mit einer intravenösen Alfaxalonnarkose beim Kaninchen
Anna Milena Lehmann
Anna Milena Lehmann 2014 ISBN 978-3-86345-211-7
Verlag: Deutsche Veterinärmedizinische Gesellschaft Service GmbH 35392 Gießen · Friedrichstraße 17 · Tel. 0641 / 24466 · Fax: 0641 / 25375
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Deutschen Nationalbibliografie;
Detaillierte bibliografische Daten sind im Internet über http://dnb.ddb.de abrufbar.
1. Auflage 2014
© 2014 by Verlag: Deutsche Veterinärmedizinische Gesellschaft Service GmbH, Gießen
Printed in Germany
ISBN 978-3-86345-211-7
Verlag: DVG Service GmbH Friedrichstraße 17
35392 Gießen 0641/24466 info@dvg.de www.dvg.de
Vergleich einer intravenösen Ketaminnarkose mit einer intravenösen Alfaxalonnarkose beim Kaninchen
INAUGURAL-DISSERTATION Zur Erlangung des Grades einer Doktorin
der Veterinärmedizin - Doctor medicinae veterinariae -
(Dr. med. vet.)
vorgelegt von Anna Milena Lehmann
Zweibrücken
Hannover 2014
Klinik für Heimtiere, Reptilien, Zier- und Wildvögel Univ.-Prof. Dr. S. Kästner
Klinik für Kleintiere
1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. M. Fehr 2. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. B. Ohnesorge
Tag der mündlichen Prüfung: 15.05.2014
Meiner Familie
1. Einleitung und Zielsetzung ... 9
2. Literaturübersicht ... 11
2.1. Physiologie des Kaninchens ... 11
2.2. Narkose beim Kaninchen ... 13
2.2.1. Anästhesiespezifische Besonderheiten ... 13
2.2.2. Perioperatives Management ... 14
2.2.3. Endotracheale Intubation ... 15
2.2.3.1. „Blinde“ Intubation ... 16
2.2.3.2. Intubation mittels Otoskop/Laryngoskop ... 17
2.2.3.3. Larynxmasken ... 18
2.2.3.4. Risiken ... 19
2.2.4. Beurteilung der Narkosetiefe ... 20
2.2.5. Beurteilung der Narkosetiefe mittels Elektrostimulation ... 21
2.3. Ketamin ... 24
2.3.1. Chemie ... 25
2.3.2. Pharmakokinetik ... 25
2.3.1. Pharmakodynamik ... 26
2.3.2. Ketamin beim Kaninchen ... 28
2.4. Alfaxalon ... 35
2.4.1. Chemie ... 35
2.4.2. Pharmakokinetik ... 36
2.4.3. Pharmakodynamik ... 37
2.4.4. Alfaxalon beim Kaninchen ... 39
2.5. Medetomidin ... 41
2.5.1. Chemie ... 41
2.5.2. Pharmakokinetik ... 41
2.5.3. Pharmakodynamik ... 42
2.5.4. Medetomidin beim Kaninchen ... 44
2.6. Atipamezol ... 47
2.6.1. Chemie ... 47
2.6.2. Pharmakokinetik ... 48
2.6.3. Pharmaodynamik ... 48
2.6.4. Atipamezol beim Kaninchen ... 49
3. Eigene Untersuchungen ... 51
3.1. Versuchstiere und Haltungsbedingungen ... 51
3.2. Feststellung der Allgemeingesundheit ... 52
3.3. Verwendete Medikamente, Verbrauchsmaterialien und Geräte ... 53
3.4. Vorversuche ... 57
3.4.1. Versuchsaufbau ... 57
3.4.1.1. Versuchsvorbereitungen ... 57
3.4.1.2. Versuchsablauf ... 58
3.4.2. Ergebnisse der Vorversuche ... 59
3.5. Hauptversuche ... 61
3.5.1.1. Versuchsgruppen ... 61
3.6. Intubation ... 64
3.7. Messparameter und Messmethoden ... 65
3.7.1. Blutgase, Elektrolyte und Säure-Basen-Haushalt ... 65
3.7.2. Körperinnentemperatur ... 66
3.7.3. Herzkreislaufparameter ... 67
3.7.3.1. Arterieller Blutdruck ... 67
3.7.3.2. Sauerstoffsättigung ... 67
3.7.3.3. Atemfrequenz und endtidaler Kohlendioxidpartialdruck ... 68
3.7.3.4. Herzfrequenz ... 68
3.7.4. Datenspeicherung ... 68
3.7.5. Beurteilung der Narkoseeinleitung ... 69
3.7.5.1. Dauer der Narkoseeinleitung ... 69
3.7.5.2. Qualität der Narkoseeinleitung ... 70
3.7.6. Nystagmus ... 70
3.7.7. Beurteilung der Narkosetiefe ... 70
3.7.7.1. Lidschlussreflex ... 71
3.7.7.2. Kornealreflex ... 71
3.7.7.3. Komprimierung der Zehe ... 71
3.7.7.4. Beurteilung der Narkosetiefe mittels Elektrostimulation ... 72
3.7.7.5. Veränderung der Herzkreislaufparameter ... 76
3.7.8. Beurteilung der Aufwachphase ... 76
3.7.8.1. Dauer der Aufwachphase ... 77
3.7.8.2. Qualität der Aufwachphase ... 77
3.7.8.3. Weitere Untersuchungen während der Aufwachphase ... 78
3.7.9. Beurteilung der Rekonvaleszenz ... 79
3.7.10. Statistische Auswertung ... 79
3.8. Ergebnisse der Hauptversuche ... 81
3.8.1.1. Feststellung der Allgemeingesundheit, Blutuntersuchungen ... 81
3.8.1.2. Schmerzreaktionen bei der i.m. Applikation ... 82
3.8.1.3. Intubation ... 82
3.8.1.4. Narkoseeinleitung ... 83
3.8.1.5. Blutgase, Elektrolyte und Säure-Basen-Haushalt ... 85
3.8.1.6. Körperinnentemperatur ... 91
3.8.1.7. Herzkreislaufparameter ... 92
3.8.1.8. Beurteilung der Narkosetiefe ... 100
3.8.1.9. Beurteilung der Aufwachphase ... 110
3.8.1.10. Beurteilung der Rekonvaleszenz ... 114
4. Diskussion ... 115
4.1. Zielsetzung ... 115
4.2. Schmerzreaktionen bei der i.m.-Injektion ... 115
4.3. Intubation ... 116
4.4. Narkoseeinleitung ... 118
4.5. Atemfrequenz, Blutgase, endtidaler Kohlendioxidpartialdruck und Säure-Basen- Haushalt ... 119
4.9. Körperinnentemperatur ... 130
4.10. Beurteilung der Narkosetiefe ... 131
4.11. Aufwachphase ... 136
4.12. Aufgetretene Probleme ... 138
4.13. Eignung für die Praxis und Ausblick ... 140
5. Zusammenfassung ... 142
6. Summary ... 144
7. Literaturverzeichnis ... 146
8. Anhang ... 166
8.1. Abkürzungsverzeichnis ... 166
8.2. Abbildungsverzeichnis ... 168
8.3. Tabellenverzeichnis ... 169
8.4. Ergebnistabellen ... 171
1. Einleitung und Zielsetzung
Trotz vieler Verbesserungen und Neuerungen in der modernen Heimtierpraxis ist das Kaninchen noch immer ein sehr kritischer Narkosepatient. Die Rate anästhesiebedingter Todesfälle liegt mit 1,39% weit über denen für Hunde (0,17%) und Katzen (0,24%) (Brodbelt et al., 2008).
Die Schwelle zwischen chirurgischer Toleranz und narkosebedingter Apnoe ist sehr gering (Erhardt, 1984), was den Einsatz und vor allem die bolusweise Nachdosierung von Injektionsanästhetika erschweren kann. Auch die Verwendung von gut steuerbaren Inhalationsanästhetika ist nicht uneingeschränkt möglich, da die Intubation beim Kaninchen selbst für erfahrene Praktiker schwierig ist (Erhardt, 1984; Haberstroh et al., 1993) und die Tiere oft an subklinischen Infektionen der Atemwege leiden (Schall, 1990; Sedgwick, 1986).
Ziel der vorliegenden Arbeit war es daher, eine gut steuerbare, sichere und intravenös über einen Dauertropf zu verabreichende Narkose zu erproben, ohne dabei auf die Hilfe von Inhalationsanästhetika zurückgreifen zu müssen. Dazu wurde die Pharmakodynamik einer intravenösen Ketaminnarkose mit einer intravenösen Alfaxalonnarkose verglichen.
Das kurz wirksame Neurosteroid Alfaxalon wirkt hypnotisch und muskelrelaxierend, nur begrenzt analgetisch (Jones, 2012; Muir et al., 2009) und führt bei wiederholter Applikation beim Hund zu keiner klinisch relevanten Akkumulation im Organismus (Pankow and Whittem, 2008).
Ketamin gehört zur Gruppe der Phencyclidine und induziert eine dissoziative Anästhesie, bei der es sowohl zu einer Stimulation, als auch zu einer Dämpfung bestimmter Bereiche im Zentralnervensystem kommt (White et al., 1982; Wright, 1982). Der Skelettmuskeltonus wird angeregt, während das Schmerzempfinden reduziert wird und ein sedativer bis hypnotischer Zustand entsteht (Löscher, 2010a). Da aufgrund der ausgeprägten Katalepsie der alleinige Einsatz von Ketamin problematisch ist, wird es häufig mit weiteren Anästhetika kombiniert (Ammer and Potschka, 2010).
Die Auswirkungen einer längeren Alfaxalongabe auf das Herz-Kreislauf-System, sowie dessen Eignung in Kombination mit Medetomidin das Stadium der chirurgischen Toleranz zu induzieren, wurden beim Kaninchen noch nicht untersucht.
Auch ein Protokoll bei dem nach Einleitung durch intramuskuläre Injektion eines Ketamin- Medetomidin-Gemisches eine konstante intravenöse Narkose allein durch Ketamin aufrechterhalten wird, wurde noch nicht erarbeitet.
Im Rahmen dieser Studie wurden daher in Vorversuchen geeignete Dosierungen für eine intramuskulär zu verabreichende Kombination von Medetomidin mit Ketamin, bzw.
Medetomidin mit Alfaxalon, sowie für eine konstante Alfaxalon- bzw. Ketamininfusion ermittelt und in den Hauptversuchen miteinander verglichen.
2. Literaturübersicht
2.1. Physiologie des Kaninchens
In der Literatur beschriebene Referenzwerte für Körperinnentemperatur, Atemfrequenz, Herzfrequenz, arteriellen Blutdruck, Thrombozyten, basophile Granulozyten, Glutamat- dehydrogenase, Cholinesterase, Harnstoff, Fruktosamin sowie Gesamtkalzium (Tabelle 1, 2 und 3), beziehen sich auf unterschiedliche Kaninchenrassen. Die in diesen Studien untersuchten Tiere unterschieden sich in Größe, Alter und Geschlecht teilweise erheblich. Die verwendeten Literaturangaben beziehen sich somit nur teilweise auf Kaninchen der Rasse Weißer Neuseeländer, die für die vorliegende Untersuchung herangezogen wurde.
Tabelle 1: Physiologische Werte der Vitalparameter beim Kaninchen
Parameter Einheit Wachwert Literatur Rasse
Körperinnentemperatur C° 38,5-40 (Harcourt-Brown, 2002) div. Rassen Atemfrequenz min-1 32-60 (Harcourt-Brown, 2002) div. Rassen Herzfrequenz min-1 130-325 (Harcourt-Brown, 2002) div. Rassen Mittlerer arterieller Blutdruck mmHg 90-100 (Kaplan and Timmons, 1979) div. Rassen Systolischer arterieller Blutdruck mmHg 120 (Kaplan and Timmons, 1979) div. Rassen Diastolischer arterieller Blutdruck mmHg 80 (Kaplan and Timmons, 1979) div. Rassen
Tabelle 2: Physiologische Blutgasparameter beim Kaninchen
Parameter Einheit Wachwert Literatur Rasse
Sauerstoffsättigung % 96-97,8 (Barzago et al., 1992) NZW1)
Arterieller pH-Wert 7,391-7,479
7,327-7,417
(Barzago et al., 1992) (Bonath, 1982)
NZW1) NZW1) Arterielles Bikarbonat mmol/l 21,3-23,7
16,8-22,8
(Barzago et al., 1992) (Bonath, 1982)
NZW1) NZW1) Arterieller Basenüberschuss mmol/l -1,6-1,2
-7-0,2
(Barzago et al., 1992) (Bonath, 1982)
NZW1) NZW1) Arterieller
Kohlendioxidpartialdruck mmHg 31,4-33,4 33,4-38,0
(Barzago et al., 1992) (Bonath, 1982)
NZW1) NZW1) Arterieller
Sauerstoffpartialdruck mmHg 85-91 76,2-90,6
(Barzago et al., 1992) (Bonath et al., 1980)
NZW1) div. Rassen
1) Kaninchen der Rasse New Zealand White
Tabelle 3: Physiologische hämatologische Parameter und Elektrolyte beim Kaninchen Parameter Einheit Referenz-
bereich Literatur Rasse
Leukozyten 103/µl 5,4-10,8 (Bortolotti et al., 1989) NZW1) Erytrozyten 106/µl 4,5-6,9 (Hewitt et al., 1989) NZW1)
Hämatokrit % 31,3-43,3 (Hewitt et al., 1989) NZW1)
Hämoglobin g/dl 11-14,4 (Hewitt et al., 1989) NZW1)
Mittleres zelluläres Volumen
(MCV) Fl 59-70,1 (Hewitt et al., 1989) NZW1)
Mittleres korpuskuläres
Hämoglobin (MCH) Pg 19,4-23,8 (Hewitt et al., 1989) NZW1) Mittlere korpuskuläre
Hämoglobinkonzentration (MCHC)
g/dl 32,3-34,5 (Hewitt et al., 1989) NZW1) Thrombozyten 103/µl 193-725 (Hein and Hartmann, 2003) div. Rassen
Lymphozyten % 53-83 (Bortolotti et al., 1989) NZW1)
Segmentkernige
Granulozyten % 17-47 (Bortolotti et al., 1989) NZW1)
Monozyten % 0-4 (Alemán et al., 2000) NZW1)
Eosinophile Granulozyten % 0-4 (Alemán et al., 2000) NZW1) Basophile Granulozyten % 0-7 (Hein and Hartmann, 2003) div. Rassen
Alanin-Aminotransferase U/l 10-70 (Evans, 2009) NZW1)
Aspartat-Aminotransferase U/l 10-80 (Evans, 2009) NZW1)
Glutamatdehydrogenase U/l 0-19 (Hein and Hartmann, 2003) div. Rassen
Alkalische Phosphatase U/l 40-140 (Evans, 2009) NZW1)
Cholinesterase U/l 0-3564 (Hein and Hartmann, 2003) div. Rassen
Creatin-Kinase U/l 150-1000 (Evans, 2009) NZW1)
Bilirubin gesamt mg/dl 0,1-0,8 (Evans, 2009) NZW1)
Harnstoff mg/dl 12-51 (Hein and Hartmann, 2003) div. Rassen
Cholesterin mg/dl 5-80 (Evans, 2009) NZW1)
Creatinin mg/dl 0,8-1,5 (Evans, 2009) NZW1)
Glukose mg/dl 100-160 (Evans, 2009) NZW1)
Fruktosamin µmol/l 314-527 (Hein and Hartmann, 2003) div. Rassen
Gesamteiweiß g/dl 5,2-6,9 (Evans, 2009) NZW1)
Albumin g/dl 2,9-4,2 (Evans, 2009) NZW1)
Natrium mmol/l 138-158 (Evans, 2009) NZW1)
Kalium mmol/l 4,0-6,0 (Evans, 2009) NZW1)
Ionisiertes Kalzium mmol/l 1,6-1,82 (Warren et al., 1989) NZW1) Gesamtkalzium mmol/l 3,1-3,9 (Hein and Hartmann, 2003) div. Rassen
Phosphat mmol/l 0,85-2,27 (Evans, 2009) NZW1)
Chlorid mmol/l 108-120 (Evans, 2009) NZW1)
1) Kaninchen der Rasse New Zealand White
2.2. Narkose beim Kaninchen
2.2.1. Anästhesiespezifische Besonderheiten
Kaninchen gehören zu den häufig eingesetzten Versuchstieren und werden auch immer öfter als Patienten in der tierärztlichen Praxis vorgestellt. Obwohl, sowohl unter Versuchs- bedingungen als auch in der Heimtierpraxis, eine Vielzahl von Narkoseformen für das Kaninchen etabliert wurden, ist die Anästhesie bei dieser Tierart weiterhin aus mehreren Gründen anspruchsvoll (Erhardt, 1984) und nicht unproblematisch. Derzeit existiert noch keine ideale Narkoseform für das Kaninchen (Schall, 2008).
Kaninchen reagieren auf Stress mit einer sehr starken Katecholaminausschüttung (Sedgwick, 1986). Dadurch kann es beim Einsatz von Anästhetika zu sehr großen individuellen Toleranzunterschieden kommen (Schall, 1990; Sedgwick, 1986) und die Narkose unberechenbar werden (Schall, 2008). Außerdem besitzen Kaninchen eine sehr hohe Stoffwechselrate, was zu einer kürzeren Wirkungsdauer bzw. einer höheren Dosierung der benötigten Narkosemittel führen kann (Neiger-Aeschbacher, 2002a). Weiterhin liegen das Stadium der chirurgischen Toleranz und das Stadium der Asphyxie bei dieser Tierart besonders eng beieinander, da das Atemzentrum des Kaninchens sehr sensibel auf eine Relaxation der Atemmuskeln durch Anästhetika reagiert (Erhardt, 1984; Schall, 1990).
Die Einleitung einer Inhalationsnarkose mittels Maske oder in der Anästhesiekammer führt beim Kaninchen oft zu einer starken Stressreaktion mit hochgradigen Abwehrbewegungen und Lautäußerungen (Neiger-Aeschbacher, 2002a). Kaninchen scheinen das Einatmen von Inhalationsnarkotika zu meiden (Neiger-Aeschbacher, 2002a) und bei der Narkoseeinleitung mit Halothan, Isofluran oder Sevofluran kommt es nicht selten zu einer bis zu zwei Minuten andauernden Apnoe und den damit einhergehenden Narkoserisiken (Flecknell et al., 1996;
Flecknell, 2009a).
2.2.2. Perioperatives Management
Vor jeder Narkose sollte der Vorbericht erhoben sowie eine Allgemeinuntersuchung durchgeführt werden, wobei ein besonderes Augenmerk auf Erkrankungen des Atmungstraktes und des Verdauungstraktes gelegt werden sollte (Erhardt, 1984). Sehr viele Kaninchen zeigen eine Erkrankung der oberen und unteren Atemwege mit Pasteurella multocida (Schall, 1990; Sedgwick, 1986). Das dadurch verminderte funktionelle Lungengewebe (Neiger-Aeschbacher, 2002a) kann während der Narkose zu einer respiratorischen Insuffizienz führen (Flecknell, 2009a). Zur genauen Dosierung des anzuwendenden Narkosemittels sollte das genaue Körpergewicht ermittelt werden (Neiger- Aeschbacher, 2002a).
Beim Kaninchen ist das Fasten vor einer Narkose nicht sinnvoll (Erhardt, 1984; Schall, 1990) da sie nicht erbrechen können (Schall, 2008) und dies zu schwerwiegenden Veränderungen des Säure-Basen-Haushaltes und zu Hypoglykämien führen kann (Bonath et al., 1982).
Kaninchen werden durch unbekannte Geräusche, Gerüche und Umgebungen sehr leicht gestresst. Dies kann zu dem bereits oben erwähnten starken Anstieg der Katecholamine im Blut führen (Sedgwick, 1986). Vor der Narkose sollte das Kaninchen daher in einer möglichst ruhigen Umgebung untergebracht werden (Erhardt, 1984; Schall, 1990). Außerdem sollten Handling und Fixation vor der Narkose und während der Applikation des Anästhetikums sehr vorsichtig durchgeführt und ein Austreten mit den Hinterbeinen verhindert werden.
Kaninchen haben ein äußerst leichtes Skelett mit sehr starker Bemuskelung, was bei plötzlichen Abwehrbewegungen zu Frakturen im Bereich der Gliedmaßen und der Wirbelsäule führen kann (Sedgwick, 1986). Weiterhin sollten die Tiere nur auf rutschfeste Unterlagen gesetzt werden, um eine panikartige Flucht zu vermeiden (Erhardt, 1984).
Da 30-50 % der Kaninchen hohe Konzentrationen einer endogenen Atropin-Esterase aufweisen, ist der Einsatz von Anticholergika bei dieser Tierart fraglich und nur bei Operationen mit vagaler Stimulation, Bradykardie oder starkem Speichelfluss anzuraten (Neiger-Aeschbacher, 2002a; Schall, 2008). Die Verabreichung von Atropin sollte aufgrund der beschleunigten Abbaurate alle 15 bis 20 Minuten wiederholt werden (Sedgwick, 1986).
Während und nach der Narkose sollte die Körperinnentemperatur überprüft und einem Absinken entgegengewirkt werden (Schall, 1990). Einer Hypothermie kann durch die Verwendung von Wärmematten bzw. Wärmflaschen, warmen Infusionslösungen und durch die Anwendung warmer Wasch- und Desinfektionslösungen entgegengewirkt werden (Neiger-Aeschbacher, 2002a).
Da Stress, Anästhesie und Schmerzen sich negativ auf den Magen-Darm-Trakt der Kaninchen auswirken können, sollten die Tiere bei Inapptenz prä- und postoperativ mit geeigneter Nahrung zwangsernährt werden. Weiterhin haben sich Medikamente zur Unterstützung der Magen-Darm-Motorik wie z.B. Metoclopramid zur Prävention von Verdauungsstörungen bewährt (Wenger, 2012).
2.2.3. Endotracheale Intubation
Da Kaninchen während der Narkose häufig Atemstillstände zeigen und eine manuelle Beatmung über Gesichtsmasken oder Kompression des Thorax oftmals unzureichend ist, ist die endotracheale Intubation zur Sicherung der Atemwege dringend erforderlich (Flecknell, 2006; Neiger-Aeschbacher, 2002b). Diese ist allerdings beim Kaninchen aufgrund einiger anatomischer Besonderheiten schwierig (Erhardt, 1984; Haberstroh et al., 1993) und oftmals eine Herausforderung für den durchführenden Anästhesisten.
Der Larynxbereich ist im Vergleich zur Größe des Kaninchens klein (Franczuszki, 1980) und hinter dem Zungenwulst verborgen (Fick and Schalm, 1987). Weiterhin behindern der enge Oropharynx, die langen Incisivi und die relativ wenig bewegliche Mandibula eine gute Einsicht auf den Kehlkopfbereich und ein Einführen des Tubus (Tran et al., 2001; Worthley et al., 2000).
Der Intubationsversuch sollte erst nach erfolgreicher Narkoseinduktion und bei stark reduziertem oder abwesendem Kiefertonus, sowie ausgeschaltetem Husten- und Schluck- reflex erfolgen (Neiger-Aeschbacher, 2002a). Bei unzureichender Narkosetiefe scheitern Intubationsversuche oft durch Abwehrbewegungen und Kauen des Tieres (Fick and Schalm, 1987).
Vor der Intubation sollte das Kaninchen grundsätzlich über mindestens zwei Minuten mit reinem Sauerstoff versorgt werden. Das Eintreten einer Hypoxie, die durch die unvermeidbare Obstruktion der Atemwege im Verlauf der Intubation entstehen kann, wird dadurch hinausgezögert (Flecknell, 2006).
Da Kaninchen zu Laryngospasmen neigen, ist der Gebrauch eines Lokalanästhetikums vor der Intubation zu empfehlen. Ein übermäßiger Gebrauch eines lokalanästhetischen Sprays sollte dabei jedoch vermieden werden, da es bei unsachgemäßem Einsatz leicht zu starken Überdosierungen kommen kann (Bateman et al., 2005; Sedgwick, 1986).
Bei jeder Intubationsart sollte der Sitz des Tubus durch eine Mullbinde, die um den Tubus gebunden und hinter den Ohren des Kaninchen fixiert wird, gesichert werden (Fick and Schalm, 1987). Das Kaninchen sollte erst dann wieder extubiert werden, wenn der Schluck-, Kau- oder Hustenreflex beobachtet werden kann (Neiger-Aeschbacher, 2002b).
In der Versuchstierhaltung wie auch in der Praxis kommen unterschiedliche Methoden zur Intubation beim Kaninchen zum Einsatz. Neben den im Folgenden beschriebenen Methoden, gibt es weiterhin die Möglichkeit der retrograden Intubation (Bertolet and Hughes, 1980;
Corleta et al., 1992) sowie der Intubation unter Zuhilfenahme eines Endoskops (Tran et al., 2001; Worthley et al., 2000).
2.2.3.1. „Blinde“ Intubation
Bei dieser Intubationsmethode ist eine Visualisierung des Larynx nicht nötig (Flecknell, 2009b). Das Kaninchen wird in Brust-Bauchlage (Flecknell, 2009b) oder Rückenlage (Krüger et al., 1994) verbracht und der Kopf so stark überstreckt, dass eine gerade Verbindungslinie zwischen den Lippen und dem Larynx entsteht (Alexander and Clark, 1980; Fick and Schalm, 1987). Diese Intubationsmethode kann auch in Seitenlage bei maximaler Dorsoflexion des Halses angewandt werden (Morgan and Glowaski, 2007).
Ein steriler Endotracheltubus wird über das Diastema eingeführt (Flecknell, 2006) und in den Oropharynx vorgeschoben, bis er im Bereich der Glottis auf einen Widerstand stößt (Fick and Schalm, 1987). Die korrekte Position des Tubus kann durch Auskultation der Atemgeräusche
am distalen Tubusende (Alexander and Clark, 1980; Star, 1979), durch das atemsynchrone Beschlagen der Innenseite eines durchsichtigen Tubus (Flecknell, 2006) oder das Signal des Kapnographen (Eatwell, 2013) überprüft werden .
Während der Inspiration, bei der es zu einer maximalen Öffnung der Stimmritzen kommt (Alexander and Clark, 1980), wird der Tubus zügig aber vorsichtig in die Trachea eingeführt und bis zur gewünschten Position vorgeschoben (Fick and Schalm, 1987).
Bei gelungener Intubation in die Trachea ist häufig ein Hustenreflex auslösbar (Alexander and Clark, 1980). Sollte der Tubus in den Oesophagus vorgeschoben werden, sistierten die Atemgeräusche und die Kondensation an der Tubusinnenseite (Flecknell, 2006).
2.2.3.2. Intubation mittels Otoskop/Laryngoskop
Bei dieser Intubationsmethode wird der Larynx mittels eines kurzen, geraden Laryngoskops (Wisconsin-Laryngoskop-Spatel, Flecknell-Spatel, Pädiatrie-Laryngoskop, Miller Laryngoskop-Spatel o.Ä.) oder Otoskops dargestellt (Flecknell, 2009b; Gilroy, 1981; Schuyt and Leene, 1977; Sedgwick, 1986)
Dazu wird das Kaninchen in Rückenlage (Flecknell, 2009b) bzw. in Brust-Bauch-Lage (Bechtold and Abrutyn, 1991; Davies et al., 1996) verbracht und die Zunge nach vorne und zur Seite gezogen (Flecknell, 2009b). Zur Stabilisierung des Kopfes und um Maulöffnung, Larynx und Trachea auf einer Linie auszurichten, kann der Kopf des Kaninchens von einem Assistenten unterstützt (Macrae and Guerreiro, 1989), auf eine Handtuchrolle gelegt (Star, 1979) oder auf einem Styroporblock gelagert werden (Davis and Malinin, 1974). Zur besseren Visualisierung des Oropharynx kann das Maul auch mit Hilfe einer Stahlfeder weiter geöffnet werden (Schuyt and Leene, 1977). Davies et al. (1996) empfehlen dem intubierenden Anästhesisten hinter dem Kaninchen zu stehen, um eine möglichst gute Einsicht in den Oropharynx zu erhalten. Das Laryngoskop wird seitlich an den Oberkieferincisivi und parallel zum Gaumendach in Richtung Larynx bis zur Visualisierung des Kehlkopfes vorgeschoben (Davis and Malinin, 1974). Anschließend wird der mit einem Mandrin versteifte Tubus seitlich am Laryngoskop vorbei in die Maulhöhle eingebracht (Bechtold and Abrutyn, 1991)
und unter Sichtkontrolle während der Inspirationsphase in die Trachea eingeführt (Davis and Malinin, 1974; Neiger-Aeschbacher, 2002a). Da bei dieser Technik der direkte Blick auf den Kehlkopf häufig durch den Tubus versperrt wird, raten Macrae and Guerreiro (1989) dazu, einen dünnen 30 cm langen intravenösen Katheter in den Tubus einzuführen und am Ende des Tubus ein Stück weit herausstehen zu lassen. Dieser kann dann ohne Sichtverlust in die Trachea eingeführt werden. Anschließend wird der Tubus wie an einer Führungsschiene über den Katheter in der Luftröhre platziert und der Katheter entfernt. Bei der Intubation mit Hilfe eines Otoskops, wird die Zunge durch das Instrument heruntergedrückt während der weiche Gaumen angehoben wird. Damit ist ein sehr guter Blick auf den Kehlkopfbereich möglich und ein dünner Harnkatheter kann durch das Lumen des Otoskops in die Trachea eingeführt werden. Nachdem das Otoskop aus dem Oropharynx entfernt wurde, kann ein Endotrachealtubus über den Katheter in die Luftröhre geschoben werden. Der Harnkatheter wird im Anschluss aus Trachea und Tubus entfernt (Gilroy, 1981).
Der korrekte Sitz des Tubus kann, ähnlich der blinden Intubationsmethode, durch hörbare Atemgeräusche am Tubus oder Kondensation an der Tubusinnenseite kontrolliert werden (Bechtold and Abrutyn, 1991; Macrae and Guerreiro, 1989)
2.2.3.3. Larynxmasken
Nach mehreren Studien zur Verwendung von Larynxmasken aus dem Humanbereich (Bateman et al., 2005; Cruz et al., 2000; Kazakos et al., 2007; Smith et al., 2004) sind seit einiger Zeit speziell für das Kaninchen entwickelte Larynxmasken im Handel erhältlich und stellen eine Alternative zur endotrachealen Intubation dar (Crotaz, 2010).
Larynxmasken lassen sich sehr einfach, innerhalb weniger Sekunden auch von ungeübten Anästhesisten platzieren (Eatwell, 2013; Smith et al., 2004) und bedecken die Kehlkopföffnung ohne in Larynx oder Trachea einzudringen. Dadurch werden die Atemwege zu einem gewissen Grad vor eindringenden Flüssigkeiten und Fremdkörpern geschützt sowie das Inhalationsanästhetikum direkt an seinen Wirkungsort verbracht, ohne Traumata in diesem empfindlichen Bereich zu verursachen (Smith et al., 2004). Im Vergleich zur endotrachealen Intubation mit einem Tubus ist die korrekte Platzierung der Larynxmaske
einfacher und mit einer geringeren Dosierung an Narkosemitteln verbunden (Cruz et al., 2000), was sie auch für Notfallsituationen gut geeignet erscheinen lässt (Kazakos et al., 2007).
Die Kaninchen werden in Brust-Bauchlage bzw. in Seitenlage verbracht und der Kopf um 60 bis 90° nach oben gestreckt. Anschließend wird die Zunge des Tieres zur Seite gezogen und die mit einem Lidocaingel gleitfähig gemachte Larynxmaske (Kazakos et al., 2007) blind in den Oropharynx eingeführt (Bateman et al., 2005; Smith et al., 2004). Ihr korrekter Sitz wird mit Hilfe eines Kapnographen überprüft (Eatwell, 2013). Stößt man auf einen Widerstand oder wird eine Obstruktion der Atemwege vermutet, kann die Larynxmaske vorsichtig soweit nach cranial gezogen werden, bis sich die Atmung normalisiert (Bateman et al., 2005).
In einer Studie von van Zeeland und Schoemaker (2013) gelang es in über 95% der Fälle die Atemwege schon beim ersten Versuch erfolgreich mit Hilfe einer Larynxmaske zu sichern und dies auch über den Verlauf der Narkose aufrecht zu erhalten. Zu den Komplikationen die in unter 5 % der Fälle auftraten, gehörten Zyanosen der Zunge, Aufgasungen des Magens sowie Einführungsschwierigkeiten aufgrund einer zu flachen Narkose oder hervorstehender Zahnspitzen. Zyanosen der Zunge lassen sich in der Regel durch leichte Bewegungen der Laryxmaske beheben und führen zu keinen bleibenden Schäden (Eatwell, 2013).
2.2.3.4. Risiken
Unsachgemäßer Umgang mit dem Laryngoskop oder Endoskop kann zu Blutungen in der Maulhöhle und im Pharynxbereich führen (Davis and Malinin, 1974; Worthley et al., 2000).
Bei versehentlicher Platzierung des Tubus im Oesophagus und anschließender manueller Beatmung kann es zu einer massiven Aufgasung des Magen-Darm-Traktes sowie zum Tod des Tieres kommen (Davis and Malinin, 1974).
Durch häufige Intubationen, den Druck des aufgeblasenen Cuffs, sowie durch unsanfte Bewegungen des Tubus während der Beatmung oder bei der Umlagerung des Tieres während der Narkose, kann es zu sublaryngealen Verletzungen und Ulzerationen der Trachea (Phaneuf et al., 2006) kommen. Diese können im schlimmsten Fall zu einer Striktur der Luftröhre
durch Entzündung und Granulationsgewebe (Grint et al., 2006; Mancinelli and Eatwell, 2013) führen. Um Ischämien in der Luftröhrenwand durch die Verwendung von Tuben mit Cuff zu vermeiden, sollte darauf geachtet werden, dass der Druck innerhalb des Cuffs unter 20 mmHg beträgt (Nordin et al., 1977).
2.2.4. Beurteilung der Narkosetiefe
Um sicher zu stellen, dass die Narkose weder so flach ist, dass das Kaninchen Schmerzen verspürt, noch so tief ist, dass es zur Asphyxie kommt, ist eine gute Überwachung der Narkosetiefe notwendig. Dazu können Umdrehreflex, Lidreflex, Zwischenzehenreflex, Schluckreflex und Ohrreflex herangezogen werden (Bertens et al., 1995). Der Verlust des Zwischenzehenreflexes der Hintergliedmaßen tritt bei vielen Tierarten bei einer deutlich geringeren Narkosetiefe auf, als der Verlust des selben Reflexes an den Vordergliedmaßen (Flecknell, 2009c).
Kaninchen besitzen eine relativ starke Reflexaktivität, wodurch gewisse Reflexe, wie z.B. der Cornealreflex, auch noch in tieferen Anästhesiestadien auslösbar sind (Erhardt, 1984). Dieser sollte während der ganzen Narkose vorhanden sein, um ein zu tiefes Anästhesiestadium zu vermeiden (Wixson, 1994; Wurster, 1973). Die Stellung des Augapfels sowie das Vorhandensein der Augenreflexe variieren sehr stark und eignen sich daher beim Kaninchen nur schlecht für die Narkosetiefenbestimmung (Hellebrekers et al., 1997). Der Lidreflex verschwindet erst in einem sehr tiefen Anästhesiestadium und ist daher zur Narkoseüberwachung unbrauchbar (Murdock, 1969; Neiger-Aeschbacher, 2002b). Ein Exophthalmus mit Nickhautvorfall sowie völlige Reflexlosigkeit zeigen eine zu tiefe Narkose an (Erhardt, 1984).
Der Ohrreflex (Kneifen in die Ohrmuschel), gefolgt vom Zwischenzehenreflex (Kneifen in Zehenhaut bzw. in ein Zehenglied), gelten beim Kaninchen als am aussagekräftigsten (Murdock, 1969, Neiger-Aeschbacher, 2002b). Dennoch reagieren einige Tiere sehr individuell, so dass sich diese Reflexe nicht bei jedem Kaninchen und jeder Narkoseart zur Bestimmung der Narkosetiefe eignen (Lipman et al., 2008). Als den besten Indikator für das Stadium der chirurgischen Toleranz beschrieb Flecknell (2006) einen Ausfall des Ohrreflexes
bei gleichzeitigem Verlust des Zwischenzehenreflexes der Hintergliedmaße. Hedenqvist et al.
(2002) halten dahingegen den alleinigen Verlust des Zwischenzehenreflexes, Ko et al. (1992) den des Ohrreflexes für ausreichend.
Eine Reaktion auf Inzisionen der Haut erlischt beim Kaninchen erheblich früher als z.B. der Zwischenzehenreflex und ist nicht mit dem Stadium der chirurgischen Toleranz gleichzusetzen. Hautschnitte sind daher für die Narkosetiefenbestimmung ungeeignet (Valverde et al., 2003).
Eine unzureichende Anästhesie kann bei schmerzhaften Eingriffen durch längere, krampfartige Atemstillstände mit anschließenden stoßartigen Schreien, bzw. bei nicht schmerzhaften Eingriffen durch Kaubewegungen und Anheben des Kopfes angezeigt werden (Erhardt, 1984).
2.2.5. Beurteilung der Narkosetiefe mittels Elektrostimulation
Zur genauen Beurteilung der Narkosetiefe und dem Analgesiegrad werden in der Veterinärmedizin häufig die Reaktionen der Tiere auf bestimmte Schmerzreize (z.B.
Ohrreflex oder Zwischenzehenreflex) herangezogen. Diese Schmerzen werden u.a. durch Kompression von Ohr oder Zehe mit den Fingern oder einer Klemme hervorgerufen und variieren sehr stark von Versuch zu Versuch und von Experimentator zu Experimentator. Eine objektive und exakt wiederholbare Beurteilung einer Schmerzreaktion ist somit unmöglich.
Zur idealen Narkosetiefenbestimmung sollte sich ein Reiz stets in der gleichen Stärke und innerhalb eines kurzen Zeitraums wiederholen lassen, keine länger andauernden Schmerzen produzieren und Gewebe nicht dauerhaft reizen oder zerstören (Hamlin et al., 1988).
Unterschiedliche Ansätze wurden verfolgt, um einen produzierten Schmerzreiz quantifizieren zu können. Beim Hund und beim Kaninchen wurden z.B. speziell konstruierte Klemmen eingesetzt, bei denen der erzeugte Druck genau abgelesen bzw. vorher eingestellt werden konnte (Hamlin et al., 1988; Sobair et al., 1993).
Die Elektrostimulation bietet eine weitere Möglichkeit einen definierten, reproduzierbaren Schmerzreiz zu erzeugen, ohne dabei invasiv zu sein (Zbinden et al., 1994). In der humanen
Schmerzforschung haben sich zur Auslösung des nozizeptiven Beugereflexes am wachen Probanden Folgen von 5 bis 10 Rechteckimpulsen (train of five to ten) mit einer Impulsdauer von einer Millisekunde und einer Frequenz von 200-300 Hertz bewährt (Skljarevski and Ramadan, 2002). Am narkotisierten Menschen wurden zur Überprüfung der Narkosetiefe u.a.
Stromimpulse mit einer Impulsdauer von 1 ms und einer Frequenz von 50 Hertz angewandt (Zbinden et al., 1994). Die Erzeugung eines Stromes mit 50 bis 60 mA ist dabei notwendig um einen supramaximalen Stimulus am N. ulnaris auszulösen. Es wurden allerdings große individuelle Unterschiede in der Reizschwelle beobachtet, so dass bei einigen Studienteilnehmern auch 20 bis 30 mA ausreichend waren (Kopman and Lawson, 1984).
Neben diesen individuellen Schwankungen kann weiterhin als nachteilig gewertet werden, dass der produzierte Reiz keinen natürlich vorkommenden Reiz darstellt und sehr unspezifisch alle peripheren Nervenfasern erregt. So werden z.B. auch Fasern stimuliert, die für das Kälte- und Wärmeempfinden zuständig sind. Beim Menschen kann diese unspezifische Erregung v.a. von C-Fasern dazu führen, dass ein zweiter, längerer Schmerz nach der eigentlichen Stimulation wahrgenommen wird (Le Bars et al., 2001). In der Humanmedizin wurde weiterhin festgestellt, dass wiederholte stärkere Stimuli Neuronen in einen hypererregbaren Zustand versetzen und damit zu einer deutlichen Senkung der Schmerzschwelle führen können (Arendt-Nielsen et al., 2000).
Bei der Auswertung der durch die Elektrostimulation hervorgerufenen Reaktionen beim anästhesierten Tier muss beachtet werden, dass sich die, dem elektrischen Stimulus ausgesetzte, Gliedmaße oder Körperregion reflexartig durch den applizierten Stromreiz bewegt (Levionnois et al., 2009). Diese Reaktion spricht nicht für eine zu niedrige Anästhesietiefe. Erst bei gerichteten Bewegungen anderer Körperareale, sowie Kopfheben und Aufstehversuchen kann davon ausgegangen werden, dass das chirurgische Toleranzstadium nicht erreicht ist (Valverde et al., 1989).
Die in der Veterinärmedizin erzeugten und eingesetzten Stromimpulse wurden in zahlreichen Studien angewandt und bewertet. Sie variieren stark in ihrer Stärke, Dauer und Frequenz.
Beim sedierten Hund wurde zur Erzeugung eines konstanten Stromes ein Constant Current Generator eingesetzt, der eine Stromstärke von 1 bis 7 mA generierte (Hamlin et al., 1988).
Elektroden wurden am linken Metatarsus angebracht und alle 3 Sekunden ein 0,5 Sekunden
langer Stromimpuls gesetzt, der jeweils um 1 mA gesteigert wurde. Die Untersuchung wurde abgebrochen wenn 7 mA erreicht wurden oder sobald der Hund die betroffene Hintergliedmaße bewegte. Unbehandelte Hunde reagierten bei einer Stromstärke von 2 bis 2,8 mA auf den elektrischen Reiz. Bei Hunden, die mit unterschiedlichen Dosen Xylazin sediert wurden, traten Reaktionen erst bei deutlich höheren mA auf. Auch beim wachen Pferd wurde ein Constant Current Generator eingesetzt (Impulsdauer: 25ms, train of five), um einen konstanten Strom sowohl an einer Hintergliedmaße als auch an einer Vordergliedmaße zu applizieren. Der Strom wurde dabei jeweils um 0,5 mA erhöht bis ein Rückziehreflex der jeweiligen Gliedmaße beobachtet wurde. Die mittlere Stromstärke, die nötig war, um den Rückziehreflex an der Hintergliedmaße auszulösen, betrug dabei 6,6 mA, an der Vordergliedmaße waren es nur 3 mA (Spadavecchia et al., 2003).
Bei Kaninchen und Hunden wurde die Elektrostimulation mit dem Kompressionsreiz an einer Zehe verglichen und zur Bestimmung der Minimalen Alveolären Konzentration (MAC) von Isofluran und Halothan verwendet (Eger et al., 1965; Valverde et al., 2003). Zur Elektrostimulation (50V, 50 Impulse/s, Impulsdauer: 10 ms) wurden Elektroden subkutan im Abstand von ca. 5 cm an Vorder- und Hintergliedmaßen, sowie bei den Hunden an der oralen Mukosa platziert. Es wurden jeweils 2 Einzelstimuli und 2 Dauerstimuli von 2 bis 3 Sekunden angewandt. Die Stimulation wurde bei Abwehrbewegungen des Tieres sofort unterbrochen.
Die durch Elektrostimulation bzw. Zehenkompression erhobenen MAC-Werte unterscheiden sich dabei kaum, was den Schluss nahelegt, dass sowohl die Elektrostimulation als auch der Kompressionsreiz bei Hund und Kaninchen gleichwertige supramaximale Stimuli darstellen.
Auch bei Ratten ergab eine elektrische Stimulation (10, 15, 20, 40 V, biphasische Impulse, 50 Impulse/s, Impulsdauer: 6,5 ms) vergleichbare MAC-Werte wie bei der Kompression des Schwanzes. Vor allem bei höheren Spannungen kann es allerdings zu einer Desensibilisierung und Abnahme der Reaktionshäufigkeit kommen. Deshalb sollten bei jeder Stimulation neue Elektroden an einer anderen Stelle gesetzt werden (Laster et al., 1993).
Beim Pferd und beim Pony wurden Stromreize mit konstanter Spannung (constant voltage, 50-90 V, 5 Stimuli/s, Stimulationsdauer: 10ms) durch Nadel- oder Klebeelektroden an der Gingiva appliziert (Bennett et al., 2004; Levionnois et al., 2009; Muir et al., 1992; Steffey et al., 1977). Da es bei dieser Stimulationsart zu wechselhaften Reizintensitäten kommen kann,
ist eine Stimulation mit einem konstanten Strom (Constant Current, 40mA, train of five, 5 Stimuli/s, Impulsdauer: 1ms) besser geeignet um reproduzierbare Ergebnisse zu erzielen.
Beim Pony können dazu zwei Nadelelektroden direkt über dem lateralen, palmaren N.
digitalis im Abstand von 1cm voneinander subkutan platziert werden (Levionnois et al., 2009).
2.3. Ketamin
Phencyclidine, wie das Ketamin, induzieren eine dissoziative Anästhesie (White et al., 1982), wobei es im zentralen Nervensystem gleichzeitig zu einer Dämpfung thalamokortikaler Bahnen, als auch zu einer Erregung bestimmter Regionen des limbischen Systems kommt (Wright, 1982). Da es bei den meisten Anästhetika vor allem zu einer Verstärkung hemmender Funktionen im Gehirn kommt, unterscheiden sich die Phencyclidine stark von ihnen (Ammer and Potschka, 2010; Knoll et al., 2007). Der durch sie erzeugte Zustand ist von einem oberflächlichen Schlaf, exzellenter Analgesie und Katalepsie geprägt (Löscher, 2010a;
White et al., 1982). Der Begriff „dissoziative Anästhesie“ leitet sich von der Anwendung beim Menschen ab, bei dem es nach einer Ketaminnarkose zu halluzinatorischen Träumen mit gleichzeitigem Wahrnehmungsverlust der Umgebung (dissoziative Wahrnehmung) kommen kann (Engelhard and Werner, 2013).
Ketamin kommt sowohl als (S)-(+)- als auch als (R)-(-)-Enantiomer vor (Adams and Werner, 1997). Das (S)-(+)-Enantiomer ist dabei bei Mensch und Tier ca. zwei- bis viermal stärker wirksam als das (R)-(-)-Enantiomer (Adams and Werner, 1997; Engelhard and Werner, 2013). Im Handel sind sowohl das gebräuchlichere Gemisch aus beiden Enantiomeren (Ketamin-Razemat) als auch das (S)-(+)-Enantiomer erhältlich (Knoll et al., 2007), wobei S- Ketamin nur in der Schweiz für die Veterinärmedizin für Katzen unter dem Namen Keta-S ® zugelassen ist. In Deutschland ist derzeit nur das humanmedizinische Präparat erhältlich und kann für die Kleintierpraxis umgewidmet werden (Erhardt et al., 2012; o.V., 2006)
2.3.1. Chemie
Das ausgeprägt lipophile Ketamin (2-(o-chlorophenyl)-2-(methylamino)cyclohexanon) (Ryder et al., 1978; Wright, 1982) hat in einer zehnprozentigen wässrigen Lösung einen pH- Wert von 3,5 (Ammer and Potschka, 2010; Wright, 1982). Die pH-Werte der im Handel erhältlichen Injektionslösungen liegen zwischen 3,5 und 5,5 (Engelhard and Werner, 2013), was zu schmerzhaften Injektionen und Gewebsreizungen an der Injektionsstelle führen kann (Wright, 1982).
Abbildung 1: Strukturformel von Ketamin (nach Ammer and Potschka, 2010)
2.3.2. Pharmakokinetik
Ketamin kann intravenös, intraperitoneal, intramuskulär, sowie über alle Schleimhäute verabreicht werden. Somit kann Ketamin in kritischen Situation (z.B. bei entflohenen Primaten) auch per os eingegeben werden, da es über die Mundschleimhaut besonders gut resorbiert wird (Flecknell, 2009b).
Ketamin besitzt beim Menschen nach intramuskulärer Injektion eine Bioverfügbarkeit von 93%, beim Säugetier liegt diese bei etwa 90%. Der Wirkungseintritt stellt sich bei dieser Applikationsart beim Hund nach drei bis fünf Minuten ein (Ammer and Potschka, 2010;
Knoll et al., 2007). Beim Menschen wird schon in weniger als einer Minute nach intravenöser Applikation eine Wirkung beobachtet (Engelhard and Werner, 2013). Die Eliminationshalbwertszeit des Ketamins beträgt bei Hund und Katze ca. eine Stunde, beim
Pferd 40 bis 60 Minuten (Löscher, 2010a) und beim Kaninchen ebenfalls ca. 45 Minuten (Pedraz et al., 1985). Durch die starke Lipophilie des Ketamins besteht bei einer Nachdosierung die Gefahr einer Kumulation im Organismus. Die Metaboliten des Ketamins (Norketamin und Dehydronorketamin) werden bei den meisten Spezies in der Leber synthetisiert und renal eliminiert. Bei Katzen und Ratten wird ein großer Teil des Ketamins unmetabolisiert über die Niere ausgeschieden (Knoll et al., 2007; White et al., 1982; Wright, 1982). Auch beim Kaninchen wurde eine umfangreiche extrahepatische Clearance nachgewiesen (Björkman and Redke, 2000).
2.3.1. Pharmakodynamik Wirkmechanismus:
Der für die Ketaminwirkung entscheidende NMDA (N-Methyl-D-Aspartat)-Rezeptor bindet Glutamat und hat einen entscheidenden Einfluss auf die Verarbeitung und Modulation neuronaler Aktivitäten und auf die Gedächtnisbildung (Dugdale, 2010a; Hirota and Lambert, 1996; Kohrs and Durieux, 1998; Longley, 2008b). Ketamin bindet als nicht kompetitiver Antagonist am Ionenkanal des NMDA-Rezeptors und blockiert dessen Calciumionenströme (Hirota and Lambert, 1996). Dabei heftet er sich nicht an die Glutamat-Bindungsstelle, sondern an eine eigene Phencyclidin-Bindungsstelle im Innern des Rezeptors an (Hirota and Lambert, 1996). Weiterhin interagiert Ketamin antagonistisch mit µ-Rezeptoren sowie agonistisch mit κ- und γ-Rezeptoren und bewirkt damit opiatähnliche analgetische Effekte (Hirota and Lambert, 1996). Aufgrund seiner besonderen Rezeptorbindung konnte für Ketamin kein wirksamer Antagonist identifiziert werden (Wright, 1982).
Zentrales Nervensystem:
Durch Erregung des limbischen Systems führt Ketamin zu einem erhöhten Skelettmuskeltonus und bei Überdosierungen zu Krampfanfällen. Hunde, Pferde und Raubkatzen reagieren dabei auf Ketamin besonders häufig mit starken Krämpfen (Ammer and Potschka, 2010; White et al., 1982) weshalb es bei diesen Tierarten nicht als Mononarkose angewandt werden sollte (Löscher, 2010a). Durch die starke kataleptische Wirkung des Ketamins auf die quergestreifte Muskulatur und die damit einhergehende fehlende
Muskelrelaxation (Engelhard and Werner, 2013) kann es während der Anästhesie zu unwillkürlichen und von Schmerzreizen unabhängigen Bewegungen kommen (Flecknell, 2009b; White et al., 1982). Weiterhin bleiben bei alleiniger Anwendung von Ketamin Korneal-, Laryngeal-, Pharyngeal- und Lidreflex während der Anästhesie erhalten oder werden sogar gesteigert (Engelhard and Werner, 2013; Flecknell, 2009b), was die Gefahr eines laryngealen Spasmus erhöhen kann (Löscher, 2010a).
Durch Dämpfung des thalamokortikalen Systems führt Ketamin zu einer sehr guten Schmerzausschaltung sowie Sedation, Hypnose und Bewegungslosigkeit (Flecknell, 2009b;
Wright, 1982). Ketamin besitzt exzellente analgetische Eigenschaften und kann auch in subanästhetischen Dosen als Schmerzmittel eingesetzt werden (Hirota and Lambert, 1996).
Der somatische Schmerz wird bei der Analgesie dabei besonders gut, der viszerale allerdings nur ungenügend beeinflusst (Ammer and Potschka, 2010; Wright, 1982). Die Thermoregulation wird durch Ketamin herabgesetzt, was zu Hypo- bzw. Hyperthermien (z.B.
durch Muskelkrämpfe) führen kann (Fahim et al., 1973; Lees and Macnamara, 1977). Beim Menschen führt Ketamin bei abklingender Wirkung häufig zu Halluzinationen und Albträumen (Engelhard and Werner, 2013), was zu einem stark limitierten Einsatz in der Humanmedizin geführt hat (Löscher, 2010a).
Kardiovaskuläres System:
Durch sympathomimimetische Effekte, die direkt im zentrales Nervensystem vermittelt werden (White et al., 1982), hat Ketamin am Herzen herzgesunder Patienten eine positiv ino- und chronotrope Wirkung und bewirkt initial eine Erhöhung des Herzzeitvolumens, der Pulsfrequenz und einen Blutdruckanstieg um ca. 30 bis 60% (Engelhard and Werner, 2013;
Wright, 1982). Der periphere Gefäßwiderstand wird dabei nicht verändert (Wright, 1982).
Eine Kreislaufdepression durch andere Medikamente z.B. durch α2 – Adrenozeptoragonisten kann damit zum Teil ausgleichen werden (Ammer and Potschka, 2010). Intrinsische, hemmende Wirkungen am Myokard werden für gewöhnlich durch die starke Sympathikusstimulation überdeckt (Wright, 1982).
Respiratorisches System:
Durch Ketamin wird die Atemfrequenz moderat herabgesetzt (Wright, 1982). Der Speichelfluss wird durch Ketamin erheblich gesteigert (Wright, 1982), was zu einer Obstruktion der Atemwege führen kann (Flecknell, 2009b; White et al., 1982). Durch eine Prämedikation mit Atropin oder Glycopyrrolat kann einer übermäßigen Sekretion vorgebeugt werden (Engelhard and Werner, 2013; Flecknell, 2009b).
Weitere Eigenschaften:
Da Ketamin zu einer Erhöhung des intrakraniellen Drucks führt, raten viele Autoren dazu dieses Anästhetikum nach schweren Schädelhirntraumata, intrakraniellen Umfangs- vermehrungen oder bei Epilepsieneigung nicht anzuwenden (Ammer and Potschka, 2010;
Wright, 1982). Allerdings bescheinigen andere Studien dem Ketamin antikonvulsive und neuroprotektive Fähigkeiten (Detsch and Kochs, 1997; White et al., 1982) und sein Einsatz kann sich somit im Falle eines Schädelhirntraumas oder Status epilepticus positiv auswirken.
2.3.2. Ketamin beim Kaninchen
Ketamin wird sowohl in Tierversuchen als auch in der tierärztlichen Praxis häufig und erfolgreich beim Kaninchen eingesetzt.
Als Mononarkose eingesetzt, führt Ketamin meist nur in einer relativ hohen Dosis (44 mg/kg) oder überhaupt nicht zu einer tiefen Anästhesie. Außerdem ist der alleinige Einsatz von Ketamin mit einer ungenügenden Muskelrelaxation verbunden (Harabacz, 1981; Mustola et al., 2000; Weisbroth and Fudens, 1972; White and Holmes, 1976). Daher haben sich Kombinationsnarkosen v.a. mit α2 –Adrenozeptoragonisten wie Medetomidin und Xylazin, sowie Benzodiazepinen bewährt (Longley, 2008a; Mero et al., 1989)
Die über viele Jahre sehr häufig eingesetzte Kombination von Ketamin und Xylazin erzeugt in einigen Fällen nur eine unzureichende Narkosetiefe und ist mit langandauernden, teils schweren Hypotensionen verbunden (Harabacz, 1981; Henke et al., 2005; Peeters et al., 1988). Dieser Blutdruckabfall verstärkt sich während der Aufwachphase und ist aufgrund der zu diesem Zeitpunkt weitestgehend fehlenden Überwachung besonders gefährlich (Sanford
and Colby, 1980). Weiterhin werden Bradykardie, Bradypnoe und eine damit einhergehende Hypoxie ausgelöst, wobei der Abfall der Herzfrequenz dabei unter Ketamin-Xylazin weniger deutlich ausgeprägt ist als unter Ketamin-Medetomidin, aber dennoch unter der Herzfrequenz einer Ketaminmononarkose liegt (Marini et al., 1992; Henke et al., 2005; Sanford and Colby, 1980). Durch eine Kombination mit Butorphanol kann das chirurgische Toleranzstadium zuverlässiger hergestellt und die Narkosedauer verlängert werden. Die durch Ketamin/Xylazin hervorgerufenen Veränderungen der Herz-Kreislauf-Parameter werden durch Butorphanol kaum beeinflusst (Marini et al., 1992). Auch durch eine Substitution mit Azepromazin kann eine Ketamin-Xylazin-Narkose verlängert werden, jedoch führt dieser Tranquilizer zu einer Verstärkung der auftretenden Hypotension sowie einer Verlängerung der Aufwachphase und ist daher nur bedingt zu empfehlen (Lipman et al., 1990).
Ketamin/Xylazin kann auch intravenös verabreicht werden und führt dabei nachweislich zu einer zentralen Vasodilatation großer Gefäße (Baumgartner et al., 2010). Die i.v.-Applikation führt bei einer niedrigen Ketamin-Xylazin-Menge (6 mg/kg Ketamin, 0,6 mg/kg Xylazin) zu einer guten Narkoseeinleitung und kann in höheren Dosen (15-25 mg/kg Ketamin, 1,8-5 mg/kg Xylazin) eine tiefe Anästhesie hervorrufen, wobei allerdings Atemstillstände auftreten können (Baumgartner et al., 2010; Borkowski et al., 1990; Cornet, 1982). Bei einer Dosierung von 6 mg/kg Ketamin und 0,6 mg/kg Xylazin i.v. konnte die für dieses Narkoseregime typische Hypotonie nicht beobachtet werden (Baumgartner et al., 2010). Nach intramuskulärer Narkoseeinleitung kann die Anästhesie durch intravenöse Dauertropfinfusion mit Ketamin und Xylazin aufrechterhalten werden, wobei nur ein sehr oberflächliches Anästhesiestadium erreicht wird (Wyatt et al., 1989).
Eine Kombinationsanästhesie von Ketamin und Medetomidin hat sich in unterschiedlichen Dosierungen als sehr gut geeignet erwiesen, um das Stadium der chirurgischen Toleranz beim Kaninchen zu erzeugen und eine ruhige und gute Narkoseeinleitung zu gewährleisten (Hedenqvist et al., 2001; Hellebrekers et al., 1997; Henke et al., 2005; Williams and Wyatt, 2007). Eine ausreichende Anästhesietiefe wird dabei aufgrund der durch Medetomidin hervorgerufenen guten Analgesie und Sedation mit einer deutlich geringeren Dosierung an Ketamin erreicht, als dies bei einer Kombination aus Ketamin und Xylazin der Fall ist (Henke et al., 2005). Weiterhin kommt es unter Ketamin/Medetomidin zu einem deutlich höheren Blutdruck sowie einer längeren Anästhesiedauer. Herzfrequenz und Atemfrequenz werden
von Ketamin/Xylazin und von Ketamin/Medetomidin ähnlich beeinflusst, wobei die Herzfrequenz unter Ketamin/Xylazin geringgradig weniger abfällt (Difilippo et al., 2004).
Medetomidin wirkt der kataleptischen Wirkung von Ketamin entgegen, während Ketamin gleichzeitig die durch Medetomidin induzierte Bradykardie mildert (Hellebrekers et al., 1997;
Williams and Wyatt, 2007). Eine moderate Senkung der Atemfrequenz wird beobachtet und es kommt ohne geeignete Sauerstoffsupplementation häufig zu einer hochgradigen Hypoxie (Daunt et al., 1991; Hedenqvist et al., 2001, 2002; Hellebrekers et al., 1997; Murphy et al., 2010). Bei der subkutanen Applikation dieser Medikamente werden in der Regel seltener Schmerzreaktionen beobachtet als bei der intramuskulären Gabe. Unterschiede in der Applikationsart haben kaum Auswirkungen auf die Tiefe des Anästhesie, jedoch wird die chirurgische Toleranz nach subkutaner Verabreichung geringgradig später erreicht und hält signifikant länger an (Hedenqvist et al., 2002; Orr et al., 2005; Williams and Wyatt, 2007).
Gleiche Dosierungen von Ketamin/Medetomidin (15/0,25 mg/kg) haben in verschiedenen Studien zu unterschiedlichen Narkosetiefen geführt und unterstreichen damit die sehr individuelle Reaktion der Kaninchen auf Anästhetika (Hedenqvist et al., 2002, 2001). Durch Prämedikation mit Buprenorphin oder Butorphanol kann die Narkosedauer einer Ketamin- Medetomidin-Anästhesie deutlich verlängert werden. Gleichzeitig kommt es zu einer niedrigeren Atemfrequenz und einem niedrigeren mittleren arteriellen Blutdruck (Hedenqvist et al., 2002; Murphy et al., 2010).
Im Vergleich zu einer Ketamin-Midazolam-Narkose führt Ketamin/Medetomidin zu einem deutlich schnelleren Wirkungseintritt, einer tieferen Narkose, höherer Atemfrequenz und zu einer niedrigeren Herzfrequenz (Grint and Murison, 2008). Die endotracheale Intubation kann durch den mangelhaften Verlust laryngealer und pharyngealer Reflexe durch Ketamin erschwert werden. Sowohl Medetomidin als auch Midazolam führen zu einer guten Muskelrelaxation, was die Intubation erleichtert (Grint and Murison, 2008). Auch eine Kombination von Ketamin mit Medetomidin und Diazepam führt zu einer tiefen Anästhesie und Muskelrelaxation, jedoch ohne Sauerstoffsupplementation zu deutlichen Hypoxien (Mero et al., 1989).
Tabelle 4 gibt einen Überblick über die beim Kaninchen beschriebenen Kombinations- möglichkeiten und Dosierungen.
Tabelle 4: Ketamin beim Kaninchen
Medikament Dosierung Wirkung Nebenwirkung Quelle
Ketamin
11, 22, 44 mg/kg i.m./i.v
Chirurgische Toleranz bei 22 und 44 mg/kg
i.m.
Muskelrigidität Ggr. Bradykardie und Bradypnoe bei
i.m. Injektion
(Weisbroth and Fudens, 1972) Ketamin 44 mg/kg
i.m.
Keine chirurgische
Toleranz Muskelrigidität (White and Holmes, 1976) Ketamin
Medetomidin
5 mg/kg i.v.
0,35 mg/kg i.m.
Chirurgische Toleranz
Hypoxie Moderate Atemdepression
(Hellebrekers et al., 1997)
Ketamin
Medetomidin
25 mg/kg s.c./i.m.
0,5 mg/kg s.c/i.m.
Chirurgische Toleranz
Hypoxie Moderate Atemdepression
(Williams and Wyatt, 2007)
Ketamin
Medetomidin
15 mg/kg i.m.
0,25 mg/kg i.m.
Chirurgische Toleranz in Kombination mit
Isofluran
Moderate Bradykardie und
Bradypnoe
(Grint and Murison, 2008)
Ketamin
Medetomidin
5 mg/kg i.v.
0,35 mg/kg i.v.
Moderate Sedation und flache Anästhesie
Hypotension
Bradykardie (Kim et al., 2004)
Ketamin
Medetomidin
10, 15, 25 mg/kg
i.m.
0,25bzw. 0,5 mg/kg
i.m.
Chirurgische Toleranz außer bei einer Dosis von 10 mg/kg Ketamin
+ 0,5 mg/kg Medetomidin
Moderate bis hochgradige Hypoxie, Bradykardie und
Bradypnoe
(Hedenqvist et al., 2001)
Ketamin
Medetomidin
15 mg/kg s.c./i.m.
0,25/0,5 mg/kg s.c./i.m.
Teilweise chirurgische Toleranz erst in Kombination mit
Isofluran
Moderate Bradypnoe und
Bradykardie Hypoxie
(Orr et al., 2005)
Ketamin
Medetomidin
35 mg/kg i.m.
0,25 mg/kg i.m.
Teilweise chirurgische Toleranz
Moderate Bradypnoe
(Henke et al., 2005) Ketamin
Medetomidin
35 mg/kg i.m.
0,25 mg/kg
Chirurgische Toleranz
Bradykardie Bradypnoe
Hypoxie
(Astner, 1998)
Medikament Dosierung Wirkung Nebenwirkung Quelle i.m.
Ketamin
Medetomidin
Buprenorphin
15 mg/kg s.c.
0,25 mg/kg s.c.
0,03 mg/kg s.c.
Chirurgische Toleranz Hypoxie Bradypnoe
(Murphy et al., 2010)
Ketamin
Medetomidin
Buprenorphin
35 mg/kg i.m.
0,5 mg/kg4 i.m.
0,03 mg/kg i.m.
Chirurgische Toleranz Bradykardie Bradypnoe
(Difilippo et al., 2004)
Ketamin
Medetomidin
Butorphanol
15 mg/kg s.c./i.m.
0,25/0,5 mg/kg s.c./i.m.
0,4 mg/kg s.c.
Keine chirurgische Toleranz
Hypoxie Moderate Bradykardie und
Bradypnoe
(Hedenqvist et al., 2002)
Ketamin
Medetomidin
Diazepam
20 mg/kg s.c 0,3 mg/kg
s.c.
0,75-1,5 mg/kg s.c.
Chirurgische Toleranz Hypoxie (Mero et al., 1989)
Ketamin
Midazolam
15 mg/kg i.m.
3 mg/kg i.m.
Chirurgische Toleranz in Kombination mit
Isofluran
Bradypnoe Bradykardie
(Grint and Murison, 2008)
Ketamin
Xylazin
50 mg/kg i.m.
4 mg/kg i.m.
Selten chirurgische Toleranz
Hgr. Hypotension Moderate Bradypnoe
(Henke et al., 2005) Ketamin
Xylazin
35 mg/kg i.m.
5 mg/kg
Chirurgische Toleranz Langer Nachschlaf (White and Holmes, 1976)
Medikament Dosierung Wirkung Nebenwirkung Quelle i.m.
Ketamin
Xylazin
35 mg/kg i.m.
5 mg/kg i.m.
Chirurgische Toleranz
Hypotonie Ausgeprägte
Bradypnoe Moderate Bradykardie
(Sanford and Colby, 1980)
Ketamin
Xylazin
50 mg/kg i.m.
5 mg/kg i.m.
z.T. chirurgische Toleranz
Bradykardie Bradypnoe Hypotonie Hypoxie
(Peeters et al., 1988)
Ketamin
Xylazin
25 mg/kg i.v.
5 mg/kg i.v.
Kurzzeitige chirurgische Toleranz
Apnoe Bradypnoe Bradykardie
Hypotonie
(Borkowski et al., 1990)
Ketamin
Xylazin
6 mg/kg i.v.
0,6 mg/kg i.v.
Gute Narkoseeinleitung
Zentrale Vasodilatation
Bradykardie
(Baumgartner et al., 2010)
Ketamin
Xylazin
35 mg/kg i.m.
1 mg/kg i.v.
5 mg/kg i.m.
0,1 mg/kg i.v.
Oberflächliche Anästhesie
Hypotension Hypoxie
(Wyatt et al., 1989)
Ketamin
Xylazin
50 mg/kg i.m.
4 mg/kg i.m.
z.T. chirurgische Toleranz
Bradykardie Hypotension Bradypnoe
Hypoxie
(Astner, 1998)
Ketamin
Xylazin
50 mg/kg i.m.
4 mg/kg i.m.
Chirurgische Toleranz
Bradykardie Bradypnoe Hypotonie
(Harabacz, 1981)
Ketamin
Xylazin
15 mg/kg i.v 1,8 mg/kg
i.v..
Chirurgische Toleranz über 20 Minuten
Hypotension Bradypnoe Bradykardie
(Cornet, 1982)
Ketamin
Xylazin
Azepromazin
35 mg/kg i.m.
5 mg/kg i.m.
0,75 mg/kg i.m.
Chirurgische Toleranz
Hypotension Bradypnoe Bradykardie
(Lipman et al., 1990)
Medikament Dosierung Wirkung Nebenwirkung Quelle Ketamin
Xylazin
Buprenorphin
35 mg/kg i.m.
5 mg/kg i.m.
0,03 mg/kg i.m.
Chirurgische Toleranz
Bradykardie Bradypnoe Hypotonie
(Difilippo et al., 2004)
Ketamin
Xylazin
Butorphanol
35 mg/kg i.m.
5 mg/kg i.m.
0,1 bzw. 0,2 mg/kg i.m.
Chirurgische Toleranz
Moderate Bradykardie und
Bradypnoe Hypotonie Hypoxie
(Marini et al., 1992)
2.4. Alfaxalon
Alfaxalon gehört zur Gruppe der Neurosteroidanästhetika (Jones, 2012) und ist seit Oktober 2008 auf dem deutschen Markt unter dem Markennamen Alfaxan® erhältlich. Alfaxan® ist für Hunde und Katzen zugelassen (Pankow and Whittem, 2008).
Zuvor wurde Alfaxalon viele Jahre lang in Kombination mit dem Neurosteroid Alphadolon (3α,21-Dihydroxy-5α-pregnan-11,20-dion) unter dem Namen Saffan® oder Althesin®
eingesetzt (Jones, 2012).
Durch den in diesem Präparat eingesetzten Lösungsvermittler Cremophor® EL kam es in einigen Fällen zu einer hochgradigen Histaminfreisetzung bei Hunden (Lorenz et al., 1977).
Auch bei Katzen wurden Ohr-, Pfoten- und Lungenödeme aufgrund einer histamin- vermittelten Überempfindlichkeit auf Cremophor-EL beschrieben (Dodman, 1980; Flecknell, 2009b; Jones, 2012). Die damit zusammenhängenden teils schweren Nebenwirkungen und Todesfälle führten schließlich zur Einstellung des Vertriebs dieses Produktes (Jones, 2012).
Alfaxan® umgeht diese unerwünschten Nebenwirkungen durch den Einsatz des Lösungs- mittels 2-Hydroxypropyl-β Cyclodextrin. Dieses löst keinerlei Histaminausschüttung oder anaphylaktische Reaktionen aus (Jones, 2012).
2.4.1. Chemie
Alfaxalon (3α-Hydroxy-5α-pregnan-11,20-dion) ist als klare Injektionslösung mit wasser- ähnlicher Viskosität und einem pH-Wert von 6,5-7,0 im Handel (Pankow and Whittem, 2008).
Das unter Alfaxan® vertriebene Präparat enthält 10 mg Alfaxalon pro Milliliter Injektionslösung (Jones, 2012). 2-Hydroxypropyl-β Cyclodextrin fungiert als Carrier-System und Lösungsvermittler für das lipophile Alfaxalon. Konservierungsmittel sind dem Produkt nicht zugesetzt, was die Haltbarkeit nach Anbruch auf 24 Stunden beschränkt (Pankow and Whittem, 2008).
Abbildung 2: Strukturformel von Alfaxalon (nach Ammer and Potschka, 2010)
2.4.2. Pharmakokinetik
Alfaxalon kann intramuskulär oder intravenös verabreicht werden und bewirkt keine Reizung der Venenwand oder der Muskulatur (Jones, 2012). Die subkutane Injektion hat sich bei Katzen als ungeeignet für die Erzeugung einer Allgemeinanästhesie erwiesen (Heit et al., 2004).
Die Wirkung von Alfaxalon tritt sehr rasch ein. Aufgrund seiner sehr hohen Lipophilie flutet es schnell im Gehirn an (Ammer and Potschka, 2010) und führt bei Hunden und Katzen nach intravenöser Injektion in unter einer Minute zu einem anästhetischen Effekt (Pankow and Whittem, 2008).
Auch die Biotransformation in der Leber durch mikrosomale Oxygenasesysteme (u.a.
Cytochrom P450) erfolgt sehr zügig (Ammer and Potschka, 2010; Murrell, 2009; Sear and McGivan, 1981), so dass die durchschnittliche terminale Plasmahalbwertszeit nur ca. 30 Minuten beim Hund und ca. 45 Minuten bei der Katze beträgt (Ferré et al., 2006; Löscher, 2010a; Pankow and Whittem, 2008). Die Ausscheidungsgeschwindigkeit von Alfaxalon ist dosisabhängig und bei höherer Konzentration vermindert (Ferré et al., 2006). Die vorwiegend inaktiven Metaboliten werden auf hepato-biliärem Weg durch den Darm eliminiert (Ammer and Potschka, 2010).
Bei therapeutischen Dosierungen von Alfaxalon kommt es beim Hund zu keiner Akkumulation im Organismus (Pankow and Whittem, 2008; Whittem et al., 2008) und es ist für eine intravenöse Verabreichung über einen längeren Zeitraum gut geeignet (Murrell, 2009). Eine wiederholte Verabreichung dieser Dosierungen führt zu keiner bemerkenswerten Verlängerung der Erholungsphase (Flecknell, 2009b; Whittem et al., 2008), jedoch verlängert sich die Narkosedauer signifikant bei einem Einsatz höherer Dosen (Muir et al., 2009).
2.4.3. Pharmakodynamik Wirkmechanismus:
Alfaxalon interagiert mit den GABA A –Rezeptoren zentral und spinal lokalisierter neuronaler Zellen (Pankow and Whittem, 2008). Diese Rezeptoren sind ligandengesteuerte Chloridionenkanäle die durch GABA (γ-Aminobuttersäure)-Bindung geöffnet werden und die betreffende Zelle hemmen (Starke, 2013a). Die Bindung mit Alfaxalon führt durch einen gesteigerten transmembranen Chloridionentransport zu einer Hyperpolarisation der postsynaptischen Zellmembran und damit zu einer gehemmten Weiterleitung von Aktionspotentialen in den Neuronen (Jones, 2012).
Trotz seiner strukturellen Ähnlichkeit mit den körpereigenen Steroiden, besitzt Alfaxalon keine endokrine Wirkung (Child et al., 1972).
Zentrales Nervensystem:
Alfaxalon hat bei Hunden und Katzen eine große therapeutische Breite (Ammer and Potschka, 2010; Ferré et al., 2006; Löscher, 2010a) und führt bei intravenöser Applikation zu einer schnellen und sanften Narkoseeinleitung (Ambros et al., 2008; Flecknell, 2009b; Zaki et al., 2009). Es werden Bewusstlosigkeit, Hypnose, gute Muskelrelaxation, allerdings keine oder eine nur unzureichende Analgesie erreicht (Jones, 2012; Muir et al., 2009). Daher sollte Alfaxalon bei schmerzhaften Eingriffen stets mit einem Analgetikum kombiniert werden (Jones, 2012). Wird Alfaxalon allein oder in Kombination mit Benzodiazepinen verabreicht, kann es während der Aufwachphase zu unkoordinierten Muskelzuckungen bis hin zu Exzitationen kommen (Jones, 2012). Der genaue Hintergrund dieser Interaktion ist derzeit noch unbekannt (Pankow and Whittem, 2008). Durch Prämedikation mit Azepromazin und
Butorphanol konnte die Qualität der Aufwachphase bei der Katze deutlich verbessert werden (Zaki et al., 2009).
Kardiovaskuläres System:
Die Einflüsse von Alfaxlon auf das kardiovaskuläre System sind in klinischen Dosen gering (Jones, 2012; Muir et al., 2009). Bei höheren Dosen kann es allerdings zu hochgradigeren Veränderungen der kardiovaskulären Parameter kommen (Muir et al., 2008, 2009). Aufgrund eines geringgradigen negativen inotropen Effekts und einer milden Vasodilatation kommt es zu einer leichten Hypotension, die mit einer geringgradigen Tachykardie einhergehen kann (Ammer and Potschka, 2010). Bei der Katze konnte von Muir et al. (2009) eine initiale Abnahme von Herzfrequenz, Blutdruck und Herzminutenvolumen beobachtet werden, die sich nach ca. fünfzehn Minuten normalisierte. Bösing et al. (2012) konnten im Gegensatz dazu bei dieser Tierart in den ersten zehn Minuten nach intravenöser Narkoseeinleitung eine deutliche Erhöhung der Herzfrequenz feststellen. Auch beim Hund kam es in mehreren Studien zu einem kurzzeitigen Anstieg der Herzfrequenz zu Beginn der Narkose (Muir et al., 2008; Schnell et al., 2004).
Respiratorisches System:
Alfaxalon kann bei Hunden und Katzen zu einer Atemfrequenzsenkung bzw. einer kurzen Apnoe führen (Jones, 2012; Muir et al., 2008, 2009). Vor allem bei Hunden treten während der intravenösen Narkoseeinleitung häufiger transiente Atemstillstände und Hypoxien auf (Löscher, 2010a; Muir et al., 2008). Durch eine Prämedikation mit Azepromazin und Hydromorphon kann der atemdepressive Effekt des Alfaxalons beim Hund noch gesteigert werden (Ambros et al., 2008). Um die negativen Auswirkungen des Alfaxalons auf die Atmung zu minimieren, sollte man die zu verabreichende Dosis langsam über einen Zeitraum von 30 bis 60 Sekunden intravenös applizieren (Jones, 2012).