronidase/Acrylsulfatase (Merck, Germany) für 2 Stunden bei 37 °C in Natri- umacetatpuffer (Sigma aldrich, ph 4,8) verbracht. Danach wurden die Steroid- hormone unter Zugabe von 3 ml Ether (30% Butylmethylether, 70% Petrolether) aus dem Plasma extrahiert. Durch einen direkten Enzym-Immunoassay (EIA) (PRAKASH
et al. 1987), unter der Verwendung einer mit Antikörpern gegen Östrogen (100& E1, 100% E2) beschichteten Mikrotiterplatte und der Zugabe von „Östrogen gekoppelt mit Peroxidase“ als Enzymkonjugat, wurde die Gesamtöstrogenkonzentration be- stimmt. Die minimal ermittelte Konzentration war 8 pg/ml, der Intraassay- Variationskoeffizient wurde mit 8,5%, der Interassay-Variationskoeffizient mit 17,4%
angegeben.
Progesteron wurde mittels eines kompetitiven Immunoassays (Immulite®, Siemens Diagnostic, CA, USA) bestimmt. Das Testsystem basiert auf einer Antigen- Antikörper-Reaktion, wobei an polyklonalen Antikörpern gegen Progesteron eine kompetitive Situation zwischen dem nativem Antigen (Progesteron in der Probe) und enzymmarkiertem Progesteron entsteht. Je höher die Progesteronkonzentration in der Probe, desto weniger Substrat wird vom Enzym umgesetzt. Dabei entsteht ein instabiles Anion, welches bei Zerfall Licht emittiert. Dieses wird im Gerät detektiert und anhand einer hinterlegten Standardkurve berechnet. Der Intraassay- Variationskoeffizient liegt bei 5,3 – 16%, der Interassay-Variationskoeffizient bei 5,8 – 16% und der untere Messbereich bei < 0,09 ng/ml.
3.1.2.2 Teilstudie II
Die Teilstudie II wurde an zwei Kaninchengruppen unterschiedlicher Herkunft (Grup- pe A, B) durchgeführt, deren Genitaltrakte im Rahmen der Schlachtung entnommen und für spätere Studien asserviert wurden. Ziel dieser Studie war es, die Befunde vaginalzytologischer Ausstrichpräparate in Bezug zum ovarialen Funktionsstatus zu bewerten.
Gruppe A setzte sich aus 14 Kaninchen (Riesenschecken und Deutsche Riesen) aus Privatbesitz zusammen. Sie wurden in Gruppen von zwei bis vier Tieren gehalten.
Das Durchschnittsalter betrug 1 bis 2 Jahre, das Gewicht ca. 3 bis 4 kg. Im Zuge der Schlachtung wurden Blut aus der V. jugularis und ein Vaginalabstrich entnommen.
Gruppe B wurde von 33 Kaninchen unterschiedlicher Rassen, unterschiedlichen Alters und unterschiedlicher Herkunft gebildet, die am Kaninchenschlachthof in Weißenschirmbach (Sachsen-Anhalt) der Schlachtung zugeführt wurden. Zu diesen Tieren lagen keine Informationen über Haltungsbedingungen, Alter und Gewicht vor.
Im Zuge der Schlachtung wurde Blut aus der V. jugularis und ein Vaginalabstrich gewonnen.
Alle Tiere wurden retrospektiv anhand ihrer Progesteronkonzentrationen den Repro- duktionsphasen „Follikelphase“ und „Lutealphase“ zugeordnet.
Die Gewinnung der Vaginalsekretproben, die Probenaufbereitung, -untersuchung und -beurteilung erfolgte nach der in Teilstudie I beschriebenen Vorgehensweise. Die in EDTA-Röhrchen aufgefangenen Blutproben wurden wie in Teilstudie I aufbereitet, gelagert und bezüglich der Progesteron- (Gruppe A und B) und der Östrogenkon- zentration (Gruppe B) analysiert.
3.2 Statistische Auswertung
In der Teilstudie I konnten anhand der im Untersuchungszeitraum gemessenen Östrogen- und Progesteronkonzentrationen für jedes Tier individuelle Zyklusphasen bzw. Reproduktionsstadien bestimmt werden. Auf dieser Basis war es möglich, die adspektorischen Befunde des äußeren Genitale und die vaginalzytologischen Befun- de zeitlich exakt dem jeweiligen Reproduktionsstatus zuzuordnen und statistisch auszuwerten. Die an der Vulva erhobenen Befunde wurden hierfür wie folgt klassifi- ziert: Ödematisierungsgrad und Öffnungsgrad: 1= geringgradig, 2= mittelgradig, 3= hochgradig; Vulvafarbe: 1= blass, 2= rosa, 3= rot.
Die statistische Auswertung erfolgte unter Verwendung des Programms SAS® (Sta- tistical Analysis System) in Zusammenarbeit mit dem Institut für Biometrie, Epidemio- logie und Informationsverarbeitung der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover.
Statistisch berücksichtigt wurden bei Teilstudie I die Ergebnisse der endokrinologi- schen Analyse, der makroskopischen Vulvabefunde und der Vaginalzytologie. Die
Min-Max-Plausibilitätsprüfung quantitativer/semiquantitativer Merkmale wurde unter der Verwendung von Procedure MEANS (Mittelwert, Standardabweichung, Minimum, Maximum) berechnet. Die Plausibilitätsprüfung qualitativer und semiquantitativer Merkmale wurde unter der Verwendung von FREQ Procedure (Frequenz, Percent, Cumulative frequency, Cumulative Percent) berechnet. Unter der Verwendung von DISCRIM Procedure wurde der mittlere gewichtete Rang-Korrelationskoeffizient innerhalb der Zyklen für die Hormonwerte, die vaginalzytologischen Befunde, die makroskopischen Vulvamerkmale sowie Vulvalänge und Vulvabreite berechnet.
Weiterhin wurde die Rangkorrelation nach Spearman getrennt nach Gruppen mit der CORR Procedure (Mittelwert, Standardabweichung, Minimum, Maximum) berechnet.
Durch die MEANS Procedure erfolgte die Berechnung der Gruppenmittel und Gruppenmediane (Mittelwert, Standardabweichung, Variationskoeffizient, Minimum, 50 Percentil, Maximum). Die Ergebnisse wurden mit einer Irrtumswahrscheinlichkeit von weniger als 5% (p< 0,05) als signifikant betrachtet. Die graphischen Darstel- lungen der Sekretionsmuster von Progesteron und Gesamtöstrogenen, sowie die gruppenspezifische Verteilung makroskopischer Vulvabefunde wurden mit Microsoft Excel 2010 durchgeführt.
Bei den Kaninchen aus Teilstudie II wurden die Ovarfunktionsphasen (Follikelphase und Lutealphase) mithilfe der Progesteronkonzentrationen verifiziert. Zum Vergleich der vaginalzytologischen Befunde aus Follikel- und Lutealphase wurde eine Plausibi- litätsprüfung der quantitativen Merkmale mittels MEANS Procedure sowie der T-Test für normalverteilte Daten durchgeführt. Die Ergebnisse wurden mit einer Irrtumswahrscheinlichkeit von < 5% als signifikant bezeichnet.
4 Ergebnisse
4.1 Teilstudie I
4.1.1 Charakterisierung des Reproduktionsstatus anhand der Östrogen- und Progesteronverlaufsmuster
Nach Vorliegen der Hormonwerte wurde deutlich, dass bei der Mehrzahl der Kanin- chen durch die tägliche Fixation der Tiere im Nacken- und Lendenwirbelsäulenbe- reich sowie durch die Reizung der Vulva bei der Tupferentnahme Ovulationen und somit „spontane“ Pseudograviditäten ausgelöst worden waren. Aus diesem Grund wurden die Untersuchungsphasen aller Tiere hinsichtlich der Reproduktionsstadien
„anovulatorischer Zyklus“ und „manipulationsbedingte Pseudogravidität“ geprüft.
Dadurch ergaben sich folgende Gruppierungen:
Gruppe 1: Anovulatorischer Zyklus – n=13
Gruppe 2a: Pseudogravidität (manipulationsbedingt) – n=5 Gruppe 2b: Pseudogravidität (nach GnRH-Injektion) – n=7 Gruppe 3: Gravidität – n=6
Grundlage dieser Einteilung waren die ermittelten Progesteronkonzentrationen.
Phasen mit Progesteronwerten < 1 ng/ml wurden als Follikelphase definiert, Zeit- räume mit Progesteronkonzentrationen > 1 ng/ml als Lutealphase (Pseudogravidität).
Als anovulatorische Zyklen (Gruppe 1) wurden Zeitabschnitte mit basalen (≤ 1 ng/ml) Progesteronwerten in Kombination mit variablen Östrogenkonzentrationen gekenn- zeichnet. In den Gruppen 2a und 2b (Pseudogravidität) waren abgegrenzte Phasen erhöhter Progesteronkonzentrationen (Lutealphasen) ohne bestehende Trächtigkei- ten enthalten. Gravide Tiere (Gruppe 3) zeigten ähnliche Progesteronmuster mit trächtigkeitsspezifischer Dauer. Auf diesem Wege war die maximale Ausschöpfung
der Ergebnisse möglich (Tab. 1). Zu Beginn der Studie bestehende manipulationsbe- dingte Pseudograviditäten, erkennbar an einem suprabasalen Progesteronwert am ersten Untersuchungstag, wurden sowohl in der Tab. 1, wie auch in den Abbildungen 8 – 25 nicht berücksichtigt.
Tab. 1: Einteilung der Gruppen nach dem Reproduktionsstatus der Tiere im Verlauf des Untersuchungszeitraums.
Reproduktionsstatus Gruppe
Tier Nr.
Untersuchungs- tage*
Dauer
(Tage) Abbildung Anovulatorischer
Zyklus Gruppe 1
(n=13)
1 1 – 57 >57 8
2 15 – >57 >43 9
3 22 – >57 >36 10
4 22 – >57 >36 11
5 33 – >61 29 12
6 12 – 36 25 13
7 15 – 31 17 14
8 40 – >57 >18 15
9a 12 – 26 15 16
9b 43 – 57 15
13 12 – 22 11 20
17a 8 – 21 14 24
17b 36 – 54 19
26
±SD 13
min-max 11 – 57
Pseudogravidität - Manipulation
Gruppe 2a (n=5)
3 5 – 19 15 10
5 1 – 22 22 12
7 1 – 15 15 14
8 15 – 38 24 15
17 22 – 36 15 24
18
±SD 4
min-max 15 – 24
Pseudogravidität -GnRH Gruppe 2b
(n=7)
4 5 – 19 15 11
6 36 – 54 19 13
7 34 – 47 14 14
9 ** (28) 29 – 43 (16) 15 16 10 ** (25) 26 – 54 (30) 29 17
11 26 – 57 32 18
12 29 – 47 19 19
20
±SD 7
min-max 14–32
* Statistisch ausgewerteter Zeitraum, ** Zahl in Klammern = Tag der Receptal-Gabe
Fortsetzung von Tab. 1: Einteilung der Gruppen nach dem Reproduktionsstatus der Tiere im Verlauf des Untersuchungszeitraums.
Reproduktionsstatus Gruppe
Tier Nr.
Untersuchungs- tage*
Dauer
(Tage) Abbildung Gravidität
Gruppe 3 (n=6)
13 *** (23) 25 – 54 31 20
14 *** (7) 8 – 39 33 21
15 *** (4) 5 – 37 34 22
16 *** (4) 5 – 37 34 23
17 54 – 86 33 24
18 *** (4) 5 – 37 34 25
33
±SD 1
min-max 31–34
*Statistisch ausgewerteter Zeitraum, ***in Klammern = Tag des Coitus und der Re- ceptal-Gabe
Insgesamt wurden 13 anovulatorische Phasen bei 11 Kaninchen identifiziert.
Gruppe 1:
Die Tiere Nr. 1 (Abb. 8) und Nr. 2 (Abb. 9) zeigten die längsten Phasen anovulatori- scher Zyklen. Bei Tier Nr. 1 wurden im gesamten Untersuchungszeitraum (57 Tage) keine Ovulationen ausgelöst, so dass sich mehrere anovulatorische Zyklen aneinan- derreihten. Die Progesteronkonzentrationen waren nicht im gesamten Zeitraum basal (< 1 ng/ml), sondern schwankten geringfügig zwischen 0,54 und 1,26 ng/ml (=0,88 ng/ml). Die durchschnittliche Östrogenkonzentration betrug 27,5 pg/ml mit zwei aus- geprägten Peaks von 45 pg/ml (Tag 15) und 47,7 pg/ml (Tag 50) (Tab. 2).
Abb. 8: Tier Nr. 1 – Protrahierte anovulatorische Phase (rot unterlegt) mit aufeinan- derfolgenden Follikelwellen. Die Östrogenkonzentration stellt sich variierend dar.
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
0 10 20 30 40 50 60
1 5 8 12 15 19 22 26 29 33 36 40 43 47 50 54 57
Östrogene Progesteron
Pro gest ero n n g/ ml
Öst ro gen e p g/ ml
Untersuchungstage
Tier Nr. 1
Bei Tier Nr. 2 (Abb. 9) ging den > 43 Tage währenden anovulatorischen Zyklen eine manipulationsbedingte Pseudogravidität voraus, die vor dem Beginn der Untersu- chung induziert wurde. Von Tag 15 bis über das Ende des Untersuchungszeitraums hinaus war die Progesteronkonzentration auf einheitlich niedrigem Niveau (=0,67 ng/ml, 0,30 – 0,70 ng/ml) bei einem mittleren Östrogenwert von 22,4 pg/ml (12,5 – 31,7 pg/ml) (Tab. 2).
Abb. 9: Tier Nr. 2 – Protahierte anovulatorische Phase (rot unterlegt) mit aufeinan- derfolgenden Follikelwellen von Tag 15 – 57. Die Östrogenwerte stellen sich variie- rend dar. Den anovulatorischen Zyklen geht eine durch Manipulation induzierte Pseudogravidität voraus.
0 1 2 3 4 5 6 7
0 5 10 15 20 25 30 35
1 5 8 12 15 19 22 26 29 33 36 40 43 47 50 54 57
Östrogene Progesteron
Pro gest ero n n g/ ml
Öst ro gen e p g/ ml
Untersuchungstage
Tier Nr. 2
Die Tiere Nr. 3 (Abb. 10) und Nr. 4 (Abb. 11) durchliefen ähnlich lange anovulatori- sche Phasen (Dauer > 36 Tage) mit Beginn an Tag 22 bis über den Untersuchungs- zeitraum hinaus. Dabei betrugen die Progesteronkonzentrationen bei beiden Tieren durchgängig < 1 ng/ml [Tier Nr. 3 =0,46 ng/ml (0,09 – 0,72 ng/ml), Tier Nr.4 =0,51 ng/ml (0,50 – 0,60 ng/ml)]. Die durchschnittliche Östrogenkonzentration von Tier Nr.
3 betrug 39,7 pg/ml (32,8 – 46,5 pg/ml), von Tier Nr. 4 24,6 pg/ml (15,9 – 29,9 pg/ml) (Tab. 2).
Abb. 10: Tier Nr. 3 – Anovulatorische Phase (rot unterlegt) von Tag 22 bis Tag 57.
Die Östrogenkonzentration stellt sich auf relativ hohem Niveau variierend dar mit durchschnittlich 39,7 pg/ml. Der anovulatorischen Phase gehen 15 Tage einer durch Manipulation induzierten Pseudogravidität (blau unterlegt, Gruppe 2a) mit stark schwankenden Östrogenkonzentrationen voraus.
0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5
0 10 20 30 40 50 60
1 5 8 12 15 19 22 26 29 33 36 40 43 47 50 54 57
Östrogene Progesteron
Pro gest ero n n g/ ml
Öst ro gen e p g/ ml
Untersuchungstage
Tier Nr. 3
Abb. 11: Tier Nr. 4 – Anovulatorische Phase (rot unterlegt) von Tag 22 – 57. Die durchschnittliche Progesteronkonzentration beträgt: =0,51 ng/ml (0,50 – 0,60 ng/ml) (Tab. 2). Die Östrogenkonzentration zeigt in diesem Zeitraum einen zweimaligen Konzentrationsanstieg. Dem anovulatorischem Zyklus geht eine durch GnRH- Injektion induzierte Pseudogravidität (grün unterlegt, Gruppe 2b) von 15 Tagen mit niedrigeren Östrogenkonzentrationen und hohen Progesteronkonzentrationen voraus.
0 1 2 3 4 5 6 7
0 5 10 15 20 25 30 35
1 5 8 12 15 19 22 26 29 33 36 40 43 47 54 57
Östrogene Progesteron
Pro gest ero n n g/ ml
Öst ro gen e p g/ ml
Untersuchungstage
Tier Nr. 4
GnRH
Bei Tier Nr. 5 folgte die anovulatorische Phase einer manipulationsbedingten Pseu- dogravidität (Abb. 12). Sie hatte eine Dauer von > 29 Tagen (Tag 33 bis > 61) und war geprägt von einheitlich basalen Progesteronkonzentrationen zwischen 0,11 und 0,20 ng/ml (=0,19 ng/ml) und auf relativ niedrigem Niveau variierende Östrogen- konzentrationen (4,0 – 19,0 pg/ml) mit einer durchschnittlichen Konzentration von 8,1 pg/ml (Tab. 2).
Abb. 12: Tier Nr. 5 – Anovulatorische Phase (rot unterlegt) von Tag 33 – 61 mit sehr niedrigen Progesteronkonzentrationen von =0,19 ng/ml und auf relativ niedrigem Niveau variierende Östrogenkonzentrationen, die erst an Tag 61 ansteigen. Der anovulatorischen Phase geht eine durch Manipulation induzierte Pseudogravidität (blau unterlegt, Gruppe 2a) von Beginn des Untersuchungszeitraums bis zum Tag 22 voraus.
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
1 5 8 12 15 19 22 26 29 33 36 40 43 47 50 54 57 61
Östrogene Progesteron
Pro gest ero n n g/ ml
Öst ro gen e p g/ ml
Untersuchungstage
Tier Nr. 5
Bei Tier Nr. 6 (Abb. 13) und Tier Nr. 7 (Abb. 14) war die anovulatorische Phase zwi- schen einer durch Manipulation und einer mit GnRH induzierten Pseudogravidität eingebettet. Bei Tier Nr. 6 trat innerhalb von 25 Tagen (Tag 12 – 36), bei Tier Nr. 7 innerhalb von 17 Tagen (Tag 15 – 31) jeweils eine Follikelphase auf. Auch hier lagen die Progesteronkonzentrationen < 1 ng/ml (Tier Nr. 6: =0,46 ng/ml, 0,10 – 0,70 ng/ml; Tier Nr. 7 : =0,36 ng/ml, 0,30 – 0,60 ng/ml ), während die Östrogenwerte deutliche Schwankungen aufwiesen (Tier Nr. 6: =18,2 pg/ml mit zwei Peaks von 32,5 pg/ml am Tag 19 und von 21,2 pg/ml am Tag 29, bei einem Minimum von 3,6 pg/ml am Tag 22; Tier Nr. 7: =29,8 pg/ml mit zwei Peaks von 38,5 pg/ml am Tag 19 und von 37,4 pg/ml am Tag 26, bei einem Minimum von 18,1 pg/ml am Tag 22) (Tab. 2).
Abb. 13: Tier Nr. 6 – Anovulatorische Phase (rot unterlegt) von Tag 12 – 36 mit stark schwankenden Östrogenkonzentrationen gefolgt von einer GnRH-induzierten Pseu- dogravidität (grün unterlegt, Gruppe 2b).
0 1 2 3 4 5 6 7 8
0 5 10 15 20 25 30 35 40
1 5 8 12 15 19 22 26 29 33 36 39 41 43 47 50 54 57 61
Östrogene Progesteron
Pro gest ero n n g/ ml
Öst ro gen e p g/ ml
Untersuchungstage
Tier Nr. 6
GnRH
Abb. 14: Tier Nr. 7 – Anovulatorische Phase (rot unterlegt) von Tag 15 – 31 mit stark schwankenden Östrogenkonzentrationen. Der anovulatorischen Phase geht eine durch Manipulation induzierte Pseudogravidität (blau unterlegt, Gruppe 2a) von Tag 1 – 15 voraus. Am Tag 32 wurde dem Tier GnRH injiziert, worauf eine Pseudogravi- dität (grün unterlegt, Gruppe 2b) ab Tag 34 folgte.
0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5 4 4,5
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
1 5 8 12 15 19 22 26 29 33 34 36 37 40 43 47 50 54 57 61
Östrogene Progesteron
Pro gest ero n n g/ ml
Öst ro gen e p g/ ml
Untersuchungstage
Tier Nr. 7
GnRH
Bei Tier Nr. 8 (Abb. 15) begann der Untersuchungszeitraum in einem anovulatori- schen Zyklus, der von einem extrem hohen Östrogenpeak (> 200 pg/ml an Tag 5) gekennzeichnet war. Dieser Abschnitt wurde nicht in die Bewertung mit einbezogen, da er nicht in seiner Gesamtheit erfasst wurde. Es folgte eine manipulatinsbedingte Pseudogravidität (Gruppe 2a) und danach eine zweite Phase anovulatorischer Zyklen von Tag 40 bis über das Ende des Untersuchungszeitraums (Tag 57) hinaus.
Bei basalen Progesteronkonzentrationen (=0,44 ng/ml, 0,21 – 0,50 ng/ml) betrug die mittlere Östrogenkonzentration 46,9 pg/ml mit zwei Peaks von 82,4 pg/ml (Tag 43) und 75,4 pg/ml (Tag 50) und einem Minimum von 4,0 pg/ml am Tag 57 (Tab. 2).
Abb. 15: Tier Nr. 8 – Anovulatorische Phase (rot unterlegt) von Tag 40 – 57. Die Pro- gesteronkonzentrationen sind konstant niedrig mit einem Mittelwert von 0,44 ng/ml.
Die Östrogenkonzentrationen stellen sich schwankend mit zwei Peaks dar. Dem anovulatorischen Zyklus geht eine durch Manipulation induzierte Pseudogravidität (blau unterlegt) von Tag 15 – 38 voraus.
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9
0 50 100 150 200 250
1 5 8 12 15 19 22 26 29 33 36 40 43 47 50 54 57
Östrogene Progesteron
Pro gest ero n n g/ ml
Öst ro gen e p g/ ml
Untersuchungstage
Tier Nr. 8
Relativ kurze anovulatorische Phasen waren bei den Tieren Nr. 9 (Abb. 16), Nr. 13 (Abb. 20) und Nr.17 (Abb. 24) zu beobachten. Sie traten zwischen einer manipula- tionsbedingten und einer mit GnRH induzierten Pseudogravidität (Tier Nr. 9), einer manipulationsbedingten Pseudogravidität und einer Gravidität (Tier Nr. 13) und zwischen zwei durch Manipulation induzierten Pseudograviditäten sowie zwischen einer manipulationsbedingten Pseudogravidität und einer Gravidität auf (Tier Nr. 17).
In beiden anovulatorischen Phasen des Tieres Nr. 9 lagen die Progesteronkonzen- trationen unter 1 ng/ml (Tag 12 – 26: =0,47 ng/ml, 0,25 – 0,70 ng/ml, Tag 43 – 57:
=0,60 ng/ml). Die Östrogenkonzentrationen zeigten in der ersten anovulatorischen Phase keine ausgeprägten Schwankungen bei einem Mittelwert von 21,3 pg/ml (14,5 – 27,8 pg/ml), während in der zweiten anovulatorischen Phase am Tag 50 ein deut- licher Östrogenpeak (65,2 pg/ml) erkennbar war (=27,6 pg/ml, 13,8 – 65,2 pg/ml) (Tab. 2).
Abb. 16: Tier Nr. 9 – Anovulatorische Phasen (rot unterlegt) von Tag 12 – 26 und Tag 43 – 57. Innerhalb der ersten Phase ist die Östrogenkonzentration mit einem Mittelwert von 21, 3 pg/ml relativ niedrig. In der zweiten Phase stellt sich ein Östro- genpeak an Tag 50 dar. Zwischen den beiden anovulatorischen Phasen liegt eine durch GnRH-Injektion an Tag 28 induzierte Pseudogravidität (grün unterlegt, Gruppe 2b) von Tag 28 – 43.
Auch die zyklischen Phasen der Tiere 13 und 17 wiesen basale Progesteronkonzen- trationen auf (Tier 13, Tag 12 – 22: =0,55 ng/ml, 0,39 – 0,60 ng/ml; Tier 17, Tag 8 – 21: =0,40 ng/ml, 0,39 – 0,40 ng/ml, Tag 36 – 54: =0,40 ng/ml, 0,40 – 0,40 ng/ml).
Die Östrogenwerte betrugen entsprechend bei Tier 13 durchschnittlich 28,1 pg/ml (22,7 – 34,0 pg/ml). Bei Tier 17 wurde im Zeitraum Tag 8 bis 21 im Mittel 27,7 pg/ml mit zwei Östrogenpeaks von 33,9 pg/ml am Tag 12 und 31,0 pg/ml am Tag 19 und einem Minimum von 21,9 pg/ml am Tag 15 ermittelt. Von Tag 36 bis 54 wurde im Mittel 22,1 pg/ml (10,3 – 36,0 pg/ml) gemessen (Tab. 2).
0 5 10 15 20 25
0 50 100 150 200 250
1 5 8 12 15 19 22 26 29 30 32 34 36 40 43 47 50 54 57
Östrogene Progesteron
Pro gest ero n n g/ ml
Öst ro gen e p g/ ml
Untersuchungstage
Tier Nr. 9
GnRH
