WEENDER Analyse (nach VDLUFA Methodenbuch III; NAUMANN und BASSLER 2000)

- Trockensubstanz (TS)

Zur Ermittlung der TS wurden der Kot bzw. die Futtermittelproben in eine vorher austarierte Aluminiumschale eingewogen. Zunächst erfolgte eine Vortrocknung bei 60°C für 24h und

danach eine Trocknung über Nacht bis zur Massekonstanz bei 105°C. Die Kotproben wurden zusätzlich nach der Trocknung bei 60°C vorsichtig in kleine Stücke gebrochen, um durch Oberflächenvergrößerung und Zerstörung der gebildeten Kruste eine vollständige Trocknung des Materials zu gewährleisten.

Nach dem Mahlen der gefriergetrockneten Proben, fand eine abermalige Trockensubstanzbestimmung vor jeder weiteren Analyse statt, um so den absoluten Trockensubstanzgehalt des Untersuchungsguts zum Zwecke der Korrektur der Analysenergebnisse zu bestimmen.

Dazu wurden 3 g des Analysenguts in einen gewichtskonstanten gewogenen Tiegel eingewogen. Dieser wurde dann über Nacht bei 105°C erneut (bis zur Massekonstanz) getrocknet und nach Abkühlung zurückgewogen.

- Rohasche (Ra)

Die Ermittlung des Rohaschegehalts schloss sich an die Bestimmung der TS an und erfolgte, indem die Proben für 6h bei 600°C im Muffelofen verascht und nach dem Abkühlen im Exsikkator ausgewogen wurden.

- Organische Subtanz (oS)

Der Anteil der organischen Substanz wurde rechnerisch mittels nachstehender Formel ermittelt:

oS= TS- Ra - Rohprotein (Rp)

Der Rohproteingehalt der Proben wurde über die Bestimmung des Stickstoffgehalts nach der Methode von KJELDAHL ermittelt. Dazu wurden je nach Untersuchungsmaterial die Komponenten wie folgt in ein Aufschlussrohr eingewogen:

- getrocknetes Analysengut:

1 g Material (z.B. Heu) + 20 ml Schwefelsäure + 1 Kjeldahltablette (als Katalysator, bestehend aus Kupfer-/K₂SO₄-Gemisch)

Kochzeit: 30 Min bei 200°C im Anschluss ca. 2h bei 380°C

- Frischkot:

3 g Analysengut (auf einem N-freien Filter; Rundfilter Nr.597, Fa. Schleicher und Schuell, Dassel) + 40 ml Schwefelsäure + 1 Kjeldahltablette

Kochzeit: langsam in 60°C-Schritten bis auf 380°C (um ein Überkochen zu vermeiden), bei 380°C ca. 2 Stunden halten.

- Harn:

5 ml (zusätzlich gewogen) + 20 ml Schwefelsäure + 1 Kjeldahltablette Kochzeit: 30 Min bei 200°C im Anschluss ca. 2h bei 380°C halten.

Im Aufschlussblock wurde das Material gekocht, bis eine klare hellgrüne Lösung entstand.

Die so erhaltene Lösung wurde mit destilliertem Wasser auf das dreifache Volumen gebracht und in den Destillierautomaten eingespannt. Das zuvor entstandene Ammoniumsulfat zerfiel und durch Zugabe von 30 %iger Natronlauge wurde NH4-Gas freigesetzt, welches anschließend in 2 %ige Borsäure überdestilliert werden konnte. Mit 0,3-molarer HCl wurde der NH₄-OH Gehalt der Vorlage bestimmt und so der überdestillierte Stickstoff erfasst. Da Protein im Mittel 16 % Stickstoff enthält wurde der erhaltene N-Wert mit dem Faktor 6,25 multipliziert.

- Rohfett (Rfe)

Zunächst erfolgte ein HCl-Aufschluss des Analyseguts. Hierzu wurden 3 g des Materials in ein 600 ml Becherglas eingewogen und nach Zugabe von 140 ml heißem Wasser und 60 ml 30%iger Salzsäure für 30 Min gekocht. Danach wurde die Flüssigkeit auf 300 ml mit Leitungswasser verdünnt und vollständig über Faltenfilter (Faltenfilter, Nr.595, Fa. Schleich und Schuell, Dassel) filtriert. Diese wurden über Nacht im 80°C Trockenschrank getrocknet und am folgenden Tag in Extraktionshülsen verbracht, um sie für sechs Stunden im Soxhlettapparat mit Petrolether zu extrahieren.

Nach 6h wurden die Kolben aus dem Soxhlettapparat entnommen und der Rest des Petrolethers mit einem Rotationsverdampfer abdestilliert. Die Stehkolben wurden über Nacht bei 80°C getrocknet und nach Abkühlen im Exsikkator zurückgewogen.

- Rohfaser (Rfa)

Zur Bestimmung der Rohfaser wurde 1 g des zu analysierenden Probematerials in einen Glasfiltertiegel eingewogen und in einem Rohfaserbestimmungsgerät (Fibertec System 1020, Hot Extractor, Firma Foss Hägganås, Schweden) zunächst für 30 Min. mit ca. 150 ml 1,25 %iger Schwefelsäure und danach für die gleiche Zeit mit 1,25 %iger Natronlauge gekocht. Der Rückstand wurde mit heißem destilliertem Wasser gespült und die Glasfiltertiegel über Nacht zum Trocknen in den 105°C Trockenschrank verbracht. Nach Abkühlen im Exsikkator wurde der Glasfiltertiegel ausgewogen, und zur Ermittlung des aschefreien Rohfaseranteils für ca. 2 Stunden bei 500°C im Muffelofen ausgeglüht, im Exsikkator abgekühlt und erneut gewogen.

Rechnung:

Auswaage = Glasfiltertiegel, nach dem Trocknen – Glasfiltertiegel, vor dem Trocknen

Rohfaser (%) = *100

Einwaage Auswaage

- N-freie Extraktstoffe (NfE)

Die Berechnung der N-freien Extraktstoffe erfolgte über folgende Formel:

NfE = TS – (Ra +Rfe + Rfa + Rp) 1.9.2 Zucker

Die Zuckerbestimmung wurde ebenfalls nach der amtlichen Methode des VDLUFA (Methodenbuch III) durchgeführt. Um den Zucker zu lösen, wurden zu 2,5 g Probe ca. 200 ml Ethanol (40 %-ig) hinzugefügt und eine Stunde lang geschüttelt. Daraufhin wurden zunächst 5 ml Carrez-Reagenz I und anschließend 5 ml Carrez-Reagenz II zugegeben (Klärung der Probe durch Proteinausfällung) und die Lösung jeweils eine Minute geschüttelt. Nachdem die Lösung mit 40 %-igem Ethanol auf 250 ml aufgefüllt wurde, wurde sie über einen Faltenfilter filtriert und nach Eindampfen erfolgte das Abkühlen im Wasserbad.

Bei der nun folgenden Bestimmung des Gesamtzuckers nach LUFF-SCHOORL (1976) wurden zunächst 50 ml Lösung aus dem eingedampften Material mit 0,1-molarer Natronlauge neutralisiert und die Probe mit destilliertem Wasser auf 100 ml aufgefüllt. 25 ml der Lösung wurden mit Reagenz nach LUFF-SCHOORL (1976) an einen Rückflusskühler angeschlossen und für zehn Minuten zum Sieden gebracht. Nach dem Abkühlen wurden 10 ml 30 %-iger

Kaliumjodidlösung und 25 ml 6-molarer Salzsäure hinzu gegeben. Zuletzt wurde mit 0,1-molarer Natriumthiosulfatlösung nach Zugabe von Stärkelösung als Indikator bis zu einer gleich bleibenden Rosafärbung titriert. Die Menge an verbrauchter Natriumthiosulfatlösung ist äquivalent zum Zuckergehalt.

1.9.3 Reineiweiß

Im Gegensatz zu der Bestimmung von Rohprotein werden bei der Bestimmung von Reineiweiß nur die aus einer wässrigen Lösung fällbaren Eiweißverbindungen bestimmt. Bei der verwendeten Barnstein-Methode erfolgte zunächst eine Extraktion der löslichen Stickstoffverbindungen. Hierzu wurde 1 g Probe mit 50 ml heißem Wasser versetzt und zum Kochen gebracht. Im Anschluss daran erfolgte die Fällung der in Lösung gegangenen Eiweißverbindungen mit 25 ml Kupfer-Sulfat-Lösung (60 g CuSO4 x 5 H2O) und 25 ml NaOH (12 g/l). Nach einer quantitativen Überführung des Niederschlags auf einen Stickstoff freien Filter erfolgte die Bestimmung des Reineiweißgehalts analog zur Rohproteinbestimmung nach Kjeldahl.