Verlag: Deutsche Veterinärmedizinische Gesellschaft Service GmbH 35392 Gießen · Frankfurter Str. 89 · Tel.: 06 41/ 2 44 66 · Fax: 06 41/ 2 53 75
e-mail: Geschaeftsstelle @dvg.net · Homepage: http://www.dvg.net ISBN 3-938026-49-9
Hannover 2005 Martina Zöller
Pathogenetische Untersuchungen zum Wasting Marmoset Syndrom bei Weißbüschelaffen
(Callithrix jacchus)
INAUGURAL-DISSERTATION
zur Erlangung des Grades einer
DOKTORIN DER VETERINÄRMEDIZIN
(Dr. med. vet.)
durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
Vorgelegt von
Martina Zöller
aus Duisburg
Hannover 2005
1. Auflage 2005
© 2005 by Verlag: Deutsche Veterinärmedizinische Gesellschaft Service GmbH, Gießen Printed in Germany
ISBN 3-938026-49-9
Verlag: DVG Service GmbH Frankfurter Straße 89
35392 Gießen 0641/24466 geschaeftsstelle@dvg.net
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Pathogenetische Untersuchungen zum Wasting Marmoset Syndrom bei Weißbüschelaffen
(Callithrix jacchus)
I N A U G U R A L - D I S S E R T A T I O N zur Erlangung des Grades einer DOKTORIN DER VETERINÄRMEDIZIN
(Dr. med. vet.)
durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
Vorgelegt von Martina Zöller
aus Duisburg
Hannover 2005
Wissenschaftliche Betreuung:
Univ. Prof. Dr. F.- J. Kaup
1. Gutachter: Univ. Prof. Dr. F.- J. Kaup 2. Gutachter: Apl. Prof. Dr. M. Böer
Tag der mündlichen Prüfung: 24.11.2005
Meiner Familie
1 EINLEITUNG... 11
2 LITERATURÜBERSICHT... 13
2.1 DER WEIßBÜSCHELAFFE (CALLITHRIX JACCHUS)... 13
2.2 DAS WASTING MARMOSET SYNDROM (WMS) ... 15
2.2.1 Klinische Veränderungen... 16
2.2.2 Pathologie... 20
2.2.3 Ätiologie... 25
2.2.4 Therapie ... 29
2.3 CHRONISCHE KOLITIDEN BEI KRALLENAFFEN... 32
3 EIGENE UNTERSUCHUNGEN ... 36
3.1 MATERIAL UND METHODEN... 36
3.1.1 Tiere ... 36
3.1.2 Tierärztliche Bestandsbetreuung ... 40
3.1.3 Postmortale Untersuchung und Gewinnung von Probenmaterial ... 42
3.1.4 Präparation für die lichtmikroskopische Untersuchung ... 42
3.1.5 Befunderhebung und Dokumentation ... 43
3.1.6 Immunhistochemische Untersuchungen... 47
3.1.7 Blutuntersuchung... 48
3.1.8 Urinuntersuchung ... 49
3.1.9 Mikrobiologische und parasitologische Untersuchung ... 49
3.1.10 Stammbaumanalysen ... 51
3.2 ERGEBNISSE... 52
3.2.1 Allgemeine Daten und klinische Verlaufsuntersuchungen ... 52
3.2.2 Pathologisch-anatomische Untersuchungen ... 58
3.2.3 Lichtmikroskopische Untersuchungen ... 61
3.2.3.1 Pathohistologie der Darmproben ... 61
3.2.3.2 Immunhistochemische Untersuchungen der Darmproben... 79
3.2.3.3 Pathohistologie der übrigen Organe ... 86
3.2.4 Blutuntersuchungen... 97
3.2.4.1 Hämatologische Untersuchungen... 97
3.2.4.2 Serologische Untersuchungen... 98
3.2.5 Urinuntersuchungen ... 99
3.2.6 Mikrobiologische und parasitologische Untersuchungen ... 99
3.2.7 Stammbaumanalysen ... 102
4 DISKUSSION ... 103
4.1 KLINISCHE ASPEKTE... 103
4.2 PATHOMORPHOLOGIE DES INTESTINALTRAKTES... 111
4.3 PATHOMORPHOLOGIE DES ORGANSPEKTRUMS... 115
4.4 ÄTIOLOGISCHE UNTERSUCHUNGEN... 122
4.5 ÜBERLEGUNGEN ZUR PATHOGENESE... 124
4.6 VERGLEICH DER BEIDEN LABORTIERHALTUNGEN... 127
4.7 DEFINITION FÜR DAS WASTING MARMOSET SYNDROM... 128
5 ZUSAMMENFASSUNG... 131
6 SUMMARY ... 134
7 LITERATURVERZEICHNIS ... 136
8 ANHANG ... 145
8.1 PROTOKOLLE FÜR DIE HISTOLOGIE... 145
8.1.1 Hypercenter XP-Protokoll ... 145
8.1.2 Fixierlösungen ... 145
8.1.3 Phosphatpuffer ... 145
8.1.4 Hämalaun&Eosin-Färbung ... 146
8.1.5 Berliner-Blau-Reaktion (Eisennachweis nach Perls)... 147
8.1.6 Periodic-Acid-Schiff-Reaktion (PAS)... 148
8.1.7 Giemsa-Färbung... 149
8.1.8 Von Kossa-Färbung (Kalknachweis)... 149
8.2 PROTOKOLLE FÜR DIE MIKROBIOLOGIE... 151
8.2.1 Blutagar-Platte ... 151
8.2.2 MacConkey-Agar ... 151
8.2.3 Salmonellen-Platte... 151
8.2.4 Campylobacter-Platte ... 151
8.3 PROTOKOLLE FÜR DIE PARASITOLOGIE... 152
8.3.1 Lugolsche Lösung... 152
8.3.2 Modifizierte Ziehl-Neelsen-Färbung (Kinyoun-Färbung) ... 152
8.3.3 Methylenblaufärbung ... 153
8.4 PROTOKOLLE UND LÖSUNGEN FÜR DIE IMMUNHISTOCHEMIE... 154
8.4.1 Zitratpuffer ... 154
8.4.2 Versuchsprotokoll CD3, CD 20 und MAC ... 154
8.5 GÖTTINGER MISCHUNG II... 156
8.6 ANHANGSTABELLEN... 157
8.7 STAMMBÄUME... 161
Abkürzungsverzeichnis
Abb. Abbildung
ALT Alanin-Amino-Transferase (=GPT) AP alkalische Phosphatase
Aqua bidest. doppelt destilliertes Wasser Aqua dest. destilliertes Wasser
AST Serumaspartat-Amino-Transferase (=GOT) BALT bronchus associated lymphoid tissue BUN blood urea nitrogen (Harnstoff im Blut) bzw. beziehungsweise
° C Grad Celsius
ca. circa
Ca-EDTA Kalzium-Ethylendiamintetraazetat CD Crohn´s disease (Morbus Crohn)
CK Kreatinkinase
cm Zentimeter
CWD Chronic Wasting Disease DAB Diaminobenzidin d. h. das heißt Diagr. Diagramm dl Deziliter
DPZ Deutsches Primatenzentrum E. coli Escherichia coli
ELISA enzyme-linked immunosorbent assay et al. und Mitarbeiter
evtl. eventuell
Fa. Firma
g Gramm
GALT gut associated lymphoid tissue (Darmschleimhautimmunsystem) ggr. geringgradig
ha Hektar H.&E. Hämatoxilin-Eosin
hgr. hochgradig
IBD inflammatory bowel disease i. m. intramuskulär
Ig Immunglobulin kg Kilogramm
KGW Körpergewicht
l Liter L. Lamina
LDH Laktatdehydrogenase M molar
MBD metabolic bone disease (metabolische Knochenkrankheit) MCH mean corpuscular hemoglobin (mittlere Hämoglobingehalt des
einzelnen Erythrozyten)
MCV mean corpuscular volume (mittleres Volumen des einzelnen Erythrozyten)
MCHC mean corpuscular hemoglobin concentration (mittlere korpuskuläre Hämoglobinkonzentration)
mg Milligramm mgr. mittelgradig min Minute ml Milliliter NaCl Natriumchlorid
PBS phosphate buffered saline (Phosphatpuffer) PCV-2 porzines Circovirus Typ 2
PrPCWD CWD-spezifisches Protease-resistentes Prionprotein s Sekunde
SABC Streptavidin-Biotin-Komplex
sp. Spezies Tab. Tabelle u. a. unter anderem
UC ulcerative colitis (ulzerative Kolitis) v. a. vor allem
WMS Wasting Marmoset Syndrom z. B. zum Beispiel
1 Einleitung
Das Wasting Marmoset Syndrom (WMS) stellt ein bislang ungeklärtes Krankheitsbild bei verschiedenen Krallenaffenspezies in Gefangenschaftshaltung dar und führt aufgrund einer hohen Morbiditäts- und Mortalitätsrate zu erheblichen Problemen in Zoo- und Labortierhaltungen (KING 1976; IALEGGIO u. BAKER 1995). Unter den Callitrichiden sind insbesondere die im ostbrasilianischen Regenwald beheimateten Weißbüschelaffen (Callithrix jacchus) von der Erkrankung betroffen. Da Weißbüschelaffen aufgrund ihrer hohen Anpassungsfähigkeit an die Bedingungen in Gefangenschaftshaltung und ihrer relativ hohen Reproduktionsrate in menschlicher Obhut als biomedizinische Modelle in verschiedenen Forschungsbereichen dienen, sind detaillierte Kenntnisse über das Krankheitsspektrum dieser Tiere unerlässlich.
Bei dem Wasting Marmoset Syndrom handelt es sich um eine pathogenetisch und ätiologisch unklare Erkrankung, die durch ein heterogenes Krankheitsbild mit variabler klinischer Manifestation gekennzeichnet ist. Als klinisches Leitsymptom wird ein progressiver Gewichtsverlust bei erhaltener Futteraufnahme angesehen, der mit einer fortschreitenden Verschlechterung des Allgemeinzustandes einher geht (POTKAY 1992; SAINSBURY et al. 1992; LOGAN u. KHAN 1996). Weitere klinische Symptome und pathomorphologische Merkmale des WMS umfassen chronische Diarrhoe, Alopezie, Muskelatrophie, chronische Kolitis sowie Leber- und Nierenalterationen. Obwohl es hinsichtlich der Entstehung und Entwicklung des WMS keine gesichterten Erkenntnisse gibt, deuten neuere Untersuchungen auf eine zentrale Rolle entzündlicher Darmveränderungen in der Pathogenese des WMS hin (QUOHS 2003; BONGARD 2005).
Der Schwerpunkt der vorliegenden Arbeit liegt in umfangreichen pathohistologischen und immunhistochemischen Untersuchungen des Intestinaltraktes, die bei insgesamt 23 Weißbüschelaffen mit klinischer WMS - Symptomatik durchgeführt werden.
Darüber hinaus werden klinische Verlaufsuntersuchungen, pathomorphologische Untersuchungen der übrigen Organsysteme und diverse ätiologische
Untersuchungen durchgeführt mit dem Ziel, das Krankheitsbild des WMS einheitlich zu definieren, pathogenetische Zusammenhänge zu erfassen und Hinweise auf mögliche kausale Faktoren zu erhalten.
2 Literaturübersicht
2.1 Der Weißbüschelaffe (Callithrix jacchus)
Weißbüschelaffen (Callithrix jacchus) sind Neuweltaffen (Platyrrihini). Sie gehören zu der Familie der Krallenaffen (Callitrichidae) und werden der Gattung Callithrix zugeordnet. Die Familie der Krallenaffen umfasst insgesamt 4 Gattungen: Cebuella, Callithrix, Saguinus und Leontopithecus. Aufgrund von Unterschieden in der Zahnmorphologie wird eine weitere Einteilung der Gattungen in Tamarine (Saguinus und Leontopithecus) und Marmosetten (Cebuella und Callithrix) vorgenommen (GEISSMANN 2003). Während bei den Marmosetten die Schneidezähne des Unterkiefers ebenso lang sind wie die benachbarten Eckzähne (“short-tusked“), sind bei den Tamarinen die unteren Eckzähne deutlich länger als die Schneidezähne (“long-tusked“) (NOWAK 1999). Bezüglich der Zuordnung weiterer Arten und Unterarten zu der Gattung Callithrix existieren in der Literatur keine einheitlich Angaben, da sich die Zahl der Taxa aufgrund von Neuentdeckungen und geänderten taxonomischen Kriterien fortwährend ändert.
Krallenaffen weisen eine Reihe von charakteristischen Merkmalen auf, die sie deutlich von anderen Neuweltaffen unterscheiden (FORD 1980). Neben ihrer geringen Körpergröße fällt auf, dass an allen Fingern und Zehen mit Ausnahme des Hallux krallenförmig verlängerte Nägel ausgebildet sind. Die Großzehe hingegen trägt den für Primaten typischen Plattnagel (WOLTERS u. IMMELMANN 1988). Das Gebiss von Krallenaffen ist durch das Fehlen der dritten Molaren in Ober- und Unterkiefer sowie durch die Dreihöckrigkeit der oberen, ersten Molaren gekennzeichnet. Besonderes reproduktionsbiologisches Kennzeichen der Callitrichiden ist das Auftreten von Zwillingsgeburten als Regelfall. Bei den dizygoten Zwillingen von Marmosetten werden als Folge einer fusionierten Chorionmembran plazentäre Gefäßanastomosen ausgebildet, so dass die Feten sich ein Paar diskoider Plazenten teilen und einen gemeinsamen Plazentarkreislauf haben. Durch den gegenseitigen Zellaustausch werden die Zwillinge als Blut- und
Stammzellchimären geboren und weisen identische genetische Fingerabdrücke auf.
(GEISSMANN 2003, HEARN 1983).
Weißbüschelaffen (Callithrix jacchus) sind baumbewohnende Primaten, die in den subtropischen und tropischen Regenwäldern Ostbrasiliens beheimatet sind. Mit einer Körperlänge von ca. 16 bis 21 cm (ROWE 1996) und einem Normalgewicht von 300 bis 350 g (RICHTER 1984) zählen sie zu den kleinsten simischen Primaten. Sie sind tagaktiv und leben in erweiterten Familienverbänden oder kleinen, relativ stabilen Gruppen mit bis zu 15 Tieren (ROWE 1996). Weißbüschelaffen zeigen eine äußerst flexible Sozialstruktur. Es sind je nach Gruppe monogame, polygyne oder polyandrische Paarungssysteme zu beobachten (DIGBY 1994). Der ovarielle Zyklus der weiblichen Tiere dauert 28 Tage; wie bei den meisten Neuweltaffen findet keine Menstruation statt. Nach einer Tragezeit von ca. 148 Tagen treten Geburten mit Wurfgrößen von ein bis drei Jungtieren (meist dizygote Zwillinge) vorwiegend von März bis April und von Oktober bis November auf. Der Nachwuchs wird kooperativ innerhalb der Familie bzw. Gruppe aufgezogen (NOWAK 1999). Eine Besonderheit im Reproduktionsverhalten von Weißbüschelaffen ist die Unterdrückung der Fortpflanzung bei rangtiefen Weibchen. In jeder Gruppe züchtet ausschließlich das ranghöchste Weibchen, während bei den anderen weiblichen Tieren aufgrund von Störungen des Zyklus keine Ovulation stattfindet. Der Ovulationsblock beruht auf einer verminderten Sekretion des Gonadotropin-Releasing-Hormons aus dem Hypothalamus. Als inhibierende Faktoren werden sowohl Pheromone als auch einschüchternde Verhaltensweisen des dominanten Weibchens diskutiert (ABBOTT et al. 1993).
Das Nahrungsspektrum von Weißbüschelaffen umfasst neben Früchten und tierischen Komponenten (Insekten, Spinnen, kleine Wirbeltiere, Vogeleier) hauptsächlich Baumsäfte. Die Exsudate von Gummi- und Kautschukbäumen versorgen die Krallenaffen mit hochwertigen Kohlenhydraten und wichtigen Mineralstoffen (ROWE 1996). In Anpassung an die Exsudativorie befindet sich auf der Außenseite der Schneidezähne des Unterkiefers eine kantenartige Erhöhung des
Zahnschmelzes. Diese besondere Zahnstruktur ermöglicht das Benagen der Baumrinde, wodurch der Fluss von pflanzlichen Exsudaten stimuliert wird (RYLANDS u. DE FARIA 1993). Die Größe der Streifgebiete von Weißbüschelaffen wird primär von dem Angebot an exsudatproduzierenden Bäumen bestimmt und schwankt zwischen 0,5 und 28 ha (NOWAK 1999).
Weißbüschelaffen werden aufgrund ihrer hohen Anpassungsfähigkeit an die Bedingungen in Gefangenschaftshaltung und ihrer relativ hohen Reproduktionsrate in menschlicher Obhut als biomedizinische Modelle in verschiedenen Forschungsbereichen eingesetzt. Hinsichtlich der Haltung und des Managements und der biologischen und physiologischen Grundlagen liegen umfangreiche Daten aus zahlreichen wissenschaftlichen Untersuchungen zu dieser Spezies vor (RICHTER 1984). Weißbüschelaffen werden eingesetzt für Untersuchungen zur Onkogenese bei Virusinfektionen, zum Studium infektiöser Hepatitisformen und anderer viraler Erkrankungen. Für immunologische Fragestellungen sind sie aufgrund des Chimärismus ein bevorzugtes Tiermodell (HERNANDEZ u. GARCIA 2001). Weitere Forschungsgebiete, in denen Weißbüschelaffen eingesetzt werden, sind Krebsforschung und Teratologie, Dentalerkrankungen, Neuroendokrinologie, Verhaltensforschung und Ethologie, Infektionskrankheiten, Hämatologie, Physiologie und Reproduktion, Toxikologie und Ernährungs- und Metabolismusforschung (RICHTER 1984).
2.2 Das Wasting Marmoset Syndrom (WMS)
Das Wasting Marmoset Syndrom (WMS) ist eine Erkrankung, die bei in Gefangenschaft gehaltenen Affen der Spezies Callithrix jacchus auftritt und in Versuchstiereinrichtungen und zoologischen Gärten ein ungeklärtes Problem darstellt. Seit der ersten Beschreibung durch KING (1976) im Zoo von Jersey liegen zahlreiche Berichte über dieses uneinheitliche Krankheitsbild vor, ohne dass es bisher gelungen ist, eine Ursache festzustellen. Das WMS tritt in erster Linie bei Krallenaffen auf; ein vergleichbares Krankheitsbild wurde aber auch vereinzelt bei
Saimiri sciureus (Totenkopfäffchen), Macaca mulatta (Rhesusaffen), Macaca fascicularis (Javaneraffen), Macaca arctoides (Bärenmakaken), Papio sp. (Pavianen) und Cercopithecus aethiops (Grünen Meerkatzen) beobachtet (TRIBE 1978). Das WMS ist durch eine progressive Verschlechterung des Allgemeinzustandes mit hochgradigem Gewichtsverlust gekennzeichnet (TRIBE 1978; KING 1976). Die Mortalitätsrate liegt bei etwa 60 %. Der Tod tritt häufig bereits wenige Wochen nach Auftreten der ersten Symptome ein. Die Erkrankung kann sich allerdings auch über mehrere Monate hinziehen (SHIMWELL et al. 1979; BRACK u. ROTHE 1980;
CHALIFOUX et al. 1982; RICHTER 1984; BEGLINGER et al. 1988). In Krallenaffenkolonien tritt das WMS mit einer Prävalenz von 4 - 6 % auf, wobei die Altersklasse der zwischen fünf und sieben Jahre alten Tiere am häufigsten betroffen zu sein scheint (MORIN 1983; SAINSBURY et al. 1992; QUOHS 2003). Bezüglich der Geschlechtsverteilung liegen uneinheitliche Angaben vor. Einige Untersuchungen beschreiben das gehäufte Auftreten des WMS bei weiblichen Tieren, insbesondere bei Alpha-Weibchen (BRACK u. ROTHE 1980; POLESHCHUK et al. 1988; QUOHS 2003). In der Regel wird aber von einer ausgewogenen Geschlechtsverteilung berichtet (SHIMWELL et al. 1979; MURGATROYD u.
CHALMERS 1980). Eine einheitliche Definition dieses Syndroms anhand von Literaturangaben ist bis heute nicht möglich, da kein uniformes Krankheitsbild beschrieben ist und ätiologische Aspekte nur vermutet werden können (KING 1976;
POTKAY 1992). Die folgenden Ausführungen geben einen aktuellen Überblick über die vorhandene Literatur zum Wasting Marmoset Syndrom.
2.2.1 Klinische Veränderungen
Obwohl die Berichte über das klinische Erscheinungsbild des Wasting Marmoset Syndroms hinsichtlich einzelner Symptome zum Teil stark variieren, ist es aufgrund der Häufigkeitsverteilung dennoch möglich, eine Reihe von Krankheitszeichen zu definieren, die charakteristisch für das WMS sind. Diese regelmäßig zu beobachtenden klinischen Veränderungen bilden einen Symptomkomplex, der in Abhängigkeit vom jeweiligen, individuellen Krankheitsverlauf durch weitere,
unspezifische Symptome ergänzt werden kann.
In erster Linie ist das WMS durch einen hochgradigen Gewichtsverlust bei gleichbleibender, guter Futteraufnahme gekennzeichnet (TRIBE 1978; SHIMWELL et al. 1979; BRACK u. ROTHE 1980; MORIN 1983; RICHTER 1984; POLESHCHUK et al. 1988; CROOK 1989; PFISTER et al. 1990; POTKAY 1992; SAINSBURY et al.
1992; LOGAN u. KHAN 1996). Innerhalb kurzer Zeit verlieren adulte Tiere zwischen 30 % und 50 % ihres Körpergewichtes und sind mit Endgewichten von weniger als 200 g hochgradig kachektisch (CHALIFOUX et al. 1982; MCNEES et al. 1983;
BARNARD et al. 1988; BEGLINGER et al. 1988). Bei Jungtieren in der Absetzphase werden anstelle von Gewichtsverlusten vor allem Entwicklungsstörungen und schlechte Gewichtszunahmen beobachtet (KING 1976; SHIMWELL et al. 1979). Mit der Verminderung des Körpergewichtes geht eine fortschreitende Verschlechterung des Allgemeinbefindens einher, die sich in Schwäche, Apathie und teilweise komatösen Zuständen äußert und zu einer erhöhten Empfänglichkeit für opportunistische Infektionen führt (LEWIS et al. 1987; PFISTER et al. 1990). Nicht selten müssen erkrankte Tiere aufgrund der starken Abmagerung und des schlechten Allgemeinzustandes euthanasiert werden (LOGAN u. KHAN 1996). Es sind allerdings auch Fälle bei Schnurrbarttamarinen (Saguinus mystax) beschrieben, bei denen nach einem etwa 10-wöchigen Krankheitsverlauf eine klinische Besserung und schließlich die vollständige Genesung eintrat (POLESHCHUK et al. 1988).
Im Zusammenhang mit dem Wasting Marmoset Syndrom wird regelmäßig von einer Muskelatrophie und sich daraus ergebenden Bewegungsstörungen berichtet (MCNEES et al. 1983; BARNARD et al. 1988; POTKAY 1992; LOGAN u. KHAN 1996). Von der Muskelatrophie ist vor allem die Skelettmuskulatur im Bereich des Beckens und der Hintergliedmaßen betroffen. Zunächst fallen die Tiere durch Koordinationsstörungen und steife Bewegungen auf, aus denen sich im weiteren Verlauf eine vollständige Paralyse der Hinterextremitäten entwickeln kann (BRACK u. ROTHE 1980; BEGLINGER et al. 1988). Die sensorischen Funktionen der gelähmten, meist abnormal gebeugten Gliedmaßen bleiben dabei in der Regel
erhalten, und das Bewusstsein ist nicht erkennbar gestört (BRACK u. ROTHE 1980;
SAINSBURY et al. 1992).
Veränderungen des Haarkleides sind ebenfalls ein häufiger Befund bei Tieren mit WMS. Das Fell erscheint oftmals nass bzw. fettig und hat ein stacheliges, ungepflegtes Aussehen (KING 1976; SHIMWELL et al. 1979; MORIN 1983;
BARNARD et al. 1988; POTKAY 1992; SAINSBURY et al. 1992). Bei vielen Tieren treten multifokal großflächige Alopezien am Schwanz, insbesondere am Schwanzansatz, aber auch im Bereich des Kopfes und des Rückens auf (MCNEES et al. 1983; POTKAY 1992; LOGAN u. KHAN 1996). In den haarlosen Bereichen können sich im weiteren Verlauf trockene Ulzera bilden (POLESHCHUK et al. 1988).
Ein weiteres Symptom, das relativ oft bei Tieren mit WMS beobachtet werden kann, ist chronische Diarrhoe (BARNARD et al. 1988; PRITZKER u. KESSLER 1998). Es handelt sich in der Regel um intermittierende Durchfälle mit gelblich gefärbtem Kot von schaumiger Konsistenz (KING 1976; BEGLINGER et al. 1988; POLESHCHUK et al. 1988; POTKAY 1992; LOGAN u. KHAN 1996). Nach BRACK und ROTHE (1981) kann eine Veränderung der Kotbeschaffenheit etwa eine Woche vor Auftreten der anderen Symptome festgestellt werden.
In vielen Fällen zeigen erkrankte Tiere anämische Erscheinungen in Form von blassen Schleimhäuten (BRACK u. ROTHE 1980; RICHTER 1984; BARNARD et al.
1988; BEGLINGER et al. 1988; POTKAY 1992; LOGAN u. KHAN 1996).
Hämatologische Untersuchungen zeigen, dass der Hämatokrit und der Hämoglobingehalt bei diesen Tieren zum Teil weit unterhalb des entsprechenden Referenzbereiches liegt (BEGLINGER et al. 1988; PFISTER et al. 1990; PRITZKER u. KESSLER 1998). Bei dem WMS handelt sich um eine hämolytische Anämie, die nach der Morphologie der Erythrozyten als normochrom und normozytär oder normochrom und makrozytär eingestuft wird (RICHTER 1984; LOGAN u. KHAN 1996). Als Ursache für die vorzeitige Lyse der Erythrozyten vermuteten GUTTERIDGE und Mitarbeiter (1986) eine oxidative Schädigung der zellulären
Membranlipide der Erythrozyten. Ein Mangel an Antioxidantien als ätiologischer Faktor für das WMS konnte in der anschließenden Studie allerdings nicht bestätigt werden. Die gelegentlich bei erkrankten Tieren diagnostizierte Retikulozytose, d.h.
die Erhöhung der zirkulierenden Proerythrozytenzahl, ist ein typisches Merkmal einer hämolytischen Anämie (LOGAN u. KHAN 1996). Ein besonderer hämatologischer Befund, der mit dem Wasting Marmoset assoziiert wird, ist die hohe Inzidenz von roten Einschlusskörperchen in den Erythrozyten, sogenannten Heinz bodies (SHIMWELL et al. 1979; RICHTER 1984; PFISTER et al. 1990; SAINSBURY et al.
1992; LOGAN u. KHAN 1996). Heinz bodies stellen das finale Stadium der oxidativen Denaturierung von Hämoglobin dar und werden beim Menschen als Indikator für Schäden an der Erythrozytenmembran, ausgelöst durch freie Radikale, angesehen (SAINSBURY et al. 1992). OMORPHOS und Mitarbeiter (1989) untersuchten den Einfluss von Heinz bodies auf die Membraneigenschaften von Erythrozyten in Weißbüschelaffen und zeigten, dass bei dieser Spezies keine oxidative Schädigung der Erythrozytenmembran in Gegenwart von Heinz bodies stattfindet. Die Funktion dieser Zelleinschlüsse, die häufig auch in Erythrozyten gesunder Weißbüschelaffen nachgewiesen werden können, bleibt daher weiterhin unklar. Weitere mögliche morphologischen Abweichungen der Erythrozyten von Tieren mit WMS sind Polychromasie, Anisozytose, Poikilozytose und der Nachweis von Howell-Jolly bodies (PFISTER et al. 1990; SAINSBURY et al. 1992; LOGAN u.
KHAN 1996). Das weiße Blutbild weist in der Regel keine Veränderungen auf (PFISTER et al. 1990; LOGAN u. KHAN 1996). Vereinzelt wird von einer Leukozytose berichtet, die auf eine Lymphozytose oder Neutrophilie mit Linksverschiebung zurückzuführen ist und als Folge einer Sekundärinfektion angesehen werden kann (BARNARD et al. 1988). Außerdem wird in seltenen Fällen eine erhöhte Thrombozytenzahl nachgewiesen (SAINSBURY et al. 1992; LOGAN u.
KHAN 1996).
Das Wasting Marmoset Syndrom geht fast immer mit Veränderungen des Proteinhaushaltes einher. Erkrankte Tiere weisen eine Hypoproteinämie auf, wobei in der Regel der Gehalt an Albuminen, die den größten Anteil der Globulinfraktion des
Blutes ausmachen, vermindert ist (SHIMWELL et al. 1979; POTKAY 1992; LOGAN u. KHAN 1996). Die Hypalbuminämie kann mit einer Proteinurie vergesellschaftet sein (BEGLINGER et al. 1988; PFISTER et al. 1990). Vereinzelt wird von erhöhten Fibrinogenwerten berichtet (SAINSBURY et al. 1992). Eine häufig beschriebene Veränderung der Blutenzymwerte ist die Erhöhung der Aspartat-Amino-Transferase (AST, früher GOT) und der Alkalischen Phosphatase (AP). Auch von einer Zunahme der Kreatinkinase (CK) und der leberspezifischen Alanin-Amino-Transferase (ALT, früher GPT) wird bei Tieren mit WMS berichtet. Mögliche Ursachen für die Erhöhung dieser zirkulierenden Enzymaktivitäten sind Leberschäden, Muskeldegenerationen oder chronische Defekte des Skeletts (SHIMWELL et al. 1979; BEGLINGER et al.
1988; PFISTER et al. 1990; POTKAY 1992; LOGAN u. KHAN 1996). RICHTER (1984) stellt außerdem eine besondere Anfälligkeit dieser Tiere gegenüber akuten hypoglykämischen Phasen fest, in denen der Blutglukosespiegel weniger als 40 mg/dl betragen kann und die Körpertemperatur auf bis zu 30° C absinkt. Der Vergleich von Glukose-Toleranz-Kurven bei Weißbüschelaffen konnte zeigen, dass Tiere mit WMS deutlich geringere Glukose-Serumkonzentrationen aufweisen als gesunde Marmosetten (MCNEES et al. 1983).
Im Rahmen der WMS - Forschung wurden vereinzelt Urinuntersuchungen durchgeführt. Dabei wurden regelmäßig Ketonkörper, Protein, Glukose und Blut im Harn nachgewiesen (BEGLINGER et al. 1988; PFISTER et al. 1990).
Weitere Symptome, die gelegentlich im Zusammenhang mit dem Wasting Marmoset Syndrom beobachtet werden, sind ventrale und zervikale Ödeme infolge der Hypoproteinämie sowie ein aufgeblähtes Abdomen (POTKAY 1992; SAINSBURY et al. 1992; LOGAN u. KHAN 1996).
2.2.2 Pathologie
Auch die bisherigen Beschreibungen der makroskopischen und mikroskopischen Pathomorphologie stellen sich teilweise sehr heterogen dar. Typische
Veränderungen bestimmter Organsysteme lassen sich allerdings regelmäßig nachweisen und können somit als charakteristische Veränderungen bei Tieren mit Wasting Marmoset Syndrom angesehen werden.
Dazu gehören insbesondere entzündlich degenerative Veränderungen des Intestinaltraktes, die klinisch als Diarrhoe in Erscheinung treten können, häufig aber auch symptomlos verlaufen. Bei der Sektion erscheint die gesamte Darmschleimhaut dünn (TUCKER 1984; POTKAY 1992) . Der Darm ist in der Regel leer oder enthält wenig Ingesta von weicher Konsistenz. Zäkum und Kolon sind meist stark dilatiert und aufgegast und zeigen gelegentlich Schleimhautveränderungen in Form von weißlichen Herden oder fokalen Erosionen. In seltenen Fällen können auch Pseudomembranen auf der Mukosa nachgewiesen werden. Hyperämische Veränderungen werden kaum beobachtet. Als Reaktion auf die ablaufenden Prozesse in der Darmwand sind die regionalen Mesenteriallymphknoten meist stark vergrößert (CHALIFOUX et al. 1982; LOGAN u. KHAN 1996). Histologische Untersuchungen zeigen, dass fast alle Tieren mit WMS eine chronische Enteritis aufweisen (QUOHS 2003). Da vorwiegend das Kolon betroffen ist, wird in den meisten Fällen von einer chronischen Kolitis berichtet (POTKAY 1992; SAINSBURY et al. 1992; IALEGGIO u. BAKER 1995). Die entzündlichen Veränderungen treten in unterschiedlichen Ausprägungsgraden auf, wobei überwiegend geringgradige chronische Kolitiden diagnostiziert werden (TUCKER 1984). Die Enteritis ist gekennzeichnet durch eine vorwiegend mononukleäre und polymorphnukleäre Zellinfiltration in der Lamina propria sowie durch Epithelatypien und Alterationen der Krypten. Epitheliale Atypie äußert sich in einer verdünnten Lamina propria, hyperchromatischen Epithelzellen mit hoher Mitoserate und einer vermehrten Anzahl an Becherzellen. Veränderungen der Krypten bestehen in verkürzten, teilweise verzweigten Krypten sowie Kryptabszessen. Infolge der lokalen immunzellulären Reaktion ist das darmassoziierte lymphatische Gewebe (GALT = gut associated lymphoid tissue) hyperplastisch und zeigt eine Aktivierung der Follikelstrukturen.
Weniger häufige Befunde sind Ulzerationen und Nekrosen der Darmwand, die bis an die Serosa reichen können und Zysten der Brunner-Drüsen (CHALIFOUX et al.
1982; TUCKER 1984; LOGAN u. KHAN 1996).
Bei der klinisch auffälligen Reduktion der Muskelmasse handelt es sich um eine Skelettmuskelatrophie, die ausschließlich die Typ 2-Muskelfasern betrifft. Fokale Nekrosen, Fibrosen, eine geringgradige entzündliche Zellinfiltration und hyaline Degeneration (Zenkersche Degeneration) sind weitere typische histologische Befunde im atrophierten Muskelgewebe (BRACK u. ROTHE 1980; MURGATROYD u. CHALMERS 1980; TUCKER 1984; PRITZKER u. KESSLER 1998).
MURGATROYD und CHALMERS (1980) gehen davon aus, dass die Rückbildung der Skelettmuskulatur ein sekundäres Geschehen ist und als Folge von Myodegeneration und Fibrose im Sinne einer Inaktivitätsatrophie auftritt.
Histologisch nachweisbare Nephropathien werden regelmäßig bei Tieren mit WMS beobachtet, treten makroskopisch allerdings kaum in Erscheinung. Nur in schweren Fällen haben die Nieren eine blasse Farbe und weisen eine granulierte Oberfläche auf (BRACK u. ROTHE 1981). Die pathohistologischen Befunde reichen von geringgradigen interstitiellen Entzündungszellinfiltrationen bis hin zu chronischen Nephritiden, die sowohl das interstitielle Gewebe als auch das Tubulussystem betreffen (tubulointerstitielle Nephritis). Die entzündlichen Veränderungen sind durch mononukleäre Zellinfiltrate, Fibrosen und Dilatation der Tubuli gekennzeichnet und sind insbesondere in der Nierenrinde im Bereich des kortikomedullären Übergangs lokalisiert (BRACK u. ROTHE 1980; TUCKER 1984; BEGLINGER et al. 1988;
POTKAY 1992; SAINSBURY et al. 1992). In fibrosierten Arealen lassen sich gelegentlich fokale Kalkablagerungen nachweisen. Assoziierte Glomerulumalterationen, wie mesangiale Proliferation und Atrophie von Glomerulumschlingen, stellen nach BRACK und ROTHE (1981) sekundäre Veränderungen dar. Unabhängig vom Wasting Marmoset Syndrom sind Nephropathien ein häufiger Befund bei Callitrichiden. Regelmäßig nachweisbare Nierenveränderungen lassen sich in drei Kategorien einteilen:
1. Glomerulumveränderungen (vorwiegend das Mesangium betreffend)
2. Interstitielle Läsionen 3. Tubulusveränderungen
Immunhistologische Untersuchungen an Nierenmaterial von Krallenaffen zeigen, dass mesangiale Veränderungen fast immer mit der Ablagerung von Immunglobulinenkomplexen einher gehen, wobei IgM- und IgA-Komplex- Ablagerungen überwiegen. Folglich handelt es sich bei der Nierenerkrankung der Krallenaffen um eine IgM/ IgA-Nephropathie (BRACK 1990; BRACK et al. 1999) bzw.
IgA-Nephropathie (EITNER et al. 2005), die in vieler Hinsicht den idiopathischen Immunkomplexnephropathien des Menschen ähnelt und möglicherweise ein geeignetes Modell für menschliche Nierenerkrankungen darstellt. SCHROEDER und Mitarbeiter (1999) untersuchten in diesem Zusammenhang die Beteiligung von Immunglobulinablagerungen in den Nieren von Tieren mit Wasting Marmoset Syndrom. Es konnte gezeigt werden, dass Marmosets mit glomerulären IgA- Ablagerungen häufiger an WMS erkrankten als Tiere ohne Immunglobulinnachweis.
Es ist daher anzunehmen, dass diese Immunkomplexablagerungen bei der Pathogenese des WMS von Bedeutung sind.
Auch die häufig beschriebenen pathologischen Befunde der Leber sind bei der Sektion nicht festzustellen, sondern lassen sich nur lichtmikroskopisch darstellen. Zu den hepatischen Läsionen gehören gemischtzellige entzündliche Infiltrate in den Gefäßwänden und im Interstitium, geringgradige periportale Infiltrate mit mononukleären Zellen und diffuse Hämosiderinablagerungen in den Kupfferschen Sternzellen und Hepatozyten (Hämosiderose). Auffällig ist, dass die Entzündungszellinfiltrate oftmals granulomähnliche Strukturen im Leberparenchym bilden. Seltener werden extramedulläre Hämatopoeseherde, fokale Nekrosen sowie fettige Degeneration und Gallengangshyperplasie beobachtet (CHALIFOUX et al.
1982; TUCKER 1984; POTKAY 1992; QUOHS 2003).
Bei einer Reihe von Tieren mit dem klinischen Bild des Wasting Marmoset Syndroms werden entzündliche Veränderungen des Pankreas nachgewiesen. Neben akuten bis
chronischen Pankreatitiden wird außerdem von Pankreasfibrosen und Zymogengranulaverlust des sekretorischen Pankreas berichtet. Makroskopisch fällt eine Vergrößerung und Verfestigung des Pankreas auf (BRACK u. ROTHE 1980, 1981; POTKAY 1992). Ein dem Wasting Marmoset Syndrom vergleichbares Krankheitsbild wird durch eine Infektion mit dem Nematoden Trichospirura leptostoma hervorgerufen. In Käfighaltungen werden die Würmer von den Marmosetten mit dem Zwischenwirt, der Kakerlake, aufgenommen. Zielorgan ist das Pankreas, in dem adulte Stadien und Eier im Gangsystem nachgewiesen werden können. Infolge der parasitären Besiedlung kommt es zu subakuten bis chronischen Entzündungen des periduktalen Gewebes, chronisch fibrosierenden Pankreatitiden, Parenchymnekrosen und –atrophie des exokrinen Pankreas und Proliferation des Gangsystems (BEGLINGER et al. 1988; PFISTER et al. 1990).
Die Frage, ob Knochenveränderungen zum Symptomkomplex des Wasting Marmoset Syndroms gehören, wird in der Literatur kontrovers diskutiert. Während die meisten Autoren brüchige und dünne Knochen als eines der Krankheitszeichen des WMS ansehen, sind IALEGGIO und BAKER (1995) und BARNARD und Mitarbeiter (1988) der Auffassung, dass diese Veränderungen zwar häufig im Zusammenhang mit dem WMS auftreten, aber eine unabhängig vom WMS auftretende Erkrankung darstellen, die als metabolische Knochenkrankheit bezeichnet wird (metabolic bone disease = MBD). Typische makroskopische Befunde sind weiche, biegsame Knochen und eine brüchige, papierartige Beschaffenheit der Schädeldecke. Als Folge der herabgesetzten Knochenmineralisation steigt die Inzidenz von Frakturen der Schädeldecke und des Humerus (KING 1976; MURGATROYD u. CHALMERS 1980; TUCKER 1984; BEGLINGER et al. 1988; PFISTER et al. 1990).
Radiographische Untersuchungen der Knochensubstanz ergeben ebenfalls eindeutige Hinweise für eine metabolische Knochenerkrankung. Die Tatsache, dass Knochenveränderungen auf dem Röntgenbild erst sichtbar werden, wenn mindestens 40 % der Knochenmineralien resorbiert sind, verdeutlicht das Ausmaß der Erkrankung (SAINSBURY et al. 1992).
Darüber hinaus gibt es vereinzelt Berichte über pathologische Veränderungen der Nebennieren in Form einer Vergrößerung der Glandulae suprarenales mit lymphozytärer Entzündungszellinfiltration und extramedullärer Hämatopoese. In seltenen Fällen sind die Schilddrüsen chronisch entzündet und weisen ein geringgradiges bis hochgradiges mononukleäres Zellinfiltrat (v.a. Lymphozyten) im Interstitium sowie verschiedene Stadien der Follikelzerstörung auf (BRACK u.
ROTHE 1980; TUCKER 1984). Außerdem werden bei Tieren mit WMS gelegentlich chronische Gastritiden und geringgradige Myokarditiden nachgewiesen (TUCKER 1984; BEGLINGER et al. 1988).
2.2.3 Ätiologie
Da bislang keine monokausale Ätiologie für das Wasting Marmoset Syndrom nachgewiesen werden konnte, ist von einer multifaktoriell bedingten Erkrankung auszugehen (POTKAY 1992; IALEGGIO u. BAKER 1995).
Nutritive Faktoren scheinen bei der Entstehung des Wasting Marmoset Syndroms eine zentrale Rolle einzunehmen. Besonders vor dem Hintergrund, dass sich die Nahrung von freilebenden Krallenaffen sehr stark von der Diät der in Gefangenschaft gehaltenen Tiere unterscheidet, ist es wahrscheinlich, dass diätetische Einflüsse bei der Ätiologie des WMS von Bedeutung sind (BARNARD et al. 1988; POTKAY 1992;
GORE et al. 2001). Eine Proteindefizienz wird in der Literatur am häufigsten als Ursache diskutiert, wobei unklar ist, inwieweit es sich um einen primären Eiweißmangel oder um ein sekundäres Geschehen handelt. Die Tatsache, dass das klinische und histopathologische Erscheinungsbild eines experimentellen Eiweißmangels in nicht humanen Primaten (Kwashiorkor) deutliche Parallelen zum klinischen Verlauf und Sektionsbild des WMS aufweist, spricht für die Hypothese eines Proteindefizits (BRACK u. ROTHE 1980). Einige Autoren gehen davon aus, dass ein zu geringer Proteinanteil in der Nahrung den Auslöser für das WMS darstellt (TRIBE 1978; SHIMWELL et al. 1979; TUCKER 1984). Eine Erhöhung des Proteinanteils in der Futtermischung führt zwar nicht zu einer klinischen Besserung
bereits erkrankter Tiere, scheint aber in einigen Kolonien die Häufigkeit der Erkrankung deutlich vermindern zu können wie Untersuchungen von BRACK und ROTHE (1980), BARNARD und Mitarbeitern (1988) und POLESHCHUK und Mitarbeitern (1988) zeigen. Der empfohlene Proteingehalt der Diät von Weißbüschelaffen in Gefangenschaftshaltung wird derzeit mit 25 - 27 % angegeben (BRACK u. ROTHE 1980). Ein primärer Eiweißmangel entsteht aber nicht nur aufgrund eines relativ zu geringen Proteingehaltes im Futter, sondern auch infolge einer verringerten absoluten Proteinzufuhr. Neben fütterungstechnischen Aspekten wie Schmackhaftigkeit und Darreichungsform des Futters können auch soziale Faktoren dazu führen, dass es zu einer mangelhaften Aufnahme der proteinreichen Futterkomponenten kommt (MORIN 1983; POTKAY 1992; IALEGGIO u. BAKER 1995). Ein Beispiel hierfür ist die von BRACK und ROTHE (1980) beobachtete Häufung der Erkrankung bei alpha-Weibchen, die als ranghohe Tiere vor allem das schmackhafte und begehrte Obst zu sich nehmen, während die proteinreiche pelletierte Futtermischung den rangtieferen Tieren überlassen wird. Ein sekundärer Eiweißmangel wird durch eine Reduktion der intestinalen Proteinabsorption infolge von Schleimhautalterationen hervorgerufen. Als Ursache kommen Infektionen, persistierende Durchfälle und Resorptionsstörungen im Zusammenhang mit dem Malabsorptionssyndrom in Frage (BARNARD et al. 1988; PRITZKER u. KESSLER 1998). TUCKER (1984) vermutet eine gastrointestinale Atrophie als Folge der standardisierten Diäten, deren Fütterung bei Labortieren z. B. für toxikologische Untersuchungen notwendig ist.
Ein ebenfalls häufig vermuteter ätiologischer Aspekt des Wasting Marmoset Syndroms sind Hypovitaminosen, wobei einem Mangel an Vitamin E und Vitamin C sowie einem Vitamin B-Komplex-Mangel besondere Bedeutung zukommt (KING 1976; TRIBE 1978; SHIMWELL et al. 1979). Auch hier scheint eine verminderte intestinale Resorptionsrate der Auslöser für die Mangelsituation zu sein, so dass von einem sekundären Geschehen auszugehen ist. Ein klassischer Vitamin E-Mangel induziert alle Veränderungen, die mit dem WMS einhergehen, mit Ausnahme der gastrointestinalen Manifestation (PRITZKER u. KESSLER 1998; MURGATROYD u.
CHALMERS 1980). Außerdem werden Vitamin D3-Hypovitaminosen beschrieben, die möglicherweise die Folge eines inadäquaten Lichtspektrums künstlicher Lichtquellen sind (IALEGGIO u. BAKER 1995). Dagegen geht KING (1976) davon aus, dass eine Vitamin D3-Hypervitaminose das Wasting Marmoset Syndrom verursacht, indem die körpereigene Vitaminproduktion in Kombination mit einer Futtersupplementierung zu einer Überdosierung führt. Die im Rahmen einer generalisierten Hyperkalzämie zu erwartenden viszeralen Kalziumdepots konnten in dieser Studie allerdings nicht nachgewiesen werden.
Im Zusammenhang mit ernährungsbedingten ätiologischen Faktoren werden außerdem Unverträglichkeiten und allergische Reaktionen gegenüber bestimmten Futterkomponenten diskutiert. SCHROEDER und Mitarbeiter (1997) untersuchten Serumproben von Krallenaffen mit chronischen Darm- und Nierenveränderungen auf das Vorkommen spezifischer Antikörper gegen 17 verschiedene Nahrungsproteine.
Dabei wurden besonders deutliche Reaktionen gegen Getreideproteine bzw. Gliadin sowie hohe Spiegel zirkulierender IgA-Immunkomplexe nachgewiesen. Gliadin ist ein wirksamer Bestandteil des Kleberproteins Gluten, das in zahlreichen Getreidearten (u.a. in Weizen, Roggen und Gerste) enthalten ist und auch in kommerziellen Futtermischungen für Krallenaffen Verwendung findet. Klinische Bedeutung erlangt das Gliadin bei der mit Magen-Darm-Symptomatik und Wachstumsstörungen einhergehenden Gliadinunverträglichkeit des Menschen (Zöliakie). Aufgrund der Untersuchungsergebnisse vermuteten SCHROEDER und Mitarbeiter (1997) eine Beteiligung des Gliadins an der Ätiologie und Pathogenese chronisch entzündlicher Darmerkrankungen und Immunkomplexglomerulopathien bei Krallenaffen. Da diese Veränderungen bei der Symptomatik des Wasting Marmoset Syndroms eine zentrale Rolle einnehmen, wurden in einer zweiten Studie an WMS erkrankte Weißbüschelaffen auf IgA-Antikörper gegen Gliadin, zirkulierende IgA- Immunkomplexe und glomeruläre IgA-Ablagerungen untersucht. Im Vergleich zu gesunden Tieren konnten bei Wastern signifikant höhere Serumspiegel an IgA- Gliadin-Antikörpern und zirkulierenden Immunkomplexen nachgewiesen werden.
Auch die glomerulären IgA-Ablagerungen traten mit hoher Frequenz bei erkrankten
Tieren auf. Folglich wird angenommen, dass Antikörper gegen im Futter enthaltenes Gliadin an der Ätiologie des Wasting Marmoset Syndroms beteiligt sind (SCHROEDER et al. 1999). Nach CROOK (1989) führt die Fütterung einer glutenfreien Diät zu einer klinischen Besserung und Regeneration erkrankter Weißbüschelaffen.
Umwelt- und Sozialfaktoren scheinen für die Krankheitsentstehung ebenfalls von Relevanz zu sein. Als disponierende Faktoren werden unter anderem Geburtsstress bei weiblichen Tieren und sogenannter 'intergroup stress' in Kolonien mit zu hoher Populationsdichte angesehen (IALEGGIO u. BAKER 1995). Im Zusammenhang mit sozialen Einflüssen spielen vor allem Dominanzverhalten und „Mobbing“ eine wichtige Rolle (BARNARD et al. 1988). Mangelhafte Haltungsbedingungen und inadäquate Käfigeinrichtungen, die bei den Tieren Bewegungsmangel und Langweile hervorrufen, sollen ebenfalls eine auslösende Komponente darstellen (TRIBE 1978;
POTKAY 1992).
Lange Zeit wurde vermutet, dass es sich bei dem Wasting Marmoset Syndrom um ein infektiöses Geschehen handelt (BARNARD et al. 1988; POTKAY 1992). Da bakteriologische und virologische Untersuchungen in den meisten Fällen negativ verliefen, wird ein monokausales infektiöses Geschehen mittlerweile ausgeschlossen (BRACK u. ROTHE 1980; CHALIFOUX et al. 1982; TUCKER 1984). Allerdings werden Verschiebungen des intestinalen Keimspektrums bei der Pathogenese des WMS als begünstigende Faktoren angesehen. LEWIS und Mitarbeiter (1987) untersuchten in diesem Zusammenhang die intestinale Mikroflora von Weißbüschelaffen mit WMS und verglichen die Ergebnisse mit denen von gesunden Tieren. Während die aerobe Fäkalflora bei kranken und gesunden Tieren große Übereinstimmung zeigte, ergaben sich hinsichtlich der anaeroben Flora deutliche Unterschiede zwischen den beiden Tiergruppen. Bei Tieren mit WMS wurden vergleichsweise weniger Laktobazillen, aber mehr Bakteroides-Fusobakterien, Clostridien und nicht-Laktose-fermentierende Enterobakterien (Proteus sp., Pseudomonas aeruginosa, Alkaligenes faecalis) nachgewiesen. Darüber hinaus
stellen LEWIS und Mitarbeiter (1987) bei Tieren mit WMS eine Veränderung in der Zusammensetzung der Fäkalflora in Abhängigkeit vom Krankheitsverlauf fest. Etwa zwei bis drei Wochen nach Auftreten der ersten Symptome erscheinen Bakteroides in großer Anzahl im Kot und der Anteil an Laktobazillen nimmt stark ab. Bei Tieren mit nachfolgender Genesung normalisieren sich die Keimzahlen nach etwa einem Monat wieder und erreichen schließlich ihre ursprünglichen Werte.
Einige Autoren vermuten eine Beteiligung von parasitären Infektionen an der Ätiologie des Wasting Marmoset Syndroms (BEGLINGER et al. 1988; PFISTER et al.
1990; POTKAY 1992). WMS-ähnliche Veränderungen werden durch den im Pankreasgewebe parasitierenden Nematoden Trichospirura leptostoma hervorgerufen. Bei der Nahrungsaufnahme zerstören die adulten Würmer das Pankreasparenchym und lösen im weiteren Verlauf eine Pankreashypofunktion aus, die sich in einer mangelhaften Sekretion von Trypsin und Chymotrypsin äußert und letztendlich zu einer Malabsorption führt. Die Folge können unter anderem Hypovitaminosen und Proteindefizienzen sein (BEGLINGER et al. 1988; PFISTER et al. 1990). Nach PFISTER und Mitarbeitern (1990) bewirkt die Verabreichung von Pankreasenzymen bei Wastern deutliche Gewichtszunahmen.
Über mögliche genetische Einflüsse als disponierende Faktoren für das WMS wird kontrovers diskutiert. Während KING (1976) in seiner Krallenaffenkolonie Hinweise für eine familiäre Beziehung zwischen den erkrankten Tieren feststellte, konnten BRACK und ROTHE (1980) keine familiäre Häufung beobachten. Auch MURGATROYD und CHALMERS (1980) entdeckten keine Anhaltspunkte für ein erbliches Geschehen. MORIN (1983) vermutet eine Beteiligung von genetischen Faktoren, da es sich um eine Einzeltiererkrankung bei gleichen Haltungsbedingungen handelt.
2.2.4 Therapie
Aufgrund der unklaren Ätiologie des Wasting Marmoset Syndroms ist es nicht
möglich, eine einheitliche kausale Therapie durchzuführen. Neben dem Versuch, mögliche auslösende Faktoren zu bekämpfen bzw. zu eliminieren, steht vielmehr eine symptomatische Behandlung im Vordergrund, die allerdings in der Regel nicht zu einer vollständigen Genesung führt, sondern nur eine kurzfristige Linderung der Symptome bewirken kann (SHIMWELL et al. 1979; SAINSBURY et al. 1992). Da sich das Krankheitsbild des WMS klinisch sehr heterogen darstellt und die Symptome bei betroffenen Tieren unterschiedlich stark ausgeprägt sein können, wird in den jeweiligen Fallbeschreibungen von verschiedenen Therapieansätzen berichtet.
Auf der Grundlage, dass ein Proteinmangel das WMS verursacht, haben einige Arbeitsgruppen als kausalen therapeutischen Ansatz den Proteinanteil in ihrer Krallenaffendiät erhöht. BARNARD et al. (1988) untersuchten den therapeutischen Effekt einer proteinreichen Fütterung bei Schnurrbarttamarinen (Saguinus mystax) mit WMS, indem sie bei einer Tiergruppe eine kommerzielle Diät einsetzten, während die andere Gruppe mit einer ausgewogenen, berechneten Diät gefüttert wurde. In der zweiten Gruppe konnten mit Hilfe der sogenannten 'open formular diet' sämtliche Anzeichen des WMS eliminiert und deutliche Gewichtszunahmen erreicht werden.
Ein vergleichbares Ergebnis erzielten POLESHCHUK und Mitarbeiter (1988) ebenfalls bei Schnurrbarttamarinen und BRACK und ROTHE (1980) bei Weißbüschelaffen. Dagegen stellten TRIBE (1978) und SAINSBURY et al. (1992) in den von ihnen beobachteten Kolonien fest, dass sich der Allgemeinzustand vieler Tiere im Anschluss an die Korrektur des Proteinanteils in der Nahrung verbesserte, einige Waster aber ein unverändertes Krankheitsbild zeigten. SHIMWELL und Mitarbeiter (1979) kommen anhand ihrer Untersuchungen zu dem Schluss, dass eine proteinreiche Diät den Krankheitsverlauf des WMS bei Marmosets aufhalten kann.
Aufgrund der degenerativen Schäden des Bewegungsapparates wird eine vollständige Wiederherstellung erkrankter Tiere allerdings bezweifelt.
Weitere therapeutische Modifikationen der Fütterung bestehen in der Substitution von Vitamin E und Selen sowie Zink und Kupfer, deren Verabreichung das Auftreten weiterer Fälle von WMS verhindern soll (RICHTER 1984; PRITZKER u. KESSLER
1998). Besondere Aufmerksamkeit sollte außerdem fütterungstechnischen Aspekten, wie Schmackhaftigkeit und Präsentation des Futters, gewidmet werden (POTKAY 1992).
Regelmäßige antiparasitäre Behandlungen der Krallenaffen und die gleichzeitige Bekämpfung möglicher Zwischenwirte (z. B. Kakerlaken) tragen dazu bei, dass eine Parasitose als Ursache für das Wasting Marmoset Syndrom mit großer Sicherheit ausgeschlossen werden kann (BEGLINGER et al. 1988; PFISTER et al. 1990).
Darüber hinaus wird eine Verminderung von Stress als Grundlage für eine effektive Therapie angesehen (IALEGGIO u. BAKER 1995). Einen deutlichen Behandlungserfolg konnte TRIBE (1978) mit der oralen Applikation von Laktobazillen zur Stabilisierung der intestinalen Keimflora erreichen.
Eine umfassende Empfehlung für eine symptomatische Therapie des WMS liefern SAINSBURY und Mitarbeiter (1992). Bei Abweichungen des Blutbildes als Folge einer bakteriellen Sekundärinfektion (Neutrophilie, Linksverschiebung) ist der Einsatz von Antibiotika indiziert. Die Verabreichung von Vitamin E und Selen reduziert die morphologischen Veränderungen der Erythrozyten sowie die Anzahl der Heinz bodies. Orale Eisenapplikationen werden bei zu niedrigen MCHC Werten eingesetzt.
Die Therapie metabolischer Knochenveränderungen (MBD) umfasst Kalzium- und Vitamin D3-Gaben. Bei dem Auftreten von Diarrhoe wird mit Kaolin, Elektrolyten und Loperamid behandelt. Die beschriebenen therapeutischen Ansätze sind je nach Schweregrad der Erkrankung allerdings nur teilweise erfolgreich und können die Symptome nicht langfristig unterdrücken.
Das vermehrte Auftreten von Gewichtsverlusten in einer Lisztaffenkolonie (Saguinus oedipus) veranlassten CHALIFOUX und Mitarbeiter (1985), ein Protokoll zur Identifizierung und Behandlung von Tamarinen mit typischer WMS-Symptomatik zu entwickeln. Alle Tiere der Kolonie wurden monatlich gewogen. Bei Tieren, die einen kranken Eindruck machten, wurden Bioptate der rektalen Schleimhaut entnommen und auf das Vorhandensein entzündlicher Veränderungen untersucht. Die Therapie
erkrankter Tiere erfolgte mit Sulfasalazin (10 mg/kg KGW) und einer synthetischen flüssigen Diät, die über eine Magensonde 3 mal täglich über einen Zeitraum von 6 Wochen verabreicht wurde. Mit dieser Behandlung wurden deutliche Gewichtszunahmen, Remission der Enteritiden und eine verminderte Mortalitätsrate erreicht. Allerdings wurden viele der behandelten Lisztaffen nach einiger Zeit rückfällig und mussten erneut behandelt werden.
Im Deutschen Primatenzentrum wird die Therapie des WMS bei Krallenaffen (Callithrix jacchus) in erster Linie symptomatisch durchgeführt. Dazu gehört die Gabe von Antibiotika, Amynin, Vitaminen und Mineralstoffen. Die Substitution von Vitamin D3 erfolgt unter regelmäßiger Kontrolle des Serum-Kalziumspiegels. Außerdem hat sich die Verwendung von Paramunitätsinducern in einigen Fällen als wirksam erwiesen. Generell wird versucht, eine ausgewogene proteinreiche Diät zu füttern und den Tieren eine möglichst stressfreie Umgebung zu schaffen. Die Erfahrungen bei der Behandlung von Wastern in der Kolonie des Deutschen Primatenzentrums zeigen, dass die symptomatische Therapie allenfalls eine vorübergehende Stabilisierung der Tiere bewirken kann. Ein dauerhafter Heilungserfolg ohne Rezidive kann in den meisten Fällen nicht erreicht werden.
2.3 Chronische Kolitiden bei Krallenaffen
Chronische Kolitiden gehören bei Weißbüschelaffen in Gefangenschaftshaltung zum veterinärmedizinischen Alltag. Sie können dabei im Zusammenhang mit dem Symptomkomplex des Wasting Marmoset Syndroms stehen, aber auch unabhängig davon auftreten. Da WMS-assoziierte Enteritiden von chronischen Kolitiden anderer Genese klinisch nicht immer eindeutig abzugrenzen sind, ergeben sich häufig Schwierigkeiten bei der Früherkennung potentieller Waster und der Identifizierung von Tieren mit Durchfallerkrankungen anderer Ursache. Hinzu kommt, dass ein Großteil der chronischen Kolitiden bei Krallenaffen keiner klaren Ätiologie zugeordnet werden kann und daher, wie auch das WMS, ein ungeklärtes Problem darstellt.
Eine der häufigsten Morbiditäts- und Mortalitätsursachen in Krallenaffenkolonien sind Durchfallerkrankungen, die mit entzündlichen Veränderungen des Kolons einher gehen. Dabei zeigen etwa 80 % der Kolitiden einen chronischen Verlauf (CLAPP et al. 1988). Die weniger häufig auftretenden akuten Entzündungen des Kolons sind histologisch durch eine Zunahme an polymorphkernigen Leukozyten in der Lamina propria sowie Ödematisierung und Hyperämie der Darmmukosa gekennzeichnet und werden in erster Linie von bakteriellen Infektionserregern verursacht. Zu den regelmäßig isolierten Bakterien gehören Shigella sp., Salmonella sp., Proteus sp., enteropathogene Escherichia coli, Pseudomonas sp., Klebsiella sp. und Campylobacter jejuni (LUSHBAUGH et al. 1985; DINIZ u. DA-COSTA 1995). Aber auch Infektionen mit Viren, Parasiten und Pilzen können zu akuten Kolitiden führen.
In diesem Zusammenhang spielen unter anderem Corona- und Adenoviren, Candida sp., Giardia sp., Trichomonas sp., Amoeben und Kryptosporidien eine Rolle (HIRD et al. 1984). Trotz der guten Therapiemöglichkeiten, insbesondere bei bakterieller Ätiologie, stellen akute Kolitiden in Labortierhaltungen ein großes Problem dar, weil sie teilweise endemisch auftreten und häufig rezidivieren (LUSHBAUGH et al. 1985).
Charakteristische pathohistologische Merkmale chronischer Kolitiden sind mononukleäre Zellinfiltrationen in der Lamina propria, Kryptabszesse, Epithelzellatypien, lymphatische Hyperplasie und eine verminderte Anzahl an Becherzellen (CHALIFOUX et al. 1982). Da die chronischen mukosalen Strukturveränderungen bei Krallenaffen oftmals von einer akut entzündlichen Komponente begleitet werden, wird die Kolitis der Marmosetten auch als chronisch aktiv bezeichnet (JOHNSON et al. 1996). Klinisch manifestiert sich die Erkrankung in Form von chronisch-intermittierenden Durchfällen, wobei sich Perioden mit Diarrhoe, die in der Regel wenige Tage andauern, mit symptomlosen Phasen abwechseln (SAINSBURY et al. 1987). Nicht selten treten allerdings auch klinisch inapparente chronische Kolitiden auf, die erst post mortem eindeutig diagnostiziert werden können (TUCKER 1984). Unter den Krallenaffen sind insbesondere Lisztaffen (Saguinus oedipus) von chronischen Kolitiden betroffen, wobei das Krankheitsbild dieser Affenart deutliche Parallelen zu den beim Menschen als inflammatory bowel
disease (IBD) bezeichneten chronisch entzündlichen Darmveränderungen aufweist.
Die IBD äußert sich klinisch als ulzerative Kolitis (ulcerative colitis = UC) bzw.
Morbus Crohn (Crohn´s disease = CD) und tritt bei etwa 0,3 % der westlichen Bevölkerung auf. Aufgrund von klinischen und pathohistologischen Ähnlichkeiten zwischen der chronischen Kolitis von Saguinus oedipus und der IBD des Menschen werden Lisztaffen vielfach als Tiermodell bei wissenschaftlichen Studien über die ulzerative Kolitis und den Morbus Crohn eingesetzt (CHALIFOUX et al. 1985; CLAPP et al. 1991; MOTTET et al. 2003). Eine weitere Gemeinsamkeit der Kolitiden von Mensch und Lisztaffe ist die Neigung zur malignen Entartung (JOHNSON et al.
1996). Adenokarzinome des Kolons treten bei adulten Lisztaffen, die unter ulzerierenden Dickdarmentzündungen leiden, mit einer Inzidenz von 35 % auf (CLAPP et al. 1991). Als disponierende Faktoren werden sowohl genetische als auch umweltbedingte Einflüsse vermutet (PETERSEN et al. 1987). Trotz einer ähnlich hohen Rate an chronischen Kolitiden sind Kolonkarzinome bei Weißbüschelaffen im Vergleich zu Lisztaffen ein eher seltener Befund (BRADY u. MORTON 1998).
Die Ursachen für die chronischen Kolitiden der Krallenaffen sind größtenteils nicht bekannt (TUCKER 1984; SAINSBURY et al. 1987). Bakterielle, virale oder parasitäre Infektionserreger können in den meisten Fällen nicht isoliert werden (CHALIFOUX et al. 1985). Da die Erkrankung ausschließlich bei in Gefangenschaft gehaltenen Tieren beobachtet wird, werden in erster Linie haltungs- und fütterungsbedingte Aspekte vermutet, die in Form von Stressoren auf den Organismus einwirken. WOOD und Mitarbeiter (2000) gehen bei der Pathogenese von einem zweistufigen Prozess aus, bei dem zunächst eine stressabhängige neurogene Komponente im Darm aktiviert wird. Die Folge ist die funktionale Desintegration der intestinalen Schleimhautbarriere und die damit assoziierte sekundäre Einwirkung von luminalen Faktoren, die zu einer chronischen Stimulation des mukosalen Immunsystems führen. Welche luminalen Faktoren bei der Entstehung einer chronischen Kolitis von Bedeutung sind, konnte bislang nicht geklärt werden. Es wird angenommen, dass Mikroorganismen in diesem Zusammenhang eine wichtige Rolle spielen. PODOLSKY und Mitarbeiter (1985) führten Untersuchungen über die Muzinzusammensetzung des Kolons bei
verschiedenen Affenspezies durch und stellten bei Lisztaffen einen signifikanten Mangel der Muzinkomponente IV fest. Eine Reduzierung dieses Glykoproteins lässt sich ebenfalls bei humanen Patienten mit ulzerativer Kolitis nachweisen und scheint daher für chronische Dickdarmerkrankungen von Bedeutung zu sein. Analysen der Muzinzusammensetzung des Kolons von anderen, nicht tamarinen Primaten zeigen, dass die Menge an Muzin IV bei Rhesusaffen (Macaca mulatta), Javaneraffen (Macaca fascicularis), Totenkopfäffchen (Saimiri sciureus) und Nachtaffen (Aotus trivirgatus) im Vergleich zu Lisztaffen deutlich größer und annähernd identisch ist.
Interessanterweise liegen die Werte der Muzinkomponente IV von Weißbüschelaffen (Callithrix jacchus) zwischen denen der Lisztaffen und denen von nicht tamarinen Primaten. Die Ergebnisse führen zu der Hypothese, dass der bei Lisztaffen und Weißbüschelaffen nachweisbare Mangel an Muzin IV an der Entstehung chronischer Kolitiden beteiligt sein könnte.
3 Eigene Untersuchungen
3.1 Material und Methoden
3.1.1 Tiere
Zur Untersuchung gelangten alle im Zeitraum 2003 und 2004 mit klinischen Anzeichen eines WMS anfallenden Weißbüschelaffen aus der Kolonie des Deutschen Primatenzentrums (DPZ) in Göttingen. Es handelte sich dabei um 19 Tiere. Weiterhin wurde eine Gruppe von 6 Weißbüschelaffen aus dem Krallenaffenbestand der Firma Boehringer Ingelheim Pharma GmbH & Co. KG in Biberach an der Riss untersucht, bei denen ebenfalls ein WMS diagnostiziert wurde (Tab. 1).
Als Kontrolltiere für die vergleichenden pathohistologischen und immunhistochemischen Untersuchungen des Darmtraktes dienten 3 klinisch gesunde Weißbüschelaffen, die freundlicherweise von der Ethologischen Station der Anthropologischen Einrichtungen des Instituts für Zoologie, Anthropologie und Entwicklungsbiologie der Universität Göttingen zur Verfügung gestellt wurden (Tab.
1). Diese Tiere wurden im Rahmen von umfangreichen Organentnahmen für andere wissenschaftliche Untersuchungen euthanasiert und standen daher für dieses Projekt ebenfalls zur Verfügung. Ausführliche Angaben zur Haltung und Fütterung dieser Weißbüschelaffen finden sich in der Dissertation CAGLAR (2005).
Die Weißbüschelaffenkolonie des DPZ besteht derzeit aus etwa 600 Tieren und ist seit der Etablierung im Jahre 1984 im Tierhaus des DPZ untergebracht. Die Weißbüschelaffen werden sowohl zu Zuchtzwecken als auch für wissenschaftliche Untersuchungen (v. a. in der Reproduktionsmedizin) verwendet und sind ausschließlich in einem Indoor-Haltungssystem mit einzelnen Tiereinheiten untergebracht. Die in dieser Arbeit untersuchten Tiere stammen aus Einheiten, die nur über ein Schleusensystem betreten werden können und aus 8 Räumen
bestehen, die jeweils 12 m2 groß sind. Weiterhin steht ein Raum für tiermedizinische Zwecke und eine Küchenzeile für die Zubereitung der Mahlzeiten zur Verfügung.
Die Struktur der einzelnen Räume ist vom Haltungszweck abhängig. In der Zuchtkolonie befinden sich in jedem Raum bis zu 10 Käfige, wobei zwischen begehbaren Käfigen (1 m Tiefe x 1 m Breite x 2,5 m Höhe) und nicht begehbaren Käfigen (80 cm Tiefe x 50 cm Breite x 127 cm Höhe) zu unterscheiden ist. Die Tiere werden als Paare oder in Familien gehalten. Daneben gibt es Räumlichkeiten, die als Kindergärten eingerichtet sind. Pro Raum können 2 Kindergartengruppen in Raumkäfigen mit einer Grundfläche von 6 m2 untergebracht werden. Nach der Geburt bleiben die Jungtiere bei ihren Eltern, bis sie 3 Monate alt sind. Anschließend werden sie, mit Ausnahme eines bei den Eltern bis zur Zuchtreife verbleibenden Jungtieres, in den Kindergarten verbracht.
In den Räumlichkeiten der Versuchstierkolonie werden die Tiere paarweise gehalten.
Jedem Paar steht ein Käfig von 70 cm Tiefe, 50 cm Breite und 100 cm Höhe zur Verfügung.
Alle Käfigtypen sind mit Baumstämmen und Ästen als Klettereinrichtungen ausgerüstet. Während in der Zuchtkolonie Nestboxen aus Holz Verwendung finden, sind in der Versuchstierkolonie Metallnestboxen mit Schiebetür in die Käfigkonstruktion integriert. Die künstliche Beleuchtung in den Tiereinheiten beginnt um 6:30 Uhr und endet um 19:00 Uhr. In den einzelnen Räumen herrscht eine konstante Temperatur von 25° C. Die Luftfeuchtigkeit beträgt 60 %.
Die Fütterung der Weißbüschelaffen umfasst 2 Mahlzeiten pro Tag (außer sonntags).
Von Montag bis Samstag werden die Tiere jeweils um 7:00 Uhr und um 12:00 Uhr gefüttert. Sonntags findet nur eine Fütterung um 7:00 Uhr statt. Wasser bzw. Tee wird zu jeder Zeit ad libitum angeboten.
Im Rahmen der Morgenfütterung bekommen die Tiere einen Brei, der pro Tier aus 10
g Quark, 0,1 ml Weizenkeimöl, 0,12 g Vitamin C, 0,1 ml Vitamin D3, 3,5 ml Karottensaft, 0,3 g Protevit, 0,09 g Bierhefe, 0,25 g Mineralstoffmischung, 1,5 g Haferflocken und 0,13 g Kalzoral besteht und mit Reisschleim oder Kinderbrei (Fa.
Milupa, Friedrichsdorf) aus dem Humanbereich vermischt wird.
Die Mittagsfütterung variiert im Verlauf der Woche:
Montag: Bananen, Gemüse der Saison und Eier Dienstag: Bananen, Gemüse der Saison und Zwieback
Mittwoch: Bananen, Gemüse der Saison, Hühnerfleisch und Katzenfutter Donnerstag: Bananen, Obst der Saison, Reis und Nudeln
Freitag: Bananen, Gemüse der Saison und Eier
Samstag: Krallenaffenpellets (Alleinfutter für Marmosetten, Ssniff Spezialdiäten GmbH, Soest), Katzenhartfutter, Körnermischung und Brot
Sonntags bekommen die Tiere keinen Brei, sondern Bananen, Gemüse der Saison, Hüttenkäse und Mehlwürmer.
Die Weißbüschelaffen von der Firma Boehringer Ingelheim sind in Käfigen von 90 cm Länge, 54 cm Breite und 74 cm Höhe untergebracht. Die Käfige sind jeweils ausgestattet mit 2 Sitzstangen, 2 Hängematten und 2 Kunststoffröhren, welche den Tieren als Versteck dienen. Die Weißbüschelaffen werden entweder paarweise oder einzeln gehalten, wobei die Tiere in Einzelhaltung Sichtkontakt zu ihren Nachbarn haben. Die Raumtemperatur beträgt 24,5 bis 25° C, und die Luftfeuchtigkeit liegt ca.
50 %. Die Beleuchtung in den Tiereinheiten fährt täglich ab 5:30 Uhr langsam hoch und unterliegt einem 12-Stunden-Rhythmus.
Den Weißbüschelaffen werden Pellets ad libitum gefüttert. Morgens werden die Futterbecher gereinigt und neu aufgefüllt. Zusätzlich zu dem pelletierten Futtermittel wird täglich ein Futterbrei (Fa. Kliba Nafag, Kaiseraugst) gereicht, welcher mit Enteroferment und Gummi arabicum angereichert ist. Darüber hinaus werden täglich
kleine Stückchen gekochtes Hühnerfleisch und Zwieback als Leckerei angeboten.
Eine zweite Mahlzeit (ca. 11:00 Uhr) besteht aus ca. 1 cm großen Apfel- und Bananenstücken, von denen jedes Tier 1 Stück erhält. Einmal wöchentlich wird zur Nahrungsergänzung Nutrical (Fa. Albrecht) angeboten (1 Streifen von 1 cm pro Tier).
Der Untersuchungszeitraum der vorliegenden Studie umfasst das Jahr 2003 und 2004. In die Untersuchung wurden alle Weißbüschelaffen einbezogen, die innerhalb dieses Zeitraums von 2 Jahren intra vitam klinische Anzeichen einer WMS- Erkrankung zeigten. Dabei wurde in erster Linie der Gewichtsverlauf der Tiere berücksichtigt. Weißbüschelaffen wurden als Waster eingestuft, wenn folgende Kriterien erfüllt waren:
• bei adulten Tieren: Gewichtsverlust von mehr als 50 g innerhalb weniger Tage oder langsam fortschreitende Gewichtsreduktion (mehrere Wochen bzw. Monate) mit finalen Gewichten von weniger als 300 g bei erhaltener Futteraufnahme oder
• bei juvenilen bzw. subadulten Tieren (männlich: 16 Monate, weiblich: 12 Monate (ROWE 1996)): mangelhafte Gewichtsentwicklung sowie Entwicklungsstörungen und
• Therapieresistenz bzw. Auftreten von Rezidiven nach kurzfristigem therapeutischen Erfolg.
Konnten bei der Sektion und den routinemäßig durchgeführten pathohistologischen Untersuchungen morphologische Anzeichen einer Enteritis, aber keine weiteren, spezifischen Krankheitsursachen nachgewiesen werden, galt der Verdacht auf das Vorliegen eines WMS als bestätigt. Bei zwei Tieren (G 6758 und G 6944), die zunächst anhand von klinischen Kriterien als Waster eingestuft wurden, wurden im Verlauf der postmortalen Untersuchungen neoplastische Veränderungen festgestellt, die mit dem klinisch manifesten Gewichtsverlust in kausalem Zusammenhang standen. In beiden Fällen lag ein malignes Lymphom als Krankheitsursache vor.
Tab. 1: Tiermaterial.
G-Nr. Tier-Nr. Name Herkunft Geburts-
datum Geschlecht Gewicht bei Sektion
6634 11404 Barbarossa DPZ 10.01.2002 männlich 221 g
6650 10835 Elisabeth DPZ 15.03.2001 weiblich 321 g
6687 11530 Toska DPZ 22.08.2000 weiblich 290 g
6688 10631 Osmene DPZ 25.11.2000 weiblich 321 g
6694 8912 Berry DPZ 21.09.1997 männlich 224 g
6787 7417 Vossi DPZ 18.12.1994 männlich 202 g
6795 8837 Osmose DPZ 06.08.1997 weiblich 286 g
6821 9891 Babette DPZ 09.08.1999 weiblich 244 g
6859 8939 Valeska DPZ 31.10.1997 weiblich 330 g
6869 11005 Kai DPZ 28.05.2001 männlich 273 g
6905 11081 Analog DPZ 15.07.2001 männlich 266 g
6931 9496 Inka DPZ 12.11.1998 weiblich 292 g
6940 9318 Abuela DPZ 12.07.1998 weiblich 305 g
7035 10103 Inga DPZ 12.01.2000 weiblich 277g
7079 10158 Birger DPZ 26.01.2000 männlich 249 g
7092 10456 Emanuela DPZ 07.08.2000 weiblich 264 g
7096 9281 Arabella DPZ 23.06.1998 weiblich 272 g
6944 10752 Vitus DPZ 25.01.2001 männlich 310 g
6758 10197 Leda DPZ 27.02.2000 weiblich 246 g
G-Nr. Tier-Nr. Geburts-
datum Geschlecht Gewicht bei Sektion
7062 BI 0319 20.06.2003 männlich 244 g
7063 BI 0031 03.09.2000 männlich 206 g
7064 BI 03/09 14.05.2003 männlich 260 g
7065 BI 0336 16.12.2003 weiblich 248 g
7066 BI 0371 02.06.2003 männlich 248 g
7067 BI A455 07.07.2003 männlich 226 g
G-Nr. Tier-Nr. Geburts-
datum Geschlecht Gewicht bei Sektion
6699* 1244 29.09.2002 männlich 320 g
6701* 1231 18.04.2002 männlich 313 g
6707* 1222 07.01.2002 weiblich 333 g
Boehringer-Ingelheim Boehringer-Ingelheim
Herkunft Boehringer-Ingelheim Boehringer-Ingelheim Boehringer-Ingelheim Boehringer-Ingelheim
Herkunft Anthropol. Institut Anthropol. Institut Anthropol. Institut
* Kontrolltiere
3.1.2 Tierärztliche Bestandsbetreuung
Alle Tiere der Weißbüschelaffenkolonie des Deutschen Primatenzentrums sind gegen Bordetellen und Rotlauf geimpft. Die Kolonie wird von speziell ausgebildeten
