Behandlung und Probengewinnung

Die Sauen wurden ca. zwölf Stunden vor der OP nüchtern ohne Stroh bei freiem Wasserzugang gehalten. Vor Einleitung der Narkose wurde eine klinische Allge-meinuntersuchung durchgeführt. Nur klinisch gesunde Tiere wurden in die Studie aufgenommen.

Die Narkoseeinleitung erfolgte mittels Atropin – Prämedikation (Atropin sulfuricum^® sol. 1 vol%, Eifelfango, Bad Neuenahr; 0,02 mg/kg KGW i.m.) und einer Ketamin – / Azaperon – Kombination (Stresnil^®, Janssen-Cilag GmbH; 2,0 mg/kg KGW i.m., Ur-sotamin^® Serumwerk Bernburg AG; 20 mg / kg KGW i.m.). Nach Niedergehen des Tieres wurde ein Ohrvenenverweilkatether (18 Gauge) gelegt, mit Natriumcitrat ge-spült und fixiert. In allen Fällen war zum Erreichen des Toleranzstadiums eine intra-venöse Nachdosierung des Ketamin (Ursotamin^®) notwendig. Das Tier wurde auf den OP – Tisch verbracht und in Brust – Bauchlage endotracheal intubiert (Tubus-größe 9 bis 12 mm, Länge 32 cm). Zur Erhaltung der Narkose wurde das Tier an ein Inhalationsnarkosegerät (Sulla 909 V Dräger AG, Lübeck) bei Spontanatmung ange-schlossen. Während der ersten Minuten wurden 5 l Lachgas / Sauerstoff (Linde Gas Therapeutics GmbH & Co., Unterschleißheim) im Verhältnis 60:40 pro Minute zur Verfügung gestellt. Anschließend wurde der Gasdurchfluss auf 1,5 – 2 l / min bei gleichen Anteilen Lachgas und Sauerstoff reduziert. Tierindividuell wurden in der An-flutungsphase ca. 3 %, während der Narkoseerhaltung 0,8 – 1,5 % Isofluran (CP Pharma, Burgdorf) beigemischt. Alle Tiere erhielten während der Dauer der OP über den Ohrvenenverweilkatether eine Elektrolytinfusion (Albrecht GmbH, Aulendorf).

Während der gesamten OP wurden mithilfe eines Narkosemonitors (Eagle 1000, Marquette Hellige) folgende Parameter überwacht und protokolliert: Herzfrequenz, EKG, Pulsoximetrie, Atemfrequenz, Atemzugvolumen, Kapnographie, Temperatur intranasal.

Nach erfolgreicher Intubation wurde das narkotisierte Tier in Rückenlage auf dem OP – Tisch fixiert. Nach Reinigung, Rasur, Entfettung (70 % EtOH), Jodierung und steriler Abdeckung des Inguinalbereichs erfolgte ein medianer Hautschnitt (ca.

10 cm) und die Öffnung der Bauchhöhle auf Höhe des letzten Zitzenpaares. Faszien

Uterus sowie beide Ovarien wurden vorsichtig vorgelagert. Anzahl und Größe der Tertiärfollikel wurden protokolliert. Das Infundibulum wurde hierfür nicht verlagert.

Nach Reponierung der Ovarien in die Bauchhöhle wurde das linke Uterushorn cor-pusnah dreifach ligiert. Hierfür wurden ein resorbierbarer Faden (Surgicryl^® PGA EP 6, SMI AG, Hünningen, Belgien) sowie eine atraumatische Nadel verwendet. Unter Schonung der sichtbaren Blutgefäße wurde die Nadel mit Faden von medial nach lateral uterusnah durch das Gekröse geführt, der Faden wurde vorerst unverknotet abgelegt. Kranial des ersten, im Abstand von ca. 2 cm wurde ein zweiter Faden gleichermaßen abgelegt. Nach Anlegen des dritten Fadens im gleichen Abstand nach gleicher Vorgehensweise wurde der erste Faden angezogen und mit chirurgi-schen Knoten dreifach verknotet. Der Anzug der Ligatur erfolgte so fest wie möglich unter Zuhilfenahme eines Nadelhalters. Anschließend wurde das rechte Uterushorn ebenso corpusnah dreifach ligiert. Es folgte die langsame Infusion von 100 ml Semi-nalplasma (38 °C) ins linke Horn kranial der Ligatur. Der ligierte Teil des Uterus wur-de locker zwischen wur-den Fingern fixiert und eine sterile Kanüle (18 G) durch die Ute-ruswand ins Lumen geführt (Abbildung 3). Dort wurde die freie Beweglichkeit der Ka-nüle im Lumen vorsichtig überprüft. Eine unsterile Assistenz injizierte über eine Po-lyethylen – Spritzverlängerung langsam und ohne Druck das Seminalplasma. Beim Auftreten von spontanen Kontraktionswellen des Myometriums wurde die Injektion unterbrochen und nach Entspannung des Uterus fortgesetzt. Die Applikation der ge-samten 100 ml erfolgte über eine Zeitspanne von ca. 2 min. Nach beschriebener Me-thode erfolgte danach die langsame Infusion von 100 ml PBS-Gebrauchslösung (38 °C) ins rechte Horn kranial der Ligatur.

Uterus und Ovarien wurden anschließend wieder zurück in die Bauchhöhle verlagert.

Das Bauchfell wurde fortlaufend mit einer Kürschnernaht vernäht (Vitafil^® White Po-lyester EP6, SMI AG, Hünningen, Belgien). Die Faszien und Muskulatur (Surgicryl^® PGA EP 6, SMI AG, Hünningen, Belgien) wurden ebenso wie die Haut (Vitafil^® White Polyester EP6, SMI AG, Hünningen, Belgien) mit Einzelheften verschlossen und mit einer Wundauflage aus sterilen Kompressen und Sprühkleber bedeckt.

Abbildung 3: Infusion des Seminalplasmas in das ligierte Uterushorn

Zum Ausspülen des Isoflurans aus der Lunge wurde das Tier vorübergehend mit rei-nem Sauerstoff beatmet und anschließend von der Inhalationsnarkose getrennt. Zum Aufwachen wurde es in eine Strohbox mit Wärmelampe verbracht, dort erfolgte mit Einsetzen des Schluckreflexes die Extubation. Um die zweite Narkose schneller und schonender intravenös einleiten zu können, wurde an dem Ohrvenenverweilkatether eine Spritzverlängerung fixiert.

Die Tiere verblieben in einer strohgestreuten Einzelbox unter Rotlicht und erhielten einmalig Amoxicillin (Hostamox^® Intervet Unterschleißheim; 15 mg/kg KGW i. m.) sowie zwei Injektionen Butorphanol (Alvegesic^® CP Pharma, Burgdorf; initial 0,05 mg/kg KGW i.v.; nach ca. 5 h 1 mg/kg KGW i.m.).

Die zur Probengewinnung notwendige Teil – Ovariohysterektomie wurde, beginnend mit der Versuchsseite, in einer zweiten Operation möglichst exakt 17 Stunden nach Infusion des Seminalplasmas durchgeführt. Nach intramuskulärer Injektion von

Atro-® ®

gen i. v. über den Ohrvenenkatether erfolgen. Im weiteren Verlauf glich die OP – Vorbereitung der Einleitung der ersten OP.

Nach Eröffnen der Bauchhöhle wurden Uterus und Ovarien vorgelagert. Danach er-folgte die Ovarektomie. Mittels einer Arterienklemme wurde das Ovar der Versuchs-seite locker fixiert und mit einer Skalpellklinge zügig abgesetzt. Der verbleibende Stumpf wurde mehrfach ligiert (Spool Suture PGA violett EP 6). Das Ovar wurde un-mittelbar in PBS-Complete Lösung (RT) befördert und ins Labor gebracht, wo die weitere Präparation erfolgte. Ebenso wurde das Ovar der Kontrollseite abgesetzt.

Anschließend wurden in das Gefäßnetz im Geköse des Uterushorns der Versuchs-seite – unter besonderer Beachtung der A. uterina mit ihrem R. uterinus sowie des R.

uterinus der A. ovarica – mehrere versetzte Ligaturen (Spool Suture PGA violett EP 6) gesetzt, jedoch noch nicht angezogen. Erst nach Anlegen der letzten Ligatur wur-den sie kaudal beginnend zugezogen. Das Mesometrium wurde organnah gefenstert.

Mit einer Metzenbaumschere wurde zuerst der Eileiter, dann der Uterus kranial der Ligaturen durchtrennt. Dabei wurde der Uterus mit einer Darmklemme verschlossen.

Die kranialen 40 cm des Hornes wurden entnommen und zur weiteren Bearbeitung an die OP – Assistenz übergeben (s. u.). Der verbleibende Stumpf wurde einstülpend vernäht (Spool Suture PGA violett EP 6) und die dreifache Ligatur aus der ersten La-paratomie entfernt. Anschließend wurden die kranialen 40 cm des Uterushornes der Kontrollseite nach gleicher Vorgehensweise entnommen.

Nach gründlicher Kontrolle auf Abwesenheit jeglicher Blutungen wurden die Uterus-hornstümpfe zurück in die Bauchhöhle verlagert. Der Verschluss der Bauchhöhle sowie die Aufwachphase verliefen wie im Rahmen der ersten Operation beschrieben.

Die Sauen wurden post operationem regelmäßigen klinischen Allgemeinuntersu-chungen unterzogen (stündliche Kontrollen bis zur Wiederherstellung des Stehver-mögens, danach min. vier Untersuchungen im Abstand von 24 h). Die postoperative Medikation umfasste eine dreitägige Antiphlogese (Metamizol (Vetalgin^® Intervet, Un-terschleißheim; 40 mg/kg KGW i. m.), Meloxicam (Metacam^® Boehringer Ingelheim;

0,4 mg/kg KGW i. m.)) sowie eine zehntägige Antibiose (Amoxicillin, initial