Vorlesung biol 117 „Entwicklungsbiologie der Pflanzen“ Prof. Dr. Margret Sauter

(1)

Teil I. Proteine

Proteinfaltung, Proteinabbau, Proteinsortierung, Membrantransport

Teil II. Wachstum und Entwicklung

1. Frühe Keimlingsentwicklung: Photomorphogenese = De-Etiolierung 2. Zellwachstum

3. Stammzellen und Zellteilung

4. Signalperzeption und –tranduktion 5. Reproduktion

6. Wurzelentwicklung

Teil III. Entwicklung von Pflanzen in Anpassung an abiotischen Stress 1. Anpassungen an Überflutung

Literatur:

Taiz & Zeiger ‘Pflanzenphysiologie’

Buchanan, Gruissem, Jones „Biochemistry and Molecular Biology of Plants“.

Vorlesung biol 117 „Entwicklungsbiologie der Pflanzen“

Prof. Dr. Margret Sauter

Skript Teil II

(2)

Interphase

zwei Tochterzellen Prophase

Metaphase

Mitotischer Zellteilungszyklus bei Pflanzen

Anaphase Metaphase

(3)

Der Zellteilungszyklus wird reguliert

Mitosis promoting factor MPF

Anaphase promoting complex APC

S-phase promoting factor SPF

Wildtyp

Zellteilungsmutanten in Hefe

Wee1 Deletions-Mutante Wee1 Überexpressions-Mutante Spalthefe (Schizosaccharomyces pombe)

(4)

Entdeckung der Cycline über SDS-PAGE:

Zeit nach Befruchtung (min)

Weizenzelle in der Mitose Reiszelle in der Interphase Weizen-Reis-Fusionszelle

Die Chromosomen der Reiszelle wurden nach der Fusion zur Kon- densation angeregt.

Reis- chromosomen

Weizen- chromosomen

Der Mitose-induzierende Faktor:

(5)

Substratbindung

1. CDKs müssen an ein Cyclin binden.

2. Die Substratbindungsstelle wird erst nach Phosphorylierung am T-loop gut zugänglich.

(CAK = CDK-aktivierende Kinase)

CDK Cyclin CDK/Cyclin-Komplex

CDK-Aktivierung

(Thr₁₆₀-P)-CDK/Cyclin aktiv

CAK

(6)

CDK Cyclin CDK/Cyclin-Komplex

CDK-Inaktivierung

(Thr₁₆₀-P)-CDK/Cyclin

inaktivierter CDK/Cyclin-Komplex

inaktivierter CDK/Cyclin/CKI-Komplex

CKI

aktiv

(7)

Proteinabbau über Proteasomen erfordert Ubiquitinierung

E1 = Ubiquitin-aktivierendes Enzym E2 = Ubiquitin-konjugierendes Enzym E3 = Ubiquitin-ligierendes Enzym

Der APC ist eine E3 Ubiquitin-Ligase Abbau im Proteasom

=APC

CDK

+

(8)

Replikation

Präinitiationskomplex

Präreplikationskomplex (licensing factor)

G1 Phase Mitose

S Phase Replikationsursprung = origin of replication = ORC

Chromosomen werden von diskreten Stellen aus, den ORCs, repliziert.

Nicht alle ORCs werden gleichzeitig aktiviert.

(9)

CDK/CYCA

Inaktivierung von S-Phase Genen

CDK/CYCD

Aktivierung von S-Phase Genen

(10)

Moon, J., et al. Plant Cell 2004;16:3181-3195

Die 5 Klassen an E3 Ubiquitin-Ligasen in Pflanzen

E3-Enzyme aus einer Untereinheit:

E3-Enzyme aus mehreren Untereinheiten:

E3-Enzyme aus einer Untereinheit:

FBP = F-Box Protein

(11)

CDK Mutanten

Blattquerschnitte Wildtyp CDK Mutante

Tabak

Wildtyp dominant-negative CDK Mutante

Arabidopsis thaliana

Bildung zusätzlicher Meristeme in der knotted Mutante, z. B. auf den Blättern.

Organisation des Sproßmeristems

(12)

Somatische Embryogenese in planta

Kalanchoe

Bei Kalanchoe entstehen an den Blättern neue Pflanzen. Es handelt sich hierbei um klonale Pflanzen, da kein Generationswechsel und damit keine Neuverteilung des genetischen Materials stattfindet.

in vitro kultivierte Petunie-Pflänzchen

Somatische Embryogenese in vitro

Die hohe Regenerationsfähigkeit pflanzlicher Zellen wird in der Zellkultur genutzt, um:

(i) Pflanzen zu klonieren, oder um (ii) transformierte Zellen zu Pflanzen

zu regenerieren.

(13)

Lösliche Rezeptoren in Pflanzen

(A) Lichtrezeptoren: Phytochrom, Cryptochrom, Phototropin (B) Auxinrezeptor

(C) Gibberellinrezeptor

Membrangebundenen Rezeptoren

(A) G-Protein-gekoppelte Rezeptoren (B) Enzym-gekoppelte Rezeptoren (C) Ionenkanal-gekoppelte Rezeptoren

Signalübertragung

(14)

inaktiv

aktiv GDP-Nukleotid

freisetzendes Enzym

GTP-Hydrolyse leer

G-Proteine werden in einer zyklischen Reaktion aktiviert.

(A) G-Protein-gekoppelte Rezeptoren

Signalmolekül

G-Protein

Enzym aktiviertes G-Protein

aktiviertes Enzyme

Es gibt drei Klassen an

membrangebundenen Rezeptoren:

(A) G-Protein-gekoppelte Rezeptoren (B) Enzym-gekoppelte Rezeptoren (C) Ionenkanal-gekoppelte Rezeptoren

(15)

B. ) Ethylenperzeption erfolgt über einen Zwei-Komponenten-Rezeptor

ETR1

ADP

H₂C = CH₂

Ethylen

H₂C = CH₂

Histidin- Kinase

ETR1 = ethylene-resistent

Transkriptionsfaktor Genexpression Physiologische

Antwort

Signalübertragung

(16)

Arabidopsis thaliana Keimlinge

Arabidopsis Keimlinge die mit Ethylen behandelt werden zeigen eine Dreifach- antwort (‚triple response‘):

- Hemmung des Hypokotylwachstums.

- Verdickung des Hypokotyls.

- Einkrümmung des Hypokotylhakens.

+ Ethylen

Wildtyp Ethylenrezeptor-Mutante

‚never ripen‘

Tomaten

100 Tage nach der Ernte

(17)

Arabidopsis thaliana Keimlinge Ethylenmit

Wildtyp ohne

Ethylen ohne

Ethylen CTR1 Mutante

Ethylensignaltransduktion

CTR1 ist ein negativer Regulator.

CTR1 gehört zu den Raf Kinasen = MAPKKK EIN = ethylene insensitive (TF)

ERF = ethylene response factor (TF)

‚triple response‘

CTR1

Genexpression

Transkriptionsfaktor ERF Transkriptionsfaktor EIN

P MAPKK

MAPK

CTR1 = MAPKKK

‚triple response‘

H₂C = CH₂

(18)

Aux/IAA

Aux/IAA Auxin fördert die Bindung von Aux/IAA an eine E3-Ligase und damit den proteolytischen Abbau von Aux/IAA.

Die im Auxinsignalweg wichtige E3-Ubiquitinligase heißt SCF^TIR1.

Aux/IAA wird von der E3-Ligase SCF^Tir1erkannt.

SCF^TIR1

IAA

Auxin bindet direkt an die SCF^Tir1 E3-Ubiquitinligase.

TIR1 ist damit ein Auxinrezeptor.

Proteinabbau von Aux/IAA

(19)

RGA/GAI SLY1

SCF

GA

SLY1 ist ein F-Box Protein und ein GA Rezeptor.

SLY1/GA erkennt RGA/GAI.

SLY1 ist ein Gibberellinrezeptor

Gibberellinsäure

DELLA Proteine: RGA, GAI

Gibberellinantwort

Proteasom

Ubiquitinierung

E3-Ligase

Sly1

(20)

(C) Ionenkanal-gekoppelte Rezeptoren

Beispiel: IP₃-regulierter Ca²⁺-Kanal:

ER Membran oder Tonoplast

Bei Bindung von IP₃verschieben sich zwei der vier Membranhelices. Der offene

Zustand des Kanals wird durch positive und negative Ladungen stabilisiert.

Ca²⁺-Kanal mit 4 Transmembrandomänen

(21)

Endoplasmatisches Reticulum oder Vakuole

Phospholipase C Phosphatidylisnositol-

bisphosphat

Diacyl- glycerin

- IP₃kann über Dephosphorylierung inaktiviert werden.

- Es wird recycelt.

Signaltransduktion über G-Protein aktivierte Phospholipase C, IP₃ und Ca²⁺

(22)

Ca²⁺-Calmodulin

E-Helix

F-Helix EF Hand

Calmodulin besitzt vier EF-Hand Motive, über die Ca²⁺gebunden werden kann.

(23)

Signalübertragung und -verstärkung:

1. über Ca²⁺als second messenger 2. über Proteinkinasen

3. second messenger aus Membranlipiden

Ca²⁺

wachsender Pollenschlauch

0 min

1 min

3 min

4 min 2 min

(24)

CMGC-Gruppe

z.B. Ca²⁺- und Phospholipid-abhängige PK AGC-Gruppe

CaMK-Gruppe Ca²⁺/Calmodulin-abhängige PK

Cyclin-abhängige PK

Mitogen-aktivierte PK

RLK-Gruppe

Raf-Gruppe z.B. CTR1 (Ethylen Signaltransduktion)

zusätzliche 80 AS Region

300 AS Proteinkinase Domäne autoinhibitorische Domäne

Ca²⁺-Bindedomäne (EF-Hand Motiv) Transmembrandomäne

Lignadenbindungs-Domäne

Rezeptor-ähnliche PK Signalübertragung und -verstärkung:

1. über Ca²⁺als second messenger 2. über Proteinkinasen

3. second messenger aus Membranlipiden

(25)

Phosphatidylcholin

Lyso-Phosphatidylcholin

Freie Fettesäure

Jasmonsäure

Phosphatidylcholin

Signalübertragung und -verstärkung:

1. über Ca²⁺als second messenger 2. über Proteinkinasen

3. second messenger aus Membranlipiden

(26)

Signalübertragung über Proteinkinase-

Kaskaden

Signalübertragun über Ca²⁺/CaM

Signal 1 Signal 2 Signal 3

Viele Signale können über verschiedene Signalketten das selbe Gen regulieren.

Komponenten, die an der Signaltübertragung beteiligt sind, liegen in der Zelle

möglicherweise in einem Komplex vor („Transducon“).

(27)

Reproduktion

Blütenbildung

1. Blühinduktion/Blühzeitpunkt 2. Blütenbildung/Blütenidentität

1. Entwicklung des männlichen Gametophyten und der Spermazellen.

2. Entwicklung des weiblichen Gametophyten und der Eizelle.

Gametophytenentwicklung

Selbstinkompatibilität

Befruchtung und Embryonalentwicklung

Samenentwicklung, Samenruhe, Samenkeimung

(28)

Blüte Sporenbildung Gametenentwicklung

Megasporen- Mutterzelle

(2n)

Megaspore (n)

Pollensack Mikrosporen- Mutterzelle

(2n)

Mikrospore (n)

Pollenkorn (n)

Embryo- sack

(n)

Generationswechsel bei angiospermen Blütenpflanzen

REPRODUKTION

(29)

Blatt, das an der Pflanze Kurztagbedingungen ausgesetzt war.

Langtagbedingungen

Blüte vegetativer Spross

Blühinduktion durch Kurztagbedingungen bei Perilla

Das gleiche Blatt kann bei erneutem Pfropfen wieder Blühen auslösen.

Nicht-induzierte Blätter führen

nicht zur Blühinduktion.

Pfropfen des Blütenmeristems führt

nicht zur Blühinduktion.

Ein Blatt der Pflanze wurde Kurztag- bedingungen ausgesetzt. Diese Behandlung reicht für Blühinduktion der Pflanze aus.

(30)

Was genau messen Kurztagpflanzen: die Kürze der Tage oder die Länge der Nacht?

(31)

Wie reagiert eine Kurz- oder Langtagpflanzen auf Unterbrechungen der Dunkel- oder Lichtphase?

(32)

Pflanze, die das Gen Constans (CO) überexprimiert.

Wildtyp

Kurztagbedingungen

Blühgen: CONSTANS Blühgen: FRI

ohne Vernalisation mit Vernalisation

lfyMutante 35S::LFY Mutante

Blühgen: LEAFY Blühgen: TFL1

tfl1 Mutante

(33)

Kronblatt Kelchblatt

Anthere Fruchtblatt (2 Carpellen)

Samenanlage Fruchknoten

Blütenaufbau bei Arabidopsis thaliana

3

(34)

Blütenentwicklung (Neptunia pubescens)

5 Kelchblatt- (Sepalen-) primordien

umgeben den Blütenapex. 5 Kronblatt- (Petalen-)

primordien sind alternierend zu den Kelchblattprimordien

entstanden.

2 Wirtel an Staubblätter umgeben das Carpell, das sich in Fruchtknoten und Griffel differenziert.

(Sepalen und Petalen wurden entfernt.)

2 Wirtel an entwickelten Staubblättern.

Ältere Blüte mit Carpell, das in Fruchtknoten, Griffel und Narbe

differenziert ist.

(35)

Wirtel 1: Kelchblatt (Sepalen)

Wirtel 2: Kronblatt (Petalen)

Wirtel 3: Staubblätter (Stamina)

Wirtel 4: Fruchtblätter (Carpellen)

Wildtyp

apetala2

Kelchblätter/Sepalen Fruchtblätter Kronblätter/Petalen Staubblätter apetala2

Arabidopsis thaliana Blütenmutanten

(36)

Wildtyp

Arabidopsis thaliana Blütenmutanten

agamous

Staubblätter Kronblättern/Petalen Fruchtblätter  Blütenmeristemen

(37)

Wildtyp

Arabidopsis thaliana Blütenmutanten

apetala3/pistillata

Kronblätter  Kelchblätter Staubblätter  Fruchtblätter



(38)

Einige Blütenidentitätsgene kodieren für MADS Box Transkriptionsfaktoren

APETALA2 (Gen A) ist während der gesamten Entwicklung in allen Blütenorganen exprimiert, d. h.

AGAMOUS (Gen C) reprimiert nicht die Expression von APETALA (Gen A), wie im ABC Modell vorhergesagt.

APETALA1 ist ebenfalls an der Spezifizierung der Wirtel 1 und 2 beteiligt.

MADS Box Gene sind Transkriptionsfaktoren mit einer hochkonservierten DNA-Bindedomäne, der MADS-Box.

homeotische Gene = Entwicklungsgene

= Gen A = Gen B = Gen C

Kelchblatt

Kronblatt

Staubblatt

Fruchtblatt

(39)

Das (erweiterte) ABC Modell der Blütenentwicklung

Kelchblatt Kronblatt Staubblatt Fruchtblatt

Erweitertes ABC Modell Ursprüngliches ABC Modell

B

A C

SUP

(40)

Pollenentwicklung

Epidermis Pollensack Pollenmutterzelle

Meiose I + II

Callose- Zellwand

Leitbündel Tapetum

Callase (aus Tapetum)

Einkern- stadium

Zweikern- stadium

unreife Zellwand Kernwanderung

vegetativer Kern Vakuole

generative Zelle

freie Mikrosporen Tetrade

Mitose I

Anthere

Filament

(41)

Hahnenfuß Banane

Winde Gänseblümchen

Platane Nessel Mohn

Blüte

Antheren Antheren

Antheren- kultur

Mikrosporen- embryogenese

Embryo Proembryo Mikrosporenkultur

vielkerniger Pollen

Pollen

(42)

Wochen nach Bestäubung

Mega-

spore Meiose Bildung des Embryosacks Fruchtblattprimordien

wachsen

Wochen nach Bestäubung

Embryosackentwicklung

partielle Kern- fusion

polare Kerne Antipoden

Zea mays

sekundärer Endosperm- kern

polarer Kern

3 Zellen degenerieren

Eizelle

Synergiden Kern- fusion

Embryosackentwicklung

(43)

Sporophytische Selbstinkompatibilität Gametophytische Selbstinkompatibilität

(44)

Pollenschlauch

Pollenhüll- protein Pollenhüll- adhäsions-

protein

Pollenligand

Narbengewebe Zelle

Aquaporin (modifiziert Inkompatibilität) S-Locus

Glykoprotein (SLG)

S-Locus Rezeptor- kinase (SRK) S-Locus

Rezeptor- kinase (SRK)

SLG-ähnlicher Rezeptor 1 (SLR1)

Inkompatible Pollen-Stigma Interaktion bei Brassica

(45)

S₂₅PCP S₂₉PCP S₂₉ PCP

kein Pollenwachstum Pollenwachstum Pollenwachstum

kompatibler Pollen inkompatibler

Pollen Stigmazelle

Test auf (In-) Kompatibilität

Getestet werden biochemisch aufgereinigte Pollenhüllproteine (PCP = pollen coat protein):

(46)

Der Pollenschlauch liefert zwei Spermazellen

Die Spermazellen dringen in eine der beiden Synergiden

ein

Eine Spermazelle verschmilzt mit den

beiden Polkernen und bildet das triploide Endosperm

Eine andere Spermazelle befruchtet die Eizelle

aus der sich der Embryo entwickelt

Doppelbefruchtung von Eizelle und Zentralzelle

Embryosack von Arabidopsis

(47)

Embryosack

Sperma- kerne

degenerierte Synergide

Zentral- zelle

Eizelle

Pollen- schlauch

Kerne der Zentralzelle

Doppelbefruchtung:

- Der Pollenschlauch wächst durch das mikropylare Ende der Samenanlage in eine Synergide des Embryosacks. Die Synergide degeneriert.

- Eine Spermazelle befruchtet die Eizelle.

- Die zweite Spermazelle befruchtet die Zentralzelle, die dadurch triploid wird.

Antipoden

Zentralzelle

Synergiden

Eizelle

Isolierter Embryosack von Mais

(Kranz, unveröffentlicht)

(48)

vorglobulär globulär Übergangsstadium Herzstadium Torpedostadium

reifer Embryo

Embryo

Suspensor Protoderm

Hypophyse

Grundmeristem

Prokambium

Leitbündel

Kotyledonen Achse

Wurzelmeristem

Sproßmeristem Epidermis Leitbündel

Parenchym

Kotyledonen

Embryonalentwicklung von Arabidopsis thaliana

Suspensor Protoderm

Endosperm

Wurzelspitze Kotyledonen

Endosperm

Prokambium

Wurzelmeristem

Sproß- meristem

Prokambium

Samenschale

Kotyledonen

(49)

Keimung

DNA Reparatur

Proteinsynthese mit existierender RNA Beginn von

Respiration und Proteinynthese

Wasseraufnahme

Reparatur von Mitochondrien Proteinsynthese mit neugebildeter RNA

DNA Synthese und Zellteilung Wachstum von Zellen in der Primärwurzel

Mobilisierung von Reservestoffen

Reparierte Mitochondrien werden aktiviert

Post-Keimungsphase

Mineralien und Metabolite treten aus weil Membranen nicht dicht sind.

Samenkeimung

Embryowachstum