B.3.1 Quantitative Bestimmung der Proteinkonzentration der Zelllysate
Die Bestimmung der Gesamtproteinmenge in den aufbereiteten Zelllysaten (siehe B.3.2) erfolgte nach der Methode von Bradford (Bradford, 1976) und wurde unter Verwendung des Bio-Rad Protein Assay Reagent (Bio-Rad, München) nach Angaben des Herstellers durchgeführt. Die Proteinmenge wurde mit Hilfe einer BSA-Standardkurve bestimmt.
B.3.2 Quantifizierung des HIV-1-Hüllproteins im ELISA
Um die Menge an HIV-1-Hüllprotein in Zelllysaten zu bestimmen, wurden die transfizierten 293T-Zellen einmal mit kaltem PBS (10 mM Na2HPO4, 1,8 mM KH2PO4, 137 mM NaCl, 2,7 mM KCl) gewaschen, mit kaltem PBS abgespült, 5 Minuten bei 300×g abzentrifugiert und in Radioimmunoprecipitation analysis (RIPA)-Puffer (50 mM Tris-HCl, pH 8,0, 150 mM NaCl, 0,1% SDS (w/v), 1% Nonidet P-40 (w/v), 0,5% Natriumdesoxycholat (w/v)) nach Zusatz von Proteaseinhibitoren (Complete Minis, Roche) 20 Minuten auf Eis lysiert.
Unlösliche Bestandteile des Zelllysates wurden 3 Minuten bei 10.000×g und 4°C abzen-trifugiert und die so erhaltenen Zelllysate direkt in den HIV-1-ELISA eingesetzt. Um die Menge an HIV-1-Hüllprotein im Kulturmedium zu quantifizieren, wurden die Überstände 5 Minuten bei 300 × g zentrifugiert, in ein neues Gefäß überführt und in den HIV-1-Env-ELISA (Enzyme Linked Immunosorbent Assay) eingesetzt.
Zur Quantifizierung des gebildeten gp120-Proteins in Zelllysaten und Kulturüberständen wurden die Proben auf Trockeneis zum Kooperationspartner Simon Jeffs (Imperial College, London, UK) geschickt. Mit Hilfe eines rekombinanten gp140CN54 -Protein-standards wurden die Zelllysate und Überstände dort in einem spezifischen α-gp120 ELISA quantifiziert Methode nach (Sheppard et al., 2007). Alle Proben wurden dabei so verdünnt, dass die Messwerte im linearen Bereich der Eichkurve lagen. Für den ELISA wurde entweder der polyklonale Antikörper ARP422 oder der monoklonale Antikörper 1006-15D eingesetzt (siehe Tabelle B.4).
B.3.3 Analyse der transienten Proteinexpression
B.3.3.1 Western Blot
Die Kulturüberstände der transfizierten Zellen wurden vorsichtig abgenommen, Zell-bestandteile bei 300 × g für 4 Minuten abzentrifugiert, in neue Gefäße überführt und schließlich bei 4°C gelagert. Die verbliebenen transfizierten 293T-Zellen wurden einmal mit kaltem PBS gewaschen, in kaltem PBS abgespült, 5 Minuten bei 300×g abzentrifugiert und in RIPA-Puffer 20 Minuten auf Eis lysiert. Unlösliche Bestandteile des Zelllysates wurden 3 Minuten lang bei 10 000×g und 4°C abzentrifugiert. Die Gesamt-proteinmenge des Kulturüberstandes und der Zelllysate wurde mit dem Bio-Rad Protein Assay (Bio-Rad, München) nach Herstellerangaben bestimmt. Die Proben wurden mit 5 × Probenpuffer (Laemmli, 1970), versetzt und 5 Minuten auf 95°C erhitzt. Es wurden jeweils 50 µg Gesamtprotein entsprechend ihrem Molekulargewicht über ein SDS-Polyacrylamidgel aufgetrennt (Schagger & von Jagow, 1987) und auf eine Nitrocellulose-Membran (0,45 µm) (Schleicher & Schuell, Dassel) transferiert. Zur Kontrolle des Transfers und zum Anzeichnen des Molekulargewichtsstandards (Bio-Rad, München) wurden die Proteine reversibel mit Ponçeau S (0,5 g Ponçeau S, 25 ml Eisessig auf 500 ml H2O) angefärbt. Die Absättigung unspezifischer Bindungsstellen erfolgte über Nacht bei 4°C in Blockierungspuffer (5% Magermilchpulver in TBS (Tris-buffered saline:
20 mM Tris-HCl pH 7,5, 500 mM NaCl)). Die aufgetrennten Proteine wurden daraufhin spezifisch mit Hilfe in TBS-Puffer verdünnten Primär-Antikörpern und anschließend mit alkalische-Phosphatase (AP)-konjugierten, sekundären Antikörpern (vgl. Tabelle B.4) nach herkömmlichen Methoden detektiert und analysiert (Sambrook et al., 1989). Die Antikörper-Antigen-Komplexe auf den Membranen wurden über AP-Färbung mit NBT/BCIP (Roche) in AP-Färbepuffer (100 mM Tris-HCl pH 9,5, 50 mM MgCl2, 100 mM NaCl) nach Herstellerangaben detektiert.
Tabelle B.4: Auflistung der verwendeten Western Blot-Antikörper
Antikörper Herkunft Verdünnung Beschreibung
Primäre Antikörper
α-gp120, ARP422 MRC 1:5000 Kaninchen, polyklonal gp120 C-clade α-gp120, 1006-D Suzan Zolla-Pazner 1:500 Murin monoklonal gp120 C-clade α-hC3d, ab17453 Abcam 1:1000 Murin monoklonal human C3d
13/5 1:1000 Murin monoklonal p24/55IIIB
Sekundäre Antikörper
α-Maus-AP Biorad, München 1:1000 α-Kaninchen-AP DAKO, Hamburg 1:2000
B.3.3.2 Luciferasereporter-Assay
293T-Zellen wurden 48 Stunden post transfectionem mit 1 ml eiskaltem PBS gewaschen und anschließend mit 200 µl 1 × CCLR lysis buffer (Promega, Mannheim) nach Hersteller-angaben aufgeschlossen. Unlösliche Zellbestandteile wurden pelletiert (10.000 × g, 1 Minuten, 4°C). Der Gesamtproteingehalt des Zelllysates wurde mit Hilfe des Bio-Rad Protein Assay (Bio-Rad) bestimmt. Der Luciferase-Assay (Luciferase Assay System, Promega) wurde mit 50 µg Gesamtprotein nach Herstellerangaben durchgeführt und die Lichtreaktion durch Zugabe von je 100 µl Luciferin gestartet. Die Luciferaseaktivität wurde durch Messung der Lichtemission über einen Zeitraum von 10 sec im Luminometer Lumat 9501 (Berthold, Bad Wildbach) quantifiziert.
B.3.4 FACS-Analysen
B.3.4.1 Quantifizierung der Expression von Oberflächenantigenen
Zum Nachweis der Expression von CD21 auf B-Zellen, hC3d auf stabil transfizierten 293T-Zellen bzw. CHO-Zellen und gp120 auf transient transfizierten RK13-Zellen wurde eine FACS-Analyse durchgeführt. Dazu wurden ca. 1-4 × 106 Zellen mit den jeweiligen Antikörpern für eine Stunde bei Raumtemperatur gefärbt. Für die Detektion von CD21 wurde ein monoklonaler α-CD21 Antikörper (Dianova, Hamburg) in einer Verdünnung von 1:50 in FACS-Puffer (PBS, 1% FKS, 1 mg/ml NaN3) eingesetzt. Der Nachweis des exprimierten humanen C3d-Proteins erfolgte unter Verwendung des monoklonalen Mausantikörpers ab17453 (abcam, Cambridge, UK) ebenfalls in einer 1:50-Verdünnung.
Als sekundärer Antikörper wurde jeweils ein PE-gekoppelter Anti-Maus-Antikörper (BioRad, München) in einer Verdünnung von 1:50 verwendet. Nach der Aufreinigung der B-Zellen aus PBMC durch MACS-Separation (siehe B.2.6) wurde die erreichte Reinheit mittels eines PE-gekoppelten α-CD19-Antikörpers (BD Pharmingen, Heidelberg) überprüft (1:50 Verdünnung). Für die Detektion von exprimiertem gp120 auf der Oberfläche von RK13-Zellen (B.2.3.1) wurde polyklonales Kaninchenserum (α-gp120-Antikörper ARP422) 1:50 verdünnt in FACS-Puffer als Primärantikörper und α-Kaninchen-Antikörper PE-gekoppelt (DAKO) in einer 1:50 Verdünnung als Sekundärantikörper eingesetzt. Zwischen den einzelnen Schritten wurde jeweils zweimal mit 250 µl FACS-Puffer gewaschen. Nach den Färbungen wurden die Zellen in je 1 ml FACS-Puffer aufgenommen und vermessen.
Die Experimente wurden an einem FACScalibur-Gerät der Firma BD Bioscience Clontech (Heidelberg) durchgeführt, wobei insgesamt 20.000 Zellen gemessen wurden. Die resultierenden Daten wurden mit Hilfe des Programmes WinMDI, Version 2.8, ausgewertet. Die verwendeten Antikörper sind in Tabelle B.4 aufgelistet.
B.3.4.2 Nachweis der Bindung von hC3d an CD21 auf Raji-B-Zellen
Für den Nachweis der Bindung von hC3d3 und dem Fusionsprotein gp120hC3d3 an den Rezeptor CD21 auf Raji B-Zellen wurden für jede Färbung ca. 3 x 106 Zellen pelletiert (300 × g, 5 Minuten), zweimal mit 200 µl FACS-Puffer gewaschen und schließlich in 50 µl FACS-Bindungspuffer (50 mM Phosphatpuffer mit 75 mM NaCl, pH7,4 aus (Guthridge et al., 2001) und persönliche Kommunikation mit Michael Holers, University of Colorado, Colorado, USA) aufgenommen. Für die Bindung wurden 150 µl von frisch gewonnenen FKS-freien 293T-Zellkulturüberständen, je nach Transfektion mit tpa1hC3d3, tpa1gp120 und tpa1gp120hC3d3, bei 300 × g für 5 Minuten geklärt und direkt eingesetzt. Nach einer Inkubationsphase von 2 Stunden bei Raumtemperatur (RT) wurden die Zellen abzentrifugiert (600 × g, 1 Minute), zweimal mit 200 µl FACS-Bindungspuffer gewaschen und in 50 µl FACS-Bindungspuffer aufgenommen. Die Detektion des gebundenen hC3d3 und gp120hC3d3 erfolgte durch Zugabe des α-hC3d-Antikörpers ab17453 (Abcam) im Verhältnis 1:50 in FACS-Bindungspuffer für eine Stunde bei RT. Die Detektion des gebundenen gp120hC3d3 erfolgte durch Zugabe des vorbehandelten α-gp120-Antikörpers ARP422 (MRC, USA) im Verhältnis 2:1 für eine Stunde bei RT. Für die Vorbehandlung wurde der α-gp120-Antikörper für 2 Stunden bei RT mit 1 x 107 Raji-B-Zellen in PBS in einem Volumenverhältnis von 1:10 inkubiert, um unspezifisch bindende Antikörper zu entfernen. Anschließend wurden die Zellen bei 300 × g für 2 Minuten abzentrifugiert und der Überstand für die Färbung eingesetzt. Nach weiteren zwei Waschschritten (siehe oben) wurde der sekundäre PE-gekoppelte α-Maus-Antikörper (BioRad) für die Detektion des α-hC3d-Antikörpers und der sekundäre PE-gekoppelte α-Kaninchen-Antikörpers (DAKO) für die Detektion des α-gp120-Antikörpers im Verhältnis 1:50 in FACS-Bindungs-puffer eingesetzt. Nach Inkubation von einer Stunde bei RT im Dunkeln wurden die Zellen nochmals gewaschen, in 1 ml FACS-Puffer aufgenommen und sofort im FACS vermessen. Neben dem Kulturüberstand der mit tpa1gp120-transfizierten Zellen wurden die einzelnen Antikörper und eine Isotypkontrolle als Negativkontrollen eingesetzt. Die verwendeten Antikörper sind in Tabelle B.4 aufgelistet.
B.3.4.3 Lebendfärbung
Zunächst wurden 3-5 x 106 Zellen pelletiert (300 x g, 5 Minuten) und in 1 ml FACS-Puffer ohne Natriumazid (PBS, 1% FKS) aufgenommen. Der Ansatz wurde geteilt und 0,5 ml der Zellsuspension mit 1 ml Propidiumjodid (PrI)-Arbeitslösung (1 μg/ml) versetzt. Nach erneuter Zentrifugation (300 x g, 2 Minuten) wurde der Überstand abgesaugt, und die Propidiumjodid gefärbten Zellen in 0,5 ml FACS-Puffer resuspendiert. Als Vergleich dienten 0,5 ml der ungefärbten, im Puffer gelösten Zellen. In nachfolgenden FACS-Analysen konnte mit Hilfe PrI-gefärbter, toter Zellen die Population lebender Zellen be-stimmt werden.