Einfluss unterschiedlicher Stickstoff-Versorgungsstufen auf die Stickstoff-Bilanz und mikrobielle Pansenparameter von Ziegen
INAUGURAL – DISSERTATION zur Erlangung des Grades eines Doktors der Veterinärmedizin
- Doctor medicinae veteriniae – ( Dr. med. vet. )
vorgelegt von
Jens Gustav Heinrich Kraushaar Hamburg
Hannover 2014
1. Gutachter: Univ. -Prof. Dr. med. vet. Gerhard Breves Tierärztliche Hochschule Hannover
2. Gutachterin: Univ. -Prof. Dr. Martina Hoedemaker, PhD Tierärztliche Hochschule Hannover
Tag der mündlichen Prüfung: 03.11.2014
Diese Arbeit wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft gefördert
Meiner Familie
Inhaltsverzeichnis V
Abkürzungsverzeichnis X
Abbildungsverzeichnis XIV
Tabellenverzeichnis XVI
1. Einleitung
1.1. Stickstoffemissionen in der Landwirtschaft 1 1.1.1. Einfluss von überschüssigem N auf die Umwelt 3
1.1.2. Gängige Fütterungspraxis 5
1.1.3. Bedeutung des Futter-N-Überschuss für Leistung und
Wirtschaftlichkeit 8
1.1.4. Ansätze zur Reduktion des N-Überschusses 10 1.2. Besonderheiten des Wiederkäuers im
Nährstoff-Stoffwechsel
1.2.1. Verdauung von Nährstoffen im Wiederkäuer 1.2.1.1. Degradation von Futterinhaltsstoffen:
Neben-/Endprodukte 13
1.2.1.2. Aufgaben der Pansenmikroben 16
1.2.2. Ruminohepatischer Kreislauf 18
1.2.3. Überblick über bekannte fütterungsbedingte Einflüsse auf die mikrobiellen Fermentations- und Synthese-
prozesse 19
1.2.3.1. Folgen von Veränderungen in der N-Versorgung 1.2.3.1.1. Auswirkungen der N-Versorgung auf die
ruminalen SCFA-Konzentrationen 21
1.2.3.1.2. Auswirkungen der N-Versorgung auf den
ruminalen Proteinumsatz 22
1.2.3.1.3. Auswirkungen der N-Versorgung auf die
mikrobielle Diversität 24
1.3. Ansatzmöglichkeiten zur Reduzierung der
N-Ausscheidungen auf Ebene der Pansenmikroben 25
1.4. Die Ziege als Modelltier für den Wiederkäuerstoffwechsel
1.4.1. Lebensraum 26
1.4.2. Wirtschaftliche Bedeutung 28
1.5. Fragestellung 29
2. Material und Methoden
2.1. Tiere und Haltung 31
2.2. Fütterung 31
2.3. Chirurgische Vorbereitung der Versuchstiere
2.3.1. Implantation der Pansenkanüle 33
2.3.2. Postoperative Behandlung und Fistelpflege 36
2.4. Adaptation an Haltung und Futter 36
2.5. Haltung in Stoffwechselkäfigen 37
2.6. Versuchsablauf und –durchführung
2.6.1 Zeitlicher Ablauf 38
2.6.2. Probenentnahme zur Bestimmung von Veränderungen im N-Status und der
Rohnährstoffbilanzen 39
2.6.3. Bestimmung des Flüssigkeitsumsatzes, des
mikrobiellen Stoffwechsels, der mikrobiellen Protein-
synthese und der Kinetik mikrobieller N-Umsetzungen 40 2.7. Analytische Method en
2.7.1. Plasmaproben 41
2.7.2. Kotproben 42
2.7.3. Harnproben 42
2.7.4. Proben der Pansenflüssigkeit 43
2.7.4.1. Bestimmung von pH und Redox-Potential 43 2.7.4.2. Bestimmung der Konzentration der SCFA 45 2.7.4.3. Bestimmung von Gesamt-Ammoniak 46 2.7.4.4. Bestimmung der mikrobiellen N-Assimilation 46 2.7.4.4.1. CrEDTA als Flüssigkeitsmarker 46
2.7.4.4.2. 15N als Marker für die mikrobielle N-Assimilation 47 2.7.4.5. Single-strand-conformation-polymorphism-
(SSCP)-Analyse 52
2.7.5. Statistische Auswertung 59
3. Ergebnisse
3.1. Veränderungen im N-Status
3.1.1. Futteraufnahme 61
3.1.2. Plasmaharnstoff-Konzentrationen 61
3.1.3. N-Ausscheidung mit den Faeces 62
3.1.4. N-Ausscheidung im Harn 63
3.1.5. Retention von N 64
3.2. Nährstoffverdaulichkeiten 64
3.3. Messgrößen der Pansenflüssigkeit
3.3.1. pH der partikelfreien Pansenflüssigkeit 68 3.3.2. Redoxpotentiale der partikelfreien Pansenflüssigkeit 69 3.3.3. Konzentrationen flüchtiger Fettsäuren (SCFA) 70 3.3.3.1. Acetat-Konzentrationen und molare Anteile 71 3.3.3.2. Propionat-Konzentration und molare Anteile 73 3.3.3.3. Butyrat-Konzentration und molare Anteile 74
3.4. Ammoniak-N-Konzentrationen 76
3.5. Flüssigkeitsumsetzungen im Pansen 77
3.6. Mikrobielle Proteinsynthese und N-Umsetzungen 78
3.7. SSCP-Analyse 80
4. Diskussion
4.1. Bewertung des tierexperimentellen Versuchsteiles sowie der Messmethoden zur N-Assimilation und der N-Umsetzungen im Pansen
4.1.1. Tierexperimentelles Konzept 82
4.1.2. Probengewinnung von Pansensaft 83
4.1.3. Einfluss der intraruminalen Dauerinfusion auf den
ruminalen Flüssigkeitsumschlag 83
4.1.4. Methoden zur Messung der mikrobiellen N-Umsetzungen 84 4.2. Bilanzen
4.2.1. Stickstoffbilanzen 85
4.2.2. Weitere Nährstoffbilanzen 87
4.3. Flüssigkeitsumsetzungen im Pansen 88
4.4. Parameter des Pansenstoffwechsels
4.4.1. pH-Werte 89
4.4.2. Redoxpotentiale 90
4.4.3. SCFA 91
4.4.4. Ammoniak 92
4.5. Mikrobielle Proteinsynthese
4.5.1. Einflussfaktoren auf die mikrobielle Proteinsynthese 4.5.1.1. Mikrobielle Proteinsynthese in Abhängigkeit
von Schwefel 95
4.5.1.2. Mikrobielle Proteinsynthese in Abhängigkeit
von Phosphor 96
4.5.1.3. Mikrobielle Proteinsynthese in Abhängigkeit
von der Energieversorgung 97
4.5.1.4. Mikrobielle Proteinsynthese in Abhängigkeit
vom N-Gehalt der Ration 98
4.5.2. Kinetik des mikrobiellen N-Umsatzes 99 4.6. Auswirkungen auf den ruminohepatischen Kreislauf 100 4.7. Einfluss auf die mikrobielle Diversität 105
5. Zusammenfassung 107
6. Summary 109
7. Literaturverzeichnis 111
8. Anhang
8.1. Verwendete Lösungen 140
8.2. Verwendete Chemikalien 143
8.3. Rohdaten 146
9. Danksagung 166
Abkürzungsverzeichnis
ADF Acid Detergent Fiber APS Ammoniumperoxodisulfat Aqua bidest. Aqua bidestillata
Aqua dest. Aqua destillata
ARC Agricultural Research Council
AT Annealing Temperature
ATP Adenosintriphosphat
BMELV Bundesministerium für Ernährung, Landwirtschaft und Verbraucherschutz
BMUB Bundesministerium für Umwelt, Naturschutz und Reaktorsicherheit
bp Basenpaare
BRD Bundesrepublik Deutschland
bzw. beziehungsweise
ca. circa
CH4 Methan
CO2 Kohlenstoffdioxid
CrEDTA Chromsalz der Äthylendiamintetraessigsäure CTAB Cetyltrimethylammoniumbromid
DLG Deutsche Landwirtschafts-Gesellschaft DNA Desoxyribonucleic acid
dNTP Desoxyribonukleosidtriphosphat dsDNA Double-stranded DNA
EDTA Ethylenediaminetetraacetic acid EU Europäische Union
et al. et alii
FAO Food and Agriculture Organization
fw forward
gDNA genomische DNA
GfE Gesellschaft für Ernährungsphysiologie GIT Gastrointestinaltrakt
Gld. Glandula
H2O Wasser
H2SO4 Schwefelsäure
HaGe Hauptgenossenschaft
HCl Salzsäure
INRA Institut national de la recherche agronomique NEC National Emission Ceilings
LANUV NRW Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein- Westfalen
LUFA Landwirtschaftliche Forschungs- und Untersuchungsanstalt ME metabolisierbare Energie
Mio. Millionen
MP mikrobielles Protein
n Stichprobenumfang
N Stickstoff
N- Stickstoffarme Ration N+ Stickstoffreiche Ration
NaCl Natriumchlorid
NaHCO3 Natriumhydrogencarbonat
NaOBr Natriumhypobromid
NAN Nicht-Ammoniak-Stickstoff NDF neutral detergent fiber NfE stickstofffreie Extraktstoffe
NH3 Ammoniak
NH3-N Ammoniak-N
NH4+ Ammonium
NH4Cl Ammoniumchlorid NH4CO3 Ammoniumcarbonat NH4NO3 Ammoniumnitrat
NH4NO2 Ammoniumnitrit NH4SO4 Ammoniumsulfat
NPGS Neopentyl-Glycol-Succinat NPN Nicht-Protein-Stickstoff NRC National Research Council ns nicht signifikant
nXP nutzbares Rohprotein
oS organische Substanz
p Irrtumswahrscheinlichkeit
P Phosphor
PAA Polyacrylamid
PCR Polymerase Chain Reaction
PDI protéines digestibles dans l’intestin
PDIA nicht-pansenabbaubares, aber im Darm verdauliches Futterprotein
PDIE im Darm absorbierbares Futterprotein, wenn ruminal verfügbare Energie die mikrobielle Proteinsynthese limitiert
PDIN im Darm absorbierbares Futterprotein, wenn ruminal abbaubarer N die mikrobielle Proteinsynthese limitiert
PDIME Menge an absorbierbaren mikrobiellen Protein, die synthetisiert werden kann, wenn ruminal verfügbare Energie die Synthese limitiert
PDIMN Menge an absorbierbaren mikrobiellen Protein, die synthetisiert werden kann, wenn ruminal abbaubarer N die Synthese limitiert PERMANOVA permutational multivariate analysis of variance
pH negativer dekadischer Logarithmus der Wasserstoffionen- Konzentration
Ph phosphorylierender reverse Primer
pKs negativer dekadischer Logarithmus der Säurekonstante Ks
R2 Bestimmtheitsmaß für die Approximierung RDP pansenverfügbares Protein
Rfa Rohfaser
Rfe Rohfett
RM Referenzmikroben
RNA Ribonucleinsäure
RNAse Ribonuklease
RNB ruminale Stickstoffbilanz
Rp Rohprotein
rv reverse
S Schwefel
SCFA short chained fatty acids
SD standard deviation
SDS Natriumdodecylsulfat
spez. spezifisch
SSCP Single Strand Conformation Polymorphism ssDNA single-stranded DNA; Einzelstrang-DNA
T Trockensubstanz
TA Luft Technische Anleitung zur Reinhaltung der Luft
TAE Tris-Acetat-EDTA
TBE Tris-Borat-EDTA
TE Tris-EDTA
TEMED N,N,N’,N‘-Tetramethylethylendiamin
TEN Tris-EDTA-NaCl
UDP un-degradable protein UFL Unité Fourragère Lait
UPGMA Unweighted Pair Group Method using Arithmetic Averages
uS ursprüngliche Substanz
V-Region variable Region
VQ scheinbare Verdaulichkeit Mittelwert
Abbildungsverzeichnis
Abbildung 1: NH3-Emissionen nach Quellkategorien, in kt/Jahr Umweltbundesamt 2012.
Abbildung 2: Übersicht der wichtigsten Stickstoffumsetzungen (nach NOLAN u. LENG 1983).
Abbildung 3: Verbreitung verschiedener wildlebender Ziegenrassen in Eurasien.
Abbildung 4: Montierte Pansenkanüle.
Abbildung 5: Frischharn-Sammelgefäß: Becherglas wurde zwischen
Ausführungs-stutzen der Käfigwanne und Sammel-behälter mit HCl-Vorlage angebracht. Gesammelt wurde via Überlauf-Prinzip.
Abbildung 6: Versuchsansatz 2 Rationen, je 2 Tiere, Wiederholung nach sechs Wochen mit inverser Fütterung.
Abbildung 7: Zeitliche Abstimmung der Probenentnahmen während der Infusionsphase (Tag 8-12), Probenentnahmen und damit durchgeführte Analysen.
Abbildung 8: Präparation der Pansensaftproben.
Abbildung 9: Tägliche Trockensubstanz-Aufnahme.
Abbildung 10: Tägliche Stickstoff-Aufnahme.
Abbildung 11: Plasmaharnstoffgehalte zu (I.) Beginn der Futteradaptation; (II.) Einstallung in Stoffwechselkäfige; Tag 1 (III.), 3 (IV.) und 5 (V.) der Infusionsperiode.
Abbildung 12: N-Ausscheidung über Faeces.
Abbildung 13: Renale N-Ausscheidung.
Abbildung 14: Renale Harnstoff-N-Ausscheidung.
Abbildung 15: Anteil von Hanstoff-N an renaler N-Ausscheidung.
Abbildung 16: N-Retention.
Abbildung 17: Scheinbare Verdaulichkeit von Rp.
Abbildung 18: Scheinbare Verdaulichkeit der organischen Substanz.
Abbildung 19: VQ Rohfaser.
Abbildung 20: VQ ADF.
Abbildung 21: VQ NDF.
Abbildung 22: VQ NfE.
Abbildung 23: VQ Rohfett.
Abbildung 24: 24h-Profil des pH der frischen Pansenflüssigkeit.
Abbildung 25: 24h-Profil der Redoxpotentiale im frischen Pansensaft.
Abbildung 26: 24h-Profil der SCFA-Konzentrationen.
Abbildung 27: 24h-Profil der Acetat-Konzentrationen.
Abbildung 28: 24h-Profil des molaren Anteils von Acetat an den SCFA- Konzentrationen.
Abbildung 29: 24h-Profil der Propionat-Konzentrationen.
Abbildung 30: 24h-Profil molaren Anteils von Propionat an den SCFA- Konzentrationen.
Abbildung 31: 24h-Profil der Butyrat-Konzentrationen.
Abbildung 32: 24h-Profil des molaren Anteils von Butyrat an den SCFA- Konzentrationen.
Abbildung 33: 24h-Profil der Ammoniak-Konzentrationen.
Abbildung 34: Mittlere Chrom-Konzentrationen in der partikelfreien Pansenflüssigkeit, abhängig von der Infusionsdauer.
Abbildung 35: 15N-Anreicherung in den Referenzmikroben, in Abhängigkeit von der Infusionsdauer.
Abbildung 36: Laufprofile und Beladungsschema des PAA-Gels.
Abbildung 37: Entsprechend dem Dendrogramm der Clusteranalyse angeordnete Bacteria-Profile der Referenzmikroben (liquid associated microbes) an Tag 8 und 12.
Tabellenverzeichnis
Tabelle 1: Ammoniakemissionsfaktoren für Anlagen zum Halten oder zur Aufzucht von Nutztieren
Tabelle 2: Zusammensetzung des pelletierten Kraftfutters in % uS.
Tabelle 3 : Rohnährstoffgehalte in den Versuchsrationen [% uS].
Tabelle 4: Mineralstoff- und Schwefelgehalte [g/kg uS].
Tabelle 5: Konfiguration des Gaschromato-graphen für die Analyse.
Tabelle 6: Primer für 16S rRNA-Genabschnitte (AT=Annealingtemperatur).
Amplifizierte variable Regionen (V-Region) des 16S Gens angegeben.
aLANE, 1991; bSCHWIEGER & TEBBE, 1998.
Tabelle 7: Reaktionsansatz spez. PCR.
Tabelle 8: Konfiguration des PCR-Cyclers.
Tabelle 9: Reaktionsansatz nested PCR.
Tabelle 10: Konfiguration des PCR-Cyclers.
Tabelle 11: Reaktionsansatz Einzelstrangverdau.
Tabelle 12: Zusammensetzung des PAA-Gels (0,625x).
Tabelle 13: Aufnahmen, Ausscheidungen und Verdaulichkeiten der Rohnährstoffe.
± SD, gepaarter t-test.
Tabelle 14: Einfluss der Fütterung auf Konzentrationen und molare Verhältnisse der flüchtigen Fettsäuren. Angezeigt werden Tag 10-12. ± SD, gepaarter t-test.
Tabelle 15: Flüssigkeitsumsetzungen im Pansen, ± SD, n = 4, gepaarter t-test.
Tabelle 16: Mikrobielle N-Umsetzungen im Pansen, ± SD, n = 4, gepaarter t-test.
Tabelle 17: Endogene Harnstoff-N Produktion und in den Gastrointestinaltrakt rezyklierte Fraktion.
Tabelle 18: VQ organische Substanz, N—Fütterung
Tabelle 19: VQ organische Substanz, N+-Fütterung Tabelle 20: VQ Rohprotein, N—Fütterung
Tabelle 21: VQ Rohprotein, N+-Fütterung Tabelle 22: VQ Rohfaser, N—Fütterung Tabelle 23: VQ Rohfaser, N+-Fütterung Tabelle 24: VQ ADF, N—Fütterung Tabelle 25: VQ ADF, N+-Fütterung Tabelle 26: VQ NDF, N—Fütterung Tabelle 27: VQ NDF, N+-Fütterung Tabelle 28: VQ NfE, N—Fütterung Tabelle 29: VQ NfE, N+-Fütterung
Tabelle 30: Bilanzen, VQ und Retention von N, N- -Fütterung Tabelle 31: Bilanzen, VQ und Retention von N, N+-Fütterung Tabelle 32: Blutharnstoff-Konzentration
Tabelle 33: pH-Werte der Pansenflüssigkeit
Tabelle 34: Redox-Potentiale in der Pansenflüssigkeit
Tabelle 35: Acetat-Konzentrationen in der partikelfreien Pansenflüssigkeit Tabelle 36: Propionat-Konzentrationen in der partikelfreien Pansenflüssigkeit Tabelle 37: Butyrat-Konzentrationen in der partikelfreien Pansenflüssigkeit Tabelle 38: NH3-Konzentrationen in der partikelfreien Pansenflüssigkeit
Tabelle 39: Gemessene Chrom-Gehalte in der partikelfreien Pansenflüssigkeit Tabelle 40: 15N-Anreicherung in den Referenzmikroben (ger. auf 5.
Nachkommastelle)
Tabelle 41: 15N-Anreicherung in der partikelfreien Pansenflüssigkeit der Poolproben von Tag 1, 3 und 5 (Mittelwerte aus 4 Einzelmessungen)
Tabelle 42: NH3-Konzentrationen in der partikelfreien Pansenflüssigkeit der Poolproben von Tag 1, 3 und 5
1. Einleitung
1.1. Stickstoffemissionen in der Landwirtschaft
Die Klimaveränderung und ihre Ursachen sind in den letzten Jahren zunehmend in den Fokus von Politik und Wissenschaft gelangt und haben auch für den Ammoniak- (NH3)-Ausstoß sensibilisiert. Bis 2009 wurden in der Bundesrepublik Deutschland über 600.000 Tonnen NH3 in die Umwelt freigesetzt, zum überwiegenden Teil durch die Landwirtschaft (Abb.1). Im Rahmen der EU-Richtlinie zu nationalen Emissionsobergrenzen besteht seit 2010 die Verpflichtung, den deutschen NH3- Ausstoß auf 550.000 t pro Jahr zu reduzieren (NEC-Richtlinie 2001/91/EG).
Mit bis zu 60 % (DÖHLER et al. 2002) bzw. 88 % (REIDY & MENZI 2005) macht die Landwirtschaft weiterhin den größten Teil an den Emissionen aus. Anteilig werden circa 60 % durch die Rinderhaltung (davon 49 % über die Ausbringung von Stallmist), gefolgt von der Schweinehaltung (27 %) und der Geflügelhaltung (9 %) freigesetzt (DÖHLER et al. 2002). Verglichen mit anderen Quellen lassen sich gemessen an der Dimension des landwirtschaftlichen NH3-Ausstoßes nur in der Landwirtschaft wirkungsvolle Maßnahmen zur Emissionssenkung ergreifen.
Abbildung 1: NH3-Emissionen nach Quellkategorien, in kt/Jahr. Quelle: Umweltbundesamt, 2012.
0 100 200 300 400 500 600 700 800
Energiewirtschaft Verkehr
Haushalte und Kleinverbraucher Industrieprozesse
Landwirtschaft EU-Grenzwert
Auch wenn die Landwirtschaft den NH3-Ausstoß seit 1990 um ca. 10 % (Abb. 1) reduzieren konnte, erfüllt der Gesamtausstoß der BRD noch nicht die Vorgaben der EU (Umweltbundesamt 2012). Auch daher hat die Bundesregierung bereits 2003 das Programm „Senkung von Ammoniakemissionen in der Landwirtschaft“
(Bundesministerium für Ernährung, Landwirtschaft und Verbraucherschutz [BMELV], 2003) verabschiedet.
Solche Maßnahmen sind im Hinblick auf den wachsenden weltweiten Fleischkonsum angebracht, der laut Berechnungen der Welternährungsorganisation FAO von 258 Millionen Tonnen im Jahr 2007 auf 455 Millionen Tonnen im Jahr 2050 steigen soll (FAO 2012). Damit verbunden sind wachsende Tierbestände von weltweit derzeit 1,5 Milliarden Rindern (1,7 Milliarden Schafe und Ziegen) auf 2,6 Milliarden Rinder (2,7 Milliarden Schafe und Ziegen) (FAO 2009) und folglich deutlich zunehmende Emissionen.
Eine kurzfristige Reduzierung des Ausstoßes ist im Vergleich zu industriellen Produktionsprozessen jedoch schwierig. Die Tierhaltung erzeugt ihre Produkte mit Lebewesen. Es gibt keine Möglichkeit, sie mit modernen Filtertechniken auszurüsten, um ihre Emissionen zu reduzieren. Die in den letzten Jahren erfolgten Anpassungen an tiergerechtere Haltungsformen gehen zudem mit erhöhten Emissionen einher (Tab. 1). Moderne Formen der Stallhaltung tragen mit ihrer Abluft bis zu 37 % der NH3-Emissionen bei (DÖHLER et al, 2002). Nachteilig sind in der Rinderhaltung z.B.
mittlerweile übliche Offen- und Laufstallhaltungen (ZÄHNER 2005), die nicht über einen von der Umwelt isolierten Luftkreislauf verfügen, zudem ist die Oberfläche der dem Luftwechsel zugänglichen tierischen Ausscheidungen größer als z.B. in der klassischen Anbindehaltung. Es zeigt sich, dass artgerechte Haltung, Tierschutz und ein effektiver Umweltschutz nicht zwangsläufig miteinander einhergehen: Im Vergleich zur Anbindehaltung setzt die moderne Boxenlaufstallhaltung rund das Dreifache an Ammoniak frei (BMUB 2002; Tab. 1; ZÄHNER 2005).
Tabelle 1: Ammoniakemissionsfaktoren für Anlagen zum Halten oder zur Aufzucht von Nutztieren (Quelle: Auszug aus Tabelle 11, Technische Anleitung zur Reinhaltung der Luft - TA Luft 2002, Bundesministerium für Umwelt, Naturschutz und Reaktorsicherheit).
Milchvieh Ammoniak-
emissionsfaktor × ℎ Anbindehaltung, Fest- oder Flüssigmistverfahren 4,86 Liegeboxenlaufstall, Fest- oder
Flüssigmistverfahren 14,57
Laufstall, Tiefstreuverfahren 14,57
Laufstall, Tretmistverfahren 15,79
Mastbullen, Jungvieh inkl. Aufzucht (0,5-2 Jahre)
Anbindehaltung, Fest- oder Flüssigmistverfahren 2,43
Laufstall, Flüssigmistverfahren 3,04
Laufstall, Tretmistverfahren 3,64
1.1.1. Einfluss von überschüssigem N auf die Umwelt
Gasförmige Ammoniakemissionen in der Landwirtschaft entstehen hauptsächlich durch die mikrobielle Umsetzung von Harn und Faeces. Der im Harn enthaltene Harnstoff wird nach Ausbringung durch im Boden befindliche Mikroorganismen schneller zersetzt als der im Kot befindliche Stickstoff, der überwiegend in Form schwer aufschließbarer Proteine vorliegt. Harn-N stellt somit die am schnellsten verfügbare NH3-Quelle dar (WHITEHEAD et al. 1989). Die durch im Boden befindliche Mikroorganismen produzierte Urease katalysiert folgende Reaktion:
(NH2)2CO2 + H2O 2 NH3 + CO2
und setzt auf diesem Wege Ammoniak frei, welcher entweder als Ammonium im Boden direkt in Lösung geht, oder gasförmig als NH3 in die Luft entweicht (THOMAS et al. 1988; WHITEHEAD & BRISTOW 1990). Ca. 15 % des ausgeschiedenen Harn- N werden so innerhalb weniger Wochen gasförmig freigesetzt (LOCKYER &
WHITEHEAD 1990). N, der nicht aus dem Boden freigesetzt wird, dient unter
anderem dem pflanzlichen Kationenaustausch, der Nitrifikation und der Aufnahme in pflanzliche Substanz. Die derart erfolgende Düngung von Pflanzen erhöht den Gehalt an Rohprotein und Nicht-Protein-Stickstoff-(NPN)-Gehalt von Futterpflanzen und kann nach deren Verfütterung wiederum zu einer erhöhten Abbaubarkeit von N und schnelleren Überführung in NH3 im Pansen führen (NOLAN & DOBOS 2005). In Studien wurde gezeigt, dass Grasweiden mit intensiver Düngung bis zu 300 g Rp/kg T bzw. 240 – 420 g/kg T aus NPN-Verbindungen aufweisen können (PACHECO et al. 2008; GOSWAMI & WILCOX 1969; KEIM & ANRIQUE 2011). Entsprechend besteht die Gefahr der nutritiven N-Überversorgung und einer geringeren ruminalen N-Nutzungseffizienz (COSGROVE et al. 1999; BENDALL 2001; BOLAN & KEMP 2003; PACHECO et al. 2008).
Unter Weidebedingungen führt eine derart bedingte hohe N-Aufnahme im Zusammenspiel mit einer meist energielimitierten bzw. einer zum Proteinabbau asynchronen Energie-Bereitstellung durch das Futter zu einer reduzierten Effizienz der mikrobiellen Syntheseleistung (siehe Kap. 1.1.2) und folglich wieder zu einer erhöhten N-Ausscheidung (NOLAN & DOBOS 2005; HOEKSTRA et al. 2007;
PACHECO & WAGHORN, 2008). Entsprechend geht auch eine Menge an Energie durch Entgiftungsprozesse verloren (PACHECO et al. 2008).
In der Luft geht NH3 stabile Verbindungen ein und kann über weite Strecken verweht werden. Das Gefährdungspotential liegt in der versauernden Wirkung und der niederschlagsgebundenen übermäßigen Zufuhr von N-Verbindungen in sensible, nährstoffarme Biotope. Dort kann es zu Überdüngungseffekten kommen, die sich im Zusammenspiel mit aus Bodenauswaschungen stammenden Stickoxiden auch negativ auf die Grundwasserqualität auswirken. Abgesehen von der Biotopwirkung, führen die in der Luft entstehenden stabilen Verbindungen zur Beeinträchtigung der Luftqualität. Es sind zumeist Ammoniumsalze (NH4SO4, NH4NO3, NH4NO2), die in der Atmosphäre als feine Aerosolpartikel vorliegen und die Kriterien für Feinstaub erfüllen. In Deutschland bestehen rund 30 – 40 % der Feinstaub-Partikel aus diesen sogenannten „Sekundärpartikeln“. Noch werden die strengen EU-Grenzwerte in der BRD deutlich überschritten, beim Ziel der Reduzierung kommt der Landwirtschaft als
größter Produzent von gasförmigen Ammoniak auch hier eine tragende Rolle zu (Umweltbundesamt 2012; DÖHLER et al. 2002).
Da ein Teil des NH3 zu dem hoch klimaaktiven Lachgas N2O umgewandelt wird (LANUV NRW 2012), welches 298x klimaaktiver ist als CO2 (SOLOMON et al. 2007) ergibt sich eine indirekte, aber sehr deutliche Klimarelevanz für Ammoniak: Sehr drastisch warnt die FAO in ihrem Bericht Livestock’s Long Shadow (FAO, STEINFELD & GERBER 2006): “Livestock are one of the most significant contributors to today’s most serious environmental problems. Urgent action is required to remedy the situation.” Laut in dem Bericht veröffentlichten Zahlen zeigt sich die Tierhaltung verantwortlich für 18 % des gesamten weltweiten Treibhausgasausstoßes; mehr als der globale Fahrzeugverkehr. Allein die reine
„Tierproduktion“ erzeugt jährlich weltweit 1,9 Gigatonnen CO2-Äquivalent, zzgl. 2,2 Gigatonnen CO2-Äquivalent durch das Dungmanagement (NH3). Die weltweite landwirtschaftliche Rodung und der Futteranbau liefern zusätzliche 2,9 Gigatonnen, zuzüglich der damit einhergehenden Transportemissionen von 0,03 Gigatonnen/Jahr. 9 % der durch Menschen verursachten CO2-Emissionen haben ihre Quelle in der Landwirtschaft, bezogen auf Methan und Lachgas sind es 37 bzw. 65
%.
1.1.2. Gängige Fütterungspraxis
Aktuelle Fütterungsempfehlungen zur Stickstoffversorgung von Wiederkäuern orientieren sich in Deutschland an dem nXP-System (GfE 2001). Die wichtigen Kenngrößen des nXP-Systems sind das im Dünndarm anflutende, nutzbare Rohprotein (nXP) und die ruminale Stickstoffbilanz (RNB). Diese Größen wurden eingeführt, um den für das Tier im Darm verwertbaren und den im Pansen abgebauten Proteinanteil zu unterscheiden. nXP setzt sich zusammen aus dem Rohprotein mikrobieller Synthese, dem unverdauten Futterrohprotein und dem Protein endogener Herkunft (LEBZIEN et al. 1996a). Daneben werden zusätzlich die Anteile von Aminosäure-N am Gesamt-N, Nicht-Ammoniak-N (NAN) und die Abbaubarkeit intestinal absorbierter Aminosäuren berücksichtigt. Hinter der Größe
der RNB verbirgt sich die Differenz zwischen dem aufgenommenen Futter-N und dem postruminalen NAN-Fluss zum Darm. Eine positive RNB bedeutet, dass die zum Darm fließende Menge an NAN geringer ist als die mit dem Futter aufgenommene, eine negative RNB-Bilanz hingegen, dass die Menge NAN, die den Darm erreicht, die mit dem Futter aufgenommene Menge übersteigt. Eine negative RNB-Bilanz ist also ein Zeichen für eine vermehrte Bereitstellung von N im Pansen in Form von vermehrtem Rücktransport von Harnstoff über den ruminohepatischen Kreislauf (Kap. 1.2.2).
In Frankreich existiert das PDI-System (JARRIGE 1989). Grundlage ist hier das im Dünndarm verdauliche Protein (protéines digestibles dans l‘intestin, PDI), dass sich aus pansenstabilem (PDIA) und mikrobiellem Protein (nXP-System: MP; PDI- System: PDIM) zusammensetzt (ähnlich dem nXP –System: nXP = UDP + MP).
PDIM lässt sich wiederum unterteilen in 1. PDIMN, die Menge an mikrobiellem Protein, die aus Rations-N synthetisiert werden kann, sofern die Energieversorgung keinen limitierenden Faktor darstellt und 2. aus PDIME, die Menge an mikrobiellem Protein, die bei der aktuell verfügbaren Energiemenge synthetisiert werden kann, sofern kein anderer limitierender Faktor besteht. Um Kalkulationen einfacher zu machen, fasst das PDI-System zwei mögliche Situationen zusammen: PDIA + PDIMN = PDIN, bzw. PDIA + PDIME = PDIE. Jedes Futtermittel hat beide Werte inne und gibt so die Spanne wieder, die es alleine oder im Zusammenspiel mit anderen Futterkomponenten, die sich modifizierend auf die Verdaulichkeit ausüben können (abweichender Energiegehalt, etc.), zu den einzelnen Proteinfraktionen beiträgt. Oft wird PDIE oder PDIM auch in Relation zur aufgenommenen Energie (Unité Fourragère Lait, UFL = Futterenergie-Einheit, entspricht 1.700 kcal NEL; PDI/UFL) gesetzt. Die allgemeine Fütterungsempfehlung für Milchrinder ist dem PDI-System zufolge 100 g PDI/UFL.
In der Praxis gelten als Fütterungsempfehlungen für Milchkühe ausgeglichene bis positive Werte (bis zu +50 g N/Tag) für die RNB. Der mikrobielle Stickstoffbedarf im Pansen wird durch das Futter gedeckt, eine vermehrte Rezyklierung von N in den Pansen ist nicht nötig. Zudem werden in der Praxis, oftmals in Erwartung positiver Effekte auf die Leistung, Rationen mit einer deutlich positiven N-Bilanz verfüttert oder
N wird supplementiert, um einen gleichbleibend hohen N-Gehalt in Wirtschaftsfuttermitteln mit natürlich bedingten Schwankungen zu gewährleisten. N wird z.B. in Form von Harnstoff supplementiert. Dass sich ein hoher Rp-Gehalt im Futter ebenfalls stimulierend auf die Futteraufnahme ausübt, dürfte ebenfalls zu einem gewollten N-Überschuss in der Fütterung beitragen.
Studien wie von DE JONG et al. (1997) zeigen, dass bei nur zweimaliger Fütterung pro Tag ein deutliches Absinken des ruminalen N-Pools und eine Beeinträchtigung der mikrobiellen Proteinsynthese zu erwarten ist. Sie empfehlen daher die Fütterung einer deutlich positiven RNB, um auch in den Fütterungspausen eine ausreichende ruminale N-Versorgung zu gewährleisten.
Eine ausreichende N-Versorgung ist wichtig, um eine optimale Fermentation von Gerüstsubstanzen und mikrobielle Protein- und Vitamin-B-Synthese zu gewährleisten. Man kann aus ökologischen Gründen den Proteingehalt nicht beliebig reduzieren, ohne gesundheitliche Konsequenzen befürchten zu müssen. Eine N- Unterversorgung von Wiederkäuern geht mit reduzierter Fermentationsleistung/- geschwindigkeit einher und resultiert in reduzierter Futteraufnahme (BRUN-BELLUT et al. 1990). Dies ist vermutlich bedingt durch ein eingeschränktes mikrobielles Wachstum, eingeschränkte Syntheseleistung und folglich langsameren Futterabbau.
Nach Angaben der GfE (2001) sind sogar RNB-Werte von bis +100 g N/Tag für eine Kuh als empfehlenswert zu betrachten. Das bedeutet eine N-Überversorgung im Pansen und eine höhere N-Ausscheidung, da überschüssiger N in Form von Harnstoff über den Harn und die Milch ausgeschieden wird. Untersuchungen von STEINSHAMN et al. (2006) zeigen, dass die Höhe der N-Ausscheidung im Harn proportional mit der N-Aufnahme anstieg, während der N-Gehalt in den Faeces konstant blieb. Somit stellt der Harn den Hauptausscheidungsweg für überschüssigen N dar. Der Anteil des über den Harn ausgeschiedenen Harnstoffes kann in Überversorgungssituationen bis zu 80 % des Gesamt-N im Harn betragen (PEYRAUD et al. 1995). In weiteren Studien wird sogar davon ausgegangen, dass nur 10 % (VAN DER HOEK 1998) bis 15 % (SCHMID et al. 2000) des aufgenommenen Futter-N in tierische Produkte wie Fleisch, Milch und Käse usw.
überführt werden, der Rest somit ungenutzt ausgeschieden wird.
1.1.3. Bedeutung des Futter-N-Überschuss für Leistung und Wirtschaftlichkeit
Jährlich scheidet eine 550 kg schwere Milchkuh zwischen 106 und 115 kg N als nicht genutzten Überschuss aus (SMITH & FROST 1999; BOULDIN & KLAUSNER 1998).
Abhängig vom Haltungssystem beträgt bei Milchrindern die Effizienz von Futter-N zu Milch-N zwischen 13 und 31 % in Weidehaltungen und bis zu 45 % in Stallhaltungen mit ausgeglichener Fütterungsweise (DELAGARDE et al. 1997; VERITÉ & DELABY 2000). Weitere Studien geben an, dass in der Milchviehhaltung zwischen 60 und 90
% des aufgenommenen Stickstoffes über die Faeces und den Harn ausgeschieden werden (FLACHOWSKY & LEBZIEN 2006). Bei Milchrindern mit hoher Proteinversorgung kann das eine renale N-Ausscheidung von bis zu 500 g/Tag bedeuten (STEINSHAMM et al. 2006; PACHECO & WAGHORN 2008).
Abgesehen von den ökologischen Folgen, führt eine N-Überversorgung ebenfalls zu einer physiologischen Mehrbelastung. Um toxischen Erscheinungen einer NH3- Überproduktion zu begegnen, wird über den Pansen resorbiertes NH3 in der Leber vermehrt zu Harnstoff entgiftet, in den Blutkreislauf freigesetzt und schließlich, sofern nicht über den ruminohepatischen Kreislauf in den Pansen zurückgeführt, über den Urin ausgeschieden (LAPIERRE et al. 2005). Eine zu hohe N-Versorgung führt nicht nur zum Verlust von ungenutztem N, sondern durch den Energieverbrauch bei der hepatischen Umwandlung von NH3 zu Harnstoff auch zu einer Reduzierung von aus dem Futter nutzbarer und für die Leistung verfügbarer Energie (PACHECO et al.
2008). Abgesehen von der erhöhten Stoffwechsellast, verliert der Wiederkäuer 4 Mol ATP je Mol synthetisiertem Harnstoff (MCBRIDE & KELLY 1990). Das entspricht einer Energiemenge von 7,17 kcal ME/g Harnstoff-N, bzw. 3,3 kcal ME/g Harnstoff (PACHECO & WAGHORN 2008). Bei einer renalen Ausscheidungsrate von bis zu 500 g N/Tag und einem Gehalt von 80 % Harnstoff-N im Harn bedeutet das einen Energieverlust von 2.868 kcal/Tag. Laut SYMONDS et al. (1981) wirken zudem hohe Ammoniakgehalte von 0,8 mmol/l im Blut bereits toxisch und können zu Hepatoencephalopathien führen. Weiterhin äußerten LOBLEY et al. (1995) die Annahme, dass im Rahmen der Überführung von NH3 zu Harnstoff in der Leber
Aminosäure-N (Aspartat) verbraucht wird und es folglich zu einer geringeren Versorgung von Muskulatur und Milchdrüse mit Aminosäure-N kommt. Für Schafe wurde dieser Effekt nach NH4CO3-Infusion in die Mesenterialvene allerdings nicht bestätigt (MILANO et al. 2000).
Neben den negativen Effekten auf die Milchqualität, wie z.B. unangenehmen Geruchs- und Geschmacksveränderungen (BENDALL 2001) wurden ebenfalls Fortpflanzungsstörungen mit einer N-Überversorgung in Verbindung gebracht (BUTLER 1998).
Entgegen der Praxis-Annahme, dass bei Fütterung von N über den Bedarf hinaus eine Leistungssteigerung zu erwarten ist, zeigten VERITÉ et al. (1999), dass unter konstanter Energieversorgung bei steigendem Gehalt an intestinal verdaulichem Protein in der Basisration der Nutzen einer Zufütterung mit N hingegen nachließ. Bei niedrigen Gehalten unterhalb der Empfehlung (85 g PDI) wurden bis zu 60 % des zusätzlich gefütterten, den Dünndarm erreichenden Proteins in körpereigenes Protein überführt - bzw. zur Milchproduktion genutzt. Bis zu dem empfohlenen Grenzwert von 100 g PDI/UFL war eine deutliche Leistungssteigerung bei moderatem Anstieg der N-Exkretion feststellbar. Stieg der Gehalt allerdings über den empfohlenen Grenzwert (100 g PDI/UFL hatte eine Effizienz der N-Umsetzung von nahezu 25 %) hinweg an, so reduzierte sich der Nutzen der zusätzlichen Supplementierung auf nahezu null (110 g PDI), bei allerdings deutlicher Mehrausscheidung von N. Unabhängig von der Milchleistung stieg die Harn-N Exkretion um 30 g je 10 g PDI Erhöhung an. Eine Mehrleistung wurde zwar erbracht, aber die Menge an zugefüttertem N stieg unverhältnismäßig stark an. Das deckt sich mit Erkenntnissen von Rohr et al. (1988), die feststellten, dass die Effizienz der mikrobiellen Proteinsynthese merklich abnimmt, wenn der Rp-Gehalt über 15 % T der Ration liegt.
In weiteren Versuchen an Milchrindern wurde gezeigt, dass Rationen mit einer ausgeglichenen RNB und ausreichender nXP-Versorgung leistungsbezogen gleich effizient waren wie Rationen mit einer positiver RNB (JILG et al. 1999; KLUTH et al.
2003).
1.1.4. Ansätze zur Reduktion des N-Überschusses
Maßnahmen in Bau und Management
Ansätze durch intelligente Bauplanung die der Witterung zugängliche Oberfläche von Harn- und Faeces in offenen Laufställen zu reduzieren, oder z.B. ablaufenden Harn schnell in geschlossene Speicher abzuführen, lassen sich leicht nur in Neubauten, nicht aber in bereits existierenden Systemen einbinden, bzw. sind mit hohen finanziellen Kosten verbunden. Zur Reduzierung des NH3-Ausstoßes scheint daher eine Einflussnahme über das Futter, oder Modifizierungen im Gülle- und Mistmanagement einfacher und schneller flächendeckend realisierbar. Bereits das Abdecken bestehender offener Gülle- und Mistspeicher lieferte einen Beitrag zur Reduzierung des jährlichen Ausstoßes, ebenso wie das sofortige Einarbeiten von ausgebrachtem Fest- und Flüssigmist in den Boden. Auch mit der Biogasproduktion bietet sich für viele landwirtschaftliche Betriebe eine lukrative Initial-Mistverwertung, die neben der Energieerzeugung zugleich den Stickstoffaustrag auf landwirtschaftliche Flächen reduziert, da aus den Gärresten dieser Anlagen deutlich weniger N freigesetzt wird (STÜHLINGER 2006) als aus dem als wirtschaftseigenen Dünger dienenden Exkrementen.
Maßnahmen in der Fütterung
Veränderungen in der Fütterung (VAN MUUREN & MEIJS 1987; TAMMINGA 1992) stellen im gesamten Produktionsprozess allerdings die primäre Stellschraube dar und sind sogenannten „end-of-pipe“-Maßnahmen vorzuziehen. KOHN et al. (1997) beschrieben die Möglichkeit, die N-Ausscheidung durch Modifizierung der Fütterung zu reduzieren. Zur Verbesserung der Effizienz des N-Umsatzes wird zusätzlich zur Steuerung über die RNB eine Synchronizität im Abbau von Kohlenhydraten und Protein angestrebt (JOHNSON 1976; VAN MUUREN et al. 1993; CASPER 1999).
Zum Beispiel führte das Einmischen von Maissilage über Verdünnungseffekte zu einer Reduzierung des Rations-N-Gehaltes, gegenüber einer Ration ohne
eingemischten Mais und höherem Proteingehalt wurden allerdings höhere Leistungsdaten festgestellt (VALK 1994; VAN MUUREN & MEJS 1987). Der höhere Gehalt an leicht fermentierbaren Kohlenhydraten in der Maissilage sorgte für eine bessere Energieversorgung der Pansenmikroorganismen, eine gesteigerte Fermentations- und Syntheserate und effizientere N-Ausnutzung. Während des mikrobiellen Syntheseprozesses entsteht so keine Energieverknappung und die Effizienz der Proteinsynthese steigt, ein größerer Teil des Futter-N wird in mikrobielles N assimiliert und nicht ungenutzt aus dem Pansen über die Pansenwand in Form von NH3-N absorbiert. CASPER et al. (1999) stellten bei einer Synchronisierung von Kohlenhydrat- und Proteinabbau eine Reduktion der ruminalen NH3-Spiegel fest. ROHR (1986) zeigte einen linearen Anstieg des MP-Flusses bei steigender Energieaufnahme. BRODERICK (2003) zeigte, dass bei nur steigendem Rp-Gehalt in der Ration ebenfalls die Harn-N-Ausscheidung anstieg. Eine Erhöhung des Energiegehaltes führte bei KEADY et al. (1998) wiederum zu einer Reduktion des Harn-N-Gehaltes. Bei Grünfutter allerdings scheint der positive Effekt der Synchronisierung des Abbaus von Kohlenhydraten und Futter-Protein auf die Effizienz der N-Ausnutzung erst ab Versorgungsstufen von 200 g Rp/kg T merklich zur Geltung zu kommen (VAN MUUREN et al. 1993; BERZAGHI et al. 1996; REIS &
COMBS 2000).
Deutlich ansteigende Harnstoffspiegel im Harn bei proteinreichen Rationen mit geringem Energiegehalt (MONTEILS et al. 2002; HRISTOV et al. 2005) sind hingegen ein Hinweis für ein Übersteigen der mikrobiellen Synthesekapazität aufgrund einer Energieverknappung (PACHECO et al. 2008; KEBREAB et al. 2002).
Einem hohen Rations-N-Gehalt mit einer Erhöhung des Gehaltes an leicht fermentierbaren Kohlenhydraten zu begegnen, ist nicht realistisch: Der Gehalt an schnell abbaubaren Kohlenhydraten kann nicht beliebig erhöht werden, da beim Abbau kurzkettige Fettsäuren entstehen und azidotische Verhältnisse im Pansen vermieden werden müssen (siehe Kap. 1.2.3.).
Bei Hochleistungskühen in Milchviehbetrieben kann es gerade zum Ende der Trächtigkeit durch raumfordernde Prozesse im Abdomen zum Erreichen der maximalen Futter- und Energieaufnahme kommen und die Proteinversorgung des
Wirtes über die mikrobielle Synthese bei nicht abgestimmten Futter nicht mehr gewährleistet werden. Um den Proteinbedarf der Tiere dennoch decken zu können, ist es üblich, den Anteil an im Pansen nicht abbaubaren und dem Rind direkt zur Verfügung stehenden Protein (UDP) zu erhöhen, um die unzureichende Versorgung über mikrobielles Protein abzupuffern (bis zu 29 % des nXP werden oft supplementiert). Eine Modifizierung des Futters zur Reduzierung des ruminalen NH3- Spiegel scheint auf diesem Wege schlüssig. Um den Anteil des nXP zu erhöhen, werden in der Praxis allerdings oft Extraktionsschrote verwendet, die zugleich über ihren hohen Anteil an pansenverfügbarem Protein (RDP) auch die RNB erhöhen und bei reduzierter Energieaufnahme eine deutliche N-Mehrausscheidung zur Folge haben.
Andere Ansätze, Futter-N vor dem ruminalen Abbau zu schützen sind z.B.
Formaldehyd-Behandlung oder Coating-Verfahren, die Futter-Protein als Bypass- Protein direkt der intestinalen Verdauung zuführen (SATTER 1986; SÜDEKUM 2004;
ZINN & OWENS 1983). Die Reduzierung der ruminalen NH3-Konzentrationen ist hierbei ein willkommener Nebeneffekt. Ebenso wird auch über Pflanzenzüchtungsmaßnahmen versucht, die Futterpflanzen derart zu modifizieren, dass Futterprotein weniger leicht für den ruminalen Abbau zur Verfügung steht.
Negative RNB = weniger Leistung?
Studien widerlegten Befürchtungen vor Leistungseinbußen bei Fütterung einer negativen RNB. Eine gering negative RNB (8 % Defizit) bedeutete für Rinder in Perioden der Spitzenleistung keine Leistungsbeeinträchtigung (VERITÉ & DELABY 2000). KÖNIG et al. (2005) zeigten, dass bei erstlaktierenden Milchkühen eine leicht negative RNB (-3 g/kg T) im Vergleich zu einer ausgeglichenen RNB zwar zu einer Reduzierung der Milchleistung, des Milcheiweiß- und Milchfettgehaltes führte, aber bei Tieren mit einer höheren Laktationsnummer den gegenteiligen Effekt hatte. Beide Gruppen zusammengenommen erbrachten im Mittel eine vergleichbare Leistung, wie unter landwirtschaftlich üblichem Fütterungsprinzip. Hingegen hat sich die Menge des nötigen Stickstoffes für die gleiche Durchschnittsleistung um 60 % reduziert. Es
ist somit anzunehmen, dass auch die Menge ausgeschiedenen N deutlich verringert wurde. Bisherige Fütterungsempfehlungen könnten demzufolge zu hoch liegen. Eine weitere Studie zeigte, dass eine Reduktion des Rp-Gehaltes von 18 % auf 16 % T zu keiner Beeinträchtigung der Milchleistung, aber bereits zu einer um 13-20 % reduzierten N Ausscheidung führte (SATTER et al. 2002).
1.2. Besonderheiten des Wiederkäuers im Nährstoff-Stoffwechsel
1.2.1. Verdauung von Nährstoffen im Wiederkäuer
1.2.1.1. Degradation von Futterinhaltsstoffen: Neben-/Endprodukte
Im Laufe der Evolution hat der Wiederkäuer ein hochspezialisiertes Vormagensystem entwickelt, das es ihm ermöglicht, qualitativ geringwertiges Futter zu verwerten, das verhältnismäßig arm an Protein, dafür aber besonders faserreich ist. Für Monogastrier unverdauliche Gerüstsubstanzen wie (Hemi-)Cellulose werden als Kohlenhydratquelle genutzt. SILANIKOVE (1986) und SILANIKOVE & BROSH (1989) zeigten bei bestimmten Ziegenrassen sogar einen teilweisen Abbau von Lignocellulosen.
Die funktionell wichtigste Einheit im vierteiligen Magensystem (Haube, Pansen, Blättermagen, Labmagen) des Wiederkäuers ist der Pansen, der als geräumige Fermentationskammer dient. In der Wachstumsphase, während derer sich der Pansen noch in der Entwicklung befindet, wird er bereits dicht mit Mikroorganismen besiedelt (Bakterien, Archaeen, Protozoen und Pilze), die mit fortschreitendem Alter zunehmend Festnahrung zersetzen und das Wirtstier symbiotisch mit den Neben- und Endprodukten ernähren. Im Gegenzug versorgt der Wiederkäuer die mikrobielle Flora mit einem stabilen Mileu unter Aufrechterhaltung einer konstanten Temperatur, fortwährender Versorgung mit Nahrung und weiterer, im Speichel und endogenen Sekreten enthaltenen Substraten, sowie der Erhaltung des Fließgleichgewichts. Die ruminalen Fermentationsprozesse erfordern in Abhängigkeit vom Rohfasergehalt und
Partikelgröße des Substrates viel Zeit. Die komplette Magen-Darm-Passage des Wiederkäuers in Abhängigkeit von der Partikelgröße kann bis zu 73 Stunden dauern (UDÉN 1988; JUDKINS et al. 1986). Zellwandbestandteile und schwer verdauliche Gerüstsubstanzen werden effizient durch die Mikroorganismen und ihre Enzyme aufgeschlossen und ihre Kohlenhydrate zu kurzkettigen Fettsäuren wie Acetat, Propionat und Butyrat abgebaut. Aus diesen bezieht der Wirt nach Resorption durch die Pansenwand einen erheblichen Anteil seiner Energie. Im Rahmen dieser mikrobiellen Vorverdauung werden die meisten Futterproteine und Nicht- proteinhaltige-Stickstoffverbindungen (NPN) (VIRTANEN 1966) aufgespalten.
Nahrungsproteine werden durch zellwandständige Proteasen und Peptidasen der Pansenmikroben zu Peptiden und Aminosäuren abgebaut und zu großen Teilen für die Neusynthese von Mikrobenprotein genutzt oder in den Ammoniak-Pool der Pansenflüssigkeit überführt. NPN-Verbindungen, wie der häufig supplementierte Harnstoff, werden durch mikrobielle Ureasen zu Ammoniak umgesetzt. Der Ammoniak-Pool wiederum dient den Pansenmikroben als Haupt-N-Quelle für die mikrobielle Proteinsynthese (Abb. 2). Fette werden via mikrobieller Lipolyse im Pansen zu Glycerin, Galactose und freien Fettsäuren aufgespalten. Glycerin und Galactose werden zu SCFA verstoffwechselt, während freie Fettsäuren und mikrobielle Lipide der intestinalen Fettverdauung zugeführt werden (LEBZIEN 2005).
Bis zu 70 % des aufgenommenen Futterproteins und bis zu 100 % der NPN- Verbindungen werden im Pansen abgebaut und stehen dem Wiederkäuer nicht mehr direkt zur Verfügung (KAUFFOLD et al. 1977; VON ENGELHARDT & BREVES 2005). Die nicht abgebauten Stickstoffverbindungen werden zusammen mit mikrobiellem Protein über das Foramen reticulomasale in den Blättermagen entlassen und schließlich über den Labmagen in den Dünndarm zur Resorption transportiert. Im Ingestafluss in die dem Pansen nachgeschalteten Abschnitte sind große Anteile von mikrobiellem Protein in Form von mikrobieller Biomasse enthalten, die dem Wiederkäuer bei der intestinalen Verdauung als Proteinquelle dienen.
Abbildung 2: Übersicht der wichtigsten Stickstoffumsetzungen (nach NOLAN & LENG 1983).
Die gesamte mikrobielle Zellmasse kann bis zu 75 – 85 % Protein und 13 – 19 % Nucleinsäuren enthalten (SMITH et al. 1975). LESSMANN (1985) stellte in einer Referenzfraktion von Pansenbakterien Rp-Gehalte von ca. 50 % der Trockenmasse fest. Somit stellt das MP einen erheblichen Beitrag zur Versorgung des Wiederkäuers dar. Im Hinblick auf die Fähigkeit der Mikroben, Protein auch aus NPN-Verbindungen zu synthetisieren, kann MP unter Versuchsbedingungen und proteinfreier aber NPN-haltiger Fütterung sogar die einzige Proteinquelle des
Wiederkäuers darstellen (HUME et al. 1970). Im MP enthalten sind für den Wirt essentielle und nicht essentielle Aminosäuren. Abgesehen von den Fermentationsprozessen im Pansen mit der Produktion von kurzkettigen Fettsäuren und damit einhergehenden Energieversorgung ist damit die mikrobielle Besiedlung des Pansens eine unabdingbare Voraussetzung für die Proteinversorgung des Wiederkäuers. Für den Wirt ist es daher überlebenswichtig, ein fortwährendes Mikrobenwachstum und damit kontinuierliche Proteinsynthese aufrecht zu erhalten.
Da der hierfür nötige Stickstoff gerade in Mangelperioden nicht immer ausreichend zur Verfügung steht, weist der Wiederkäuer eine Stoffwechselbesonderheit auf, die es ihm ermöglicht, durch vermehrten Rücktransport von N in den Pansen Perioden stickstoffarmer Versorgungslage (z.B. Wildwiederkäuer im Winter) abfangen zu können (BUNTING et al. 1989; LAPIERRE & LOBLEY 2001).
1.2.1.2. Aufgaben der Pansenmikroben
Im Pansen dominieren vier Gruppen von Mikroorganismen: Bakterien, Archaeen, Protozoen und Pilze. Bakterien stellen die metabolisch wichtigste und vielfältigste Gruppe dar (HUNGATE 1966; RUSSELL & HESPELL 1981) und sind für den Wiederkäuer im Gegensatz zu Protozoen und Pilzen essentiell. Bakterien dienen der Fermentation aufgenommener Futternährstoffe und versorgen den Wiederkäuer u. a.
mit kurzkettigen Fettsäuren und mikrobiellem Protein. Bei dem Abbau von leicht fermentierbaren Kohlenhydraten, wie zum Beispiel in Pflanzenzellen enthaltene Stärke oder Zucker, aber auch Strukturkohlenhydraten wie Cellulose und Hemicellulosen, werden in hohen Konzentrationen die flüchtigen Fettsäuren Acetat, Propionat und Butyrat freigesetzt. Futterprotein und Nicht-Protein- Stickstoffverbindungen (z.B. Harnstoff) werden von den Pansenbakterien zu Ammoniak degradiert und schließlich zur Synthese von Nukleinsäuren oder von mikrobiellem Protein verwendet, welches dem Wiederkäuer später in der intestinalen Proteinverdauung zur Verfügung steht. Das mikrobielle Protein stellt mit 70-100 % die Hauptquelle der im Dünndarm resorbierten Aminosäuren für den Wirt dar
(SCHWAB et al. 2005) und wird überwiegend aus dem Ammoniakpool im Pansen synthetisiert (38-80 % des Futterproteins gehen in MP über; PACHECO &
WAGHORN 2008).
Auch wenn die Protozoen im Rahmen der Fermentation nur eine geringe Rolle spielen und sie für den Wiederkäuer nicht essentiell sind, fällt ihnen eine vielschichtige Aufgabe zu. Sie produzieren Hemicellulasen und helfen somit beim Zellwandabbau der Futterbestandteile und den darin enthaltenen Kohlenhydraten.
Zudem fungieren sie als Wegbereiter für die bakterielle Fermentation. Protozoen nehmen außerdem leicht fermentierbare Futter-Kohlenhydrate schnell auf und speichern diese als Glykogen in ihren Amyloplasten. Auf diese Weise übernehmen die Protozoen eine Pufferfunktion und entziehen leicht fermentierbare Kohlenhydrate dem bakteriellen Fermentationsprozess und der zu schnellen Überführung in kurzkettige Fettsäuren. Somit führen sie zu einer Stabilisierung/geringeren Absenkung des Pansen-pH und schützen vor einer überschießenden Produktion von kurzkettigen Fettsäuren. Zu den weiteren Funktionen der Protozoen gehört die Populationskontrolle der Pansenbakterien. Sie können zum einen ein Überwuchern unter Normbedingungen verhindern, aber auch das Wachstum pathogener Keime eindämmen (NEWBOLD et al. 2001). Die höchsten Protozoenanteile sind bei 40-60
% Kraftfutteranteil in der Ration festgestellt worden (DEHORITY & ORPIN 1988;
TOWNE et al. 1988), allerdings in Abhängigkeit von der Abbaubarkeit der Kohlenhydrate.
Den Pilzen fällt eine untergeordnete Rolle als eine Art Bakterienanker an Futterpartikeln zu. Sie können aber bis zu 25 % der mikrobiellen Masse ausmachen (STEWART et al. 1986). Sie siedeln auf Futterpartikeln und bewirken mit ihren Hyphen eine Auflockerung der Zellwandbestandteile und machen diese dadurch besser angreifbar für bakterielle Enzyme. Ebenso sorgen sie durch ihre Besiedelung für eine Oberflächenvergrößerung der Futterpartikel und bieten partikelassoziierten Bakterien eine bessere Ansiedlungsgrundlage für die eigentlichen cellulolytischen Prozesse (VON ENGELHARDT & BREVES 2005).
1.2.2. Ruminohepatischer Kreislauf
Da es dem Wiederkäuerorganismus nicht möglich ist, für Stickstoff in Zeiten ausreichender Versorgung Speicher anzulegen (HOEKSTRA et al. 2007), wie es für Kohlenhydrate oder Fette erfolgt, die mikrobielle Flora aber auf eine konstante Versorgung mit Stickstoffverbindungen angewiesen ist, hat sich mit dem ruminohepatischen Kreislauf ein Recycling-Mechanismus entwickelt, der auch in Mangelzeiten eine ausreichende Versorgung der Pansenflora mit Stickstoff gewährleistet. Abhängig von der ruminalen Ammoniakkonzentration (CHALMERS et al. 1976) wird ein Teil des Ammoniaks, der im Pansen aufgrund seines pKs-Wertes überwiegend als Ammonium vorliegt (NH3/NH4+), durch die Pansenwand resorbiert, gelangt ins Blut und über die Portalvene in die Leber. Da Ammoniak zytotoxische Eigenschaften aufweist, wird dieser in der Leber zu Harnstoff entgiftet und in das Blut abgegeben. KAUFMANN (1982) fand einen Zusammenhang zwischen erhöhten ruminalen Ammoniakkonzentrationen und erhöhten Plasmaharnstoffgehalten. Aus dem Pansen resorbierter Ammoniak ist bei Wiederkäuern allerdings nicht die einzige NH3-Quelle für die Harnstoffbildung. Wie bei allen Säugetieren, stellt Harnstoff das Stoffwechselendprodukt aus dem Aminosäurestoffwechsel des intestinalen Proteinverdaus und Muskelstoffwechsels dar. Der Plasmaharnstoff wird beim Wiederkäuer in Abhängigkeit von der N-Versorgungslage in unterschiedlich hohen Anteilen in den Pansen zurückgeführt, bzw. über die Nieren (und Milchdrüse) ausgeschieden. Eine Vielzahl von Arbeiten geht davon aus, dass die Höhe des Plasmaharnstoffgehaltes einen Indikator für die Versorgungslage des Wiederkäuers mit pansenabbaubarem Stickstoff darstellt (ROBINSON et al. 1991; RODRIGUEZ et al. 1997; MONTEILS et al. 2002). Bei N-Überversorgung oder durch andere Faktoren limitierten N-Umsatz (z.B. Energie-, Schwefel- oder Phosphormangel) und folglich hohen ruminalen Ammoniakkonzentrationen, wird der Harnstoff zum überwiegenden Teil über die Nieren ausgeschieden. Bei N-Unterversorgung allerdings wird der quantitative Anteil des aus dem Blut in den Pansen zurück transportierten Harnstoffes erhöht, der Anteil renal ausgeschiedenen Harnstoffes wird verringert (REYNOLDS & KRISTENSEN 2008). Der rezyklierte Harnstoff wird über die
Speicheldrüsen und über die Pansenwand (HOUPT 1970) in den Pansen abgegeben. SOMERS (1961) zeigte eine positive Korrelation zwischen der Speichelharnstoffkonzentration und der Plasmaharnstoffkonzentration. Abhängig von der Fütterung betragen die Mengen von über den Speichel dem Pansen zufließenden endogenen N zwischen 0,2 und 1,9 g/Tag (DOYLE et al. 1982).
DOMINGUE et al. (1991) errechneten eine scheinbare N-Sekretion über den Speichel für Ziegen von 13,0 mg/g aufgenommener oS und für Schafe von 3,3 mg/g aufgenommener oS aus, was bei einer durchaus üblichen Aufnahme von 1 kg oS/Tag einer über den Speichel abgegebenen N-Menge von 13 bzw. 3,3 g/Tag entspräche. Eine zu vernachlässigende Menge von N entspringt abgeschilferten Pansenepithelzellen. Endogener N dient dann der mikrobiellen Flora als Substrat für die Aufrechterhaltung des mikrobiellen Wachstums und Proteinsynthese in Mangelsituationen. Zwischen 40 und 80 % des in der Leber produzierten Harnstoffes können bei der Ziege auf diesen Wegen in den Gastrointestinaltrakt abgegeben werden (HARMEYER & MARTENS 1980). Bei Fütterung N-freier Basisdiät an Hammel bestimmten POTTHAST et al. (1977) den gesamten endogenen N-Zufluß auf insgesamt 2,2 g/Tag, unter Zufütterung von 300 g Saccharose sogar auf 9,5 g/Tag. SIDDONS et al. (1985) zeigten bei Schafen unter Silage- und Heu-Fütterung Transportraten von Harnstoff zum Pansen von 1,7 – 3,5 g/Tag, zum weiteren Verdauungstrakt gar bis zu 7,9 g/Tag.
Mikrobielle Ureasen spalten den Harnstoff, teils bereits beim Übertritt aus dem Pansenepithel in das Lumen (HOUPT & HOUPT 1968; CHENG & COSTERTON 1980) innerhalb kürzester Zeit zu Ammoniak und Kohlenstoffdioxid und stellen ihn der mikrobiellen Synthese zur Verfügung.
1.2.3. Überblick über bekannte fütterungsbedingte Einflüsse auf die mikrobiellen Fermentations- und Syntheseprozesse
Es ist bekannt, dass sich sowohl Energie-, Stickstoff- als auch Phosphatmangel hemmend auf die mikrobielle Fermentations- und Syntheseleistung ausüben.
Stickstoff wird beim Zellwachstum für den Aufbau mikrobiellen Proteins benötigt, ebenso wie für den Aufbau von Nukleinsäuren. Für die Synthese von Nucleinsäuren stellt auch Phosphat einen limitierenden Faktor dar. Mangelt es an einem der beiden Elemente, so ist die mikrobielle N-Assimilation und Bakterienvermehrung reduziert und der Abbau von Futterpartikeln verlangsamt sich (LESSMANN 1985). Da auch für mikrobielle Stoffwechselprozesse Energie benötigt wird, wirkt ein Energiemangel in der Fütterung reduzierend auf Fermentationsprozesse und Zellwachstum (PACHECO et al. 2008; KEBREAB et al. 2002; CLARK et al. 1992).
Herrscht hingegen ein Überschuss an beispielsweise leicht fermentierbaren Kohlenhydraten, insbesondere in Kombination mit strukturarmer Fütterung, besteht die Gefahr einer Pansenacidose. Durch einen geringen Strukturgehalt wird die Wiederkauaktivität herabgesetzt und es erfolgt ein reduzierter Speichelfluß in den Pansen. Der dadurch bedingt reduzierte Puffer-Zufluss führt bei einer vermehrten Produktion von kurzkettigen Fettsäuren zu einer mangelnden Stabilisierung und Absenkung des Pansen-pH; Konsequenz ist eine vermehrte Besiedlung mit Milchsäurebakterien. Sobald der pH aufgrund eines zu schnellen Kohlenhydratabbaus dauerhaft auf unter 5,5 (EADIE et al. 1970) bzw. 6,0 (KOTARSKI et al. 1992) absinkt, sind Protozoen infolge der Milieuveränderung nicht mehr überlebensfähig und die Populationsdichte verringert sich. Ebenfalls ist die cellulolytische Aktivität von Bakterien bei tiefen pH-Werten reduziert (BYERS 1974).
Demgegenüber steht, dass proportional zur Abbaurate der Kohlenhydrate, die Wachstumsrate der Pansenmikroorganismen zunimmt, sofern ausreichend Stickstoff für eine erhöhte Synthese zur Verfügung steht (RUSSELL et al. 1986). Versuche mit einer Basisration mit zuckerbasierter Supplementierung zeigten eine Reduzierung der Ammoniak-Konzentrationen (OBARA & DELLOW 1994; CARRUTHERS & NEIL 1997). LEE et al. (2002) und HRISTOV et al. (2005) zeigten ähnliches unter Zufütterung wasserlöslicher Kohlenhydrate. ROOKE et al. (1987) legten als Erklärung eine höhere Ausnutzung des NH3-N und vermehrte Assimilation in mikrobielles Protein aufgrund der leichter verfügbaren Energie nahe. Alternativ wird auch eine Verringerung der Nutzung von Aminosäuren als Energiequelle für die Pansenmikroben vorgeschlagen (NOCEK & RUSSELL 1988). Entsprechend ist zu
folgern, dass eine moderate Stärkeversorgung ohne zu tiefes Absinken des pH sowohl zu einem vermehrten Bakterienwachstum, als auch einem vermehrtem Abbau von Strukturkohlenhydraten folgt. Sinkt der pH durch eine Überversorgung mit Stärke zu tief, wird der Abbau von Strukturproteinen gehemmt (JOANNING 1981;
BRINK & STEELE 1985). Ein Grund hierfür kann die reduzierte Protease- und Desaminase-Aktivität sein, die bei pH-Veränderungen von 6 - 7 auf 5,5 erfolgt, wie ERFLE et al. (1982) in vitro herausfanden. Andere Autoren gehen aber vielmehr von einem indirekten Effekt des pH aus, z.B. über eine pH-induzierte Veränderung der mikrobiellen Gemeinschaft und Reduzierung proteolytisch aktiver Organismen (RUSSEL & HESPELL 1981).
1.2.3.1. Folgen von Veränderungen in der N-Versorgung
1.2.3.1.1. Auswirkungen der N-Versorgung auf die ruminalen SCFA- Konzentrationen
Die Produktion kurzkettiger Fettsäuren ist vom Gehalt an Struktur- und Nicht- Strukturkohlenhydraten abhängig. Strukturkohlenhydrate, die überwiegend aus Cellulose und Hemicellulosen bestehen, machen den größten Anteil der Kohlenhydrate in der Wiederkäuerration aus. Die Geschwindigkeit des Kohlenhydratabbaus wird allerdings oft über Veränderungen des Rationsgehaltes an Nichtstruktur-Kohlenhydraten (vor allem Stärke) gesteuert. Stärke wird extrazellulär enzymatisch durch amylolytische Bakterien zersetzt (FRENCH 1973). Für die nicht- Amylose- und Amylopektin-haltigen Bestandteile der Stärke kommen weitere Enzyme zum Einsatz (CONE 1991), da die Stärkegranula an der Oberfläche unterschiedliche Beschaffenheiten aufweisen können (z.B. oberflächliche Lipidschichten; GALLANT & GUILBOT 1973; MORRISON & CONVENTRY 1989), durch die Abbaurate und Verfügbarkeit bestimmt werden (LARSSON & MIEZIS 1979). Als Produkte entstehen neben CO2 und CH4 die flüchtigen Fettsäuren, überwiegend Acetat, Propionat und Butyrat in von der Rationszusammensetzung abhängigen Verhältnissen. LESSMANN (1985) zeigte bei gleichbleibendem Rations-
N-Gehalt unter Phosphordepletion eine verringerte Proteinsynthese, allerdings keinen Einfluss auf die mittleren Konzentrationen der SCFA (Depletion: 71,9 mmol/l und Repletion: 68,6 mmol/l) oder ihre Verhältnisse zueinander (Depletion: 66:21:13 bzw. Repletion 68:19:13). LEE et al. (2002) supplementierten bei Bullen Rationen mit nahezu identischem Rp-Gehalt mit wasserlöslichen Kohlenhydraten. Bei der zugefütterten Gruppe folgte ein signifikanter Abfall der Ammoniakkonzentrationen im Pansen, aber keine Veränderung in der Gesamtkonzentration der SCFA. Allerdings war die mittlere Konzentration von Acetat bei der Kontrollration (40,4 vs. 37,7 mmol/l) höher, dagegen war die Konzentration von Propionat bei der supplementierten Gruppe höher (12,4 vs. 13,7 mmol/l).
1.2.3.1.2. Auswirkungen der N-Versorgung auf den ruminalen Proteinumsatz
Bei einer unzureichenden Versorgung mit N kann der Abbau von Strukturkohlenhydraten gehemmt werden (NOCEK & RUSSELL 1988). Hemi- Cellulose spaltende Bakterien wachsen nur langsam und nutzen NH3 als Quelle für ihr Wachstum und produzieren ähnlich den amylolytischen Bakterien kurzkettige Fettsäuren, entsprechend werden sowohl Bakterienwachstum als auch cellulolytische Prozesse durch eine Minderversorgung mit N reduziert. Dies kann zum einen hervorgerufen werden durch einen absolut zu geringen Gehalt von N im Futter oder einen zu geringen Anteil von pansenabbaubarem Protein (RDP). Bei Unterversorgung von pansenverfügbarem N können die Ammoniakspiegel auf die unter die von SATTER & SLYTER (1974) und SATTER & ROFFLER (1975) für optimale Pansenfermentation empfohlenen 3,6 mmol/l absinken. RIEMEIER (2004) zeigte an Rindern niedrigere Werte bei einer RNB von -0,6, 90 Minuten nach der Fütterung. PIATKOWSKI et al. (1990) geben hierfür einen Bereich von 4-6 mmol/l an, HUME et al. (1970) geben als Optimalbereich hingegen 6,3 – 8,1 mmol/l an. Als kritische Untergrenze werden von SATTER & ROFFLER (1975) 1,4 mmol/l angegeben, demgegenüber stehen die Ergebnisse von SCHAEFER et al. (1980),
dass bei Konzentrationen von 1,5 mmol/l noch immer 95 % des maximalen Bakterienwachstums möglich sind. LEE et al. (2002) erreichten bei einer Ration mit 10,3 % Rp/T und Zufütterung von wasserlöslichen Kohlenhydraten sogar Werte von knapp 1 mmol/l, ohne Einbußen in der mikrobiellen Proteinsynthese im Vergleich zur Kontrollration (9,9 % Rp/T, 1,9 mmol NH3/l) aufzuweisen. Die gemessenen Werte für die Effizienz der mikrobiellen Proteinsynthese lagen mit 15,9 bzw. 17,8 g mikrobielles Protein (MP)/ kg verdaute oS allerdings deutlich unter den Empfehlungen von 30 g MP/kg oS für Rinder (Agricultural Research Council (ARC), 1980). Die Autoren schlussfolgern eine N-Limitierung in ihrem Versuch. STERN & HOOVER (1979) fassten 64 Untersuchungen über die Proteinsynthese bei sowohl Schafen als auch Rindern zusammen und errechneten eine mittlere mikrobielle Proteinsynthese von 16,1 g/100 g verdaute oS. In Abhängigkeit der Rationszusammensetzungen und Versuchskonzepte variierten die Einzelwerte von 6,3 g bis 30,7 g/100 g verdauter oS und liegen somit deutlich höher. HUME et al. (1970) schilderte, dass die maximale mikrobielle Proteinsynthese/100 g verdauter oS 20 g überschreiten könne. Die mikrobielle Proteinsynthese hängt außerdem von dem Verhältnis von im Pansen verfügbarer Energie und Stickstoffmenge ab (CLARK et al. 1992). RIEMEIER (2004) zeigte an Rindern Syntheseraten von 7,7 – 8,8 g mikrobiell synthetisiertes Protein/MJ ME. LEBZIEN et al. (1996b) zeigten dafür einen Variationsbereich von 7,1 – 14,0 g /MJ ME mikrobiell synthetisiertes Protein.
Zu hohe Ammoniakspiegel sind ein Hinweis darauf, dass die mikrobielle Proteinsynthese nicht ausreicht, um den zur Verfügung stehenden Ammoniak zu nutzen (FARRIES & KRASNODEBSKA 1972). KIRKPATRICK & KENNELLY (1989) zeigten, dass auch die N-Quelle (Rapsextraktionsschrot versus Sojaextraktionsschrot) einen Einfluss auf Pansenfermentation und mikrobielle Proteinsynthese hatte. Steigender Rp-Gehalt hatte steigernden Einfluss auf die ruminalen NH3-Spiegel. Eine Erhöhung beider Rationen von 16,5 auf 19 % Rp/T führte zu einer Erhöhung der mittleren NH3-Konzentrationen von 10,9 auf 13,2 mmol/l bei Rapsextraktionsschrot und von 11,2 auf 17,7 mmol/l bei Sojaextraktionsschrot.
MERCER et al. (1980) fütterten Schafen isoenergetisch und mit gleichen Rations-N- Gehalt mit Fischmehl, Erdnussmehl und Harnstoff als N-Quellen. Die höchste
